## Partie III. Sur les 8 stations pilote en affluents

<table><thead><tr><th></th><th colspan="2">2014</th><th colspan="2">2015</th><th colspan="2">2016</th></tr><tr><th></th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="7"><strong>8 stations pilote sur 5 affluents de la Sélune</strong></td></tr><tr><td>1- Etude des communautés végétales et animales</td><td></td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td></tr><tr><td>2- Activité photosynthétique</td><td></td><td>Initialement pas prévu</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td></tr><tr><td>3- Dégradation de la matière organique</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td></tr><tr><td>4- Analyse des réseaux trophiques (isotopes stables et barcoding alimentaire), prélèvements</td><td></td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td></tr><tr><td colspan="7"><strong>Travaux en laboratoire</strong></td></tr><tr><td>Tri et détermination taxonomique</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X report</td><td></td></tr><tr><td>Préparation des échantillons pour l'ergostérol</td><td></td><td>X report</td><td>X report</td><td>X report</td><td>X</td><td></td></tr><tr><td>Préparation des échantillons pour les isotopes</td><td></td><td>X report</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dosage C, N et P dans les végétaux</td><td></td><td>X report</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td></tr><tr><td>Préparation et analyse de barcoding alimentaire</td><td></td><td></td><td>X report</td><td>X report</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>Analyse de l'ergostérol (prestation externe)</td><td></td><td></td><td></td><td>X report</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyse des isotopes stables (prestations externes)</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td><strong>Interprétation des résultats</strong></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td><strong>Valorisation</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

Le travail a pour objectif de décrire les biocénoses aquatiques, végétales et animales, en place sur les 6 stations de référence choisies. Il s'appuie sur des inventaires réalisés à partir des méthodes spécifiques aux différents groupes taxonomiques et conventionnellement utilisées dans ce type d'étude. Il doit permettre la caractérisation des communautés, d'un point de vue structurel (détermination taxonomique, abondance, biomasse), mais également fonctionnel. Dans ce dernier cas, des méthodologies spécifiques ont été mises en place pour évaluer l'activité photosynthétique par les producteurs primaires, la dégradation de la matière organique par les consommateurs primaires, et les principales interactions trophiques au sein des communautés aquatiques. Les éléments de méthodes communs à l'étude des stations du cours principal sont disponibles dans la partie précédente (Partie II) et ne sont pas réécrits ici.

1. **Les communautés végétales aquatiques** (Julie Coudreuse, ESE)

Les inventaires de macrophytes et bryophytes réalisées en 2015 étant suffisant, aucune nouvelle activité a été réalisée sur ce thème en 2016.

2. **Les communautés planctoniques et biofilms** (Alexandrine Pannard, Ecobio ; Caroline Gorzerino, ESE)

Pour l'étude du biofilm dans les affluents, nous avons mis en place le même type de supports que pour les stations du cours principal (voir II.2). Les supports de lames étaient placés cette fois directement sur des piquets en métal enfoncés dans le sédiment (Figure 17). La hauteur des piquets était adaptée en fonction de la hauteur d'eau au moment de la pose du système. Pour chaque station, deux systèmes ont été installés en mai 2016 et retirés en juin 2016, après 1 mois de colonisation.
Contrairement à 2015, les lames ont ainsi été placées verticalement dans le cours d'eau afin d'éviter leur recouvrement par divers éléments (sable, feuilles ...), comme observé en 2015 ; elles ont de plus été placées parallèlement au courant.

<figure><img src="image_74.png" /><figcaption>**Figure 17.** Système de fixation des lames pour les stations lotiques (à gauche) et lames dans leurs supports après colonisation (à droite).</figcaption></figure>

<figure><img src="image_75.png" /><figcaption>**Figure 18.** Concentration en nutriments aux différentes stations : (a) concentration en nitrates et azote total dissous et (b) concentrations en orthophosphates et phosphore total dissous.</figcaption></figure>

Les concentrations en nutriments sont très variables d'une station à l'autre, mais on observe des valeurs plus faibles sur l'affluent Chenilly, que ce soit pour les concentrations d'azote ou en phosphore (Figure 18). Un abattement des concentrations entre l'amont et l'aval des affluents a également été observé lors de l'échantillonnage (Figure 18).

A noter tout d'abord que les 2 systèmes installés au niveau de la station GUE2 ont été arrachés pendant le mois de colonisation des lames ; aucun échantillon de biofilm n'a alors pu être récupéré.

Selon les stations, un biofilm plus ou moins important a pu se développer (Figure 19). De même, les concentrations de phytoplancton sont variables selon les stations (Figure 19). Pour chaque affluent, la concentration amont pour le phytoplancton est supérieure à la concentration aval (Figure 19), comme pour les nutriments (Figure 18). Ces valeurs seront à valider par les dosages de chlorophylle a (en cours). Si ces valeurs se confirment, la présence d'étangs connectés aux affluents pourrait augmenter les concentrations de phytoplancton. La biomasse de biofilm est également variable selon les affluents.
<figure><img src="image_76.png" /><figcaption>**Figure 19.** Biomasses mesurées par le phytoPAM pour le phytoplancton (gauche) et le biofilm (droite) sur les affluents. Les traits verticaux représentent les écarts types autour de chaque moyenne.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_77.png" /><figcaption>**Figure 20.** Biomasses des 3 groupes spectraux mesurées par le phytoPAM pour le phytoplancton (gauche) et le biofilm (droite) sur les affluents.</figcaption></figure>

Que ce soit pour le phytoplancton ou pour le biofilm, les résultats montrent une co-dominance des algues vertes et des diatomées (Figure 20), comme pour le cours principal (Figure 10). Les premiers résultats au microscope montrent plutôt une dominance des diatomées, même si des algues vertes comme *Stigeoclonium* sont présentes dans le biofilm (Figure 21.a). Une plus grande hétérogénéité est également observée sur les lames par rapport à 2015 (Figures 21 et 22).

<figure><img src="image_78.png" /><figcaption>**Figure 21.** Vue au microscope d'une des lames incubée sur GUE 4, en 2016 (à gauche) et en 2015 (à droite).</figcaption></figure>
<figure><img src="image_79.png" /><figcaption>**Figure 22.** Vue au microscope d'une des lames incubée sur DOU3, en 2016 (à gauche) et en 2015 (à droite).</figcaption></figure>

### 3- Activité photosynthétique (Alexandrine Pannard, Ecobio ; Caroline Gorzerino, ESE)

L'activité photosynthétique du phytoplancton et celle du biofilm ont été mesurées comme pour le cours principal et montre des variations en fonction des affluents (Figure 23). Pour le biofilm, les stations sur Chenilly présentent une activité photosynthétique plus faible que les autres affluents (Figure 23). A l'inverse, la station DOU3 (amont) présente une activité photosynthétique du biofilm maximale (Figure 23), comme en 2015.

Comme pour le cours principal, des incubations de 4h au ¹³C ont été réalisées pour le phytoplancton et le biofilm à la station CHE4. Le taux d'incorporation est le plus faible des 5 stations échantillonnées (Figure 13).

<figure><img src="image_80.png" /><figcaption>**Figure 23.** Activité photosynthétique globale mesurée au phytoPAM pour le phytoplancton (gauche) et le biofilm (droite) sur les stations d'études.</figcaption></figure>

### 4- Les communautés d'invertébrés aquatiques (Christophe Piscart, Ecobio)

Les échantillonnages des communautés de macroinvertébrés ont été réalisés en Mars 2016 mais sont encore en cours d'analyse.
## 5- Activité de dégradation de la matière organique (Christophe Piscart, Ecobio)

Nous avons complété les données concernant la composition chimique des litières testées en 2015 grâce à un nouvel analyseur élémentaire acquis en 2016. Pour mémoire, nos résultats (stage M2 de Sylvestre Rivière, 2015) avaient montré que la cinétique de décomposition des litières d'Aulnes, de Chêne et de Châtaignier était expliquée en grande partie par les structures biomécaniques des feuilles. Toutefois, les analyses de leur composition chimique en 2016 (Tableau 1) semblent indiquer que leur dégradation est également bien corrélée à la teneur en Azote (Figure 24a) et négativement corrélée à la teneur en phénols (Figure 24b).

<table><caption>Tableau 1. Composition élémentaire (C, N et P) et teneurs en phénols des litières testées en 2015.</caption><thead><tr><th></th><th>Alnus glutinosa</th><th>Castanea sativa</th><th>Quercus robur</th></tr></thead><tbody><tr><td>Carbone (%)</td><td>47,55 ± 0,41</td><td>46,45 ± 0,16</td><td>48,31 ± 0,06</td></tr><tr><td>Azote (%)</td><td>2,43 ± 0,05</td><td>1,35 ± 0,03</td><td>1,03 ± 0,00</td></tr><tr><td>Phosphore (%)</td><td>0,07 ± 0,00</td><td>0,06 ± 0,00</td><td>0,03 ± 0,00</td></tr><tr><td>Phénols (%)</td><td>3,48 ± 0,08</td><td>6,35 ± 0,17</td><td>8,66 ± 0,25</td></tr><tr><td>C:N ratio</td><td>19,58 ± 0,22</td><td>34,39 ± 0,68</td><td>47,14 ± 0,12</td></tr><tr><td>C:P ratio</td><td>662,28 ± 38,14</td><td>794,23 ± 18,48</td><td>1422,71 ± 24,80</td></tr><tr><td>N:P ratio</td><td>33,87 ± 2,19</td><td>23,15 ± 0,98</td><td>30,18 ± 0,45</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_81.png" /><figcaption>Figure 24. Relation entre la teneur en azote (a) et phénols (b) des litières et la quantité de litières restantes après 30j d'immersion en rivière.</figcaption></figure>

Afin de confirmer le rôle de la composition chimique des feuilles, il a fallu réaliser une expérimentation avec un plus grand nombre de type de litière afin d'augmenter la puissance statistique de nos corrélations. En 2016, nous avons donc suivi la décomposition de 18 types de litières couramment rencontrées (Tableau 2). L'ensemble de ces espèces permet d'avoir une grande variété de compositions physiques et chimiques représentatives de différents types d'environnement avec des espèces de zones humides et d'autres de milieux plus secs. La vitesse de décomposition des litières a pu être mise en relation avec les communautés d'invertébrés de ruisseaux et dans les sacs contenant la litière. La quantité de micro-organismes associés a été estimée par des mesures des respirations basales (BR) et induites (SIR) à l'aide d'un micro-chromatographe en phase gazeuse (µGC SRA A 3000). Cette technique, que nous avons pu développer dans notre laboratoire, semble plus performante que les mesures de l'ergostérol puisqu'elle a l'avantage de mesurer l'état écophysiologique de l'ensemble des communautés microbiennes (champignons et bactéries) qui ont colonisées les feuilles, contrairement à l'ergostérol qui ne prend en compte que les champignons et même lorsque ceux-ci ne sont pas actifs.
<table><caption>Tableau 2. Liste des litières étudiées</caption><thead><tr><td>Famille</td><td>Nom scientifique</td><td>Nom vernaculaire</td><td>CODE</td></tr></thead><tbody><tr><td>Betulaceae</td><td>Alnus glutinosa</td><td>Aulne glutineux</td><td>ALGL</td></tr><tr><td>Betulaceae</td><td>Betula pendula</td><td>Bouleau verruqueux</td><td>BEPE</td></tr><tr><td>Betulaceae</td><td>Carpinus betulus</td><td>Charme commun</td><td>CABE</td></tr><tr><td>Corylaceae</td><td>Corylus avelana</td><td>Noisetier commun</td><td>COAV</td></tr><tr><td>Dennstaedtiaceae</td><td>Pteridium aquilinum</td><td>Fougère-aigle</td><td>PTAQ</td></tr><tr><td>Fagaceae</td><td>Castanea sativa</td><td>Chataignier</td><td>CASA</td></tr><tr><td>Fagaceae</td><td>Fagus sylvatica</td><td>Hêtre commun</td><td>FASY</td></tr><tr><td>Fagaceae</td><td>Quercus robur</td><td>Chêne pédonculé</td><td>QURO</td></tr><tr><td>Fagaceae</td><td>Quercus rubra</td><td>Chêne rouge</td><td>QURU</td></tr><tr><td>Hamamelidaceae</td><td>Liquidambar sp.</td><td>Liquidambar</td><td>LISP</td></tr><tr><td>Rosaceae</td><td>Malus domestica</td><td>Pommier</td><td>MADO</td></tr><tr><td>Rosaceae</td><td>Prunus avium</td><td>Merisier</td><td>PRAV</td></tr><tr><td>Salicaceae</td><td>Salix atrocinerea</td><td>Saule roux</td><td>SAAT</td></tr><tr><td>Salicaceae</td><td>Salix babylonica</td><td>Saule pleureur</td><td>SABA</td></tr><tr><td>Sapindaceae</td><td>Acer platanoides</td><td>Erable plane</td><td>ACPL</td></tr><tr><td>Tiliaceae</td><td>Tilia cordata</td><td>Tilleul à petites feuilles</td><td>TICO</td></tr><tr><td>Tiliaceae</td><td>Tilia platyphyllos</td><td>Tilleul à grandes feuilles</td><td>TIPL</td></tr><tr><td>Ulmaceae</td><td>Ulmus minor</td><td>Orme champêtre</td><td>ULMI</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_82.png" /><figcaption>**Figure 25.** Pourcentage de masse restante (moyennes ± Ecart-type) dans les sacs après 30j d'immersion dans le ruisseau.</figcaption></figure>
Comme attendu, les résultats mettent en évidence des différences significatrices de vitesse de décomposition en fonction des espèces avec des pertes de masses variant de 6,1 à 65,8% après 30j d'immersion (Figure 25). L'espèce la plus décomposée est l'Aulne glutineux (ALGL) et la moins décomposée est la fougère (PTAQ) avec une forte variabilité entre les espèces. Le graphique met également en évidence des variations de décomposition de feuilles au sein d'un même genre par exemple entre les Saules (SABA et SAAT) ou entre les Tilleuls (TICO et TIPL). Nos résultats ont également montré, contrairement à l'étude de 2015 avec seulement 3 types de feuilles, que les caractéristiques physiques des feuilles (épaisseur, dureté) ne sont pas bien corrélées à leur vitesse de décomposition. La palatabilité des litières semble donc fortement liée à la composition chimique de celles-ci. Ainsi, la composition élémentaire des feuilles semble être importante dans le processus de décomposition et en particulier la quantité d'Azote et de Souffre qui sont significativement corrélés à la décomposition.

Du point de vue des organismes aquatiques, nous n'avons pas pu mettre en évidence de relation entre la biomasse microbienne active et la vitesse de décomposition, certainement parce que la décomposition microbienne est largement minoritaire dans les sacs à litière où les invertébrés peuvent pénétrer. En revanche le type de litière a un très fort effet sur la composition des communautés d'invertébrés qui colonisent les sacs de litière. La richesse taxonomique varie ainsi de 10,8 ± 5,6 taxons dans la Fougère (PTAQ) à 18,3 ± 2,1 taxons dans le noisetier (COAV). Il ne semble toutefois pas y avoir de sélection de taxon spécifique aux différents types de litière mais uniquement une diversité plus ou moins importante. Les résultats montrent également une très forte corrélation négative entre la quantité de litière restante à 30jours et la diversité des macroinvertébrés qui explique à elle seule 41% de la variation de la vitesse de décomposition (Figure 26). La diversité taxonomique est donc de loin le facteur qui explique le plus la décomposition de la litière. Il est toutefois difficile à ce stade de savoir quel(s) facteur(s) (forme des feuilles, dureté, composition chimique) explique(nt) les variations de richesse taxonomique observées.

<figure><img src="image_83.png" /><figcaption>**Figure 26 :** Relation entre le pourcentage de masse restante dans les sacs après 30j d'immersion dans le ruisseau et la richesse en invertébrés dans les sacs de litière.</figcaption></figure>

Finalement, des mesures de vitesse de décomposition de litière d'Aulne ont été mises en place sur les 8 stations pilotes des affluents en mars 2015 et mars 2016 avec le même lot de feuilles afin d'estimer la variabilité annuelle de la vitesse de décomposition des litières (Figure 27). Nos résultats montrent une très forte variabilité dans les vitesses de décomposition malgré le fait que ces expériences aient été réalisées à la même période. D'un point de vue général, la vitesse de décomposition des litières a été beaucoup plus faible en 2016 qu'en 2015. Comme sur le cours principal de la Sélune, les fortes crues en 2016 sur la partie amont du bassin versant de la Sélune pourraient expliquer cette diminution. Les données sur les communautés d'invertébrés associées à ces litières, en cours de traitement, devraient apporter les résultats importants pour expliquer ces différences.
<figure><img src="image_84.png" /><figcaption>**Figure 27 :** Pourcentage de masse restante de litière d'Aulne (moyennes ± Erreur standard) dans les sacs après 30j d'immersion dans les 8 stations des affluents de la Sélune en 2015 et 2016.</figcaption></figure>

Fillet C. (2015). Effet de la dureté des litières de feuille sur leur décomposition par les invertébrés aquatiques et les flux de matières organiques associées. Rapport de stage Master 1 EFCE, université de Rennes 1, 21p

Lannuzel R. (2016). Effet du conditionnement des litières de feuilles sur leur palatabilité et leur décomposition par les invertébrés aquatiques. Rapport de stage Master 1 EFCE, université de Rennes 1, 20p

Somda M-L. (2016). Rôle des caractères physiques et chimiques des litières dans leur décomposition par les communautés d'invertébrés dulçaquicoles. Rapport de stage Master 1 READ, université de Rennes 1, 20p.

## 6- Les écrevisses (Jean-Marc Paillisson, Ecobio ; Maxime Poupelin, ESE)

Aucune action réalisée en 2016, l'ensemble des inventaires ayant été achevé en 2015.

## 7- Les communautés de poissons (Jean-Marc Roussel, ESE ; Maxime Poupelin, ESE)

En 2015, les communautés poissons des 8 stations affluents ont été inventoriées par pêche électrique, selon la méthode des enlèvements successifs (un même secteur est pêché plusieurs fois de suite sans remise des poissons entre chaque enlèvement). Cette méthode nécessite l'utilisation de filets pour clore hermétiquement chaque secteur à l'amont et à l'aval et prévenir le mouvement des poissons entre chaque passage. L'utilisation des filets n'est pas envisageable dans le cours principal de la Sélune, pour des raisons pratiques. Aussi en 2015 sur le cours principal, une méthode de pêche électrique différente, dite par points d'abondance, avait été appliquée sur les stations SEL5, SEL10 et SEL12.

Un nouvel échantillonnage des poissons en affluents a été mené en 2016, toujours par pêche électrique, mais en utilisant la méthode des point d'abondance (15 points par station), comme sur le cours principal en 2015, pour pourvoir comparer les résultats. Les fluctuations d'abondance les plus importantes entre 2015 (pêche par enlèvements) et 2016 (pêche par points d'abondance) sur les affluents sont liées à deux espèces, le chabot et la lamproie (Figure 28). D'une manière générale, la lamproie est une espèce dont l'abondance des larves, enfouies dans le sédiment fin, est très difficile à estimer en pêche électrique (Lasne et al. 2010, Fisheries Research 106 : 22-26), et particulièrement lors de pêche par points. A l'inverse pour le chabot, les variations enregistrées entre 2015 et 2016 ne
sont pas clairement liées à la méthode de pêche, mais semble plutôt traduire une variabilité entre stations selon les années, tout comme pour les autres espèces (hormis la lamproie).

La présence de gros spécimens de truite (DOU2, GUE4, CHE1, CHE4) et d'anguille (LIV1) influence les biomasses dans les affluents (Figure 29). On remarque aussi la très forte biomasse de chabot sur CHE4, station la plus productive en poissons sur les affluents avec plus d'1 Kg/100m². D'une manière générale, il faut noter qu'une partie des stations en affluents (LIV1, CHE1, CHE4, et dans une moindre mesure GUE4 et DOU2) présentent des biomasses en poisson comparables à celle trouvées dans les stations larges du cours principal (SEL10 et SEL12). Cela souligne la bonne productivité des affluents, et contraste avec un schéma simple de gradient amont-aval de production dans les réseaux trophiques selon l'ordre de drainage.

<figure><img src="image_85.png" /><figcaption>**Figure 28.** Densités estimées en 2015 par pêche électrique – méthode des enlèvements successives (graphique de gauche), et abondances pêchées en 2016 par pêche électrique – méthode des points d'abondance (graphique de droite), pour la faune piscicole sur les stations des affluents retenues pour le projet « réseaux trophiques »</figcaption></figure>

<figure><img src="image_86.png" /><figcaption>**Figure 29.** Variation des biomasses de la faune piscicole sur les 8 stations de référence pour caractériser les réseaux trophiques du cours principal de la Sélune</figcaption></figure>
8- **Analyse des réseaux trophiques** (Jean-Marc Roussel, ESE ; Jean-Marc Paillisson, Ecobio ; Maxime Poupelin, ESE)

La même procédure d'échantillonnage et de traitement des échantillons que pour les stations du cours principal de la Sélune a été suivie sur les huit stations affluents. De même, une démarche identique pour l'analyse des données conduit à une architecture de réseaux trophiques très proche entre affluents et cours principal, telle que représentée par la méthode des ellipses sur la Figure 30.

<figure><img src="image_87.png" /><figcaption>**Figure 30.** Résultats des analyses isotopiques (C et N) sur les organismes aquatiques regroupés par types trophiques, pour les 7 stations affluents où l'écrevisse Signal est présente (DOU2, DOU3, GUE2, GUE3 ? GUE4, CHE1, CHE4). L'aire de chaque ellipse représente le cœur de la distribution de chaque groupe (40% de la variance sur le plan bivarié), cette mesure étant robuste malgré des différences de tailles d'échantillons entre les groupes. Les ellipses sont calculées par simulation en utilisant le package Stable Isotope Bayesian Ellipses in R (SIBER) sous R.</figcaption></figure>

On remarque notamment que les écrevisses Signal ont une position élevée dans le réseau trophique, leur niche isotopique se superposant avec celles des invertébrés prédateurs et se démarquant très nettement de celles des invertébrés brouteurs-racleurs de biofilm, des invertébrés déchiqueteurs-décomposeurs de litière, ou encore des poissons suspensivores-décomposeurs (lamproie). De plus, comme pour le cours principal, que la contribution des bryophytes et les macrophytes aquatiques au réseau trophique est probablement marginale, ce qui devra être confirmé par une analyse de données plus précises.

Enfin, la seule station sans écrevisse, LIV1, présente une architecture de réseau trophique semblable, néanmoins toute conclusion sur ce point serait trop fragile à ce stade eu égard la faiblesse de l'échantillonnage.

Roussel J.M., Launey S., Paillisson J.M., Huteau D., Quéméré E., Besnard A.L., Tréguier A. Combining molecular and isotopic tolls to study the trophic ecology of exotic species and their biological control by native predators. 10th International Conference on Applications of Stable Isotope Techniques to Ecological Studies, Tokyo (Japan) 3-8 April 2016. Communication orale.
Rapport d'avancement 2017
# Effets de l'arasement des barrages sur le fonctionnement des réseaux trophiques

## Avancement des travaux 2017

**UMR ESE Ecologie et Santé des Ecosystèmes (INRA / Agrocampus-Ouest à Rennes)**

Julie Coudreuse, Caroline Gorzerino, Dominique Huteau, Eric Petit, Maxime Poupelin, Jean-Marc Roussel

**UMR ECOBIO Ecosystèmes, Biodiversité, Evolution (CNRS/Université Rennes 1)**

Guillaume Bouger, Jean-Marc Paillisson, Alexandrine Pannard, Christophe Piscart

### Rappel du contexte du projet

Le projet « Réseaux Trophiques » (« projet RT » par abréviation dans la suite du document) a l'ambition de considérer, dans un ensemble large, les différentes composantes des biocénoses aquatiques et rivulaires de la Sélune, des sources à l'estuaire. Sans focaliser sur un groupe taxonomique ou une communauté d'espèces en particulier, la démarche vise à étudier les interactions entre ces composantes, des microorganismes aux poissons, avec pour objectif principal de comprendre les relations trophiques (« qui mange quoi »). Les interactions trophiques sous-tendent en grande partie les équilibres (et les déséquilibres) que l'on peut observer au sein des écosystèmes. Décrivant le fonctionnement des écosystèmes, ce type d'approche sur les réseaux trophiques est souvent qualifiée de fonctionnel. Dans le cas présent, le projet RT doit permettre de comprendre les équilibres trophiques actuels dans les écosystèmes aquatiques, des têtes de bassin versant à l'estuaire, puis de suivre les modifications engendrées par la restauration des continuités écologiques, et notamment les nouveaux équilibres qui s'installeront au sein des biocénoses aquatiques.

Les recherches menées dans le projet RT apporteront des réponses aux questions génériques suivantes : quelles conséquences ont les opérations de démantèlement de barrages sur les biocénoses aquatiques en place, leurs interactions et le fonctionnement des écosystèmes aquatiques, des têtes de bassin versant à l'estuaire ? Comment l'écosystème rivière se restaure-t-il à l'emplacement précis d'un ancien lac de barrage ? Quels sont les rôles de certaines espèces clés (notamment les poissons amphihalins et les espèces invasives) dans les nouveaux équilibres de l'écosystème cours d'eau reconnecté à l'océan ?

### Rappel des objectifs généraux

Durant la période 2014-2019, avant l'ouverture de l'hydrosystème aux migrateurs amphihalins, deux objectifs sont particulièrement visés par le projet RT dans sa configuration initiale. Il s'agit :

1. d'établir, avant les opérations de vidange, un état de lieux des réseaux trophiques et du fonctionnement des écosystèmes aquatiques sur le fleuve (hors estuaire) et les affluents,

2. d'étudier, à partir des opérations de vidange, la mise en place des nouveaux équilibres trophiques dans les néo-habitats d'eau courante.

### Partenaires scientifiques impliqués et évolution

Le projet RT regroupe 9 personnes de deux Unités Mixtes de Recherche : Ecologie et Santé des Ecosystèmes (INRA-Agrocampus Ouest à Rennes) et Ecobio (CNRS-Université de Rennes). Il a débuté de manière effective au troisième trimestre 2014 avec le recrutement d'un assistant ingénieur pour 3 ans (2014-2017), Maxime Poupelin, dont le rôle est de mener les campagnes d'échantillonnage sur le terrain, de contribuer à la préparation des échantillons et au rendu des résultats.
A noter enfin que l'extension de l'aire d'étude vers l'estuaire fait l'objet d'un travail en cours. Deux nouveaux partenaires, Ifremer Dinard et Agrocampus-Ouest travaillent sur les communautés benthiques et les réseaux trophiques de l'estuaire et de la Petite Baie. Ludovic Goyot a été embauché sur CDD pour 1 an (2017-2018) grâce au financement AESN (convention AESN-INRA n°1066356). Bien que sur 2 conventions différentes, les travaux des projets en rivière et en estuaire sont coordonnés et les informations complémentaires qu'ils apporteront pourront faire l'objet de comparaisons. De plus, les analyses isotopiques d'échantillons de la Petite Baie (prestations externes) ont été financées sur le budget du projet « Réseaux Trophiques » (AESN-INRA n° 1 050 492) en 2017. Les résultats de la convention n°1066356 feront l'objet d'un rapport final spécifique en 2018.

## Organisation du rapport 2017

Ce rapport d'avancement du projet RT ne reprend que les résultats et faits marquants de l'année 2017. Il s'agit du dernier rapport d'avancement de l'étude, un rapport final faisant la synthèse des résultats acquis et donnant les conclusions opérationnelles sera produit au premier semestre 2019. Le rapport 2017 s'organise de la même manière que les rapports 2015 et 2016, en 3 parties successives qui correspondent aux travaux menés :

**Partie I.** A l'échelle de l'hydrosystème entier

**Partie II.** Sur 6 stations pilotes du cours principal

**Partie III.** Sur 8 stations pilotes en affluents, augmenté de 2 stations supplémentaires en 2017

La carte présentée ci-dessous (Figure 1) reprend l'ensemble des stations échantillonnées dans les 3 parties du projet RT (profil en long, réseaux du cours principal, réseaux des affluents).

<figure><img src="image_88.png" /><figcaption>**Figure 1.** Les principales stations d'études retenues depuis 2014 pour le projet « réseaux trophiques ».</figcaption></figure>

Pour suivre l'avancement des travaux, chaque partie débute par un tableau qui rappelle les livrables annuels attendus. Dans ces tableaux, une croix verte signifie que le livrable est accompli, une croix orange qu'il est en cours (léger retard par rapport aux prévisions), une croix rouge qu'il n'a pas été
réalisé (décalage de programmation ou abandon). Ensuite pour chaque partie, les résultats obtenus en
2017 sont présentés sous une forme synthétique et illustrative, mettant en avant les principales
avancées et conclusions du projet RT pour l'année 2017.

Point budget fin 2017

La convention AESN-INRA n° 1 050 492 couvre la période de juillet 2014 à juillet 2019. Un budget total de 295 427 € est réparti sur deux laboratoires, INRA (UMR ESE, Rennes) d'une part et CNRS (UMR Ecobio, Rennes) d'autre part. Les dépenses cumulées par poste jusqu'en 2017 inclus sont présentées sur la **Figure 2**.

<figure><img src="image_89.png" /><figcaption>**Figure 2.** État des dépenses sur le projet, selon les 2 sous budgets (INRA, UMR ESE et CNRS, UMR ECOBIO).</figcaption></figure>
# Partie I. A l'échelle de l'hydrosystème Sélune

<table><thead><tr><th></th><th colspan="2">2014</th><th colspan="2">2015</th><th colspan="2">2016</th><th colspan="2">2017</th></tr><tr><th></th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th></tr></thead><tbody><tr><td><strong>Echelle hydrosystème Sélune</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1- Profil isotopique de référence</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2- Essai détectabilité par ADNe</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3- Distribution spatiale écrevisse signal</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td></tr><tr><td><strong>Travaux en laboratoire</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Préparation des échantillons isotopes</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>Préparation et analyse de barcoding alimentaire</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>annulé</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyse des isotopes stables (prestations externes)</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td><strong>Interprétation des résultats ; valorisation</strong></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr></tbody></table>

## 1- Profil isotopique de référence (Jean-Marc Roussel, ESE ; Maxime Poupelin, ESE).

Les prélèvements étant terminés, les travaux en 2017 ont porté sur l'analyse des isotopes de l'azote, qui semblent le mieux marquer la rupture de continuum à l'aval des barrages (Figure 3). Dans l'hypothèse maintenant proposée, les barrages présentent un obstacle au flux vers l'amont de nutriments marins (enrichis en ¹⁵N), dont les principaux vecteurs sont les poissons diadromes (notamment le saumon Atlantique *Salmo salar*, l'anguille européenne *Anguilla anguilla* et la lamproie marine *Petromyzon marinus*) actuellement bloqués à l'aval.

<figure><img src="image_90.png" /><figcaption>**Figure 3.** Profils isotopiques aval-amont pour les isotopes de l'azote (δ¹⁵N, en ‰) dans différents tissus / compartiments du réseau trophique de la Sélune. MOP = matière organique particulaire, échantillon issu de filtration d'eau.</figcaption></figure>

Nous avons donc voulu vérifier que les signaux marins véhiculés par les poissons diadromes étaient bien enrichis en ¹⁵N. Pour cela, nous avons analysé les isotopes C et N présents dans le collagène des écailles de saumon capturés à la ligne par les pêcheurs dans la Sélune au cours dans dernières décennies. Les résultats confirment que par rapport aux valeurs isotopiques dans les biocénoses aquatiques présentent à l'amont des barrages (cf Figure 3), le contraste isotopique est fort (2-3 ‰ sur le δ¹⁵N) et tend à augmenter pour les grands saumons revenant dans la Sélune après un séjour marin d'au moins 2 hivers de mer (Figure 4). Par contre, le contraste avec les castillons (séjour en mer court) tend à diminuer. Malgré tout, nous devrions être en mesure de suivre, dans les années à venir, la
progression des nutriments marins vers l'amont après arasement des barrages, en utilisant les isotopes stables de l'azote comme traceur. Il faudra cependant continuer à suivre en parallèle l'évolution des signaux isotopiques marins, pour prévenir toute conclusion erronée.

<figure><img src="image_91.png" /><figcaption>**Figure 4.** Évolution des ratios isotopiques de l'azote (δ¹⁵N, en ‰) dans les écailles des adultes de saumon Atlantique revenant se reproduire dans la Sélune lors des 4 dernières décennies.</figcaption></figure>

## 2- Essais de détectabilité par ADN environnemental : mise au point d'un protocole pour l'écrevisse signal (Eric Petit, ESE ; Maxime Poupelin)

Les travaux de 2017 concernent l'amélioration des modèles de détection de l'écrevisse et de la peste de l'écrevisse (ou aphanomycose), à partir des prélèvements réalisés les années précédentes. Toujours en cours, ils seront valorisés en 2018 et présentés dans le rapport final. Par ailleurs, une étude complémentaire a été réalisée en 2017 pour élucider la présence d'ADN d'écrevisse sur les stations où le piégeage d'écrevisse est négatif (notamment, à l'aval des barrages sur le Sélune). L'étude repose sur le prélèvement de fèces de deux prédateurs potentiels de l'écrevisse – la loutre d'Europe *Lutra lutra* et l'anguille européen *Anguilla anguilla*, présents à l'aval des barrages, fèces dans lesquels la recherche d'ADN d'écrevisse a été entreprise. L'hypothèse testée est que l'écrevisse serait présente en trop faible quantité pour être piégée, mais pourrait être consommée par les prédateurs avérés de l'espèce. Les analyses sont en cours, les résultats seront également présentés dans le rapport final. Ils permettront de mieux comprendre les modalités de dispersion de l'ADN d'écrevisse en milieu lotique, qui est l'un des points critiques de l'utilisation de la méthode d'ADNe en rivière.

## 3- Distribution spatiale des espèces d'écrevisse (Jean-Marc Paillisson, Ecobio ; Maxime Poupelin, ESE)

La fin des investigations portant sur l'étude de la distribution spatiale des écrevisses avait été actée suite aux travaux réalisés en 2016 ; néanmoins, nous avons souhaité compléter les inventaires sur des secteurs très ciblés. Plus précisément, sur la base des premiers travaux ayant trait à la détection moléculaire (ADNe) de l'écrevisse Signal, quelques divergences de résultats avaient été relevées localement, mais en des localités crucales. En effet, de l'ADN d'écrevisse Signal avait été décelé, initialement, sur différentes stations du Vaux Roux, petit affluent directement connecté à la retenue du barrage de Vezins, et également en aval des deux barrages, alors que le piégeage n'avait pas permis de capturer d'individus (données de 2014 à 2016). Par conséquent, un complément d'échantillonnage par piégeage a été réalisé en aval des barrages (4 stations), et sur le Vaux Roux (4 stations), consistant à déployer 20 pièges par station sur une durée de 24 h. Dans tous les cas, aucune écrevisse signal n'a été capturée, confirmant l'absence de l'espèce en ces localités (Figure 5). Par ailleurs, une actualisation des données d'ADNe sur ces secteurs a également été réalisée. Les résultats obtenus vont permettre de mieux de définir des hypothèses biologiques quant à la dispersion de l'ADN de l'écrevisse.
<figure><img src="image_92.png" /></figure>

**Figure 5.** Carte actualisée de la distribution des écrevisses sur le bassin de la Sélune. Espèces non natives : OLL, Orconectes limosus (écrevisse américaine), PCC, Procambarus clarkii (écrevisse de Louisiane), et, PFL, Pacifastacus leniusculus (écrevisse Signal). Ecrevisse native : APP, Austropotamobius pallipes (écrevisse à pattes blanches).
# Partie II. Sur les 6 stations pilote du cours principal

<table><thead><tr><th></th><th>2014</th><th colspan="2">2015</th><th colspan="2">2016</th><th colspan="2">2017</th></tr><tr><th></th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="9"><strong>6 stations pilote sur la Sélune</strong></td></tr><tr><td>1- Etude des communautés végétales et animales</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>2- Activité photosynthétique</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>3- Dégradation de la matière organique</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>4- Analyse des réseaux trophiques (isotopes stables et barcoding alimentaire), prélèvements</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>5- Mise au point du barcoding alimentaire</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>annulé</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="9"><strong>Travaux en laboratoire</strong></td></tr><tr><td>Tri et détermination taxonomique</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>Préparation des échantillons pour l'ergostérol</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Préparation des échantillons pour les isotopes</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>Dosage C, N et P dans les végétaux</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>Préparation et analyse de barcoding alimentaire</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>annulé</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyse de l'ergostérol (prestation externe)</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyse des isotopes stables (prestations externes)</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td><strong>Interprétation des résultats ; valorisation</strong></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr></tbody></table>

## 1- Etude des communautés végétales et animales en place (collectif ESE et Ecobio).

Le travail a pour objectif de décrire les biocénoses aquatiques, végétales et animales, en place sur les 6 stations de référence choisies. Il s'appuie sur des inventaires réalisés à partir des méthodes spécifiques aux différents groupes taxonomiques et conventionnellement utilisées dans ce type d'étude. Il doit permettre la caractérisation des communautés, d'un point de vue structurel (détermination taxonomique, abondance, biomasse) et fonctionnel (production primaire, dégradation de la matière, production secondaire, organisation des réseaux trophiques).

### i) Les communautés végétales aquatiques (Julie Coudreuse, ESE)

Des inventaires de terrain (relevés de végétation) ont été réalisés au cours du mois d'octobre 2017, hors épisodes hydrologiques pouvant influencer le développement de la végétation. Les identifications taxonomiques ont été vérifiées en laboratoire via des observations microscopiques pour les taxons difficiles (systématiquement pour les algues, bryophytes, callitriches, renoncules et potamots). Aucun macrophyte n'a été recensé sur les 3 stations inventoriées dans les retenues. L'état de référence pré-arasement réalisé en début d'été 2015 sur le cours principal de la Sélune, a mis en évidence une flore macrophytique typique de cours d'eau acides à Renoncules (Ranunuculo-Callitrechetum hamulatae).

Le site en amont lointain (confluence avec le ruisseau de Chenilly, SEL05, **Figure 6**), présente en 2015 une flore macrophytique peu abondante (moins de 1% de végétalisation totale) et peu diversifiée (6 espèces), notamment du fait d'une mésologie peu propice au développement des végétaux (dominance des faciès lents, ombrage important.

Le site amont (à Saint Hilaire du Harcouët, SEL10) et le site aval des retenues (Pont de Signy, SEL12), sont comparables d'un point de vue milieu physique, si ce n'est leur hydrologie contrastée. En effet, le milieu physique à l'amont présente des zones pouvant émerger lors des faibles niveaux d'eau. Celles-ci permettent le développement de phanérogames hélophytes se superposant aux espèces strictement aquatiques, expliquant ainsi la plus forte diversité de ce groupe en amont proche SEL10 (15 espèces versus 5 en aval en 2015 ; **Figure 6**). La flore de ces deux sites est finalement diversifiée (une quinzaine d'espèces) et équilibrée entre groupes taxonomiques (algues, bryophytes et phanérogames). En 2017, les situations restent comparables mais la variabilité des niveaux d'eau entre les échantillonnages (ces derniers délimitant la zone d'échantillonnage : seuls les taxons ayant les pieds dans l'eau sont pris en
compte dans le relevé) a conduit à l'ajout (en aval) ou la perte (en amont proche) d'espèces de berges hélophytes.

En juillet 2015, l'hydrologie contrastée du site aval entrainait une limitation du développement des phanérogames immergés (10% de recouvrement), facilement arrachés lors des coups d'eau et a contrario, un développement important de la mousse *Octodiceras fontanum* (30% de recouvrement sur la station d'étude), caractéristique d'aval de moulins et de l'algue rhéophile *Lemanea* sp. (4% de recouvrement). En octobre 2017, si le recouvrement total est proche, ceux des groupes taxonomiques ont bien évolué (Figure 6) : *Octodiceras fontanum* présente une abondance réduite (10%), au contraire de la renoncule qui s'est développée (40%). Il est probable que des coups d'eau aient impacté le site, arrachant une partie du peuplement macrophytique qui a ensuite pu se régénérer, de manière plus importante pour les renoncules (dont la pousse est plus rapide que les bryophytes).

<figure><img src="image_93.png" /><figcaption>**Figure 6.** Répartition des différents groupes taxonomiques de macrophytes sur le cours principal de la Sélune (amont et aval des retenues) en 2015 et 2017 ((a) richesse spécifique et (b) abondance). Légende : PHAN = Phanérogames ; BRYO = bryophytes ; ALG = algues.</figcaption></figure>

ii) Les communautés planctoniques et biofilms (Alexandrine Pannard, Ecobio ; Caroline Gorzerino, ESE)

Les opérations réalisées en 2017 ont consisté à analyser le reste des échantillons collectés lors des campagnes 2016, à compiler les données 2015-2016 et vérifier la cohérence du jeu de données, en croisant avec les données des sondes et de la littérature. La phase de mise en relation avec les autres compartiments biologiques et d'interprétation est en cours.

Les données sont également mises en lien avec les données saisonnières de la composition du phytoplancton et du biofilm, suivies dans le cadre du projet Biomonitoring. Une forte diminution des espèces de diatomées a été observée dans les barrages, avec maintien de la diminution à l'aval en 2015 (station de Signy SEL12) et une ré-augmentation en 2016 (Figure 7). Les données collectées en 2017 et les autres mois de l'année, vont permettre de mieux comprendre cette variabilité observée à la station de Signy. La composition en diatomées montre elle aussi une forte modification, avec un remplacement des espèces dominantes dans le biofilm au niveau des barrages.
<figure><img src="image_94.png" /></figure>

**Figure 7.** Nombre d'espèces de diatomées benthiques composant le biofilm aux stations du cours principal en juin 2015 et 2016. Les données 2016 de SEL25 et SEL19 sont toujours en cours d'acquisition (numérisation).

### iii) Les communautés d'invertébrés aquatiques (Christophe Piscart, Ecobio)

De prélèvements d'invertébrés ont été réalisés au printemps 2017. Pour chaque site, quatre substrats artificiels constitués par 5L de galets ont été utilisés pour déterminer la structure trophique des communautés d'invertébrés. Le tri et la détermination ont été réalisés pour la campagne de 2017 mais l'identification des invertébrés est toujours en cours pour 2016.

Les résultats des campagnes d'échantillonnage depuis l'automne 2014 au printemps 2017 confirment l'effet des retenues sur la structure des communautés d'invertébrés de la Sélune (Figure 8). Les sites en eau courante (Sel10 et Sel 12) sont caractérisés par des communautés d'invertébrés plus riches en invertébrés brouteurs, collecteur et herbivores (à gauche sur l'axe F1). L'abondance de ces groupes est cohérente avec la position longitudinale de ces stations sur la Sélune. La faible hauteur d'eau permet le développement important du biofilm et des plantes aquatiques consommées par ces guildes trophiques. Cet effet est même plus visible sur le site Sel 12, en aval des barrages où la transparence de l'eau est encore plus forte du fait de la décantation de MES dans les retenues. Au contraire, les communautés des retenues (Sel 23 et Sel 25) ont plus de filtreurs et des décomposeurs. Le site du Pont de la République (Sel19) héberge une communauté d'invertébrés particulière, riche en mangeurs de sédiment. Cela est probablement lié au substrat de ce site, qui est constitué uniquement de sédiments fins et de terre, limitant la disponibilité des autres ressources.

Le traitement des échantillons collectés en 2016 devra permettre d'affiner les changements de structure trophique des communautés et de vérifier si ces changements dépendent de la saison. En effet, les conditions environnementales et particulièrement l'hydrologie et la température de l'eau sont très impactées par le barrage, cela pourrait donc avoir des conséquences non seulement sur la structure des réseaux trophiques mais également sur les productions des écosystèmes en raison d'accélération de cycles de développement pouvant conduire à des émergences précoces. Ces modifications des émergences pourraient impactées la structure des communautés automnales qui dépendent en grande partie de l'émergence et de la reproduction des communautés du printemps. Ces liens pourront être confirmés par le suivi saisonniers de 2014 à 2017 afin d'étudier la succession des communautés.
<figure><img src="image_95.png" /></figure>

**Figure 8.** Résultats de l'analyse en composante principale (ACP) des abondances des invertébrés dans chaque guilde trophique au cours des 5 campagnes d'échantillonnage entre l'automne 2014 et le printemps 2017 sur les stations rivières (en bleue), lacustres (en vert) et intermédiaire (en jaune). a) Cercle des corrélations issues des deux premiers axes (PC1 et PC2). b) Position moyenne (centre de gravité) des 5 sites de la Sélune dans le plan factoriel.

#### iv) Les écrevisses (Jean-Marc Paillonson, Ecobio)

Aucune action supplémentaire n'a été réalisée en 2017, la caractérisation des populations d'écrevisses ayant été effectuée en 2015.

#### v) Les communautés de poissons (Jean-Marc Roussel, ESE ; Maxime Poupelin, ESE)

Aucune action n'a été réalisée en 2017.

### 2- Activité photosynthétique (Alexandrine Pannard, Ecobio ; Caroline Gorzerino, ESE)

Les opérations réalisées en 2017 ont consisté à revoir les calculs de production primaire, en fonction des résultats des analyses de chlorophylle obtenus après incubation au laboratoire en présence de ¹³C (**Figure 9**). Les résultats montrent une productivité maximale du phytoplancton sur le cours principal par rapport à l'affluent Chenilly 4, avec une augmentation dans les barrages et une légère diminution à Signy. Le biofilm présente une productivité moins forte que celle du phytoplancton (**Figure 9**). Les 3 stations lotiques du cours principal présente une productivité assez proche, la station du barrage présente la productivité maximale et la station de l'affluent Chenilly 4 la plus faible valeur. Une des explications possibles est que les espèces de diatomées observées spécifiquement dans le barrage, du genre *Achnanthidium* qui sont favorisées par le faible hydrodynamisme, présentent une forte productivité, par rapport aux espèces des stations lotiques.
<figure><img src="image_96.png" /><figcaption>**Figure 9.** Résultats des taux d'incorporation de ¹³C par unité de biomasse (chlorophylle a) pour le phytoplancton (gauche) et le biofilm (droite) sur les stations d'études. L'histogramme vert indique le barrage de Vezins et celui orange, la seule station affluent mesurée, Chenilly 4. Les traits verticaux représentent les écarts types autour de chaque moyenne.</figcaption></figure>

### 3- Activité de dégradation de la matière organique (Christophe Piscart, Ecobio)

Des mesures de vitesse de décomposition de litière d'aulne ont été réalisées en avril 2017. Comme en 2016, les sacs de litière ont été placés pendant 1 mois à l'intérieur des substrats artificiels afin de prendre en compte les très fortes variations de niveau d'eau possibles sur certaines stations et pour permettre une meilleure interprétation des résultats de décomposition avec la faune présente dans les sacs. Nous avons retiré la station SEL 19 sur ce graphique car les données en 2015 (à cause de vandalisme) et 2017 (à cause des travaux) nous pas pu être récupérées.

Nos résultats confirment une très forte variabilité dans les vitesses de décomposition entre les sites en fonction des années, avec une vitesse en générale beaucoup plus faible en 2016 et plus forte en 2015 (Figure 10). En revanche, la décomposition des sites de la Roche qui Boit (SEL25) accélère progressivement de 2015 à 2017, alors que celle de la station la plus amont (SEL6) diminue dans le même temps.

<figure><img src="image_97.png" /><figcaption>**Figure 10.** Pourcentage de masse restante de litière d'Aulne (moyenne ± erreur standard) dans les sacs après 30j d'immersion sur les 5 stations de la Sélune entre 2015 et 2017.</figcaption></figure>
D'une manière générale, la diminution de la vitesse de décomposition en 2016 sur les sites amont peut
certainement s'expliquer par des crues importantes, à cette période sur le secteur amont, qui ont
probablement perturbées les communautés de macroinvertébrés. Toutefois, seul le traitement des
échantillons d'invertébrés qui est toujours en cours pour cette date apportera les preuves de cet impact.
Cela serait aussi cohérent avec les plus faibles écarts observés sur le site aval (SEL12), pour lequel le
contrôle du régime hydrologique par les barrages a sans doute permis de tamponner l'effet des crues
(sédiments) dans et à l'aval des retenues.

L'absence de données de décomposition dans la retenue de Vezins en 2015 ne permet pas de mesurer
l'effet de la retenue en 2015. En revanche la vitesse de décomposition dans la retenue de la Roche qui
Boit (SEL25) par rapport aux sites en amont et en aval suggère une diminution possible de la vitesse
de décomposition des feuilles. Malheureusement, les fortes variabilités observées sur les autres sites
en amont des retenues, plus particulièrement en 2017, ainsi que l'effet des crues en 2016 ne nous
permettent pas de confirmer définitivement l'impact des retenues sur la décomposition des litières.

4- Analyse des réseaux trophiques (Jean-Marc Roussel, ESE ; Maxime Poupelin ESE ; Jean-Marc Paillisson, Ecobio)

Sur la base des résultats d'analyses isotopiques obtenus à partir des prélèvements fait en 2015 et 2016, une nouvelle analyse des données a été réalisée en 2017. Par rapport à l'approche précédente par ellipses (cf. rapport d'activité 2016), l'objectif ici est de visualiser l'architecture des réseaux trophiques de manière standardisée. Pour cela, nous avons utilisé le package tRophic Position sous R, qui pour chaque groupe trophique au sein du réseau, transforme les valeurs isotopiques de l'azote en niveau trophique (de 2 pour un consommateur primaire à 4 pour un prédateur), et les valeurs isotopiques du carbone en contribution de la voie algale et détritique (de 0 à 1, respectivement).

<figure><img src="image_98.png" /><figcaption>**Figure 11.** Représentation du réseau trophique type du cours principal de la Sélune (droite), à partir des données isotopiques C et N des différents groupes trophiques (gauche). Vert foncé : invertébrés brouteurs herbivores (voie algale), marron : invertébrés déchiqueteurs et lamproies juvéniles (voie détritique), puis invertébrés omnivores (vert clair et jaune clair), écrevisses (gris), invertébrés prédateurs (bleu clair) et poissons invertivores (bleu foncé).</figcaption></figure>

Ce type d'analyse facilite les comparaisons entre les situations d'étude, comme le montre la **Figure 11**
qui représente l'architecture type du réseau trophique sur le cours principal. Il est intéressant de noter
que les contributions des voies algale et détritique dans les niveaux trophiques supérieures (poissons
invertivores, niveau trophique 3,5) sont assez proches. De plus, l'écrevisse invasive se place au centre de ce réseau, avec notamment un niveau trophique moyen très proche (2,8) de celui des invertébrés prédateurs. Un échantillonnage complémentaire est prévu en 2018 pour permettre de faire ce type d'analyse en comparant les stations amont et aval des barrages.

5- Mise au point du Barcoding alimentaire (Dominique Barloy, Jean-Marc Roussel, ESE)

Suite aux difficultés techniques rencontrées en 2015, l'approche moléculaire des relations trophiques (barcoding alimentaire) a été abandonnée. Les conséquences sur l'avancement du projet sont minimes, puisque le barcoding alimentaire était surtout envisagé comme un complément à l'approche classique par analyses de isotopes stables (paragraphe ci-dessus). Néanmoins, la recherche d'ADN d'écrevisses dans les contenus digestifs de prédateurs (loutre d'Europe et anguille européenne, cf. Partie I.2. de ce rapport) est en cours, et permettra de mieux comprendre le rôle de proie de l'écrevisse dans le réseau trophique.
## Partie III. Sur les 8 stations pilote en affluents

<table><thead><tr><th></th><th colspan="2">2014</th><th colspan="2">2015</th><th colspan="2">2016</th><th colspan="2">2017</th></tr><tr><th></th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th><th>S1</th><th>S2</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="9"><strong>8 stations pilote sur 5 affluents de la Sélune</strong></td></tr><tr><td>1- Etude des communautés végétales et animales</td><td></td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2- Activité photosynthétique</td><td></td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3- Dégradation de la matière organique</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4- Analyse des réseaux trophiques (isotopes stables et barcoding alimentaire), prélèvements</td><td></td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td></tr><tr><td colspan="9"><strong>Travaux en laboratoire</strong></td></tr><tr><td>Tri et détermination taxonomique</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td>X</td><td></td></tr><tr><td>Préparation des échantillons pour l'ergostérol</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Préparation des échantillons pour les isotopes</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td>Dosage C, N et P dans les végétaux</td><td></td><td>X</td><td></td><td>X</td><td>X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Préparation et analyse de barcoding alimentaire</td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>annulé</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyse de l'ergostérol (prestation externe)</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyse isotopes stables (prestations externes)</td><td></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr><tr><td><strong>Interprétation des résultats ; valorisation</strong></td><td></td><td></td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td><td>X</td></tr></tbody></table>

### 1- Etude des communautés végétales et animales en place (collectif ESE et Ecobio).

Le travail a pour objectif de décrire les biocénoses aquatiques, végétales et animales, en place sur les 8 stations pilote choisies. Il s'appuie sur des inventaires réalisés à partir des méthodes spécifiques aux différents groupes taxonomiques et conventionnellement utilisées dans ce type de travail. Il doit permettre la caractérisation des communautés, d'un point de vue structurel (détermination taxonomique, abondance, biomasse) et fonctionnel (production primaire, dégradation de la matière, production secondaire, organisation des réseaux trophiques). Les éléments de méthodes communs à l'étude des stations du cours principal sont disponibles dans la partie précédente (Partie II) et ne sont pas réécrits ici.

#### i) Les communautés végétales aquatiques (Julie Coudreuse, ESE)

Ces travaux sont terminés, il n'y a pas eu de nouvelles actions en 2017.

#### ii) Les communautés planctoniques et biofilms (Alexandrine Pannard, Ecobio ; Caroline Gorzerino, ESE)

Tout comme pour le cours principal, les opérations réalisées en 2017 ont consisté à analyser le reste des échantillons stockés lors des campagnes 2016, à compiler les données 2015-2016 et vérifier la cohérence du jeu de données, en croisant avec les données des sondes et de la littérature. Les résultats pour la concentration en phytoplancton montrent encore une très forte variabilité entre les années (Figure 12). La phase de mise en relation avec les autres compartiments biologiques et d'interprétation est en cours.
<figure><img src="image_99.png" /></figure>

**Figure 12.** Biomasses de phytoplancton mesurées par dosage de la chlorophylle a sur les stations d'études en 2015 (rouge) et 2016 (bleu). Les traits verticaux représentent les écarts types autour de chaque moyenne.

### iii) Les communautés d'invertébrés aquatiques (Christophe Piscart, Ecobio)

Il n'y a pas eu d'activité nouvelle en 2017 sur cette partie. Toutefois, des prélèvements d'invertébrés représentant les principales guildes trophiques ont été réalisés sur les deux nouveaux affluents, le Vaux Roux (Vau1), et l'Argonce (Arg2), pour les besoins de l'analyse isotopiques des réseaux trophiques (cf. paragraphe III.4.)

### iv) Les écrevisses (Jean-Marc Paillonson, Ecobio ; Maxime Poupelin, ESE)

Les investigations sur les réseaux trophiques ont été étendues, en 2017, à deux affluents supplémentaires, choisis de façon à décrire des configurations sans écrevisse (cf. paragraphe III.4. plus loin). Le travail a consisté, ici, à valider l'absence d'écrevisses sur ces deux stations à l'aide d'une session de piégeage réalisée en juin 2017. Aucune écrevisse n'a effectivement été détectée sur la station la plus en aval (Vaux Roux, Vau1), alors que deux individus ont été capturés sur la seconde station située bien plus au cœur de la zone connue pour être envahie par l'espèce (Argonce, Arg2). Ce dernier résultat ne remet néanmoins pas en cause l'attendu fixé initialement, car il est peu probable qu'une présence aussi faible d'écrevisses puissent modifier les réseaux trophiques. Les profils d'abondance d'écrevisses sur les 10 stations d'affluents sont reportés **Figure 13**. Les stations sur la Gueuche et en aval du ruisseau de Chenilly accueillent de fortes populations d'écrevisses comparativement aux autres stations.

<figure><img src="image_100.png" /></figure>

**Figure 13.** Abondance d'écrevisses Signal (CPUE, captures par unité d'effort, soit le nombre d'écrevisses par piège et par 24h) sur les dix stations affluents. Sur les boîtes à moustache sont reportés les valeurs médianes (barre horizontale) ainsi que les moyennes (losanges). NB : une valeur extrême
à 8 individus / piège / 24h sur la Gueuche (station Gue4) n'apparaît pas sur le graphique, pour faciliter la lecture.

v) Les communautés de poissons (Jean-Marc Roussel, ESE ; Maxime Poupelin, ESE)

Les deux nouveaux affluents, le Vaux Roux (Vau1), et l'Argonce (Arg2), ont été inventoriés pour les besoins de l'analyse des réseaux trophiques (cf. paragraphe III.4. plus loin). Nous disposons maintenant de données de biomasse de poisson, exprimées en grammes pour 100 m², pour 10 stations affluents (Figure 14). On remarque une forte variabilité des valeurs de biomasse de poissons selon les stations, dont une grande partie s'explique par la composition en espèces. En effet, les deux espèces les plus présente (en biomasse) sont la truite et l'anguille, qui tirent les biomasses des stations vers le heut lorsqu'elles sont présentes. C'est notamment le cas pour Livret (anguille), Chenilly et l'Argonce (truite). Même si la diversité spécifique est plutôt plus faible dans les affluents que dans le cours principal, il faut noter que certaines stations en affluent s'illustrent par des biomasses très fortes (Che4, où la biomasse de chabot *Cottus gobio* est un record) ou très faible (Gue3, sur la Gueuche).

La présence de juvéniles de lamproie sur les stations a été vérifier par des sondages complémentaires dans les banquettes de sédiments fins (Figure 14). Cette donnée est donc fiable, mais les valeurs de biomasse ne doivent être considérées car la méthode d'inventaire pas pêche électrique n'est pas efficace sur cette espèce. Sur le cours principal enfin, on confirme l'extraordinaire concentration d'anguille au pied du barrage de la Roche qui Boit (station Sel12), et la présence de chevesne sur la partie haute de la Sélune (Sel5), dont les biomasses ne sont pas correctement quantifiées par la méthode de pêche électrique mise en œuvre.

<table><caption>**Figure 14.** Nombre d'espèces de poisson inventoriées sur les stations d'étude, et répartition des biomasses (en g.100m²) par stations et par espèces.</caption><thead><tr><th></th><th>Sel 12</th><th>Sel 10</th><th>Sel 6</th><th>Sel 5</th><th>Liv 1</th><th>Vau 1</th><th>Arg 2</th><th>Dou 2</th><th>Dou 3</th><th>Gue 2</th><th>Gue 3</th><th>Gue 4</th><th>Che 1</th><th>Che 4</th><th>TOTAL</th></tr></thead><tbody><tr><td>nb espèces</td><td>6</td><td>6</td><td>6</td><td>7</td><td>3</td><td>3</td><td>6</td><td>5</td><td>4</td><td>5</td><td>2</td><td>3</td><td>4</td><td>5</td><td>9</td></tr><tr><td>S. trutta</td><td></td><td></td><td>26</td><td>146</td><td>80</td><td>375</td><td>377</td><td>270</td><td>104</td><td>3</td><td>142</td><td>333</td><td>588</td><td>307</td><td>2749</td></tr><tr><td>A. anguilla</td><td>1627</td><td></td><td></td><td></td><td>407</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>2034</td></tr><tr><td>C. gobio</td><td>25</td><td>137</td><td>69</td><td>26</td><td></td><td></td><td>58</td><td>64</td><td>75</td><td>203</td><td>11</td><td></td><td>90</td><td>542</td><td>1300</td></tr><tr><td>B. barbatulus</td><td>3</td><td>17</td><td>80</td><td>105</td><td></td><td>33</td><td>111</td><td>3</td><td>98</td><td>27</td><td></td><td>14</td><td>47</td><td>85</td><td>622</td></tr><tr><td>P. phoxinus</td><td>14</td><td>9</td><td>36</td><td>109</td><td></td><td></td><td>74</td><td>8</td><td></td><td>37</td><td></td><td></td><td>14</td><td>75</td><td>376</td></tr><tr><td>G. gobio</td><td>20</td><td>88</td><td>32</td><td>251</td><td></td><td></td><td>6</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>396</td></tr><tr><td>R. rutilus</td><td></td><td>203</td><td></td><td></td><td>15</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>218</td></tr><tr><td>(L. planeri)</td><td>1</td><td>17</td><td>18</td><td>31</td><td></td><td>3</td><td>5</td><td>6</td><td>6</td><td>8</td><td></td><td>13</td><td></td><td>10</td><td>(117)</td></tr><tr><td>(S. cephalus)</td><td></td><td></td><td></td><td>(748)</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>(748)</td></tr><tr><td>TOTAL biomasse</td><td>1691</td><td>470</td><td>259</td><td>667</td><td>502</td><td>411</td><td>632</td><td>350</td><td>282</td><td>278</td><td>153</td><td>360</td><td>739</td><td>1019</td><td>8560</td></tr></tbody></table>
## 2- Activité photosynthétique (Alexandrine Pannard, Ecobio ; Caroline Gorzerino, ESE)

Les résultats obtenus sur Chenilly sont présentés dans la Partie II.2. en parallèle aux résultats obtenus sur la Sélune.

## 3- Activité de dégradation de la matière organique (Christophe Piscart, Ecobio)

En 2016, nous avons suivi la décomposition de 18 types de litières communes dans les forêts et les jardins de la région. L'ensemble de ces espèces permettait d'avoir une grande variété de compositions physiques et chimiques représentatives de différents types d'environnement avec des espèces de zones humides et d'autres de milieux plus secs. Nos résultats avaient mis en évidence des différences très importante en termes de vitesse de décomposition en fonction de nos espèces avec des pertes de masses variant de 6,1 à 65,8% après 30j d'immersion. Nous avions pu confirmer que la palatabilité des litières semble donc fortement liée à la composition chimique de celles-ci. Ainsi, la composition élémentaire des feuilles semble être importante dans le processus de décomposition et en particulier la quantité d'Azote et de Souffre qui sont significativement corrélés à la décomposition.

En 2017, nous avons travaillé sur des mélanges de feuille en associant des feuilles de « bonne qualité » avec des feuilles de « mauvaise qualité » afin de mieux comprendre les conséquences de la mixité des feuilles dans la décomposition. Les résultats montrent que l'effet synergique entre des feuilles différentes est plus fort quand on mélange des feuilles de « bonne qualité ». Contrairement à nos attentes, en mélangeant des feuilles de « mauvaise qualité » avec des feuilles de « bonnes qualité », les vitesses de décomposition mesurées ne montrent pas d'amélioration de la décomposition des feuilles de mauvaise qualité. La présence de feuilles facilement assimilables par l'écosystème est donc très importante pour assurer un soutien efficace aux réseaux trophiques.

Finalement, des mesures de vitesse de décomposition de litière d'Aulne ont été mises en place sur les 8 stations pilotes des affluents en mars 2015, mars 2016 et avril 2017 avec le même lot de feuilles afin d'estimer la variabilité annuelle de la vitesse de décomposition des litières (Figure 15). Nos résultats montrent une très forte variabilité dans les vitesses de décomposition malgré le fait que ces expériences aient été réalisées à la même période. D'un point de vue général, la vitesse de décomposition des litières a été beaucoup plus faible en 2016 qu'en 2015 ou 2017. Comme sur le cours principal de la Sélune, les fortes crues en 2016 sur la partie amont du bassin versant de la Sélune pourraient expliquer cette diminution. Les données sur les communautés d'invertébrés associées à ces litières, en cours de traitement, devraient nous apporter des résultats importants pour expliquer ces différences.

<figure><img src="image_101.png" /><figcaption>**Figure 15.** Pourcentage de masse restante de litière d'Aulne (moyennes ± Erreur standard) dans les sacs après 30j d'immersion dans les 8 stations des affluents de la Sélune de 2015 à 2017.</figcaption></figure>
4- Analyse des réseaux trophiques (Jean-Marc Roussel, ESE ; Jean-Marc Paillisson, Ecobio ; Maxime Poupelin, ESE)

Les investigations sur les réseaux trophiques ont été étendues, en 2017, à deux affluents supplémentaires, choisis de façon à décrire des configurations sans écrevisse. En s'appuyant sur la même démarche que celle expliquée au paragraphe II-4 pour le cours principal de la Sélune, nous pouvons représenter l'organisation du réseau trophique en affluent, en l'absence d'écrevisse (Figure 16). Contrairement à nos attentes vis-à-vis de réseaux trophiques dans des petits cours d'eau de tête de bassin, il s'avère que la balance entre voie algale et voie détritique, analysée par le biais des isotopiques stables du C et de l'N, ne soit pas fondamentalement modifiée dans les affluents sans écrevisse comparé au cour principal (cf. Figure 11). Cela signifierait que le C issu de la production autotrophe tient une place importance dans les niveaux trophiques supérieures. A ce titre, on note que la niveau trophique moyen pour les poissons invertivores tend à baisser légèrement (3,1) dans ces affluents par rapport à la Sélune (3,5), ce qui souligne que les chaines alimentaires seraient plus courtes en affluents.

<figure><img src="image_102.png" /><figcaption>**Figure 16.** Représentation du réseau trophique type des affluents de la Sélune (droite), à partir des données isotopiques C et N des différents groupes trophiques (gauche). Vert foncé : invertébrés brouteurs herbivores (voie algale), marron : invertébrés déchiqueteurs et lamproies juvéniles (voie détritique), puis invertébrés omnivores (vert clair et jaune clair), invertébrés prédateurs (bleu clair) et poissons invertivores (bleu foncé).</figcaption></figure>

Si l'on considère les affluents où l'écrevisse est présente, le même type de représentation souligne une situation assez différente (Figure 17). Dans ce cas en effet, l'écrevisse invasive se place plus nettement sur la voie algale et semble entrainer les poissons invertivores dans cette même direction. Cela signifierait que le C circulant dans les chaines alimentaires jusqu'aux poissons proviendrait, de manière plus marquée, des producteurs autotrophes sur les affluents où l'écrevisse est présente. On peut remarquer parallèlement que le niveau trophique des écrevisses juvéniles est identique (2,8) à ce qui est observé dans le cours principal de la Sélune pour les adultes (cf. Figure 11), et également proche de celui des invertébrés prédateurs. Par contre, les écrevisses adultes sont très nettement sur la voie algale (Figure 17). Ces résultats restent à confirmer pars des analyses de données complémentaires,
et leur interprétation reste à affiner, notamment au regard des résultats obtenus sur les communautés d'invertébrés, la dégradation des litières, et les activités photosynthétiques sur les affluents.

<figure><img src="image_103.png" /></figure>

**Figure 17.** Représentation du réseau trophique type des affluents de la Sélune en présence de l'écrevisse invasive (droite), à partir des données isotopiques C et N des différents groupes trophiques (gauche). Vert foncé : brouteur herbivore (voie algale), marron : invertébrés déchiqueteurs et lamproies juvéniles (voie détritique), puis invertébrés omnivores (vert clair et jaune clair), écrevisses juvéniles (gris foncé) et adultes (gris clair), invertébrés prédateurs (bleu clair) et poissons invertivores (bleu foncé).
Documents complémentaires au rapport final
# 1. Objectifs

Le travail a pour objectif de décrire les biocénoses aquatiques, végétales et animales, en place sur les 5 stations de référence choisies. Il s'appuie sur des inventaires réalisés à partir des méthodes spécifiques aux différents groupes taxonomiques et conventionnellement utilisées dans ce type d'étude. Il doit permettre la caractérisation des communautés, d'un point de vue structurel (détermination taxonomique, abondance, biomasse) et fonctionnel (production primaire, dégradation de la matière, production secondaire, organisation des réseaux trophiques). Ainsi, les études menées sur les producteurs primaires (phytoplancton et périphyton), le zooplancton et les invertébrés aquatiques devaient permettre de comprendre le fonctionnement actuel (phase pré-arasement) de la Sélune et notamment celui des deux barrages successifs, mais aussi de décrire la structure fonctionnelle des différents compartiments.

# 2. Méthodes et protocoles mis en œuvre

Afin d'étudier les réseaux trophiques de la Sélune, différents compartiments planctoniques et benthiques ont été étudiés de 2014 à 2017 pour les stations SEL10, SEL19, SEL23, SEL25 et SEL12 (Saint-Hilaire à Pont de Signy), comme présenté ci-après.

Tout d'abord, les paramètres physico-chimiques des stations d'étude ont été caractérisés (température, conductivité, pH, oxygène dissous et turbidité) grâce à une sonde multiparamétrique (Idronaut) pour toutes les stations étudiées, lentiques et lotiques et lors de chaque campagne mensuelle de prélèvements. Des prélèvements d'eau ont également été effectués afin d'analyser les concentrations en nutriments, grâce à un autoanalyseur (Brann and Luebbe, Axflow, France).

<figure><img src="image_104.png" /></figure>

**Fig. 1 :** Représentation schématique des 7 groupes fonctionnels basés sur la morphologie des espèces (Kruk, C., Huszar, V. L., Peeters, E. T., & al. (2010). A morphological classification capturing functional variation in phytoplankton. *Freshwater biology, 55*(3), 614-627).
Pour l'étude du phytoplancton, des prélèvements d'eau ont été réalisés dans les stations lotiques (1 profondeur) et dans les stations lentiques (3 profondeurs dans la colonne d'eau) de la Sélune. La biomasse de phytoplancton a été mesurée in situ grâce à une sonde de fluorescence (Idronaut), et ex situ par des mesures de fluorescence au phytoPAM et des dosages de chlorophylle a en laboratoire (méthode de Lorenzen, 1967). La structure des communautés phytoplanctoniques a également été déterminée par les mesures au phytoPAM (Phyto Pulse Amplitude Modulated ; Heinz Walz GmbH, Effeltrich, Allemagne). Cet appareil permet en effet de séparer 3 principaux groupes taxonomiques en assemblage mixte, en se basant sur leurs spectres d'absorption et d'émission aux longueurs d'ondes de la chlorophylle a et de pigments accessoires spécifiques à chacun de ces groupes. Il est ainsi possible de mesurer la biomasse et l'activité photosynthétique des GREEN, regroupant les chlorophytes, les BLUE, regroupant les cyanobactéries avec phycocyanine et les BROWN, regroupant les diatomées, les dinoflagellés et les chrysophytes. Les peuplements planctoniques ont également été fixés au lugol acide et conservés à l'obscurité et à 4°C, jusqu'au comptage au microscope optique pour confirmation de la structure des communautés. Les densités d'espèces dans la colonne d'eau sont alors exprimées en unité de cellule par ml (nombre de cellules.ml⁻¹). La structure des communautés est exprimée d'un point de vue fonctionnel selon la méthodologie développée par Kruk et al., 2010, comportant 7 groupes distincts (Fig. 1).

La biomasse et la composition du zooplancton sont également été suivies à chaque station. Un échantillon en surface et un au niveau de la zone euphotique (stations lentiques) sont collectés grâce à une trappe Schindler-Patalas d'un volume de 30 L. Le zooplancton est fixé à l'éthanol 50-70% et identifié sous loupe binoculaire.

Pour l'étude du périphyton (partie photosynthétique), des substrats artificiels ont été mis en place sur les différentes stations afin de pallier l'éventuelle absence de substrat à racler et de pouvoir standardiser et comparer les différentes stations. Pour le cours principal de la Sélune, les stations en zone lentique (SEL19, SEL 23 et SEL 25), 2 cagettes ont été positionnées dans la colonne d'eau à 1m et 2m de profondeur, fixées à une bouée (Figure 2, à gauche). Ces cagettes contenaient 6 lames de verre de 30 x 10 x 3 mm. Pour les stations situées en zone lotique (SEL 10, et SEL 12), une cagette contenant également 6 lames a été fixée au fond du lit. Après 1 mois d'immersion, les lames (Figure 2, au centre) ont été retirées et raclées afin de réaliser différentes analyses : détermination du poids sec sans cendre indiquant la proportion de matière organique, la détermination de la chlorophylle a (lyophilisation puis méthode de Lorenzen, 1967) et étude des communautés. Le poids sec sans cendre est mesuré au laboratoire après un passage à l'étuve (72h, 105°C) puis au four sans cendre (1h, 500°C), pour estimer la quantité de matière organique présente dans le biofilm pour chaque station. Une lame non raclée a permis de réaliser des mesures au Phyto-PAM : mesure de l'activité photosynthétique et estimation de la chlorophylle a. La structure des communautés a été réalisée plus spécifiquement pour les diatomées par un bureau d'études (dénombrement et identification) et est exprimée selon les guildes trophiques de Rimet et Bouchez, 2012 (4 guildes).
<figure><img src="image_105.png" /><figcaption>Fig. 2. Photographies d'une cagette pouvant contenir 6 lames de verre pour l'étude du biofilm (à gauche), d'une lame colonisée (au milieu) et d'un substrat artificiel utilisé pour l'échantillonnage d'invertébrés aquatiques (à droite).</figcaption></figure>

Afin d'étudier la structure trophique des communautés d'invertébrés aquatiques de la Sélune, des prélèvements ont été réalisés pour chacune des 5 stations aux saisons suivantes : automne 2014, printemps 2015, automne 2015, printemps 2016 et printemps 2017. Pour chaque site, quatre substrats artificiels constitués par 3L de galets encagés ont été utilisés (Fig. 2) ; cette méthode a été retenue afin de limiter l'effet substrat dans la comparaison inter-sites. Après 1 mois de colonisation sur site, les échantillons étaient récoltés puis triés et enfin déterminés au laboratoire. La biomasse des différents groupes fonctionnels (Collecteur, Déposit, Filtreur, Herbivore, Prédateur, Décomposeur, Brouteur) a ensuite été calculée.

### 3. Fonctionnement écologique des barrages

Le suivi réalisé entre 2014 et 2017 a permis de caractériser le fonctionnement physico-chimique et écologique des barrages. De par leur forme en lit de rivière, ces barrages ont une composante longitudinale très forte, facilitant le suivi des masses d'eau dans le temps. Le second barrage présente un temps de séjour très court par rapport au premier, de quelques jours seulement (Tableau 1).

<table><caption>Tableau 1: caractéristiques des deux barrages (données *Agence de l'Eau et **Aquascop, 2004) :</caption><thead><tr><td></td><td>Barrage de Vezins (1932)</td><td>Barrage de Roche-qui-Boit (1919)</td></tr></thead><tbody><tr><td>Code lac*</td><td>VEZ50</td><td>ROQ50</td></tr><tr><td>Surface (km2)*</td><td>1.7</td><td>0.29</td></tr><tr><td>Volume (m3)*</td><td>19 920 000</td><td>90 000</td></tr><tr><td>Profondeur maximale (m)</td><td>31</td><td>16</td></tr><tr><td>Profondeur moyenne (m)</td><td>12</td><td>3.1</td></tr><tr><td>Temps de résidence (jours)**</td><td>25 à 60 jours</td><td>2 à 5 jours</td></tr></tbody></table>

Le mélange des masses d'eau est un facteur déterminant dans le fonctionnement des plans d'eau, c'est pourquoi les plans d'eau peu profonds, facilement mélangés par le vent, auront un fonctionnement écologique très différent des plans d'eau dits profonds qui mélangent seulement une partie de l'année (Fig 3). Les barrages de Vezins et de la Roche-qui-Boit présentent une profondeur maximale de 31 et 16m respectivement (Tableau 1), ce qui limite le mélange de la colonne d'eau par le vent. Cependant, leur faible temps de séjour (Tableau 1) rend la colonne d'eau plus sensible au mélange vertical et la profondeur de la couche de mélange plus variable avec un large métalimnion (Fig 3).
<figure><img src="image_106.png" /><figcaption>Fig. 3 : Figure montrant l'alternance saisonnière des mécanismes de stratification et déstratification dans les plans d'eau profonds (>3m), issue de Leitao et Couté, 2005, Guide pratique des cyanobactéries planctoniques du Grand Ouest de la France, rapport AESN.</figcaption></figure>

Les barrages de Vezins et de Roche-qui-Boit présentent ainsi une stratification thermique saisonnière (Fig. 5A et 6A), avec des couches de mélange (épilimnion) variant entre 3 et 10 m dans le premier barrage et entre 3 et 7 m dans le second (Fig. 4). Des stratifications journalières de 2 à 5 °C ont également été observées lors du suivi (Fig. 4), essentiellement dans le second barrage, ce qui s'explique par sa plus faible exposition au vent par rapport au premier barrage. Ce second barrage est cependant plus turbulent que le premier en raison du temps de séjour très court (quelques jours), et de la transition turbulente entre les 2 barrages (hauteur du seuil et présence des turbines).

<figure><img src="image_107.png" /><figcaption>Fig. 4 : Profil de température en fonction de la profondeur (m) dans les barrages de Vezins (à gauche) et de Roche-qui-Boit (à droite). Les stratifications thermiques journalières (en rouge) et saisonnières (en bleu) sont indiquées par des flèches. L'extrémité des flèches bleues indiquent donc la profondeur de la thermocline (couche de mélange, appelée également épilimnion).</figcaption></figure>

A l'échelle saisonnière, les deux barrages présentent une dynamique de stratification/déstratification très similaire, même si la couche de mélange (épilimnion) est un peu moins profonde dans le second barrage (Fig. 5 et 6). Cette stratification thermique saisonnière des masses d'eau limite les échanges verticaux et entraîne une réduction des
concentrations en oxygène dès la thermocline dans les eaux du métalimnion et de l'hypolimnion (Fig. 5B et 6B). L'hypolimnion est dominé par les processus de décomposition de la matière organique et par la respiration des microorganismes, qui appauvrissent le milieu en oxygène (ratio photosynthèse / respiration < 1). Les sur-saturations en oxygène liées à la production primaire dans l'épilimnion sont restées ponctuelles.

Au niveau biologique, un développement saisonnier de phytoplancton est observé dans l'épilimnion dans les deux barrages. Alors que les communautés autotrophes sont majoritairement benthiques dans les écosystèmes lotiques de type rivière, c'est le phytoplancton qui domine et est à la base du réseau trophique dans les barrages. Les barrages, en modifiant le temps de résidence de l'eau et sa température, favorisent le développement des communautés phytoplanctoniques. Lorsque cette modification hydrologique est associée à des apports conséquents d'azote et de phosphore du bassin versant, les communautés phytoplanctoniques sont alors régulièrement dominées en été par des cyanobactéries, potentiellement toxiques. C'est ce qui a été observé dans ce suivi, particulièrement dans le premier barrage.
A

<figure><img src="image_108.png" /></figure>

Température (°C)

B

<figure><img src="image_109.png" /></figure>

Oxygène dissous (%)

C

<figure><img src="image_110.png" /></figure>

Fluorescence (eq µg chla/L)

D

Zooplancton
(nombre ind. / L)

<figure><img src="image_111.png" /></figure>

E

Cyanobactéries
 / mL)

<figure><img src="image_112.png" /><figcaption>Fig.5: isoclines de (A) température, (B) d'oxygène et (C) de fluorescence en fonction de la profondeur et du temps dans le Barrage de Vezins. Abondances (D) du zooplancton et (E) des cyanobactéries.</figcaption></figure>
<figure><img src="image_113.png" /><figcaption>Fig.6 : isoclines de (A) température, (B) d'oxygène et (C) de fluorescence en fonction de la profondeur et du temps dans le Barrage de Roche-qui-Boit. Abondances (D) du zooplancton et (E) des cyanobactéries.</figcaption></figure>
A l'échelle saisonnière, la biomasse totale de phytoplancton dans les barrages suit le rayonnement solaire. Cependant, au cours de chaque année, deux chutes de biomasses ont été observées, l'une en juin et l'autre plus tardive pendant l'été (Fig. 5C et 6C). Ces variations de la biomasse de phytoplancton sont induites par un fort développement de zooplancton (Fig. 5D et 6D), qui induit une sur-exploitation de la ressource phytoplanctonique, un éclaircissement de l'eau ('phase d'eau claire') et un effondrement ensuite de la communauté de zooplancton (cycle proies – prédateurs). Cette succession saisonnière observée dans les deux barrages est classiquement décrite dans la littérature et est typique de plans d'eau profonds mésotrophes à eutrophes.

La localisation de la biomasse de phytoplancton dans la colonne d'eau est également indicatrice du fonctionnement des barrages. La localisation du maximum de biomasse dans l'épilimnion (Fig. 5C et 6C), et non sous la thermocline, s'explique par le statut mésotrophe à eutrophe des barrages et par leur temps de séjour relativement court, qui entraine un renouvellement de la masse d'eau avec apports de nutriments de l'amont. La limitation par les nutriments N et P dans l'épilimnion n'est donc pas suffisante pour rendre le phytoplancton dépendant des flux verticaux de nutriments, issus de la minéralisation de la matière organique dans l'hypolimnion. Le phytoplancton est principalement localisé dans la couche de mélange, avec des concentrations similaires au cours de l'année dans les deux barrages (Fig. 7).

<figure><img src="image_114.png" /><figcaption>Fig. 7 : série temporelle de (A) la biomasse de phytoplancton (concentration moyennée sur l'ensemble de la colonne d'eau) et de (B) la concentration en phosphates dans les 2 barrages. Les lignes rouges indiquent les pics de biomasse de phytoplancton, qui coïncident avec les chutes de phosphates.</figcaption></figure>
Lors du suivi, il a également été observé que la productivité primaire (photosynthèse) du phytoplancton est plus forte en surface qu'en profondeur, indiquant une limitation par la lumière. Les espèces dominantes du phytoplancton sont également caractéristiques de milieux turbides mélangés, avec par exemple des espèces comme *Limnothrix*, *Planktothrix* et *Pseudanabaena*. Ce suivi a donc permis de montrer que la biomasse de phytoplancton dans les barrages est contrôlée par la lumière disponible dans l'épilimnion, par la disponibilité en phosphates et enfin par la biomasse de zooplancton, principal consommateur du phytoplancton.

En juillet-août ont été observés des efflorescences de cyanobactéries, avec des intensités de blooms variables selon les années (Fig. 5E et 6E). L'année 2016 a été ainsi particulièrement marquée par un fort bloom aux barrages de *Planktothrix agaardhii* (et *Aphanizomenon gracile* dans une moindre mesure). L'intensité du bloom aux barrages était moins forte en 2015, mais un fort bloom localisé de *Microcystis* a été observé juste à l'aval de la station République. Les barrages modifient les flux de matière dans le bassin versant : le barrage de Vezins piège par sédimentation les matières transportées de l'amont. Une chute de la turbidité a été observée dès la station de République, qui constituait lors de notre étude, la zone de transition entre le lotique et le lentique (Fig. 8). L'éclaircissement de la masse d'eau couplé à des apports de N et P du bassin versant est favorable au développement de phytoplancton, voire de cyanobactéries, si la température est favorable.

<figure><img src="image_115.png" /><figcaption>Fig. 8 : turbidité de l'eau mesurée par sonde en fonction du temps et des stations.</figcaption></figure>

Le développement du phytoplancton dans les barrages contribue au piégeage de nutriments et autres molécules inorganiques dans le sédiment, dont les métaux lourds, qui vont alors sédimenter dans le barrage. Alors que l'effet sur l'abattement des nitrates est resté peu marqué, une réduction des concentrations en phosphore a été observée (Fig. 8), dès le premier barrage. Les concentrations peuvent alors devenir limitantes pour la croissance du phytoplancton à certains moments de l'année.
4. Structure fonctionnelle avec les différents gpes, mai-juin et septembre-octobre. Phk
– zpk – gpes phytopam

Le fonctionnement des écosystèmes peut être mis en évidence par la structure fonctionnelle des organismes. Nous pouvons ainsi utiliser les guildes trophiques pour les macroinvertébrés d’eau douce (Tachet et al. 2010), les guildes écologiques pour les diatomées d’eau douce (Rimet et Bouchez 2012) et la morphologie pour le phytoplancton (Kruk et Segura 2012).

L'analyse comparée des profils fonctionnels de ces trois groupes (macroinvertébrés, phytoplancton et diatomées) entre 2015 et 2016 permet de mettre en lumière le fonctionnement global des écosystèmes de la Sélune sur les 5 stations du suivi sur le cours principal du cours d'eau au printemps (Fig 9) et à l'automne (Fig 10).

De façon générale, on note une assez forte fluctuation interannuelle des communautés de microalgues (diatomées et phytoplancton) entre 2015 et 2016, quelle que soit la saison, alors que les communautés de macroinvertébrés sont relativement stables entre les années. Ceci est en accord avec le cycle de vie plus court des communautés de microorganismes, qui sont ainsi très réactives vis-à-vis des conditions climatiques, avec un délai de réponse de quelques jours. De même, les structures fonctionnelles des communautés d'invertébrés sont très similaires entre le site en amont à St Hilaire du Harcouët (SEL10) et en aval au pont de Signy (SEL12) alors que les structures fonctionnelles pour les microorganismes sont très différentes entre les sites d'eau courante. En revanche, l'ensemble des communautés montrent une modification importante du fonctionnement des écosystèmes du pont de la république (SEL19) à la retenue de la Roche-qui-Boit (SEL25) ainsi qu'une forte différence des structures fonctionnelles entre les retenues de Vezins (SEL19) et de la Roche-qui-Boit (SEL25).

Au printemps 2015, les communautés phytoplanctoniques (groupe 1) et les diatomées benthiques (groupe low profile) étaient caractérisées par des espèces de petites tailles dans les sites en amont (SEL10 et SEL19) suivi par une augmentation de la proportion des espèces de grandes tailles dans les retenues (SEL25 et SEL23) et des évolutions différentes au pont de Signy (SEL12), en restant proche de la retenue de la Roche-qui-Boit pour le phytoplancton mais une structure très différente des autres sites pour les diatomées benthiques. Cela montre qu'à cette saison, les conditions hydrologiques prédominent sur la structuration fonctionnelle de ces communautés. Au printemps 2016, les communautés phytoplanctoniques évoluent dans le même sens qu'en 2015, mais la structure fonctionnelle des communautés de diatomées benthiques diffère fortement entre d'un côté le site en amont à St Hilaire du Harcouët (SEL10) et la retenue de Vezins (SEL23) et de l'autre la Roche-qui-Boit (SEL25) et le pont de Signy (SEL12). En ce qui concerne les macroinvertébrés, les structures fonctionnelles observées aux printemps 2015 et 2016 sont très proches avec une dominance des brouteurs de biofilms et des décomposeurs dans les sites d'eau courantes (SEL10, SEL12, SEL19) et une dominance des filtreurs dans les retenues (SEL25 et SEL23).

A l'automne, les structures fonctionnelles sont très différentes de celles du printemps, et cela
pour tous les groupes. Pour les communautés phytoplanctoniques, les espèces flagellées et
tailles moyennes (groupe 4, avec principalement des algues vertes) sont dominantes sur les
sites en amont (SEL10 et SEL19) alors que les diatomées non fixées (groupe 6 pour le
phytoplancton et le groupe « motile » pour les diatomées benthiques) dominent dans les
<figure><img src="image_116.png" /></figure>

<figure><img src="image_117.png" /></figure>

<figure><img src="image_118.png" /><figcaption>Fig 9. Proportion des groupes fonctionnels au printemps 2015 et 2016.</figcaption></figure>
## Phytoplancton en octobre

<figure><img src="image_119.png" /></figure>

## Diatomées en octobre

<figure><img src="image_120.png" /></figure>

## Macroinvertébrés en octobre

<figure><img src="image_121.png" /><figcaption>Fig 10. Proportion des groupes fonctionnels à l'automne 2014 et 2015.</figcaption></figure>
tenues de Vezins (SEL23) et de la Roche-qui-Boit (SEL25) mais uniquement pour le phytoplancton sur la seconde retenue. Contrairement au printemps, les structures fonctionnelles des diatomées benthiques sur la Roche-qui-Boit se rapprochent plus des sites en amont. Comme au printemps, les communautés au pont de Signy (SEL12) sont proches de celles de la Roche-qui-Boit pour le phytoplancton mais très différentes pour les diatomées benthiques. En 2016, les communautés de diatomées benthiques sont très différentes entre les sites et aucun patron ne peut être observé entre les sites. Pour les communautés de macroinvertébrés, comme au printemps, les structures fonctionnelles observées aux automnes 2015 et 2016 sont très proches avec une dominance des brouteurs de biofilms et des filtreurs dans les sites d'eau courantes (SEL10, SEL12, SEL19) et une dominance des mangeurs de dépôts dans les retenues (SEL23 et SEL25).

Les changements de communautés observés pour les macroinvertébrés dans les retenues entre le printemps (dominance des filtreurs) et l'automne (dominance des mangeurs de sédiments) sont en accord avec la mortalité massive du phytoplancton en fin de saison qui a modifié les ressources disponibles de la colonne d'eau (phytoplancton vivant consommé par les filtreurs) à de la matière organique détritique benthique (consommée par les mangeurs de sédiments). Cela est confirmé également par la structure fonctionnelle du phytoplancton de taille moyenne regroupant majoritairement les algues vertes (groupe 4), qui se modifie au profit des diatomées phytoplanctoniques (groupe 6). La déstratification automnale de la masse d'eau, avec son régime turbulent, est en effet favorable aux diatomées.

## 5. Synthèse et préconisation

Les structures fonctionnelles des communautés sont très fortement modifiées par la présence des barrages avec une réponse différentielle entre les retenues de Vezins et celle de la Roche-qui-Boit. Toutefois, les réponses sont différentes entre les groupes taxonomiques et varient fortement entre les années suivies. Seuls les macroinvertébrés ont une réponse stable entre 2015 et 2016 alors que la réponse des communautés microbiennes (phytoplancton et diatomées) est très variable.

Avec l'arassement, l'abattement de phosphore et des matières en suspension associé aux barrages sera réduit, maintenant une eau riche en nutriments mais limité en lumière sur tout le cours principal. En effet, avec l'arassement, il est attendu que le biofilm de rivière se redéveloppe dans les zones euphotiques du cours d'eau et favorise la fixation du phosphore libéré par l'arassement par les réseaux trophiques lotiques. La réduction en azote associée aux barrages était quant à elle plus faible et ne devrait pas être modifié par l'arassement des barrages.

Les proliférations de cyanobactéries perturbent le fonctionnement des écosystèmes aquatiques et constituent un risque pour la santé, limitant alors l'usage du plan d'eau (eau potable, pêche, activités récréatives). L'arassement des barrages va entraîner l'évacuation des cyanobactéries de la masse d'eau et également une partie de celles présentes dans le sédiment (cellules de dormance). Avec les nouvelles conditions hydrologiques (très faible temps de résidence, forte turbidité et conditions turbulentes), le développement des cyanobactéries comme *Microcystis* est peu probable. Certaines espèces déjà présentes et caractéristiques de milieux turbides et turbulents, comme *Planktothrix agardhii*, pourraient par contre se maintenir, même si les conditions de turbulences et de température d'un système d'eau courante ne devraient pas permettre l'apparition de bloom.
Les affluents et le cours principal de la Selune ont été échantillonnés en début d'été 2015 et 2016. La physico-chimie de l'eau a été mesurée, en termes de température, d'oxygène dissous, de pH, de conductivité et de concentrations en nutriments (orthophosphates, nitrates, phosphore et azote totaux dissous et particulaires). Le biofilm (periphyton) et le phytoplancton ont été également été caractérisés en termes de biomasses et d'activité photosynthétiques.

D'une année à l'autre, les eaux des affluents présentent des caractéristiques physico-chimiques similaires, comme indiqué par la proximité des points sur l'Analyse en composante principale suivante (Fig. 1). Cinq groupes se distinguent : les eaux des barrages de Vezins et Roche-qui-Boit ; la station de Signy ; les eaux de l'affluents de Chenilly ; les eaux de la station sur l'Ivet ; le reste des affluents avec les eaux de l'amont (Saint-Hilaire et pont de la République).

Les eaux de Chenilly présentent une conductivité et des concentrations en azote plus faibles que les autres eaux. Les eaux des barrages et de Signy présentent des concentrations en phosphores plus faibles que les eaux amont, en raison d'un piégeage du P dans les barrages, ainsi que des eaux moins oxygénées. L'affluent de l'Ivet a présenté lors des échantillonnages les plus fortes concentrations en azote, en particulier en nitrates. La température, le pH et le phosphore particulaire n'ont pas contribué à la distinction des masses d'eaux, probablement à cause de leur forte variabilité temporelle (une valeur ponctuelle n'est pas suffisante).

Tous ces paramètres physico-chimiques sont susceptibles d'influencer les producteurs primaires, comme le phytoplancton plutôt inféodé aux barrages, et le biofilm photosynthétique (ou périphyton) plutôt inféodé aux rivières.

<figure><img src="image_122.png" /><figcaption>Fig. 1 : Analyse en composante principale (ACP) des caractéristiques physico-chimiques des eaux des affluents et du cours principal (mesurées en juin 2015 et 2016). STH (SEL10): Saint-Hilaire ; REP (SEL19): station au niveau du pont de la République ; VEZ (SEL23): barrage de Vezins ; RquiB (SEL25): barrage de Roche-qui-Boit ; Signy (SEL12) : station au pont de Signy</figcaption></figure>

Une relation positive est observée entre l'activité photosynthétique du phytoplancton et celle du biofilm (Fig. 2a). Ceci s'explique par le fait que la croissance du phytoplancton et celle du biofilm sont contrôlées par les mêmes facteurs, la lumière disponible *in situ* et les concentrations en nutriments dans l'eau. De plus, le temps de réponse de ces organismes est très rapide (de quelques minutes à une heure).
Les biomasses de phytoplancton et celles de périphyton ne sont quant à elles pas corrélées (Fig. 2b). D'une part, les biomasses de biofilm et de phytoplancton sont contrôlées par des facteurs biotiques et abiotiques différents : les crues réduisent la biomasse de biofilm, par cisaillement et arrachage, tandis que les débits moyens contrôlent le temps de résidence local de l'eau et donc le temps laissé au phytoplancton pour se développer. Le taux de dilution est généralement trop fort dans les affluents pour permettre au phytoplancton de se développer localement et nécessite la présence de petits plans d'eau ou de zones d'eau stagnantes connectées à la rivière. D'autre part, alors que le biofilm est contrôlé par des facteurs locaux, intrinsèques à la station, le phytoplancton est contrôlé par les conditions amont. Enfin, les consommateurs de biofilms et de phytoplancton ne sont pas les mêmes, avec les organismes de type râcleurs et les filtreurs respectivement, or la biomasse de ces organismes est variable d'une station à l'autre.

<figure><img src="image_123.png" /><figcaption>Fig. 2 : (a) activité photosynthétique du biofilm (periphyton) en fonction de l'activité du phytoplancton, pour les différentes stations échantillonnées en 2015 et 2016. (b) biomasse de biofilm en fonction de la biomasse du phytoplancton. L'activité photosynthétique a été mesurée sur le terrain au phytoPAM, méthode basée sur la fluorescence. STH (SEL10): Saint-Hilaire ; REP (SEL19): station au niveau du pont de la République ; VEZ (SEL23): barrage de Vezins ; RquiB (SEL25): barrage de Roche-qui-Boit ; Signy (SEL12) : station au pont de Signy</figcaption></figure>

Les biomasses mesurées aux différentes stations, que ce soit pour le biofilm ou pour le phytoplancton, ne sont pas corrélées d'une année sur l'autre. En effet, ces biomasses sont dépendantes des conditions climatiques les jours précédents (ensoleillement, température et pluie). De manière générale, on observe des biomasses de biofilm comparables entre le cours principal de la Selune et ses affluents (Fig. 3a). Cependant, l'affluent de l'Ivet présente des biomasses très faibles de biofilm en 2015 et 2016 (Fig. 3a), probablement en lien avec le fort recouvrement par la ripisylve, qui fait de l'ombre à la rivière. Les affluents CHE4 et GUE3 ont également présenté des biomasses faibles certaines années. **La présence d'écume à la station CHE4 en 2016 est indicatrice de conditions turbulentes importantes à proximité (présence probable d'un seuil juste à l'amont de la station), qui ont impacté négativement le biofilm.**

L'activité photosynthétique et la composition du biofilm sont généralement plus indicatrices des conditions locales du cours d'eau que la biomasse elle-même. L'utilisation de sondes permettant d'augmenter l'effort d'échantillonnage et d'élargir ainsi l'échelle spatiale de mesure du micro-habitat au tronçon devrait permettre de mieux caractériser ce paramètre. La biomasse de périphyton n'est pour l'instant pas prise en compte dans les bases de données de suivis règlementaires DCE et est pourtant à la base du green web.
<figure><img src="image_124.png" /><figcaption>Fig. 3 : composition du biofilm (periphyton) dans les stations lotiques avec les principaux groupes, les cyanobactéries synthétisant de la phycocyanine (BLUE), le groupe des algues vertes (GREEN) et le groupe des diatomées et chrysophycées (BROWN). La composition est mesurée par fluorescence des différents pigments photosynthétiques au phytoPAM. (a) biomasse cumulée (fluorescence) et (b) proportion relative. La partie de gauche correspond aux stations lotiques du cours principal, tandis que la partie droite correspond aux affluents.</figcaption></figure>

En termes de composition du biofilm, les diatomées dominent la biomasse avec quelques espèces de chlorophycées (Fig. 3 et 4). Un signal de fluorescence de cyanobactéries a été observé, principalement en 2015 (Fig.3), mais leur présence n'a pas été validée par les observations directes au microscope. Une analyse sous contrainte avec sélection des variables environnementales a été réalisée afin d'identifier les paramètres environnementaux influençant l'activité et la composition du biofilm (Fig. 5). La biomasse des chlorophycées (GREEN) dans le biofilm tend à augmenter avec la lumière mesurée *in situ* lors de l'échantillonnage (PAR), ce qui est en accord avec la littérature. Nous avons également observé une augmentation importante des chlorophycées dans les barrages, mais cette augmentation est à mettre relation avec le faible hydrodynamisme qui permet le développement de biofilm épais (données non montrées ici). La biomasse des diatomées tend à augmenter lorsqu'il y a des concentrations en nitrates plus faibles (Fig. 5). Bien que le biofilm absorbe une partie des nitrates de l'eau et contribue à l'abattement des nitrates, les biomasses restent à priori insuffisantes ici pour expliquer la relation. L'activité du biofilm photosynthétique corrèle quant à lui avec les saturations en oxygène, indiquant une contribution possible et partielle de ce biofilm à l'oxygénation de l'eau (Fig. 5).
<figure><img src="image_125.png" /><figcaption>Fig. 4 : quelques photos du biofilm (periphyton) observé dans les affluents. La flèche rouge montre une algue verte, tandis que les autres sont différentes espèces de diatomées benthiques.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_126.png" /><figcaption>Fig. 5 : Analyse de redondance entre les paramètres physico-chimiques mesurés dans les affluents (Nitrates, lumière PAR et oxygène dissous mesuré en pourcentage de saturation) et les caractéristiques du biofilm (biomasse de chlorophycées -GREEN-, biomasse de diatomées -BROWN- et activité photosynthétique globale -biofilm PP-). Le test de permutation est signification.</figcaption></figure>

Le cours principal de la Selune a également été suivi tous les mois de 2015 à 2017 dans le cadre du projet Biomonitoring. Si les variations de biomasses décrites précédemment sont replacées dans le contexte saisonnier (Fig.6), on voit que le mois de juin correspond aux pics de biomasses de biofilm et de phytoplancton. La dynamique temporelle est surtout marquée pour le développement estival de biomasse de biofilm et de phytoplancton dans les barrages, qui suit le rayonnement global solaire. Les barrages sont propices aux fortes biomasses, à cause d'un temps de résidence suffisamment long pour le phytoplancton et d'un
hydrodynamisme faible pour le biofilm (limitant l'arrachage). Cependant, la contribution du biofilm à l'écosystème barrage reste négligeable aux vues de la faible surface littorale disponible pour son développement, les berges des deux barrages sont en effet très encaissées. La relation inverse entre activité et biomasse du phytoplancton dans les barrages s'explique par l'auto-ombrage et par la forte consommation des ressources nutritives, qui limitent alors l'activité. Dans les stations lotiques, les biomasses sont plus stables dans le temps, avec pour le phytoplancton, un minimum de biomasse en mars et une activité qui augmente progressivement de janvier à mai, surtout à l'aval des barrages. Pour le biofilm, la biomasse et l'activité restent faibles, sans tendance nette. Les valeurs d'activité photosynthétiques sont généralement plus fortes à République, qui correspond à la zone de transition lotique – lentique : les ressources nutritives (les orthophosphates) sont fortes (pas encore consommées) et la lumière augmente suite à la sédimentation des matières en suspension, avant le développement et l'accumulation de biomasse dans les barrages.

<figure><img src="image_127.png" /><figcaption>Fig. 6 : Biomasses et activité photosynthétique du biofilm (periphyton) et du phytoplancton sur le cours principal de la Sélune. STH (SEL10): Saint-Hilaire ; REP (SEL19): station au niveau du pont de la République ; VEZ (SEL23): barrage de Vezins ; BO (SEL25): barrage de Roche-qui-Boit ; Signy (SEL12): station au pont de Signy.</figcaption></figure>
# Détection de l'écrevisse du Pacifique *Pacifastacus leniusculus* par ADN environnemental :
## Application à l'étude de sa distribution sur le bassin versant de la Sélune

**Participants** : Jean-Marc Paillisson (CNRS, UMR ECOBIO), Marion Marlin (M1 PNB, Univ. Rennes 1), Nicolas Macel (M2 EEE, Univ. Lorraine), Maxime Poupelin (Al CDD Sélune), Anne-Laure Besnard (INRA, UMR ESE), Eric Petit (INRA, UMR ESE).

**Collaboration** : Frédéric Grandjean (Univ. Poitiers), Carine Delaunay (Univ. Poitiers).

## Contexte

Les écrevisses exotiques envahissantes ont des conséquences bien documentées sur les écosystèmes (Lodge et al. 2012 ; Capinha et al. 2013 ; Twardochleb et al. 2013), liées essentiellement à trois aspects de leur biologie : ce sont des espèces omnivores qui occupent une place centrale dans les réseaux trophiques, ce sont des espèces ingénieurs, et elles sont porteuses saines de l'aphanomycose, une maladie fongique causée par *Aphomyces astaci* et qui est fatale pour les écrevisses européennes (Holdich et al. 2009). L'écrevisse signal est une des trois espèces d'écrevisses exotiques présentes sur le bassin versant de la Sélune, et celle pour laquelle la levée des barrages offre la plus grande opportunité d'expansion spatiale (Petit et al. 2017). Un des risques associés est de faire disparaitre les populations de l'espèce autochtone, l'écrevisse à pattes blanches (*Austropotamobius pallipes*), encore présentes localement (Mieuzet 2016). Elle risque aussi de perturber la réinstallation d'espèces emblématiques comme le saumon, puisqu'elle est soupçonnée d'exercer une prédation sur les très jeunes stades de développement des salmonidés, notamment à proximité des frayères, et pourrait faciliter le retour de l'anguille pour laquelle elle est une ressource alimentaire potentielle.

L'écrevisse du Pacifique est aujourd'hui présente sur le bassin versant, notamment en amont de la retenue de Vezins, alors qu'elle semble absente ou rare dans les affluents qui se jettent directement dans les retenues ou en aval des barrages (Petit et al. 2017). Cette situation risque de changer rapidement. La baisse des niveaux va d'abord ouvrir à la colonisation par l'écrevisse du Pacifique un ensemble de treize affluents dont elle est aujourd'hui absente. L'arasement des barrages va ensuite lui permettre d'envahir toute la partie aval du bassin versant. Pour suivre cette expansion spatiale, nous avons décidé de mettre au point sa détection grâce à l'ADN environnemental. Les techniques développées dans le cadre de l'analyse de l'ADN environnemental offrent en effet aujourd'hui des possibilités de standardisation des moyens de détection des espèces vivantes dans le milieu aquatique (voir par exemple Strand et al. 2019 pour un exemple proche du contexte de la Sélune). Ces protocoles ont démontré leur efficacité pour détecter des vertébrés (poissons, amphibiens, Valentini et al. 2016) ou des invertébrés (mollusques, écrevisses, Mächler et al. 2016), mais demandent une mise au point propre à chaque contexte (Roussel et al. 2015).

## Objectifs

L'ADN présent dans l'environnement peut être détecté par diverses techniques dont les champs d'application dépendent des questions posées (Bohmann et al. 2014). La détection et le suivi d'espèces cibles est généralement réalisé par la mise en évidence de l'ADN par PCR quantitative, technique que nous avons adoptée. En absence d'étude publiée sur la détection de l'écrevisse du Pacifique par ADN environnemental au démarrage de ce projet, nous avons dans un premier temps mis au point un couple d'amorces et une sonde spécifiques à cette espèce. Afin de mieux comprendre la dynamique de la détection de cette espèce par ADN environnemental en milieu lotique, nous avons ensuite mis en œuvre un protocole d'échantillonnage destiné à permettre d'évaluer trois paramètres importants pour interpréter les résultats des analyses de laboratoires. Ces trois paramètres sont la probabilité de détection (quelle est la chance de détecter l'espèce quand elle est présente), l'effet de la dévalaison (quel est l'effet de la présence de l'espèce sur sa probabilité de détection vers l'aval), et l'influence des confluences (quelle est l'influence de l'ajout des débits de deux affluents sur la probabilité de
détection). Enfin, nous avons effectué un échantillonnage à l'échelle du bassin versant pour tester l'efficacité de la méthode et affiner notre connaissance de la distribution de l'espèce à cette échelle.

## Matériel et méthodes

### Dessin d'un système amorces/sonde spécifique de l'écrevisse du Pacifique

Pour mettre au point un système amorces/sonde spécifique à l'écrevisse du Pacifique, nous avons aligné les séquences du gène codant pour la première unité de la cytochome oxydase (CO1) disponibles dans la base de données GenBank pour les écrevisses. Ce gène, le plus fréquemment utilisé pour produire des code-barres génétiques, est porté par le génome mitochondrial, ce qui facilite sa détection dans les sources environnementales d'ADN, du fait du grand nombre de copies de ce génome dans chaque cellule eukaryote. Nous avons pu aligner huit séquences d'écrevisse du Pacifique (références Genbank JF437995.1, JF437996.1, JF437997.1, JF437998.1, JF437999.1, JF438000.1, AY151519.1, EU921148.1), avec des séquences des espèces suivantes : *Procambarus clarkii*, *Procambarus fallax*, *Procambarus llamasi*, *Procambarus acutus*, *Procambarus toltecae*, *Orconectes pagei*, *Orconectes packardi*, *Orconectes incomptus*, *Orconectes barri*, *Orconectes australis*, *Orconectes limosus*, *Austropotamobius italicus*, *Austropotamobius pallipes*, *Austropotamobius torrentium*, *Astacus astacus*, *Astacus leptodactylus*.

Les outils Primer3 et primer-blast ont été utilisé pour définir différents couples d'amorces et des sondes qui avaient pour caractéristiques d'être spécifiques de l'espèce cible. Le choix de la paire d'amorces et de la sonde ont ensuite été affinés à partir d'amplifications menées sur des ADNs génomiques de *P. leniusculus*, *P. clarkii*, *O. Limosus* et *A. leptodactylus* et qui ne sont pas détaillées ici.

### Plan d'échantillonnage 2015 : comprendre la dynamique de la détection de l'écrevisse du Pacifique en milieu lotique

La détection de molécules d'ADN à partir d'échantillons environnementaux n'étant pas parfaite, il est indispensable d'établir des plans d'échantillonnage qui permettent d'estimer cette détectabilité pour pouvoir traduire les résultats de la PCR quantitative en données de présence ou d'absence de l'espèce ciblée (Schmidt et al. 2013, Schmelzle & Kinziger 2016). Le plan d'échantillonnage mis en place visait à pouvoir estimer cette probabilité de détection, ce qui nécessite d'avoir des réplicas. Ainsi, pour chaque station échantillonnée, nous avons effectué un total de quatre prélèvements dans la colonne d'eau. L'espèce étudiée aussi bien que les milieux lotiques présentent un certain nombre de spécificités dont l'influence sur la détectabilité à partir de l'ADN environnemental est encore mal compris. Nous avons de ce fait couplé l'échantillonnage d'ADN environnemental au relevé de certaines caractéristiques propres à l'espèce échantillonnée et au milieu. En premier lieu, nous avons estimé la densité des écrevisses par un indice d'abondance, la CPUE (Catch Per Unit Effort), obtenu par le dénombrement des écrevisses à partir de la pause de 10 nasses pendant 24h au niveau de chaque station échantillonnée. Sur chaque station ont été aussi relevés les débits.

En 2015, les prélèvements d'eau et les captures ont été réalisés sur trois affluents de la Sélune : la Gueuche, la Mesnelle et le ruisseau de Chenilly. Ces ruisseaux ont été sélectionnés car la présence d'écrevisse Signal a été mise en évidence lors de précédents inventaires (Petit et al. 2017). Ces cours d'eau sont notamment caractérisés par des CPUE variables. Quatre sites ont ainsi été choisis : deux sur la Gueuche (GEU2 et GEU6), un sur Mesnelle (MES3) et un sur Chenilly (CHE4), avec respectivement 9 stations, 8 stations, 9 stations et 9 stations échantillonnées, chacune étant séparée de ses voisines d'environ 100 à 250m. Afin d'étudier les effets des confluences, une ou deux des stations échantillonnées se situaient sur au moins un affluent de chacun de ces sites (Figure X.1). Toutes ces stations ont été échantillonnées lors de trois occasions, en avril, en mai, et en juin.
<figure><img src="image_128.png" /><figcaption>**Figure X.1** Détail de la position des stations échantillonnées sur GUE6 en 2015</figcaption></figure>

## Plan d'échantillonnage 2016 : distribution spatiale de l'écrevisse du Pacifique sur la Sélune

Des prélèvements d'eau ont été effectués d'aval en amont (afin d'éviter toute contamination sur les sites suivants), à la confluence de la plupart des affluents majeurs de la Sélune (25 stations) et dans le linéaire même du fleuve (16 stations). Cinq stations ont également été échantillonnées sur l'Airon, l'affluent le plus important de la Sélune (Fig. X.2).

Cette méthode d'échantillonnage a été répliquée à plus faible échelle sur trois affluents de la Sélune : Chenilly, où l'espèce est fortement présente ; Mesnelle, où l'espèce est présente en moindre densité ; Vau Roux, où l'espèce est absente. Le Vau Roux abrite par ailleurs l'espèce *Austropotamobius pallipes* (écrevisse à pattes blanches, classée Vulnérable sur la liste de l'UICN). Sur chacun de ces cours d'eau, quatre stations ont été échantillonnées. Pour chaque station, un ensemble de quatre prélèvements de 500ml ont été effectués.

<figure><img src="image_129.png" /><figcaption>**Figure X.2** Stations échantillonnées en 2016</figcaption></figure>
## Analyses statistiques

Les résultats des PCR quantitatives se traduisent par une métrique, Cq, qui représente le cycle PCR auquel l'ADN-cible est détecté. Nous avons transformé cette métrique en variable binaire pour indiquer pour chaque réplica si l'ADN de l'écrevisse du Pacifique avait été détecté ou non. Cette transformation s'est faite selon trois critères, un réplica PCR étant déclaré positif : (i) si sa valeur de Cq était inférieure à la valeur de Cq pour le réplica du témoin négatif (H20) avec la valeur de Cq la plus faible ; (ii) si sa valeur de Cq était inférieure à la valeur de Cq pour le réplica du témoin P. clarkii avec la valeur de Cq la plus faible ; (iii) si sa valeur de Cq était inférieure à 42 (Agersnap et al. 2017). Une particularité des données générées par l'analyse de l'ADN environnemental dans le cadre de plans d'échantillonnages visant à estimer la probabilité de détection est d'emboiter différents niveaux de réplications : dans notre cas par exemple, nous avons en 2015 échantillonné 35 stations sur le bassin versant de la Sélune, chaque station était représentée par quatre prélèvements, et chaque prélèvement a conduit à une extraction d'ADN qui a ensuite été amplifiée trois fois. Ce type de données est idéalement analysé dans le cadre de modèles d'occupation multi-échelles qui permettent à la fois d'estimer la probabilité d'occupation des stations échantillonnées et l'incertitude de détection associée à chaque niveau d'échantillonnage (Nichols et al. 2008). Dorazio & Erickson (2018) ont implémenté ces modèles dans le package R ednaoccupancy, que nous avons utilisé pour analyser les données générées dans le cadre de ce projet.

Le cadre inférentiel utilisé, bayésien dans le cas d'ednaoccupancy, permet d'estimer l'influence de covariables sur les probabilités d'occupation ou de détection. Pour la probabilité d'occurrence, nous avons considéré deux covariables, le débit d'une part, et la détection de l'espèce à la station située immédiatement en amont d'autre part. Pour la probabilité de détection dans un prélèvement, nous avons considéré quatre covariables, à savoir le débit, la détection de l'espèce à la station située immédiatement en amont, la CPUE, et le volume d'eau filtré. Pour la probabilité de détection dans un réplica de PCR, nous avons considéré deux covariables, à savoir la CPUE et la volume d'eau filtré. Les modèles correspondant à toutes les combinaisons de variables ont été construits et comparés sur la base du critère d'information de Watanabe-Akaike (Watanabe 2010), pour obtenir les estimations de probabilités d'occurrence et de détection, ainsi que de l'effet des covariables sur ces probabilités. Pour comprendre l'effet des confluences sur la détection de l'écrevisse signal, nous avons classé les différents cas observés en 6 catégories décrites dans la Fig. X.3 Le cas a) présente une absence de détection à chacune des trois stations considérées. Le cas b) présente une détection de l'ADNe à chacune des trois stations considérées. Les cas c) témoigne d'une absence de détection de l'ADNe de l'espèce cible à la station située en aval, sans montrer une quelconque influence des stations en amont. Le cas d) met en évidence le fait que la détection d'ADNe sur une station en aval ne dépend pas des éventuelles détections d'ADNe en amont. Le cas e) présente une détection de l'ADNe dans l'une des stations amont, mais pas dans la station aval ; cela peut illustrer une dilution de l'ADNe résultant d'une augmentation du débit à la confluence des deux cours d'eau. Le cas f) montre que l'ADNe détecté à la station en aval de la confluence peut être lié à celui détecté dans l'une des stations en amont, et peut donc provenir d'une population établie dans l'affluent considérée.

<figure><img src="image_130.png" /><figcaption>**Figure X.3** Schéma des différentes combinaisons de détection de l'ADN environnemental aux confluences. Le courant s'écoule du haut vers le bas de la figure. 0 : pas de détection de l'écrevisse du Pacifique ; 1 : détection de l'écrevisse du Pacifique.</figcaption></figure>
# Résultats et discussion

## Dessin d'un système amorces/sonde spécifique de l'écrevisse du Pacifique

Plusieurs paires d'amorces et plusieurs sondes ont été testées pour aboutir à la mise au point d'un système qui soit le plus spécifique possible à l'écrevisse du Pacifique. Les PCR quantitatives réalisées pour cette mise au point ont montré que le système le plus efficace pour détecter *P. leniusculus* montrait une légère relation croisée avec *P. clarkii*, raison pour laquelle nous avons inclus de l'ADN de cette espèce dans toutes les plaques de PCR réalisées. La paire d'amorces et la sonde finalement retenus pour effectuer les PCR quantitatives (Tableau X.1) sur les échantillons d'ADN environnemental ciblent un fragment de 77 paires de base.

<table><caption>**Tableau X.1** Séquences nucléotidiques des amorces et de la sonde utilisés pour détecter l'écrevisse signal par PCR quantitative</caption><tr><td>Amorce sens</td><td>3' TGCTATTGGAGTACTAGGGTTTG 5'</td></tr><tr><td>Amorce anti-sens</td><td>3' AAGCGCAGTATCAACATCT 5'</td></tr><tr><td>Sonde</td><td>3' TGTGTGAGCTCACCATATATTTACGGT 5'</td></tr></table>

Alors qu'il n'existait pas d'études sur le sujet au démarrage du projet, elles font florès depuis (Agersnap et al. 2017, Larson et al. 2017, Harper et al. 2018, Mauvisseau et al. 2018, Robinson et al. 2018, Strand et al. 2019). Les systèmes de sonde et d'amorces dessinés par ces différents auteurs ciblent tous le même fragment, à l'exception de Mauvisseau et al. (2018), dont la cible est située sur le même gène (CO1) mais environ 250 paires de bases en amont du fragment utilisé dans les autres études.

## Comprendre la dynamique de la détection de l'écrevisse du Pacifique en milieu lotique

La campagne d'échantillonnage de 2015 concernait 35 stations de 4 sites. Chaque station a été échantillonnée en avril, mai, et juin, sur la base de quatre prélèvements dans la colonne d'eau à chaque occasion, ce qui représente un total de (35 x 3 x 4 =) 420 prélèvements. Un seul des deux réplicas techniques (deux extractions d'ADN par prélèvement, cf. ci-dessus) a été utilisé dans les analyses suivantes.

Les gammes étalons réalisées à partir d'ADN génomique d'Ecrevisse du Pacifique nous ont permis de confirmer la sensibilité du protocole mis en place à la quantité d'ADN présent dans l'échantillon : la valeur de Cq (qui mesure le cycle de PCR à partir duquel l'ADN est détecté) augmente quand la concentration en ADN diminue (Fig. X.4A). Les contrôles mis en place montrent que des contaminations au laboratoire peuvent survenir, puisque quelques valeurs des témoins H2O sont dans la gamme des valeurs de Cq obtenues pour des faibles concentrations d'ADN d'écrevisse. Ces contaminations ont été détectées sur deux des 18 plaques de PCR quantitatives réalisées sur les échantillons de 2015. Ces données montrent aussi que l'ADN de *P. clarkii* peut effectivement être détecté avec ce protocole, mais de façon bien moins efficace puisque l'ADN génomique non dilué de cette espèce montre des valeurs de Cq équivalentes à une très forte dilution de l'ADN génomique de *P. leniusculus*.

Les données obtenues sur les prélèvements d'ADN environnemental (Fig. X.4B) ont un mode qui correspond à une dilution à ~1 x 10⁻⁵ ng/µl d'ADN génomique. Ce résultat est cohérent avec le fait de travailler avec de l'ADN qui existe sous forme de traces dans les prélèvements environnementaux. Ces données ont été transformées en variable binaire indicatrice de la détection de l'écrevisse du Pacifique (cf. ci-dessus). Les données issues des plaques ayant montré des signes de contamination n'ont pas été prises en compte dans les analyses.

La combinaison de covariables conduit à l'évaluation de 256 modèles différents. Nous avons évalué ces modèles pour chacun des trois critères de détection envisagés : la comparaison au témoin négatif de PCR, la comparaison au témoin *P. clarkii*, et les valeurs de Cq inférieures à 42. Quel que soit ce critère de détection, les meilleurs modèles (sur la base du critère d'information de Watanabe-Akaike)
considèrent que (i) la probabilité d'occupation d'une station est liée au débit et à la détection à la station située juste en amont, (ii) la probabilité de détecter l'écrevisse du Pacifique dans un prélèvement est lié à la détection de l'écrevisse à la station située en amont et enfin (iii) que la probabilité de détection dans un réplica de PCR est liée au volume d'eau filtré et à la CPUE. Nous avons utilisé le critère de détection le plus stringent (la comparaison au témoin *P. clarkii*) pour estimer les effets des covariables sur les probabiltés de détection (Fig. X.5, X.6 et X.7). Il est important de noter ici que les estimations associées à ces covariables sont modifiées quand on change de critère de détection : dans ces modèles, les effets illustrés dans le cadre du critère de détection le plus stringent disparaissent. Ces résultats font donc apparaître une sensibilité au critère de détection utilisé. Le fait que l'inclusion de détections pour des valeurs de Cq plus élevées fasse disparaître l'effet des covariables pose la question de la limite de détection. En ce qui concerne la détection de l'écrevisse du Pacifique, Agersnap et al. (2017) et Strand et al. (2019) se réfèrent par exemple aux travaux réalisés sur la peste des écrevisses (*Aphanomyces astaci*) pour fixer un seuil de Cq à 41 (Vrålstad et al. 2009), arguant que des valeurs supérieures sont potentiellement des faux positifs. Les gammes de dilution utilisées dans notre étude ne permettent pas de déterminer avec certitude la limite de détection étant donné que les dilutions à ~$10^{-7}$ng/µl permettent de détecter l'ADN d'écrevisse à des valeurs de Cq comprises entre 36 et 41. En attendant d'affiner la définition de la limite de détection, nous avons conservé comme critère de détection la comparaison au témoin *P. clarkii* dans la suite des analyses.

<figure><img src="image_131.png" /><figcaption>**Figure X.4** Résultat des PCR quantitatives sur les échantillons de 2015. Cq indique quel est le cycle de la PCR à partir duquel l'ADN recherché est détecté. A. Mesure de Cq pour les différents contrôles effectués, à savoir la gamme étalon, l'échantillon de *P. clarkii* et les témoins négatifs (H2O). B. Histogramme des valeurs de Cq obtenues pour l'ensemble des échantillons d'ADN environnemental prélevés en 2015.</figcaption></figure>

L'effet de la CPUE n'est pas significatif dans le modèle (l'estimation de l'intervalle de confiance à 95% est [-0,016 ; 0,326]), mais sa représentation permet de comprendre que cette absence d'effet est sans doute ici liée à une variable non identifiée qui cause une baisse de la probabilité de détection pour certaines CPUEs.

Les probabilités de détection varient, comme on peut le lire sur les figures présentées, entre 0,25 et 0,75 selon le niveau (prélèvement ou réplica de PCR) et la covariable considérée. Dans une station non influencée par la présence d'écrevisses en amont, cette probabilité de détection est de 0,43 dans un prélèvement. La probabilité d'avoir une PCR positive, pour un volume filtré de 500ml, est lui de 0,67.
<figure><img src="image_132.png" /></figure>

**Figure X.5** Relation entre la probabilité que l'écrevisse du Pacifique soit détectée dans un prélèvement d'eau et la détection à la station située en amont.

<figure><img src="image_133.png" /></figure>

**Figure X.6** Relation entre la probabilité que l'écrevisse du Pacifique soit détectée dans un réplica de PCR et le volume d'eau filtré.

<figure><img src="image_134.png" /></figure>

**Figure X.7** Relation entre la probabilité que l'écrevisse du Pacifique soit détectée dans un réplica de PCR et la CPUE.
Un ensemble de 5 confluences ont été échantillonnées en avril, mai et juin 2015, portant à 15 le nombre de confluences observées. Sur ces 15 observations, six sont des types a) et b), quatre sont de types c) et d), et cinq sont de types e) et f) (Fig. X.3). Ces résultats ne permettent pas de conclure sur un effet systématique des confluences. A noter toutefois que pour les cas e) et f), qui sont les cas compatibles avec l'effet prépondérant d'un des deux affluents, c'est toujours l'affluent au plus fort débit qui montre un résultat de détection identique à ce qui est observé en aval de la confluence, un résultat qui est cohérent avec l'effet de la détection en amont mis en évidence avec la modélisation statistique des données (Fig. X.5).

## Distribution spatiale de l'écrevisse du Pacifique sur la Sélune

Bien que la gamme étalon présente une variance plus importante, les échantillons contrôles confirment les données obtenues en 2015 (Fig. X.8). La médiane des détections pour la gamme étalon présente une relation linéaire avec la concentration jusque pour une dilution à 10⁻⁵ de l'ADN génomique de *P. leniusculus*, les dilutions suivantes étant mal ou pas détectées. Les valeurs de Cq obtenues pour l'échantillon *P. clarkii* sont dans la gamme de ce qu'on obtient pour ces dilutions très importantes de l'ADN génomique de l'espèce recherchée, et les témoins négatifs ne donnent pas de détection sauf dans de rares cas.

La distribution des valeurs de Cq obtenues pour les échantillons d'ADN environnemental de la Sélune présente une distribution bimodale, correspondant à la détection (valeurs de Cq les plus faibles) et la non-détection (valeurs de Cq les plus élevées) de l'écrevisse du Pacifique.

<figure><img src="image_135.png" /></figure>

**Figure X.8** Résultat des PCR quantitatives sur les échantillons de 2015. Cq indique quel est le cycle de la PCR à partir duquel l'ADN recherché est détecté. A. Mesure de Cq pour les différents contrôles effectués, à savoir la gamme étalon, l'échantillon de *P. clarkii* et les témoins négatifs (H₂O). B. Histogramme des valeurs de Cq obtenues pour l'ensemble des échantillons d'ADN environnemental prélevés en 2016.
L'analyse des données récoltées en 2016 avec le package ednaoccupancy a permis de réévaluer l'effet du volume d'eau filtré sur la probabilité qu'une PCR détecte l'écrevisse du Pacifique. Cet effet n'est pas significatif en 2016, ce qui peut être relié au fait que les volumes filtrés ne s'étendaient que sur une gamme allant de 300 à 500 ml. La probabilité de détection ne change pas par rapport aux données de 2015 (0,41), en revanche les PCRs sont moins efficaces, puisque la probabilité d'avoir une PCR positive est tombée à 0,38.

<figure><img src="image_136.png" /><figcaption>**Tableau X.2** Comparaison des résultats de détection de l'écrevisse du Pacifique par capture et par ADNe et bilan des détections de la peste des écrevisses par ADNe. Les stations échantillonnées ont été rangées par grands secteurs : A. Station situées en amont de la retenue de Vezins ; B : stations situées au niveau des retenues de Vezins ou de la Roche-qui-Boit ; C : stations situées en aval du barrage de la Roche-qui-Boit. Noir : détection ; blanc : pas de détection ; gris : pas de données de captures.</figcaption></figure>

Pour analyser la distribution spatiale de la détection de l'écrevisse du Pacifique par ADN environnemental, nous avons considéré qu'il suffisait d'un réplica de PCR positif sur une station
donnée pour considérer que l'espèce était détectée. Nous avons comparé ces données aux captures par nasses et à la détection de la peste des écrevisses sur les mêmes échantillons d'ADN environnemental (réalisée par C. Delaunay et F. Grandjean à l'université de Poitiers dans le cadre d'une collaboration). Pour faciliter la lecture des résultats, les stations ont été rangées par secteurs géographiques relativement à leur position par rapport aux retenues (Tableau X.2).

Les captures par nasse tout comme la détection par ADNe sont sujettes à faux-négatifs, et la détection par ADNe est par ailleurs aussi susceptible de présenter des faux positifs (Lahoz-Montfort et al. 2016). Ces mécanismes expliquent, qu'à l'échelle des stations, la détection de l'écrevisse du Pacifique par ADNe n'est pas toujours cohérente avec les données de capture (Tableau X). Par exemple, la détection de l'écrevisse par ADNe aux stations Bah1, BGar1, Vau1 et SEL12 (Tableau X.2) reposent toutes sur un seul réplica de PCR qui présente par ailleurs une valeur de Cq très élevée (53-56) : ces détections sont très vraisemblablement des faux positifs.

De manière globale, l'écrevisse a été détectée par analyse de l'ADNe dans 68% des stations où l'écrevisse a été piégée. La situation inverse (détection par ADNe sur des stations où l'espèce n'a pas été piégée) concerne 40% des cas. Cette situation ressemble à ce qui a déjà été décrit pour les écrevisses en milieu lentique (Tréguier et al. 2014). Si ces problèmes de détectabilité rendent difficiles l'analyse des résultats station par station, leur analyse par secteur confirme ce qui a été démontré grâce aux piégeages conduits ces dernières années, à savoir que l'écrevisse du Pacifique est principalement trouvée en amont de la retenue du barrage de Vezins (Tableau X.2A), où sa présence diminue quand on remonte vers certaines têtes du bassin versant (stations Mes4, Mpré1, Gla10 par exemple). Elle est par contre absente de l'aval (Tableau X.2C), et sa présence est à confirmer sur certains affluents des retenues (Tableau X.2B). De ce point de vue, la détection de l'aphanomycose, qui semble plus sensible que celle de l'écrevisse (la peste est retrouvée dans 86% des stations où l'écrevisse a été capturée, et est donc bien présente sur le bassin versant), pourrait être informative (Robinson et al. 2018, Wittwer et al. 2017, 2018). Mais le fait que l'écrevisse comme son parasite ne soient détectés que par des analyses moléculaires dans la zone des retenues pose la question de faux-positifs de source biologique (Roussel et al. 2015) liés par exemple au transport direct ou par les fèces d'ADN de ces espèces par les prédateurs de l'écrevisse exotique (héron, loutre, anguille, pour citer des espèces présentes sur le bassin versant).

## Conclusions

La détection de la présence des écrevisses par ADNe présente une facilité de déploiement à des échelles temporelle et spatiale qui restent extrêmement difficiles à mettre en œuvre par des approches plus classiques de piégeage. La présence de faux-positifs et de faux-négatifs impose cependant la mise en œuvre de plans d'échantillonnages rigoureux et rend difficile l'interprétation des résultats obtenus à une date donnée sur une station donnée autrement qu'en termes probabilistes. Dans cette étude pilote menée sur la Sélune, nous avons mis en évidence des effets de la détection à la station située en amont, de la CPUE et du volume filtré sur la détectabilité de l'écrevisse. Hormis pour le volume filtré, qui est un proxi de la turbidité de l'eau, les effets détectés sont quantitativement modérés et restent à confirmer (lien avec le seuil de détection, reproductibilité inter-annuelle, variables cachées, cf. ci-dessus). La collaboration avec des collègues de Poitiers nous a permis (1) de mettre en évidence la forte prévalence de la peste de l'écrevisse sur le bassin versant, et (2) la possibilité d'utiliser la détection du parasite comme indice de présence de l'écrevisse exotique. Il resterait ici à préciser le rôle des prédateurs pour expliquer la détection de l'écrevisse comme de son parasite dans des sites où l'écrevisse n'est pas connue, comme possible source de faux positifs de source biologique et non expérimentale (Roussel et al. 2015).
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