Les principales sources d'incertitude, selon (Borgå et al., 2012), se rapportent au choix de la (ou des) ligne(s) de base, au fractionnement isotopique, aux biais d'échantillonnage et aux biais statistiques. La fraction des organismes prédateurs analysée, et l'extrapolation éventuelle à l'organisme entier, sont également des sources d'incertitude importantes (Houde et al., 2006a). Ces différentes sources d'incertitude ont été autant que faire se peut réduites ou maitrisées dans la présente étude :

- Sélection de taxons consommateurs primaires, si possible racleurs (Anderson et Cabana, 2007) ; cela n'a toutefois pas été possible à tous les sites. Une alternative pourrait être de mesurer le δ¹⁵N des sédiments superficiels ; en effet sur 8 échantillons (2014-2015)nous notons une corrélation significative entre le δ¹⁵N des sédiments collectés et celui des lignes de base choisies (R²=0.73, p-value 0.007). De fait, le δ¹⁵N des organismes échantillonnés en un point donné du réseau hydrographique reflète l'origine des apports d'azote dans le bassin versant amont (Anderson et Cabana, 2006). Dans la mesure où la ligne de base est censée être moins affectée par l'enrichissement trophique que les TL supérieurs, cette observation parait assez logique, et pourrait être exploitée dans une perspective opérationnelle après vérification sur un plus grand nombre de sites. L'utilisation de sédiments en ligne de base ne poserait pas de problème majeur non plus en termes de δ¹³C : en effet, les mesures de δ¹³C dans les sédiments (N=9) sont également corrélées aux médianes des δ¹³C des invertébrés des mêmes sites, sans filtrage des données<fnref n="19" /> (R²=0.79, p-value 0.001). Le δ¹³C des sédiments n'est en revanche pas corrélé au δ¹³C des chironomes encagés (R²=0.13, p-value 0.34), ni au δ¹³C des gammares encagés (R²=0.415, p-value 0.06). Cependant, le δ¹⁵N des chironomes encagés est bien corrélé à celui des sédiments (R²=0.69, p-value 0.006), mais pas le δ¹⁵N des gammares (R²=0.31, p-value 0.12). Dans la mesure où les organismes ont été nourris pendant l'encagement, le lien trophique avec le sédiment a cependant été minimisé, de manière différente pour les deux organismes.

- Evaluation du fractionnement isotopique pour chaque site ; dans 5 sites sur 9, le ΔN moyen obtenu est inférieur d'environ 1 ‰ à la valeur standard (3.4 ‰) appliquée dans la plupart des études publiées. Dans 4 cas (dont les deux passages à TIJ) les valeurs d'enrichissement trophique moyen sont proches de la valeur standard, et un site présente une valeur plus élevée. Cependant dans tous les cas l'intervalle de confiance englobe la valeur standard. En appliquant un ΔN spécifique, les niveaux trophiques du barbeau apparaissent plus élevés d'environ 0.5-0.6 TL qu'avec ΔN = 3.4 ‰, l'effet sur le chevaine étant plus variable. Toutefois, nous avons conservé le ΔN couramment utilisé dans la littérature pour déterminer les TMF, afin de faciliter la comparaison avec les valeurs déjà publiées.

- Examen des relations entre concentrations dans des fractions telles que le filet et l'organisme entier, ce qui a permis de déterminer des TMF homogènes pour tous les sites, y compris ceux pour lesquels seuls des filets avaient été analysés. Toutefois l'analyse des organismes entiers, ou celle des fractions incluant la peau, introduit une autre source d'incertitude, en raison des difficultés du broyage.

- Les biais d'échantillonnage et les biais statistiques renvoient à l'utilisation d'échantillons composites pour les maillons à la base des réseaux trophiques, tandis que les échelons plus élevés sont considérés au niveau individuel, et au déséquilibre des effectifs qui s'ensuit. Nous avons testé plusieurs approches statistiques, à savoir la régression linéaire, la régression de Kendall et un modèle à effets mixtes. La régression de Kendall permet d'inclure les données censurées, mais n'apporte pas de gain significatif quant aux biais liés à l'échantillonnage (effectifs déséquilibrés). Elle n'a pas permis de déterminer de TMF dans un plus grand nombre de cas que la régression simple ou le modèle GLMM. Dans le cas du PFOS (Tableau 11 p 35), le TMF et l'écart type sont plus faibles (sauf à TIJ) avec le modèle à effets mixtes qu'avec la régression linéaire. C'est aussi généralement le cas pour ΣHBCDD, ainsi que pour l'isomère α, à l'exception d'un site (Tableau 16 p42). Le modèle GLMM parait donc plus fiable que la régression linéaire.

A ces sources d'incertitude on pourrait ajouter le niveau d'exposition des sites et sa variabilité temporelle, et la biodisponibilité des contaminants, au niveau de base des réseaux trophiques. L'influence de ces facteurs sur les TMF n'a pu être étudiée ici.

Les TMF issus de la présente étude sont inférieurs à la médiane des valeurs publiées pour le PFOS, et similaires pour l'HBCDD (Figure 17). En revanche les TMF des PBDE que nous avons déterminés sont plus élevés que ceux publiés jusqu'à présent.

<footnote n="19">¹⁹ Médianes calculées sur tous les échantillons d'invertébrés, alors que certains peuvent être considérés comme n'appartenant pas au réseau trophique des poissons échantillonnés (cf. 4.2.3 p24)</footnote>
<figure><img src="image_19.png" /><figcaption>Figure 17 – Variabilité des TMF de la présente étude et dans la littérature</figcaption></figure>

Certains TMF publiés n'ont pas été pris en compte dans cette comparaison, comme ceux de (Kelly et al., 2009) pour le PFOS, ou les TMF déterminés par rapport aux concentrations dans les lipides pour l'HBCDD.
Par contre il n'a pas été fait de distinction entre écosystèmes d'eau douce ou salée.

Dans le cas de l'HBCDD plusieurs sites de cette étude ont été sélectionnés en raison de niveaux d'exposition élevés ; cela n'a pas été le cas du PFOS, dont les TMF sont apparemment moins variables. Il est donc possible que la variabilité des TMF du PFOS de cette étude soit sous-estimée.

Malgré les sources d'incertitude (nombreuses) dont sont affectés les TMF, et la connaissance encore très incomplète de leur variabilité intra- et inter-écosystèmes (Borgà et al., 2013, Borgà et al., 2012), cette métrique reste préférable au facteur de bioamplification (BMF), qui dépend de relations prédateur-proie spécifiques (Tomy et al., 2004a).

### 4.6.3 Conformité aux NQE

L'objectif principal de cette étude n'était pas de classer les masses d'eau par rapport aux contaminants à l'étude, ni de tester des approches dans ce sens<fnref n="20" />. Cependant, il nous a paru utile d'examiner ce point afin de pouvoir évaluer la capacité prédictive des organismes encagés (étape 1 de la démarche, cf. Figure 1 p10).

La conformité des sites s'apprécie en comparant la moyenne géométrique des concentrations à la NQE (E.C., 2014). Cette procédure a été appliquée pour les sites présentant des effectifs capturés supérieurs ou égaux à 5 à 7 individus, sachant qu'à partir de 7 on obtient une probabilité d'au moins 80% de faire moins de 20% d'erreur (Mathieu et Babut, 2012).

#### 4.6.3.1 Perfluorooctane sulfonate (PFOS)

La NQE pour le PFOS est égale à 9.1 ng.g⁻¹ (pf), et a été reprise d'une recommandation de norme sanitaire. Elle s'applique donc au filet. En conséquence, pour atteindre l'effectif minimal souhaité sur chaque site, il faudrait soit estimer les concentrations dans le filet à partir des mesures dans les individus entiers, soit convertir la NQE en son équivalent pour l'organisme entier. C'est cette deuxième option qui a été retenue, à l'aide de l'Équation 7 p34, soit 20.02 ng.g⁻¹ (pf).

Les sites ADB (moy.géo. = 24.33 ng.g⁻¹ pf) et TIJ (moy.géo. = 31.70 ng.g⁻¹ pf) seraient ainsi non conformes, les 3 autres restant néanmoins conformes.

Bien que les chevaines et les barbeaux, dans la plupart des cas, aient des TL inférieurs au TL de l'Éfish (4 pour les eaux continentales) de référence, il ne nous a pas semblé nécessaire dans un premier temps d'ajuster la NQE aux TL de chaque site. Cet ajustement aurait normalement pour effet de diminuer légèrement la NQE.

#### 4.6.3.2 Hexabromocyclododécane (HBCDD)

La NQE pour l'HBCDD (somme des isomères) est égale à 167 ng.g⁻¹ (pf), mais cette fois elle concerne le risque pour les prédateurs (mammifères ou oiseaux piscivores) ; elle s'applique donc au poisson entier.

<footnote n="20">²⁰ Puisqu'à notre connaissance, les règles de qualification des masses d'eau ne sont pas complètement arrêtées lorsque la NQE cible le biote.</footnote>
En appliquant la même approche de classification que ci-dessus, aucun des 5 sites étudiés serait non conforme.

#### 4.6.3.3 PBDE

La NQE des PBDE (somme des concentrations des congénères 28, 47, 99, 100, 153 et 154) est égale à 0.0085 ng.g⁻¹ (pf) et s'applique aux filets, puisqu'elle fait référence à une recommandation relative à la l'alimentation humaine. En recalculant les concentrations dans le filet pour tous les poissons pour lesquels les PBDE ont été mesurés dans l'organisme entier (cf. Équation 14) puis la moyenne géométrique par espèce et par site, on constate sans surprise que cette NQE est dépassée, très largement, dans tous les sites, d'un facteur ≈10 pour le site le moins contaminé (FLO) à un facteur ≥300 pour le plus contaminé (TIJ).

Lorsqu'on compare la moyenne géométrique des concentrations dans le poisson entier à chaque site à la limite préconisée pour la protection des espèces piscivores autres que l'homme (44 ng.g⁻¹ pf), aucun site ne dépasse.

## 5 Conclusions – recommandations pour la mise en œuvre de la surveillance de l'état chimique dans le biote

### 5.1 Mesurer les contaminants dans le muscle ou le corps entier ?

Le guide technique pour la surveillance de l'état chimique dans le biote (E.C., 2014) reconnait deux matrices pour le poisson : le filet, et le poisson entier. Il n'oriente pas le choix vers l'une ou l'autre, mais indique des pistes pour les relier. L'examen des concentrations contaminants dans le corps entier paraît justifiée lorsque la NQE se réfère au risque d'empoisonnement secondaire des prédateurs, qui ne sont pas supposés détailler le filet ; c'est notamment le cas pour l'HBCDD. A contrario, lorsque la NQE est établie en référence à un risque pour l'homme, la matrice devrait plutôt être le filet. Cette divergence peut être surmontée en analysant une seule matrice (organisme entier ou filet) et en prédisant la concentration dans l'autre matrice. Cela peut être pratiqué à l'aide de ratios (par exemple (Lescord et al., 2015) signalent un rapport de 2 à 5 entre les concentrations d'acides perfluoro-carboxyliques dans les homogénats et le filet de jeunes ombles chevaliers), ou à l'aide de régressions (cf. § 4.3.1.2 et 4.4.1.2), de préférence en forçant l'ordonnée à l'origine. Ces régressions ne sont pas disponibles pour toutes les SP concernées. Les résultats de la présente étude permettent de proposer des régressions pour deux SP (Équation 7 pour le PFOS, Équation 10 pour l'HBCDD). Il y aurait lieu le cas échéant d'améliorer la régression pour le PFOS pour le barbeau, et de consolider ces résultats, qui reposent sur un nombre limité de sites, pour les deux SP, en particulier l'HBCDD.

Nous n'avons pas trouvé beaucoup d'indications publiées sur les pratiques envisagées par d'autres états membres ; l'agence de protection de l'environnement écossaise (Scottish EPA), dans son rapport anticipant la mise en place de la surveillance de l'état chimique dans le biote, discute un certain nombre d'options et de questions à régler, mais la question de la matrice n'est pas discutée, et le choix du filet est donc la seule option envisagée (Macgregor et al., 2011).

Nous avons tenté de résumer les avantages et inconvénients des deux matrices dans le Tableau 24, sur la base de l'expérience pratique acquise dans cette étude.

<table><caption>Tableau 24 – Comparaison des matrices filet et homogénat de poissons entiers</caption><thead><tr><th></th><th>Filet</th><th>Organisme entier homogénéisé</th></tr></thead><tbody><tr><td>Préparation</td><td>Dissection du poison frais</td><td>Pas de dissection</td></tr><tr><td>Lyophilisation</td><td>Aisée, volumes maitrisés</td><td>Longue, volumes parfois importants</td></tr><tr><td>Broyage</td><td>Facile, rapide</td><td>Difficile (peau, tête ...), résultats hétérogènes</td></tr><tr><td>Niveau de contamination</td><td>Niveaux modérés à faibles</td><td>Niveaux élevés</td></tr></tbody></table>

Les principaux inconvénients du filet sont liés à la dissection, et au niveau de contamination plus réduit que les homogénats. Ces inconvénients paraissent cependant mineurs par rapport aux homogénats ; dès lors que la sensibilité analytique serait suffisante par rapport aux NQE, l'absence de détection ne parait pas un problème dans la perspective du rapportage. En revanche les homogénats de poissons entiers sont longs à réaliser, coûteux en temps, et peuvent induire des erreurs dues à l'hétérogénéité des broyats, notamment chez les individus moyens ou gros.

Nous recommandons de baser la surveillance sur les filets, en consolidant les facteurs de conversion (ou les
régressions) en priorité pour l'HBCDD (Équation 8 / Équation 11).

## 5.2 Utiliser des organismes encagés dans la surveillance de l'état chimique dans le biote ?

L'utilisation éventuelle d'organismes encagés pour la surveillance de l'état chimique dans le biote pose la question de ce que représente la concentration mesurée dans ces organismes par rapport aux processus à l'œuvre dans le milieu :

a. Les voies d'exposition des encagés, ou les niveaux de contaminants accumulés, sont-ils comparables à ceux des organismes homologues in situ ? Cette condition parait essentielle pour pouvoir extrapoler au niveau de contamination chez le poisson. Quels sont les facteurs influençant l'exposition des encagés ?

b. Les teneurs dans les poissons peuvent-elles être prédites de manière satisfaisante à partir des mesures dans les encagés ? Le caractère satisfaisant sera obtenu si les concentrations prédites sont situées dans l'intervalle de variabilité des concentrations mesurées, ou si la classification par rapport à la NQE est identique dans les deux cas.

A côté de ces questions de fond, un certain nombre de questions touchant au protocole (nourriture, durée d'exposition, etc.) devront également être traitées avant mise en œuvre de cette surveillance en routine.

### 5.2.1 Voies d'exposition des organismes encagés

Le constat que la signature isotopique des organismes encagés évolue pendant l'encagement (§ 4.2.7.1 p30) signifie que ces organismes se nourrissent avec des aliments (proies) du site, ce qui est plutôt un élément intéressant pour des contaminants suspects de bioamplification. En revanche, les évolutions de signature sont sites-dépendantes pour les deux organismes, et saison-dépendante pour le gammare. Etant site-dépendantes, ces évolutions de signature en l'état du protocole (organismes nourris) ne peuvent être prises en compte pour calibrer l'accumulation pendant l'encagement. Il serait probablement plus pertinent de ne pas nourrir les organismes pendant la durée d'exposition, comme cela a déjà été pratiqué lors d'autres études d'encagement (Lopes et al., 2011a), ce qui n'affecterait au demeurant pas beaucoup leur survie. Le fait de ne pas ajouter de la nourriture standardisée (Tetramin® pour les chironomes et feuilles d'aulne pré-conditionnées pour les gammares), mais de laisser les organismes s'imprégner des ressources trophiques locales permettrait d'accroitre l'exposition, tout en rapprochant le statut trophique des encagés de celui des organismes autochtones. L'ajout de ressources déjà présentes sur les sites pourrait être aussi une option à étudier. Ces développements devraient donc être étudiés avant de standardiser le protocole d'encagement applicable à la surveillance de l'état chimique dans le biote.

L'examen des données isotopiques des organismes encagés et des invertébrés in situ a ainsi conduit à poser deux hypothèses :

a) les chironomes encagés accumuleront moins les contaminants hydrophobes, associés aux particules sédimentaires, que les chironomes (ou oligochètes) autochtones ;

b) les gammares encagés accumuleront bien les contaminants hydrophobes, mais moins toutefois que les gammares autochtones, dans la mesure où leurs ressources trophiques sont moins variées

Dans le cas du PFOS, les concentrations nettes ajoutées ($C_{an}$, cf. Tableau 13 p38) varient indépendamment des concentrations dans le sédiment pour le chironome ; comme indiqué plus haut, les concentrations ajoutées pour le gammare sont plus incertaines. Il ne se dégage pas non plus de patron évident en comparant directement les concentrations mesurées dans les chironomes encagés et les organismes in situ. Chez les gammares, les organismes in situ semblent plus chargés dans deux sites (BER, TIJ), et peu différents dans deux autres (LVP, LUY ; Figure 11 p39). Il en va de même de l' HBCDD ($C_{an}$, cf. Tableau 18 et Figure 13). Enfin, il n'y a pas non plus de patron évident en ce qui concerne les écarts de rapports isotopiques (Figure 8) versus les $C_{an}$ des deux SP. Il n'est donc pas possible de vérifier les hypothèses ci-dessus sur la base de ces données (peu nombreuses).

### 5.2.2 Prédiction des concentrations dans le poisson à l'aide des TMF

Pour que la prédiction des concentrations dans les barbeaux ou chevaines soit correcte, on peut appliquer deux critères complémentaires :

1. Les gammes de concentrations prédites/observées (e.g. box-plot) sont similaires, ou

2. lorsque la NQE est comprise dans l'intervalle des concentrations mesurées (ou prédites), l'application du TMF aux concentrations mesurées dans les encagés aboutit au même classement que les mesures dans le poisson (i.e. > ou < NQE).
La prédiction des concentrations dans le poisson (BAF ou CHE) suit l'Équation 15, qui dérive de l'Équation 4 :

$$C_{\text{pois}} = C_{\text{inv}} \times \text{TMF}^{(TL_{\text{pois}} - TL_{\text{inv}})}$$

Équation 15

Avec $C_{pois}$ la concentration prédite dans le poisson, $C_{inv}$ la concentration mesurée dans les invertébrés encagés, $TL_{pois}$ le niveau trophique de l'espèce de poisson considérée, et $TL_{inv}$ celui du taxon invertébré (gammare ou chironome) considéré.

Nous avons réalisé cette comparaison dans les conditions suivantes :

- TMF obtenu par régression GLMM, pour chaque site et chaque SP.

- TL assigné aux organismes encagés<sup>21</sup> : moyenne des TL des organismes autochtones homologues (CHI ou GAM) sur l'ensemble des sites ; il n'était pas possible d'assigner des TL spécifiques des sites pour ces deux espèces, qui ne sont pas systématiquement présentes.

- TL des poissons : moyenne des TL estimés à chaque site, pour chaque espèce ; lorsqu'une des deux espèces cible était absente, pas de prédiction pour cette espèce.

On obtient entre 2 (2 espèces encagées, 1 saison, 1 espèce de poisson présente) et 8 (2 espèces encagées, 2 saisons, 2 espèces de poisson présentes) valeurs prédites par site et par SP ; celles-ci sont représentées Figure 18.

Dans le cas du PFOS, l'Équation 15 tend à sous-estimer les concentrations dans 4 cas sur 5 (i.e. le 75ème percentile des concentrations prédites est $\le 25ème$ percentile des concentrations mesurées). Le seul cas où les intervalles interquartiles sont plus ou moins comparables est le site ADB (Furan), avec toutefois une variabilité importante des concentrations prédites (l'effectif des observations, soit 7 individus, étant a priori suffisant). Cependant, la prédiction de dépassement de la NQE est correcte dans 4/5 cas.

Les raisons de la sous-estimation des teneurs en PFOS restent actuellement hypothétiques, et peuvent concerner non seulement le TMF, mais également les autres termes de l'Équation 15 (i.e. TL respectifs des poissons et des organismes, concentrations dans les organismes encagés). Les chironomes accumulent peu le PFOS, qu'ils éliminent rapidement (Bertin et al., in prep); les gammares accumulent des niveaux plus élevés, mais n'atteignent apparemment pas l'équilibre en 21 jours (Bertin et al., 2016). Ces deux organismes, lorsqu'encagés et nourris, diffèrent des autochtones en termes de comportement trophique, et pourraient sous-estimer les teneurs accumulées par les mêmes organismes en place (§ 4.2.7.3). Par ailleurs, le seul site pour lequel l'intervalle de variation des concentrations prédites recoupe celui des concentrations mesurées présente une concentration élevée dans les gammares encagés et dans une moindre mesure les chironomes), mais pas de gammares autochtones, ainsi qu'un TL élevé pour les chevaines. La comparaison des concentrations dans les organismes autochtones et les encagés (Figure 11) était non concluante. Ceci suggère que dans l'ensemble les organismes encagés sous-estimaient l'accumulation du PFOS par rapport aux organismes autochtones, et pourraient ne pas permettre de prédire correctement la conformité à la NQE. Ceci reste à vérifier sur un plus grand nombre de sites, et en améliorant le protocole de façon à écarter l'effet confondant de la nourriture ajoutée (cf. 4.2.7.3).

Aucun TMF pour l'HBCDD n'ayant été déterminé pour le site de Luynes (LUY), la comparaison entre concentrations prédites et observées est limitée à 4 sites (Figure 18 B) ; pour les sites de BER et LVP, les intervalles de variation sont comparables ; en revanche, les concentrations prédites à ADB et TIJ surestiment fortement les valeurs mesurées. Aucun site n'approchant la NQE, ce deuxième critère tombe.

<footnote n="21"><sup>21</sup> On ne peut pas déterminer le TL des encagés en utilisant l'Équation 1, dans la mesure où ils n'appartiennent pas au réseau trophique local s'ils sont nourris</footnote>
<figure><img src="image_20.png" /><figcaption>Figure 18 – Comparaison des concentrations prédites (à l'aide des TMF de chaque site) et observées</figcaption></figure>

Pour les PBDE, la prédiction n'est possible que pour 4 sites, puisqu'il n'a pas été possible de déterminer de TMF à MRG. A FLO et TIJ, les concentrations prédites sont similaires aux concentrations observées, tandis qu'à BOL et VAT la prédiction sous-estime largement les concentrations observées. Il n'est pas possible non plus ici de vérifier le deuxième critère (conformité aux NQE), puisque tous les sites sont non conformes.

En tout état de cause, la stratégie de surveillance à mettre en œuvre in fine utilisera vraisemblablement une seule valeur de TMF ; celle-ci devra permettre de prédire avec une certitude raisonnable l'absence de dépassement de la NQE plutôt que l'inverse (i.e. objectif de minimiser les erreurs de type II, ou faux négatifs). Cela conduirait à utiliser un percentile élevé (75ème, ou 90ème) des TMF ; dans ce cas, les concentrations de PFOS prédites à ADB sont encore surestimées, à TIJ les boites à moustaches des
concentrations prédites/observées sont similaires (plus variables pour les concentrations prédites), et les prédictions restent inférieures aux observations pour les autres sites. En revanche la prédiction de conformité à la NQE devient correcte dans tous les cas pour le PFOS. A noter que pour appliquer cette démarche à l'avenir, il faudra soit disposer de TL à chaque site pour les barbeaux et chevaines, soit utiliser un TL fixé pour chaque espèce, qui reste à déterminer.

### 5.2.3 Considérations pratiques

La mise en œuvre de la surveillance de l'état chimique dans le biote à l'aide d'organismes encagés, si elle semble possible au vu des résultats présentés ici, passera nécessairement par la rédaction d'un protocole standardisé. Avant que cette rédaction soit finalisée, un certain nombre de questions doivent encore être examinées :

- Choix des espèces encagées : nous avons étudié ici deux espèces (une larve d'insecte, *Chironomus riparius*, et le gammare *Gammarus* spp.) ; d'autres organismes, par exemple des mollusques, pourraient aussi être considérés. Les capacités accumulatrices variant entre les organismes, il parait en effet préférable de baser la surveillance plusieurs espèces, afin de ne pas risquer de sous-estimer le niveau de contamination.

- Période d'encagement : nous n'avons pas noté d'avantage à l'une ou l'autre période en termes de température de l'eau (périodes chaudes certaines années en juin, d'autres aussi bien en octobre) ; le risque d'être confronté à des crues pourrait être plus important à l'automne. Cela reste à vérifier sur un plus grand nombre de sites de déploiement.

- Durée de l'encagement : la durée d'encagement des chironomes sera au maximum d'une semaine – à ajuster selon la température au moment du déploiement, cf. § 2.4.2). Pour le gammare, la durée d'exposition dans cette étude a été fixée à la même durée que pour les métaux (Lopes *et al.*, 2011a). Cependant cette durée pourrait être insuffisante pour certains composés organiques, notamment le PFOS (Bertin *et al.*, in prep (revision)). La durée optimale d'exposition des gammares devrait tenir compte des cinétiques d'accumulation (et d'élimination). A noter que pour des moules zébrées (*Dreissena polymorpha*) encagées les durées d'exposition appliquées vont jusqu'à un mois (Bourgeault et Gourlay-Francé, 2013), voire même 6 semaines (Bervoets *et al.*, 2005) ; les durées allongées peuvent présenter aussi des avantages en termes d'organisation logistique, par rapport à des expositions d'une semaine.

Comme développé plus haut, il parait préférable de ne pas nourrir les organismes encagés pendant le déploiement ; pour le gammare, il faut dans ce cas concevoir les cages pour qu'il puisse s'abriter.
* Des facteurs d'amplification trophique (TMF) ont été proposés pour deux composés de la liste prioritaire (perfluorooctane sulfonate, PFOS, n° 35, et hexabromocyclododécane, HBCDD, n° 43) en minimisant autant que faire se peut les sources d'incertitude, notamment l'effet des biais d'échantillonnage.

* Les TMF les plus fiables obtenus (modèle à effet mixte) varient selon les sites entre 1.27 ±0.15 et 4.09 ± 1.34 pour le PFOS, et 1.47 ±0.02 et 7.92 ±1.40 pour l'HBCDD (somme des isomères α, β et γ).

* Ces valeurs sont comparables aux TMF publiés pour ces deux composés.

* Un certain nombre d'individus de barbeaux et de chevaines ont fait l'objet d'analyses par fraction (filet, foie et ensemble carcasse-viscère-peau), afin de déterminer des régressions permettant d'estimer les concentrations dans l'organisme entier à partir de celles du filet.

* Ces régressions ont été développées pour le PFOS, ce qui avait surtout de l'intérêt pour cette étude, mais en présente moins pour la mise en œuvre de la surveillance, et pour l'HBCDD. Pour ce composé, il conviendrait de consolider les résultats sur quelques sites complémentaires.

* L'analyse dans le filet (deuxième étape de la stratégie graduée) est en tout état de cause plus fiable et plus simple à mettre en œuvre que celle des organismes entiers.

* Le déploiement de deux organismes encagés sur les sites où des TMF ont été développés a permis de commencer à tester la stratégie en deux étapes envisagées pour la surveillance de l'état chimique dans le biote.

* Les organismes encagés, quoique nourris de manière contrôlée pendant cette étude, ont également eu recours aux ressources trophiques locales, en proportion variable selon le site, l'organisme, et la saison pour l'un d'entre eux. Cette observation milite pour ne pas nourrir les organismes pendant le déploiement des cages, afin de se rapprocher des conditions d'exposition des organismes autochtones.

* L'application des TMF déterminés dans cette étude aux concentrations mesurées dans les organismes encagés permet de prédire la contamination des barbeaux et des chevaines. Dans le cas du PFOS, les concentrations prédites sont nettement inférieures aux concentrations observées dans 4 cas sur 5, mais la prédiction d'un dépassement ou non de la norme de qualité environnementale (NQE) est correct dans tous les cas. Dans le cas de l'HBCDD les concentrations prédites sont similaires aux concentrations observées dans 2 cas sur 4, et nettement surestimées dans les 2 autres cas. Bien que les sites aient été choisis en fonction de niveaux d'exposition élevés, aucun dépassement de la NQE n'a été constaté.

* Les conditions de l'extrapolation des concentrations mesurées dans les organismes encagés aux poissons dans le cadre de la stratégie graduée de la surveillance de l'état chimique dans le biote devront être fixées : choix d'une valeur de TMF par composé, assignation de niveaux trophiques (TL) pour les organismes (si ces TL ne sont pas déterminés expérimentalement pour chaque site, ce qui parait assez probable).

* Dans la perspective de la mise en œuvre de la stratégie graduée de surveillance de l'état chimique dans le biote, il conviendra de finaliser (standardiser) le protocole pour la première étape, reposant sur l'encagement d'organismes. Nous proposons

* D'encager au moins deux espèces,

* pour une durée d'une semaine au maximum pour le chironome, et une durée plus longue, à optimiser, pour le gammare.

* Les organismes ne devraient pas être nourris pendant le déploiement, ce qui devrait aussi amener à modifier la conception des systèmes d'exposition.
# 6 Glossaire

**Bioamplification** : processus d'accroissement des concentrations de certains contaminants dans les réseaux trophiques : indicateurs BMF ou TMF.

**BMF** : facteur de bioamplification. Il s'agit du rapport des concentrations d'un contaminant entre le prédateur et sa proie (nourriture. Il y a bioamplification quand ce facteur est ≥ 1

**BSAF** : facteur d'accumulation entre sédiment et biote (invertébré benthique par exemple). A la base (Ankley, 1992), quotient entre la concentration dans un organisme normalisée par le taux de lipides et celle dans le sédiment normalisée par le taux de carbone organique. Pour des contaminants comme les perfluorés, dont l'accumulation ne dépend pas du taux de lipides, cette définition ne s'applique pas. Dans ce cas le BSAF correspond au rapport de la concentration dans le biote et celle dans le sédiment ajuste par le taux de carbone organique, qui est reconnu comme influençant la cconcentration de PFOS dans le sédiment (Higgins *et al.*, 2007).

**δ¹³C** : différence entre les isotopes ¹²C et ¹³C du carbone. Le ¹³C variant très peu entre les proies et leur prédateur, le δ¹³C contribue à la description des réseaux trophiques.

**δ¹⁵N** : différence entre les isotopes ¹⁴N et ¹⁵N, deux isotopes stables de l'azote, le 14 étant majoritaire. En raison d'une élimination plus lente la proportion de ¹⁵N augmente de la proie au prédateur. Cette caractéristique est utilisée pour la description des réseaux trophiques

**€fish** : poisson virtuel, d'un niveau trophique de 4 dans les eaux continentales, et ayant une teneur en lipides de 5 % (ou un taux de matières sèches de 26 %). Les NQE ciblant le biote sont en général définies par rapport à ce poisson virtuel ; les concentrations de substances prioritaires mesurées devraient en théorie être ajustées aux caractéristiques de l'€fish (E.C., 2014).

**NQE** : norme de qualité environnementale. Seuil de qualité chimique, terme introduit par la directive 2000/60 établissant un cadre pour une politique communautaire dans le domaine de l'eau. Les méthodes de détermination des normes de qualité environnementale selon les compartiments surveillés sont définis dans le guide technique n° 27 (E.C., 2011).

**ΣPBDE<sub>DCE</sub>** : somme des concentrations des congénères de polybromodiphényl-éthers visés par la directive 2013/039 : BDE28, 47, 99, 100, 153 et 154

**TL** : niveau trophique. Cette notion correspond à la position d'un organisme dans une chaine (ou un réseau) trophique, les producteurs primaires occupant le niveau 1. Le niveau trophique est dérivé de mesures des isotopes de l'azote (δ¹⁵N).

**TMF** : facteur d'amplification trophique. Ce terme désigne l'enrichissement moyen d'un contaminant dans une chaine trophique. Il s'obtient par régression des concentrations mesurées aux différents niveaux par rapport aux niveaux trophiques.
# 7 Bibliographie

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# 8 Table des illustrations

## Figures

<table><tr><td>Figure 1 - Proposition d'approche graduée de surveillance du biote au titre de la DCE (Babut et al., 2013)</td><td>10</td></tr><tr><td>Figure 2 - Emplacement des sites d'étude (2013-2015)</td><td>12</td></tr><tr><td>Figure 3 - Concentrations de PFOS et autres PFAS dans les organismes encagés à T0 (ng.g<sup>-1</sup> pf)</td><td>18</td></tr><tr><td>Figure 4 - Boites à moustache des mesures d'isotopes (δ<sup>13</sup>C et δ<sup>15</sup>N) chez les invertébrés</td><td>22</td></tr><tr><td>Figure 5 - Comparaison des niveaux trophiques de poissons du Rhône (2008) et de la présente étude (min-médiane-max) avec les valeurs de Fishbase (médiane ± EC)</td><td>28</td></tr><tr><td>Figure 6 - Relation masse (g) et taille (mm) chez les barbeaux (6 sites)</td><td>29</td></tr><tr><td>Figure 7 - Relation masse (g) et taille (mm) chez les chevaines (7 sites)</td><td>29</td></tr><tr><td>Figure 8 - Comparaison des signatures isotopiques des organismes encagés et autochtones</td><td>31</td></tr><tr><td>Figure 9 - Variabilité des concentrations de PFOS des invertébrés en fonction des saisons</td><td>33</td></tr><tr><td>Figure 10 - Concentrations de PFOS (L+R) dans les filets et organismes entiers (ng.g<sup>-1</sup> pf)</td><td>34</td></tr><tr><td>Figure 11 - PFOS dans les organismes encagés (carrés) et autochtones (triangles) A - chironomes ; B - gammares</td><td>39</td></tr><tr><td>Figure 12 - Variabilité des concentrations d'HBCDD en fonction des saisons</td><td>40</td></tr><tr><td>Figure 13 - ΣHBCDD (ng.g<sup>-1</sup> pf) dans les organismes encagés (CHI carrés, GAM cercles) et autochtones (triangles pointes en haut : chironomes, pointe en bas : gammares, losanges oligochètes) A - chironomes encagés ; B - gammares encagés</td><td>45</td></tr><tr><td>Figure 14 - Distribution des concentrations de BDE 47 selon les fractions analysées</td><td>47</td></tr><tr><td>Figure 15 - Distribution des taux de lipides (organismes entiers) en fonction des sites et des espèces</td><td>48</td></tr><tr><td>Figure 16 - ΣPBDE(DCE) dans les organismes encagés (carrés) et autochtones (triangles : chironomes ou gammares ; losanges : oligochètes) A - chironomes ; B - gammares</td><td>57</td></tr><tr><td>Figure 17 - Variabilité des TMF de la présente étude et dans la littérature</td><td>60</td></tr><tr><td>Figure 18 - Comparaison des concentrations prédites (à l'aide des TMF de chaque site) et observées</td><td>64</td></tr></table>

## Tableaux

<table><tr><td>Tableau 1 - Taux de survie des organismes encagés (%)</td><td>16</td></tr><tr><td>Tableau 2 - Croissance des chironomes encagés</td><td>17</td></tr><tr><td>Tableau 3 - Genres et effectifs d'invertébrés collectés en juin et octobre 2014</td><td>19</td></tr><tr><td>Tableau 4 - Effectifs et utilisation des poissons collectés</td><td>20</td></tr><tr><td>Tableau 5 - Mesures isotopiques (‰) et contaminants (ng.g<sup>-1</sup>ps) dans les sédiments superficiels</td><td>21</td></tr><tr><td>Tableau 6 - Fractionnement trophique moyen à chaque site d'étude</td><td>27</td></tr><tr><td>Tableau 7 - Valeurs de TL des barbeaux (B. barbus) et chevaines (S. cephalus) dans cette étude</td><td>28</td></tr><tr><td>Tableau 8 - Evolution des signatures isotopiques pendant l'encagement</td><td>30</td></tr><tr><td>Tableau 9 - Distribution du PFOS (ng.g<sup>-1</sup> pf) dans les échantillons collectés in situ</td><td>32</td></tr><tr><td>Tableau 10 - Distribution du PFOS dans les poissons (foie, filet, carcasse/viscères/peau) en ng.g<sup>-1</sup> (pf)</td><td>33</td></tr><tr><td>Tableau 11 - TMF du PFOS pour les 5 sites</td><td>35</td></tr><tr><td>Tableau 12 - Synthèse bibliographique - TMF du PFOS</td><td>36</td></tr><tr><td>Tableau 13 - Accumulation de PFOS au cours de l'encagement</td><td>38</td></tr><tr><td>Tableau 14 - Distribution de l'HBCDD (ng.g<sup>-1</sup> pf, somme des isomères) dans les échantillons collectés in situ</td><td>39</td></tr><tr><td>Tableau 15 - Distribution de l'HBCDD (somme des isomères) dans les poissons (foie, filet, cvp) ng.g<sup>-1</sup> (pf)</td><td>40</td></tr><tr><td>Tableau 16 - TMF de l'HBCDD (somme des principaux isomères ou isomères dominants)</td><td>42</td></tr><tr><td>Tableau 17 - Synthèse bibliographique sur les TMF pour l'HBCDD</td><td>43</td></tr><tr><td>Tableau 18 - Accumulation de ΣHBCDD au cours de l'encagement</td><td>45</td></tr><tr><td>Tableau 19 - Distribution de ΣPBDE (congénères 28, 47, 99, 100, 153 et 154) dans les compartiments biotiques</td><td>46</td></tr><tr><td>Tableau 20 - TMF du BDE 47 (A) et de ΣPBDE<sub>DCE</sub> (B)</td><td>49</td></tr><tr><td>Tableau 21 - Synthèse bibliographique : TMF des PBDE</td><td>50</td></tr><tr><td>Tableau 22 - Synthèse bibliographique : BMF des PBDE</td><td>54</td></tr><tr><td>Tableau 23 - Accumulation de PBDE (ΣPBDE<sub>DCE</sub>) au cours de l'encagement</td><td>56</td></tr><tr><td>Tableau 24 - Comparaison des matrices filet et homogénat de poissons entiers</td><td>61</td></tr></table>
# 9 Annexes

## 9.1 Présentation des sites d'étude

► ADB – Andrézieux-Bouthéon (42)

Cours d'eau : le Furan

Station : 04420054 (Onema) – raccordée à 04008000 (Agence Loire-Bretagne)

Lieu-dit « La Fabrique »

Altitude : 375 m

X Lambert 93 : 797574

Y Lambert 93 : 6492480

Latitude : 45°31'24.92" N

Longitude : 4°15'23.50"E

<figure><img src="image_21.png" /></figure>

Le point jaune-orange le plus à gauche signale la position des cages, et le centre de la zone échantillonnée pour les invertébrés ; le point à droite correspond approximativement au centre de la zone de pêche (largeur : 15 m (tronçon pêché ≈ 250 m).
► BER - Lône de l'île du Beurre Tupins et Semons (69)

Cours d'eau : le Rhône

Lieu : Centre d'observation de la nature de l'Ile du Beurre
(http://www.iledubeurre.org/site/index.php?option=com_content&view=article&id=196:contactez-nous&catid=34:informations-pratiques&Itemid=61)

Aval du barrage de Vaugris, rive droite du Rhône ; latitude 45° 28' 35.00" N, longitude 4° 46' 55.46" E
Ce site est l'un des sites de l'étude « transfert des PCB du sédiment au biote – construction de modèles »
(Babut et al., 2011)

Altitude : 160 m

Latitude : 45°27' 50.06" N

Longitude : 4° 48' 13.29"E

<figure><img src="image_22.png" /><figcaption>Vue détaillée du site de l'île du Beurre (BER)</figcaption></figure>

Les prélèvements et encagements d'invertébrés ont été réalisés dans la partie aval de la lône.
► BOL - le Bourget du Lac (73)

Cours d'eau : la Leysse

Station : 06073500 - RCS (RCO)

Altitude : 245 m

X Lambert 93 : 922870

Y Lambert 93 : 6509627

Latitude : N 45°38.985'

Longitude : E 5° 51.712'

<figure><img src="image_23.png" /></figure>

Le point jaune-orange en haut de l'image correspond à la station RCS, où ont été réalisés les encagements et les prélèvements d'invertébrés ; le point de même couleur en bas de l'image correspond au centre approximatif de la zone de pêche. La distance entre les deux points est d'environ 2.5 km.
► FLO - Fleurey sur Ouche (21)

Cours d'eau : l'Ouche

Station : 06014970 - RCS

Altitude : 270 m

X Lambert 93 : 840466

Y Lambert 93 : 6692159

Longitude : N 47°18.910'

Latitude : E 4°51.531'

<figure><img src="image_24.png" /></figure>

Le site d'implantation des cages et de prélèvement des invertébrés est situé à droite de la photo (point jaune orangé), le site de pêche à gauche, la distance entre les deux points est d'environ 1.230 km.
► LUY - Luynes (13)

Cours d'eau : la Luynes

Station : 0619400 – RCO/RCS

Pont D59b

Altitude : 155 m

X Lambert 93 : 896064

Y Lambert 93 : 6267461

Latitude : N 43° 28' 45.92"

Longitude : E 5° 25' 23.91"

<figure><img src="image_25.png" /></figure>

Pêche, encagement et prélèvements d'invertébrés réalisés exactement au même endroit.
► LVP - La Verpillière (38)

Cours d'eau : canal Catelan (affluent de la Bourbre)

Station : 06082260 - RCO

Pont sur la D126 entre Frontonas et la Verpillière.

Altitude : 208 m

X Lambert 93 : 868563

Y Lambert 93 : 6507411

Latitude 45° 38' 43.01" N, longitude 5° 09' 52.36" E

<figure><img src="image_26.png" /></figure>

Vue aérienne du site de La Verpillière (LVP) sur le Canal Catelan, parallèle à La Bourbre. La Bourbre et le canal confluent en haut à gauche de la figure.

Les encagements ont été réalisés en aval du pont, à une cinquantaine de mètres. Les invertébrés ont été prélevés dans un intervalle de 100 mètres de part et d'autre du pont.

Provenance des échantillons de poisson : site 06080130 (noté CATISL dans l'échantilloùèque et sur la vue ci-dessus), 3.4 km à l'amont du site 06082260 (LVP).
► MRG- Saint Maurice de Gourdans (01)

Cours d'eau : l'Ain

Station : 06092000 RCS/RCO

Altitude : 195 m

X Lambert 93 : 871773

Y Lambert 93 : 6526506

Latitude : 45° 48' 58.72" N

Longitude : 5° 12' 32.48" E

<figure><img src="image_27.png" /></figure>

Prélèvement et encagement d'invertébrés en rive droite (au Nord), prélèvements de poissons sur le bief à partir du point en rive gauche.
► TIJ - Tignieu-Jameyzieu (38)

Cours d'eau : la Bourbre

Station : 06082500 RCS

Altitude : 204 m

X Lambert 93 : 867923

Y Lambert 93 : 6515427

Latitude : 45° 42' 52.54" N

Longitude : 5° 09' 35.19" E

<figure><img src="image_28.png" /></figure>

Pêche, prélèvement d'invertébrés et encagement au même endroit.
► VAT : Viriat (01)

Cours d'eau : la Reyssouze

Station : 06046000 – RCS (RCO)

Altitude : 210 m

X Lambert 93 : 949463

Y Lambert 93 : 869134

Latitude : 46° 14' 58.58" N

Longitude : 5° 11' 46.18" E

<figure><img src="image_29.png" /></figure>

L'encagement et le prélèvement d'invertébrés ont été réalisés au site RCS, indiqué par le point jaune-orangé en bas de la photo ; le site de pêche est indiqué par le point de même couleur en haut de la photo, distant d'environ 1.20 km.
## 9.2 Site d'approvisionnement en gammares

* 46°26'28.52"N

* 4°45'20.56"E

* Altitude : 238 m

<figure><img src="image_30.png" /><figcaption>Ruisseau de La Mouge à Azé (71)</figcaption></figure>
## 9.3 Récapitulatif des échantillons d'invertébrés et de poissons et des résultats d'analyses

Fourni sous forme de fichiers numériques :

I. Liste des échantillons (2013-2014), données biométriques, résultats des analyses (rapports isotopiques, PFOS, HBCDD) : PFOS-HBCDD_Summary-5sites_final

II. Liste des échantillons (2015), données biométriques, résultats des analyses (rapports isotopiques, PBDE) : PBDE_Summary-5sites_corrige

III. Niveaux trophiques estimés (2013-2015), sur la base du fractionnement moyen (3.4 ‰) et du taux de fractionnement moyen spécifique de chaque site : Summary-TL
## 9.4 Températures de l'eau pendant l'exposition des organismes encagés (°C)

2013

<table><thead><tr><th>Date</th><th>Jour</th><th>BER</th><th>LVP</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="4">Juin-juil.</td></tr><tr><td></td><td></td><td>12:00 - 11:00</td><td></td></tr><tr><td>25-26</td><td>J1</td><td>16.5*</td><td>14.4*</td></tr><tr><td>26-27</td><td>J2</td><td>16.7</td><td>14.3</td></tr><tr><td>27-28</td><td>J3</td><td>16.8</td><td>14.0</td></tr><tr><td>28-29</td><td>J4</td><td>16.2</td><td>13.6</td></tr><tr><td>29-30</td><td>J5</td><td>17.8</td><td>13.7</td></tr><tr><td>30-01</td><td>J6</td><td>18.9</td><td>15.0</td></tr><tr><td>01-</td><td>J7</td><td>19.3**</td><td>15.5</td></tr><tr><td colspan="4">Sept.-oct.</td></tr><tr><td></td><td></td><td>12:00 - 11:00</td><td></td></tr><tr><td>30-01</td><td>J1</td><td>18.2</td><td>15.1</td></tr><tr><td>01-02</td><td>J2</td><td>18.7</td><td>14.8</td></tr><tr><td>02-03</td><td>J3</td><td>18.4</td><td>15.3</td></tr><tr><td>03-04</td><td>J4</td><td>18.1</td><td>15.6</td></tr><tr><td>05-06</td><td>J5</td><td>18.2</td><td>15.3</td></tr><tr><td>06-07</td><td>J6</td><td>18.4</td><td>15.3</td></tr><tr><td>07-08</td><td>J7</td><td>17.6***</td><td>14.5</td></tr></tbody></table>

BER : lône de l'île du Beurre (Condrieu) ; LVP : canal Catelan à La Verpillière

2014

<table><thead><tr><th>Date</th><th>Jour</th><th>ADB</th><th>LUY</th><th>TIJ</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="5">juin</td></tr><tr><td></td><td></td><td colspan="3">12:00 - 11:00</td></tr><tr><td>3-4</td><td>J1</td><td>17.85</td><td>17.27</td><td>16.09</td></tr><tr><td>4-5</td><td>J2</td><td>15.80</td><td>16.89</td><td>14.55</td></tr><tr><td>5-6</td><td>J3</td><td>18.22</td><td>17.03</td><td>15.58</td></tr><tr><td>6-7</td><td>J4</td><td>19.49</td><td>17.57</td><td>16.25</td></tr><tr><td>7-8</td><td>J5</td><td>20.48</td><td>17.06</td><td>18.26</td></tr><tr><td>8-9</td><td>J6</td><td>21.66</td><td>17.97</td><td>18.48</td></tr><tr><td>9-10</td><td>J7</td><td>22.52</td><td>18.25</td><td>18.85</td></tr><tr><td colspan="5">octobre</td></tr><tr><td></td><td></td><td colspan="3">12:00 - 11:00</td></tr><tr><td>8-9</td><td>J1</td><td>17.69</td><td>21.98</td><td>16.01</td></tr><tr><td>9-10</td><td>J2</td><td>17.70</td><td>22.21</td><td>16.66</td></tr><tr><td>10-11</td><td>J3</td><td>15.77</td><td>22.19</td><td>15.98</td></tr><tr><td>11-12</td><td>J4</td><td>15.66</td><td>20.71</td><td>15.42</td></tr><tr><td>12-13</td><td>J5</td><td>15.68</td><td>20.64</td><td>15.00</td></tr><tr><td>13-14</td><td>J6</td><td>15.19</td><td>20.22</td><td>14.82</td></tr><tr><td>14-15</td><td>J7</td><td>14.95</td><td>20.48</td><td>14.68</td></tr></tbody></table>

(ADB : Andrézieux-Bouthéon, Furan ; TIJ : Tignieu-Jameyzieu, Bourbre ; LUY : Aix-en-Provence, Luynes)

2015

<table><thead><tr><th>Jour</th><th>BOL</th><th>FLO</th><th>MRG</th><th>TIJ</th><th>VAT</th></tr></thead><tbody><tr><td></td><td colspan="5">12:00 - 11:00</td></tr><tr><td>J1</td><td>18.20</td><td>14.37</td><td>19.71</td><td>17.77</td><td>19.64</td></tr><tr><td>J2</td><td>17.79</td><td>14.97</td><td>20.20</td><td>18.03</td><td>21.09</td></tr><tr><td>J3</td><td>17.17</td><td>15.61</td><td>20.90</td><td>18.36</td><td>21.84</td></tr><tr><td>J4</td><td>16.49</td><td>16.45</td><td>21.40</td><td>19.12</td><td>23.00</td></tr><tr><td>J5</td><td>15.55</td><td>17.18</td><td>21.92</td><td>19.60</td><td>23.80</td></tr><tr><td>J6</td><td>15.71</td><td>17.56</td><td>21.89</td><td>19.10</td><td>23.77</td></tr><tr><td>J7</td><td>17.19</td><td>17.32</td><td>20.20</td><td>17.92</td><td></td></tr></tbody></table>

(BOL : le Bourget du Lac, Leysse ; FLO : Fleurey sur Ouche, Ouche ; MRG : St Maurice de Gourdans, Ain ; TIJ : Tignieu-Jameyzieu, Bourbre ; VAT : Viriat, Reyssouze)

Pour des raisons logistiques (tournées organisées par paires de sites), les dates d'exposition aux différents sites en 2015 sont décalées (cf. § 3.1)

<footnote>(*) début à 15:00 ; (**) 12:00-16:00 ; (***) 12:00-10:00</footnote>
9.5 Dual graphs des mesures d'isotopes

<figure><img src="image_31.png" /></figure>

<figure><img src="image_32.png" /></figure>
LUY

<figure><img src="image_33.png" /></figure>

LVP (CATISL)

<figure><img src="image_34.png" /></figure>
TIJ

<figure><img src="image_35.png" /></figure>

BOL

<figure><img src="image_36.png" /></figure>
FLO

<figure><img src="image_37.png" /></figure>

MRG

<figure><img src="image_38.png" /></figure>
TIJ (2015)

<figure><img src="image_39.png" /></figure>

VAT

<figure><img src="image_40.png" /></figure>
## 9.6 Niveaux trophiques des oligochètes

<table><thead><tr><th>Modalité (genre)</th><th>(1)</th><th>(2)</th><th>(3)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Haplotaxis gordioides</td><td>3</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pristina+Pristinella</td><td>1</td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>Amphichaeta</td><td></td><td>3</td><td>1</td></tr><tr><td>Chaetogaster</td><td>1</td><td>3</td><td>1</td></tr><tr><td>Stylaria lacustris</td><td></td><td>3</td><td>3</td></tr><tr><td>Dero+Autophorus</td><td></td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>Ophidonais serpentina</td><td></td><td>1</td><td>3</td></tr><tr><td>Paranais</td><td></td><td></td><td>3</td></tr><tr><td>Nais</td><td>2</td><td>3</td><td>1</td></tr><tr><td>Slavina appendiculata</td><td></td><td>1</td><td>2</td></tr><tr><td>Vejdoskyella</td><td>3</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Specaria josinae</td><td></td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>Piguetiella blanci</td><td></td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>Uncinais uncinata</td><td>1</td><td>3</td><td>1</td></tr><tr><td>Ripistes parasita</td><td>1</td><td>3</td><td>1</td></tr><tr><td>Branchiura sowerbyi</td><td></td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>other Tubificidae (ASC)</td><td>1</td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>Potamothrix moldaviensis (SSC)</td><td></td><td>2</td><td>3</td></tr><tr><td>other Tubificidae (SSC)</td><td></td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>Enchytraeidae</td><td>1</td><td>1</td><td>1</td></tr><tr><td>Proappus volkyi</td><td></td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Stylodrilus heringianus</td><td>3</td><td>1</td><td>1</td></tr><tr><td>other Lumbriculidae</td><td>1</td><td>3</td><td>2</td></tr><tr><td>Dorydrilus</td><td></td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Eiseniella tetraedra</td><td>2</td><td>1</td><td>1</td></tr><tr><td>Dendrobaena subrubicunda</td><td></td><td></td><td>1</td></tr><tr><td>Sparganophilus tamesis</td><td></td><td></td><td>1</td></tr><tr><td>N</td><td>12</td><td>23</td><td>22</td></tr><tr><td>Affinité médiane</td><td>1</td><td>2</td><td>2</td></tr><tr><td>Affinité moyenne</td><td>1.7</td><td>2.0</td><td>1.7</td></tr></tbody></table>

Source : (Tachet et al., 2010)
## 9.7 Tableau récapitulatif des TMF issus de cette étude

TMF déterminés selon les 3 approches statistiques pour PFOS (somme des isomères L et R), HBCDD (somme des isomères α, β et γ et par isomère) et PBDE (BDE 47, 99, 100 et ΣPBDE$_{DCE}$) : [Summary_TMF](#)
## 9.8 Valorisation

### Affiches

<table><thead><tr><th>Manifestation</th><th>Lieu</th><th>Année</th><th>Titre</th><th>Auteurs</th></tr></thead><tbody><tr><td>ICEI 2013 - 20th International Conference on Environmental Indicators 24th SETAC Europe Conference</td><td>Trèves (D)</td><td>09/2013</td><td>Monitoring of priority substances in biota: feedback from past programs and proposals</td><td>M. Babut, D. Gonzalez, A. Mathieu, S. Pradelle, O. Perceval</td></tr><tr><td></td><td>Bâle (CH)</td><td>05/2014</td><td>Is perfluorooctane sulfonate (PFOS) biomagnified in riverine food webs? A case study of two French rivers.</td><td>M. Babut, P. Labadie, G. Munoz, H. Budzinski, B.J.D. Ferrari, D. Bertin, O. Perceval</td></tr><tr><td>Colloque SEFA</td><td>Bordeaux (F)</td><td>07/2015</td><td>Etude de la bioamplification des isomères de l'hexabromocyclododécane (HBCD) dans des poissons et invertébrés d'eau douce</td><td>M. Lauzent, P. Labadie, M. Babut, H. Budzinski</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Etude de la bioamplification des composes perfluoroalkyles (pfas) chez les organismes aquatiques d'eau douce</td><td>C. Simonnet-Laprade, P. Labadie, M.Babut, H. Budzinski</td></tr></tbody></table>

### Communications orales

<table><tbody><tr><td>26th SETAC Europe Conference</td><td>Nantes (F)</td><td>05/2016</td><td>Study of biomagnification of poly- and perfluoroalkyl substances on fresh water food webs<br>Biomagnification study of hexabromocyclododecane isomers in freshwater fish and invertebrates</td><td>C. Simonnet-Laprade, M. Lauzent, G. Munoz, K. Le Menach, BJD Ferrari, M. Babut, H. Budzinski<br>M. Lauzent, P. Labadie, S. Augagneur, K. Le Menach, B.J.D. Ferrari, M. Babut, H. Budzinski</td></tr></tbody></table>
Irstea

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