# Chapitre 10

## Compréhension et valorisation des interactions entre plantes et microorganismes telluriques : des enjeux majeurs en agroécologie

Philippe Lemanceau*, Sylvie Mazurier, Barbara Pivato, Laure Avoscan

Agroécologie, AgroSup Dijon, INRA, Université Bourgogne Franche-Comté, F-21000 Dijon, France

* Auteur pour la correspondance – Philippe Lemanceau, philippe.lemanceau@inra.fr

### Résumé

Les plantes libèrent dans le sol une quantité importante de leurs photosynthétats sous forme de composés organiques (rhizodépôts) qui promeuvent l'abondance et l'activité microbienne dans la rhizosphère (zone de sol sous l'influence de la racine). Cependant toutes les populations microbiennes du sol ne bénéficient pas de ces ressources de façon équivalente. Ainsi, la plante recrute des populations particulières au sein du microbiote tellurique sur la base de la composition des rhizodépôts (sources trophiques et signalisations moléculaires). Parmi ces populations, certaines sont favorables à la nutrition, la croissance et la santé de la plante-hôte, de telle sorte que le coût représenté par la libération des rhizodépôts est compensé par les effets bénéfiques des populations entretenues par ces rhizodépôts. La sélection de populations particulières dans la rhizosphère est spécifique de la plante-hôte. La connaissance des traits végétaux sélectionnant les populations bénéfiques ainsi que celle des modes d'actions représentent des enjeux majeurs. Des progrès significatifs ont été réalisés dans ces domaines au cours des dernières années en particulier grâce à l'évolution des stratégies et méthodes d'analyses de la biodiversité et des activités microbiennes. Ces avancées ouvrent des perspectives stimulantes pour valoriser la biodiversité microbienne et les interactions plantes-microorganismes en vue de réduire l'utilisation d'intrants de synthèse en agroécologie.

### 1. Introduction

Contrairement aux animaux qui ont la possibilité d'échapper aux stress biotiques et abiotiques, les plantes ne peuvent se déplacer et ont développé des stratégies pour s'adapter à leur environnement. Les associations établies entre les plantes et les microorganismes contribuent à cette adaptation. Ces associations sont très anciennes comme en atteste la découverte de fossiles de champignons en association avec des plantes datant de 400 millions d'années (Redecker et al., 2000). Elles auraient contribué au passage des plantes de la vie aquatique à la vie terrestre. Les plantes sont ainsi colonisées par un microbiote abondant et diversifié (Lemanceau et al., 2016).
Cette colonisation est particulièrement importante dans la zone de sol entourant les racines appelée rhizosphère [la rhizosphère définie pour la première fois par Hiltner (1904) comprend les racines plus le sol entourant, attaché et influencé par les racines (Hartmann et al., 2008)]. Dans cet espace, les plantes libèrent une grande quantité de composés organiques (5-21% du carbone fixé lors de la photosynthèse, Bais et al., 2006) constitués de cellules et tissus racinaires desquamés, de mucilages, de composés volatiles, de lysats solubles et d'exsudats racinaires (Curl & Truelove, 1986). Cette libération massive de rhizodépôts promeut les communautés microbiennes, principalement hétérotrophes voire biotrophes, issues du sol qui constitue un environnement mésotrophe voire oligotrophe. Les microorganismes de la rhizosphère bénéficient des rhizodépôts pour leur croissance et activités qui sont fortement stimulées comparées à celles du sol nu. Cependant, toutes les populations telluriques ne bénéficient pas de façon équivalente de cet environnement, la plante recrute des populations particulières au sein des communautés telluriques dont nous ne réalisons que depuis peu l'immensité de la diversité. En effet, jusqu'à un passé récent, nous n'avions accès qu'aux microorganismes cultivables *in vitro* qui ne représentent qu'une très faible proportion de la biodiversité totale (Schloss et al., 2003 ; Rajendhran et al., 2008). Des progrès méthodologiques majeurs conduisent à des avancées primordiales dans notre connaissance de l'écologie de la rhizosphère (section 2). La spécificité des interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère a ainsi été démontrée (section 3). L'association d'approches d'écologie et d'évolution lors de l'analyse de ces interactions plantes-microorganismes révèle les bénéfices réciproques tirés par les partenaires, en accord avec la contribution du microbiote rhizosphérique à l'adaptation de la plante à l'environnement (section 4). Cependant, dans les agroécosystèmes, l'importance de la biodiversité et des interactions biotiques dans les processus de production primaire tend à être minimisée comparée aux systèmes peu anthropisés ; le changement de paradigme représenté par l'agroécologie vise au contraire à valoriser cette biodiversité et ces interactions (section 5). Des perspectives sont donc proposées en agroécologie pour développer des systèmes agricoles promouvant les interactions plantes-microorganismes favorables à la croissance et la santé de la plante hôte, permettant ainsi de réduire l'utilisation d'intrants de synthèse.

## 2. Des progrès majeurs dans les stratégies et méthodes d'analyses de la biodiversité tellurique et des interactions plantes-microorganismes

Pour importantes que soient les interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère, leur analyse est confrontée à des difficultés méthodologiques majeures. Ces difficultés sont associées à la nature même des microorganismes et à l'environnement tellurique dans lequel ils évoluent. Ainsi, les microorganismes, comme leur nom l'indique, sont de taille microscopique, de l'ordre du micromètre pour les bactéries. Leur diversité au sein des sols est gigantesque, avec de l'ordre d'un million d'espèces d'archées et de bactéries par gramme de sol (Torsvik et al., 2002 ; Bates et al., 2011). La plupart de ces
microorganismes ne sont pas cultivables sur les milieux de culture disponibles (Schloss et al., 2003 ; Rajendhran et al., 2008), rendant impossible leur étude jusqu'à un passé récent. De plus, les microorganismes sont d'accès difficile dans les sols qui représentent une matrice hétérogène mais structurée. L'hétérogénéité de l'environnement tellurique dans lequel sont distribués les microorganismes se retrouve à différentes échelles (agrégat, parcelle, paysage, territoire). Pendant longtemps, ces difficultés n'ont permis que d'avoir une vision tronquée de la biodiversité des sols. Ce constat est également associé au fait que l'écologie microbienne, portant sur l'analyse des interactions des microorganismes entre eux et avec leur environnement, est une science jeune, le premier colloque international ayant eu lieu en 1957 et la première revue internationale ne paraissant qu'à partir de 1974 (Maron et al., 2007 ; Figure 10-1).

Les développements méthodologiques ont permis de passer au cours du temps de l'étude de souches modèles, à celle des populations puis des communautés et même des métacommunautés (Figure 10-1). Ainsi, le développement de méthodes d'extraction de l'ADN directement à partir du sol, son amplification enzymatique par PCR (amplification en chaîne par polymérase), l'analyse de son polymorphisme et plus récemment son séquençage à des coûts ayant diminué de façon spectaculaire (passant de 4728 € à 0,012 € par mégabase d'ADN entre septembre 2001 et octobre 2015, http://www.genome.gov/sequencingcosts/) à la faveur des grands programmes de séquençage (en particulier celui du génome humain) permettent maintenant d'appréhender la diversité des communautés du sol avec une approche de métagénomique ciblant soit des séquences à valeur taxonomique (metabarcoding moléculaire), soit l'ensemble des génomes du sol (Orgiazzi et al., 2015). Il devient ainsi possible d'analyser la distribution des communautés microbiennes telluriques associées à différents génotypes de plantes, dans différents sols et à différentes échelles spatiales (y compris biogéographie : Ranjard et al., 2013) et temporelles, prenant ainsi en compte la dynamique des interactions plantes-microorganismes (Chaparro et al., 2014). L'analyse de l'ensemble des génomes sur un nombre limité de sols modèles doit également permettre la recherche de nouveaux gènes de fonction (Nesme et al., 2016). D'ores et déjà, la connaissance de gènes codant des métabolites (antibiotiques, oxydants/réducteurs, sidérophores...) impliqués dans des activités particulières (antibiose, réduction d'oxydes d'azote, compétition pour le fer...) permet d'avoir accès à des communautés fonctionnelles partageant les mêmes gènes de fonction au sein de populations variées pouvant appartenir à des espèces différentes. Ces gènes de fonction ne représentent bien sûr qu'un potentiel génétique dont l'expression peut varier selon les conditions environnementales. Cette expression peut être appréhendée par des analyses de transcriptomique (Veneault-Fourrey et al., 2014). Au-delà du transcriptome, l'analyse des métabolites, végétaux ou microbiens, régulant les interactions plantes-microorganismes représente également un enjeu crucial de l'écologie de la rhizosphère. Cependant cette identification est problématique du fait de la difficulté d'accès et de la structure matricielle du sol ainsi que des niveaux de détection requis en particulier pour les hormones et
molécules signal. Ces niveaux sont maintenant significativement abaissés avec l'amélioration des approches de métabolomique (Van Dam & Bouwmeester, 2016), comprenant en particulier le traitement statistique d'analyses couplant la chromatographie (en phase liquide ou gazeuse) à la spectrométrie de masse, ou utilisant la résonnance magnétique nucléaire. Des analyses d'exsudats ont été réalisées à partir de cultures hydroponiques (Khorassani et al., 2011) mais elles sont probablement peu représentatives des exsudats réellement présents dans les sols. En effet, leur composition est influencée par les propriétés physicochimiques et biotiques du sol (Veneklaas et al., 2003; Neumann et al., 2014). L'échantillonnage des exsudats racinaires des plantes représente donc un enjeu essentiel. Le couplage d'approches de métagénomique, métratranscriptomique et métabolomique doit contribuer dans le futur à mieux appréhender la complexité des interactions biotiques et, en particulier, identifier de nouvelles voies de signalisation et de nouvelles activités, ainsi que les gènes correspondants.

Finalement, la visualisation des interactions comprenant la distribution des microorganismes et des activités le long et dans la racine nécessite des stratégies d'observation *in situ* basées sur des approches de microscopie telles que l'hybridation *in situ* en fluorescence ou la microscopie confocale à balayage laser (Cardinale, 2014). Le couplage d'approches moléculaires et de microdissection laser (Roux et al., 2014) ouvrent également des perspectives stimulantes pour l'identification de microenvironnements propices à l'expression des activités microbiennes.

Des progrès sont également en cours sur les conditions de culture des plantes permettant une meilleure visualisation de l'architecture racinaire et des interactions avec les microorganismes associés sans destruction des plantes, grâce en particulier au développement de rhizotrons (dispositifs permettant la visualisation des racines et des interactions plantes-microorganismes) (Jeudy et al., 2016; Figure 10-2).

### 3. Recrutement du microbiote rhizosphérique par la plante-hôte

Le sol rhizosphérique présente des caractéristiques physicochimiques différentes de celles du sol non rhizosphérique. La rhizosphère est en effet un lieu d'échanges importants entre le sol, la racine et le microbiote. Ces échanges sont multiples : libération de composés organiques et d'ions, absorption d'eau et d'ions par la racine, respiration de la racine et du microbiote (ensemble des microorganismes présents dans un environnement spécifique), synthèse de nombreux métabolites microbiens. Ces échanges conduisent à une augmentation de la concentration en matière organique et une modification des équilibres ioniques et gazeux de la rhizosphère. L'ensemble de ces modifications détermine 'l'effet rhizosphère' (Lemanceau & Heulin, 1998). En particulier, les rhizodépôts libérés par la plante promeuvent significativement l'abondance microbienne dans la rhizosphère. Cependant toutes les populations de la communauté tellurique ne sont pas favorisées de façon équitable. Ainsi, la diversité microbienne est plus faible dans la rhizosphère que dans le sol nu (Garcia-Salamanca et al., 2012) indiquant que la plante favorise des populations particulières au sein du réservoir microbien du sol. Ce recrutement résulte d'une communication complexe entre plantes et
microorganismes (Lemanceau et al., 2016) reposant sur des relations trophiques et une signalisation moléculaire *via* les composés contenus dans les exsudats racinaires (Lareen et al., 2016; Lemanceau et al., 2016).

Ces exsudats comprennent en particulier des sucres, acides aminés et acides organiques représentant une source trophique pour les microorganismes telluriques hétérotrophes. Les populations microbiennes présentant les activités enzymatiques leur permettant de tirer au mieux profit de ces composés pour leur métabolisme sont avantagées et présentent une meilleure compétitivité dans la rhizosphère (Pérez-Jaramillo et al., 2015). La composition des exsudats racinaires diffère selon les plantes (Nguyen, 2003) et, en conséquence, de celle des populations microbiennes associées. Le recrutement microbien par la plante est en effet spécifique et varie selon l'espèce (Latour et al., 1996; Pivato et al., 2007) et même le génotype végétal (Inceoglu et al., 2010; Zancarini et al., 2013). Ainsi les profils trophiques des populations de *Pseudomonas* diffèrent dans la rhizosphère de la tomate et du lin, à l'image des variations de composition des exsudats correspondants. A titre d'exemple, la majorité des populations de la tomate est capable d'utiliser le tréhalose, alors qu'aucune du lin n'est capable d'utiliser ce sucre (Latour et al., 1996), et les populations de *Pseudomonas* capables d'utiliser le tréhalose bénéficient d'un avantage compétitif dans la rhizosphère de tomate (Ghirardi et al., 2012). Le métabolisme carboné et énergétique des populations microbiennes dans la rhizosphère se différencie de celles du sol non seulement par leur aptitude à utiliser des composés organiques particuliers (e.g., donneurs d'électrons) mais également par leur aptitude à mobiliser de façon efficace deux types d'accepteurs d'électrons selon les conditions environnementales, en particulier la pression partielle en oxygène, $pO_2$: (i) le fer, *via* la synthèse de sidérophores, et (ii) les oxydes d'azotes, *via* la synthèse de réductases (Robin et al., 2008; Ghirardi et al., 2012; Philippot et al., 2013).

La sélection de populations microbiennes par la plante est non seulement spécifique mais, pour un même génotype végétal, suit également une dynamique temporelle au fil des stades phénologiques de la plante (Mougel et al., 2006), correspondant à des exsudats de composition différente (Chaparro et al., 2014).

Outre les relations trophiques, la signalisation moléculaire joue un rôle déterminant dans l'effet rhizosphère à l'égard du microbiote tellurique. Des exemples emblématiques de cette signalisation concernent le rôle de flavonoïdes dans (i) l'établissement de la symbiose bactérienne fixatrice d'azote entre légumineuses et rhizobia (facteurs Nod) et (ii) celui de la symbiose mycorhizienne à arbuscules (facteurs Myc-LOCs et strigolactones) (Limpens et al., 2015; chapitre 16 de cet ouvrage). Les hormones associées à l'immunité de la plante façonnent aussi le microbiote rhizosphérique. Ainsi, une hormone clé des réactions de défense de la plante, l'acide salicylique, impacte le microbiote racinaire d'Arabidopsis thaliana et la dominance de groupes particuliers au sein de ce microbiote a été attribuée à leur capacité à utiliser l'acide salicylique (Lebeis et al., 2015).

## 4. Des interactions à bénéfices réciproques

La libération d'une part majeure des photosynthétats sous forme de rhizodépôts dans la
rhizosphère est partagée par l'ensemble des espèces végétales indiquant que l'investissement consenti par la plante dans son interaction avec le microbiote associé a été maintenu au cours de la longue co évolution plantes-microorganismes. Cette observation remarquable suggère que le coût représenté par la libération de rhizodépôts est compensé par un bénéfice en retour pour la plante. Ce 'retour sur investissement' est bien connu dans le cas : (i) des symbioses bactériennes fixatrices d'azote (Sulieman & Tran, 2014) contribuant à la nutrition azotée des légumineuses, même si peut apparaître un comportement de type « tricheurs » de certaines populations de Rhizobia (Schumpp & Deakin, 2010) et (ii) des symbioses mycorhiziennes contribuant à la nutrition en P et en eau de la plante-hôte (Gianinazzi et al., 2010).

De façon générale, la stabilité de l'association plante-microorganismes repose sur les bénéfices réciproques qu'en tirent les partenaires impliqués, où les bénéfices pour chaque partenaire excédent les coûts induits. Ceci peut être représenté par une boucle de rétroaction où la plante investit une part significative de ses photosynthétats sous forme de rhizodépôts (coût pour la plante) soutenant ainsi la multiplication et l'activité de microorganismes (bénéfice pour les microorganismes) qui, en retour, favorisent la croissance et la santé des plantes (bénéfice pour les plantes) au travers d'activités particulières (coût pour les microorganismes). La dynamique du fer dans la rhizosphère constitue un bon modèle pour l'étude de cette boucle de rétroaction des interactions plantes-microorganismes (Figure 10-3 ; Lemanceau et al., 2009). Ainsi, la réduction de la disponibilité en fer dans la rhizosphère, exacerbée par l'utilisation d'une plante transgénique suraccumulant le fer (dérégulation de la synthèse de ferritine, une protéine de stockage du fer), conduit à la sélection de populations de *Pseudomonas* mobilisant fortement le fer via la synthèse de sidérophores particuliers (Robin et al., 2006a,b, 2007). Ces sidérophores présentent en effet une forte affinité pour le fer qui entre en compétition avec l'oomycète phytopathogène testé (antagonisme microbien ; Robin et al., 2007). La plante, qui est un organisme eucaryote tout comme cet agent phytopathogène, n'est non seulement pas soumise à la compétition pour le fer déterminée par les sidérophores microbiens mais au contraire bénéficie des complexes Fe-sidérophores pour sa nutrition en fer (Vansuyt et al., 2007 ; Shirley et al., 2011). Ces sidérophores bactériens sont d'ailleurs capables d'extraire le fer des colloïdes argileux du sol, le rendant ainsi plus disponible pour la plante. En conclusion, la plante investit dans l'interaction en entretenant des populations particulières, qui en retour promeuvent sa santé et sa nutrition.

Une autre illustration de 'paiement en retour' concerne l'acquisition de résistance naturelle des sols au piétin-échaudage du blé provoqué par le champignon phytopathogène *Gaeumannomyces graminis* var. *tritici* (Kwak & Weller, 2013). Les racines infectées par le champignon sélectionnent des populations productrices d'un antibiotique (2,4-diacétylphloroglucinol, un phénol naturel de formule $C_{10}H_{10}O_5$). Leur abondance s'accroît au bout de 3-4 cultures de blé successives à un niveau tel que la gravité de la maladie diminue de façon spectaculaire, le sol étant alors qualifié de résistant (Raaijmakers & Weller, 1998). Le maintien de racines infectées permet de stabiliser l'abondance de ces
populations bactériennes à un niveau suffisant pour garantir la protection de la plante et la résistance du sol. La production de rhizodépôts particuliers par les racines infectées (coût pour la plante) est donc payée en retour par l'enrichissement de populations particulières à partir du réservoir tellurique (bénéfices pour les bactéries) qui produisent des antibiotiques (coût pour les bactéries) favorables pour la santé de la plante (bénéfice pour la plante). Cependant en cas de rupture de la monoculture, la densité des populations productrices de l'antibiotique diminue de telle sorte que la culture de blé suivante est à nouveau sensible à la maladie qui s'aggrave au cours des cultures successives jusqu'à ce que les racines infectées aient à nouveau suffisamment favorisé les populations productrices d'antibiotique. Les populations productrices d'antibiotique ne sont donc sélectionnées que par les racines infectées par le champignon phytopathogène et ne sont ainsi entretenues que lorsqu'elles représentent un bénéfice pour la plante (protection biologique contre le piétin).

De façon plus générale, l'importance du microbiote rhizosphérique en termes d'abondance, de diversité et d'effets bénéfiques pour la plante-hôte conduit à ne plus considérer la plante comme une entité autonome mais à avoir une vision plus holistique de la plante et de son microbiote (Hacquart & Schadt, 2015 ; Vandenkoornhuyse et al., 2015 ; Thies et al., 2016). La croissance, le développement et la santé de la plante résultent en effet non seulement de traits végétaux mais également de ceux des microorganismes associés. Il a même été proposé que la plante puisse être considérée comme un holobionte comprenant la plante per se plus son microbiote associé (Vandenkoornhuyse et al., 2015). A l'image du microbiote associé au tube digestif, celui associé aux racines contribue à l'acquisition de nutriments et à l'immunité de l'hôte, ainsi qu'à sa tolérance aux stress biotiques causés par les agents phytopathogènes et abiotiques (e.g., stress hydrique) (Mendes et al., 2013). Ramírez-Puebla et al. (2013) ont d'ailleurs proposé l'image de 'tube digestif à l'envers' pour illustrer ces analogies entre microbiotes du tube digestif et de la rhizosphère.

Cette proposition est soutenue par celle concomitante d'un corpus de phylotypes microbiens ('core microbiome') qui seraient universellement associés à un génotype ou une espèce végétale (Lundberg et al., 2012). Cependant, cette proposition est confrontée à la variabilité du réservoir de biodiversité selon les sols comme indiqué par les études de biogéographie (Ranjard et al., 2013 ; voir chapitre 9 de cet ouvrage). Ainsi, après la définition taxonomique du 'core microbiome' (Bulgarelli et al., 2012 ; Lundberg et al., 2012), nous proposons une définition fonctionnelle pour ce corpus qui correspondrait alors aux fonctions microbiennes partagées et distribuées dans différents taxons (Lemanceau et al., en préparation). Ce 'core microbiome' fonctionnel s'appliquerait dans différents sols car les fonctions correspondantes peuvent être distribuées dans différents taxons.

## 5. Les interactions plantes-microorganismes dans les agroécosystèmes

Le développement de l'agriculture s'est accompagné d'une domestication des plantes (Perez-Jaramillo et al., 2015), de l'utilisation d'intrants de synthèse (fertilisants et
pesticides), d'une simplification des rotations et des assolements qui collectivement
minimisent le rôle de la biodiversité et des interactions biotiques dans la nutrition, la
croissance et la santé des plantes (Philippot et al., 2015). Ainsi, les génotypes végétaux
actuels ont été sélectionnés essentiellement pour leur production de biomasse aérienne
en situations fertiles, de telle sorte que la domestication des plantes a pu contribuer à la
contre-sélection de traits liés au développement racinaire et à la composition des
rhizodépôts, influençant ainsi le microbiote rhizosphérique (Perez-Jaramillo et al., 2015),
microbiote dont nous avons vu ci-dessus l'importance dans les systèmes peu anthropisés.
Les variétés récentes de blé semblent moins bien mycorhizées que celles plus anciennes
(Hetrick et al., 1996). De même, les microbiotes de l'orge domestiquée et de ses ancêtres
présentent des différences, qui, même si elles sont faibles, n'en demeurent pas moins
significatives (Bulgarelli et al., 2015). Le microbiote de lignées recombinantes de maïs
cultivées au champ présentent des variations héritables de la diversité microbienne de
leurs rhizosphères (Pfeiffer et al., 2013). Or, des gènes végétaux candidats gouvernant
l'aptitude d'une souche de *Bacillus* à protéger la tomate contre la fonte de semis (Schmidt
et al., 1999) et des gènes candidats gouvernant l'aptitude d'une souche de *Pseudomonas*
à promouvoir la biomasse et l'architecture racinaire chez *Arabidopsis* (Wintermans et al.,
2016) ont été mis en évidence. Ces observations suggèrent la possibilité d'introduire dans
les programmes de sélection des traits végétaux promouvant les interactions biotiques
bénéfiques (Wissuva et al., 2009). Pour identifier ces traits, il a été proposé de 'revenir aux
racines' en explorant le microbiote des plantes natives afin de rechercher des traits
végétaux promouvant les interactions biotiques qui auraient pu être perdus dans les
cultivars actuels (Perez-Jaramillo et al., 2015). De plus, l'utilisation de fertilisants est bien
connue (i) pour minimiser la nutrition en azote des légumineuses *via* la fixation biologique
atmosphérique (Sulieman & Tran, 2014) et (ii) comme pouvant réduire la nutrition des
plantes en phosphore *via* la symbiose mycorhizienne (Gianinazzi et al., 2010).

Finalement, la simplification des rotations et des assolements minimise la contribution de
la biodiversité, végétale et microbienne à la nutrition et à la santé des plantes de façon
concomitante avec l'utilisation d'intrants de synthèse. Ainsi, il a été montré lors d'études de
biogéographie que le microbiote tellurique est d'autant plus abondant que la diversité
végétale est grande (Dequiedt et al., 2011). De plus, des associations végétales bien
choisies se traduisent par des processus de facilitation conduisant à des bénéfices
réciproques avec contribution des microbiotes associés. A titre d'exemple, une
légumineuse favorise la nutrition en azote d'une graminée associée *via* des mécanismes
de complémentarité de niches et de facilitation (Hinsinger et al., 2010 ; Lesuffleur et al.,
2013) et nous formulons l'hypothèse selon laquelle la graminée et son microbiote
favoriseraient la nutrition en fer de la légumineuse qui est d'ailleurs essentiel pour la
fixation de l'azote atmosphérique (la leghémoglobine, une hémoprotéine fixatrice de
dioxygène présente chez les Fabacées et requérant le fer pour son fonctionnement, est
synthétisée en grande quantité par la légumineuse hôte et permet de protéger, dans les
nodosités, le complexe enzymatique nitrogénase/hydrogénase responsable de la fixation
de l'azote atmosphérique, des effets du dioxygène qui l'inactive). Un autre exemple concerne la culture de graminées favorisant les populations de *Pseudomonas* productrices de 2,4-diacétylphloroglucinol (Mazzola et al., 2004), en entre-rangs dans les vergers de pommiers afin de les protéger contre l'agent phytopathogène *Rhizoctonia solani*. A l'inverse, les plantes en association peuvent avoir un effet délétère pour la culture, c'est bien sûr le cas des adventices qui entrent en compétition avec les plantes de rente. Des recherches sont en train d'explorer la possibilité de réduire la croissance de l'adventice via le microbiote rhizosphérique afin de donner un avantage compétitif à la culture et ainsi minimiser l'utilisation d'herbicides représentant la plus grande part des pesticides utilisés en agriculture.

Dans ce contexte, le changement de paradigme représenté par l'agroécologie est de mettre la biodiversité et les interactions biotiques au cœur même de la conception des systèmes agricoles. Leur valorisation vise à réduire l'utilisation d'intrants de synthèse en privilégiant la nutrition et la protection des plantes assurées par les interactions biotiques en particulier les interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère (Lemanceau et al., 2015).

## 6. Conclusions et perspectives

Les recherches sur la rhizosphère représentent un front de sciences très actif comme en attestent, à titre d'exemples, la série d'ouvrages (Stengel & Gelin, 1998 ; De Bruijn, 2013 ; Montgomery & Bicklé, 2015), de numéros spéciaux (Dessaux et al., 2003, 2009 ; Hartmann et al., 2008 ; Brink, 2016), de colloques (Montpellier, Dijon, Munich, Montpellier, Wageningen) qui lui ont été dédiés au cours des dernières années. Les recherches sur les interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère bénéficient d'avancées méthodologiques très prometteuses permettant d'envisager la définition d'un 'core microbiome' fonctionnel spécifique du génotype végétal. Les recherches sur la rhizosphère bénéficient de plus des analogies avec le microbiote digestif et donc des avancées conceptuelles et méthodologiques dans ce domaine (Hacquard et al., 2015). Elles contribuent à la réflexion plus globale des relations entre microbiote et hôte avec la proposition du concept d'holobionte. Outre leur intérêt académique, les recherches sur les interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère suscitent de fortes attentes en agroécologie afin de tirer mieux partie des relations biotiques pour réduire l'usage des intrants de synthèse (Lemanceau et al., 2015). Il s'agit de valoriser les rhizodépôts pour orienter les populations et activités microbiennes de la rhizosphère afin de promouvoir la nutrition et la santé de la plante hôte. Cette ambition représente une formidable marge de progrès au vu de la proportion majeure de photosynthétats dédiés aux rhizodépôts jusqu'alors peu ou pas exploités en agriculture. Un des enjeux majeurs est de progresser dans la connaissance des traits et des gènes végétaux et microbiens impliqués dans la signalisation et les bénéfices réciproques pour les partenaires, l'objectif étant d'introduire ces traits dans les programmes d'amélioration des plantes. De façon plus générale, l'application des recherches en écologie de la rhizosphère à l'agroécologie pour la
conception de systèmes agricoles vertueux, économes en intrants et préservant la diversité, requiert une intégration d'expertises variées dans des domaines complémentaires : agronomie, écologie, écophysiologie et génétique végétale, sciences du sol, etc... Ainsi, les interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère doivent être positionnées dans le cadre plus général de l'agroécosystème en intégrant à la fois les associations végétales dans le temps (rotation) et l'espace (assolement), les pratiques agricoles (fertilisation, travail du sol) et le sol.

Références bibliographiques

Bais H., Weir T., Perry L., Gilroy S., Vivanco J., 2006. The role of root exudates in rhizosphere interactions with plants and other organisms. *Annual Review of Plant Biology*, 57, 233–266.

Bates S.T., Berg-Lyons D., Caporaso J.G., Walters W.A., Knight R., Fierer N., 2011. Examining the global distribution of dominant archaeal populations in soil. *The ISME Journal*, 5(5), 908–917.

Brink S.C., 2016. Unlocking the secrets of the rhizosphere. *Trends in Plant Science*, 21(3), 169–170.

Bulgarelli D., Rott M., Schlaeppi K., van Themaat E.V.L., Ahmadinejad N., Assenza F., Rauf V., Huettel B., Reinhardt R., Schmelzer E., Peplies J., Gloeckner F.O., Amann R., Eickhorst T. Schulze-Lefert P., 2012. Revealing structure and assembly cues for *Arabidopsis* root-inhabiting bacterial microbiota. *Nature*, 488(7409), 91–95.

Bulgarelli D., Garrido-Oter R., Münch P.C., Weiman A., Dröge J., Pan Y., McHardy A.C., Schulze-Lefert P., 2015. Structure and function of the bacterial root microbiota in wild and domesticated barley. *Cell Host & Microbe*, 17(3), 392–403.

Cardinale M., 2014. Scanning a microhabitat: Plant-microbe interactions revealed by confocal laser microscopy. *Frontiers in Microbiology*, 5, 94.

Chaparro J.M., Badri D.V., Bakker M.G., Sugiyama A., Manter D.K., Vivanco J.M., 2013. Root exudation of phytochemicals in *Arabidopsis* follows specific patterns that are developmentally programmed and correlate with soil microbial functions. *PLoS One*, 8(2), e55731.

Curl E.A., Truelove B., 1986. The rhizosphere. *In: Advanced Series in Agricultural Sciences*, Vol. 15, Springer-Verlag, Berlin-Heidelberg-New York-Tokyo, 288 p.

de Bruijn F.J., 2013. *Molecular Microbial Ecology of the Rhizosphere*. Wiley-Blackwell, 1328 p.

Dequiedt S., Saby N.P.A., Lelievre M., Jolivet C., Thioulouse J., Toutain B., Arrouays D., Bispo A., Lemanceau P., Ranjard L., 2011. Biogeographical patterns of soil molecular microbial biomass as influenced by soil characteristics and management. *Global Ecology and Biogeography*, 20(4), 641–652.

Dessaux Y., Hinsinger P., Lemanceau P., 2003. Special issue “Third Rhizosphere Conference” Dijon, novembre 2001, *Agronomie*, 23, 373.
Dessaux Y., Hinsinger P., Lemanceau P. 2009. Rhizosphere: Achievements and challenges. *Plant and Soil*, 321(1), 1-3.

García-Salamanca A., Molina-Henares M.A., van Dillewijn P., Solano J., Pizarro-Tobías P., Roca A., Duque E., Ramos J.L., 2013. Bacterial diversity in the rhizosphere of maize and the surrounding carbonate-rich bulk soil. *Microbial Biotechnology*, 6(1), 36-44.

Ghirardi S., Dessaint F., Mazurier S., Corberand T., Raaijmakers J.M., Meyer J.-M., Dessaux Y., Lemanceau P., 2012. Identification of traits shared by rhizosphere-competent strains of fluorescent pseudomonads. *Microbial Ecology*, 64(3), 725-737.

Gianinazzi S., Gollotte A., Binet M.A., van Tuinen D., Redecker D., Wipf D., 2010. Agroecology: The key role of arbuscular mycorrhizas in ecosystem services. *Mycorrhiza*, 20(8), 519-530.

Grayston S.J., Wang S., Campbell C.D., Edwards A.C., 1998. Selective influence of plant species on microbial diversity in the rhizosphere. *Soil Biology and Biochemistry*, 30(3), 369-378.

Hacquard S., Garrido-Oter R., González A., Spaepen S., Ackermann G., Lebeis S., McHardy A.C., Dangl J.L., Knight R., Ley R., Schulze-Lefert P., 2015. Microbiota and host nutrition across plant and animal kingdoms. *Cell Host & Microbe*, 17(5), 603-616.

Hacquard S., Schadt C.W., 2015. Towards a holistic understanding of the beneficial interactions across the Populus microbiome. *New Phytologist*, 205(4), 1424-1430.

Hartmann A., Lemanceau P., Prosser J.I., 2008. Multitrophic interactions in the rhizosphere - Rhizosphere microbiology: At the interface of many disciplines and expertises. *FEMS Microbiology Ecology*, 65(2), 179.

Hartmann A., Rothballer M., Schmid, M., 2008. Lorenz Hiltner, a pioneer in rhizosphere microbial ecology and soil bacteriology research. *Plant and Soil*, 312(1), 7-14.

Hetrick B.A.D., Kitt D.G., Wilson G.W.T., 1996. Mycorrhizal response in wheat cultivars: relationship to phosphorus. *Canadian Journal of Botany*, 74(1), 19-25.

Hiltner L., 1904. Über neuere Erfahrungen und Probleme auf dem Gebiet der Bodenbakteriologie und unter besonderer Berücksichtigung der Gründungung und Brache. *Arbeiten der Deutschen Landwirtschaftlichen Gesellschaft*, 98, 59-78.

Hinsinger P., Betencourt E., Bernard L., Brauman A., Plassard C., Shen J., Tang X., Zhang F., 2011. P for two, sharing a scarce resource: Soil phosphorus acquisition in the rhizosphere of intercropped species. *Plant Physiology*, 156(3), 1078-1086.

Inceoglu O., Falcao Salles J., van Overbeek L., van Elsas J. D., 2010. Effect of plant genotype and growth stage on the Betaproteobacterial communities associated with different potato cultivars in two fields. *Applied and Environmental Microbiology*, 76(11), 3675-3684.

Jeudy C., Adrian M., Baussard C., Bernard C., Bernaud E., Bourion V., Busset H., Cabrera-Bosquet L., Cointault F., Han S.M., Lamboeuf M., Moreau D., Pivato B., Prudent M., Trouvelot S., Truong H.N., Vernoud V., Voisin A.-S., Wipf D., Salon C., 2016. RhizoTubes as a new tool for high throughput imaging of plant root development and
architecture: Test, comparison with pot grown plants and validation. *Plant Methods*, 12, 31.

Khorassani R., Hettwer U., Ratzinger A., Steingrobe B., Karlovsky P., Claassen N., 2011.

Citramalic acid and salicylic acid in sugar beet root exudates solubilize soil phosphorus. *BMC Plant Biology*, 11, 121.

Kwak Y.S., Weller D.M., 2013. Take-all of wheat and natural disease suppression: A review. *Plant Pathology Journal*, 29(2), 125-135.

Lakshmanan V., Selvaraj G., Bais H.P., 2014. Functional soil microbiome: Belowground solutions to an aboveground problem. *Plant Physiology*, 166(2), 689-700.

Lareen A., Burton F., Schäfer P., 2016. Plant root-microbe communication in shaping root microbiomes. *Plant Molecular Biology*, 90(6), 575-587.

Latour X., Corberand T., Laguerre G., Allard F., Lemanceau P., 1996. The composition of fluorescent pseudomonad population associated with roots is influenced by plant and soil type. *Applied and Environmental Microbiology*, 62(7), 2449-2556.

Lebeis S.L., Paredes S.H., Lundberg D.S., Breakfield N., Gehring J., McDonald M., Malfatti S., Glavina del Rio T., Jones C.D., Tringe S.G., Dangl J.L., 2015. Salicylic acid modulates colonization of the root microbiome by specific bacterial taxa. *Science*, 349(6250), 860-864.

Lemanceau P., Barret M., Mazurier S., Mondy S., Pivato B., Fort T., Vacher C., 2016. Plant communication with associated microbiota in the spermosphere, rhizosphere and phyllosphere. *Advances in Botanical Research*, à l'impression.

Lemanceau P., Bauer P., Kraemer S., Briat J.-F., 2009. Iron dynamics in the rhizosphere as a case study for analyzing interactions between soils, plants and microbes. *Plant and Soil*, 321(1), 513-535.

Lemanceau P., Heulin T., 1998. La rhizosphère. *In: Sol, Interface Fragile* (P. Stengel, S. Gelin, eds.), INRA, Collection Mieux Comprendre, 93-106.

Lemanceau P., Maron P.-A., Mazurier S., Mougel C., Pivato B., Plassart P., Ranjard L., Revellin C., Tardy V., Wipf D., 2015. Understanding and managing soil biodiversity: A major challenge in agroecology. *Agronomy and Sustainable Development*, 35(1), 67-81.

Limpens E., van Zeijl A., Geurts R., 2015. Lipochitooligosaccharides modulate plant host immunity to enable endosymbioses. *Annual Review of Phytopathology*, 53, 311-334.

Lundberg D.S., Lebeis S.L., Paredes S.H., Yourstone S., Gehring J., Malfatti S., Tremblay J., Engelbrektson A., Kunin V., Rio T.G.D., Edgar R.C., Eickhorst T., Ley R.E., Hugenholtz P., Tringe S.G., Dangl J.L., 2012. Defining the core *Arabidopsis thaliana* root microbiome. *Nature*, 488(7409), 86-90.

Maron P.-A., Ranjard L., Mougel C., Lemanceau, P., 2007. Metaproteomics: A new approach for studying functional microbial ecology. *Microbial Ecology*, 53(3), 486-493.

Mazzola M., Funnell D.L., Raaijmakers J.M., 2004. Wheat cultivar-specific selection of 2,4-diacetylphloroglucinol-producing fluorescent *Pseudomonas* species from resident soil populations. *Microbial Ecology*, 48(3), 338-348.

Mendes R., Garbeva P., Raaijmakers J.M., 2013. The rhizosphere microbiome:
Significance of plant beneficial, plant pathogenic, and human pathogenic microorganisms. *FEMS Microbiology Reviews*, 37, 634–663.

Mendes R., Kruijt M., de Bruijn I., Dekkers E., van der Voort M., Schneider J.H., Piceno Y.M., DeSantis T.Z., Andersen G.L., Bakker P.A.H.M., Raaijmakers J.M., 2011. Deciphering the rhizosphere microbiome for disease-suppressive bacteria. *Science*, 332(6033), 1097–1100.

Montgomery D.R., Bicklé A., 2015. *The Hidden Half of Nature: The Microbial Roots of Life and Health*, W.W. Norton & Company, Inc., N.Y., 320 p.

Mougel C., Offre P., Ranjard L., Corberand T., Gamalero E., Robin C., Lemanceau P., 2006. Dynamic of the genetic structure of bacterial and fungal communities at different developmental stages of *Medicago truncatula* Gaertn. cv. Jemalong line J5. *New Phytologist*, 170(1), 165–175.

Nesme J., Achouak W., Agathos S.N., Bailey M., Baldrian P., Brunel D., Frostegård A., Heulin T., Jansson J.K., Jurkevitch E., Kruus K., Kowalchuk G.A., Lagares A., Lappin-Scott H.M., Lemanceau P., Le Paslier D., Mandic-Mulec I., Murrell J.C., Myrold D.D., Nalin R., Nannipieri P., Neufeld J.D., O’Gara F., Parnell J.J., Pühler A., Pylro V., Ramos J.L., Roesch L.F.W., Schloter M., Schleper C., Sczyrba A., Sessitsch A., Sjöling S, Sørensen J., Sørensen S.J., Tebbe C.C, Topp E., Tsiamis G., van Elsas J.D., van Keulen G., Widmer F., Wagner M., Zhang T., Zhang X., Zhao L., Zhu Y.-G., Vogel T.M., Simonet P., 2016. Back to the future of soil metagenomics. *Frontiers in Microbiology*, 7, 73.

Neumann G., Bott S., Ohler M., Mock H.-P., Lippmann R., Grosch R., Smalla, K., 2014. Root exudation and root development of lettuce (*Lactuca sativa* L. cv. Tizian) as affected by different soils. *Frontiers in Microbiology*, 5, 2.

Nguyen C., 2003. Rhizodeposition of organic C by plants: Mechanisms and controls. *Agronomie*, 23(5-6), 375–396.

Orgiazzi A., Bonnet Dunbar M., Panagos P., Arjen de Groot G., Lemanceau P., 2015. Soil biodiversity and DNA barcodes: Opportunities and challenges. *Soil Biology and Biochemistry*, 80, 244–250.

Pérez-Jaramillo J.E., Mendes R., Raaijmakers J.M., 2016. Impact of plant domestication on rhizosphere microbiome assembly and functions. *Plant Molecular Biology*, 90(6), 635–644.

Peiffer J.A., Spor A., Koren O., Jin Z., Tringe S.G., Dangl J.L., Buckler E.S., Ley R.E., 2013. Diversity and heritability of the maize rhizosphere microbiome under field conditions. *Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America*, 110(16), 6548–6553.

Philippot L., Raaijmakers J.M., Lemanceau P., van der Putten W.H., 2013. Going back to the roots: The microbial ecology of the rhizosphere. *Nature Reviews Microbiology*, 11, 789–799.

Pivato B., Mazurier S., Lemanceau P., Siblot S., Berta G., Mougel C., van Tuinen D., 2007. *Medicago* species affect the community composition of arbuscular mycorrhizal fungi associated with roots. *New Phytologist*, 176(1), 197–210.
Raaijmakers J.M., Weller D.M., 1998. Natural plant protection by 2,4-diacetylphloroglucinol-producing *Pseudomonas* spp. in take-all decline soils. *Molecular Plant-Microbe Interactions*, 11(2), 144-152.

Rajendhran J., Gunasekaran P., 2008. Strategies for accessing soil metagenome for desired applications. *Biotechnology Advances*, 26(6), 576-590.

Ramírez-Puebla S.T., Servín-Garcidueñas L.E., Jiménez-Marín B., Bolaños L.M., Rosenblueth M., Martínez J., Rogel M.A., Ormeño-Orrillo E., Martínez-Romero E., 2013. Gut and root microbiota commonalities. *Applied and Environmental Microbiology*, 79(1), 2-9.

Ranjard L., Dequiedt S., Chemidlin Prévost-Bouré N., Thioulouse J., Saby N.P.A., Lelievre M., Maron P.-A., Morin F.E.R., Bispo A., Jolivet C., Arrouays D., Lemanceau P., 2013. Turnover of soil bacterial diversity driven by wide-scale environmental heterogeneity. *Nature Communications*, 4,1434.

Redecker D., Kodner R., Graham L.E., 2000. Glomalean fungi from the Ordovician. *Science*, 289(5486),1920-1921.

Robin A., Mougel C., Siblot S., Vansuyt G., Mazurier S., Lemanceau P. 2006b. Effect of ferritin over-expression in tobacco on the structure of bacterial and pseudomonad communities associated with the roots. *FEMS Microbiology Ecology*, 58(3), 492-502.

Robin A., Vansuyt G., Corberand T., Briat J.-F., Lemanceau P., 2006a. The soil type affects both the differential accumulation of iron between wild type and ferritin over-expressor tobacco plants and the sensitivity of their rhizosphere bacterioflora to iron stress. *Plant and Soil*, 283(1-2), 75-83.

Robin A., Vansuyt G., Hinsinger P., Meyer J.-M., Briat J.-F., Lemanceau P., 2008. Iron dynamics in the rhizosphere: consequences for plant health and nutrition. *Advances in Agronomy*, 99, 183-225.

Roux B., Rodde N., Jardinaud M.-F., Timmers T., Sauviac L., Cottret L., Carrère S., Sallet E., Courcelle E., Moreau S., Debellé F., Capela D., de Carvalho-Niebel F., Gouzy J., Bruand C., Gama, P., 2014. An integrated analysis of plant and bacterial gene expression in symbiotic root nodules using laser-capture microdissection coupled to RNA sequencing. *The Plant Journal*, 77(6), 817-837.

Schloss P.D., Handelsman J., 2003. Biotechnological prospects from metagenomics. *Current Opinion in Biotechnology*, 14(3), 303-310.

Schumpp O., Deakin W.J., 2010. How inefficient rhizobia prolong their existence within nodules. *Trends in Plant Science*, 15(4), 189-195.

Shirley M., Avoscan L., Bernaud E., Vansuyt G., Lemanceau P., 2011. Comparison of iron acquisition from Fe-pyoverdine by strategy I and strategy II plants. *Botany*, 89(10), 731-735.

Smith K.P., Handelsman J., Goodman R.M., 1999. Genetic basis in plants for interactions with disease-suppressive bacteria. *Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America*, 96(9), 4786-4790.
Stengel P., Gelin S., 1998. *Sol, Interface Fragile*. INRA, Collection Mieux comprendre, 214 p.

Sulieman S., Tran, L.-S.P., 2014. Symbiotic nitrogen fixation in legume nodules: metabolism and regulatory mechanisms. *International Journal of Molecular Sciences*, 15(11), 19389-19393.

Theis K.R., Dheilly N.M., Klassen J.L., Brucker R.M., Baines J.F., Bosch T.C.G., Cryan J.F., Gilbert S.F., Goodnight C.J., Lloyd E.A., Sapp J., Vandenkoornhuyse P., Zilber-Rosenberg I., Rosenberg E., Bordenstein S.R., 2016. Getting the hologenome concept right: An eco-evolutionary framework for hosts and their microbiomes. *MSystems*, 1(2), e00028-16.

Torsvik V., Daae F.L., Sandaa R.A., Ovreas L., 2002. Microbial diversity and function in soil: From genes to ecosystems. *Current Opinion in Microbiology*, 5(3), 240-245.

van Dam N.M., Bouwmeester H.J., 2016. Metabolomics in the rhizosphere: tapping into belowground chemical communication. *Trends in Plant Science*, 21(3), 256-265.

Vandenkoornhuyse P., Quaiser A., Duhamel M., Le Van A., Dufresne A., 2015. The importance of the microbiome of the plant holobiont. *New Phytologist*, 206(4), 1196-1206.

Vansuyt G., Robin A., Briat J.-F., Curie C., Lemanceau P., 2007. Iron acquisition from Fe-pyoverdine by *Arabidopsis thaliana*. *Molecular Plant-Microbes Interactions*, 20(4), 441-447.

Veneault-Fourrey C., Commun C., Kohler A., Morin E., Balestrini R., Plett J., Danchin E., Coutinho P., Wiebenga A., de Vries Ronald P., Henrissat B., Martin F., 2014. Genomic and transcriptomic analysis of *Laccaria bicolor* CAZome reveals insights into polysaccharides remodelling during symbiosis establishment. *Fungal Genetics and Biology*, 72, 168-181.

Veneklaas E.J., Stevens J., Cawthray G.R., Turner S., Grigg A.M., Lambers H., 2003. Chickpea and white lupin rhizosphere: Carboxylates vary with soil properties and enhance phosphorus uptake. *Plant and Soil*, 248(1), 187-197.

Wintermans P.C.A., Bakker P.A.H.M., Pieterse C.M.J., 2016. Natural genetic variation in *Arabidopsis* for responsiveness to plant growth-promoting rhizobacteria. *Plant Molecular Biology*, 90(6), 623-634.

Wissuwa M., Mazzola M., Picard, C., 2009. Novel approaches in plant breeding for rhizosphere-related traits. *Plant and Soil*, 321(1), 409-430.

Zancarini A., Mougel C., Terrat S., Salon C., Munier-Jolain N., 2013. Combining ecophysiological and microbial ecological approaches to study the relationship between *Medicago truncatula* genotypes and their associated rhizosphere bacterial communities. *Plant and Soil*, 365(1-2), 183-199.

## Légendes des Figures

**Figure 10-1.** Principales étapes du développement de l'écologie microbienne, adapté de Maron *et al.* (2007). (1) Next-Generation Sequencing ou séquençage de nouvelle génération ; (2) Polymerase Chain Reaction ou amplification de l'ADN par réaction enzymatique en chaîne ; (3) DNA-Stable-Isotope-Probing ou marquage de l'ADN par un
isotope stable.

**Figure 10-2.** Photos du rhizotron 'RhizoTube' (copyright UMR Agroécologie). Les RhizoTubes sont installés sur des convoyeurs (A) sur lesquels ils sont automatiquement déplacés vers la station de fertirrigation (B). La cinétique de croissance racinaire et de formation des nodosités est obtenue par analyse des images obtenues, à titre d'exemple, une image (résolution 600 ppi et lumière Rouge Vert Bleue) de racine nodulée de pois cultivé en RhizoTube en l'absence de fertilisation azotée (C). Le RhizoTube (European patent : Salon C., Jeudy C., Bernard C., Mougel C., Coffin A., Bourion V., Moreau D., Palavioux K., Baussart B., 2012. Brevet « Rhizotron et utilisations de celui-ci ». Brevet déposé en France le 26 juin 2012 sous le n°12 56069 aux noms de INRA et INOVIAFLOW, dépôt national et européen) est une innovation de le Plateforme de Phénotypage des Interactions Plantes-Microorganismes (4PMI, Dijon, France).

**Figure 10-3.** Boucle de rétroaction représentant schématiquement les interactions plantes-microorganismes dans la rhizosphère en relation avec le fer. La plante libère des rhizodépôts promouvant l'abondance et l'activité microbienne et prélève du fer pour sa nutrition, la nutrition de la plante et des microorganismes associés s'accompagne d'une réduction de la biodisponibilité du fer dans la rhizosphère (1) ; cette réduction de disponibilité en fer se traduit par la sélection de populations de *Pseudomonas* produisant des sidérophores efficaces dans l'acquisition du fer qui leur confèrent un avantage compétitif (2) ; ces sidérophores sont de plus efficaces chélateurs du fer que ceux synthétisés par les champignons et oomycètes dont la croissance saprophyte et les infections racinaires sont réduites du fait de la compétition pour le fer, ces sidérophores améliorent également la nutrition en fer de la plante, les *Pseudomonas* bénéficiant des rhizodépôts de la plante améliorent donc en retour sa croissance et sa santé (3).
# Chapitre 11

## Les associations mycorhiziennes dans les sols, pour une meilleure maîtrise de la production végétale

Robin Duponnois<fnref n="1" />*, Sanâa Wahbi<fnref n="1" />,<fnref n="2" />, Hervé Sanguin<fnref n="1" />, Lahcen Ouahmane<fnref n="2" />, Mohamed Hafidi<fnref n="2" />, Yves Prin<fnref n="1" />

### Résumé

La symbiose mycorhizienne, association à bénéfices réciproques entre certains types de champignons et les racines des végétaux, joue un rôle majeur au sein des processus biologiques, régissant la fertilité des sols et l'évolution spatio-temporelle des formations végétales terrestres (diversité, productivité, résilience). La gestion et la valorisation de la symbiose fongique revêtent une importance toute particulière dans les sols dégradés (carences minérales, déficit hydrique, etc.). Dans ce contexte, le développement de l'agroécologie, approche systémique de l'exploitation agricole, est devenu prioritaire. Cette approche combinée à une ingénierie écologique fondée sur les interactions symbiotiques constitue donc une stratégie de choix pour améliorer les performances des interventions humaines visant à préserver la biodiversité des écosystèmes végétaux terrestres. Pour atteindre cet objectif, il est nécessaire de décrire la structure des communautés de symbiotes fongiques et également leur évolution au sein de l'agroécosystème en fonction de différents contextes d'anthropisation et de diversité végétale, afin d'identifier les facteurs majeurs contrôlant ces communautés et ainsi mieux comprendre les règles de fonctionnement. Cette première étape permettra de statuer sur le potentiel infectieux mycorhizogène des sols qui représente l'abondance et la diversité des propagules fongiques mycorhiziennes dans le sol. Dans un second temps, et afin de permettre un fonctionnement de la symbiose mycorhizienne qui assure la productivité et la stabilité du couvert végétal, des techniques culturales peuvent être mises en œuvre, notamment dans le cas où l'état de dégradation du sol a entraîné des perturbations importantes au niveau des caractéristiques des communautés de champignons mycorhiziens. En fonction de l'état de dégradation de la structure des communautés de symbiotes mycorhiziens (diversité et/ou abondance), deux stratégies peuvent être envisagées. L'approche holistique s'impose lorsque le niveau du potentiel infectieux mycorhizogène est encore assez élevé pour être redynamisé via la gestion du couvert végétal en y introduisant

<footnote n="1">¹ IRD-CIRAD, Laboratoire des Symbioses Tropicales et Méditerranéennes - UMR 113, Campus CIRAD de Baillarguet, TA-A 82/J - F-34398 Montpellier cedex 5, France</footnote>

<footnote n="2">² Laboratoire Ecologie & Environnement (Unité associée au CNRST, URAC 32). Faculté des Sciences Semlalia, Université Cadi Ayyad, Marrakech, Maroc</footnote>

<footnote>* Auteur pour la correspondance – Robin Duponnois (Robin.Duponnois@ird.fr)</footnote>
diverses plantes hautement mycotrophes (par exemple des légumineuses). L'approche réductionniste en revanche est choisie lorsque le potentiel infectieux mycorhizogène est fortement altéré, aboutissant à une raréfaction des propagules fongiques. Il est alors nécessaire de réintroduire en masse des propagules mycorhiziennes en inoculant généralement une souche fongique préalablement sélectionnée (mycorhization contrôlée) pour un paramètre donné (par exemple, effet de la souche sur la croissance d'une plante ciblée). Quelle que soit l'approche retenue, l'amélioration du potentiel infectieux mycorhizogène est accompagnée par de profondes modifications des caractéristiques microbiologiques du sol au niveau de la diversité fonctionnelle et génétique de la microflore (effet mycorhizosphérique). Nos résultats expérimentaux montrent l'importance de la composante mycorhizienne dans le cadre d'une agriculture durable ainsi que la nécessité de prendre en compte cette catégorie de microorganismes dans la conception d'itinéraires culturaux innovants et respectueux de l'environnement intégrant les interactions bénéfiques plantes/microorganismes.

La pertinence de cet outil biologique dans l'optimisation des pratiques agroécologiques sera discutée en se référant à plusieurs études réalisées in situ dans des milieux particulièrement fragilisés (par exemple le milieu méditerranéen) où il a été montré que la gestion de la symbiose mycorhizienne améliorait significativement la productivité des agroécosystèmes.

# 1. Introduction

L'obligation de satisfaire les besoins alimentaires de la planète et la nécessité d'augmenter de manière drastique la productivité des agrosystèmes sont devenues en quelques décennies des enjeux cruciaux pour assurer la pérennisation de l'humanité. Avec une population mondiale estimée à 7 milliards d'individus et susceptible de dépasser les 9 milliards en 2050, la production alimentaire mondiale doit obligatoirement connaître une amélioration qualitative et quantitative spectaculaire (FAO, 2006 ; Godfray et al., 2010), plus particulièrement dans les pays en développement où la démographie est très élevée (The Future of Farming, 2011). Au cours des années 60, le concept de « Révolution Verte » (Borlaug, 2007) recommandait l'utilisation massive d'intrants chimiques (par exemple les engrais, les pesticides) et le recours à des techniques d'irrigation non raisonnées afin de combattre l'insécurité alimentaire dans les pays en développement. En dépit de résultats avérés en termes de lutte contre l'insécurité alimentaire, ces techniques culturales ont engendré de profondes dégradations dans la qualité des sols résultant de l'utilisation excessive de pesticides et d'intrants chimiques, de techniques fragilisant les sols et les exposant aux effets dévastateurs des phénomènes d'érosion hydrique et éolienne.

Afin de minimiser les impacts négatifs sur l'environnement de ces pratiques agricoles, l'identification d'itinéraires culturaux respectueux des règles d'une agriculture durable à faibles apports d'intrants est devenue une urgence absolue afin de répondre à l'objectif de nourrir une population mondiale en constante évolution sans surexploiter et appauvrir les ressources naturelles (Fitter, 2012). Dans ce contexte est apparu le concept « d'agriculture
doublement verte » en ayant pour principale vocation de combiner les objectifs de la
révolution verte et ceux visant à préserver la biodiversité et à maintenir la capacité de
résilience des agroécosystèmes (Griffon, 2006). Cette approche novatrice de l'agriculture
trouve ses principes fondateurs dans l'agroécologie. L'agroécologie est généralement
définie comme une science qui vise à valoriser les théories écologiques dans la
conception d'itinéraires culturaux respectueux des règles d'une agriculture durable à
faibles apports d'intrants (Wezel & Soldat, 2009). La construction de pratiques agricoles
reposant sur des mécanismes biologiques (par exemple : facilitation inter-plantes ;
processus de plant soil feedback ou rétroaction plante / sol ; van der Putten et al., 2013)
connus pour leur importance dans l'évolution spatio-temporelle des écosystèmes végétaux
terrestres, leur productivité et leur capacité de résilience est considérée comme une
approche scientifique et technique robuste susceptible de remplir les objectifs de
l'agriculture doublement verte (Webster et al., 1975 ; Leps et al., 1982 ; Ewel, 1999). Ces
processus biologiques qui améliorent la nutrition minérale des plantes, leur résistance à
des stress d'origine biotique et/ou abiotique, sont largement dépendants de
l'établissement et du fonctionnement de la symbiose mycorhizienne, association
symbiotique entre les racines de la majorité des plantes terrestres et des champignons
appartenant au phylum des gloméromycètes (Schüßler et al., 2001). La symbiose
mycorhizienne est observée dans tous les écosystèmes terrestres et chez plus de 80%
des familles de plantes (Smith & Read, 2008).

Ce chapitre a pour ambition de présenter les potentialités de la symbiose mycorhizienne en tant qu'acteur majeur de la gestion durable de la fertilité des sols et de la productivité/stabilité des agrosystèmes ainsi que les différentes approches scientifiques et techniques visant à optimiser le fonctionnement de la symbiose mycorhizienne et son impact sur le couvert végétal.

2. La symbiose mycorhizienne

La symbiose mycorhizienne à arbuscules est la plus ancienne et la plus répandue au sein
du règne végétal terrestre. En effet, 70 à 90% des espèces végétales sont associées à
des champignons mycorhiziens à arbuscules (CMA) (Smith & Read, 2008 ; Brundrett,
2009). Anciennement regroupés dans les Zygomycètes, la nouvelle classification place les
CMA dans le phylum des Glomeromycota et les réparti en quatre ordres différents :
Archaeosporales, Paraglomerales, Diversisporales et Glomerales, 14 familles et environ
29 genres sur la base de l'analyse moléculaire de la sous-unité ribosomale 18S (Schüßler
& Walker, 2010 ; Oehl et al., 2011).

Les CMA sont des biotrophes obligatoires, ubiquistes et ne présentant pas de spécificité d'hôte au sens strict. On les retrouve dans le sol sous forme de mycélium ou de spores constituant des propagules (vecteurs de propagation ou de dissémination) aptes à former une symbiose avec les racines d'une plante, lorsque les conditions édaphiques sont adéquates (Smith & Read, 2008). De par l'absence de spécificité, un même champignon peut coloniser différentes espèces de plantes de même qu'une plante peut être colonisée par différentes espèces de CMA (Smith & Read, 2008). Il en découle que les plantes
voisines se retrouvent connectées entre elles par un réseau mycélien complexe. Ces
processus jouent un rôle prépondérant en connectant différentes plantes et permettant le
transfert inter-plantes de nutriments minéraux (P et N) via ce réseau mycélien (Mikkelsen
et al., 2008).

De nombreuses études ont montré l'importance des CMA pour le développement de la plante hôte dans la mobilisation et l'acquisition de nutriments (par exemple : azote et phosphore), dans la nutrition hydrique de la plante, sa résistance face aux stress d'origine biotique (agent pathogène) et/ou abiotique (stress hydrique, salin...) ou encore sa tolérance aux polluants organiques et inorganiques (Smith & Read, 2008). L'ensemble de ces propriétés attribuées aux CMA explique l'intérêt porté à cette composante microbienne du sol dans le cadre d'une agriculture à faibles apports d'intrants (Tableau 11-1).

L'amélioration de la nutrition phosphatée de la plante est l'effet majeur résultant de l'installation de la symbiose mycorhizienne. Le phosphore est en effet un macronutriment essentiel à la croissance de la plante (voir chapitre 7 de cet ouvrage). Il intervient dans la composition des acides nucléiques et des membranes ainsi que dans les fonctions de phosphorylation (régulations métaboliques, transfert d'énergie, signalisation...) d'où son importance dans le développement de la plante. Bien qu'il soit souvent présent en quantité importante dans le sol, il n'est pas ou peu assimilable par les racines des plantes. En effet, 20 à 80% du P des sols seraient inutilisables (formes insolubles) (Pellegrino et al., 2015). Face à cette carence, la fertilisation phosphatée est nécessaire mais peu performante, puisqu'il est estimé que seulement 15 à 30% des apports sont absorbés par la culture (Cordell et al., 2009). L'utilisation excessive d'engrais phosphatés est à l'origine de la pollution des sols et des nappes phréatiques (métaux lourds en particulier). Les apports de phosphate en agriculture avoisinent actuellement les 10 kg de P/ha, avec une moyenne de 25 kg/ha en Europe et 3 kg/ha en Afrique (Liu et al., 2008).

Le rôle direct de la symbiose sur l'absorption du P par les plantes résulte de phénomènes complexes combinant le génotype de la plante, la composition des communautés de CMA mais également les interactions avec les autres composantes microbiennes du microbiome (Baum et al., 2015). Koide & Kabir (2000) ont montré que les hyphes extraracinaires du champignon mycorhizien *Rhizophagus irregularis* peuvent minéraliser le P organique (par exemple sous forme de phytate de calcium) via l'hydrolyse des liaisons phosphates grâce à différentes phosphatases ; le P inorganique assimilable libéré peut alors être capté par les hyphes et transmis à la racine de la plante hôte. Il a été également montré que les plantes mycorhizées répondent positivement à l'amendement du sol avec des formes insolubles de phosphates inorganiques (Cabello et al., 2005 ; Duponnois et al., 2005).

Il a été suggéré que les hyphes des CMA pouvaient excréter certains agents chélateurs capables de mobiliser activement le P à partir de formes de phosphates inorganiques. Cependant plusieurs études ont montré que l'amélioration de l'absorption du P par la plante ne résultait pas uniquement de la libération par le champignon de protons ou d'acides organiques mais également de l'établissement d'interactions multiples entre les
CMA et la microflore du sol (Jayachandran et al., 1989 ; Antunes et al., 2007). Il est effectivement bien connu que les hyphes extraracinaires des CMA augmentent le volume de sol prospecté par la plante, lui permettent d'avoir accès à une large gamme de ressources nutritives plus ou moins complexes mais interagissent également avec les microorganismes du sol (Johansson et al., 2004). De par les modifications qualitatives et quantitatives des exsudats racinaires résultant de l'installation de la symbiose mycorhizienne, la composition et la diversité fonctionnelle de la microflore rhizosphérique sera modifiée pour donner naissance à un compartiment microbien communément appelé mycorhizosphère, et à une zone plus spécifique résultant de l'impact des hyphes seuls, l'hyphosphère (Linderman, 1988 ; Johansson et al., 2004). Au sein de ces deux compartiments surviennent diverses interactions entre les composantes de la symbiose et son milieu environnant qui vont œuvrer pour améliorer le fonctionnement de l'association mycorhizienne au profit de la plante. Ces interactions se traduisent en particulier par une pression sélective opérée par les partenaires symbiotiques sur des composantes microbiennes telluriques connues pour leur effet promoteur de la croissance des plantes [par exemple les bactéries PGPR (*Plant Growth Promoting Rhizobacteria*) du groupe des *Pseudomonas* fluorescents] (Frey-Klett et al., 2005). De nombreuses études ont également montré que certaines bactéries solubilisatrices de phosphates complexes pouvaient interagir en synergie avec les champignons mycorhiziens pour améliorer l'absorption du phosphore par la plante (Caravaca et al., 2004 ; Cabello et al., 2005). Dans une expérience réalisée dans le Haut Atlas au Maroc, il a été montré que l'abondance des bactéries appartenant au groupe des *Pseudomonas* fluorescents et susceptibles de mobiliser du P à partir de formes de phosphate inorganique, était corrélée à l'intensité de colonisation des racines par les CMA (Duponnois et al., 2011).

Alors que la symbiose mycorhizienne était traditionnellement étudiée en fonction d'un format de type plante hôte / symbiote fongique, l'ensemble de ces résultats montre que la symbiose mycorhizienne est un acteur majeur dans le biofonctionnement du sol et dans l'organisation spatiale et temporelle de la microflore tellurique en ayant, en particulier, un rôle clé dans les mécanismes régissant le fonctionnement des principaux cycles biogéochimiques du sol (C, N, S et P) et en conséquence la fertilité des sols. Ceci explique pourquoi ce modèle symbiotique a été très étudié pour ses potentialités dans le cadre d'une agriculture durable à faible apport d'intrants prônée par les directives d'une agriculture doublement verte.

### 3. La valorisation de la symbiose mycorhizienne en agriculture

Les déficits en azote et en phosphore sont les principales carences minérales des sols cultivés (Tilmann et al., 2002) et, en conséquence, les CMA apparaissent comme des agents biologiques performants susceptibles de remédier à ces facteurs limitant la productivité de l'agrosystème (Reid & Greene, 2013). En particulier, les caractéristiques des sols tropicaux et méditerranéens (faible teneur en P assimilable) et le besoin accru de productivité des périmètres cultivés pour satisfaire les besoins alimentaires des populations locales offrent un champ d'action à privilégier pour démontrer l'intérêt de
valoriser la symbiose mycorhizienne pour les décennies à venir.

Il est connu que les propagules infectieuses de champignons mycorhiziens (spores, fragments de racines mycorhizées, etc) représentant le potentiel infectieux mycorhizogène sont présentes dans tous les sols cultivés et ceci à des degrés divers d'abondance et de diversité qui dépendent de facteurs édaphiques comme la teneur en P assimilable (Figure 11-1). L'optimisation de l'impact de la symbiose mycorhizienne sur le développement de la plante devra se traduire par une productivité supérieure à celle mesurée lorsque les espèces cultivées sont naturellement mycorhizées par la communauté résiduelle de CMA. Dans ce contexte, il est nécessaire d'adopter des pratiques culturales susceptibles de préserver les caractéristiques du potentiel infectieux mycorhizogène en minimisant les apports de fertilisants minéraux, évitant le labour et les périodes de jachère, etc (Karasawa & Tabeke, 2011 ; Schnoor et al., 2011). Il est également nécessaire d'augmenter significativement le degré de colonisation des racines de la plante cultivée par les CMA, critère essentiel garant d'un effet optimal de la symbiose sur le développement de la plante hôte (Verbruggen et al., 2013).

Deux stratégies peuvent être envisagées pour augmenter le potentiel infectieux mycorhizogène des sols cultivés : (i) une approche dite « **réductionniste** » (ou mycorhization contrôlée) qui vise à introduire en masse une souche de CMA préalablement sélectionnée pour un paramètre donné (par exemple l'impact sur la croissance de la plante hôte, la résistance au stress salin, etc) et (ii) une approche dite « **holistique** » qui vise à favoriser la multiplication des propagules de CMA en introduisant dans les itinéraires culturaux (cultures mixtes, rotations) des espèces hypermycotrophes (par exemple des légumineuses).

Bien que ces stratégies peuvent être conjuguées en pratiquant une opération de mycorhization contrôlée dans le cadre d'une rotation culturale ou d'une culture mixte, nous illustrerons ces deux types d'approche indépendamment en relatant des résultats obtenus sur le blé dur, culture de première importance rencontrée dans la plupart des régions du globe sous diverses conditions climatiques, et des techniques culturales polyspécifiques associant les céréales et les légumineuses.

## 3.1. L'approche réductionniste

Cette technique culturale nécessite d'introduire dans le sol des propagules mycorhiziennes lorsque le potentiel infectieux mycorhizogène du sol cultivé est trop faible pour que le développement de la plante puisse bénéficier pleinement du fonctionnement de la symbiose mycorhizienne. La plupart des expérimentations au champ visant à mettre en évidence l'influence de la mycorhization contrôlée sur la productivité de l'agrosystème ont été conduites dans les régions tempérées et très peu en milieu tropical et méditerranéen où pourtant les conditions édaphiques (par exemple les faibles teneurs en phosphore assimilable des sols) sont plus propices à l'expression de la symbiose mycorhizienne sur la croissance de la plante. Wahbi et al. (2016) ont répertorié les résultats d'inoculation contrôlée avec différents types d'inoculants fongiques (par exemple *Glomus fasciculatum*, *Rhizophagus irregularis*, etc). Ces inoculants fongiques ont amélioré
les rendements en grain de blé dur de 12% à 55%. Plus récemment, à la faveur d'une étude réalisée au Maroc dans la région de Marrakech, l'inoculation du blé dur avec un inoculum commercial de *Rhizophagus irregularis* après deux années de culture a permis d'améliorer la production de biomasse de 22,5%, le poids de 1000 grains de 7,7%, et la colonisation mycorhizienne racinaire (Tableau 11-2) (Wahbi et al., 2015a). L'inoculation a permis également d'augmenter le potentiel infectieux mycorhizogène du sol avec, en particulier, un impact positif sur la colonisation du sol par les hyphes mycorhiziens permettant ainsi à la plante d'avoir accès à des ressources nutritives plus importantes (Avio et al., 2006). Parallèlement, l'analyse de la diversité fonctionnelle de la microflore tellurique des sols soumis aux différents traitements, réalisée en utilisant la technique de respirométrie induite (SIR, substrate induced respiration), a montré de profondes modifications consécutives à l'inoculation fongique (Wahbi et al., 2015a). Ces transformations concernent plus particulièrement l'aptitude des bactéries du sol à métaboliser les acides organiques. Il est connu que ces composés sont impliqués dans la mobilisation du P à partir de formes de phosphate inorganique complexes (Duponnois et al., 2005). Ces résultats supporteraient l'hypothèse que l'inoculation fongique faciliterait la multiplication de microorganismes producteurs d'acides organiques (et donc potentiellement promoteurs de la croissance des plantes en favorisant leur nutrition en P) et que cette source carbonée engendrerait une pression sélective positive sur les bactéries susceptibles de métaboliser ces acides organiques. En conséquence, l'inoculation de *R. irregularis* aurait favorisé le développement de certaines composantes microbiennes du sol susceptibles d'améliorer le développement du couvert végétal, confirmant ainsi le concept de « complexe trophique » associant la plante, le cortège mycorhizien et certains groupes microbiens de type PGPR (Frey-Klett et al., 2005).

## 3.2. L'approche holistique

De nombreuses études ont démontré les liens étroits existant entre la structure du couvert végétal et la composition et la diversité fonctionnelle de la microflore tellurique (Milcu et al., 2008). En conséquence, mimer le fonctionnement de ces écosystèmes et appliquer les mécanismes régissant leur productivité et leur stabilité dans des itinéraires culturaux pourraient constituer une stratégie performante afin d'assurer la sécurité alimentaire de la population mondiale. Etant donné qu'il est connu que la symbiose mycorhizienne est un acteur majeur dans le déroulement des processus biologiques régissant la dynamique spatio-temporelle des écosystèmes (ex : processus de facilitation, plant soil feedback), la conception d'itinéraires culturaux polyspécifiques associant des espèces végétales susceptibles de stimuler le développement et le fonctionnement de la symbiose mycorhizienne, est une approche à privilégier (Wahbi et al., 2015b). Ainsi la fève, légumineuse à graines, largement cultivée sur le pourtour méditerranéen, délivre de nombreux services écosystémiques (par exemple l'amélioration de la fertilité azotée des sols, modèle de plante cultivée pour promouvoir une diversification des cultures, etc). Comme toutes les espèces appartenant à cette famille, la fève est caractérisée par une dépendance mycorhizienne élevée et exerce un effet promoteur sur la multiplication des
propagules mycorhiziennes dans le sol. Cette plante est communément cultivée en association avec diverses céréales dans diverses régions de la planète (Li et al., 2009). Il a été démontré récemment que la coculture fève/blé dur améliorait de + 46% la biomasse de blé produite par ha, de + 55% le poids sec des épis par ha et de + 21% le poids de 1000 grains (Duponnois et al., résultats non publiés) (Figure 11-2). Cette association culturale entraîne également de profondes modifications dans le potentiel infectieux mycorhizogène du sol en améliorant en particulier la colonisation mycorhizienne des racines de blé (Figure 11-2). Ces résultats montrent clairement que la composante symbiotique du sol constitue une ressource naturelle majeure à prendre en compte dans la mise en œuvre de stratégies culturales novatrices et performantes.

## 4. Conclusion

L'ensemble des résultats présentés dans ce chapitre montre clairement les potentialités offertes par la symbiose mycorhizienne en termes d'amélioration de la productivité des agrosystèmes. Toutefois force est de constater que cette ressource microbienne naturellement présente dans la majeure partie des sols de la planète reste sous exploitée. Malgré les nombreux travaux consacrés à ce modèle biologique (1441 articles portant sur la symbiose mycorhizienne ont été publiés en 2013 d'après la base de données ISI Web of Science), cet « outil biologique » reste encore relativement ignoré par les hommes de l'art. Afin de remédier à cette situation, différents axes de recherche doivent être urgemment explorés à savoir :

(1) La prise en compte du paramètre symbiose plante / microorganisme dans les stratégies de sélection de variétés de plantes de grande culture ;

(2) L'acceptation des connaissances acquises en écologie microbienne des sols pour adopter des protocoles susceptibles d'assurer l'utilisation de ces ressources microbiennes telluriques de manière pertinente, raisonnée et performante ;

(3) La création d'une charte décrivant les bonnes pratiques à respecter dans le cadre de la formulation et de l'utilisation de biofertilisants microbiens (type champignon mycorhizien) afin de garantir à l'utilisateur une qualité et un impact élevé sur les rendements des cultures.

## Références bibliographiques

Antunes P.M., Schneider K., Hillis D., Klironomos J.N., 2007. Can the arbuscular mycorrhizal fungus *Glomus intraradices* actively mobilize P from rock phosphates? *Pedobiologia*, 51, 281-286.

Avio L., Pellegrino E., Bonari E., Giovannetti M., 2006. Functional diversity of arbuscular mycorrhizal fungal isolates in relation to extraradical mycelial network. *The New Phytologist*, 172(2), 347-357.

Baum C., Makeschin F., 2000. Effects of nitrogen and phosphorus fertilization on mycorrhizal formation of two poplar clones (*Populus trichocarpa* and *P. tremula* × *tremuloides*). *Journal of Plant Nutrition and Soil Science*, 163(5), 491-497.

Bedini S., Pellegrino E., Avio L., Pellegrini S., Bazzofi P., Argese E., Giovannetti M., 2009. Changes in soil aggregation and glomalin-related soil protein content as affected by the
arbuscular mycorrhizal fungal species *Glomus mosseae* and *Glomus intraradices*. *Soil Biology and Biochemistry*, 41, 1491-1496.

Borlaug N.E., 2007. Sixty-two years of fighting hunger: personal recollections. *Euphytica*, 157(3), 287-297.

Brundrett M.C., 2009. Mycorrhizal associations and other means of nutrition of vascular plants: understanding the global diversity of host plants by resolving conflicting information and developing reliable means of diagnosis. *Plant and Soil*, 320(1), 37-77.

Cabello M., Irrazabal G., Bucsinszky A.M., Saparrat M., Schalamuk S., 2005. Effect of an arbuscular mycorrhizal fungus, *Glomus mosseae*, and a rock phosphate solubilising fungus, *Penicellium thomii*, on *Mentha piperita* growth in a soilless medium. *Journal of Basic Microbiology*, 45(3), 182-189.

Caravaca F., Alguacil M.M., Azcon R., Diaz G., Roldan A., 2004. Comparing the effectiveness of mycorrhizal inoculation and amendment with sugar beet, rock phosphate and *Aspergillus niger* to enhance field performance of the leguminous shrub *Dorycnium pentaphyllum* L. *Applied Soil Ecology*, 25(2), 169-180.

Cordell D., Drangerta J.-O., White S., 2009. The story of phosphorus: global food security and food for thought. *Global Environmental Changes*, 19(2), 292-305.

Duponnois R., Colombet A., Hien V., Thioulouse J., 2005. The mycorrhizal fungus *Glomus intraradices* and rock phosphate amendment influence plant growth and microbial activity in the rhizosphere of *Acacia holosericea*. *Soil Biology and Biochemistry*, 37(8), 1460-1468.

Duponnois R., Ouamane L., Kane A., Thioulouse J., Hafidi M., Boumezzough A., Prin Y., Baudoin E., Galiana A., Dreyfus B., 2011. Nurse shrubs increased the early growth of Cupressus seedlings by enhancing belowground mutualism and microbial activity. *Soil Biology and Biochemistry*, 43(10), 2160-2168.

Ewel, J.J., 1999. Natural systems as models for the design of sustainable systems of land use. *Agroforestry Systems*, 45(1), 1-21.

FAO, 2006. *World Agriculture: Towards 2030/2050* (Interim Report). FAO Publications: Food and Agriculture Organization of the United Nations: Rome, Italy.

Fitter A.H., 2012. Why plant science matters. *The New Phytologist*, 193(1), 1-2.

Frey-Klett P., Chavatte M., Clausse M.L., Courrier S., Le Roux C., Raaijmakers J., Martinotti M.G., Pierrat J.C., Garbaye J., 2005. Ectomycorrhizal symbiosis affects functional diversity of rhizosphere fluorescent pseudomonads. *The New Phytologist*, 165(1), 317-328.

Gianinazzi S., Gollotte A., Binet M.N., Van Tuinen D., Redecker D., Wipf D., 2010. Agroecology: the key role of arbuscular mycorrhizas in ecosystem services. *Mycorrhiza*, 20(8), 519-530.

Godfray H.C.J., Beddington J.R., Crute I.R., Haddad L., Lawrence D., Muir J.F., Pretty J., Robinson S., Thomas S.M., Toulmin C., 2010. Food security: the challenge of feeding 9 billion people. *Science*, 327(5967), 812-818.

Griffon M., 2006. *Nourrir la Planète. Pour une Révolution Doublement Verte*, Editions Odile
Jacob, 456 p.

Hao Z., Fayolle L., Van Tuinen D., Gianinazzi-Pearson V., Gianinazzi S., 2009. Mycorrhiza reduce development of nematode vector of Grapevine fanleaf virus in soils and root systems. *In: Extended Abstract 16th meeting of ICVG, Dijon* (E. Boudon-Padfi, ed.), 100-101.

Jayachandran K., Schwab A.P., Hetrick B.A.D., 1989. Mycorrhizal mediation of phosphorus availability – Synthetic iron chelate effects on phosphorus solubilization. *Soil Science Society of America Journal*, 53(6), 1701-1706.

Johansson J.F., Paul L.R., Finlay R.D., 2004. Microbial interactions in the mycorrhizosphere and their significance for sustainable agriculture. *FEMS Microbiology Ecology*, 48(1), 1-13.

Karasawa T., Takebe M., 2011. Temporal or spatial arrangements of cover crops to promote arbuscular mycorrhizal colonization and P uptake of upland crops grown after nonmycorrhizal crops. *Plant and Soil*, 353(1), 355-366.

Koide R.T., Kabir Z., 2000. Extraradical hyphae of the mycorrhizal fungus *Glomus intraradices* can hydrolyse organic phosphate. *The New Phytologist*, 148(3), 511-517.

Leps J., Oshoronova-Kosinova J., Rejmanek M., 1982. Community stability, complexity and species life history strategies. *Vegetation*, 50(1), 53-63.

Li Y.Y., Yu C.B., Cheng X., Li C.J., Sun J.H., Zhang F.S., Lambers H., Li L., 2009. Intercropping alleviates the inhibitory effect of N fertilisation on nodulation and symbiotic N₂ fixation of faba bean. *Plant and Soil*, 323(1), 295-308.

Linderman R.G., 1988. Mycorrhizal interactions with the rhizosphere microflora: the mycorrhizosphere effect. *Phytopathology*, 78, 366-371.

Liu J., Versaw W.K., Pumplin N., Gomez S.K., Blaylock L.A., Harrison M.J., 2008. Closely related members of the *Medicago truncatula* *PHT1* phosphate transporter gene family encode phosphate transporters with distinct biochemical activities. *Journal of Biological Chemistry*, 283(36), 24673-24681.

Marulanda A., Barea J.M., Azcon R., 2006. An indigenous drought-tolerant strain of *Glomus intraradices* associated with a native bacterium improves water transport and root development in *Retama sphaerocarpa*. *Microbial Ecology*, 52(4), 670-678.

Mikkelsen B.L., Rosendahl S., Jakobsen I., 2008. Underground resource allocation between individual networks of mycorrhizal fungi. *The New Phytologist*, 180(4), 890-898.

Milcu A., Partsch S., Langel R., Scheu S., 2008. Earthworms and legumes control litter decomposition in a plant diversity gradient. *Ecology*, 89(7), 1872-1882.

Oehl F., Da Silva G.A., Goto B.T., Maia L.C., Sieverding E., 2011. Glomeromycota: Two new classes and a new order. *Mycotaxon*, 116(1), 365-379.

Pellegrino E., Opik M., Bonari E., Ercoli L., 2015. Responses of wheat to arbuscular mycorrhizal fungi: A meta-analysis of field studies from 1975 to 2013. *Soil Biology and Biochemistry*, 84, 210-217.

Reid A., Greene S., 2013. How can microbes help feed the world? American Society of
Microbiology: Washington, DC, http://ofrf.org/sites/ofrf.org/files/FeedTheWorld_0.pdf.

Rillig M.C., Wright S.F., Nichols K.A., Schmid W.F., Torn M.S., 2002. The role of arbuscular mycorrhizal fungi and glomalin in soil aggregation: comparing effects of five plant species. *Plant and Soil*, 238(2), 325-333.

Schnoor T.K., Lekberg Y., Rosendahl S., Olsson P.A., 2011. Mechanical soil disturbance as a determinant of arbuscular mycorrhizal fungal communities in semi-natural grassland. *Mycorrhiza*, 21(3), 211-220.

Schüßler A., Walker C., 2010. *The Glomeromycota: A Species List with New Families and Genera*. Createspace Independent Publishing Platform, 60 p.

Schüßler A., Schwarzott D., Walker C., 2001. A new fungal phylum, the Glomeromycota: Phylogeny and evolution. *Mycological Research*, 105(12), 1413-1421.

Smith S.E., Read D.J., 2008. *Mycorrhizal Symbiosis*, 3rd edition, Academic Press, London, 800 p.

Tilman D., Cassman K.G., Matson P.A., Naylor R., Polasky S., 2002. Agricultural sustainability and intensive production practices. *Nature*, 418(6898), 671-677.

van der Putten W.H., Bardgett R.D., Bever J.D., Bezemer T.M., Casper B.B., Fukami T., Kardol P., Klironomos J.N., Kulmatiski A., Schweitzer J.A., Suding K.N., Voorde T.F., Wardle D.A., 2013. Plant-soil feedbacks: the past, the present and future challenges. *Journal of Ecology*, 101(2), 265-276.

Verbruggen E., van der Heijden M.G.A., Rillig M.C., Kiers, E.T., 2013. Mycorrhizal fungal establishment in agricultural soils: Factors determining inoculation success. *The New Phytologist*, 197(4), 1104-1109.

Wahbi S., Prin Y., Maghraoui T., Sanguin H., Thioulouse J., Oufdou K., Hafidi M., Duponnois R., 2015a. Field application of the mycorrhizal fungus *Rhizophagus irregularis* increases the yield of wheat crop and affects soil microbial functionalities. *American Journal of Plant Sciences*, 6(19), 3205-3215.

Wahbi S., Sanguin H., Baudoin E., Tournier E., Maghraoui T., Prin Y., Hafidi M., Duponnois, R., 2016. Managing the soil mycorrhizal infectivity to improve the agronomic efficiency of key processes from natural ecosystems integrated in agricultural management systems. *In: Plant, Soil and Microbes* (K.R. Hakeem, M.S. Akhtar, S.N.A. Abdullah, eds.), Springer International Publishing Switzerland, 17-27.

Wahbi S., Sanguin H., Tournier E., Baudoin E., Maghraoui T., Hafidi M., Prin Y., Galiana A., Duponnois R., 2015b. Increasing the role of mycorrhizal symbiosis in plant-plant facilitation process to improve the productivity and sustainability of Mediterranean agrosystems. *In: Plant Microbes Symbiosis: Applied Facets* (N.K. Arora, ed.), Springer India, 327-336.

Webster J.R., Waide J.B., Pattern B.C., 1975. Nutrient recycling and the stability of ecosystems. *In: Mineral Cycling in Southeast Ecosystems* (F.G. Howell, J.B. Gentry, M.H. Smith, eds.), ERDA Symposium Series, Washington D.C., 1-27

Wezel A., Soldat V., 2009. A quantitative and qualitative historical analysis of the scientific discipline agroecology. *International Journal of Agricultural Sustainability*, 7(1), 3-18.
<table><caption>**Tableau 11-1.** Principales propriétés de la symbiose mycorhizienne en tant que contributeur de services écosystémiques (D'après Gianinazzi *et al.*, 2010).</caption><thead><tr><td>Fonction</td><td>Service écosystémique</td><td>Référence</td></tr></thead><tbody><tr><td>Développement d'un réseau mycélien Modifications dans l'architecture racinaire de la plante</td><td>Amélioration de la structure du sol et de sa stabilité, de la rétention d'eau</td><td>Bedini et al. (2009)</td></tr><tr><td>Amélioration de la nutrition minérale et hydrique de la plante</td><td>Stimulation de la croissance de la plante hôte et diminution de l'apport d'intrants minéraux</td><td>Smith & Read (2008)</td></tr><tr><td>Production de molécules type glomaline</td><td>Amélioration de la structure du sol et de sa stabilité, de la rétention d'eau</td><td>Rillig et al. (2002)</td></tr><tr><td>Amélioration de la tolérance des plantes cultivées aux stress abiotiques (sécheresse, salinité)</td><td>Amélioration de la résistance des plantes à la sécheresse, salinité, métaux lourds, etc</td><td>Marulanda et al. (2006)</td></tr><tr><td>Protection de la plante contre les agents pathogènes</td><td>Amélioration de la résistance des plantes aux agents pathogènes racinaires (Ex : nématodes, etc)</td><td>Hao et al. (2009)</td></tr><tr><td>Impact sur le métabolisme secondaire des plantes</td><td>Amélioration de la qualité des produits (Ex : qualité nutritionnelle, qualité chimique d'huiles essentielles, etc)</td><td>Gianinazzi et al., 2010</td></tr></tbody></table>
<table><caption>**Tableau 11-2.** Impact de l'inoculation par *R. irregularis* sur la biomasse totale (kg.ha⁻¹), le nombre d'épis par ha, le poids sec des épis (kg.ha⁻¹), le poids de 1000 grains (PMG), la nutrition minérale (N et P) et la colonisation mycorhizienne racinaire du blé dur après une année (2012) et deux années (2013) dans une expérience de mycorhization contrôlée réalisée dans la vallée d'Haouz à environ 30 km à l'ouest de Marrakech (Maroc).</caption><thead><tr><th rowspan="3"></th><th colspan="4">Traitements</th></tr><tr><th colspan="2">Témoin</th><th colspan="2">+ R. irregularis</th></tr><tr><th>2012</th><th>2013</th><th>2012</th><th>2013</th></tr></thead><tbody><tr><td>Biomasse totale (kg.ha<sup>-1</sup>)</td><td>4312 (20,4) <sup>(1) a (2)</sup></td><td>4184 (28,7) a</td><td>4662 (25,6) a</td><td>5401 (71,6) b</td></tr><tr><td>Nombre d'épis par ha (x 10<sup>4</sup>)</td><td>177,1 (27.5) a</td><td>167,3 (29,1) a</td><td>227,7 (18,8) b</td><td>236,7 (26,9) b</td></tr><tr><td>PMG</td><td>42,3 (2,5) a</td><td>41,7 (2,8) a</td><td>42,7 (2,5) a</td><td>45,2 (2,5) b</td></tr><tr><td>Teneur foliaire en N (%)</td><td>nd <sup>(3)</sup></td><td>5,31 (0,60) a</td><td>Nd</td><td>5,39 (0,11) a</td></tr><tr><td>Teneur foliaire en P (mg.g<sup>-1</sup>)</td><td>nd</td><td>6,25 (0,91) a</td><td>Nd</td><td>7,62 (0,29) b</td></tr><tr><td>Taux de mycorhization (%)</td><td>46,7 (5,8) a</td><td>54,7 (4,7) a</td><td>53,9 (5,6) a</td><td>66,9 (3,9) b</td></tr><tr><td>Longueur des hyphes (m g<sup>-1</sup> sol sec)</td><td>1,66 (0,08) a</td><td>1,83 (0,09) a</td><td>1,72 (0,07) a</td><td>2,89 (0,07) b</td></tr></tbody></table>

## Légendes des Figures

**Figure 11-1.** Corrélation entre la colonisation racinaire par les CMA, la teneur en P assimilable et la richesse taxonomique des CMA dans les racines dans 30 sites visités aux Pays Bas. Les trois paramètres testés sont étroitement corrélés ; une teneur élevée en P assimilable est corrélée à une faible colonisation racinaire et une richesse taxonomique réduite. Les coefficients de corrélation et les valeurs de P sont : pour l'interaction Richesse taxonomique / Colonisation racinaire : $r^2 = 0,47$, $P < 0,001$ ; pour la corrélation P assimilable / Colonisation racinaire : $r^2 = 0,53$, $P = 0,001$ ; pour la corrélation P assimilable / Richesse taxonomique : $r^2 = 0,57$, $P < 0,001$. D'après Verbruggen et al. (2013).

**Figure 11-2.** Impact de la coculture fève / blé dur sur la production de biomasse, le poids des épis de blé dur par hectare, le poids de 1000 grains et la colonisation mycorhizienne racinaire du blé après deux années de culture. Les barres sur chaque colonne

<footnote>(1) Erreur standard. (2) Pour chaque année, les valeurs d'une même ligne suivies par une même lettre ne sont pas significativement différentes d'après le test de Newman-Keul ($p < 0,05$). (3) nd, non déterminé. D'après Wahbi et al. (2015a).</footnote>
représentent l'erreur standard. Les colonnes indexées par une même lettre représentent des valeurs significativement non différentes d'après le test de Newman-Keul (*p* < 0,05). B, monoculture de blé dur. B+F, coculture blé / fève.
# Chapitre 12

## Mécanismes cellulaires et moléculaires et ingénierie écologique des mycorhizes à arbuscules

Alice Drain<fnref n="1" />, Carole Pfister<fnref n="1" />, Jérémie Zerbib<fnref n="1" />,<fnref n="2" />, Nathalie Leborgne-Castel<fnref n="1" />, Sébastien Roy<fnref n="3" />, Pierre-Emmanuel Courty<fnref n="4" />, Daniel Wipf<fnref n="1" />,*

### Résumé

La mycorhize à arbuscules (MA) est une symbiose mutualiste entre des champignons telluriques (Gloméromycètes) et 80% des plantes terrestres, dont la majorité des plantes de culture. Elle est apparue il y a environ 475 millions d'années. Ce chapitre synthétise les connaissances actuelles sur les systèmes de transport impliqués dans les échanges de nutriments (avec un accent mis sur les échanges de carbone, azote, phosphate et soufre) entre les deux partenaires, ainsi que le prélèvement de ces nutriments par le champignon depuis le sol. Le chapitre adresse également le potentiel en ingénierie écologique de la MA dans le cadre d'une agriculture agroécologique.

### 1. Introduction : mycorhizes à arbuscules et services écosystémiques

La mycorhize à arbuscules (MA) est une symbiose mutualiste qui concerne 80 % des plantes terrestres, dont la majorité des plantes de culture. Il s'agit d'une symbiose ancestrale apparue il y a environ 475 millions d'années avec l'émergence des premières plantes terrestres (Redecker et al., 2000). Elle est caractérisée par une interaction entre les racines de plantes hôtes et des champignons mycorhiziens à arbuscules (CMA) appartenant au phylum des Gloméromycètes (Smith & Read, 2008). Cette

<footnote n="1">¹ Agroécologie, AgroSup Dijon, CNRS, INRA, Université de Bourgogne Franche-Comté - F-21000 Dijon, France</footnote>

<footnote n="2">² Oriskany - 22, rue GM Lunsford Oliver - L-2225 Luxembourg</footnote>

<footnote n="3">³ Agronutrition, Laboratoire de biotechnologies - 436, rue Pierre et Marie Curie - F-31670 Labège, France</footnote>

<footnote n="4">⁴ University of Fribourg, Department of Biology - 3, rue Albert Gockel - 1700 Fribourg, Suisse</footnote>

<footnote>* Auteur pour la correspondance - Daniel Wipf (daniel.wipf@inra.fr)</footnote>
interaction permet aux plantes d'améliorer l'utilisation des ressources naturelles du sol et de mieux répondre aux contraintes abiotiques et biotiques qu'elles rencontrent dans leur environnement. Dans le futur, la gestion et la valorisation des services écosystémiques rendus par les MA représenteront un des enjeux majeurs pour l'optimisation de la production végétale, autant qualitative que quantitative, par une agriculture limitant les intrants chimiques de synthèse. Une maîtrise optimale des MA dans l'ingénierie écologique des systèmes de production végétale, ainsi que dans la sélection des plantes exploitant au maximum leurs bénéfices, nécessite la compréhension des mécanismes complexes qui sous-tendent l'établissement et le fonctionnement des MA.
Les MA sont caractérisées par la formation, dans les cellules du cortex racinaire, de structures fongiques ramifiées, appelées arbuscules (Figure 12-1). C'est au niveau de ces structures qu'ont lieu les échanges nutritionnels, et plus précisément dans l'espace péri-arbusculaire (apoplasme) qui sépare les cellules végétale et fongiques. Les plantes mycorhizées peuvent absorber les nutriments du sol par deux voies : (i) la « voie directe » qui implique l'absorption directe des nutriments du sol par les racines et les poils absorbants, et (ii) la « voie mycorhizienne » qui implique l'absorption des nutriments *via* le réseau d'hyphes externes, leur transport vers les hyphes internes et les arbuscules, puis leur absorption par la plante à partir de l'espace péri-arbusculaire *via* la membrane péri-arbusculaire (MPA) (Figure 12-1).

Lors de l'interaction, le CMA fournit la plante hôte en nutriments et en eau ; en retour la plante apporte des éléments carbonés (i.e., sucres) issus des photosynthétats au champignon. Ces échanges, à la base de la MA, sont régulés par des systèmes de transport (voir ci-dessous) présents chez les deux partenaires et impliqués d'une part dans le transport longue distance de produits de la photosynthèse des feuilles vers les racines puis vers le partenaire fongique ; et d'autre part dans l'absorption des nutriments du sol par le champignon et leur transport vers la plante. Dans ce contexte, les flux entrants et sortants de nutriments, permettant les échanges à travers les interfaces sol-CMA, CMA-apoplasme et apoplasme-plante, sont contrôlés par des protéines de la membrane appelées transporteurs et canaux. Ce chapitre synthétise les connaissances actuelles sur les systèmes de transport impliqués dans les échanges trophiques, ainsi que leur régulation. L'accent est mis sur les échanges de carbone (C), d'azote (N), de phosphate (P) et de soufre (S) entre les deux partenaires, ainsi que le prélèvement de ces nutriments depuis le sol par le CMA [pour des informations plus détaillées concernant la biochimie et les caractéristiques physiologiques de ces transporteurs, voir Casieri et al., (2013) et Garcia et al., (2016)]. Le chapitre adresse également le potentiel en ingénierie écologique de la MA dans le cadre d'une agriculture agroécologique.

## 2. Mécanismes sous-jacents aux échanges de nutriments dans la mycorhize à arbuscules

Les cellules sont séparées du milieu extérieur et entre elles par des membranes plasmiques semi-perméables (Figure 12-2).
Le transport d'eau et de nutriments depuis l'environnement et entre cellules voisines peut se faire par (i) la « voie symplastique »
qui forme un continuum des cytoplasmes *via* les plasmodesmes (pores traversant la paroi des cellules végétales) et/ou (ii) la « voie apoplastique » qui forme un continuum des parois et apoplastes, et nécessite le franchissement des membranes plasmiques. Dans le cas de petits composés non chargés, le passage peut se faire par diffusion simple à travers la bicouche lipidique. Cependant, pour la majorité des composés, le transport se fait *via* des protéines spécialisées, les transporteurs, insérées au sein de la membrane et permettant ainsi la régulation des échanges et la transmission de signaux entre deux compartiments. Grâce à ces protéines le transport des composés peut s'établir dans le sens contraire de leur gradient de concentration (i.e., transport actif) ou dans le sens de celui-ci (i.e., transport passif, *via* les uniports) (Figure 12-2). Concernant le transport actif, on distingue (i) les pompes H⁺-ATPases, qui excrètent des protons H⁺ contre leur gradient de concentration par hydrolyse directe de l'ATP (Adénosine TriPhosphate), et (ii) les antiports et symports qui utilisent ce gradient de protons pour transporter un soluté contre son gradient de concentration (Briskin, 1994).

## 2.1. Transport des éléments carbonés des feuilles au partenaire fongique

La plante synthétise du saccharose grâce à son activité de photosynthèse. L'acheminement des photoassimilats des organes « producteurs » vers les organes « destinataires » passe par des transporteurs spécialisés (Figure 12-3). Trois familles majeures de transporteurs de sucres ont été caractérisées à ce jour (i) des symports saccharose/H⁺ appelés SUTs (*SUCrose Transporters*), (ii) des symports et antiports monosaccharide/H⁺ ou MSTs (*Monosaccharide Sugar Transporters*) transportant principalement du glucose, du fructose ou du xylose, et (iii) des uniports de monosaccharides ou de saccharose appelés SWEETs (*Sugars Will Eventually be Exported Transporters*).

La famille des SUTs comporte cinq groupes. Les membres du groupe SUT1 sont spécifiques des dicotylédones et présentent une haute efficacité pour le transport de saccharose par rapport aux SUTs des autres groupes. Les transporteurs du groupe SUT1 sont impliqués dans le chargement du phloème (contenant la sève élaborée) depuis les organes producteurs, puis le déchargement du phloème vers les organes destinataires. Les SUT3, retrouvés uniquement chez les monocotylédones (i.e., riz, maïs, blé ou orge), et les SUT1 semblent partager les mêmes fonctions. Les SUT2 et SUT4 sont présents à la fois chez les mono- et dicotylédones. Les SUT4 ont été localisés majoritairement dans la membrane de la vacuole (organite cellulaire ayant notamment un rôle dans le stockage et/ou la dégradation de composés). Dans la grande famille des MSTs sept groupes peuvent être distingués selon (i) la spécificité de substrat avec les STPs (*Sugar Transport Proteins*), les PMTs (*Polyol/Monosaccharide Transporters*) et les INTs (*Inositol Transporters*); et (ii) la localisation intracellulaire avec les VGTs (*Vacuolar Glucose Transporters*), les TMT (*Tonoplast Membrane Transporters*) et les pGlcTs (*plastidic Glucose Transporters*); ou (iii) l'induction de l'expression d'un gène de défense de la plante en réponse à un stress : ESL pour *Early-response to dehydration Six-Like*. Enfin, les SWEETs sont classés dans quatre
groupes, où les membres des groupes 1 et 2 assurent le passage d'hexoses et ceux du groupe 3 permettent le transport du saccharose ; les protéines du groupe 4 seraient localisées au niveau de la membrane de la vacuole et transporteraient du fructose (Manck-Götzenberger & Requena, 2016).

La colonisation des racines par les CMA induit l'apparition d'un nouvel organe destinataire fongique, l'arbuscule, ayant pour effet une augmentation de la demande en sucres. Cela engendre chez la plante une régulation transcriptionnelle des gènes de transporteurs de sucres, pour le chargement et le déchargement du phloème, afin de rediriger les sucres vers les cellules arbusculaires. Par exemple, chez la tomate mycorhizée, on observe l'augmentation des transcrits codant des SUTs impliqués à la fois dans le chargement et déchargement du phloème (Figure 12-3). Ce phénomène semble donc bien indiquer une réallocation des sucres nouvellement synthétisés par les organes producteurs vers les racines mycorhizées qui deviennent des organes destinataires.

Une fois les sucres déchargés du phloème, des gènes codant des transporteurs de saccharose et de monosaccharides sont surexprimés dans les cellules arbusculaires pour fournir celles-ci en ressources carbonées. Le sucre présent dans le cytoplasme des cellules végétales est ensuite exporté vers l'arbuscule, au travers de la MPA (Figure 12-3). Manck-Götzenberger & Requena (2016) se sont intéressées récemment à la régulation transcriptionnelle des gènes SWEETs durant la symbiose mycorhizienne chez la pomme de terre. Cette symbiose entraîne notamment une surexpression de gènes SWEETs appartenant au groupe 3 (impliqués majoritairement dans le transport de saccharose), et codant des protéines situées sur la MPA et sur la membrane plasmique des cellules végétales. Les SWEETs assureraient le passage du saccharose dans les espaces péri-arbusculaires. Le saccharose serait ensuite clivé par une invertase en fructose et glucose, formes privilégiées pour l'utilisation par le CMA (Doidy et al., 2012). Cette hypothèse serait cohérente avec le constat que l'accumulation d'invertases dans les racines est un facteur limitant de la symbiose mycorhizienne. Cependant les transporteurs de glucose codés par des gènes SWEETs des groupes 1 et 2 également surexprimés lors de la symbiose mycorhizienne pourraient participer au transport du glucose préalablement clivé dans le cytoplasme de la cellule corticale colonisée (Manck-Götzenberger & Requena, 2016). Ensuite, le fructose et le glucose sont prélevés par le CMA à l'aide de transporteurs de monosaccharides (Doidy et al., 2012) (Figure 12-3).

L'ensemble de ces résultats est à nuancer car il a été montré que les gènes du CMA *Rhizophagus irregularis* codant des transporteurs MSTs n'ont pas les mêmes niveaux d'expression selon la plante hôte, indiquant que la régulation du transport carboné de la plante pour le symbionte fongique est dépendante de l'espèce (Ait Lahmidi et al., 2016).

## 2.2. Transport des composés azotés du sol à la plante hôte

L'azote (N) est présent dans les sols sous forme d'un mélange de composés organiques (peptides et acides aminés) et
inorganiques, et les végétaux l'absorbe principalement sous forme d'ammonium ($NH_4^+$) et de nitrate ($NO_3^-$). Dans le sol, leurs concentrations sont généralement assez faibles, faisant de l'azote un élément limitant pour le développement des plantes (Smith & Read, 2008). La MA participe largement à l'amélioration de la nutrition azotée des plantes. En effet, selon les associations plante/CMA, l'absorption de N par la voie mycorhizienne peut représenter entre 20 à 50 % du contenu azoté total des racines hôtes (Jin et al., 2005).

Le champignon, grâce à ses hyphes externes, est capable d'absorber l'`$NH_4^+$ et le $NO_3^-$ Cependant l'`$NH_4^+$ est généralement préféré car énergiquement plus favorable par rapport au $NO_3^-$ Comme les plantes, les CMA possèdent différents systèmes de transport d'`$NH_4^+$ De récentes études ont permis de montrer qu'en condition de faible concentration externe en $NH_4^+$ l'acquisition de celui-ci par *R. irregularis* est plus efficace que celle des plantes, prouvant ainsi que les plantes mycorhizées sont plus adaptées à des sols pauvres en ressources azotées (Pérez-Tienda et al., 2012). Chez *R. irregularis*, au moins trois transporteurs de la famille des AMT/MEPs (*AMmonium Transporter/MEthylammonium Permeases*) sont impliqués dans le transport d'`$NH_4^+$ (Casieri et al., 2013). Cependant la localisation de leurs transcrits ainsi que leur régulation par la présence de $NH_4^+$ est différente, suggérant des rôles physiologiques distincts des protéines codées. En effet, *AMT1* est exprimé dans les hyphes externes et participerait à l'absorption d'`$NH_4^+$ à partir de la solution du sol, tandis que *AMT2* et *AMT3*, exprimés préférentiellement dans les hyphes internes, participeraient aux échanges avec la plante hôte au niveau de l'interface symbiotique (Pérez-Tienda et al., 2011 ; Calabrese et al., 2016) (Figure 12-4). Du fait de sa toxicité, une fois dans les cellules fongiques, l'`$NH_4^+$ est rapidement métabolisé en acides aminés, notamment en glutamine et en arginine. Concernant le $NO_3^-$, à ce jour deux transporteurs putatifs ont été identifiés chez *R. irregularis* (Tisserant et al., 2012). Enfin, deux transporteurs d'azote organique ont été caractérisés chez les CMA *Funneliformis mosseae* et *R. irregularis* : (i) un transporteur d'acides aminés, AAP1 (*Amino Acid Permease*), qui joue un rôle dans l'absorption d'acides aminés à partir du sol, et (ii) un transporteur de dipeptides, PTR2 (*Peptide Transporter 2*), dont les transcrits sont accumulés dans les hyphes externes et intra-racinaires, ainsi que dans les cellules arbusculaires (Figure 12-4). Ceci suggère un rôle de PTR2 dans l'absorption de petits peptides à partir de la solution du sol, ainsi que dans leur échange au niveau de l'espace péri-arbusculaire (Belmondo et al., 2014).

Chez les plantes, les systèmes de transport de $NO_3^-$ sont répartis en trois familles : les familles NRT2 et NRT3, qui regroupent des transporteurs spécifiques de $NO_3^-$ et les transporteurs de la famille des NPF qui transportent une grande variété de substrats tels le $NO_3^-$, des peptides, des acides aminés ou des phytohormones (Léran et al., 2014). L'interaction avec les CMA peut entraîner une modification de l'expression de ces différents transporteurs dans les racines des plantes mycorhizées. Par exemple, chez la tomate, *LeNRT2.3* est exprimé uniquement dans le rhizoderme des racines non mycorhizées, mais se retrouve fortement induit
dans le cortex des racines mycorrhizées par *R. irregularis* (Casieri et al., 2013) (Figure 12-4). Chez *M. truncatula*, des analyses transcriptomiques couplées à la technique de microdissection laser (permettant d'individualiser des cellules au sein d'un tissu) ont mis en évidence la régulation de plusieurs transporteurs NPF. On peut citer notamment l'induction de *MtNPF4.12*, et *MtNPF5.3* dans les racines mycorhizées par *F. mosseae* et *R. intraradices*, ou *MtNPF4.13* et *MtNPF4.14* exprimés spécifiquement dans les cellules arbusculaires (Casieri et al., 2013).

Les analyses phylogénétiques des transporteurs d'NH₄⁺ de plantes mettent en évidence une répartition en deux sous-familles : (i) les AMT1, proches des transporteurs d'ammonium des procaryotes, fonctionnellement bien caractérisés, et qui regroupent majoritairement des systèmes de transport d'NH₄⁺; (ii) les AMT2, plus proches des AMT/MEP fongiques, et dont les propriétés fonctionnelles sont indéterminées à ce jour, bien que certaines expériences aient démontré leur capacité à transporter du NH₃ à la place du NH₄⁺ (Guether et al., 2009a). De nombreuses études réalisées chez différentes espèces de plantes ont mis en évidence l'existence d'AMT racinaires exprimés uniquement en condition de mycorhization (Guether et al., 2009a; Koegel et al., 2013). Parmi eux on peut par exemple citer *LjAMT2.2*, exprimé dans les cellules arbusculaires et qui transporterait du NH₃ au lieu de l'NH₄⁺ (Guether et al., 2009a). Récemment une étude a proposé deux rôles fonctionnels distincts pour deux AMTs chez *M. truncatula* : AMT2;3 serait plutôt impliqué dans la détection et/ou la signalisation des conditions favorables au maintien des arbuscules, alors que AMT2;4 serait dédié à l'absorption d'NH₄⁺ depuis l'espace apoplastique (Breuillin-Sessoms et al., 2015). Enfin, concernant l'azote organique, de nombreux gènes codant des transporteurs putatifs appartenant aux familles AAP et PTR, mentionnées précédemment, sont régulés par la MA chez les espèces modèles *M. truncatula* et *Lotus japonicus* (Guether et al., 2009b; Gaude et al., 2011).

Bien que le transport d'azote, depuis son prélèvement dans le sol par les CMA jusqu'à son acquisition par la plante, soit bien documenté, la nature des composés échangés entre les deux partenaires au niveau de l'interface péri-arbusculaire est encore imprécise.

## 2.3. Transport des composés phosphatés du sol à la plante hôte

Quelle que soit la teneur totale en phosphate (P) dans le sol, seule une très faible proportion est directement assimilable par les racines. En effet, les plantes absorbent le P sous sa forme inorganique (Pi), représentée par les ions orthophosphates H₂PO₄⁻/HPO₄²⁻ libres en solution dans le sol. Or, ces ions Pi libres ont tendance à précipiter avec des éléments tels que le fer, l'aluminium et le calcium, et à s'associer avec des composés organiques pour former des complexes immobiles dans le sol, diminuant leur biodisponibilité. Ces phénomènes, couplés à une absorption rapide du Pi libre par les racines, créent une zone de déplétion au niveau de la rhizosphère. Les plantes ont ainsi dû développer diverses stratégies pour augmenter leur accès au Pi, et
l'une d'entre elles, comme pour l'azote, est l'association symbiotique avec les CMA (voir chapitre 7 de cet ouvrage). En effet, lors de l'interaction avec les CMA, l'absorption du Pi *via* la voie mycorhizienne devient dominante sur la voie directe et peut représenter de 20 à 100 % de l'absorption totale de P par la plante (Smith & Read, 2008). Que ce soit chez les plantes ou les CMA, les systèmes de transport actifs impliqués sont majoritairement de type symport Pi/H⁺.

Chez les CMA le premier transporteur de Pi, GvPT (*Pi Transporter*), a été identifié chez *Glomus versiforme* (Harrison & van Buuren, 1995). De par sa localisation dans les hyphes externes et sa capacité à transporter du Pi, GvPT participerait à l'absorption du Pi depuis le sol (Figure 12-4). L'étude de la régulation d'un transporteur PT chez *R. irregularis* démontre que le champignon est capable d'optimiser l'absorption de Pi en fonction de sa disponibilité dans l'environnement et également en fonction de son statut symbiotique (Casieri *et al.*, 2013). Une fois absorbé, le Pi est rapidement stocké dans les vacuoles fongiques sous forme de polyphosphates (polymères de Pi), ou incorporé aux phospholipides et aux acides nucléiques (Smith & Read, 2008). Les dosages réalisés dans les différents compartiments fongiques, suggèrent que le transport à longue distance de Pi se fait préférentiellement sous forme de polyphosphates, qui une fois acheminés dans les hyphes internes, sont hydrolysés en Pi avant d'être libérés dans l'espace péri-arbusculaire *via* un mécanisme encore inconnu (Garcia *et al.*, 2016).

Chez les plantes, les systèmes de transport de Pi sont répartis en trois familles : la famille Pht1, qui regroupe des transporteurs présents dans la membrane plasmique, et les familles Pht2 et Pht3 qui comprennent des transporteurs localisés majoritairement dans les plastes et mitochondries. A ce jour, seuls les transporteurs Pht1 semblent être impliqués dans la MA. Au sein de cette famille les transporteurs sont divisés en quatre groupes phylogénétiques et fonctionnels différents. Seuls les transporteurs des groupes 1 et 3 participent au transport de Pi *via* la voie mycorhizienne (Casieri *et al.*, 2013). Le premier transporteur spécifique de la mycorhization à avoir été identifié chez les plantes est MtPT4, localisé sur la MPA (Harrison, 2002) (Figure 12-4). Il est utilisé depuis comme marqueur moléculaire de la symbiose MA chez l'espèce modèle *M. truncatula*. D'autres transporteurs de Pi spécifiquement accumulés en condition mycorhizée ont par la suite été identifiés chez de nombreuses espèces d'intérêt agronomique (Tian *et al.*, 2013 ; Walder *et al.*, 2015). En général, l'induction de ces transporteurs spécifiques de la mycorhization est accompagnée d'une répression d'autres transporteurs Pht1, la plupart impliqués dans la voie directe d'absorption du Pi et sensibles aux concentrations de Pi externe. Ces régulations opposées entre les différents groupes fonctionnels de Pht1 traduisent le passage de la voie directe d'absorption du Pi à la voie mycorhizienne qui devient alors favorisée.

En plus de son implication dans la nutrition de la plante, le Pi est un signal majeur nécessaire au maintien de la MA (Garcia *et al.*, 2016). En effet, il est admis que les apports importants en Pi inhibent le développement de la MA, en favorisant la voie d'absorption directe, certainement moins coûteuse pour la plante. De récentes études ont permis d'établir que cette régulation passe par un
signal systémique, impliquant probablement les strigolactones (voir chapitre 16 de cet ouvrage).

## 2.4. Transport des éléments soufrés du sol à la plante

Le soufre (S) est assimilé par les plantes sous sa forme soluble, le sulfate ($SO_4^{2-}$). Il peut être stocké transitoirement dans les vacuoles ou pénétrer dans les chloroplastes/plastes pour être réduit puis utilisé pour la synthèse d'acides aminés soufrés (cystéine et méthionine) ou autres métabolites (Casieri et al., 2013). Dans la symbiose MA, le transport de $SO_4^{2-}$ est réalisé via un transport actif, faisant intervenir des transporteurs de type symport $SO_4^{2-}/H^+$ appelés SulPs (Sulfate Permeases) chez les CMA et SulTRs (Sulfate Transporters) chez les plantes (Casieri et al., 2013). La symbiose mycorhizienne améliore la nutrition sulfatée de la plante (Casieri et al., 2013). A ce jour, chez *R. irregularis*, cinq *SulP* putatifs existeraient et seraient exprimés à des niveaux similaires dans les hyphes internes et externes (Figure 12-4) ; aucun rôle précis des protéines codées n'ayant pu être démontré.

Casieri et al. (2012) ont montré, chez *M. truncatula* mycorhizé avec *R. irregularis* et fertilisé avec différentes concentrations de $SO_4^{2-}$, que la régulation des *MtSULTRs* est complexe. Chez le lotier (*L. japonicus*), des expériences de localisation *LjSULTR1.2* révèlent un changement de profil d'expression en fonction du statut symbiotique : une expression dans toute la racine en condition non mycorhizée et dans les racines mycorhizées une localisation restreinte aux cellules arbusculaires (Garcia et al., 2016) (Figure 12-4). D'après ces doubles localisations et régulations, les auteurs proposent qu'à l'inverse de ce qui a été décrit pour les transporteurs de Pi (partie 2.3), un transporteur unique, SULTR1.2, serait impliqué dans les deux voies d'absorption, directe et mycorhizienne, chez le lotier.

Si comme, nous venons de le voir, les transportomes des partenaires végétaux et fongiques de la MA sont maintenant bien identifiés, un élément essentiel à la bonne connaissance et gestion de la MA est la compréhension de la régulation de ces protéines membranaires.

## 3. Régulation des protéines de transport impliquées dans les échanges trophiques de la mycorhize à arbuscules

Les membranes cellulaires sont des structures dynamiques. Cette dynamique, indispensable à la survie des cellules eucaryotes, assure l'homéostasie des compartiments intracellulaires ainsi que la communication entre l'intérieur et l'extérieur des cellules. Afin d'augmenter ou limiter les échanges de nutriments entre le milieu intra- et extracellulaire, les transporteurs membranaires peuvent être régulés, à l'échelle de la protéine, par (i) des mécanismes de modification protéique (e.g., modifications post-traductionnelles), (ii) un trafic vésiculaire d'arrivée à la membrane (exocytose ou recyclage) ou de départ de la membrane (endocytose pouvant amener à leur dégradation) (Krügel & Kuhn, 2013).
Peu ou pas de données existent à ce jour quant à d'éventuelles modifications protéiques jouant un rôle dans l'activité des
transporteurs au cours de la MA. La membrane plasmique contient des régions qui présentent une composition lipidique et
protéique spécifique, appelées microdomaines membranaires. Ces régions agissent comme des plateformes de signalisation où
certains composés peuvent s'associer et se réorganiser à la suite des stimuli perçus. Elles sont également impliquées dans le trafic
vésiculaire, l'adressage de protéines et la transduction de signaux. Chez les cellules animales, ces mécanismes de régulation de
transporteurs via des dynamiques membranaires ont été bien décrits. L'exemple le plus connu est celui du transporteur de glucose
GLUT4, qui circule entre la membrane plasmique et des compartiments intracellulaires de stockage. En réponse à l'insuline, le
transport de glucose est activé par un recrutement réversible de GLUT4 à la membrane plasmique par l'arrivée de vésicules
d'exocytose (Antonescu et al., 2014). En absence d'insuline, GLUT4 est séquestré dans des compartiments intracellulaires de
stockage, bloquant ainsi le transport de glucose. Chez les végétaux, malgré l'identification de nombreux transporteurs impliqués
dans les échanges de nutriments aux interfaces biotrophes (voir partie 2), rares sont les études de leurs régulations spatio-
temporelles. Différentes analyses de protéomique ont montré la présence de transporteurs de phosphate et de sucres dans les
microdomaines membranaires de plantes. Cette localisation des transporteurs pourrait indiquer qu'ils sont soumis à des
mécanismes de trafic cellulaire. La première étude qui illustre la régulation de transporteurs de sucres, en réponse à la MA, par de
tels mécanismes, est celle de Bitterlich et al., (2014). En effet, le transporteur de saccharose de tomate SISUT2, dont le gène est
exprimé dans les cellules colonisées, contrôle négativement la disponibilité en saccharose pour le CMA. La recherche de protéines
interagissant avec SUT2 a révélé la présence de protéines ayant un rôle dans la fusion de vésicules, ou associées aux
microdomaines ou encore localisées dans des vésicules intracellulaires (Bitterlich et al., 2014). Ces travaux ont montré que
l'interaction de SUT2 avec ces protéines a pour fonction d'inhiber l'activité du transporteur. De manière intéressante, il a été montré
que l'adressage et le recyclage de SUT1 de la pomme de terre sont contrôlés par l'endocytose, qui entraîne soit la dégradation du
transporteur dans la vacuole, soit son recyclage à la membrane plasmique (Figure 12-5). Enfin, il a été récemment supposé que les
transporteurs de phosphate de Medicago MtPT4 et du riz OsPT11 sont adressés spécifiquement et de manière polarisée à la MPA,
via des compartiments intracellulaires non déterminés (Kobae & Hata, 2010) (Figure 12-5). Ceci est un indice supplémentaire en
faveur d'une régulation des transporteurs par des mécanismes de dynamique membranaire.

Les autres familles de transporteurs de nutriments impliqués dans les échanges trophiques entre la plante et le CMA pourraient
également être contrôlées par des mécanismes membranaires, mais à notre connaissance aucune donnée n'est disponible. De
même, chez les CMA aucune régulation spatio-temporelle de transporteurs par des mécanismes similaires à ceux décrits chez les
animaux et les végétaux n'a pu être démontrée à ce jour.
Bien que nous soyons encore à l'orée de la compréhension de tels mécanismes de régulation des protéines membranaires, la partie 3 fait état des premiers indices de l'importance d'une dynamique membranaire des transporteurs, nécessaire à la régulation des échanges trophiques entre les partenaires lors de la MA. Au-delà de la complexité de ces échanges nutritionnels, illustrée par les multiples transporteurs et voies de régulation mis en jeu, un élément important de la biologie des CMA et de leurs hôtes tient à l'existence de « réseaux mycorhiziens communs » (RMC).

## 4. Réseaux mycéliens communs

A l'échelle d'un couvert végétal, des plantes de tailles et d'espèces différentes sont reliées entre elles au niveau de leurs racines par l'intermédiaire de RMC. Comme les CMA s'associent avec la plupart des espèces végétales, les RMC peuvent avoir un impact sur le fonctionnement et la régulation des écosystèmes en séquestrant du C, en modifiant les mouvements des éléments minéraux, en affectant la structure du sol et en influençant la composition des communautés végétales. Les RMC amplifieraient les compétitions plantes-plantes en favorisant le transfert des nutriments au voisinage des petites plantes vers les grandes plantes, en affectant la croissance des plantes compagnes et en influençant la composition des communautés végétales. Le rôle des RMC sur les interactions plantes-plantes dépend des espèces de plantes et de champignons impliqués (Walder et al., 2012). Les capacités d'échange de nutriments sont variables d'une espèce de CMA à l'autre. On peut observer un déséquilibre quantitatif entre le C investi par chacune des plantes dans la construction du RMC et les éléments minéraux (notamment N et P) fournis par ces mêmes champignons. Par exemple, lorsque la photosynthèse est réduite, les plantes colonisées par plusieurs espèces de CMA semblent distribuer préférentiellement leur C aux champignons qui leurs transfèrent le plus d'éléments minéraux (Zheng et al., 2015). Par conséquent, la formation et le maintien d'un RMC formé par un ou une suite de CMA colonisant les racines de plantes annuelles et pérennes d'un écosystème ou d'un agroécosystème mettent en lumière la nécessité d'analyser les échanges de nutriments à différentes échelles, de l'individu à la population.

A ce qui précède, il faut ajouter le fait que les CMA et leurs végétaux-hôtes sont aussi en interaction étroite avec les populations microbiennes du sol (bactéries et champignons non MA), au niveau de la rhizosphère ou de la mycorhizosphère. De plus, les végétaux comme les CMA ont un effet structurant sur les populations microbiennes du sol, conduisant souvent à la sélection d'espèces spécifiques dans ces compartiments particuliers du sol. On connaît ainsi un certain nombre de bactéries interagissant favorablement avec les plantes (PGPR, Plant Growth Promoting Rhizobacteria), qui exercent sur ces dernières des effets nutritionnels (e.g., fixation d'azote atmosphérique ou solubilisation du phosphore rétrogradé dans le sol) ou hormonaux (synthèse d'analogues d'auxines ou d'autres phytohormones végétales) (pour revue voir ben Lugtenberg & Kamilova, 2009). Par ailleurs, certaines espèces ou populations bactériennes ont la capacité d'interagir de manière positive avec les CMA en améliorant leur
capacité de colonisation racinaire, de développement dans le sol, ou encore de prélèvement des éléments minéraux (Frey-Klett et al., 2007). Le concept de « bactérie favorisant la mycorhize » (MHB, *Mycorrhiza Helper Bacteria*) a ainsi été introduit il y a quelques années (Frey-Klett et al., 2007), mais les études sur ce sujet restent aujourd'hui trop rares, notamment en ce qui concerne les mycorhizes à arbuscules. On comprend ainsi que notre connaissance des mécanismes mis en jeu au cours de cette symbiose reste extrêmement parcellaire, malgré le nombre croissant de recherches qui leurs sont consacrées. Il est maintenant difficilement contestable que cette symbiose est un élément primordial de la vie des plantes et du sol, mais nous manquons toujours d'informations claires sur le fonctionnement global de cette symbiose en situation « naturelle », hors des systèmes simplifiés du laboratoire. A l'avenir, les nouveaux outils de la biologie moléculaire (e.g., NGS, *Next Generation Sequencing...*) permettront d'approfondir nos connaissances sur les populations mycorhiziennes, et plus largement microbiennes, et leur fonctionnement dans leur environnement intégré, afin d'envisager de plus en plus d'applications pratiques de ces connaissances à travers le développement d'une « ingénierie écologique » de la symbiose mycorhizienne.

## 5. Ingénierie écologique des mycorhizes à arbuscules

Depuis quelques années, on assiste au développement rapide de la production et de la vente d'inoculants mycorhiziens par des sociétés privées dans le monde entier. Si ces produits sont avant tout destinés à un usage agricole (comme biofertilisants ou biostimulants), d'autres domaines d'application commencent à voir le jour. Ainsi, un certain nombre d'études (pour revue voir Gianinazzi et al., 2010) ont montré que les CMA peuvent être utilisés pour faciliter l'implantation et la croissance de végétaux dans des environnements difficiles comme des sols perturbés ou pollués, à des fins de :

* revégétalisation de talus miniers ou d'anciennes carrières, visant à recréer un couvert végétal limitant l'érosion. Dans le cas de sites pollués par des métaux lourds ou des polluants organiques, ces couverts peuvent en plus jouer un rôle de phytostabilisation, en fixant les polluants dans les racines et le réseau mycélien des CMA, limitant ainsi leur transfert dans l'environnement (Egamberdieva et al., 2016);

* phytoextraction correspondant à une accumulation plus importante de métaux dans les parties aériennes de végétaux dits « hyperaccumulateurs », dont la récolte permet au fil des années d'extraire une partie importante des métaux initialement présents dans le sol (Egamberdieva et al., 2016).

Dans le cas de sols contaminés par des molécules organiques (e.g., hydrocarbures dans les sites pétroliers), la flore microbienne (bactéries et champignons) associée aux racines de plantes sélectionnées peut contribuer à la dégradation des polluants en molécules plus simples sans danger pour l'homme ou l'environnement. On parle dans ce cas de phytodégradation (Volante et al., 2005). Dans tous ces cas de figure, l'utilisation d'inoculants mycorhiziens permet souvent d'améliorer l'efficacité du système, et on
parle alors de phytoextraction, phytodégradation... assistée par des champignons mycorhiziens, voire de mycorhizoremédiation. De manière analogue, quelques équipes de recherche s'attachent depuis peu à évaluer le rôle que pourraient jouer les CMA dans le fonctionnement des « bandes enherbées », utilisées pour limiter le transfert des engrais et/ou pesticides utilisés en agriculture vers les cours d'eau bordant les parcelles cultivées (communication personnelle Sejalon-Delmas). Dans les années à venir, le développement d'une agriculture urbaine, ainsi que des murs et toitures végétalisés, va probablement conduire à l'augmentation notable des surfaces « hors-sol » sur lesquelles on cherchera à implanter des végétaux, dans un but de production alimentaire ou d'amélioration de l'environnement. Dans toutes ces situations très « artificielles », dans lesquelles les populations de CMA sont inexistantes, l'inoculation exogène sera certainement une des clefs, encore pratiquement inexplorée, du succès de ces cultures.

Les champignons MA jouent aussi un rôle potentiellement important dans la séquestration du carbone dans les sols. En effet, ils constituent une partie importante de la biomasse présente dans les sols et produisent cette biomasse à partir des sucres que leur transfère leur plante hôte. On considère généralement que 4 à 20 % du carbone fixé par voie photosynthétique pourrait être « détourné » par la symbiose MA et ainsi transféré puis stocké dans le sol (Smith & Read, 2008). Parmi les différentes molécules organiques synthétisées par les CMA, la glomaline, sécrétée par les hyphes et directement déposée dans les sols, peut représenter une part importante (jusqu'à 5%) du carbone présent. Cette protéine, très stable et pouvant perdurer très longtemps dans les sols, joue un rôle majeur dans la stabilisation des agrégats du sol, protégeant ainsi la matière organique d'une dégradation trop rapide (Rilling et al., 2002). Toutefois, la contribution nette des CMA au stockage du carbone dans les sols reste spéculative, les différents mécanismes mis en jeu étant encore mal connus.

Au niveau agricole, les bénéfices potentiels de la symbiose MA commencent à être bien connus. Outre une meilleure assimilation des éléments minéraux (P, N, Fe, Zn...) permettant une réduction des apports de fertilisants, la symbiose améliore l'utilisation de l'eau par les plantes, accroît leur résistance à de nombreux stress abiotiques (stress hydrique, thermique, salin, ...), et dans certains cas accroît leur résistance à des stress biotiques, en particulier certaines pathologies racinaires. En stimulant la production de métabolites secondaires, la symbiose contribue à l'amélioration des qualités nutritives des plantes cultivées (Gianinazzi et al., 2010). Elle contribue aussi à améliorer la stabilité des sols ainsi qu'à limiter l'érosion. La symbiose MA sera donc un élément important du développement de « l'agroécologie », basée sur une utilisation raisonnée et systématique de mécanismes naturels favorisant la vie des plantes plutôt que sur l'usage massif de solutions chimiques dont les inconvénients sont de plus en plus décriés.

## 6. Conclusion

La symbiose MA, fruit d'une longue co évolution des CMA avec leurs partenaires végétaux, en interaction constante avec de
multiples autres composantes de leur environnement, est donc un élément majeur de la biologie des plantes. Certains auteurs ont même été jusqu'à dire que les plantes, dans leur état naturel, ont des mycorhizes plutôt que des racines (BEG (*European Bank of Glomeromycota*) committee (1993), www.i-beg.eu). La compréhension croissante que nous avons des mécanismes de cette symbiose ne doit pas occulter le fait que, jusqu'à présent, la majorité de ces résultats a été obtenue sur un faible nombre d'espèces fongiques, en interaction avec un petit nombre d'espèces végétales. En particulier, la souche modèle *R. irregularis* DAOM 197198, premier CMA dont le génome ait été intégralement séquencé, reste probablement la plus utilisée de nos jours dans les laboratoires de recherche. Ainsi, notre compréhension de la biologie des mycorhizes reste bien souvent limitée à quelques cas particuliers, et toute généralisation de ces concepts devra s'appuyer sur des études mettant en jeu d'autres espèces fongiques. En effet, l'utilisation d'inoculants ne contenant qu'une ou deux espèces ou souches de CMA reste prépondérante aujourd'hui. Cependant il ne fait aucun doute que les potentialités réelles de cette symbiose ne pourront être exploitées qu'avec le développement de produits combinant plusieurs espèces fongiques aux caractéristiques complémentaires, ainsi que leurs populations bactériennes associées. L'existence de banques de souches de CMA (BEG, GINCO, INVAM...), et le développement de technologies permettant leur culture en conditions contrôlées facilitera à l'avenir la généralisation de nos connaissances aux différents genres et espèces de Gloméromycètes, prélude au développement de cette future « Ingénierie écologique des CMA et de leurs microorganismes associés».

Références bibliographiques

Ait Lahmidi N., Courty P.-E., Brulé D., Chatagnier O., Arnould C., Doidy J., Berta G., Lingua G., Wipf D., Bonneau L., 2016. Sugar exchanges in arbuscular mycorrhiza: RiMST5 and RiMST6, two novel *Rhizophagus irregularis* monosaccharide transporters, are involved in both sugar uptake from the soil and from the plant partner. *Plant Physiology and Biochemistry*, 107, 354-363.

Antonescu C.N., McGraw T.E., Klip A., 2014. Reciprocal regulation of endocytosis and metabolism. *Cold Spring Harbor Perspectives in Biology*, 6(7), a016964–a016964.

Belmondo S., Fiorilli V., Pérez-Tienda J., Ferrol N., Marmeisse R., Lanfranco L., 2014. A dipeptide transporter from the arbuscular mycorrhizal fungus *Rhizophagus irregularis* is upregulated in the intraradical phase. *Frontiers in Plant Science*, 5, 436.

Bitterlich M., Krügel U., Boldt-Burisch K., Franken P., Kühn C., 2014. The sucrose transporter SISUT2 from tomato interacts with brassinosteroid functioning and affects arbuscular mycorrhiza formation. *The Plant Journal*, 78(5), 877–889.

Breuillin-Sessoms F., Floss D.S., Gomez S.K., Pumplin N., Ding Y., Levesque-Tremblay V., Noar R.D., Daniels D.A., Bravo A., Eaglesham J.B., Benedito V.A., Udvardi M.K., Harrison M.J., 2015. Suppression of arbuscule degeneration in *Medicago truncatula* phosphate transporter4 mutants is dependent on the ammonium transporter 2 family protein AMT2;3. *The Plant Cell*, 27(4), 1352–
1366.

Briskin D., 1994. Membranes and transport systems in plants: An overview. *Weed Science*, 42(2), 255-262.

Calabrese S., Pérez-Tienda J., Ellerbeck M., Arnould C., Chatagnier O., Boller T., Schübler A., Brachmann A., Wipf D., Ferrol N., Courty P.-E., 2016. GintAMT3 – A low-affinity ammonium transporter of the arbuscular mycorrhizal *Rhizophagus irregularis*. *Frontiers in Plant Science*, 7. http://doi.org/10.3389/fpls.2016.00679.

Casieri L., Ait Lahmidi N., Doidy J., Veneault-Fourrey C., Migeon A., Bonneau L., Courty P. E., Garcia K., Charbonnier M., Delteil A., Brun A., Zimmermann S., Plassard C., Wipf D., 2013. Biotrophic transportome in mutualistic plant-fungal interactions. *Mycorrhiza*, 23(8), 597-625.

Doidy J., Grace E., Kühn C., Simon-Plas F., Casieri L., Wipf D., 2012. Sugar transporters in plants and in their interactions with fungi. *Trends in Plant Science*, 17(7), 413-422.

Egamberdieva D., Abd Allah E.F., Teixeira da Silva J.A., 2016. Microbially assisted phytoremediation of heavy metal-contaminated soils. *In: Plant Metal Interaction-Emerging Remediation Techniques* (P. Ahmad, ed.), Elsevier Inc., 483-498.

Frey-Klett P, Garbaye J., Tarkka M., 2007. The mycorrhiza helper bacteria revisited. *The New Phytologist*, 176(1), 22-36.

Garcia K., Doidy J., Zimmermann S.D., Wipf D., Courty P.-E., 2016. Take a trip through the plant and fungal transportome of mycorrhiza. *Trends in Plant Science*, doi: 10.1016/j.tplants.2016.07.010.

Gaude N., Bortfeld S., Duensing N., Lohse M., Krajinski F., 2012. Arbuscule-containing and non-colonized cortical cells of mycorrhizal roots undergo extensive and specific reprogramming during arbuscular mycorrhizal development. *The Plant Journal*, 69(3), 510-528.

Gianinazzi S., Gollotte A., Binet M.N., van Tuinen D., Redecker D., Wipf D., 2010. Agroecology: The key role of arbuscular mycorrhizas in ecosystem services. *Mycorrhiza*, 20(8), 519-530.

Guether M., Neuhauser B., Balestrini R., Dynowski M., Ludewig U., Bonfante P., 2009a. A mycorrhizal-specific ammonium transporter from *Lotus japonicus* acquires nitrogen released by arbuscular mycorrhizal fungi. *Plant Physiology*, 150(1), 73-83.

Guether M., Balestrini R., Hannah M., He J., Udvardi M.K., Bonfante P., 2009b. Genome-wide reprogramming of regulatory networks, transport, cell wall and membrane biogenesis during arbuscular mycorrhizal symbiosis in *Lotus japonicus*. *New Phytologist*, 182(1), 200-212.

Harrison M. J., 2002. A phosphate transporter from *Medicago truncatula* involved in the acquisition of phosphate released by arbuscular mycorrhizal fungi. *The Plant Cell*, 14(10), 2413-2429.
Harrison M.J., van Buuren M., 1995. A phosphate transproter from the mycorrhizal fungus *Glomus versiforme*. *Nature*, **378**(6557), 626-629.

Jin H., Pfeffer P.E., Douds D.D., Piotrowski E., Lammers P.J., Shachar-Hill Y., 2005, The uptake, metabolism, transport and transfer of nitrogen in an arbuscular mycorrhizal symbiosis. *New Phytologist*, **168**(3), 687-696.

Kobae Y., Hata S., 2010. Dynamics of periarbuscular membranes visualized with a fluorescent phosphate transporter in arbuscular mycorrhizal roots of rice. *Plant and Cell Physiology*, **51**(3), 341-353.

Koegel S., Ait Lahmidi N., Arnould C., Chatagnier O., Walder F., Ineichen K., Boller T., Wipf D., Wiemken A., Courty P.-E., 2013. The family of ammonium transporters (AMT) in *Sorghum bicolor*: Two AMT members are induced locally, but not systemically in roots colonized by arbuscular mycorrhizal fungi. *New Phytologist*, **198**(3), 853-865.

Krügel U., Kuhn C., 2013. Post-translational regulation of sucrose transporters by direct protein-protein interactions. *Frontiers in Plant Science*, **4**, 237.

Léran S., Varala K., Boyer J. C., Chiurazzi M., Crawford N., Daniel-Vedele F., David L, Dickstein R., Fernandez E., Forde B., Gassmann W., Geiger D., Gojon A., Gong J. M., Halkier B. A., Harris J. M., Hedrich R., Limami A. M., Rentsch D., Seo M., Tsay Y. F., Zhang M., Coruzzi G., Lacombe B., 2014. A unified nomenclature of NITRATE TRANSPORTER 1/PEPTIDE TRANSPORTER family members in plants. *Trends in Plant Sciences*, **19**(1), 5-9.

Lugtenberg B., Kamilova F., 2009. Plant-growth-promoting rhizobacteria. *Annual Review of Microbiology*, **63**(1), 541-556.

Manck-Götzenberger J., Requena N., 2016. Arbuscular mycorrhiza symbiosis induces a major transcriptional reprogramming of the potato SWEET sugar transporter family. *Frontiers in Plant Science*, **7**, 487.

Pérez-Tienda J., Testillano P.S., Balestrini R., Fiorilli V., Azcón-Aguilar C., Ferrol N., 2011. GintAMT2, a new member of the ammonium transporter family in the arbuscular mycorrhizal fungus *Glomus intraradices*. *Fungal Genetics and Biology*, **48**(11), 1044-1055.

Pérez-Tienda J., Valderas A., Camañes G., García-Agustín P., Ferrol N., 2012. Kinetics of NH4⁺ uptake by the arbuscular mycorrhizal fungus *Rhizophagus irregularis*. *Mycorrhiza*, **22**(6), 485-491.

Redecker D., Kodner R., Graham L.E., 2000. Glomalean fungi from the Ordovician. *Science*, **289**(5486), 1920-1921.

Rillig M.C., Wright S.F., Eviner V.T., 2002. The role of arbuscular mycorrhizal fungi and glomalin in soil aggregation: Comparing effects of five plant species. *Plant and Soil*, **238**(2), 325-333.

Smith S.E., Read D.J., 2008. *Mycorrhizal Symbiosis*, 3rd edn. Academic Press, London, 800 p.
Tian H., Drijber R.A., Li X., Miller D.N., Wienhold B.J., 2013. Arbuscular mycorrhizal fungi differ in their ability to regulate the expression of phosphate transporters in maize (Zea mays L.). *Mycorrhiza*, 23(6), 507–514.

Tisserant E., Kohler A., Dozolme-Seddas P., Balestrini R., Benabdellah K., Colard A., Croll D., Da Silva C., Gomez SK., Koul R., Ferrol N., Fiorilli V., Formey D., Franken P., Helber N., Hijri M., Lanfranco L., Lindquist E., Liu Y., Malbreil M., Morin E., Poulain J., Shapiro H., van Tuinen D., Waschke A., Azcón-Aguilar C., Bécard G., Bonfante P., Harrison M.J., Küster H., Lammers P., Paszkowski U., Requena N., Rensing S.A., Roux C., Sanders I.R., Shachar-Hill Y., Tuskan G., Young J.P., Gianinazzi-Pearson V., Martin F., 2012. The transcriptome of the arbuscular mycorrhizal fungus *Glomus intraradices* (DAOM 197198) reveals functional tradeoffs in an obligate symbiont. *New Phytologist*, 193(3), 755–769.

Volante A., Lingua G., Cesaro P., Cresta A., Puppo M., Ariati L., Berta G., 2005. Influence of three species of arbuscular mycorrhizal fungi on the persistence of aromatic hydrocarbons in contaminated substrates. *Mycorrhiza*, 16(1), 43–50.

Walder F., Brulé D., Koegel S., Wiemken A., Boller T., Courty P.-E., 2015. Plant phosphorus acquisition in a common mycorrhizal network: regulation of phosphate transporter genes of the Pht1 family in sorghum and flax. *New Phytologist*, 205(4), 1632-1645.

Walder F., Niemann H., Natarajan M., Lehmann M.F., Boller T., Wiemken A., 2012. Mycorrhizal networks: Common goods of plants shared under unequal terms of trade. *Plant Physiology*, 159(2), 789–797.

Zheng C., Ji B., Zhang J., Zhang F., Bever J.D., 2015. Shading decreases plant carbon preferential allocation towards the most beneficial mycorrhizal mutualist. *New Phytologist*, 205(1), 361–368.

## Légendes des Figures

**Figure 12-1.** Schéma d'une racine mycorhizée et des voies d'absorption des nutriments. Dans le sol, une spore de champignon mycorhizien à arbuscules (CMA) germe, et développe des hyphes externes qui entrent en contact avec les cellules du rhizoderme, et les pénètrent en traversant leurs parois et leurs membranes plasmiques. Après avoir atteint le cortex racinaire, les hyphes internes forment des arbuscules au sein des cellules végétales. C'est au niveau de ces structures qu'ont lieu les échanges de nutriments entre la plante et le CMA. Les flèches grises épaisses représentent les deux voies d'absorption des nutriments : la voie directe via les poils absorbants et la voie symbiotique *via* les hyphes externes jusqu'aux cellules arbusculaires. L'encart, en ligne discontinue, schématise une cellule arbusculaire, dans laquelle on retrouve l'arbuscule (A), l'espace péri-arbusculaire (apoplasme) (B) et la membrane péri-arbusculaire ou MPA (C) de la cellule végétale.

**Figure 12-2.** Les différents types de transporteurs membranaires. Le passage d'un soluté à travers la bicouche de phospholipides peut se faire contre son gradient de concentration (transport actif) ou dans le sens de son gradient de concentration (transport
passif). Les pompes hydrolysent l'ATP pour générer un gradient de protons (H⁺) qui se concentrent à l'extérieur de la cellule. Les antiports et symports utilisent ce gradient de H⁺ pour transporter un composé (X ou Y) contre son gradient de concentration. On parlera de symport si le transport du composé Y est dans le même sens que les H⁺ et d'antiport dans le cas contraire pour le composé X. Le transport d'un composé Z dans le sens de son gradient de concentration ne nécessitant pas l'utilisation du gradient de H⁺ se fait au travers d'un uniport.

**Figure 12-3.** Schéma des voies de transport des éléments carbonées : Sucrose (Suc), Glucose (Glu), Xylose (Xyl) et Fructose (Fru), entre la plante et le champignon mycorhizien à arbuscules (CMA), et transporteurs impliqués. Les compartiments cellules végétales, CMA et sol sont représentés respectivement en gris clair, gris foncé et blanc. La membrane péri-arbusculaire (MPA) est indiquée par une ligne discontinue. Les transporteurs fongiques sont représentés en noir et les transporteurs végétaux en blanc. Les nutriments indiqués en gras représentent les formes majoritaires dans les différents compartiments. Les lettres devant les transporteurs indiquent l'espèce à laquelle ils appartiennent. (Gp : *Glomus perpusillum* ; Ri : *Rhizophagus irregularis* ; Fa : *Fragaria ananassa* ; Mt : *Medicago truncatula* ; Os : *Oriza sativa* ; Se : *Solanum lycopersicum* ; St : *Solanum tuberosum* ; So : *Spinacia oleracea*).

**Figure 12-4.** Schéma des voies de transport des éléments azotés (N), phosphatés (P) et soufrés (S) entre la plante et le champignon mycorhizien à arbuscules (CMA), et transporteurs impliqués. Les compartiments « sol », CMA et cellule végétale sont représentés respectivement en blanc, gris foncé et gris clair. La membrane péri-arbusculaire (MPA) est indiquée par une ligne discontinue. Les transporteurs fongiques sont représentés en noir et les transporteurs végétaux en blanc. Les nutriments indiqués en gras représentent les formes majoritaires dans les différents compartiments. Les lettres devant les transporteurs indiquent l'espèce à laquelle ils appartiennent. (Gi, Gint : *Glomus intraradices* ; Gmos : *Glomus mosseae* ; Ri : *Rhizophagus irregularis* ; Gv : *Glomus versiforme* ; Fm : *Funneliformis mosseae* ; Mt : *Medicago truncatula* ; Le : *Lycopersicon esculentum* ; Lj : *Lotus japonicus*).

**Figure 12-5.** Schéma simplifié des possibles régulations des transporteurs membranaires à l'interface biotrophe entre la plante et le champignon. Les microdomaines membranaires sont indiqués par des hachures. Chez la plante, les régulations connues pour les protéines dont le nom est indiqué ont été démontrées. Chez le champignon mycorhizien à arbuscules (CMA) peu d'informations sont disponibles et les mécanismes indiqués sont hypothétiques. SUT = Sucrose Transporter (transporteur de saccharose), PT = Phosphate Transporter (transporteur de phosphate) et MPA = membrane péri-arbusculaire.
# Chapitre 13

## Orienter les communautés et populations microbiennes telluriques via l'utilisation de plantes à exsudation modifiée

Yves Dessaux*

Institut de Biologie Intégrative de la Cellule (I2BC), CEA – CNRS - Université Paris-sud - Université Paris-Saclay, Département de Microbiologie, Bâtiment 34, Avenue de la Terrasse - F-91198 Gif-sur-Yvette CEDEX, France

* Auteur pour la correspondance – Yves Dessaux (yves.dessaux@i2bc.paris-saclay.fr)

### Résumé

La rhizosphère est un lieu d'échanges entre le sol et les organismes vivants que sont les microorganismes et les plantes, échanges qui se produisent particulièrement au niveau de leur système racinaire. Le cortège microbien qui entoure les racines joue plusieurs rôles majeurs tels que recyclage du carbone, de l'azote et d'autres éléments chimiques, ou contribution à la santé et à la croissance des plantes. Si un nombre limité de microorganismes exercent des actions délétères sur le végétal (ce sont les phytopathogènes), beaucoup de microorganismes associés aux racines sont considérés comme bénéfiques pour la plante. Le maintien de ces populations microbiennes favorables à la santé et à la croissance du végétal a fait l'objet de recherches et de pratiques agricoles depuis de très nombreuses années, parfois de façon empirique. Ce chapitre traite de ces recherches et de ces pratiques qui ont visé, soit au travers d'amendements, soit au travers de modifications génétiques du végétal, à orienter les populations microbiennes telluriques en faveur du végétal. Ce chapitre propose également quelques pistes qui pourraient permettre de développer de nouvelles approches en amélioration variétale.

### 1. Introduction

Leonard de Vinci aurait écrit, voilà 500 ans environ, « nous connaissons mieux la mécanique des corps célestes que le fonctionnement du sol sous nos pieds ». En dépit des progrès de la biologie, cette assertion pourrait conserver une part de vérité dans la mesure où la diversité microbienne des sols et ses implications fonctionnelles restent encore relativement méconnues. Ces lacunes proviennent en grande partie du fait que seule une fraction très limitée des micro-organismes du sol est cultivable en laboratoire (Pham & Kim, 2012). Depuis 30 ans, le développement des techniques de biologie moléculaire, telles que la PCR
(réaction en chaîne par polymérase), puis celui des techniques de séquençage à haut débit, ou des astuces culturales, ont permis d'acquérir une vision plus globale de la diversité microbienne (Vartoukian et al., 2010). Il reste cependant à comprendre les liens qui doivent exister entre diversité des individus et diversité des fonctions qu'ils déterminent.

Ces études à venir sont d'autant plus importantes que les populations et communautés microbiennes des sols (ou microbiote
tellurique) jouent des rôles cruciaux dans le fonctionnement des écosystèmes terrestres, que ceux-ci soient naturels (e.g., forêts,
prairies non exploitées, etc.) ou résultent de l'activité humaine (e.g., jardins, champs, pépinières, etc.) (Hinsinger et al., 2009 ;
Berendsen et al., 2012 ; Bender et al., 2016). Ces populations et communautés participent en effet aux grands cycles géo-
biochimiques, à la dépollution de milieux contaminés, à la production de biomasse en particulier en agriculture, et, d'une façon
générale, elles influencent la santé des plantes, des animaux et des hommes. L'objectif de ce chapitre est de montrer comment
populations et communautés microbiennes des sols pourraient être sélectionnées afin de favoriser la croissance et/ou la résistance
aux pathogènes d'espèces végétales cultivées. Il s'intéressera quasi-exclusivement à la composante bactérienne du microbiote
végétal.

2. La rhizosphère, lieu privilégié d'échanges entre micro-organismes et végétaux

La rhizosphère est un concept vieux d'une centaine d'années. Il a été émis par Lorentz Hiltner (un bactériologiste spécialiste de microbiologie du sol et professeur d'agronomie au collège Technique de Munich) et il propose que la zone de sol entourant les racines de plantes, la rhizosphère, soit définie de façon fonctionnelle, comme celle influencée par la croissance du végétal (Hiltner, 1904, cité dans Hartmann et al., 2008). Cette influence provient en grande partie de la libération par les racines de composés organiques, un phénomène appelé rhizodéposition. Ces composés ont deux origines : ce sont d'une part des métabolites que les plantes exsudent et, d'autre part, des débris végétaux tels que mucilage ou cellules, éliminés de la surface racinaire par un effet mécanique lors de la progression de la racine dans le sol (Jones et al., 2009 ; Gougoulias et al., 2014).

La quantité de carbone ainsi remise à disposition des micro-organismes varie fortement selon les espèces végétales et les
conditions de culture. Elle peut atteindre 20 à 40% de la quantité de carbone fixée par la photosynthèse (Jones et al., 2009 ;
Gougoulias et al., 2014). Par rapport à un sol nu, considéré comme un milieu pauvre, le sol rhizosphérique permet donc la
croissance de nombreux micro-organismes, dont la sélection s'opère en lien avec leur capacité à utiliser ces ressources carbonées
(Hartmann et al., 2009). Ces micro-organismes peuvent exercer un effet en retour sur la plante, effet caractéristique de la
rhizosphère, soit en favorisant sa nutrition ou sa santé, soit en exerçant une action délétère dans le cas où ces micro-organismes
seraient pathogènes (Berendsen et al., 2012 ; Mendes et al., 2013). L'une ou l'autre des actions conduit potentiellement à une
modification des composés exsudés, donc à une modification du microbiote associé à la plante. L'interaction trophique qui s'établit
dans la rhizosphère entre micro-organismes et végétaux s'apparente donc à un équilibre dynamique.

## 3. Orienter les populations et communautés microbiennes de la rhizosphère

### 3.1. Des approches aspecifiques

La description des interactions entre plantes et micro-organismes de la rhizosphère, présentée plus haut, suggère que l'on pourrait, par exemple par le biais d'amendements carbonés ou azotés, conforter la croissance de populations et communautés microbiennes, in fine dans un sens qui favoriserait la santé et la croissance des plantes (Ryan et al., 2009 ; Chaudhry et al., 2012). Ces approches ont été utilisées depuis de nombreuses années en agriculture biologique, en horticulture, et par les jardiniers par exemple par le biais d'amendements constitués de fumier de volailles, farine de viande et d'os ou de tourteau de soja, riches en azote, qui conduisent dans certaines conditions à une réduction significative de populations de micro-organismes pathogènes associée à une stimulation de la concentration microbienne totale des sols traités (Lazarovits, 2001). Des résultats intéressants ont ainsi été obtenus contre le pathogène Rhizoctonia solani par apports répétés d'extraits de levures ou de chitine, ou par ajouts de sang séché ou de farine de poisson (Postma & Schilder, 2015). Des enrichissements en composés carbonés ont également été réalisés par le biais d'apports de boues d'épuration (e.g., Singh et al., 2011), ou de fumier animal (Bradford et al., 2008), bien que ceux-ci puissent poser des problèmes sanitaires (e.g., Udikovic-Kolic et al., 2014).

L'usage de composts d'origine végétale est plus sûr, et également largement documenté. Il conduit souvent à une réduction de l'incidence de différentes pathologies, telles celles induites par le pathogène Ralstonia solanacearum (Yuliar et al., 2015). Cette technique est également efficace pour limiter les rhizoctones, les pourritures noires ou de racines (induites par Pythium ultimum, Rosellinia necatrix, Phytophthora spp.), les flétrissements de type fusarioses ou verticillioses (dus à Fusarium oxysporum, Verticillium dahliae), ou les pourritures blanches ou galles communes (induites par Sclerotinia spp. ou Streptomyces spp.) (Hoitink et al., 1997 ; Bonanomi et al., 2007 ; Bonilla et al., 2012 ; Hadar & Papadopoulou, 2012 ; Postma & Schilder, 2015). Une revue récente à laquelle le lecteur intéressé pourra se référer, présente dans les détails les résultats obtenus en matière d'usage d'amendements en lutte contre les pathogènes (Larkin, 2015). Néanmoins, dans nombre de cas, les effets observés dépendent de différents facteurs tels que composition des composts, fréquence d'application, nature des sols ou des plantes cultivées (Hoitink et al., 1999 ; Larkin, 2015). Par ailleurs, les effets observés n'ont pas toujours pu être formellement liés à des changements identifiés de la composition de la microflore associée au végétal, même si des progrès récents ont été enregistrés en lien avec l'amélioration des méthodes moléculaires d'écologie microbienne.

### 3.2. Une première approche ciblée : l'introduction de bactéries d'intérêt agronomique au voisinage du végétal

L'existence des rhizobactéries promotrices de croissance, plus connue sous l'acronyme anglais de PGPR (« plant growth
promoting rhizobacteria ») est avérée depuis de nombreuses années (Bhattacharyya & Jha, 2012 ; Vacheron et al., 2013). Les mécanismes qui sous-tendent l'effet de promotion de croissance peuvent être classés comme mécanismes directs ou indirects (Tailor & Joshi, 2014 ; Chauhan et al., 2015). Parmi les effets directs, ces bactéries sont capables d'agir directement sur la croissance végétale par le biais de la synthèse ou de la modulation de la concentration de phytohormones (auxine, cytokinine, éthylène ; e.g., Belimov et al., 2015), ou sur la nutrition du végétal par le biais d'une capacité à solubiliser le fer et le phosphore au voisinage de la plante (Pii et al., 2015). Les effets indirects incluent la stimulation des réactions de défense de la plante (Huang & Zimmerli, 2014), la production de biocides (antibiotiques, antifongiques, nématicides ; Saraf et al., 2014) ou la « simple » occupation de la niche que constitue la rhizosphère (Drogue et al., 2012).

De très nombreux essais d'introduction de ces bactéries PGPR ont été réalisés depuis des années, avec pour objectif une protection ou une amélioration de la biomasse des végétaux. Des résultats intéressants ont été obtenus et il est impossible de tous les rapporter ici. On peut citer par exemple l'accroissement de taille du système racinaire de la moutarde et du colza dans des sols contaminés en métaux lourds par diverses souches de *Pseudomonas* (Belimov et al., 2005) ou l'accroissement du poids frais, de la longueur des racines et une tolérance à la sécheresse chez le pois, toujours en réponse à l'inoculation de souches de *Pseudomonas* (Zahir et al., 2008). En ce qui concerne une meilleure réponse aux pathogènes, mentionnons des essais d'inoculation simultanée de deux souches de *Bacillus* spp. qui ont permis une réduction de la sévérité des symptômes induits par *P. syringae* pv. tomato sur la plante modèle *Arabidopsis thaliana* (Ryu et al., 2007). De même, l'inoculation d'une souche PGPR de *P. putida* sur la tomate a permis d'accroître sa résistance au pathogène *Botrytis cinerea* (Akram et al., 2008), l'agent de la pourriture grise. Le lecteur intéressé pourra se référer à des revues qui traitent de ce sujet (Babalola, 2010 ; Bhattacharyya & Jha, 2012) et incluent des références à des bactéries endophytes (Gaiero et al., 2013).

Un des problèmes majeurs liés à l'usage d'inocula microbiens est celui de leur persistance au champ, en général limitée (Martínez-Viveros et al., 2010 ; Rani & Goel, 2012), sauf dans le cas très particulier des sols dits suppresseurs où une microflore bactérienne comportant souvent des Pseudomonaceae se maintient (Almario et al., 2014). Cette persistance limitée est liée au fait que l'interaction entre la bactérie PGPR et la plante implique également d'autres interactions avec des organismes vivants, éventuellement compétiteurs, et l'implication de facteurs abiotiques variables (Dutta & Podile, 2010 ; Rani & Goel, 2012).

En réponse à cette limitation, des essais de stimulation de populations d'intérêt ont été menés, impliquant des amendements spécifiques des sols. Ainsi, une souche de *P. putida* rendue capable de métaboliser l'acide salicylique (une des phytohormones) a été inoculée à des sols nus non stérilisés, traités ou non par cette molécule, et dans des rhizosphères de tomates, dont le sol avait aussi été traité ou non par la phytohormone. La concentration cellulaire de la souche dégradant l'acide salicylique a augmenté en
deux semaines dans le sol traité 100 fois plus que dans le sol non traité. La concentration cellulaire de cette même souche a également augmenté environ 20 fois plus dans la rhizosphère des tomates cultivées en sol traité que dans la rhizosphère de tomates cultivées en sol non amendé (Colbert et al., 1993b). Ce type d'expériences répétées avec deux autres souches PGPR quasi isogéniques de *Pseudomonas putida*, antagonistes du pathogène *Pythium ultimum*, l'une capable de dégrader le salicylate et l'autre non, a permis de montrer dans le sol amendé un très fort avantage compétitif de la souche capable de métaboliser cette molécule (Colbert et al., 1993a). Des expériences similaires ont été réalisées avec des bactéries rendues capables de dégrader des détergents, dont la croissance est fortement stimulée dans des sols nus amendés avec ces détergents, par rapport à ce qui est observé en sols nus non amendés. Cette stimulation est moins marquée en sol rhizosphérique, les résultats dépendant assez sensiblement du détergent utilisé (Devliegher et al., 1995). Plus récemment, des bactéries capables d'interférer avec la production de facteurs de virulence du phytopathogène *Pectobacterium* ont été identifiés (Uroz et al., 2003). Des essais encourageants de stimulation de leur croissance au voisinage du système racinaire de plants de pommes de terre par apport de substrats électifs ont été réalisés (Cirou et al., 2007, 2011 ; voir chapitre 14 de cet ouvrage).

### 3.3. Une seconde approche ciblée : la modification de l'exsudation racinaire

Les problèmes rencontrés avec les amendements de sol résident dans la persistance de l'effet de stimulation en cas d'arrêt d'amendement. Une seconde approche consisterait à orienter les populations et communautés microbiennes dans un sens qui favoriserait la santé et la croissance des plantes par le biais d'une modification de l'exsudation racinaire (Savka et al., 2002 ; Ryan et al. 2009 ; Dessaux et al., 2016). Cette stratégie impliquerait de modifier génétiquement la plante ; elle reste donc peu adaptée à l'agriculture biologique en tant que telle en raison de la faible acceptabilité de la technologie par les agriculteurs pratiquant cette agriculture. L'idée qui la sous-tend est néanmoins d'importance écologique. Cette approche constitue en effet un démonstrateur de l'intérêt potentiel qu'il y aurait à sélectionner des variétés capables d'associer à leur système racinaire une microflore bénéfique dans le cadre de l'amélioration variétale. Cette idée est relativement nouvelle ; elle avait été proposée à l'origine dans le cadre de protocoles de phytoremédiation (Kuiper et al., 2001).

### 3.4. L'utilisation de plantes productrices d'opines comme système modèle d'association dirigée

Une difficulté importante liée à la mise en place d'une association dirigée réside dans l'existence de composés dont on peut induire la synthèse dans les exsudats racinaires, et qui pourront être dégradés par les bactéries à associer au système racinaire. Dans ce contexte, les molécules de choix sont les opines, composés spécifiquement retrouvés dans des galles d'origine microbienne induites par *Agrobacterium tumefaciens* (Dessaux et al., 1998). Ces galles résultent d'une transformation génétique au cours de laquelle un fragment d'ADN bactérien, le T-DNA (pour « transferred DNA »), issu du plasmide Ti porteur des déterminants de
virulence, est transféré de la bactérie vers le matériel génétique nucléaire de la plante, où il s'intègre. Les gènes portés par le T-DNA s'expriment. Certains codent pour la production d'hormones végétales responsables de la prolifération cellulaire, et donc de la formation de la tumeur (Pitzschke & Hirt, 2010 ; Christie & Gordon, 2014 ; Subramoni et al., 2014 ; Nester, 2015). D'autres déterminent la synthèse des opines (Figure 13-1). Ces composés sont des molécules de faible poids moléculaire, formées aux dépens des réserves métaboliques de la plante, le plus souvent à partir d'acides aminés, d'acide alpha-cétoniques ou d'oses (Figure 13-2). Ces composés se retrouvent dans les espaces intercellulaires de la tumeur, où ils sont utilisés comme substrats de croissance par les agrobactéries ayant induit la formation de cette tumeur. Les gènes impliqués dans la dégradation des opines sont également portés par le plasmide Ti (Dessaux et al., 1998). Certaines des opines induisent également le transfert conjugatif du plasmide Ti d'une bactérie virulente vers une bactérie avirulente *via* une étape de régulation de type quorum-sensing (détection de quorum) (White & Winans, 2007). L'ensemble de ces deux éléments a conduit à la formulation du concept d'opines, qui décrit ces molécules comme des composés dont la synthèse est induite par le pathogène, et dont la présence dans l'environnement favorise la multiplication et la dissémination de ce pathogène (Schell et al., 1979 ; Tempé & Petit, 1983).

Dans le cadre des expériences visant à orienter les populations microbiennes de la rhizosphère, les opines présentent donc un intérêt majeur : l'existence de gènes de synthèse s'exprimant naturellement dans le contexte végétal, et l'existence de gènes de dégradation s'exprimant naturellement dans le contexte bactérien. Les premières expériences d'orientation des populations microbiennes ont principalement visé à vérifier de façon expérimentale le concept d'opines. Ainsi, des plantes rendues productrices de l'opine mannopine (Figure 13-2), et deux souches de *Pseudomonas* quasi-isogéniques, l'une naturellement capable d'utiliser cette opine et l'autre, un mutant d'insertion incapable de dégrader la mannopine, ont été obtenues. Dans des conditions où ces deux souches étaient en compétition au voisinage des plantes productrices, la souche utilisatrice de mannopine a présenté un avantage compétitif marqué sur la souche non utilisatrice (Lam et al., 1991). Un des intérêts que présente la famille des mannityl-opines réside dans le fait que ces composés s'accumulent dans les végétaux, et qu'ils en sont exsudés à haute concentration (Savka & Farrand, 1992). Une expérience similaire à la précédente, a été réalisée en comparant la croissance d'agrobactéries capables ou non de dégrader ces mannityl-opines au voisinage de plantes de lotier (*Lotus corniculatus*) productrices ou non (Guyon et al., 1993). Ces travaux ont révélé le fort avantage sélectif des bactéries utilisatrices au voisinage des plantes productrices.

Ces expériences ont constitué le point de départ de travaux ultérieurs visant à orienter certaines populations bactériennes dans l'environnement végétal. Wilson et collaborateurs (Wilson et al., 1995) ont utilisé deux lignées de tabac quasi-isogéniques (*Nicotiana tabacum* cv. Xanthi), l'une sauvage et l'autre produisant des mannityl-opines (Figure 13-2). Ils ont étudié la colonisation
épiphyte de ces deux lignées par deux souches également quasi-isogéniques de *Pseudomonas syringae*, l'une sauvage et l'autre rendue capable de dégrader ces opines (cf. ci-dessus). Ils ont observé que la croissance de la souche dégradant les mannityl-opines été légèrement favorisée (d'un facteur 4 environ) sur les feuilles les plus basses de la plante. Ces mêmes lignées végétales ont été cultivées en substrat stérile, et leur colonisation racinaire a été étudiée au moyen de deux souches de *Pseudomonas fluorescens* quasi-isogéniques, l'une sauvage et l'autre dégradant les mannityl-opines. Inoculées indépendamment l'une de l'autre, la concentration cellulaire de ces deux souches et leurs cinétiques de colonisation se sont révélées identiques sur plantes sauvages et sur plantes productrices d'opines. Ceci indique que l'allocation de ressources carbonées à la synthèse d'opines par les plantes ne modifie pas la capacité de portage global de leur système racinaire. Inoculées en compétition, la souche utilisatrice d'opines s'est révélée beaucoup plus compétitive (d'un facteur 5 log₁₀) que la souche sauvage dans l'environnement producteurs d'opines (Savka & Farrand, 1997). Une expérience voisine a été conduite en utilisant quatre lignées de lotiers quasi-isogéniques, l'une sauvage, la seconde produisant l'opine mannopine, la troisième les opines mannopine et nopaline, et la quatrième les opine mannopine, nopaline et cucumopine (Figure 13-2). Ces plantes ont été installées en sol non stérile, et les populations microbiennes sélectionnées ont été analysées par culture sur milieux sélectifs ou semi-sélectifs (Oger et al., 1997). D'une façon générale, les résultats ont montré que les équilibres microbiens entre les populations analysées (Pseudomonaceae, bactéries thermo-tolérantes, bactéries sporulantes) n'étaient pas affectés par la modification de l'exsudation racinaire que constituait la production d'opines. En revanche, les communautés microbiennes capables de dégrader les opines ont vu leur concentration fortement stimulée (de 2 à 3 log₁₀ environ) dans le système racinaire des plantes productrices d'opines. En lien, et de façon remarquable, bien que la concentration cellulaire des *Pseudomonas* n'ait pas été affectée par la production d'opines, la proportion d'utilisateurs de l'opine nopaline au sein de ce groupe a été, elle, fortement stimulée au voisinage de plantes productrices de nopaline, un phénomène non observé pour l'opine mannopine. Ces observations sont particulièrement importantes dans la mesure où elles démontrent que l'ingénierie de l'exsudation racinaire végétale, qui peut ne pas avoir de conséquences en termes d'abondance d'une population, peut néanmoins affecter de façon positive une fonction biologique au sein d'une population donnée, dans ce cas l'utilisation de l'opine considérée. Ces résultats, obtenus avec la plante modèle Lotus et un seul type de sol, ont été partiellement répétées avec une autre plante à exsudation modifiée, la morelle noire (*Solanum nigrum*) et dans un sol non stérile, d'origine géographique différente. Dans ce cas aussi, une stimulation spécifique des communautés utilisatrices d'opines a été observée dans la rhizosphère de plantes productrices d'opines (Mansouri et al., 2002), indiquant que ce phénomène n'est pas limité à une plante donnée ni à un sol donné. Au-delà de la possibilité de pouvoir orienter les populations microbiennes de la rhizosphère que ces travaux ouvrent, ceux-ci ont constitué une première validation expérimentale du concept de rhizosphère, évoqué en Introduction.
Les expériences décrites ci-dessus démontrent donc qu'il est possible d'orienter les populations microbiennes de la rhizosphère. À ce stade cependant, des questions restaient en suspens. Une première question est celle de la spécificité de la modification induite par la production d'opines. Pour répondre à cette question, les lignées de lotier décrites plus haut, produisant les opines mannopine et nopaline, ont été installées en sol non stérile, et les populations cultivables utilisatrices ont été étudiées par analyse du gène déterminant l'ARN 16S. Les utilisateurs de l'opine mannopine appartenaient presque tous à deux des espèces d'Agrobacterium et au genre Microbacterium, taxonomiquement éloigné des agrobactéries. Les utilisateurs de nopaline, eux, appartenaient presque entièrement à la famille des Rhizobiaceae à l'exception du genre Agrobacterium (Oger et al., 2004). Cette étude montre donc que l'exsudation simultanée de deux opines (dans ce cas par la même plante) conduit à la sélection de populations bactériennes différentes, et démontre donc la possibilité de favoriser spécifiquement une population donnée en fonction du métabolite exsudé choisi.

Une seconde question en suspens concernait la rémanence du biais microbien induit dans la rhizosphère à la production d'opines. Pour répondre à cette question, les plantes de lotier quasi-isogéniques, productrices ou non des opines mannopine et nopaline ont à nouveau été installées en sol non stérile (Oger et al., 2002). Après plusieurs semaines de croissance, les sols ayant supporté la culture de ces plantes ont été récupérés et des plantes de lotier non productrices d'opines ont été installées dans le sol ayant supporté la croissance des plantes productrices. La concentration microbienne des communautés utilisatrices des opines mannopine ou nopaline, élevée dans ces sols au moment du remplacement des plantes, a été mesurée pendant les cinq semaines qui ont suivi ce remplacement. Après quatre semaines, la concentration microbienne de la communauté utilisatrice de la nopaline était revenue à un niveau comparable à celui de l'expérience témoin négatif (remplacement de plantes non productrices par des plantes non productrices d'opines). À l'inverse, la concentration microbienne de la communauté utilisatrices de l'opine mannopine s'est maintenue à un niveau intermédiaire entre celui des expériences témoins négatif (remplacement de plantes non productrices par des plantes non productrices d'opines) et positif (remplacement de plantes productrices par des plantes productrices d'opines). Une explication plausible est que la microflore utilisatrice de mannopine sélectionnée dans les conditions expérimentales serait davantage adaptée à la rhizosphère du lotier que ne l'est la microflore utilisatrice de la nopaline. Cette expérience est importante parce qu'elle indique que le biais induit par la production d'opines peut-être partiellement rémanent dans l'environnement végétal. D'une façon plus globale, elle indique aussi que la composition de la microflore bactérienne associée à une plante, analysée au temps *t*, peut être déterminée par des composés d'origine végétale, absents au moment de cette analyse. En d'autres termes, la composition de la microflore associée à la rhizosphère est le reflet de l'histoire des interactions qui se sont établies entre la microflore bactérienne et la plante, depuis sa germination jusqu'au moment de l'analyse.
Une dernière question concernait l'impact de la modification de l'exsudation sur les populations non cultivables de la rhizosphère. En effet, comme indiqué dans l'Introduction, la microflore, tout au moins la microflore bactérienne associée à la rhizosphère, reste largement non cultivable (Pham & Kim, 2012). Pour accéder à cette fraction non cultivable, une approche métagénomique a été entreprise. Pour cela, un sol non stérile a été soumis à percolation par une solution stérile mimant la composition d'exsudats racinaires (exsudats synthétiques). En parallèle, une partie des molécules composant ces exsudats a été remplacée, à quantité de carbone constante, par l'opine octopine en proportion variable. L'impact sur la microflore bactérienne a été évalué par séquençage massif du gène déterminant l'ARN 16S, obtenu à partir d'amplification de l'ADN extrait du sol (Mondy et al., 2014). Cette expérience a confirmé que les grands équilibres microbiens du sol, y compris ceux concernant les bactéries non cultivables, n'ont pas été affectés par la percolation d'exsudats synthétiques contenant ou non de l'octopine en proportion variable. Elle a également permis de mettre en évidence deux stratégies de colonisation différentes des micro-organismes de la rhizosphère, dont la croissance était stimulée par l'octopine : la copiotrophie, dans lequel le microorganisme présente une capacité à utiliser des substrats de croissance divers, et l'oligotrophie, dans lequel le microorganisme présente une capacité à utiliser un ou quelques substrats dits de niche avec une grande efficacité. Les micro-organismes oligotrophes présentent généralement des taux de croissance plus réduits mais sont capables de « surpasser des copiotrophes dans des environnements où la disponibilité des nutriments est réduite en raison de leur efficacité plus élevée à utiliser certains substrats » (Fierer et al., 2007).

## 4. Vers une nouvelle vision des interactions entre plantes et micro-organismes associés

Les expériences décrites plus haut démontrent l'intrication forte qui existe entre plantes et micro-organismes associés, intrication qui repose, comme on l'a vu, en grande partie sur l'existence d'un lien trophique lié à l'exsudation racinaire. Elles démontrent que l'on peut favoriser la croissance de groupes microbiens qui pourraient être éventuellement bénéfiques au végétal, orienter leur développement, par le biais d'une modification de l'exsudation. Cette démarche s'inscrit dans un contexte plus large, qui fait que les plantes et les bactéries ne sont plus perçues comme des organismes « individuels » mais comme des membres d'une association (Tkacz & Poole, 2015 ; Vandenkoornhuyse et al., 2015). A l'instar des associations entre animaux et micro-organismes, cette vision caractérise la notion d'holobionte (aussi appelé superorganisme), au sein duquel les micro-organismes jouent un rôle crucial en termes d'adaptation de court et de long terme des plantes aux changements environnementaux (Zilber-Rosenberg & Rosenberg, 2008 ; Rosenberg et al., 2010 ; Rosenberg & Zilber-Rosenberg, 2016). L'holobionte doit donc être vu comme l'unité sur laquelle les pressions sélectives s'exercent. En conséquence, toute modification affectant un des membres de l'holobionte est susceptible d'en affecter d'autres. Ce concept ouvre de nouvelles perspectives en termes de biologie fondamentale (Berg et al., 2016) mais aussi en termes d'amélioration variétale. Il suggère que ces programmes devraient probablement donc prendre en compte la composante
microbienne associée à la plante.

La prise en compte de la dimension de superorganisme dans les programmes d'amélioration nécessite aussi une meilleure connaissance de la microflore associée aux cultivars d'une espèce donnée et une meilleure connaissance de la dynamique d'association en fonction du développement de la plante (voir par exemple ce qui a été réalisé avec la plante modèle *Arabidopsis* ; Lundberg *et al.*, 2012). Il est crucial de noter que la plupart des expériences de physiologie végétale telle que l'analyse du comportement de mutants KO végétaux (invalidation génétique), ou de mutants de régulation, se fait systématiquement en l'absence de la microflore associée. Si l'on veut à terme pouvoir orienter les populations microbiennes de la rhizosphère dans un sens bénéfique aux plantes il semble nécessaire de développer une nouvelle approche que l'on pourrait appeler « hologénomique fonctionnelle » (Nogales *et al.*, 2015), et qui implique que le criblage phénotypique des végétaux soit réalisé à la fois en absence et en présence du cortège microbien associé. Il s'agit là d'un véritable défi scientifique auquel se trouvent confrontés biologistes, généticiens, et améliorateurs, défi néanmoins porteur d'enjeux environnementaux majeurs.

Références bibliographiques

Adam A., Ongena M., Duby F., Dommes J., Thonart P., 2008. Systemic resistance and lipoxygenase-related defence response induced in tomato by *Pseudomonas putida* strain BTP1. *BMC Plant Biology*, **8**, 113.

Almario J., Muller D., Défago G., Moënne-Loccoz Y., 2014. Rhizosphere ecology and phytoprotection in soils naturally suppressive to *Thielaviopsis* black root rot of tobacco. *Environmental Microbiology*, **16**(7), 1949-1960.

Babalola O.O., 2010. Beneficial bacteria of agricultural importance. *Biotechnology Letters*, **32**(11), 1559-1570.

Belimov A.A., Dodd I.C., Safronova V.I., Shaposhnikov A.I., Azarova T.S., Makarova N.M., Davies W.J., Tikhonovich I.A., 2015. Rhizobacteria that produce auxins and contain 1-amino-cyclopropane-1-carboxylic acid deaminase decrease amino acid concentrations in the rhizosphere and improve growth and yield of well-watered and water-limited potato (*Solanum tuberosum*). *Annals of Applied Biology*, **167**(1), 11-25.

Belimov A.A., Hontzeas N., Safronova V.I., Demchinskaya S.V., Piluzza G., Bullitta S., Glick B.R., 2005. Cadmium-tolerant plant growth-promoting bacteria associated with the roots of Indian mustard (*Brassica juncea* L. Czern.). *Soil Biology and Biochemistry*, **37**(2), 241-250.

Bender S.F., Wagg C., van der Heijden M.G.A., 2016. An underground revolution: biodiversity and soil ecological engineering for agricultural sustainability. *Trends in Ecology & Evolution*, **31**(6), 440-452.

Berendsen R.L., Pieterse C.M.J., Bakker P.A.H.M., 2012. The rhizosphere microbiome and plant health. *Trends in Plant Science*,
17(8), 478-486.

Berg G, Rybakova D, Grube M, Köberl M., 2016. The plant microbiome explored: Implications for experimental botany. *Journal of Experimental Botany*, 67(4), 995-1002.

Bhattacharyya P.N., Jha D.K., 2012. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): Emergence in agriculture. *World Journal of Microbiology and Biotechnology*, 28(4), 1327-1350.

Bonanomi G., Antignani V., Pane C., Scala F., 2007. Suppression of soilborne fungal diseases with organic amendments. *Journal of Plant Pathology*, 89(3), 311-324.

Bonilla N., Gutiérrez-Barranquero J.A., de Vicente A., Cazorla F.M., 2012. Enhancing soil quality and plant health through suppressive organic amendments. *Diversity*, 4(4), 475-491.

Bradford S.A., Segal E., Zheng W., Wang Q., Hutchins S.R., 2008. Reuse of concentrated animal feeding operation wastewater on agricultural lands. *Journal of Environmental Quality*, 37(5 Suppl), S97-S115.

Chaudhry V., Rehman A., Mishra A., Chauhan P.S., Nautiyal C.S., 2012. Changes in bacterial community structure of agricultural land due to long-term organic and chemical amendments. *Microbial Ecology*, 64(2), 450-460.

Chauhan H., Bagyaraj D.J., Selvakumar G., Sundaram S.P., 2015. Novel plant growth promoting rhizobacteria - Prospects and potential. *Applied Soil Ecology*, 95, 38-53.

Christie P.J., Gordon J.E., 2014. The *Agrobacterium* Ti plasmids. *Microbiology Spectrum*, 2(6), 10.1128/microbiolspec.PLAS-0010-2013.

Cirou A., Diallo S., Kurt C., Latour X., Faure D., 2007. Growth promotion of quorum-quenching bacteria in the rhizosphere of *Solanum tuberosum*. *Environmental Microbiology*, 9(6), 1511-1522.

Cirou A., Raffoux A., Diallo S., Latour X., Dessaux Y., Faure D., 2011. Gamma-caprolactone stimulates growth of quorum-quenching *Rhodococcus* populations in a large-scale hydroponic system for culturing *Solanum tuberosum*. *Research in Microbiology*, 162(9), 945-950.

Colbert S.F., Hendson M., Ferri M., Schroth M.N., 1993a. Enhanced growth and activity of a biocontrol bacterium genetically engineered to utilize salicylate. *Applied and Environmental Microbiology*, 59(7), 2071-2076.

Colbert S.F., Schroth M.N., Weinhold A.R., Hendson M., 1993b. Enhancement of population densities of *Pseudomonas putida* PpG7 in agricultural ecosystems by selective feeding with the carbon source salicylate. *Applied and Environmental Microbiology*, 59(7), 2064-2070.
Dessaux Y., Grandclément C., Faure D., 2016. Engineering the rhizosphere. *Trends in Plant Science*, 21(3), 266-278.

Dessaux Y., Petit A., Farrand S.K., Murphy P.J., 1998. Opines and opine-like molecules involved in plant/Rhizobiaceae interactions.
*In: The Rhizobiaceae* (H.P. Spaink, A.K. Kondorosi, P.J. Hooykaas, eds.), Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 173-197.

Devliegher W., Arif M., Verstraete W., 1995. Survival and plant growth promotion of detergent-adapted *Pseudomonas fluorescens* ANP15 and *Pseudomonas aeruginosa* 7NSK2. *Applied and Environmental Microbiology*, 61(11), 3865-3871.

Drogue B., Doré H., Borland S., Wisniewski-Dyé F., Prigent-Combaret C., 2012. Which specificity in cooperation between phytostimulating rhizobacteria and plants? *Research in Microbiology*, 163(8), 500-510.

Dutta S., Podile A.R., 2010. Plant growth promoting rhizobacteria (PGPR): the bugs to debug the root zone. *Critical Reviews in Microbiology*, 36(3), 232-244.

Gaiero J.R., McCall C.A., Thompson K.A., Day N.J., Best A.S., Dunfield K.E., 2013. Inside the root microbiome: Bacterial root endophytes and plant growth promotion. *American Journal of Botany*, 100(9), 1738-1750.

Gougoulias C., Clark J.M., Shaw L.J., 2014. The role of soil microbes in the global carbon cycle: Tracking the below-ground microbial processing of plant-derived carbon for manipulating carbon dynamics in agricultural systems. *Journal of the Science of Food and Agriculture*, 94(12), 2362-2371.

Guyon P., Petit A., Tempé J., Dessaux Y., 1993. Transformed plants producing opines specifically promote growth of opine-degrading agrobacteria. *Molecular Plant-Microbe Interactions*, 6(1), 92-98.

Hadar Y., Papadopoulou K.K., 2012. Suppressive composts: microbial ecology links between abiotic environments and healthy plants. *Annual Review of Phytopathology*, 50, 133-153.

Hartmann A., Rothballer M., Schmid M., 2008. Lorenz Hiltner, a pioneer in rhizosphere microbial ecology and soil bacteriology research. *Plant and Soil*, 312(1), 7-14.

Hartmann A., Schmid M., Van Tuinen D., Berg G., 2009. Plant-driven selection of microbes. *Plant and Soil*, 321(1), 235-257.

Hinsinger P., Bengough A.G., Vetterlein D., Young I.M., 2009. Rhizosphere: Biophysics, biogeochemistry and ecological relevance.
*Plant and Soil*, 321(1), 117-152.

Hoitink H.A.J., Stone A.G., Han D.Y, 1997. Suppression of plant diseases by compost. *Horticultural Science*, 32(2), 184-187.

Hoitink H.A.J., Boehm M.J., 1999. Biocontrol within the context of soil microbial communities: a substrate dependent phenomenon.
*Annual Review of Phytopathology*, 37, 427-446.

Huang P.-Y., Zimmerli L., 2014. Enhancing crop innate immunity: new promising trends. *Frontiers in Plant Science*, 5, 624.
Jones D. L., Nguyen C., Finlay R.D., 2009. Carbon flow in the rhizosphere: carbon trading at the soil-root interface. *Plant and Soil*, 321(1-2), 5-33.

Kuiper I., Bloemberg G.V., Lugtenberg B.J.J., 2001. Selection of a plant-bacterium pair as a novel tool for rhizostimulation of polycyclic aromatic hydrocarbon-degrading bacteria. *Molecular Plant-Microbe Interactions*, 14(10), 1197-1205.

Lam S.T., Torkewitz N.R., Nautivyal C.S., Dion P., 1991. Impact of the ability to utilize a single substrate on colonization competitiveness. *Phytopathology*, 81, 1163-1164.

Larkin R.P., 2015. Soil health paradigms and implications for disease management. *Annual Review of Phytopathology*, 53, 199-221.

Lazarovits G., 2001. Management of soil-borne plant pathogens with organic soil amendments: a disease control strategy salvaged from the past. *Canadian Journal of Plant Pathology*, 23(1), 1-7.

Lundberg D.S., Lebeis S.L., Paredes S.H., Yourstone S., Gehring J., Malfatti S., Tremblay J., Engelbrektson A., Kunin V., del Rio T.G., Edgar R.C., Eickhorst T., Ley R.E., Hugenholtz P., Tringe S.G., Dangl J.L., 2012. Defining the core *Arabidopsis thaliana* root microbiome. *Nature*, 488(7409), 86-90.

Martínez-Viveros O., Jorquera M.A., Crowley D.E., Gajardo G., Mora M.L., 2010. Mechanisms and practical considerations involved in plant growth promotion by rhizobacteria. *Journal of Soil Science and Plant Nutrition*, 10(3), 293-319.

Mendes R., Garbeva P., Raaijmakers J.M., 2013. The rhizosphere microbiome: significance of plant beneficial, plant pathogenic, and human pathogenic microorganisms. *FEMS Microbiology Reviews*, 37(5), 634-663.

Mondy S., Lenglet A., Beury-Cirou A., Libanga C., Ratet P., Faure D., Dessaux Y., 2014. An increasing opine carbon bias in artificial exudation systems and genetically modified plant rhizospheres leads to an increasing reshaping of bacterial populations. *Molecular Ecology*, 23(19), 4846-4861.

Nester E.W., 2015. *Agrobacterium*: Nature's genetic engineer. *Frontiers in Plant Science*, 5, 730.

Nogales A., Nobre T., Valadas V., Ragonezi C., Döring M., Polidoros A., Arnholdt-Schmitt B., 2015. Can functional hologenomics aid tackling current challenges in plant breeding? *Briefings in Functional Genomics*, 2015, 1-10.

Pham V.H.T., Kim J., 2012. Cultivation of unculturable soil bacteria. *Trends in Biotechnology*, 30(9), 475-484.

Pii Y., Mimmo T., Tomasi N., Terzano R., Cesco S., Crecchio C., 2015. Microbial interactions in the rhizosphere: beneficial influences of plant growth-promoting rhizobacteria on nutrient acquisition process. A review. *Biology and Fertility of Soils*, 51(4), 403-415.

Pitzschke A., Hirt H., 2010. New insights into an old story: *Agrobacterium*-induced tumour formation in plants by plant transformation. *EMBO Journal*, 29(6), 1021-1032.
Postma J., Schilder M.T., 2015. Enhancement of soil suppressiveness against *Rhizoctonia solani* in sugar beet by organic amendments. *Applied Soil Ecology*, 94, 72-79.

Rani A., Goel R., 2012. Role of PGPR under different agroclimatic conditions. *In: Bacteria in Agrobiology: Plant Probiotics* (D.K. Maheshwari, ed.), Springer-Verlag, Heidelberg, 169-183.

Rosenberg E., Sharon G., Atad I., Zilber-Rosenberg I., 2010. The evolution of animals and plants via symbiosis with microorganisms. *Environmental Microbiology Reports*, 2(4), 500-506.

Rosenberg E., Zilber-Rosenberg I., 2016. Microbes drive evolution of animals and plants: the hologenome concept. *mBio*, 7(2), e01395-15.

Ryan P.R., Dessaux Y., Thomashow L.S., Weller D.M., 2009. Rhizosphere engineering and management for sustainable agriculture. *Plant and Soil*, 321(1), 363-383.

Ryu C.-M., Murphy J.F., Reddy M.S., Kloepper J.W., 2007. A two-strain mixture of rhizobacteria elicits induction of systemic resistance against *Pseudomonas syringae* and cucumber mosaic virus coupled to promotion of plant growth on *Arabidopsis thaliana*. *Journal of Microbiology and Biotechnology*, 17(2), 280-286.

Saraf M., Pandya U., Thakkar A., 2014. Role of allelochemicals in plant growth promoting rhizobacteria for biocontrol of phytopathogens. *Microbiological Research*, 169(1), 18-29.

Savka M.A., Dessaux Y., Oger P., Rossbach S., 2002. Engineering bacterial competitiveness and persistence in the phytosphere. *Molecular Plant-Microbe Interactions*, 15(9), 866-874.

Savka M.A., Farrand S.K., 1992. Mannityl opine accumulation and exudation by transgenic tobacco. *Plant Physiology*, 98(2), 784-789.

Savka M.A., Farrand S.K., 1997. Modification of rhizobacterial populations by engineering bacterium utilization of a novel plant-produced resource. *Nature Biotechnology*, 15(4), 363-368.

Schell J., Van Montagu M., De Beuckeleer M., De Block M., Depicker A., De Wilde M., Engler G., Genetello C., Hernalsteens J.P., Holsters M., Seurinck J., Silva B., Van Vliet F., Villarroel R., 1979. Interactions and DNA transfer between *Agrobacterium tumefaciens*, the Ti-plasmid and the plant host. *Proceedings of the Royal Society of London B Biological Sciences*, 204 (1155), 251-266.

Singh R.P., Sharma B., Sarkar A., Sengupta C., Singh P., Ibrahim M.H., 2014. Biological responses of agricultural soils to fly-ash amendment. *Reviews of Environmental Contamination and Toxicology*, 232, 45-60.
Singh R.P., Singh P., Ibrahim M.H., Hashim R., 2011. Land application of sewage sludge: physicochemical and microbial response. *Reviews of Environmental Contamination and Toxicology*, 214, 41–61.

Subramoni S., Nathoo N., Klimov E., Yuan Z.-C., 2014. *Agrobacterium tumefaciens* responses to plant-derived signaling molecules. *Frontiers in Plant Science*, 5, 322.

Tailor A.J., Joshi B.H., 2014. Harnessing plant growth promoting rhizobacteria beyond nature: a review. *Journal of Plant Nutrition*, 37(9), 1534-1571.

Tempé J., Petit A., 1983. La piste des opines. *In: Molecular Genetics of the Bacteria-Plant Interaction* (A. Pühler, ed.), Springer-Verlag, Berlin-Heidelberg, 14–32.

Tkacz A., Poole P., 2015. Role of root microbiota in plant productivity. *Journal of Experimental Botany*, 66(8), 2167-21675.

Udikovic-Kolic N., Wichmann F., Broderick N.A., Handelsman J., 2014. Bloom of resident antibiotic-resistant bacteria in soil following manure fertilization. *Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America*, 111(42), 15202-15207.

Uroz S., D'Angelo-Picard C., Carlier A., Elasri M., Sicot C., Petit A., Oger P., Faure D., Dessaux Y., 2003. Novel bacteria degrading N-acylhomoserine lactones and their use as quenchers of quorum-sensing-regulated functions of plant-pathogenic bacteria. *Microbiology*, 149(8), 1981-1989.

Vacheron J, Desbrosses G, Bouffaud ML, Touraine B, Moënne-Loccoz Y, Muller D, Legendre L, Wisniewski-Dyé F, Prigent-Combaret C., 2013. Plant growth-promoting rhizobacteria and root system functioning. *Frontiers in Plant Science*, 4, 356.

Vandenkoornhuyse P., Quaiser A., Duhamel M., Le Van A., Dufresne A., 2015. The importance of the microbiome of the plant holobiont. *New Phytologist*, 206(4), 1196-1206.

Vartoukian S.R., Palmer R.M., Wade W.G., 2010. Strategies for culture of “unculturable” bacteria. *FEMS Microbiology Letters*, 309(1), 1-7.

White C.E., Winans S.C., 2007. Cell-cell communication in the plant pathogen *Agrobacterium tumefaciens*. *Philosophical Transactions of the Royal Society B*, 362(1483), 1135-1148.

Wilson M., Savka M.A., Hwang I., Farrand S.K., L window S.E., 1995. Altered epiphytic colonization of mannityl opine-producing transgenic tobacco plants by a mannityl opine-catabolizing strain of *Pseudomonas syringae*. *Applied and Environmental Microbiology*, 61(6), 2151-2158.

Yuliar, Nion Y.A., Toyota K., 2015. Recent trends in control methods for bacterial wilt diseases caused by *Ralstonia solanacearum*.
*Microbes and Environments*, 30(1), 1-11.

Zahir Z.A., Munir A., Asghar H.N., Shaharoona B., Arshad M., 2008. Effectiveness of rhizobacteria containing ACC deaminase for growth promotion of peas (*Pisum sativum*) under drought conditions. *Journal of Microbiology and Biotechnology*, 18(5), 958-963.

Zilber-Rosenberg I., Rosenberg E., 2008. Role of microorganisms in the evolution of animals and plants: The hologenome theory of evolution. *FEMS Microbiology Reviews*, 32(5), 723-735.

## Légendes des Figures

**Figure 13-1.** Organisation des gènes d'un T-DNA d'Agrobacterium. Le T-DNA est défini comme la séquence d'ADN comprise entre deux frontières (ici représentées par des drapeaux), séquences de 24 paires de bases en répétitions directes mais imparfaites. Le transfert orienté commence à la frontière droite. Les T-DNA peuvent être constitués d'une seule séquence continue ou de deux séquences séparées par une région possiblement non transférée, comme figuré ici dans le cas des plasmides Ti dits à octopine. Les gènes portés par le T-DNA codent deux grands types de fonctions : la synthèse d'hormones de croissance et la synthèse d'opines. D'autres gènes n'ont pas de fonction connue à ce jour. Les gènes codant pour la synthèse d'auxine sont *iaaM* et *iaaH*. Le gène 5 code pour la synthèse d'un analogue d'auxine, l'acide indole-3-lactique. Le gène *ipt* code pour la synthèse d'au moins deux cytokines de structure voisine : l'isopentényl-adénine et l'isopentényl-adénosine. Le gène *ocs* code la synthèse de l'octopine (voir aussi Figure 13-2), les gènes *mas1* et *mas2* la synthèse de la mannopine, et *ags* la synthèse de l'agropine à partir de la mannopine.

**Figure 13-2.** Structures des opines citées dans le manuscrit. L'octopine et la nopaline dérivent de l'arginine, condensée avec du pyruvate et de l'alpha-cétoglutarate, respectivement. Les mannityl-opines résultent de la condensation du mannose et de la glutamine principalement (mannopine). L'agropine est la lactone dérivée de la mannopine, l'acide agropinique est le lactame dérivé de cette même opine. La cucumopine dérive de l'histidine et de l'alpha-cétoglutarate et d'un réarrangement spontané de la molécule produite.
# Chapitre 14

## Orienter les communautés et populations microbiennes telluriques via l'utilisation de biostimulants perturbant la communication moléculaire bactérienne

Xavier Latour<fnref n="1" />,*, Denis Faure<fnref n="2" />,∗

### Résumé

Chez de nombreux agents pathogènes bactériens, l'expression de la virulence est sous le contrôle de systèmes de communication intercellulaire qui informent la population pathogène sur sa densité et sa localisation dans l'hôte. Une nouvelle stratégie de lutte consiste à stimuler la croissance et l'activité de bactéries telluriques auxiliaires capables de perturber les communications de ces pathogènes. Une chaîne de transfert des connaissances, de la recherche fondamentale vers la recherche appliquée, s'est mise en place afin de mieux connaître les mécanismes moléculaires de perturbation de la communication intercellulaire des pathogènes et de réaliser les premiers essais de phytoprotection aux champs.

### 1. La lutte biologique utilisant les microorganismes du sol

La lutte biologique (ou biocontrôle) consiste à utiliser des organismes vivants ou leurs composants (phéromones, toxines, éliciteurs, enzymes extracellulaires, etc...) pour supprimer ou, à défaut, contrôler les populations d'organismes nuisibles. Parmi les organismes protecteurs étudiés, des microorganismes du sol montrent une action de protection des végétaux en interférant avec certains de leurs congénères phytopathogènes. Les effets bénéfiques obtenus par la lutte biologique reposent principalement sur la compétition spatiale et/ou nutritive avec le pathogène (comme celle pour le fer via la synthèse de sidérophores), l'antagonisme via la synthèse d'agents toxiques (e.g., cyanures), d'antibiotiques et de biosurfactants, la prédation et le parasitisme, ainsi que la stimulation des défenses de la plante (résistance systémique induite) (Diallo et al., 2011).

<footnote n="1">¹ Laboratoire de Microbiologie Signaux et Microenvironnement (MMSM), Normandie Université, Université de Rouen EA 4312, IUT, Evreux - F-27000 Evreux, France</footnote>

<footnote n="2">² Institut de Biologie Intégrative de la Cellule (I2BC), Bâtiment 21, Avenue de la Terrasse - F-91190, Gif-sur-Yvette, France</footnote>

<footnote>* Auteurs pour la correspondance – Xavier Latour (xavier.latour@univ-rouen.fr) ; Denis Faure (Denis.FAURE@i2bc.paris-saclay.fr)</footnote>
Les méthodes de biocontrôle microbiologiques représentent des alternatives ou supplétifs aux autres méthodes de lutte, fondées sur des mesures prophylactiques, des traitements chimiques ou des approches génétiques. La lutte biologique utilisant des microorganismes retient de plus en plus l'attention des chercheurs et des filières agronomiques dans la mesure où elle représente une alternative aux produits phytosanitaires de synthèse, jugés très souvent toxiques pour l'Homme et son environnement. En France, le développement du biocontrôle est encouragé par des actions incitatives et des contraintes réglementaires (nouveau Plan Ecophyto 2020/25, Certificats d'Economie de Produits Phytosanitaires-CEPP). Cependant l'utilisation des agents de biocontrôle ne représente encore qu'une très faible part du marché des agents de phytoprotection, principalement en raison de leur efficacité jugée aléatoire ou éphémère en champ ou des risques supposés dus à l'introduction dans l'environnement de microorganismes vivants.

Les recherches les plus récentes voient l'émergence de nouvelles approches de lutte biologique visant à contrer l'expression de la virulence plutôt que la viabilité des agents pathogènes. L'intérêt escompté de cette approche est de limiter l'incidence environnementale de l'application des agents de lutte biologique. La démarche consiste dans un premier temps à identifier au laboratoire le ou les éléments-clés gouvernant la virulence du pathogène ciblé ; puis dans un deuxième temps, de rechercher dans l'environnement, au plus proche des végétaux à protéger, un agent microbien auxiliaire capable d'inactiver naturellement l'expression de la virulence du pathogène ciblé. Enfin, il s'agit de développer des essais en serres ou aux champs, afin d'évaluer l'efficacité des agents microbiens de biocontrôle. La recherche de microorganismes de lutte biologique peut être associée à la recherche d'agents stimulant leur prolifération, afin de favoriser leur capacité à coloniser les plantes traitées et ainsi améliorer l'efficacité de la phytoprotection.

La lutte biologique utilisant des agents microbiens ainsi que leur biostimulation sont en cours de développement dans le but de protéger les cultures de pomme de terre (4e culture vivrière mondiale) contre des bactéries marcergènes (productrices d'enzymes dégradant les parois cellulaires végétales telles que des pectate lyases et des polygalacturonases et qui sont responsables de pourritures molles) des genres *Dickeya* et *Pectobacterium*. Ces bactéries sont aussi connues des agriculteurs sous le vocable « Erwinias marcergènes ». Ces dernières sont responsables de la maladie de la jambe noire sur les parties aériennes (tiges principalement, Figure 14-1) et de pourritures humides sur les tubercules récoltés.

Des dégâts majeurs récurrents sont rencontrés lors de la culture et la sélection de nouvelles variétés de plants de pomme de terre (création variétale), lors de la production des tubercules-semences (filière plants) et des tubercules utilisés pour l'alimentation (filière consommation) ou lors de la production d'amidon (filière transformation). Lors de l'exportation des tubercules-semences, ces pathogènes sont aussi à l'origine de nombreux litiges entre producteurs et acheteurs. Chaque année en France, de 50 à 300