paroi des cellules fongiques et en aspirent le contenu interne, (iii) les prédateurs qui avalent les petits nématodes entiers, ou s'attachent à la cuticule des plus grands nématodes, et la racle pour pouvoir atteindre les parties internes du corps de la proie pour les extraire, (iv) les omnivores-généralement de grande taille- qui peuvent se nourrir à partir d'organismes variés ou avoir un régime alimentaire différent à chaque étape de leur vie, (v) les phytoparasites, endo ou ecto, qui se nourrissent des racines. Les nématodes sont suffisamment grands pour pouvoir être identifiés par microscopie optique et suffisamment petits pour vivre dans des films d'eau entourant les particules du sol. Ce sont de petits vers ronds non segmentés, bilatéralement symétriques avec un système nerveux simple, un système digestif complet et démunis de systèmes respiratoire et circulatoire. Les nématodes ont une reproduction sexuée ou parthénognétique et un cycle de vie constitué d'un stade œuf suivi par quatre stades juvéniles séparés par des mues, et un stade adulte (Byerly et al., 1976). Les espèces vivant librement dans le sol ont une longueur allant de 50 µm à 1-10 mm (Maggenti, 1981). Environ 26 600 espèces ont été décrites (Hugot, 2002) mais le nombre d'espèces vivantes estimé dans le phylum Nematoda a été évalué à 500 000 par Hammond (1992).

## 2.3.3. Les collemboles

Les collemboles sont de petits arthropodes très communs dans la plupart des sols, et colonisent des environnements extrêmement variés, y compris en Arctique et Antarctique (Atlas européen de la biodiversité des sols, 2013). Ils ont six pattes et font donc partie du groupe le plus abondant d'arthropodes, les hexapodes, qui comprend notamment les insectes tout en étant considérés comme un groupe distinct des insectes. Les collemboles sont nommés « Springtail » par les anglo-saxons, ce qui signifie littéralement « queue qui saute ». Ceci est dû au fait que la plupart des espèces possèdent au bout de leur abdomen un organe, la furca, qui est repliée sous le ventre de l'animal la plupart du temps. Cependant la furca peut se déployer à tout moment pour permettre à l'animal de se déplacer rapidement en effectuant un saut et échapper ainsi aux prédateurs (Atlas européen de la biodiversité des sols, 2013). Actuellement, environ 6000 espèces de collemboles ont été décrites, et dans une poignée de sol provenant d'une pâture, plusieurs centaines à milliers d'individus, représentant plusieurs dizaines d'espèces, sont présents. Les collemboles sont essentiellement détritivores et microphytophages, se nourrissant d'hyphes mycéliens et résidus de matières organiques. Même s'ils n'ont pas besoin d'eau liquide pour vivre, les collemboles sont très sensibles à la dessiccation (Atlas européen de la biodiversité des sols, 2013).

## 2.3.4. Indications sur le rôle des différentes communautés dans le sol

Finalement, les protozoaires et les nématodes du sol peuvent occuper la même niche écologique en se nourrissant tous de bactéries et de champignons. Dans une expérience en pots menée sur quatre espèces de plantes (pois, orge, navet et ray-grass), Griffiths (1990) a quantifié le nombre et la biomasse sèche des populations de protozoaires et de nématodes en excluant les phytoparasites (sans stylet) à la fois dans le sol sans racine et le sol rhizosphérique. Les nématodes sont plus abondants dans la rhizosphère,
contrairement aux protozoaires actifs. Comparé aux protozoaires, les nématodes sont moins nombreux (environ 10 fois) mais leur biomasse est toujours supérieure (environ 10 fois) dans la rhizosphère, avec des valeurs allant de 1,2 à 22,3 (pour les nématodes, et variant dans l'ordre pois> orge> herbe> navet) et de ~ 0,1 à 3,2 (pour les protozoaires) µg de poids sec des organismes par g de sol sec (Griffiths, 1990). Les mêmes résultats ont été trouvés sur des échantillons de sol rhizosphérique de pommes de terre cultivées au champ, amenant l'auteur de cette étude à conclure que les nématodes microbivores, avec une biomasse supérieure à celle des protozoaires et une localisation dans la rhizosphère, sont plus importants pour le recyclage des éléments nutritifs (Griffiths, 1990). De fait, comme souligné par Bonkowski et al. (2009), il est nécessaire d'étudier de façon approfondie les consommateurs des microorganismes présents dans la rhizosphère car ils sont à la base du réseau trophique conduisant l'énergie issue de la photosynthèse vers les niveaux trophiques supérieurs par deux voies distinctes, la voie bactérienne et la voie fongique. Ils déterminent aussi les vitesses de recyclage et la disponibilité en éléments minéraux pour les plantes. La détermination des groupes trophiques de nématodes (en particulier le rapport entre bactérivores et fongivores) peut permettre d'évaluer l'importance de la voie bactérienne et fongique car ils reflètent l'abondance de la ressource alimentaire.

Si la prédation des bactéries est clairement effectuée par les nématodes et les protozoaires, il semble que la prédation des champignons soit majoritairement assurée par d'autres organismes, notamment les collemboles. Ceci est particulièrement prononcé pour les champignons ectomycorhiziens. En effet, de multiples expériences de préférence alimentaire ont clairement montré que les nématodes fongivores sont beaucoup plus attirés par les champignons pathogènes que par les champignons ectomycorhiziens (Bonkowski et al., 2009). Après blessure, les carpophores (partie aérienne qui produit et disperse les spores chez les champignons supérieurs) de nombreuses espèces fongiques peuvent produire des métabolites secondaires possédant des propriétés nématicides (Stadler & Sterner, 1998). Ces substances, si elles sont aussi produites par les hyphes quand elles sont perforées par les nématodes, pourraient expliquer la très faible appétibilité des espèces ectomycorhiziennes par les nématodes.

Si les nématodes fongivores sont peu attirés par les espèces mycorhiziennes (Bonkowski et al., 2009), les collemboles apparaissent comme les régulateurs principaux des populations de champignons, dont les champignons mycorhiziens. Par exemple, en traçant la signature du ¹³C dans un sol de prairie, Jonas et al. (2007) ont montré que, en fonction du type de sol et des espèces végétales, l'alimentation des collemboles était constituée par les champignons saprophytes pour 40 à 80% mais aussi par les champignons mycorhiziens jusqu'à 60%. Concernant le mycélium des champignons ectomycorhiziens, le marquage au ¹³C appliqué à de jeunes pins (Pinus sylvestris) a montré que le C marqué se retrouve principalement dans les cellules fongiques et dans les collemboles, mais pas dans les acariens ni dans les enchytréides (vers de terre) qui sont d'autres animaux potentiellement fongivores (Högberg et al., 2010). Ces résultats
suggèrent donc que les collemboles sont les fongivores qui réguleraient la croissance des
hyphes ectomycorhiziens *in situ*.

3. Le cycle de l'azote et effet des composants biologiques sur la nutrition azotée des plantes

L'atome d'azote se trouve sous deux formes principales, inorganique ($NH_4^+$ et $NO_3^-$) ou organique (acides aminés, peptides puis protéines) (Figure 7-1). Le sol reçoit les déchets végétaux (ou d'autres origines) contenant principalement de l'azote organique sous forme protéique. Cet azote organique pourra être minéralisé *via* différents acteurs capables de sécréter des enzymes comme les protéases, les peptidases et les désaminases (Gobert & Plassard, 2008). Les différents produits de ces réactions de dégradation seront successivement des peptides, des acides aminés libres et de l'ammonium, première forme de N minéral. L'ammonium peut ensuite être transformé en nitrate par la nitrification. Les données de la littérature indiquent que les microorganismes et les plantes ont des capacités différentes pour utiliser ces formes variées d'azote (Kuzyakov & Xu, 2013).

3.1. Les sources d'azote facilement utilisées par les plantes et les champignons mycorhiziens

Pour évaluer si une plante est capable d'utiliser une source d'azote donnée, on commence généralement par mesurer sa capacité d'absorption de la molécule en conditions simplifiées, c'est-à-dire en milieu liquide et en fournissant des concentrations connues de substrat (la molécule considérée). Dans ces conditions expérimentales, on a montré que de nombreuses espèces végétales étaient capables d'absorber les deux formes d'azote minéral plus efficacement que l'azote organique (acides aminés). Toutefois, dans la solution du sol, la disponibilité des deux formes de N minéral est très différente avec une concentration en nitrate qui peut varier de 0,1 à 10-50 mM alors que celle de l'ammonium est généralement au moins 10 fois plus faible, voire non mesurable (Gobert & Plassard, 2008 ; Richardson et al., 2009). Ces différences peuvent provenir de plusieurs raisons mais on peut en évoquer deux principales qui sont : (i) étant chargé positivement, l'ammonium s'adsorbe facilement sur la phase minérale du sol contrairement au nitrate qui est chargé négativement et donc beaucoup plus libre dans la solution et (ii) l'ammonium peut être transformé très rapidement en nitrate si les conditions du sol sont favorables à la nitrification. Ainsi, on considère généralement que les végétaux, en dehors des espèces forestières qui peuvent avoir de faibles capacités d'absorption du nitrate (Gobert & Plassard, 2008), utilisent préférentiellement le nitrate plutôt que l'ammonium (Figure 7-1).
De façon contrastée, les champignons mycorhiziens utilisent aussi bien, voire mieux, les formes simples d'azote organique comme les acides aminés que les deux formes de N minéral, en particulier le nitrate. Cependant il faut noter que les plantes peuvent aussi absorber l'azote organique fourni sous forme d'acides aminés (Lipson & Näsholm, 2001). Dans leur revue, ces auteurs montrent d'ailleurs que les transporteurs de certaines espèces de plantes ont des paramètres cinétiques de transport des acides aminés ($K_m$ et $V_{max}$) très proches de ceux mesurés chez les champignons ectomycorhiziens, ce qui
suggère que les plantes pourraient être capables d'utiliser aussi bien des acides aminés que l'azote minéral. Cependant les expériences de croissance de diverses espèces en présence d'acides aminés fournis comme seule source d'azote montrent que la production de biomasse est généralement inférieure avec de l'azote organique qu'avec de l'azote minéral (Gobert & Plassard, 2008). Cette différence pourrait être due à une séquestration des acides aminés dans l'espace pariétal des racines, conduisant à surestimer les vitesses d'absorption des acides aminés par les racines. De fait, en conditions contrôlées, on a pu montrer que la symbiose mycorhizienne permettait à la plante hôte de se développer en présence d'acides aminés ou même de protéines fournis comme seule source d'azote. On peut citer par exemple les travaux pionniers de Read et collaborateurs (Smith & Read, 1997) qui ont démontré que la symbiose ectomycorhizienne était indispensable à la croissance de la plante-hôte lorsqu'elle était cultivée en présence de protéine (Abuzinadah & Read, 1986) ou d'azote organique plus simple comme un acide aminé (L-glutamate) ou de petits peptides (Abuzinadah & Read, 1989). Concernant la symbiose endomycorhizienne, les hyphes ont la capacité d'absorber les deux formes d'azote minéral bien que l'ammonium semble être la mieux utilisée (Casieri et al., 2013). Il y a peu d'études sur l'utilisation d'azote organique par les endomycorhizes. Cependant la fourniture d'azote organique sous forme de poudre de feuilles de ray-grass préalablement marqué par du ¹³C et du ¹⁵N a permis de montrer que les hyphes externes des endomycorhizes étaient capables de mobiliser le ¹⁵N et de le transférer à la plante-hôte (Hodge et al., 2001 ; Hodge & Fitter, 2010). Bien que ces expériences n'aient pas été réalisées en conditions stériles, ces résultats militent en faveur d'une capacité des espèces fongiques endomycorhiziennes pour dégrader les protéines et absorber ensuite des composés plus simples que sont les oligopeptides et les acides aminés (Casieri et al., 2013).

## 3.2. Les sources d'azote plus récalcitrantes

Dans la plupart des sols, l'azote organique domine le pool de N total (Attiwill & Adams, 1993). Ce pool important d'azote ne peut devenir disponible pour les plantes qu'après avoir été transformé par clivage enzymatique en composés solubles de plus petite taille (Jones et al., 2005). En effet, ces macromolécules contenant de l'azote sont insolubles et sont souvent protégées ou co-précipitées avec d'autres molécules organiques telles que les lignines, les polyphénols et les tannins. Ainsi, ces molécules organiques doivent être dégradées par des enzymes telles que les ligninases (e.g., lignine peroxydase) et les polyphénoloxydases (oxydoréductases à cuivre, e.g., laccases) avant que la molécule azotée puisse être clivée par des protéases. La lignine peut être dégradée principalement par certaines espèces de champignons saprophytes désignées collectivement sous le nom de pourriture blanche. Ces espèces sont capables de produire des lignine- (LiP) et des manganèse- (MnP) peroxydases, enzymes qui vont digérer les structures aromatiques du polymère (Read & Perez-Moreno, 2003). Bien que certaines espèces fongiques ectomycorhiennes possèdent dans leur génome les gènes codant putativement les MnP ou les LiP, aucune activité enzymatique n'a pu être mesurée, ce qui remet en question leur
capacité à produire réellement ces enzymes (Gobert & Plassard, 2008). Cependant
contrairement à la digestion de la lignine, l'excrétion extracellulaire des enzymes telles que
les polyphénoloxydases, peroxydases et laccases qui sont capables de dégrader les
acides phénoliques du sol et des tanins a été clairement démontrée chez les champignons
ectomycorhiziens (Read & Perez-Moreno, 2003 ; Courty et al., 2010). A l'inverse, les
champignons mycorhiziens arbusculaires n'ont pas de capacités saprophytes pour
permettre la minéralisation de la matière organique (Read & Perez-Moreno, 2003). Prises
dans leur ensemble, ces observations indiquent que les espèces fongiques
ectomycorhiziennes pourraient jouer un rôle important dans la dégradation biologique des
composés phénoliques et des tanins abondants dans les sols forestiers. Cette dégradation
est une condition préalable pour démasquer les composés de N organique avant leur
hydrolyse par des enzymes spécialisées, les protéases, qui peuvent être produites par les
différents organismes du sol, dont les champignons mycorhiziens (Courty et al., 2010).

3.3. Effet des bactérivores

Comme les microorganismes sont directement impliqués dans de nombreuses
transformations géochimiques, la prédation exercée par les bactérivores – essentiellement
les protozoaires et les nématodes – sur les populations de microorganismes va entraîner
un déplacement de la composition de la communauté microbienne du sol pouvant
fortement influencer les flux d'éléments nutritifs. Une méta-analyse récente (Trap et al.,
2016) a montré un effet positif de la présence de bactérivores sur la minéralisation de
l'azote dans le sol, avec une augmentation moyenne de 80% par rapport aux situations
sans bactérivores (valeur calculée d'après les résultats de 220 observations publiées entre
1977 et 2014) ainsi que sur la biomasse des plantes (+ 20% en moyenne) et
l'accumulation de N d'environ 59% dans les parties aériennes de la plante et 28% dans les
racines.

Deux voies principales ont été proposées pour expliquer les effets des bactérivores sur les
flux d'éléments nutritifs dans le sol : (i) une voie indirecte, qui passe par la stimulation de
l'activité microbienne et ses effets positifs sur la croissance racinaire de la plante et/ou (ii)
une voie directe qui correspond à l'excrétion de nutriments par les bactérivores.
L'excrétion de nutriments peut être expliquée par le fait que les bactérivores sont des
organismes qui présentent une forte homéostasie stœchiométrique et une faible efficacité
d'assimilation du C, avec seulement 30-40% des quantités de C ingérées qui sont utilisées
pour la production de biomasse (Trap et al., 2016). Ainsi, afin de compenser les pertes de
carbone dues à la respiration et de maintenir leur stœchiométrie, une grande partie de
l'azote (mais aussi du phosphore) ingéré par les bactérivores est libérée sous forme
minérale (ammonium) ou sous forme de composés organiques. En conséquence, le
rapport C:N des bactéries consommées va influencer directement la quantité de N
excrétée par les bactérivores. On peut calculer que la quantité de N sécrétée sera d'autant
plus importante que la différence du rapport C:N entre bactéries et bactérivores sera
grande (Darbyshire et al., 1994). Griffiths (1994) a proposé que 60% de la matière nutritive
ingérée par les protozoaires soient excrétés et Clarholm (2002) a estimé que les
protozoaires assimilent environ un tiers et libèrent environ un autre tiers du N des bactéries ingérées sous forme d'ammonium. Ferris et al. (1998) ont calculé que les nématodes bactérivores libéraient de l'ammonium avec une vitesse variant entre 0,0012 et 0,0058 µg de N par individu et par jour, selon les espèces. Cette production de grandes quantités d'ammonium par les bactérivores augmente généralement la disponibilité en N ammoniacal pour les bactéries nitrifiantes, ce qui entraîne des taux plus élevés de nitrification. Une nitrification plus forte a effectivement été observée en présence d'amibes et de ciliés (Griffiths, 1989), de flagellés (Verhagen et al., 1993) et de nématodes bactérivores (Xiao et al., 2010). Outre l'azote minéral, il faut également noter que des quantités importantes de N organique (acides aminés) peuvent être libérées par les bactérivores, en particulier les nématodes. Par exemple, Wright (1975) a rapporté que 15 à 34% du N total libéré par le nématode *Panagrelus redivivus* est sous forme d'acides aminés. Cette excrétion d'acides aminés pourrait donc constituer une source d'azote très facilement absorbée et métabolisée par les champignons mycorhiziens qui pourrait bénéficier à la nutrition N de la plante-hôte grâce au transport puis au transfert de N vers les tissus de la plante-hôte dans les mycorhizes, comme cela a été montré aussi bien chez les ectomycorhizes (voir par exemple Brandes et al., 1998) que chez les endomycorhizes (par exemple Govindarajulu et al., 2005).

Peu d'études sont disponibles sur l'effet combiné des bactérivores et de la symbiose mycorhizienne sur la nutrition N des plantes. Toutefois, Koller et coll. (2013) ont cherché à quantifier l'effet du champignon AM *Glomus intraradices* colonisant le plantain sur sa capacité d'utilisation d'une source complexe de N fourni sous forme de poudre de feuilles de ray-grass préalablement marqué au ¹⁵N. Le substrat a été mélangé dans du sol minéral et mis dans un compartiment accessible uniquement aux hyphes du champignon alors que les racines des plantes ne pouvaient se développer que dans un compartiment dit « racinaire ». Les deux compartiments, celui contenant le substrat et celui contenant les racines, ont été inoculés avec une suspension bactérienne. Selon le traitement, seul le compartiment du substrat, ou les deux compartiments substrat et racines, ont reçu des protozoaires (l'amibe *Acanthamoeba castellanii*). Enfin, les parties aériennes des plantes ont reçu du ¹³CO₂ afin de pouvoir quantifier l'intensité de la photosynthèse et le devenir des produits de la photosynthèse dans les racines. Les résultats obtenus montrent qu'après 42 jours d'incubation, les quantités de ¹⁵N accumulées par les plantes non mycorhizées et celles endomycorhizées seulement sont faibles et ne sont pas significativement différentes, indiquant que le champignon seul n'a pas réussi à obtenir plus de ¹⁵N à partir de la source protéique complexe que les racines seules. Cela pourrait aussi être dû à une très forte compétition pour l'azote libéré par protéolyse entre les bactéries et le champignon, avec une immobilisation du ¹⁵N par le compartiment bactérien. Cette hypothèse a été vérifiée car l'addition des protozoaires dans le compartiment substrat (et fongique) a effectivement augmenté le prélèvement et le transfert de ¹⁵N vers la plante de 25% environ par rapport aux plantes endomycorhizées sans protozoaires. Mais de façon surprenante, l'apport des protozoaires dans les deux compartiments a
considérablement augmenté la quantité de ¹⁵N des plantes endomycorhizées par rapport
au traitement précédent, avec un facteur de 5,5 dans les parties aériennes et de 4,2 dans
les racines. Le traitement le plus complexe (endomycorhize + protozoaires dans les deux
compartiments) s'accompagne d'une photosynthèse et d'une croissance racinaire très
augmentée par rapport au traitement sans protozoaires dans le compartiment racinaire
(Koller et al., 2013). Pour interpréter leurs résultats, les auteurs ont proposé le schéma
conceptuel suivant : (1) les protozoaires dans le compartiment racine ont stimulé la
photosynthèse et ont augmenté de façon concomitante la croissance des racines et
l'allocation de C aux racines et au champignon endomycorhizien, (2) la disponibilité accrue
de C pour le champignon stimule son développement pour aller explorer le compartiment
contenant le ¹⁵N loin des racines, (3) ainsi que l'activité des bactéries saprophytiques
préalablement inoculées dans ce même compartiment ¹⁵N, (4) les protozoaires mobilisent
le ¹⁵N absorbé et immobilisé par les bactéries *via* leur prédation et l'excrétion concomitante
de NH₄⁺ constituant la boucle microbienne, (5) les hyphes du champignon absorbent
l'ammonium libéré par la prédation et le transfère à la plante, (6) l'azote supplémentaire
stimule la photosynthèse de la plante et sa croissance, ce qui permet finalement
l'allocation des produits de la photosynthèse vers les racines et le champignon
endomycorhizien. Ces résultats démontrent donc de façon exemplaire que l'action des
microbivores est indispensable pour que la plante puisse bénéficier de l'azote contenu
dans une source complexe *via* les champignons endomycorhiziens.

4. Le cycle du phosphore et effet des composants biologiques sur la
nutrition phosphatée des plantes

4.1. Le P minéral

Le phosphore (P) est le cinquième élément composant la matière vivante. L'atome de P est toujours associé à des atomes d'oxygène pour former le groupement phosphate PO₄³⁻. La formation d'une liaison anhydride d'acide entre deux groupements phosphate (ex. ATP) riche en énergie (ΔG° de -7,3 kcal mol⁻¹) lui confère un rôle central dans le stockage de l'énergie cellulaire. Le groupement phosphate entre aussi dans la composition de nombreuses molécules comme les acides nucléiques (ADN, ARN), les enzymes, les phosphoprotéines et les phospholipides, ce qui lui confère un rôle structurel fondamental. Malgré une importance indéniable dans le cycle du vivant, l'approvisionnement en P à partir du milieu reste toutefois une contrainte majeure pour de nombreux organismes vivants du sol, en particulier pour les plantes. Ceci est dû au fait que seuls les ions orthophosphates (H₂PO₄⁻ et HPO₄²⁻) notés Pi peuvent être absorbés par les êtres vivants. Ainsi, quelle que soit la richesse en P total d'un sol, seule une infime fraction de ce P est disponible pour les organismes vivants lors de leur cycle de développement. Ce P disponible est soit dans la solution du sol avec des concentrations très faibles en ions orthophosphates libres (de 0,1 à 10 µM), soit sous des formes de P qui vont pouvoir alimenter rapidement le pool de Pi de la solution du sol (Hinsinger, 2001) (Figure 7-2). De nombreux processus gouvernent la libération de Pi vers la solution du sol comme la
sorption ou l'immobilisation de P, mais également les interactions avec les cations et la matière organique. Tous ces processus limitent drastiquement la disponibilité et la mobilité de Pi comparativement à d'autres éléments nutritifs comme l'azote (N) et le potassium (K). Ainsi, les modèles de nutrition ont identifié très tôt que la vitesse de diffusion des ions orthophosphates est le facteur limitant majeur de l'acquisition de P par les végétaux (Hinsinger et al., 2011).

La première stratégie pour absorber plus de Pi consiste à accroître le volume de sol exploré en augmentant la croissance du système racinaire (Plassard et al., 2015). L'association mycorhizienne est aussi considérée comme une réponse permettant aux végétaux de surmonter la carence en Pi. De fait, il a été montré de nombreuses fois avec le ³²P que les hyphes des champignons ectomycorhiziens ou endomycorhiziens sont capables de prélever du Pi inaccessible aux racines et de le transférer à la plante-hôte. Des travaux récents ont montré qu'il existait deux voies d'absorption du Pi chez les végétaux : une voie directe impliquant les transporteurs de Pi des racines et une voie mycorhizienne qui court-circuite la racine et qui passe plus ou moins totalement par les transporteurs de Pi des hyphes du champignon mycorhizien associé à la racine (Casieri et al., 2013 ; chapitre 12 de cet ouvrage).

Toutefois, il existe deux grandes fonctions qui vont moduler les échanges entre les pools de Pi libre et de P minéral plus ou moins disponible et qui sont d'une part les variations de pH et d'autre part la production d'anions organiques dans le sol (Figure 7-2). Dans la rhizosphère, les variations de pH vont essentiellement dépendre du bilan anions/cations et de ce fait de la nutrition azotée. Ainsi, si les plantes ont une alimentation ammoniacale, elles vont absorber un surplus de cations (NH₄⁺) et donc compenser cette absorption de charges positives par la sortie d'une autre charge positive qui est H⁺, entraînant une acidification de la rhizosphère. De même, les légumineuses qui fixent l'azote, acidifient leur rhizosphère, car elles ont une alimentation ammoniacale (Plassard et al., 2015). Si les plantes ont une alimentation nitrique (NO₃⁻), elles vont absorber au contraire plus d'anions que de cations, ce qui entraînera une sortie de OH⁻ et donc une alcalinisation de la rhizosphère (Plassard et al., 2015). La fertilisation azotée peut donc constituer un outil permettant d'orienter les variations de pH et d'influencer les flux entre les deux pools de P minéral et de Pi libre. Toutefois, selon la nature du sol, la même variation de pH peut produire des effets opposés car une acidification augmente la solubilisation des phosphates de calcium alors qu'elle diminue la solubilité des phosphates de fer et d'aluminium. Les anions organiques, porteurs de charges négatives, vont pouvoir complexer les cations (calcium, fer ou aluminium) associés au P minéral et ainsi libérer le Pi libre dans la solution du sol. De plus, si ces anions organiques sont accompagnés par des ions H⁺ lors de leur sécrétion, la production de Pi libre à partir de minéraux calciques peut-être encore augmentée par l'acidification (Plassard et al., 2015).

Les microorganismes du sol, dits solubilisateurs de P, peuvent jouer un grand rôle dans l'acidification de la rhizosphère. La capacité à dissoudre des minéraux phosphatés insolubles fournis dans un milieu de culture solide est un trait fonctionnel couramment
utilisé pour sélectionner des souches bactériennes ou des champignons saprophytes qui entreront ensuite dans la formulation de produits commerciaux appelés « biofertilisants ». Si la capacité des champignons endomycorhiziens à modifier le pH autour des hyphes est encore discutée, celle des champignons ectomycorhiziens a été démontrée à plusieurs reprises, en particulier lorsque le nitrate est fourni comme source d'azote (Plassard & Dell, 2010). L'acidification est due à une sécrétion importante d'anion organique (l'oxalate en particulier) et de protons qui s'accompagne d'une amélioration de la nutrition P de la plante-hôte. Toutefois, il faut noter que toutes les espèces fongiques ne sont pas capables de produire des anions organiques (Courty et al., 2010).

## 4.2. Le P organique

A côté du pool de P minéral, le sol contient généralement autant, voire plus, de P organique (Po) qui comprend deux grands types de composés qui sont les phosphodiesters (P-diesters) et les phospho-monesters (P-monoesters) (Figure 7-3). Dans ces molécules, le groupement phosphate est lié au carbone par une (P-monoesters : R-O-PO₃²⁻) ou deux (P-diesters : R'-O-PO₂⁻-O-R) liaisons ester. Ces molécules sont produites par le métabolisme des plantes et des microorganismes et le ou les groupements phosphates doivent être libérés par hydrolyse des liaisons esters pour pouvoir être à nouveau absorbé(s) par les plantes. Ce sont donc des enzymes spécialisées qui vont assurer l'hydrolyse du Po. Les molécules de P-diesters (par exemple les acides nucléiques et les phospholipides membranaires) serviront de substrat aux P-diestérases qui vont produire des P-monoesters. Les P-monoesters seront ensuite hydrolysés par des P-monoestérases communément appelées phosphatases (Figure 7-3). Parmi toutes les formes de P organique, l'une d'entre elle, le phytate, est particulièrement intéressante. En effet, cette molécule qui contient six atomes de carbone et six groupements phosphate est la forme de réserve du P dans les graines (Raboy, 2007). Au cours de la germination des graines, le phytate est hydrolysé par une monoestérase, la phytase, pour libérer les groupements phosphates qui seront utilisés par la plantule (Nasri et al., 2001). De façon surprenante, la grande majorité des plantes n'est pas capable de sécréter cette enzyme dans le milieu extérieur. Autrement dit, une plante alimentée à partir de phytate comme unique source de P ne sera pas capable de pousser car elle ne pourra pas utiliser le P du phytate. C'est sans doute la raison pour laquelle le phytate constitue une part importante du P organique du sol (de 20 à 80%).

## 4.3. Effets des bactérivores

L'effet des bactérivores sur les flux de P dans le sol et dans la rhizosphère a été peu étudié par rapport à l'azote. Néanmoins les rares travaux sur le P ont montré que comme l'azote, le recyclage du phosphore est fortement régulé par les interactions entre les bactéries et les bactérivores (Irshad et al., 2011).

En appliquant le même raisonnement stœchiométrique que pour le N, les gammes théoriques de l'excès de P excrété par les bactérivores seraient entre 27-48%, 73-81% et 66-76% du P assimilé par les amibes, les ciliés et les nématodes, respectivement (Trap et
al., 2016). Il est important de noter que les libérations théoriques de P par les bactérivores ne prennent pas en compte les processus biotiques (immobilisation microbienne, stœchiométrie du sol, etc.) et les processus abiotiques (adsorption de P, etc.) survenant après l'excrétion des éléments nutritifs, différenciant ainsi les effets nets des effets bruts des bactérivores sur la disponibilité des nutriments. Dans l'humus (où le rapport C : P est élevé), l'effet des bactérivores sur la minéralisation du P est en général négatif, alors que dans le sol (où le rapport C : P est faible), l'effet est généralement positif. Par conséquent, dans un environnement à C : P élevé, la croissance bactérienne peut être essentiellement limitée par le P et l'immobilisation bactérienne rapide de P excrété par les bactérivores peut se produire. De plus, la faible mobilité du P dans la solution du sol et son adsorption par les minéraux du sol peuvent entraver l'utilisation par les racines du P minéralisé grâce aux bactérivores. Les résultats de la littérature montrent que malgré une forte capacité des sols à fixer le phosphore, les bactérivores sont capables d'augmenter fortement la concentration en P dans la plante, jusqu'à 30% dans la partie aérienne et 23% dans la partie racinaire par rapport au contrôle (Irshad et al., 2012, Trap et al., 2016). Les mécanismes restent néanmoins peu compris et des expériences supplémentaires sont nécessaires afin d'identifier les flux.

# 5. Conclusion

Les cycles des nutriments, en particulier de l'azote et du phosphore, sont sous la dépendance des populations microbiennes du sol vivant dans l'environnement des racines, en particulier la rhizosphère. Les associations entre les plantes et les microorganismes peuvent être symbiotiques, comme c'est le cas pour la symbiose fixatrice d'azote ou la symbiose mycorhizienne. La symbiose fixatrice d'azote, qui transforme l'azote de l'air en azote réduit au sein des nodosités, représente une entrée très importante d'azote dans les végétaux. La symbiose mycorhizienne quant à elle, contribue de façon importante à l'amélioration de la nutrition minérale des plantes (N et surtout P), en augmentant la mobilisation et le prélèvement des éléments minéraux par les hyphes mycéliens qui se développent hors des racines, puis en transférant ces éléments minéraux à la plante-hôte. Cependant les populations microbiennes de la rhizosphère jouent aussi un rôle très important dans la minéralisation des composés organiques, conduisant à la production de N et P minéral, qui peut être à son tour immobilisé dans la biomasse microbienne, créant une compétition avec les besoins des cultures. Les résultats de la littérature présentés dans ce chapitre montrent clairement que la consommation de ces populations microbiennes – surtout bactériennes – par les protozoaires et les nématodes bactérivores, peuvent conditionner très fortement le recyclage de certains composés organiques qui, autrement, restent inaccessibles aux plantes. Toutefois nous ne connaissons pas encore tous les leviers qui permettraient d'optimiser le fonctionnement des populations microbiennes et des boucles trophiques pour assurer la nutrition minérale des cultures en N et P. C'est sans aucun doute une voie de recherche à privilégier dans les années qui viennent si l'on veut aller vers une
agriculture plus agroécologique.

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## Légendes des Figures

**Figure 7-1.** Schéma simplifié du cycle de l'azote montrant les différentes étapes permettant la minéralisation de l'azote organique synthétisé par les végétaux après absorption de formes minérales (ammonium et nitrate) ou organiques (acides aminés). Le poids des flèches pour l'absorption par les racines reflète les vitesses habituellement observées pour les végétaux dans les sols agricoles.

**Figure 7-2.** Schéma simplifié montrant les différents processus pouvant moduler le pool de phosphate inorganique (Pi) libre en solution représenté par les ions orthophosphates ($H_2PO_4^-$/$HPO_4^{2-}$). Dans un sol, le pool de Pi libre représente une infime fraction du P total du sol et la plante ne peut utiliser que cette forme de P. Les principales fonctions influençant les échanges entre Pi libre et P minéral plus ou moins disponible sont a) les variations de pH et b) la production d'anions organiques.

**Figure 7-3.** Schéma simplifié du cycle du phosphore montrant les différentes étapes permettant la minéralisation du P organique synthétisé par les végétaux après absorption du phosphate, seule forme de P absorbée par les racines.
# Chapitre 8

## Impacts d'effets de surface sur le sol : Réponse de la rhizosphère d'arbres forestiers à une exposition élevée d'ozone troposphérique

Rainer Matyssek<fnref n="1" />*, Reinhard Agerer<fnref n="2" />, Karin Pritsch<fnref n="3" />, Jean Charles Munch<fnref n="4" />,*

### Résumé

Un nouveau risque environnemental provient de la contamination de l'atmosphère par des molécules organiques volatiles anthropogènes induisant la synthèse d'ozone dans la troposphère. Ce gaz à distribution globale réduit la croissance des plantes cultivées ainsi que la croissance des plantes forestières. Les connaissances sur ces dernières sont moins documentées en raison de la longévité des arbres et de la complexité des systèmes forestiers. Dans la plupart des cas, les expériences réalisées en chambres de fumigation d'ozone en conditions contrôlées ne prennent pas en compte les effets potentiels de ce gaz dans la zone racinaire et le sol. De plus, ces expériences utilisent le plus souvent des arbres juvéniles. Ce chapitre se base sur un nouveau protocole, plus proche des conditions physiologiques et écologiques régnant dans les forêts, impliquant des fumigations d'ozone en plein air sur deux sites expérimentaux, dont l'un peuplé de hêtres et d'épicéas adultes. Les résultats obtenus permettent de discuter les processus induits par le stress des arbres au niveau des racines et du sol en relation avec le métabolisme microbien associé. Ils montrent en particulier comment la réduction de la croissance des forêts influence les stocks de carbone dans l'écosystème forestier plante-sol sous nos latitudes, et participe au changement climatique. Les conséquences de cette situation sont discutées.

### 1. Introduction

Dans les sols l'activité respiratoire détermine largement les teneurs en carbone ce qui a des conséquences sur leurs flux à l'échelle planétaire (Hannah, 2015). Le stockage dans les sols est estimé à 2300 gigatonnes (Gt) de carbone (C), soit quatre fois les teneurs apportées par la végétation mondiale et trois fois les teneurs présentes dans l'atmosphère (US DOE, 2008). Les flux de C originaires des sols sont de l'ordre de 60 Gt par an, issus

<footnote n="1">¹ *Ecophysiology of Plants, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, Germany*</footnote>

<footnote n="2">² *Mycology, Ludwig-Maximilians Universität München, Germany*</footnote>

<footnote n="3">³ *Biochemical Plant Pathology, Helmholtz-Zentrum München, Neuherberg, Germany*</footnote>

<footnote n="4">⁴ *Soil Microbiology, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, Germany*</footnote>

<footnote>* Auteurs pour la correspondance - Rainer Matyssek (matyssek@wzw.tum.de) ; Jean Charles Munch (munch@tum.de)</footnote>
de la respiration hétérotrophe associée aux décompositions de matières organiques. Ces flux sont à comparer à un autre flux, de l'ordre de 60 GtC par an, dû à la respiration autotrophe des plantes, incluant des mycorhizes, et qui pourraient représenter 30% du bilan total souterrain des plantes (Litton et al., 2007). Il est donc évident que les stocks et flux globaux de C sont associés aux sols. En particulier, en lien avec des situations de stress et d'adaptabilité des écosystèmes, les sols peuvent évoluer pour devenir des sources de dioxyde de carbone, notamment en hautes latitudes Nord. Les déterminants sous ces latitudes sont les forts stocks, l'humidité croissante et les fortes augmentations de température (Meehl et al., 2007).

Au niveau des sols, les processus de réaction aux stress environnementaux issus du changement climatique sont initiés à l'interface sol-plante-atmosphère. Ceci est le cas non seulement pour le réchauffement de l'atmosphère, la sècheresse ou les inondations (Kupper et al., 2011), mais aussi pour l'augmentation du CO₂ atmosphérique qui influence l'activité photosynthétique et donc modifie l'allocation du C dans les plantes et la rhizosphère (Pregitzer & Talhelm, 2013). Il en est de même pour l'ozone (O₃) proche de la surface des sols et à l'interface avec la végétation, un constituant naturel de la troposphère inférieure (à ne pas confondre avec la couche d'O₃ stratosphérique qui protège contre la radiation UV). Les concentrations de cet O₃ troposphérique, depuis le début du 19ème siècle et selon les régions, ont augmenté d'un facteur trois à quatre suite à l'industrialisation et aux changements d'usage des sols (Stockwell et al., 1997 ; Parrish et al., 2012). Un tel accroissement anthropogène des concentrations d'O₃ à proximité des sols est reconnu comme constituant une partie intégrante du changement climatique (Sitch et al., 2007 ; Matyssek et al., 2014).

Ceci est dû à la formation de précurseurs de l'O₃ depuis des sources naturelles et se retrouve intensifié particulièrement avec la combustion de fuels fossiles (Tuovinen et al., 2013) et les incendies de forêts dans le cadre de production de friches (Figure 8-1 ; Monks et al., 2009 ; Sofiev, 2013). D'après cette synthèse, l'O₃ circule à de grandes distances et est distribué à des échelles hémisphériques (Newell & Evans, 2000 ; Zheng et al., 2010 ; Verstraeten et al., 2015). Il agit en traversant les stomates et devient toxique pour les plantes (Matyssek & Sandermann, 2003). Pour plus de 20 plantes cultivées les pertes annuelles dues à des effets de l'O₃ sont de l'ordre de 5 à 30%. La valeur marchande, l'attractivité ainsi que la qualité des aliments dérivés de ces cultures peuvent pâtir d'une décoloration des feuilles (p. ex. pour la laitue). D'autres impacts négatifs du stress O₃ concernent les contenus en protéines et la production des céréales (p. ex. le blé ; Mills & Harmens, 2011). Les pertes de rendement de blé enregistrées pour l'année 2000 et qui ont été estimées pour l'année 2020 représentent en Europe plus de 20 millions de tonnes, correspondant à des pertes économiques de l'ordre de 2,5 milliards d'€. De tels effets négatifs se manifestent également chez les arbres forestiers, mais en raison des échelles spatiales concernées et de leur vie centenaire, nos connaissances sur le stress engendré par l'O₃ chez les arbres sont réduites en comparaison des plantes agricoles (Kolb & Matyssek, 2001). Il semble toutefois que la fixation et le stockage de C soient plus faibles
par les arbres à l'échelle de l'écosystème en cas d'augmentation chronique d'O₃ stomatique (Matyssek et al., 2010ab ; Pretzsch et al., 2010). Néanmoins, l'affirmation, lors du débat des années 1980 sur le dépérissement des forêts, que l'exposition des sites forestiers à l'O₃ cause le déclin rapide des arbres, s'est avéré erronée (Rennenberg et al., 1997 ; Matyssek et al., 1997). Par ailleurs, la toxicité de l'O₃ est moins claire pour les arbres forestiers que pour les cultures annuelles (Kolb & Matyssek, 2001 ; Ainsworth & Long, 2005).

C'est sur la base de ces connaissances que ce chapitre résumera les travaux actuels sur le comportement des arbres et des forêts sous stress O₃, considérant le rôle primordial des écosystèmes forestiers et de leurs sols dans les cycles biogéochimiques et le stockage du C, et donc dans le réchauffement climatique.

Quel est notre niveau actuel de connaissances sur les effets de l'O₃ dans les sols, sur les arbres et les écosystèmes forestiers par suite du changement climatique ? Au plan écologique notre compréhension est très parcellaire, en dépit des nombreuses recherches réalisées depuis les années 1940 et utilisant les chambres de fumigation d'O₃ en conditions contrôlées. Toutefois, ces connaissances (effets en surface et à court terme) réalisées avec des systèmes juvéniles bien irrigués et fertilisés, avec des plantes isolées en pots placées sous microclimat défini, ne sont pas directement transférables aux arbres placés en conditions régnant dans les sites forestiers (Matyssek & Sandermann, 2003). Pour pallier cette difficulté, deux expérimentations de longue durée ont mis en œuvre de nouvelles techniques de fumigation en plein air d'O₃ de la canopée (Karnosky et al., 2001, 2007 ; Nunn et al., 2002 ; Werner & Fabian, 2002). L'une porte sur des cultures de peupliers (genre Populus) dans le cadre du programme Aspen FACE (Free-Air Carbon Dioxide Enrichment ; http://aspenface.mtu.edu) aux USA (Kubiske et al., 2007 ; King et al., 2013 ; http://aspenface.mtu.edu), et l'autre, sur une forêt mixte de hêtres/épicéas (Fagus sylvatica/Picea abies) adultes menée sur le site expérimental de Kranzberg Forest dans le sud de la Bavière en Allemagne (Matyssek et al., 2007a,b, 2010a,b, 2014 ; http://kroof.wzw.tum.de/index.php?id=18&L=1). Nous présenterons ici principalement les connaissances issues du site Kranzberg Forest, portant sur une forêt mixte de hêtres et d'épicéas, âgés de 60 à 70 années, hauts de 25 à 28 mètres, et exposés sur une durée de huit années soit à de l'air ambient (régime contrôle 1xO₃), soit à de l'air ambient enrichi à 2xO₃ (régime 2xO₃ toutefois limité à < 150 ppb O₃). Nous discuterons également les interactions O₃/sécheresse lors de l'été sec de 2003.

## 2. Effets de l'O₃ dans le sol

Parmi les effets à l'échelle de la canopée, le stress O₃ augmente indirectement la respiration du sol, donc l'émission de CO₂ vers l'atmosphère dans les plantations de hêtres et d'épicéas soumis au régime O₃ doublé (Nikolova et al., 2010), par suite de changements dans les flux de C des arbres. De plus, la production de racines fines est stimulée (les mêmes résultats sont obtenus dans le cadre du programme Aspen FACE : Pregitzer & Talhelm, 2013) et la densité des ectomycorrhizes (ECM) est augmentée, bien que la communauté des champignons se trouve modifiée pour le hêtre (Grebenc &
Kraigher, 2007). Une réduction de l'absorption de N fut attribuée à l'influence de l'O₃ sur les ECM, ainsi que démontré par marquage au ¹⁵N (Weigt et al., 2012a). Néanmoins, le nombre d'ECM viables est accru chez le hêtre exposé à l'O₃ de même que le nombre de types d'ECM, c'est-à-dire d'espèces de champignons (Grebenc & Kraigher, 2007).

Chez l'épicéa, huit années de traitement à l'O₃ doublé ont fait évoluer les morphotypes des ectomycorhizes de types « moyenne- » et « longue-distance » vers des morphotypes de types « courte-distance » et « contact » (Agerer et al., 2012 ; Weigt et al., 2012b). Ces morphotypes révèlent des stratégies spécifiques des champignons dans l'exploration du sol pour capter les ressources nutritionnelles et l'eau, avec les espèces dites de « longue distance » explorant le plus grand volume de sol. L'augmentation de l'O₃ aérien conduit donc à une perte d'exploration du sol en augmentant la représentation en morphotypes « courte distance » et « contact ». Il s'ensuit une perte de capacité à exploiter les ressources minérales souterraines et, par conséquent, une altération de la compétitivité des arbres, la transformation de ressources par unité d'espace souterrain étant tout aussi cruciale pour la compétitivité des arbres que celle se déroulant dans les organes aériens (cf. Kozovits et al., 2005 ; Reiter et al., 2005 ; Grams & Matyssek, 2007 ; Häberle et al., 2012).

Les influences sur les communautés microbiennes telluriques d'arbres stressés par l'O₃ ne sont que superficiellement connues, même s'il est établi que la biomasse microbienne augmente (Pregitzer & Talhelm, 2013). Les activités enzymatiques extracellulaires mesurées dans la mycorhizosphère pourraient constituer une mesure de telles influences. Malheureusement, ces activités intègrent à la fois celles des racines, des champignons et de l'ensemble des microorganismes, qu'ils soient associés aux racines ou libres dans le sol. De plus, ces activités dépendent de la nature des espèces boisées, de leur âge et des conditions environnementales. Par ailleurs, la stimulation d'activités enzymatiques dans la mycorhizosphère de jeunes hêtres, ainsi que mesurée à l'aide de lysimètres (appareillages permettant d'analyser la composition des eaux de drainage et par-delà les interactions eau-sol-vivant), diffère de celle d'arbres juvéniles cultivés en phytotrons (Pritsch et al., 2005). Enfin, l'activité de plusieurs enzymes extracellulaires associées aux champignons ectomycorhiziens d'épicéa, mesurée sur le site Kranzberg Forest, diminue en régime 2xO₃, dont celle d'hémicellulases, pectinases, chitinases, ecto- et endo-cellulases, phosphatases et, également, de protéases. Il faut noter que ces réductions d'activités enzymatiques n'ont plus été décelables quelques mois après la fin de la période de huit années de fumigation à l'O₃ de la canopée (Ernst, résultats non publiés).

De surcroît, les effets aériens de l'O₃ semblent avoir des conséquences dramatiques pour les communautés microbiennes des sols et leur fonctionnement. Il convient de souligner l'importance des nombreuses fonctions des microorganismes des sols pour la performance des arbres (p. ex. les "helper bacteria" qui promeuvent le développement mycorhizien ; Lambers et al., 2009), et qui peuvent être affectées en réaction au stress aérien d'O₃, dont la mobilisation et le stockage des nutriments dans la biomasse microbienne (empêchant ainsi leur lessivage ; Rodriguez et al., 2008 ; Marasco et al.,
2012), et la fortification des plantes dans la défense contre les pathogènes racinaires (Frey-Klett et al., 2007 ; Buée et al., 2009 ; Kempel et al., 2010 ; Pineda et al., 2012).

La compréhension des mécanismes de résistance des arbres contre le stress O₃ s'exerçant dans les sols nécessite une approche considérant que les arbres font partie d'une entité dite holobiontique (Figure 8-2 ; cf. Dickie et al., 2015). C'est de fait l'holobionte, avec ses organismes associés dont l'arbre ne fait qu'un, qui gouverne, grâce à la plasticité de son hologénome et par des réactions écophysiologiques associées, la résistance, la résilience et la persistance du système et donc la performance de l'arbre soumis aux stress environnementaux (zu Castell et al., 2016). Il est bien admis que les stress abiotiques sont contrés par des réponses de type biotiques (Matyssek et al., 2012, 2013). En ce sens, la compréhension des systèmes holobiontiques est un défi pour la recherche, et en particulier pour la compréhension des réponses dans les sols de plantes soumises aux effets de l'O₃ troposphérique. Ce défi tient compte des interactions mutualistes qui peuvent représenter un véritable fardeau métabolique pour la plante et des développements parasitiques susceptibles de se développer sous stress O₃ (Agerer et al., 2012 ; Weigt et al., 2012b).

### 3. Interactions O₃/sécheresse

Lors de l'année 2003, où l'été fut extraordinairement sec (Ciais et al., 2005), l'effet stimulant de l'O₃ sur la respiration du sol s'est effondré sous les plantations d'épicéas, en parallèle avec une diminution de la production de racines fines (d'un facteur 6 environ) alors que sous hêtre la situation restait inchangée (Nikolova et al., 2010). En conséquence l'épicéa semblait avoir évolué vers un état de dormance imposé par la sécheresse. Ces contrastes dans le comportement des deux espèces d'arbres, épicéa vs hêtre, sont en accord avec l'hypothèse récente que dans une comparaison des mécanismes d'adaptation des espèces forestières vis-à-vis du stress hydrique, l'épicéa montre une régulation de type isohydrique sous conditions hydriques sèches (une telle régulation maintient l'homéostasie du potentiel hydrique des feuilles quel que soit le niveau de stress hydrique), alors que le hêtre présente une régulation différente, de type anisohydrique (ce qui maintient la transpiration et implique une diminution du potentiel hydrique des feuilles pour entretenir le gradient de potentiel entre le sol et les feuilles ; cf. McDowell et al., 2008 ; Pretzsch et al., 2014a,b). L'épicéa réduit donc, sous sècheresse sévère, les échanges gazeux et son métabolisme pour adopter une stratégie d'attente, avec le risque éventuel de dépérissement par manque de carbone. Par contre, le hêtre conserve un métabolisme actif pendant l'épisode de sécheresse, entretenant les échanges gazeux via les feuilles et la croissance des racines fines, tout en risquant un dépérissement par arrêt de transfert d'eau (c.à.d. par collapse hydraulique). Ces hypothèses sont actuellement vérifiées dans une expérimentation au site de Kranzberg Forest (Pretzsch et al., 2014). En 2003, l'isohydrocité fut révélée chez l'épicéa par un δ¹³C élevé dans les racines fines nouvellement formées (Nikolova et al., 2010), par suite de la limitation de la consommation de CO₂ photosynthétique due à la fermeture des stomates (Farquhar et al., 1989 ; Löw et al., 2006) et à une efficience accrue de l'eau, augmentant le δ¹³C dans les assimilats. Par
contre, pour le hêtre, l'augmentation du δ¹³C dans les racines fines nouvellement formées est due à un stress d'O₃ au niveau des feuilles qui réduisent leur conductance stomatique plutôt que leur capacité photosynthétique (Kitao et al., 2009 ; voir section 4). Cette augmentation du δ¹³C est similaire à l'effet sécheresse.

De fait, chez les deux espèces d'arbres la sécheresse peut surpasser l'effet stimulant de l'O₃ sur la dynamique des racines fines et la respiration (Nikolova et al., 2010). En particulier, la respiration autotrophe des racines et mycorhizes est sensible à la sécheresse. De plus, dans ces conditions la respiration totale chez l'épicéa ne suit plus la courbe de la température du sol en fonction des saisons. Au total, la respiration autotrophe des racines et mycorhizes s'avère plus sensible au changement de température et en eau disponible que la respiration des microorganismes telluriques.

## 4. Modèle expliquant les effets sols de l'O₃

Dans le cas du hêtre, la stimulation de la respiration tellurique, de la croissance des racines fines et de la mycorhization induites par l'O₃ sont le résultat de changements dans l'allocation de C par l'arbre, se traduisant par un très fort déclin, de l'ordre de 5%, dans la production de bois sous régime 2xO₃, en comparaison des arbres témoins (Matyssek et al., 2010a,b, 2014 ; Pretzsch et al., 2010). L'épicéa montre les mêmes effets sols, sans toutefois que cela s'accompagne d'une diminution de la production de bois. En comparaison des effets sur le sol et le tronc du hêtre, les effets de l'O₃ sur la photosynthèse et la respiration foliaire sont mineurs (Kitao et al., 2009, 2012). Dans le cas du hêtre, l'activité photosynthétique diminue très faiblement, de moins de 10%, sous régime 2xO₃ par rapport aux arbres contrôles, alors que la respiration est peu ou très faiblement augmentée. Une telle augmentation impliquerait une consommation de ressources et pourrait refléter une réponse de détoxication envers le stress O₃. Ces effets mineurs s'accompagnent initialement de la formation de diverses lésions macroscopiques sur les feuilles de hêtre, engendrées certaines années par l'ozone. Pour d'autres années, l'effet de croissance du tronc persiste, même sans que l'on note l'apparition de lésions foliaires (Pretzsch et al., 2010).

Comment expliquer alors la diminution de la production de bois chez le hêtre ? Un modèle a été développé pour cette espèce en considérant les évolutions des contenus en certaines phytohormones (Figure 8-3). Ces analyses révèlent un rôle primordial joué par les cytokinines (CK) et leur dynamique (les CK sont indispensables au développement des plantes et sont impliquées dans le phénomène de totipotence cellulaire). Les CK sont formées dans les racines fines, où leur accumulation est interprétée comme témoignant de la disponibilité de N dans la rhizosphère (Lüttge et al., 2010). Au site Kranzberg Forest, sans limitation en nutriments (Pretzsch et al., 1998, 2014), les CK sont synthétisées dans la racine fine du hêtre puis transférées dans les parties aériennes via le xylème. L'accumulation des CK dans les racines fines inhibe leur croissance, en accord avec le fait que de fortes teneurs en CK signalent un bon approvisionnement des racines en N, alors que les CK stimulent la croissance des parties aériennes (Lüttge et al., 2010).

Par contre, sous régime 2xO₃ les teneurs en CK dans les feuilles de hêtre diminuent et
leur translocation vers les racines est réduite (Figure 8-3 ; Winwood et al., 2007), bien que le phloème soit fonctionnel. Il s'ensuit qu'en empêchant l'accumulation de ces phytohormones en zone souterraine une inhibition de la croissance de racines fines ne peut plus se mettre en place (Riefler et al., 2006). Au contraire, un puits de C se forme dans les racines, et donc un flux important de C vers les parties souterraines se trouve stimulé, depuis le tronc vers les racines fines. Toutefois, une perte de croissance du tronc n'est pas décelable par la méthode traditionnelle utilisée en sylviculture qui consiste en la mesure du diamètre du tronc à une hauteur de 1,3 m (Wipfler et al., 2005). Des pertes de croissance graduelles surviennent vers le tronc supérieur, loin des racines (Pretzsch et al., 2010). Au total, le flux de C vers les parties souterraines induit par l'O₃ engendre une compétition interne pour le C, au dépend de la croissance du tronc (Figure 8-3). Ces puits comprennent la mycorhization et la respiration tellurique (Grebenc & Kraigher 2007 ; Nikolova et al., 2010). Le stress d'O₃ « fausse » ainsi la perception du hêtre quant à la disponibilité réelle de N dans la rhizosphère laissant percevoir un déficit de N, car l'accumulation réduite de CK en profondeur donne un faux signal de la racine, qui sous vraie déficience de N aurait stimulé la croissance des racines fines (Mooney & Winner, 1991). Enfin, ces perturbations phytohormonales au niveau des CK induites par l'O₃ dans le feuillage sont responsables des perturbations de l'allocation de C dans l'arbre, bien que la photosynthèse et la respiration soient à peine affectées (Figure 8-3).

Bien que l'impact de l'O₃ sur la photosynthèse foliaire soit mineur, la régulation stomatique est fortement influencée sous régime 2xO₃, avec une réduction selon les saisons de la conductance stomatique par rapport aux témoins (Kitao et al., 2009 ; Matyssek et al., 2015). En conséquence, l'efficience de l'utilisation de l'eau au niveau des feuilles (dénotée en anglais iWUE pour Intrinsic Water Use Efficiency) se trouve augmentée. Sous régime 2xO₃, les stomates du hêtre sont, au site édaphiquement humide de Kranzberg Forest, plus ouverts que nécessaire pour conserver le niveau photosynthétique prévalant en régime contrôle 1xO₃. L'effet stomatique sous régime 2xO₃ entraîne une augmentation de δ¹³C dans le feuillage (Kitao et al., 2009), indiquant une limitation du flux entrant de CO₂. Cette forme de limitation, bien que faible, suffit pour influencer les pressions partielles de ¹³CO₂ versus ¹²CO₂ aux sites de liaison de la Rubisco (ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygénase, enzyme clé permettant la fixation du CO₂ dans la biomasse végétale et qui est capable de discrimination isotopique), favorisant l'assimilation de ¹³CO₂ et donc l'augmentation du δ¹³C. Ces augmentations confirment l'effet stomatique de l'O₃ chez le hêtre, un effet à long terme sur l'échange foliaire de gaz. L'effet isotopique est non seulement significatif du point de vue statistique, mais également au plan écologique, car il persiste chez les feuilles, tant ensoleillées que sous ombre, de tous les compartiments de la canopée (Kitao et al., 2009).

L'effet stomatique est-il dû à une régulation métabolique ou hormonale ? La conductance stomatique est réduite sous régime 2xO₃, et les teneurs en acide abscissique (ABA), une phytohormone en particulier responsable de la fermeture des stomates, sont augmentées dans les feuilles du hêtre stressé (Winwood et al., 2007). Une telle augmentation d'ABA
peut d'ailleurs être suivie jusqu'à l'expression du gène *NCED*, lequel est connu pour coder une enzyme de la biosynthèse de cette phytohormone (Jehnes *et al.*, 2007). Dans ce contexte, la diminution de la teneur en CK des feuilles placées sous régime 2xO₃, responsable d'une allocation de C accrue dans les parties souterraines (voir plus haut), semble représenter un effet métabolique/hormonal supplémentaire : il est en effet connu que les CK s'opposent à l'action de l'ABA dans le contrôle de l'ouverture des stomates (Schulze, 1994). La diminution des teneurs en CK sous régime 2xO₃ semble ainsi renforcer l'action de l'ABA sur la fermeture des stomates. Ceci est avantageux sous forte exposition à l'O₃ car le flux d'O₃ dans les stomates, la seule voie d'absorption de l'O₃ chez les plantes (Matyssek *et al.*, 2007b ; Wittmann *et al.*, 2007), est restreint. La question est actuellement débattue de savoir si la réduction de l'activité des stomates sous stress O₃, une observation courante (Wittig *et al.*, 2007 ; Huntingford *et al.*, 2011), correspond à une adaptation physiologique au stress oxydant ou à une détérioration sous l'action de l'O₃. Une analyse récente chez le hêtre démontre une réduction stomatique de la canopée proportionnellement aux flux d'O₃ sous régime 2xO₃, par comparaison au régime contrôle 1xO₃, mais qui ne réduit pas les flux stomatiques d'O₃ (Matyssek *et al.*, 2015). En conclusion, la fermeture stomatique ne stabilise pas les flux d'O₃ au niveau de celui correspondant au régime contrôle 1xO₃.

## 5. Nouvelles connaissances sur la réaction de l'arbre adulte à l'O₃

Pour mieux affiner nos connaissances sur le stress O₃, les réponses principales d'arbres adultes (site *Kranzberg Forest*) peuvent être comparées à celles d'arbres juvéniles, ces dernières provenant d'un grand nombre d'expérimentations conduites en chambres climatiques contrôlées (Kolb & Matyssek, 2001). Dans ces dernières conditions, les lésions macroscopiques des feuilles stressées sont intenses, causant des dommages structuraux qui conduisent souvent à leur chute prématurée (Günthardt-Goerg *et al.*, 1993 ; Matyssek, 2001). En parallèle, la perte massive de l'activité photosynthétique progresse plus rapidement que celle de la fermeture des stomates (Matyssek *et al.*, 1991). En conséquence, l'indice iWUE diminue, comme observé chez les arbres adultes. Pourtant, le δ¹³C augmente également chez les jeunes arbres cultivés en chambres climatiques (Matyssek *et al.*, 1992), en raison de la stimulation induite par l'O₃ sur l'activité de la phosphoéno/pyruvate carboxylase (PEPC ; Saurer *et al.*, 1995), une enzyme qui lie le CO₂ et qui est considérée comme un bon indicateur de stress (Wiskich & Dry, 1989). Ceci contraste donc avec la situation des arbres adultes qui ne montrent pas cette réaction. Considérant les dommages structuraux et le dépérissement des feuilles chez les jeunes arbres, le transfert des photoassimilats hors des feuilles est également perturbé, y compris le remplissage du phloème (Matyssek *et al.*, 1992). Toutefois, chez les arbres adultes (site *Kranzberg Forest*), le phloème reste parfaitement fonctionnel (voir plus haut). Une différence fondamentale entre les systèmes expérimentaux d'évaluation du stress O₃ chez les arbres cultivés *in vitro* ou au site *Kranzberg Forest* concerne l'intensité de l'impact de l'O₃ sur les feuilles : celle-ci est élevée chez les arbres juvéniles cultivés en chambres climatiques, mais plus modérée dans le cas des arbres adultes exposés à une fumigation
en plein air au site *Kranzberg Forest* (Musselman & Hale, 1997). De plus, lors des expérimentations en chambres climatiques les concentrations d'O₃ sont bien plus élevées qu'en conditions réelles et ne suivent pas les fluctuations journalières et saisonnières (Matyssek & Sandermann, 2003), par opposition avec la fumigation d'O₃ en plein air (Werner & Fabian, 2002). Une autre différence importante est l'homogénéisation de l'air au contact des arbres, qui est forte en chambres climatiques afin de garantir à l'expérimentateur une exposition égale de l'ensemble des feuilles à l'O₃ et un échantillonnage correct pour l'analyse des impacts de l'O₃ (Musselman & Hale, 1997). Un bon brassage de l'air empêchera ainsi la formation de couches d'air autour des feuilles, entraînant donc des flux non limités et à hautes doses d'O₃ à travers les stomates. En revanche, la fumigation en plein air permet la formation de couches d'air non perturbées qui forment un écran naturel contre les entrées d'O₃. Par conséquent, dans ce protocole les doses d'O₃ au contact des feuilles sont moindres, même si les traitements d'O₃ en plein air paraissent superficiellement similaires à ceux utilisés dans les chambres climatiques (Matyssek et al., 2007a). Ces différences essentielles peuvent expliquer la forte sensibilité des arbres juvéniles et adultes à l'O₃, bien que les mécanismes diffèrent : désordre phytohormonal sous bas niveau de stress O₃ chez les arbres adultes (site *Kranzberg Forest*) versus disfonctionnement du transfert des assimilats sous stress intense chez les arbres juvéniles (chambres climatiques). Toutefois les conséquences sont dramatiques dans les deux cas quant à l'allocation de C, mais avec des flux de C en profondeur très différents. Plus important encore, les études du stress O₃ en chambres climatiques sont écologiquement peu pertinentes car les arbres juvéniles cultivés dans ces conditions diffèrent physiologiquement des arbres adultes cultivés par exemple au site expérimental *Kranzberg Forest* (Meinzer et al., 2011), et que les réactions à l'O₃ sont dominées par des effets de type serre (Matyssek et al., 1997 ; Musselman & Hale, 1997), l'irrigation et la fertilisation favorisant l'ouverture stomatique et l'entrée d'O₃ (Kolb & Matyssek, 2001 ; Matyssek et al., 2007b), et considérant l'absence d'influences d'ordre biotique dans le système *in vitro* (Matyssek et al., 2012, 2013).

**6. Signification écologique et conclusions**

Les connaissances obtenues des études conduites au site *Kranzberg Forest* sont les premières et les seules disponibles concernant la sensibilité d'arbres forestiers adultes à l'O₃ (conditions représentatives pour la sylviculture), issues d'une approche expérimentale comprenant une fumigation « free-air » à l'O₃ à pertinence écologique, conduites sur le hêtre européen et l'épicéa de Norvège qui sont des espèces forestières importantes en Europe Centrale tant du point de vue écologique qu'économique. L'expérimentation Aspen FACE, réalisée à la même époque, utilise également une fumigation en plein air d'O₃ et/ou de CO₂ (Matyssek et al., 2010a ; King et al., 2013). Toutefois l'expérimentation Aspen Face a ciblé des espèces pionnières (*Populus tremuloides* / tremble et *Betula papyrifera* / bouleau à papier) en compétition avec une espèce établie (*Acer saccharum* / érable à sucre), en croissance depuis le stade plantule dans une plantation expérimentale aménagée (Karnosky et al., 2007 ; Kubiske et al., 2007). Néanmoins, nombre de
similarités ont été notées concernant les points principaux des deux programmes
expérimentaux, comme par exemple des pertes de productivité selon les génotypes et les
interactions de compétitivité au niveau des arbres et de la canopée (pour plus de détails
sur l'expérimentation Aspen FACE, voir les excellentes publications issues de ce
programme ; e.g., Couture & Lindroth, 2013 ; King et al., 2013 ; Pregitzer & Talhelm,
2013). Une autre similitude importante entre les deux types d'expérimentation est la prise
en compte de processus biologiques s'établissant dans les sols, un aspect communément
négligé dans les expérimentations O₃ conduites en chambres climatiques avec de jeunes
arbres.

Il a été conclu des expérimentations Aspen FACE et *Kranzberg Forest* que l'augmentation des taux d'O₃ dans l'atmosphère pouvait globalement influencer la forêt, en système plante-sol, tant par la perte de productivité aérienne que par le dégagement de CO₂ du sol. Il reste à préciser si les flux de C proviennent de la croissance réduite des troncs ou si du carbone organique du sol est métabolisé par des microorganismes suite à la fonction puits des racines. Dans ce cas, en plus du stockage de C dans les troncs, la fonction de stockage du C dans le sol serait réduite. Les forêts évolueraient, par suite à l'augmentation anthropogène de l'O₃ troposphérique, de formes de type puits en formes de type sources de C (Pan et al., 2011), avec des conséquences dramatiques sur le bilan radiatif de l'atmosphère et donc le réchauffement climatique (Sitch et al., 2007).

Sur la base des appréciations globales sur la sensibilité des écosystèmes forestiers à l'O3,
des quantités de l'ordre de 50 à 100 Gt de C seraient restées dans l'atmosphère suite à la
limitation de la fixation et du stockage de C. Cette quantité correspond environ à 1/8ème du
pool actuel des 800 Gt de C dans l'atmosphère (U.S. DOE, 2008) et représente bien plus
que les quelques Gt de C généralement déclarées comme « carbone disparu » (« missing
carbon ») dans les bilans globaux et supposées résulter de l'augmentation de la fixation
de C dans la végétation totale suite à l'augmentation (anthropogène) des concentrations
de CO2 (Pan et al., 2011). L'impact de la limitation du C dans la végétation par suite du
stress engendré par l'O3 est important en lien avec le changement climatique, et il en fait
ainsi intégralement partie. Nous pouvons conclure que la fermeture partielle des stomates
sous stress O3 entraîne une réduction de la transpiration de la canopée et par conséquent
de l'humidité de l'air aux échelles régionales (Huntingford et al., 2011).

Les études concernant les expérimentations Aspen FACE et *Kranzberg Forest* posent la
question de savoir si ces deux types d'expérimentation sont transférables à d'autres sites
forestiers, considérant les conditions expérimentales, la biodiversité restreinte présente, et
la limitation des études à la seule zone tempérée du globe (Calfapietra et al., 2009 ;
Matyssek et al., 2013).

Une attention particulière est à porter aux processus biologiques et leurs interactions dans
le sol, dont ceux qui influencent les mécanismes et les effets environnementaux au-
dessus de la surface, et également ceux responsables de l'augmentation de l'O3
troposphérique. Plusieurs questions surgissent : quels sont les mécanismes de la
communication entre les effets au-dessus du sol et les réactions au sein des sols ? Quelle
est l'importance de l'intensité du stress sur la régulation métabolique/hormonale ? Quelle est la contribution au plan de la fertilisation des apports atmosphériques sur l'évolution actuelle des systèmes forestiers ? Les changements atmosphériques sont-ils dus à la limitation de l'activité photosynthétique sous stress O₃ plutôt qu'à une diminution dans l'allocation et le stockage de C et/ou à une augmentation de la respiration dans le sol ? Cette dernière question est importante dans le contexte du débat post-Kyoto, considérant en particulier le « *Clean Mechanism Development* » (Oberthür & Ott, 1999) qui permet aux nations industrialisées d'établir dans des pays en développement des plantations d'arbres, afin de compenser leurs propres émissions de CO₂. Ces nations pourraient ainsi générer de nouveaux « hot spots » de synthèse d'O₃ par des pratiques culturales discutables (Matyssek et al., 2014). Ces faiblesses du système sont insuffisamment prises en compte. D'autres questions sont à analyser dans la zone tempérée. Pourquoi la croissance de la forêt est-elle globalement accélérée ? Est-elle due au réchauffement climatique, et / ou à la déposition de N (Spieker et al., 1996 ; Pretzsch et al., 2014b) ? Une limitation par l'O₃ joue-t-elle un rôle important ? Il est probable qu'en absence de stress O₃ les forêts auraient une croissance encore plus forte, comme suggéré pour les cultures annuelles (Hollaway et al., 2012). Dans tous les cas, il faudrait assurer la continuité du stockage de C dans les parties souterraines plutôt que les transformations de carbone dans une biomasse aérienne rapidement formée (Körner, 2006). Qu'en est-il des systèmes agricoles dans ce même contexte ? Les prairies permanentes et les pâturages ont une plus grande importance pour le stockage de C que les systèmes arables avec leur cycle saisonnier de C dû aux récoltes (McSherry & Ritchie, 2013). Pourraient-ils servir de systèmes modèles pour les forêts, dans le but de comprendre les mécanismes reliant les effets aériens de l'O₃ avec les processus engendrés dans le sol et les conséquences sur le stockage de C (Weigel et al., 2015) ? Des questions supplémentaires concernent le besoin d'intégrer, dans la recherche de systèmes végétatifs forestiers et agricoles, des aspects au-delà du rendement, analysant les mécanismes d'adaptation au climat. Ainsi l'O₃ est à considérer comme un acteur à part entière du changement climatique, et ce de manière bien plus soutenue que par le passé.

Les sols, avec leur végétation, constituent une zone critique de notre planète. Cette zone critique s'étend de la couche limite située entre la basse atmosphère et la végétation jusqu'à la nappe et la roche mère. Elle joue un rôle crucial pour l'humanité. Ce concept a été défini et popularisé par la *National Science Foundation* au début des années 2000. Le terme critique rappelle l'importance et l'irremplaçabilité de cette zone, pour préserver les équilibres globaux sur la planète, incluant le climat, pour la manifestation de la vie en général et donc pour l'existence de l'humanité. La végétation et ses résidus constituent l'apport principal d'énergie et de matière organique dans les sols, des entrées essentielles à leur fonctionnement. Tolérer un amoindrissement de la croissance de la végétation conduit, par un manque d'entrée de matière organique, à la dégradation inévitable des sols, de cette zone critique impérative au fonctionnement du globe. L'O₃ troposphérique est un nouveau danger global pouvant avoir des conséquences dramatiques. Une perte
rapide des sols du globe, avec leurs fonctions associées, va bien au-delà des effets sur la seule production de nourriture pour les êtres terrestres. Cette menace montre impérativement le besoin d'une attention particulière.

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## Légendes des Figures

**Figure 8-1.** Voies physiques et chimiques dans l'atmosphère et en interaction avec les processus terrestres anthropogéniques de surface illustrant l'augmentation des niveaux de base de l'O₃ troposphérique, en tant que composante du changement climatique et des changements globaux. En détails :

- Augmentation du CO₂ atmosphérique, originaire des combustions (fuels fossiles par le trafic automobile, les industries ; combustion des forêts pour le changement d'usage des sols), du réchauffement par la réduction de la nébulosité et l'augmentation de la radiation (selon les régions).

- La radiation intense en combinaison avec les substances issues de la combustion (e.g., NO, CO) entraîne la formation d'O₃. L'O₃ lui-même actif, soutient le réchauffement (flèches noires).

- Sous l'influence de la radiation, une partie de l'O₃ se décompose en radicaux hydroxyles. Ceux-ci réagissent avec des hydrocarbures méthaniques non gazeux originaires de sources naturelles et anthropogènes, augmentant éventuellement le pool de radicaux hydroxyles. Ces derniers agissent en précurseurs d'O₃, soutenant sa formation.

Alors que l'O₃ peut être décomposé par des hydrocarbures non méthaniques, les produits tels le CO₂, le méthane et les aérosols entretiennent le réchauffement. Le turnover de l'O₃ troposphérique, en particulier sous influence anthropogène, est complexe, mais fait partie intégrante du changement climatique et global (d'après Matyssek et al., 2013, selon Matyssek et al., 2014 et Stockwell et al., 1997).

**Figure 8-2.** L'arbre et ses microorganismes telluriques associés constituent un holobionte. Un holobionte est défini comme un organisme hôte (p.ex. plante, ici dénotée « arbre ») avec tous ses microorganismes associés (p. ex. bactéries et champignons telluriques ; ici dénotés « microorganismes »), et l'ensemble des interactions régnant dans ce type d'association biocénotique (terme qui désigne la branche de l'écologie dont l'objet est l'étude des communautés d'êtres vivants, végétaux, animaux, microorganismes ou biocénoses). Le concept repose sur la réalité écologique que les organismes n'agissent jamais isolément, mais sont en co évolution. L'association biocénotique constitue l'hologénome (ensemble des gènes appartenant à l'hôte et aux microorganismes), sujet à des sélections, des variations de propriétés héritables, d'adaptations, alors que chaque organisme y soumet ses propres pressions adaptatives. Les durées différentes pour mettre en place ces adaptations, courtes chez les microorganismes vs. longues chez les plantes, fortifient et stabilisent la tolérance aux stress de l'holobionte et permettent à l'hôte de survivre. La très forte plasticité dans les réactions de l'holobionte soutient le succès évolutif en formant des niches, ce qui est une précondition majeure du pouvoir écologique (adapté selon zu Castell et al., 2016).

**Figure 8-3.** Voies d'actions de l'O₃ chez des individus adultes de *Fagus sylvatica* au site Kranzberg Forest (près de Freising / Allemagne ; CK = cytokinine). En détails :

#1 En l'absence de limitations nutritionnelles, les CK sont formées amplement dans les
racines.

#2 Les CK sont transférées vers le feuillage *via* le xylème, où sous le régime $2xO_3$, le taux de CK sera réduit par le flux d$O_3$. Le transfert retour de CK vers les racines *via* le phloème est en conséquence réduit.

#3 De fait, l'accumulation de CK souterraine est limitée, et l'inhibition de la croissance de racines fines est amoindrie.

#4 Un fort puits de C est induit dans le sol, l'allocation de C étant déviée de la croissance du tronc vers les racines fines, la mycorhization et la respiration du sol.

#5 En conséquence, les racines sont en compétition avec le tronc pour le carbone, réduisant ainsi la croissance du tronc, avec une réduction faible de la photosynthèse et une augmentation mineure de la respiration.

#6 Par contraste, la conductance stomatique est réduite fortement sous régime $2xO_3$, avec des effets mineurs sur la photosynthèse, une augmentation dans le feuillage de la quantité d'acide abscissique (ABA) et de l'expression de gènes ciblés (e.g., *NCED1*). En corrélation avec l'augmentation de l'ABA, la diminution de CK dans les feuilles facilite la fermeture stomatique sous régime $2xO_3$, car les CK sont capables de contrecarrer la clôture des stomates soutenue par l'ABA (d'après Matyssek et al., 2014).
# Chapitre 9

## Mise en place d'outils et bio-indicateurs pertinents de qualité des sols

Antonio Bispo<fnref n="1" />*, Claudy Jolivet<fnref n="2" />, Lionel Ranjard<fnref n="3" />, Daniel Cluzeau<fnref n="4" />, Mickael Hedde<fnref n="5" />, Guénola Pérès<fnref n="6" />,<fnref n="7" />

### Résumé

Depuis plus de quinze ans, l'intérêt pour la composante biologique des sols est croissant, que ce soit pour des questions liées à la connaissance et la protection de cette biodiversité encore méconnue ou pour être en mesure de piloter les organismes du sol dans le cadre de pratiques agroécologiques (e.g., biocontrôle des ravageurs, nutrition des plantes). Plusieurs projets européens et nationaux ont été financés afin de développer et de valider des méthodes d'accès à cette information biologique. Cela a permis d'une part de développer de nouvelles approches d'identification moléculaire basées sur l'ADN extrait des sols et, d'autre part, de former de jeunes spécialistes. Plusieurs méthodes sont donc désormais disponibles et normalisées. Les résultats de ces projets ont non seulement mis en évidence l'intérêt d'utiliser des indicateurs biologiques en complément des indicateurs physicochimiques et agronomiques mais leur compilation en bases de données, a permis de générer des premiers référentiels d'interprétation, démontrant au passage que les sols ne sont pas morts. Compte tenu du nombre de situations renseignées, il est désormais possible de poser un diagnostic sur la qualité biologique des sols.

Au-delà du monde de la recherche, ces outils sont donc utilisables (et déjà utilisés) par

<footnote n="1">¹ADEME - Service Agriculture et Forêt, 20, Avenue du Grésillé, BP 90406 - F-49004 Angers Cedex 01</footnote>

<footnote n="2">²INRA, Unité de Service 1106 InfoSol - F-45075 Orléans, France</footnote>

<footnote n="3">³UMR1347 Agroécologie, INRA, AgroSup Dijon, Université de Bourgogne Franche-Comté, F-21000 Dijon, France</footnote>

<footnote n="4">⁴UMR ECOBIO (Ecosystèmes, Biodiversité, Evolution), CNRS, Université Rennes 1, Station Biologique - F-35580 Paimpont, France</footnote>

<footnote n="5">⁵INRA, UMR1402 Ecosys (Ecologie fonctionnelle et écotoxicologie des agroécosystèmes) - F-78026 Versailles CEDEX, France</footnote>

<footnote n="6">⁶UMR1069 SAS (Sol Agro et hydrosystème Spatialisation), INRA, AGROCAMPUS - F-35042 Rennes, France</footnote>

<footnote n="7">⁷Forensic and Applied Sciences, University of Central Lancashire, PR1 2HE, Preston, UJ</footnote>

<footnote>* Auteur pour la correspondance – Antonio Bispo (antonio.bispo@ademe.fr)</footnote>
des agriculteurs ou pour la surveillance des sols. Reste désormais à développer le conseil agronomique pour entretenir, améliorer et piloter cette biodiversité. En effet, même si les grandes options permettant d'améliorer la vie des sols sont connues (e.g., introduction de matière organique par les rotations, insertion de prairies temporaires, épandage de composts, réduction du travail du sol, baisse des intrants chimiques), le conseil au cas par cas est encore à améliorer en s'appuyant sur des sites expérimentaux de longue durée et des réseaux de parcelles.

## 1. Introduction

Nos sols évoluent, que ce soient sous l'effet de contraintes naturelles (e.g., changement climatique) ou anthropiques (e.g., changement d'usage des terres, modification des pratiques de production, artificialisation des milieux, contamination). Cela rend nécessaire le recours à des indicateurs capables de mettre en évidence les transformations subies par les sols et de renseigner sur leur état et leur fonctionnement. Si depuis très longtemps des paramètres simples tels que la couleur, la texture, la pierrosité, la profondeur ont permis à des générations d'agriculteurs de juger l'état de leurs sols, les indicateurs plus récents basés sur des analyses physicochimiques se sont généralisés (Bispo et al., 2011). Cependant ces indicateurs tels que le pH, la teneur en matière organique ou en azote, le contenu en contaminants... ne renseignent pas directement sur l'état biologique des sols ni sur l'activité des organismes. Or, comme d'autres chapitres l'ont illustré dans cet ouvrage (e.g. chapitres 6 et 7) ou dans l'ouvrage grand public "Le sol : une merveille sous nos pieds" (Feller et al., 2016)], le sol est le foyer d'une grande diversité d'organismes et de microorganismes, souvent encore méconnus, et qui jouent un rôle essentiel dans la genèse des sols, la nutrition des plantes et plus largement dans le fonctionnement de nos écosystèmes. Il faut donc pouvoir disposer d'indicateurs capables de renseigner sur l'état et l'activité de la composante biologique des sols autrement nommés bioindicateurs. De nombreuses définitions existent et sont parfois contradictoires (Blandin, 1986 ; Weeks, 1995 ; Pankhurst et al., 1997 ; Garrec & van Haluwyn, 2002 ; Markert et al., 2003). Dans le cadre de ce chapitre, un bioindicateur sera défini comme étant un état d'organisation biologique (une partie d'un organisme, un organisme ou une communauté d'organismes) qui renseigne sur l'état et le fonctionnement d'un écosystème. Cela intègre donc des réponses à différentes échelles (moléculaire, cellulaire, individuelle, comportementale, populationnelle et communautaire).

Depuis plus de 15 ans, plusieurs travaux de recherche ont été conduits en France pour développer, standardiser, évaluer ces indicateurs, afin d'en faire des outils opérationnels, capables de compléter les diagnostics de qualité des sols. Ce chapitre se propose de retracer brièvement le développement de ces outils et de faire le point sur les bioindicateurs actuellement considérés comme les plus prometteurs, pour les sols agricoles et forestiers (dans le cas des sites et sols pollués, une synthèse de leur utilisation sera disponible en 2017).
## 2. Un intérêt croissant pour les sols et sa composante biologique

« Soils are back on the global agenda » titrait Alfred E. Hartemink en 2008, signifiant que le regain d'intérêt pour les sols n'allait faire que croître en lien avec le besoin mondial en alimentation et en bioénergies, tout comme les enjeux liés à la lutte contre le réchauffement climatique, la désertification ou la perte de biodiversité (Hartemink, 2008). La prise de conscience du monde politique, progressive depuis les années 80, s'est accélérée ces derniers temps que ce soit au niveau mondial, européen et national (Sapijanskas et al., 2016). La face émergée de cet iceberg est la déclaration en 2013 d'une journée mondiale des sols par la FAO (le 5 décembre) puis la désignation par les Nations unies de l'année 2015 comme « Année internationale des sols » (http://www.fao.org/soils-2015/fr/). Moins connue, mais tout aussi importante, est l'activité nationale, engendrée par cette effervescence internationale. En 2015, ont ainsi été publiés un avis du Conseil Economique, Social et Environnemental sur les sols (CESE, 2015), le rapport conjoint du Conseil général de l'environnement et du développement durable et du Conseil général de l'alimentation, de l'agriculture et des espaces ruraux (CGEED/CGAAER, 2015) et des orientations pour une agriculture innovante et durable mettant en avant la question des sols (Plan IA 2025, 2015). Tous ces écrits insistent sur la composante biologique des sols, le besoin de mieux la connaître, la mesurer et en tirer parti pour promouvoir l'agroécologie. Ce ne sont finalement que l'aboutissement d'initiatives plus anciennes, comme la communication de la Commission Européenne qui, dès 2002, faisait état de la dégradation des sols au niveau européen, reconnaissant officiellement le besoin d'une protection des sols et de sa biodiversité (CE, 2002).

Dans le monde agricole, le plafonnement des rendements questionne et de nouvelles attentes telles que l'avènement de l'agroécologie ou des techniques de biocontrôle ont fait émerger une curiosité grandissante des agriculteurs pour la biodiversité des sols et le rôle que jouent ces organismes dans le fonctionnement du système intégré sol/plante. Pourrait-on, en améliorant la biodiversité des sols, réduire les intrants (engrais et produits de traitement) et conserver les rendements ? Cette question est de plus en plus posée... Signe de cet intérêt, la croissance et la fréquence des articles dans les revues agricoles consacrées à la vie du sol et à son amélioration via, par exemple, les couverts ou les techniques culturales. Le grand public s'intéresse également aux sols et à leurs composantes biologiques pour peu qu'on l'informe... comme en témoignent par exemple le succès de l'Atlas européen de la biologie des sols (Jeffery et al., 2010), de l'exposition « Sols fertiles, vies secrètes » préparée par les jardiniers du Sénat en 2014 (http://www.senat.fr/evenement/expo_automne/2014.html) et qui circule dans plusieurs villes de France, du documentaire diffusé sur Arte et CNN en 2016 « Voyage sous nos pieds » de V Amouroux (http://9docu.com/regarder-et-telecharger-le-documentaire-voyage-sous-nos-pieds-les-entrailles-du-sol-episode-2-gratuitement/) ou encore du jeu des 7 familles « La vie cachée des sols » développé par le programme Gessol (www.gessol.fr). On peut noter que ce programme, initié dès 1998 par le Ministère en
charge de l'Ecologie et coordonné par l'ADEME (Agence de l'environnement et de la maîtrise de l'énergie ; http://www.ademe.fr), a permis notamment le développement des approches de caractérisation de la biodiversité des sols basées sur l'ADN extrait des sols, que ce soit à l'échelle des microorganismes ou des invertébrés (Citeau et al., 2008 ; Bispo et al., 2016). Parallèlement à ce regain d'intérêt de la société pour les sols et à ce besoin pour les praticiens de comprendre et d'orienter la biodiversité des sols, les techniques d'analyse ont donc également progressé.

## 3. Des outils classiques complétés par de nouvelles approches pour la caractérisation de la biologie des sols

Les difficultés liées à l'accessibilité et à l'identification des organismes du sol ont longtemps été des verrous importants à notre connaissance et à la compréhension du fonctionnement des sols. Cela est d'autant plus vrai pour les organismes de petite taille. En effet, s'il est relativement aisé de prélever des vers de terre au terrain et même d'en réaliser une détermination simplifiée *in situ*, la situation s'avère plus compliquée dès lors que l'on s'intéresse à la mésofaune (ex : collemboles, acariens), à la microfaune (ex : nématodes) ou aux microorganismes (ex : bactéries et champignons). Pour ces derniers, les quinze dernières années ont vu le développement intense de méthodes basées sur l'extraction et la caractérisation des acides nucléiques (ADN et ARN) directement à partir de la matrice sol avec le soutien, notamment, de programmes de recherche nationaux comme Gessol, ANR Biodiversité et France génomique. Ces techniques dites de métagénomique environnementale ont révolutionné la microbiologie environnementale en remplaçant les mises en culture en boîtes de Pétri sur milieux spécifiques. Ces nouvelles approches ont permis non seulement d'accélérer l'identification taxonomique des microorganismes mais également de découvrir leur diversité (Maron et al., 2011). Elles permettent de plus d'avoir accès aux microorganismes non cultivables *in vitro*. Ciblées au départ sur les microorganismes du sol, la métagénomique environnementale est en cours d'adaptation à la faune du sol, ce qui permettra à terme d'accélérer l'identification des espèces, de systématiser l'étude de sa diversité (techniques plus rapides, automatisables) et de découvrir de nouvelles espèces (Decaëns et al., 2013). Pour les microorganismes, ces techniques permettent déjà de proposer des outils d'indication de la qualité biologique des écosystèmes avec de véritables référentiels d'interprétation (voir *infra*) et donc d'offrir un diagnostic microbiologique de l'environnement (Bouchez et al., 2016 ; Cuny et al., 2017). A terme, cette approche pourra être étendue aux invertébrés des sols.

En plus de la caractérisation de la biodiversité des sols, il faut également estimer l'activité de ces organismes. En effet, s'il est important de savoir qui est là et combien ils sont, il s'agit également d'être capable de préciser ce qu'ils font. Ainsi, des approches plus fonctionnelles se sont développées, basées par exemple sur la respiration, sur des activités enzymatiques (spécifiques ou globales), la dégradation de la litière, ou encore les activités de forage des organismes quantifiées par la macroporosité du sol (Pérès et al., 2010 ; Piron et al., 2012) ou la production de déjections à la surface (Uroz et al., 2014). La
plupart de ces méthodes ont été normalisées et sont donc disponibles pour conduire ces caractérisations (Tableau 9-1). De même, les aspects liés à la définition des plans d'échantillonnage pour prélever les invertébrés (ISO 23611-6, 2012) ou caractériser les microorganismes (ISO 10381-6, 2009) ont été standardisés.

## 3.1. Des programmes européens et nationaux pour développer et sélectionner des bioindicateurs

Sans chercher à être exhaustive, cette partie présente quelques travaux européens et nationaux qui ont permis le développement, la validation et la sélection des protocoles des bioindicateurs. Uroz et al. (2014) présentent plus en détails ces différents programmes intégrateurs. Au niveau européen par exemple, suite à la publication de la Communauté Européenne sur la Communication sur les sols (CE, 2002), différents programmes du PCRD (Programme Cadre de Recherche et Développement ; appelés aussi Programmes-cadre ou en abrégé FP) ont sélectionné et financé des travaux de recherche intégrant ou ciblant spécifiquement la biodiversité des sols. Ainsi, le projet européen ENVASSO (ENVironmental ASsessment of Soil for mOnitoring, 2006-2008 ; http://esdac.jrc.ec.europa.eu/projects/envasso) a proposé d'intégrer dans les programmes de surveillance de la qualité des sols plusieurs indicateurs biologiques selon plusieurs niveaux conditionnés notamment par les moyens financiers disponibles (Tableau 9-2). De la même manière qu'il n'est pas possible de porter un diagnostic physique ou chimique avec un seul indicateur, ce projet appelait au développement de batteries minimales ou élargies de bioindicateurs pour caractériser et suivre l'état des sols. Ces propositions avaient été faites par un groupe d'experts, sur la base de leurs connaissances, de travaux bibliographiques et en axant les choix sur les critères de sélection suivants : existence d'un protocole normalisé, complémentarité des indicateurs (notamment sur leur taille impliquant des univers de vie et des impacts fonctionnels complémentaires) et facilité d'interprétation des résultats (existence de référentiels).

En lien avec ce projet, plusieurs travaux de recherche nationaux ont réalisé des essais sur une gamme plus ou moins importante de sols et d'organismes, afin de poursuivre le développement et la comparaison des indicateurs et ainsi confirmer les choix proposés par le programme ENVASSO. Certains résultats de ces programmes nationaux sont détaillés dans la suite de ce chapitre à titre d'exemple pour illustrer l'utilisation possible de ces bioindicateurs et justifier la sélection finalement proposée.

## 3.2. Validation et comparaison des bioindicateurs

Les résultats présentés ici sont issus du programme ADEME « Bioindicateurs de qualité des sols ». Celui-ci a été organisé en deux phases avec une première qui visait à développer de nombreux indicateurs (Bispo et al., 2009) puis à ne retenir pour la seconde que les plus prometteurs (Devillers et al., 2009). Les résultats obtenus lors de cette première phase sont disponibles dans le volume 16 (n°3) de la revue Etude et Gestion des Sols (2009). La seconde phase du programme (2009 et 2013), avait pour principaux objectifs de valider, calibrer et comparer les bioindicateurs afin de proposer aux acteurs publics et privés des choix de batteries pour la surveillance ou l'évaluation des risques.
Cette seconde étape a mobilisé 70 partenaires issus de 22 équipes de recherche nationales (Pérès et al., 2012a). Elle a permis de tester 47 bioindicateurs basés sur différents groupes (microorganismes, méso et macrofaune, végétaux), intégrant tant des indicateurs d'état (abondance, biomasse, structure spécifique, structure fonctionnelle des communautés) que des indicateurs d'activité (e.g., activités enzymatiques). Treize sites ont été étudiés, dont quatre sites forestiers issus du réseau RENECOFOR (http://www.onf.fr/renecofor/@@index.html) présentant des essences et des natures de sol différentes, quatre sites agricoles (QualiAgro-Feucherolles géré par l'INRA de Versailles-Grignon, Yvetot piloté par l'ESITPA de Rouen, BioREco-Gotheron géré par l'INRA d'Avignon et Thil géré par l'ISARA de Lyon), quatre industriels (Homécourt géré par le Groupement d'intérêt scientifique sur les friches industrielles [GISFI], zone atelier de Metaleurop piloté par l'ISA de Lille, Auzon piloté par le BRGM et l'IUT de Clermont Ferrand et un crassier métallurgique, dans la région de Saint Etienne) et finalement le site de l'OPE de l'ANDRA (http://www.andra.fr/ope/index.php?lang=fr). Ces sites présentent des particularités différentes (e.g., contaminations métalliques et/ou organiques, rotation prairiale, fertilisation par apports organiques, travail du sol, mode de gestion), ce qui a ainsi permis de comparer les comportements biologiques dans 47 contextes différents.
Les prélèvements (sol et organismes) ont été réalisés par une seule équipe et au même moment, assurant ainsi la possibilité d'une réelle comparaison entre indicateurs (Figure 9-1). Chaque prélèvement biologique a été complété par une analyse de sol mesurant les paramètres pédologiques classiques [pH, matière organique, texture, éléments échangeables etc...] ainsi que les contaminants organiques (hydrocarbures aromatiques polycycliques ou HAP, pesticides) et métalliques [totaux et extractibles au CaCl₂ (https://www6.npc.inra.fr/las/Methodes-d-analyse/Sols/17.-Elements-traces-extractibles/SOL-1701-Extraction-au-CaCl2-a-0-01-mol-L)]. Par ailleurs, l'historique parcellaire a été répertorié. L'ensemble des données acquises (plus de 200 000 données) a été géré dans la base de données EcoBioSoil de l'Université de Rennes 1 (https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/ADEME-Bioindicateur). L'analyse des données biologiques au regard des analyses de sol et de l'usage des sols a permis d'identifier les bioindicateurs pertinents en fonction des objectifs attendus (e.g., surveillance des sols, évaluation des risques, caractérisation du fonctionnement biologique).

Parmi les sols agricoles étudiés dans le cadre du programme, les études menées depuis 2005 par l'ISARA de Lyon au site expérimental de Thil situé à une vingtaine de kilomètres de Lyon, ont permis de comparer l'état biologique de parcelles soumises à des niveaux de perturbations mécaniques différents, dans un contexte de rotation de culture en agriculture biologique. Quatre traitements ont été testés : Labour Traditionnel à 30 cm (LT), Labour Agronomique à 18 cm (LA), Travail du sol Réduit à 15 cm (TR), Travail du sol Très Superficiel et/ou semis direct sous couvert vivant (TS) (Vian & Peigné, 2012).

En 2010, soit après cinq années d'expérimentation, les analyses de la teneur organique des sols (C organique) mesurée sur les 15 premiers centimètres, n'ont pas montré de différences significatives entre les traitements, et cela même si les valeurs moyennes sous
le travail réduit semblent un peu plus élevées (Figure 9-2a) proches de 16 g.kg⁻¹ de carbone contre moins de 14 pour les trois autres traitements. Au contraire, il est apparu que les mesures biologiques permettaient de différencier les différents traitements. Par exemple, les structures des communautés microbiennes bactériennes apparaissaient très différentes selon les traitements (Figure 9-2b). Cette analyse permet donc de rendre compte qu'une modification du travail du sol conduit à une structuration particulière des communautés bactériennes (différences significatives au seuil de 5%), laquelle se traduit également par des activités différentes des enzymes secrétées dans le sol (Figure 9-2c). Concernant les invertébrés, la structure fonctionnelle des nématodes (Figure 9-2d) a aussi permis de différencier les quatre traitements : les valeurs d'indices d'enrichissement (EI), rendant compte d'une plus grande disponibilité des ressources trophiques, sont apparues plus élevées en labour traditionnel (LT) par rapport au travail réduit (70 contre 45), alors que l'indice de stabilité (SI), rendant compte de la complexité de la chaîne trophique et notamment des voies de décomposition d'origine fongique ou bactérienne, est apparu significativement supérieur dans le travail très superficiel (TS), ce qui est lié à une plus forte abondance de nématodes fongivores par rapport aux nématodes bactérivores opportunistes. D'autres indicateurs comme par exemple la teneur en ergostérol (constituant essentiel de la membrane des champignons) qui estime la quantité de champignons, ou l'abondance des vers de terre anéciques (vivant dans le sol et remontant à la surface du sol) ont également permis de différencier les différents traitements (Vian & Peigné, 2012).

Ces résultats soulignent ainsi la précocité de la réponse biologique par rapport à celle mesurée à l'aide d'indicateurs chimiques (ici la mesure du carbone). Il y a donc un intérêt à compléter les outils « classiques » de caractérisation des sols avec des bioindicateurs tels que ceux présentés ici, qui apparaissent pertinents pour détecter rapidement l'évolution de l'état organique mais également physique des sols. Ces résultats mettent clairement en évidence la complémentarité qu'il y a entre les analyses physiques ou chimiques et les analyses biologiques. Toutefois l'utilisation en routine de ces bioindicateurs nécessite de pouvoir disposer de référentiels d'interprétation. L'utilisation de ces analyses étant assez récente, ces référentiels sont en cours d'acquisition et demeurent encore partiels. Cependant ces analyses se généralisant, ces référentiels gagnent en puissance, permettant d'envisager à court terme leur utilisation dans le cadre du conseil agronomique.

## 4. Construction de référentiels d'interprétation

L'élaboration d'un indicateur opérationnel, utilisable en routine, nécessite d'avoir un référentiel d'interprétation s'appuyant sur un nombre suffisamment important de mesures réalisées dans des contextes pédoclimatiques, des occupations de sols et des pratiques de gestion variés. Si la base de données élaborée dans le cadre du programme ADEME « Bioindicateurs de qualité des sols » sur les 13 sites analysés a constitué un point de départ accessible librement (https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/ADEME-Bioindicateur/), elle n'est pas suffisante et doit s'enrichir de données issues de nouvelles situations. La France
dispose depuis plus de quinze ans d'un dispositif particulièrement bien adapté à la
construction de tels référentiels : le Réseau de Mesures de la Qualité des Sols (RMQS).
Ce réseau constitue un cadre national pour l'évaluation et le suivi à long terme de
l'évolution de la qualité des sols de France. Ce programme est le fruit d'une opération
multi-institutionnelle pilotée et financée par le Groupement d'Intérêt Scientifique Sol (Gis
Sol) (www.gissol.fr), mis en place par les Ministères en charge de l'agriculture et de
l'environnement, l'ADEME, l'INRA, l'IRD et l'IGN (http://www.ign.fr). Ce réseau repose sur
le suivi de 2240 sites répartis uniformément sur le territoire français (métropole et
départements d'outre-mer), selon une maille carrée de 16 km de côté (Figure 9-3).
L'ensemble des sites est représentatif des sols français et de leurs usages (sols cultivés,
forêts, prairies, vignes, vergers, milieux naturels et anthropisés). Ce réseau systématique
a pour objectif de détecter de façon précoce les tendances d'évolution des sols français
grâce à la mesure de paramètres physiques, chimiques et biologiques. Une nouvelle
campagne de mesures est prévue tous les quinze ans environ. La première campagne,
axée sur l'évaluation de la fertilité et de la contamination des sols, s'est déroulée de 2000
à 2009 (GIS Sol, 2011 ; Arrouays et al., 2012) ; la deuxième campagne, axée notamment
sur le changement climatique, vient de démarrer et se terminera en 2027. Sur chaque site,
le sol est décrit, échantillonné, et ses caractéristiques physicochimiques [pH,
granulométrie, carbone, azote, capacité d'échange cationique (CEC) et cations
: échangeables, éléments totaux, contaminants minéraux et organiques, etc.] sont
analysées. Une enquête, adressée aux exploitants et gestionnaires des parcelles dans
lesquelles les sites sont installés, permet de collecter les informations relatives à
l'historique, l'occupation et les pratiques de gestion des sites. Une des missions
essentielles de ce réseau est de conserver/capitaliser l'ensemble des échantillons de sols
et des données collectées. Dans ce but, les échantillons sont archivés à long terme par le
Conservatoire européen des échantillons de sols (Centre Inra Val de Loire à Ardon près
d'Orléans ; CEES, http://www.gissol.fr/le-gis/conservatoire-des-sols-992) afin de pouvoir
être réutilisés pour de nouvelles analyses (ils permettent également de s'assurer de
l'absence de dérive analytique entre deux campagnes, du fait de l'évolution des méthodes
d'analyse). Les données du réseau sont gérées dans la base de données nationale
DONESOL, qui structure et regroupe les données ponctuelles et surfaciques des études
pédologiques et qui fait partie intégrante du système d'information SOL
(http://www.gissol.fr/outils/donesol-web-336) développé par l'unité de service InfoSol de
l'INRA Val-de-Loire (http://www.val-de-loire.inra.fr/Les-poles-de-recherches/Dynamique-
des-sols-et-gestion-de-l-environnement/US-InfoSol2).

Ce réseau de surveillance constitue un cadre idéal pour mettre en œuvre les indicateurs biologiques opérationnels validés par les différents programmes, en vue de bien évaluer l'état des sols français, de suivre l'évolution à long terme des indicateurs et de constituer des référentiels nationaux d'interprétation. C'est dans ce contexte que les deux projets d'envergure suivants ont été mis en place.

* Un inventaire régional de la biodiversité des sols (projet RMQS *BioDiv*) dont
l'ambition est de caractériser l'abondance et la diversité des organismes du sol, de la microflore (biomasse microbienne, structure des communautés bactériennes et gènes fonctionnels) jusqu'à la macrofaune (lombriciens et macrofaune totale) en passant par la mésofaune (microarthorpodes : collemboles et acariens) et la microfaune (nématodes), et en intégrant des indices synthétiques d'activité de la faune (humus index, c'est-à-dire la façon dont la matière organique se dispose le long d'un profil de sol) (Cluzeau et al., 2009, 2012 ; Ponge et al., 2013 ; Villenave et al., 2013). Mis en place en 2005, coordonné par l'Université de Rennes 1 et cofinancé par l'ADEME, ce projet s'est appuyé sur les 109 sites bretons du RMQS (8 sites forestiers, 52 sites en culture et 47 prairies). Les résultats complets sont disponibles sur le site internet dédié au projet (https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/page/programme-rmqs-biodiv).

* Un inventaire national des communautés microbiennes des sols de France (les projets ECOMIC-RMQS et TAXOMIC-RMQS) visant à caractériser leur abondance et leur diversité à l'échelle nationale. Piloté par l'INRA (Dijon) et cofinancé par l'ANR (Agence Nationale de la Recherche), l'ADEME et plus récemment par France Génomique (une plateforme nationale qui rassemble et mutualise les ressources des principales plateformes françaises de génomique et de bioinformatique ; https://www.france-genomique.org/spip/), ce programme s'est centré sur l'ensemble des échantillons RMQS de la première campagne. La seconde campagne du RMQS a démarré en 2016 et les échantillons de sols collectés sur l'ensemble des sites seront conservés avec l'objectif de mesurer à nouveau ces indicateurs microbiologiques et d'évaluer leur évolution au cours du temps. La caractérisation des communautés microbiennes sur un nombre aussi important de sols n'est possible que par l'utilisation d'outils modernes de génomique et métagénomique permettant de travailler en très haut débit. Ces outils reposent sur l'extraction d'ADN de sol et sur la caractérisation de cet ADN par séquençage pour en déduire des caractéristiques d'abondance et de diversité microbienne (Terrat et al., 2012). Deux outils ont été appliqués sur le RMQS : d'une part la mesure de la biomasse moléculaire microbienne qui résulte d'un rendement d'extraction d'ADN du sol et permet d'évaluer la quantité de microorganismes présents et, d'autre part, le séquençage massif de l'ADN du sol qui permet de renseigner sur la diversité des taxons microbiens (Dequiedt et al., 2009, 2011 ; Ranjard et al., 2010, 2013 ; Terrat et al., soumis).

Ces programmes de recherche permettent désormais d'étudier, pour la première fois en France, la distribution à large échelle de la biodiversité des sols, de faire un lien entre ces valeurs biologiques et paramètres pédoclimatiques (texture, % MO...) et les usages des sols (e.g., fertilisation, travail du sol), et de proposer les premières valeurs de référence en terme d'abondance, de biomasse et structure spécifique et/ou fonctionnelle d'un grand nombre d'organismes du sol à l'échelle régionale ou nationale.

Les résultats de ces programmes ont été organisés au sein de bases de données
(EcoBioSoil pour le projet RMQS *BioDiv* et MicroSol database© pour les projets ECOMIC-RMQS et TAXOMIC-RMQS) interfacées avec la base de données DONESOL qui contient les données pédologiques et environnementales associées aux sols du RMQS. Cela permet de faire le lien entre données biologiques et contextes agropédologiques. Les résultats obtenus permettent de proposer des valeurs de référence pour un ensemble de bioindicateurs mais également des cartes de répartition spatiale des organismes, que ce soit à une échelle régionale ou nationale. Les valeurs seuils proposées pour le compartiment biologique sont généralement basées sur l'analyse de la distribution des données et peuvent correspondre par exemple aux premier et troisième quartiles (Tableau 9-3), ces deux valeurs encadrant ainsi 50% des valeurs de la distribution ou bien à une valeur moyenne, accompagnée d'un écart type (Tableau 9-4). Compte tenu de l'effet majeur de l'usage des sols sur les communautés, il est indispensable d'identifier des valeurs seuil spécifiques aux usages étudiés à savoir, pour le programme RMQS *Biodiv* les prairies et les cultures (le nombre trop faible de valeurs obtenues en forêt (N=8) ne permet pas de proposer des valeurs de référence pour cet usage). Les valeurs issues de ce programme doivent cependant être repositionnées dans leur contexte (contexte agropédoclimatique, méthode de prélèvement), et elles devront être encore affinées, notamment au regard des fortes variabilités existant au sein des différents usages de sol (gestion prairiales, pratiques culturales) pour être utilisées à l'échelle nationale (Tableau 9-3). Le même exercice a été réalisé sur la base des données nationales du RMQS pour la biomasse moléculaire bactérienne (Tableau 9-4). Ici, le nombre important de sites permet de dégager des valeurs pour plusieurs usages. Sur la base de ces valeurs, il est possible, par usage, de positionner la qualité des sols.

Les données obtenues sur le réseau maillé du RMQS permettent de réaliser, comme pour les paramètres physicochimiques, des cartes présentant la distribution des valeurs caractérisant les organismes telluriques. Le croisement des données biologiques avec les données physicochimiques et les pratiques d'usage des sols permet de d'identifier les facteurs gouvernant la distribution des organismes dans les sols analysés. Ainsi, par exemple, l'analyse de la mésofaune du sol par Cortet *et al.* (2009) met en évidence que les communautés sont très fortement dominées par les Collemboles (56.7%) et secondairement par les Acariens (39.8%). Cette proportion relative est observée tant en milieu cultivé qu'en milieu prairial, alors qu'elle s'inverse sous forêts (65% d'Acariens). La proportion Collemboles/Acariens s'est donc avérée être un excellent indicateur de milieu ouvert vs milieu fermé. A l'échelle de la Bretagne, l'analyse de la distribution spatiale des communautés (ici les Collemboles) montre qu'elles ne sont pas structurées en fonction des propriétés des sols (e.g., pH, teneur organique, texture), mais plutôt en fonction des pratiques culturales et notamment des modes de gestion des sols et l'usage de la fertilisation (Figure 9-4). À l'échelle de cette région, d'autres résultats portant sur les vers de terre, les nématodes et l'humus index ont également été analysés (Cluzeau *et al.*, 2012 ; Ponge *et al.*, 2013 ; Villenave *et al.*, 2013).

De la même manière, l'analyse des données microbiennes avec des outils de
géostatistique a permis d'élaborer les premières cartes nationales d'abondance et de diversité microbienne des sols français. La confrontation statistique avec les données environnementales a permis aussi d'identifier et de hiérarchiser les paramètres physicochimiques du sol du climat et du mode d'usage qui expliquent des différences d'abondance et de diversité microbienne. Les cartes de distribution (Figure 9-5a,b) mettent en évidence des variations importantes de biomasse et de diversité sur le territoire français, avec des zones où la quantité de biomasse et la biodiversité microbienne sont fortes et d'autres où elles sont faibles. A cette échelle aucune influence du climat ni de la géomorphologie (présence de montagnes, de rivières, de bords de mer) n'est démontrée. Des études statistiques montrent que cette distribution nationale de la biomasse microbienne est influencée essentiellement par les propriétés du sol (pH, texture, teneur en C organique) mais également par le mode d'usage (e.g., agricole, prairie, forêt). Ainsi, la biomasse moléculaire microbienne s'échelonne de 2 à 629 µg d'ADN par gramme de sol. Trois quarts des sols analysés ont des teneurs situées entre 10 et 100 µg. Les sols les plus riches en ADN microbien sont situés par exemple dans les massifs montagneux (Alpes, Massif central, Pyrénées, Jura) alors que les sols les plus pauvres se trouvent dans le Bassin parisien, les Landes et le Languedoc-Roussillon. Les sols présentant la plus grande abondance microbienne sont en général argileux, basiques (pH élevé) et riches en carbone organique (Dequiedt et al., 2011 ; Ranjard et al., 2013).

Les valeurs de richesse bactérienne obtenues varient de 555 à 2 007 taxons (groupes d'individus partageant des caractéristiques génétiques proches). Comme précédemment, le type de sol ainsi que le mode d'usage sont les facteurs influençant le plus cette richesse bactérienne. Le type de sol va notamment définir la variété des habitats écologiques du sol, son pouvoir tampon (capacité du sol à modérer les variations de pH en cas d'amendements calciques par exemple) et ses propriétés chimiques (pH, carbone). Cette richesse bactérienne peut ensuite être modifiée par les perturbations (naturelles et/ou anthropiques) auxquelles sont soumis les écosystèmes. Ainsi, les forêts et les prairies, écosystèmes généralement moins perturbés présentent les niveaux de richesse bactérienne les plus faibles (1309 et 1146 taxons en moyenne respectivement) : la communauté bactérienne y est moins diversifiée, composée de populations stables, bien adaptées à l'écosystème. Au contraire, les systèmes agricoles généralement conduits en cultures annuelles et avec plusieurs interventions sur le sol correspondent à des systèmes plus perturbés et présentent une richesse bactérienne plus élevée (1368 taxons en moyenne). Ces constats sont le résultat d'un concept écologique dit de la « perturbation intermédiaire ». En effet, en écologie, la biodiversité d'un écosystème est maximale lorsque ce dernier subit une perturbation intermédiaire (ni trop forte et ni trop faible) et minimale lorsqu'il subit une perturbation faible (phénomène d'exclusion compétitive des espèces) ou forte (sélection des espèces). Cela explique les valeurs moyennes de diversité constatées sur les sols du RMQS (Terrat et al., soumis).

Cependant le niveau de diversité seul ne suffit pas à renseigner sur la qualité des sols. En effet, l'équilibre entre les taxons bactériens ainsi que l'identification des taxons qui
renseigne sur la présence d'espèces bénéfiques ou au contraire néfastes comme les pathogènes par exemple sont autant de critères de qualité biologique du sol. Il a ainsi été démontré que les sols agricoles qui renferment une plus grande diversité de bactéries, possèdent aussi plus d'espèces néfastes pour les productions agricoles comme des bactéries pathogènes ou des bactéries impliquées dans une dégradation trop rapide la matière organique du sol. Il est aussi important de noter ici que la diversité bactérienne n'est pas corrélée à celle des autres microorganismes comme les champignons notamment. Une richesse bactérienne élevée peut s'accompagner d'une richesse en champignons faible (ce qui se voit classiquement dans les sols agricoles travaillés de manière conventionnelle, avec un labour intensif et sans interculture).

L'ensemble de ces données a permis d'alimenter le premier référentiel national de la biomasse microbienne et de la diversité bactérienne des sols français. Récemment, des modèles statistiques prédictifs ont été développés permettant de prédire des valeurs de référence de la biomasse selon les caractéristiques physicochimiques et climatiques d'un sol (Horrigue et al., 2016). Cette valeur de référence permet alors de s'affranchir du contexte pédoclimatique pour réaliser un diagnostic d'impact du mode d'usage d'un sol. Par exemple, l'effet d'une pratique agricole est positif si la valeur mesurée est supérieure à la valeur de référence et négatif dans le cas contraire.

Ces programmes de recherche constituent des expériences uniques en France et en Europe de mesures spatialisées de la diversité biologique des sols puisqu'ils considèrent soit un large panel d'organismes du sol soit un nombre très important d'échantillons. Ils ont ainsi permis de proposer des valeurs de référence pour les organismes du sol, même si ce qui préoccupe les utilisateurs sont plutôt les services rendus par cette biodiversité.

## 5. De l'indicateur à la fonction et aux services écosystémiques potentiels

Si la biodiversité est actuellement examinée à travers la densité (nombre ou biomasse) des organismes et leur diversité, les fonctions qu'elle exerce sont aussi importantes, fonctions conduisant à des services dont l'homme tire profit (les services écosystémiques). Dans cette optique, afin de traduire les données biologiques en services écosystémiques, un travail prospectif a été réalisé en utilisant des travaux issus de la littérature et l'expertise des partenaires du programme ADEME « Bioindicateurs de qualité des sols ».

Différents indicateurs biologiques, mais également physicochimiques, ont été retenus pour qualifier les fonctions écologiques sélectionnées, définissant conceptuellement plusieurs services écosystémiques (SE) (Tableau 9-5). Il a ensuite été choisi d'utiliser la méthode proposée par Rutgers et al. (2012) et Van Wijnen et al. (2012) qui consiste à calculer une variation des services écosystémiques potentiels par rapport à une référence. Les résultats de ce calcul sur le dispositif d'Yvetot, situé en Haute-Normandie, (Lycée d'Enseignement Général et Technique Agricole ; LEGTA) sont présentés (Figure 9-6). Les prélèvements ont été gérés par l'ESITPA Rouen La Salle (Ecole d'ingénieurs en agriculture) durant le programme ADEME (Legras et al., 2011). Sur ce site, six parcelles sont comparées : une parcelle en culture continue avec labour (GC), une parcelle en
prairie permanente (PP), deux parcelles de « prairies de restauration » (SI et SII) caractérisées par l'implantation d'une prairie après un précédent d'au moins 8 années de culture avec un passé prairial deux fois plus long pour SI ; deux parcelles de « prairies temporaires » caractérisées par une alternance en mode prairial de 4 à 8 ans et une rotation maïs/blé, SIII étant implantée en blé après un précédent maïs (soit deux années de culture). La GC correspond à la référence utilisée pour le calcul des services écosystémiques fournis par le sol. Il s'agissait alors de comparer les potentiels gains de services écosystémiques rendus par les sols sous des alternatives à l'agriculture intensive. Les cultures annuelles étant considérées comme la référence, toute valeur supérieure à 1, indique une amélioration des services écosystémiques.

Il apparaît que les services sont influencés positivement par tous les systèmes cultureaux testés (sauf pour la prairie de rotation SI, dont le SE est proche de 1). La présence de prairie dans les rotations culturales du site d'Yvetot entraîne donc une augmentation des services écosystémiques rendus. La prairie temporaire de 5 ans (SIV) et la prairie permanente (PP) présentent les valeurs les plus fortes ; cela indique que sur les services évalués, et ce à long terme (~20 ans), un système de rotation de 5-7 ans de prairie suivis de 2 ans de culture (maïs-blé) présente des valeurs de services proches à supérieures de celles d'une prairie permanente maintenue depuis plus de 30 ans. La valeur plus faible calculée pour la prairie permanente (PP) peut s'expliquer en partie par une charge en Unité Gros Bovins forte pendant neuf mois de l'année alors que les prairies temporaires sont pâturées entre cinq et huit mois.

Cette première approche théorique de quantification des services écosystémiques intégrant la biodiversité des sols est prometteuse et devrait permettre d'ici peu d'améliorer le transfert et la communication des résultats de biodiversité des sols.

## 6. Acceptabilité et compréhension des bioindicateurs

Les programmes de recherche précédemment présentés ont permis d'étudier un grand nombre de bioindicateurs et d'aboutir à des valeurs de référence pour certains d'entre eux. Dans le cadre du programme « Bioindicateur », un groupe de travail constitué de chercheurs et d'utilisateurs potentiels (bureaux d'étude, gestionnaires de sites, laboratoires d'analyse) a discuté de la pertinence et de la transférabilité des bioindicateurs proposés, en se basant notamment sur leur coût et leur simplicité d'utilisation et d'interprétation. Ce travail a abouti à un premier outil, accessible directement sur internet (https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/ADEME-Bioindicateur/dev.php), permettant de choisir des indicateurs notamment en fonction de différentes applications (e.g., étude de sols pollués, évaluation de pratiques agricoles, surveillance des sols).

Cette initiative a été affinée dans le cadre du projet AgrInnov (CASDAR 2011-2015) orienté vers le monde agricole (https://www2.dijon.inra.fr/plateforme_genosol/partenariat-projets?field faltsProjets_tid=22). Ainsi, à l'initiative de l'Observatoire Français des Sols Vivants (www.OFSV.org) ce projet visait à valider des bioindicateurs, ainsi qu'un mode opératoire à l'intention des agriculteurs afin de constituer un réseau de veille à l'innovation agricole. A travers ce réseau, en lien avec les acteurs du développement agricole (e.g.,
chambres d'agriculture, instituts techniques agricoles, coopératives, associations de développement), il s'agissait de faire collaborer le monde de la recherche et les agriculteurs afin d'évaluer l'impact des pratiques agricoles et viticoles sur la vie biologique des sols mesuré par différents bioindicateurs (lombriciens, nématodes et microorganismes) couplés à des indicateurs agronomiques (état structural et physicochimie du sol, dégradation de la matière organique). En parallèle, une formation sur la biologie du sol a été élaborée afin d'expliquer les rôles et l'intérêt des organismes du sol pour les productions agricoles et également de former les agriculteurs au choix, à l'interprétation et à l'échantillonnage des indicateurs à mettre en œuvre. Suivie par 248 agriculteurs et viticulteurs, la formation a rencontré un fort succès.

Ce projet a donc permis de tester la capacité d'un tableau de bord de bioindicateurs à délivrer un véritable diagnostic de la qualité biologique et agronomique des sols agricoles et viticoles. Afin de synthétiser l'information rendue par l'ensemble des paramètres mesurés, deux « indicateurs de synthèse » ont été proposés pour diagnostiquer de grandes fonctions du sol d'intérêt agronomique : un indicateur « patrimoine biologique / assurance écologique » et un indicateur « fertilité biologique ». Le bilan réalisé sur ces indicateurs synthétiques montre que seulement environ 10% des parcelles agricoles et viticoles analysées présentent un état critique alors que 60% sont dans un état biologique non critique mais à surveiller et 30% sont dans un très bon état biologique. Ces premiers résultats démontrent que la majorité des sols agricoles testés dans le réseau n'ont pas d'altération majeure quant à leur patrimoine biologique et écologique (Figure 9-7). Toutefois, ceci ne représente qu'une vue limitée dans l'espace et dans le temps et nécessiterait d'autres analyses en monitoring et sur un dispositif plus conséquent à l'échelle nationale voire internationale pour confirmer ce résultat.

Par ailleurs, les enquêtes de satisfaction ont révélé l'intérêt très important du monde agricole à disposer d'outils de diagnostic sur la qualité biologique des sols afin d'évaluer l'impact de leurs pratiques et la durabilité de leur production ; elles ont aussi démontré que la démarche entreprise dans AgrInnov est pertinente pour diffuser ces outils et ces nouveaux concepts au niveau des agriculteurs. Celle-ci se poursuit actuellement à travers le REVA (Réseau de Veille à l'Innovation Agricole ; http://www.jiag.info/images/colloque-resume-2015/3-perspectives-REVA.pdf).

Au-delà de ces travaux dirigés vers le monde agricole, il est crucial également que ces bioindicateurs soient connus et considérés plus largement. Ainsi, les indicateurs microbiens et lombriciens ont récemment été intégrés au panel des indicateurs nationaux labélisés par l'Observatoire National de la Biodiversité (MEEM) comme des indicateurs nationaux de la qualité des sols. (http://indicateurs-biodiversite.naturefrance.fr/indicateurs/tous) (Figure 9-8a,b). De même, des approches participatives ont été mises en place pour faire connaître la biodiversité des sols et notamment celle des lombriciens. Depuis 2010, l'Observatoire Participatif des Vers de Terre (OPVT ; https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/OPVT accueil.php) a initié la création d'un référentiel sur les vers de terre en sollicitant la participation du plus grand nombre de
personnes (agriculteurs, scolaires, naturalistes, jardiniers, gestionnaires de milieux). L'OPVT propose plusieurs protocoles d'évaluation simplifiés de la biodiversité des vers de terre (https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/page/participer) qui répondent à différents niveaux d'accessibilité et de précision des résultats souhaités (https://ecobiosoil.univ-rennes1.fr/page/quel-protocole-choisir). Ces protocoles peuvent être mis en place dans le cadre d'une démarche de sciences participatives ou collaboratives avec l'envoi des échantillons au laboratoire pour confirmation et identification spécifique des individus observés. Toutes les données acquises sont collectées dans une base de données permettant la géo-visualisation des résultats et, à terme, la proposition des gammes de variations pour différents milieux (milieux agricoles, milieux naturels, milieux artificialisés) (Figure 9-9). Cette démarche a permis d'acquérir beaucoup plus rapidement de nombreuses données mais également d'inventorier des milieux peu explorés jusqu'à présent comme les sols de jardins urbains.

# 7. Sélection d'indicateurs pertinents pour évaluer la qualité des sols

Les protocoles de mesure pour différents bioindicateurs sont donc disponibles et de plus en plus utilisés pour caractériser l'état biologique des sols. Ils sont par ailleurs reconnus et demandés par les acteurs du monde agricole et commencent à être connus plus largement par le grand public. Il n'en reste pas moins que les protocoles potentiellement utilisables sont nombreux et qu'il s'agit de faire un choix. Idéalement, lors de leur sélection, les éléments suivants devraient être considérés (selon Doran et al., 1997) :

* corrélation aux propriétés et fonctions du sol,

* validation scientifique (e.g., les variations naturelles de l'indicateur liées par exemple au type de sol et au climat doivent être connues),

* sensibilité aux options de gestion des sols,

* disponibilité des méthodes acceptées et partagées par tous (e.g., normalisées),

* facilité d'utilisation (échantillonnage et détermination) et d'interprétation (existence de bases de données et de références),

* coûts,

* possibilité de développer un conseil agroécologique sur la base du diagnostic proposé.

Il apparaît que les bioindicateurs qui répondent à l'ensemble de ces critères sont les outils basés sur l'abondance et la diversité fonctionnelle des lombriciens et des nématodes ainsi que ceux basés sur la biomasse et la diversité des communautés des microorganismes (bactéries et champignons ; toutefois pour les champignons telluriques les connaissances sur la diversité taxonomique des sols et les référentiels d'interprétation associés sont moins robustes à ce jour par manque d'accumulation de données à l'échelle internationale). Ainsi, dans la plupart des situations testées à l'échelle nationale (Cluzeau et al., 2012 ; Pérès et al., 2012b) ou européenne (Griffiths et al., 2016), ces différents indicateurs se sont montrés capables de mettre en évidence des différences au sein des
différents systèmes de production agricoles et viticoles (e.g., niveaux de fertilisation, entretien phytosanitaire, gestion de la matière organique, intensité du travail du sol) et ils disposent tous de méthodes normalisées et de référentiels d'interprétation. Par ailleurs, des prestataires de service existent, capables de proposer et de réaliser de telles analyses. Ils constituent donc le socle d'une batterie minimale de caractérisation de la biologie des sols.

Au-delà de ces indicateurs, dans d'autres situations comme par exemple en forêt ou en arboriculture, lorsque la matière organique est plus complexe, les analyses des communautés de collemboles et d'acariens ont également permis de distinguer les différents pratiques culturales (e.g., gestion biologique ou gestion conventionnelle). De la même façon, le suivi de diverses activités enzymatiques (e.g., phosphatases, arylsulfatases, laccases, nitrification, galactosidases) permet de mettre en évidence les effets de divers niveaux de fertilité minérale et organique, ou encore les effets du travail du sol. Cependant pour ces indicateurs, basés sur les collemboles ou les acariens et sur les activités enzymatiques, les référentiels sont actuellement moins étoffés, tout comme les prestataires pouvant réaliser ces analyses. Ainsi, bien que pertinents dans beaucoup de situations, ils ne sont pas autant accessibles.

Enfin, au niveau national, des indicateurs basés sur l'activité biologique des sols se mettent en place. Si certains relatifs à la dégradation de la litière comme le Litter Bag (sacs à litières tels que des sachets de thé ou le Levabag® enfouis dans le sol pour mesurer la décomposition de la matière organique) sont maintenant accessibles via des prestataires, pour les autres, peu de données sont encore disponibles ou restent du domaine de la recherche, comme c'est le cas pour l'observation de structures biologiques (e.g., turricules, galeries de vers ; Piron et al., 2012) ou encore le test Bait-Lamina (méthode pour tester les effets des contaminants du sol sur l'activité alimentaire des organismes vivant dans le sol ; ISO 18311, 2016). Dès lors, il est encore délicat de recommander ces essais en routine, avant d'avoir une évaluation plus détaillée de ces outils.

## 8. Conclusion

Finalement après la standardisation des différents protocoles et la publication de normes ISO, le stade ultime du transfert a été amorcé par la création de structures semi-publiques et privées de prestation de service permettant de faire un diagnostic de l'état biologique des sols. Un diagnostic de l'état biologique des sols est donc d'ores et déjà disponible : les outils sont validés, les prestataires existent et il est possible de situer l'état de son sol par rapport à des références nationales qui s'enrichissent régulièrement à travers les différents programmes de recherche. Reste désormais à développer le conseil agronomique pour entretenir et améliorer la biodiversité des sols et leur fonctionnement. En effet, même si les grandes options de manipulation de la biologie des sols sont connues (ex : introduction de matière organique par les rotations ou par l'épandage, l'insertion de prairies temporaires, la réduction du travail du sol...) le conseil au cas par
cas reste encore à développer et devra s'appuyer tant sur des sites expérimentaux de longue durée (exemple : les Systèmes d'Observations et d'Expérimentation gérés par les organismes de recherche, ou les dispositifs gérés par les interprofessions ou par les Chambres d'Agriculture), que sur des réseaux de parcelles agricoles et des expériences locales mises en place par les agriculteurs eux même (ex : programme CASDAR AgrInnov et REVA). Ce n'est que lorsque ce lien entre le diagnostic et le conseil agronomique sera renforcé que l'on verra la diffusion et l'utilisation massive de ces outils.

## Remerciements

Les auteurs remercient les personnes suivantes qui ont contribué à l'illustration de ce chapitre : Nicolas Saby et Sébastien Lehmann (INRA, Unité de Service 1106 InfoSol) et Muriel Guernion (Université de Rennes 1).

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Les sols et la vie souterraine - Des enjeux majeurs en agroécologie

<table><caption>Tableau 9-1. Liste des méthodes normalisées pour l'analyse des bioindicateurs des sols.</caption><thead><tr><th>Objet de la norme</th><th>N° norme<br>(année)</th><th>Descriptif</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="6">Abondance et diversité</td><td>ISO 14240-1&2<br>-1997</td><td>Détermination de la biomasse microbienne du sol<br>Partie 1 : Méthode par respiration induite par le substrat<br>Partie 2 : Méthode par fumigation-extraction</td></tr><tr><td>ISO/TS 29843-1&2<br>(2010, 2011)</td><td>Détermination de la diversité microbienne du sol<br>Partie 1 : Méthode par analyse des acides gras phospholipidiques (PLFA) et par analyse des lipides éther phospholipidiques (PLEL)<br>Partie 2 : Méthode par analyse des acides gras phospholipidiques (PLFA) en utilisant la méthode simple d'extraction des PLFA</td></tr><tr><td>ISO 11063<br>-2012</td><td>Méthode pour extraire directement l'ADN d'échantillons de sol</td></tr><tr><td>ISO 17601<br>-2016</td><td>Estimation de l'abondance de séquences de gènes microbiens par amplification par réaction de polymérisation en chaîne (PCR) quantitative à partir d'ADN directement extrait du sol</td></tr><tr><td>ISO 14238<br>-2012</td><td>Méthodes biologiques - Détermination de la minéralisation de l'azote et de la nitrification dans les sols, et de l'influence des produits chimiques sur ces processus</td></tr><tr><td>ISO/CD 20130 (à paraitre).</td><td>Mesure en microplaques de l'activité enzymatique dans des échantillons de sol en utilisant des substrats colorimétriques</td></tr><tr><td rowspan="5">Activité</td><td>ISO 16072<br>-2002</td><td>Méthodes de laboratoire pour la détermination de la respiration microbienne du sol</td></tr><tr><td>ISO 17155<br>-2012</td><td>Détermination de l'abondance et de l'activité de la microflore du sol à l'aide de courbes de respiration</td></tr><tr><td>ISO/TS 22939<br>-2010</td><td>Mesure en microplaques de l'activité enzymatique dans des échantillons de sol en utilisant des substrats fluorogènes</td></tr><tr><td>ISO 23753-1&2<br>-2005</td><td>Détermination de l'activité des déshydrogénases dans les sols<br>Partie 1 : Méthode au chlorure de triphényltétrazolium<br>Partie 2 : Méthode au chlorure de iodotétrazolium</td></tr><tr><td>ISO 23611-1<br>-2006</td><td>Prélèvement des invertébrés du sol<br>Partie 1 : Tri manuel et extraction au formol des vers de terre</td></tr><tr><td rowspan="7">Faune du sol</td><td rowspan="3">Diversité</td><td>ISO 23611-2<br>-2006</td><td>Prélèvement des invertébrés du sol<br>Partie 2 : Prélèvement et extraction des microarthropodes (Collembola et Acarina)</td></tr><tr><td>ISO 23611-3<br>-2007</td><td>Prélèvement des invertébrés du sol<br>Partie 3 : Prélèvement et extraction des enchytréides</td></tr><tr><td>ISO 23611-4<br>-2007</td><td>Prélèvement des invertébrés du sol<br>Partie 4 : Prélèvement, extraction et identification des nématodes du sol</td></tr><tr><td rowspan="2">Activité</td><td>ISO 23611-5<br>-2011</td><td>Prélèvement des invertébrés du sol<br>Partie 5 : Prélèvement et extraction des macro-invertébrés du sol</td></tr><tr><td>ISO 18311<br>-2015</td><td>Méthode pour tester les effets des contaminants du sol sur l'activité alimentaire des organismes vivant dans le sol - Test Bait-lamina</td></tr></tbody></table>
<table><caption>**Tableau 9-2.** Liste des indicateurs pour la surveillance des sols proposés par le projet ENVASSO ; adapté de Bispo et al. (2009).</caption><thead><tr><th></th><th>Groupes biologiques</th><th>Niveau I</th><th>Niveau II</th><th>Niveau III</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="5">Diversité des communautés</td><td>Macrofaune</td><td>Lombriciens (espèces)</td><td>Macrofaune totale</td><td></td></tr><tr><td>Mésofaune</td><td>Collemboles (espèces) ou Enchytraeides (si absence de lombriciens)</td><td>Acariens (sous-ordre)</td><td></td></tr><tr><td>Microfaune</td><td></td><td>Nématodes (diversité fonctionnelle)</td><td></td></tr><tr><td>Microflore</td><td></td><td>Diversité bactérienne et fongique (basée sur l'extraction d'ADN ou des PLFA)</td><td></td></tr><tr><td>Plantes vasculaires</td><td></td><td></td><td>En prairies</td></tr><tr><td rowspan="3">Activités biologiques</td><td>Macrofaune</td><td></td><td></td><td>Activité fouisseuses (biostructures), activités d'alimentation</td></tr><tr><td>Mésofaune</td><td></td><td></td><td>Activités basées sur des litterbags ou bait lamina</td></tr><tr><td>Microfaune</td><td>Respiration</td><td>Activités bactériennes et fongiques</td><td></td></tr></tbody></table>

Niveau I (indicateurs obligatoires pour tous les points de prélèvements), niveau II (indicateurs sur tous les points de prélèvement, ou sur des sites particuliers en fonction des questions et des ressources financières), Niveau III (indicateurs optionnels). PLFA : acides gras phospholipidiques.
<table><caption>**Tableau 9-3.** Valeurs de référence (1er et 3ème quartiles des distributions) pour l'abondance et la richesse de différents groupes biologiques, mesurées dans le programme RMQS *Biodiv* (N=109 sauf pour les collemboles pour lesquels N = 97) ; adapté de Cluzeau *et al.* (2012).</caption><thead><tr><th rowspan="2">Paramètres biologiques</th><th colspan="2">Cultures</th><th colspan="2">Prairies</th></tr><tr><th>1er quartile</th><th>3ème quartile</th><th>1er quartile</th><th>3ème quartile</th></tr></thead><tbody><tr><td>Biomasse microbienne (mg C g<sup>-1</sup> sol)</td><td>0,20</td><td>0,29</td><td>0,33</td><td>0,45</td></tr><tr><td>ADNr 16S (nombre de copies ng<sup>-1</sup> ADN du sol)</td><td>25 785</td><td>84 113</td><td>46 187</td><td>156 872</td></tr><tr><td>Abondance des nématodes (nombre d'individus g<sup>-1</sup> sol sec)</td><td>8,8</td><td>16</td><td>10,8</td><td>29,1</td></tr><tr><td>Diversité taxonomique des nématodes (nombre de familles)</td><td>14</td><td>17,3</td><td>12,8</td><td>20,5</td></tr><tr><td>Abondance des acariens (nombre d'individus m<sup>-2</sup>)</td><td>1 415</td><td>6 013</td><td>1769</td><td>9904</td></tr><tr><td>Abondance des collemboles (nombre d'individus m<sup>-2</sup>)</td><td>1 768</td><td>14 149</td><td>1668</td><td>14 060</td></tr><tr><td>Diversité taxonomique des collemboles (nombre d'espèces)</td><td>1</td><td>5</td><td>2</td><td>5</td></tr><tr><td>Abondance des lombriciens (nombre d'individus m<sup>-2</sup>)</td><td>86</td><td>320</td><td>175</td><td>447</td></tr><tr><td>Diversité taxonomique des vers de terre (nombre d'espèces)</td><td>6</td><td>9</td><td>8,5</td><td>11</td></tr><tr><td>Abondance de la macrofaune totale du sol (nombre d'individus m<sup>-2</sup>)</td><td>167</td><td>637</td><td>435</td><td>853</td></tr></tbody></table>
<table><caption>**Tableau 9-4.** Concentration moyenne d'ADN microbien mesurée dans le programme ECOMIC-RMQS (https://www.gissol.fr/fiches_pdf/Ecomic.pdf) ; adapté de Dequiedt et al. (2011).</caption><thead><tr><th>Occupation du sol</th><th>Nombre de sites analysés</th><th>Concentration en ADN (en µg/g de sol)</th><th>moyenne microbien</th><th>Ecart-type</th></tr></thead><tbody><tr><td>Prairie</td><td>510</td><td>81</td><td></td><td>67</td></tr><tr><td>Forêt</td><td>567</td><td>77</td><td></td><td>85</td></tr><tr><td>Cultures</td><td>866</td><td>38</td><td></td><td>30</td></tr><tr><td>Autres (milieux naturels, parcs urbains)</td><td>97</td><td>94</td><td></td><td>92</td></tr><tr><td>Vignes et vergers</td><td>53</td><td>27</td><td></td><td>36</td></tr></tbody></table>
<table><caption>**Tableau 9-5.** Liste des indicateurs retenus afin de renseigner les fonctions écologiques requises pour la fourniture de quatre services écosystémiques.</caption><thead><tr><th>Services écosystémiques</th><th>Fonctions requises</th><th>Indicateurs</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="10">Biodiversité</td><td rowspan="5">Capacité d'accueil du sol</td><td>Biomasse microbienne</td></tr><tr><td>Biomasse fongique</td></tr><tr><td>Biomasse bactérienne</td></tr><tr><td>Densité totale de nématodes</td></tr><tr><td>Densité totale de microarthropodes</td></tr><tr><td rowspan="2">Hébergement d'une forte diversité taxonomique</td><td>Densité totale de macroinvertébrés</td></tr><tr><td>Densité totale de lombriciens</td></tr><tr><td rowspan="4">Hébergement d'une forte diversité fonctionnelle</td><td>Nombre de familles de nématodes</td></tr><tr><td>Nombre d'espèces de collemboles</td></tr><tr><td>Nombre d'ordres de macroinvertébrés</td></tr><tr><td>Nombre de familles de lombriciens</td></tr><tr><td rowspan="6">Recyclage des nutriments</td><td rowspan="5">Capacité à décomposer les MOS (matières organiques des sols)</td><td>Diversité catabolique microbienne (Biolog®)</td></tr><tr><td>Respiration spécifique du carbone</td></tr><tr><td>Minéralisation de l'azote</td></tr><tr><td>Indice de structure des communautés de nématodes</td></tr><tr><td>Nombre de groupes fonctionnels de collemboles</td></tr><tr><td>Nombre de groupes fonctionnels de lombriciens</td></tr><tr><td rowspan="10">Fonction de tampon et de réactivité</td><td rowspan="6">Capacité à fractionner et enfouir les MOS (matières organiques des sols)</td><td>Respiration spécifique du carbone</td></tr><tr><td>Minéralisation de l'azote</td></tr><tr><td>Activité glucosidase</td></tr><tr><td>Activité arylamidase</td></tr><tr><td>Activité phosphatase alcaline</td></tr><tr><td>Densité de nématodes libres</td></tr><tr><td rowspan="4">Stimulation microbienne</td><td>Biomasse des lombriciens endogés</td></tr><tr><td>Densité totale de collemboles</td></tr><tr><td>Densité totale de macroinvertébrés (cloportes, diplopodes, lombriciens épigés, gastéropodes)</td></tr><tr><td>Densité totale de lombriciens anéciques</td></tr><tr><td rowspan="6">Croissance végétale</td><td rowspan="2">Capacité tampon du sol</td><td>Teneur en Corg</td></tr><tr><td>pH</td></tr><tr><td rowspan="4">Stimulation microbienne</td><td>Teneur en argiles</td></tr><tr><td>Teneur en azote total</td></tr><tr><td>Phosphore assimilable</td></tr><tr><td>Biomasse microbienne</td></tr><tr><td>Croissance racinaire</td><td>Densité totale lombricienne</td></tr><tr><td>Parasitisme végétal</td><td>Densité des nématodes phytoparasites</td></tr><tr><td>État général</td><td>Quantité de lipides foliaires (18:3)</td></tr></tbody></table>
## Légendes des Figures

**Figure 9-1.** Description du programme ADEME - Bioindicateurs de qualité des sols (2004 - 2013).

**Figure 9-2.** Résultats des analyses réalisées sur les différentes parcelles du site de Thil : LT : labour traditionnel, LA : labour agronomique, TS : travail superficiel, TR : travail très superficiel (ISARA Lyon, Vian & Peigné, 2012). a) Analyses du carbone organique à 0-15 cm de profondeur dans les différents traitements (INRA Arras, d'après Vian & Peigné, 2012) ; b) Analyses des communautés bactériennes des sols par ARISA (INRA-Dijon d'après Lelièvre et al., 2011) ; c) Analyses de treize activités enzymatiques bactériennes des sols [ESIPTA-La salle Rouen, d'après Gattin et al. (2012) ; issus de l'INRA de Versailles, Cheviron et al. (2011) ; Université d'Aix-Marseille, Criquet (2011) ; ESIPTA-La salle Rouen, Gattin et al. (2011)] ; d) Diagnostic du réseau trophique des nématodes du sol ; EI : indice d'enrichissement, SI : indice de stabilité [Elisol-Environnement (http://www.elisol.fr), d'après Villenave et al. (2011)].

**Figure 9-3.** Dispositif national de surveillance de la qualité des sols (RMQS). (Réalisation de l'illustration : Sébastien Lehmann, INRA, Unité de Service 1106 InfoSol).

**Figure 9-4.** Distribution spatiale de la richesse taxonomique des collemboles mesurée dans le programme RMQS Biodiv (http://www.sols-de-bretagne.fr/biodiversite-des-sols/cartographie-regionale.html, consulté le 6 octobre 2016).

**Figure 9-5.** Variation de la biomasse microbienne (a) et de la diversité bactérienne (b) du sol à l'échelle de la France. (Réalisation des cartes : Nicolas Saby, INRA, Unité de Service 1106 InfoSol).

**Figure 9-6.** Calcul des variations des services écosystémiques sur les parcelles du dispositif expérimental d'Yvetot.

**Figure 9-7.** Bilan national du diagnostic de la qualité biologique des sols agricoles (Programme AgrInnov). a) Patrimoine biologique, Assurance écologique : indicateur basé sur l'abondance et la diversité lombricienne, bactérienne, fongique et des nématodes. b) Fertilité biologique du sol : Indicateur basé sur le test bêche, les litterbags, l'abondance des vers endogés et anéciques, de certains nématodes, la diversité bactérienne et fongique ainsi que le ratio champignons/bactéries.

**Figure 9-8.** Extraits des fiches indicateurs « abondance lombricienne » (a) et « biodiversité bactérienne » (b) proposées par l'Observatoire National de la Biodiversité (2016). Les nombres entre crochets indiquent le nombre de sites/observations ; les barres d'erreurs correspondent aux erreurs standards ; les différentes lettres (a, b ou c) indiquent des différences statistiques significatives (< 2.2e-16 ***) des valeurs en fonction de l'occupation du sol. Sources : © INRA, plateforme GenoSol, UMR Agroécologie - GIS Sol, 2016. © Université de Rennes1, UMR 6553 EcoBio, 2015.

**Figure 9-9.** Visualisation du nombre de parcelles pour lesquelles les communautés lombriciennes ont été échantillonnées au moins une fois (source : BdD EcoBioSoil ;
Les sols et la vie souterraine - Des enjeux majeurs en agroécologie

réalisation de l'illustration : Muriel Guernion, Université de Rennes 1).