méthode d'analyse simultanée de plusieurs données et appareil approprie. Cette invention concerne un procédé d'analyse de plusieurs données et 1' appareil approprié, où l'on mesure simultanément différents types de oeitposants en utilisant un seul échantillon contenant ces composants, à l'aide de plusieurs électrodes enzymatiques colportant des enzymes immobilisées. Elle concerne en outre un appareil d'analyse de plusieurs douées et l'appareil approprié, où l'on mesure simultanément différents types de composants en utilisant un seul échantillon contenant des composants apparentés aux lipides, à l'aide d'électrodes enzymatiques comportant des enzymes immobilisées pour l'analyse des composants lipidiques. Au cours des dernières années, divers moyens analytiques utilisant des enzymes ont été mis au point pour la détermination, par exemple, de composants importants dans les fluides corporels, et particulièrement dans le sérum sanguin, comme le glucose, le cholestérol, les lipides neutres, les phospholipides, etc., dans le domaine de la chimie clinique, ou pour la détermination des sucres, du glycérol, des acides organiques et des autres substrats dans les bouillons de fermentation, et pour la détermination des sucres, des huiles grasses, des acides organiques, etc., dans les aliments, dans le domaine de la fermentation et de l'alimentation.Bien que ces moyens analytiques aient été appréciés pour la détection et la détermination d'un composant recherché dans 11 échantillon d'essai en utilisant la spécificité vis-à-vis d'un substrat et l'activité catalytique élevée qui sont les caractéristiques des enzymes, à l'heure actuelle, l'utilisation pratique des moyens analytiques utilisant des enzymes est limitée, en raison des difficultés générales, comme les conditions peu économiques dues à la nécessité d'une grande quantité d'enzymes coûteuses, les opérations peu pratiques, la durée de temps importante nécessaire et l'instabilité de l'enzyme. La mise au point d'enzymes immobilisées à l'heure actuelle permet d'exclure ces inconvénients. Dans les-moyens analytiques utilisant des enzymes immobilisées en particulier, l'électrode dite enzymatique placée dans un dispositif de mesure par voie électrique a attiré tout particulièrement l'attention. Les moyens analytiques utilisant des électrodes enzymatiques sont nettement remarquables en particulier dans le domaine de la chimie clinique, en raison de divers avantages, comme le fonctionnement extrêmement simple, l'absence pratiquement totale de la nécessité d'utiliser d'autres réactifs pour l'analyse, la période de temps raccourcie nécessaire à la mesure, le fait intéressant au point de vue économique d'une consommation d'enzymes nettement diminuée, etc. Pour mesurer les divers types de composants dans un échantillon d'essai, il faut cependant que chaque composant soit mesuré par chaque système de mesure différent, ce qui nécessite une grande quantité d'échantillons d'essai avec plusieurs temps d'opération.On a donc besoin, dans le domaine de la chimie clinique, de mesurer simultanément différents types de constituants, en utilisant une très faible quantité de l'échantillon d'essai et en un temps court. A l'heure actuelle, un appareil de mesure du glucose est disponible dans le commerce, appareil dans lequel on utilise une combinaison d'une solution de glucose-oxydase et d'une électrode enzymatique. I1 est extrêmement difficile de mesurer simultanément différents types de composants à l'aide de cet appareil, en raison de la consommation d'oxygène qui se produit concurremment quand, par exemple, on désire mesurer un composant autre que le glucose à l'aide d'une autre oxydase. Au cours des dernières années, l'analyse des composants lipidiques du sérum sanguin s'est révélée essentielle pour le diagnostic des maladies de l'age adulte, des maladies des vieillards, etc., dans le domaine de la chimie clinique. Dans le cas où l'on mesure les composants lipidiques selon le procédé connu jusqu'à présent, chacun des composants du sérum sanguin doit être mesuré dans un essai séparé. S'il faut mesurer plusieurs composants lipidiques différents, comme les lipides neutres, le cholestérol lié, le cholestérol libre, les phospholipides, etc., une quantité considérable de sérum sanguin est nécessaire, ainsi que du temps et du travail. Comme mentionné précédemment, on ne savait pas que les diverses données pouvaient être mesurées simultanément, même en utilisant une électrode enzymatique employant une enzyme immobilisée. Les présents inventeurs ont obtenu la présente invention basée sur les découvertes que, lorsque l'on effectue une mesure avec une membrane à enzymes immobilisées comportant diverses oxydases, fixée à une électrode enzymatique, l'oxygène dissous diffusé dans l'enzyme immobilisée participe à la réaction enzymatique, en provoquant ainsi une variation du courant électrique due à la réduction directe de l'oxygène dissous sur l'électrode de platine, et que la consommation de l'enzyme dans le système est extrêmement lente. En outre, lorsque l'on mesure simultanément plusieurs données concernant des composants lipidiques dans un échantillon d'essai, il est nécessaire d'obtenir une autre amélioration pour une mesure simultanée plus efficace, en raison des différences considérables entre les substances et les propriétés physiques des composants lipidiques. Par exemple, lorsque l'on immobilise des enzymes permettant l'analyse du cholestérol, comme la cholestérol-oxydase et la cholestérol-oxydase combinée à de la cholestérol-estérase, que l'on utilise pour mesurer les composés de type cholestérol, comme le cholestérol libre et le cholestérol lié, il a seulement été décrit l'utilisation d'un verre comme support sur lequel l'enzyme est immobilisée par liaison covalente (Clin.Chem., 23, 671 (1977)), et le collagène sur lequel l'enzyme est immobilisée par le procédé d'inclusion ou d'emprisonnement (Biotechnol. Bioeng., 19, 1095 (1977)). Comme les composés de type cholestérol existant dans le sérum sancuin sont à l'état insoluble dans l'eau, ils diffusent difficilement dans le support d'immobilisation quand on utilise les enzymes immobilisées permettant l'analyse du cholestérol comme mentionnées précédemment Ceci est la plus grande difficulté que l'on rencontre dans la mesure des composés de type cholestérol par utilisation d'une électrode enzymatique. Un article a décrit l'utilisation d'une électrode enzymatique pour la mesure des composés de type cholestérol où l'on utilisait une électrode enzymatique comportant une membrane de collagène sur laquelle était immobilisée de la cholestérol-oxydase (Biotechnol. Bioeng., 19, 1095 (1977)). Cet article indique que le cholestérol ne diffuse pas bien. A côté des composés de type cholestérol mentionnés précédemment, on peut mentionner comme autres composants lipidiques, les composants de types phospholipides, comme la lécithine, la sphingomyéline, la lysolécithine, la choline, l'acétylcholine, le phosphate de cholinecytidine, la phosphorylcholine, etc., et les composants lipidiques neutres comme les triglycérides, le glycérol, l'acide L-a-glycéro3-phosphorique, les huiles grasses, etc. Ce sont des composes différents ayant des propriétés physiques différentes, et il n'existe pas de littérature concernant l'analyse simultanée de ces composés. Les présents inventeurs ont étudié un procédé de mesure simultanée des divers composants lipidiques du sérum sanguin, y compris les composants de type cholestérol. Ils ont par suite trouvé qu'est particulièrement satisfaisante une électrode enzymatique comportant des enzymes immobilisées permettant 1 'analyse du cholestérol, que l'on prépare, de façon à obtenir une diffusibilité supérieure des composants de type cholestérol, en immobilisant de la cholestérol-oxydase ou de la cholestérol-oxydase associée à de la cholestérol-estérase, à une fibre de polyacrylonitrile poreux aminé obtenu par réduction de polyacrylonitrile, et en fixant l'enzyme immobilisée à une électrode enzymatique.On a également trouvé que llacrylonitrilé poreux aminé est un support supérieur pour l'immobilisation d'enzymes permettant l'analyse des phospholipides, et que celui préparé à partir d'un prépolymère photodurcissable est de même excellent comme support d'immobilisation d'enzymes permettant l'analyse des phospholipides et d'enzymes permettant l'analyse des lipides neutres. On a ainsi abouti à la présente invention selon laquelle plusieurs composants lipidiques sont mesurés simultanément avec des resultats satisfaisants, en utilisant une faible quantité d'un seul échantillon d'essai, par utilisation de plusieurs électrodes enzymatiques comportant ces enzymes immobilisées, en plaçant les électrodes à des positions telles qu'elles ne se gênent pas-l'une l'autre dans le système analytique La présente invention basée sur les découvertes mentionnées précédemment concerne un procédé d'analyse de plusieurs données, qui consiste à mesurer simultanément différents types de composants dans un seul échantillon en utilisant plusieurs électrodes enzymatiques comportant des enzymes immobilisées.Elle concerne également un appareil permettant l'analyse de plusieurs données, qui comporte plusieurs électrodes enzymatiques comportant des enzymes immobilisées, placées à des positions telles qu'elles ne se gênent pas l'une l'autre dans le système. Elle concerne en outre un appareil permettant l'analyse simultanée de composants lipidiques, qui utilise plusieurs électrodes enzymatiques comportant au moins une enzyme immobilisée permettant l'analyse de composants lipidiques, électrodes qui sont placées à des positions telles qu'elles ne se gênent pas l'une l'autre dans le système.Elle concerne également un procédé d'analyse simultanée de composants lipidiques, qui consiste à disposer plusieurs électrodes enzymatiques comportant au moins une enzyme immobilisée permettant l'analyse de composants lipidiques, à des positions telles qu'elles ne se gênent pas l'une l'autre dans le système, à ajouter dans le système un échantillon d'essai pour le faire incuber, et à mesurer simultanément les divers composants de l'échantillon d'essai. Dans les dessins annexés, Les Figures 1 et 2 illustrent des électrodes enzymatiques, dans lesquelles 1 représente une enzyme immobilisée ; 2 un filet empêchant la déconnexion de l'enzyme immobilisée ; 3 une membrane perméable à l'oxygène, etc. ; 4 une plaque de platine ; 5 une cathode ; et 6 une membrane permettant la stabilisation de la base. Les Figures 3 et 4 illustrent un appareil comportant plusieurs électrodes enzymatiques dans le système. La Figure 5 illustre un dispositif analytique à mesure électrique, équipé de l'appareil selon l'invention, où 7 représente plusieurs électrodes enzymatiques ; 7-1, 7-2, 7-3, 7-n chaque électrode enzymatique ; 8 représente un poste de fixation des électrodes enzymatiques ; 9 représente un système de cuvette de réaction ; 10 représente un orifice d'entrée de l'échantillon d'essai, etc. ; 11 un agitateur ; 12 un élément d'agitation ; 13 un thermostat ; 14 un appareil de mesure de l'oxygène dissous, dans le cas d'une électrode enzymatique préparée à partir d'une électrode à oxygène , 15 un dispositif de différentiation ; et 16 un enregistreur. La Figure 6 illustre les résultats de l'analyse de plusieurs données selon l'Exemple 1 de la présente invention. La Figure 7 illustre les propriétés de la membrane de polyacrylonitrile aminé. Les Figures 8, 9 et 10 illustrent les résultats de l'analyse de plusieurs données selon la présente invention. La Figure 11 illustre les résultats de l'analyse de plusieurs données selon l'Exemple 10. Les Figures 12 et 13 illustrent les résultats de l'analyse simultanée de composants lipidiques selon la présente invention, et Les Figures 14, 15 et 16 illustrent les diagrammes d'éparpillation montrant la corrélation entre les résultats selon la présente invention et les résultats selon un procédé disponible à l'heure actuelle. Les composés que l'on peut rencontrer dans un échantillon d'essai que l'on analyse selon la présente invention comprennent les composants des fluides corporels, comme le sérum sanguin, l'urine, la salive, etc., et divers composés que l'on rencontre dans les industries de la fermentation, de l'alimentation et des domaines voisins, sans limitation.Comme composants lipidiques, on peut citer par exemple la lécithine, la sphingomyéline, la lysolécithine, la choline, l'acétylcholine, le phosphate de choline-cytidine, la phosphorylcholine et d'autres composés apparentés aux phospholipides, qui sont des dérivés de la choline ; le cholestérol libre, le cholestérol lié, et d'autres composés du type cholestérol ; et les triglycérides, le glycérol, l'acide L-a-glycéro-3-phosphorique, les huiles grasses et les autres composants lipidiques neutres. Comme enzymes utilisées pour analyser ces composants, on peut citer la glucose-oxydase dans le cas du glucose, l'oxydase de l'acide lactique dans le cas de l'acide lactique, l'oxydase de l'acide pyruvique dans le cas de l'acide pyruvique, la choline-oxydase dans le cas de la choline, la cholestérol-oxydase dans le cas du cholestérol, la glycérol-oxydase dans le cas du glycérol, et l'oxydase de l'acide L-a-glycéro-3-phosphorique dans le cas de cet acide. D'autres combinaisons appropriées d'un substrat avec son oxydase peuvent être sélectionnées ou bien on peut préalablement traiter un substrat par une enzyme pour obtenir les réactions enzymatiques nécessaires puis on peut choisir une autre enzyme correspondant au produit de réaction. Par exemple, on peut effectuer une pré-incubation du cholestérol lié avec la cholestérol-estérase pour former du cholestérol libre pour lequel on utilisera la cholestérol-oxydase correspondante. En ce qui concerne les enzymes permettant d'analyser les composants lipidiques, on peut utiliser une quelconque enzyme qui réagit spécifiquement vis-à-vis des composants lipidiques comme mentionné précédemment. Comme enzymes préférables pour l'analyse des phospholipides qui réagissent spécifiquement aux composants de type phospholipide, on peut utiliser un système enzymatique comprenant essentiellement de la choline-oxydase. La choline-oxydase combinée avec de la phospholipase D ou avec due la phospholipase C et l'alcaliphosphatase, peut être utilisée dans le cas de la lécithine, de la sphingomyéline, de la lysolécithine, etc. On peut utiliser de la choline-oxydase combinée à de la choline-estérase dans le cas de l'acétylcholine et de la benzoylcholine. La cholineoxydase combinée à l'alcali-phosphatase peut être utilisée dans le cas de la phosphorylcholine. La choline-oxydase seule peut être utilisée dans le cas de la choline. Ainsi, tout système enzymatique comprenant essentiellement de la choline-oxydase peut être choisi de façon appropriée selon chaque composant de type phospholipide. Comme enzymes préférables pour l'analyse du cholestérol qui réagissent spécifiquement aux composés de type cholestérol, on peut utiliser un système enzymatique comprenant essentiellement de la cholestérol-oxydase. La cholestérol oxydase seule peut être utilisée dans le cas du cholestérol libre. La cholestérol-oxydase combinée à de la cholestérolestérase peut être utilisée dans le cas du cholestérol lié, pour l'analyse du cholestérol total. Comme enzymes préférées pour l'analyse des lipides neutres qui réagissent spécifiquement aux composants de type lipidique neutres, on peut utiliser un système enzymatique comprenant essentiellement de l'oxydase de l'acide L-aglycéro-3-phosphorique ou consistant essentiellement de glycérol-oxydase. On peut utiliser dans le cas des tri alycérides ou des huiles grasses ces oxydases combinées avec de la lipase ou de la lipoprotéine-lipase, si nécessaire avec de la glycérokinase. De la alycérol-oxydase seule ou une combinaison d'oxydase d'acide L-a-lycéro-3-hosphorique avec de la glycérokinase peuvent être utilisées dans le cas du glycérol. L'oxydase de l'acide L-a-glycéro-3-phosphorique peut être utilisée pour l'analyse de l'acide L-a-glycéro-3phosphorique. Comme on le voit d'après ce qui précède, les enzymes préférées dans la présente invention sont les oxydases catalysant les réactions dans lesquelles au moins un composant à analyser est utilisé comme substrat, et oxydé, pour former du peroxyde d'hydrogène et prélever l'oxygène, et l'on peut choisir comme nécessaire les enzymes à combiner. On peut utiliser l'une quelconque des enzymes immobilisées dans la présente invention, pour autant qu'elles puissent s'utiliser dans des électrodes enzymatiques. De préférence, on peut utiliser (1) celles préparées par un procédé d'inclusion ou d'emprisonnement avec de llacrylamide, (2) celles préparées par un procédé de mélange avec une protéine insoluble et de réticulation des protéines les unes aux autres, (3) celles préparées par un procédé d'emprisonnement ou d'inclusion avec du collagène, de la fibroïne, etc., et par un procédé d'immobilisation par liaison covalente, (4) celles préparées par un procédé d'immobilisation sur une resine macromoléculaire poreuse par adsorption ou liaison covalente, (5) et celles préparées par un procédé d'immobilisation utilisant une résine photodurcissable. Une résine macromoléculaire poreuse que l'on peut utiliser est le polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino, sous forme de pellicules, de fibres, ou de produits similaires. Comme résines photodurcissables, on peut mentionner les prépolymères non ioniques comportant dans la molécule au moins deux groupements éthyléniques photopolymérisables. Dans le cas où l'enzyme immobilisée pour l'analyse de composants lipidiques selon l'invention est celle correspondant à l'analyse des phospholipides, on préfère les enzymes immobilisées obtenues par immobilisation sur une résine macromoléculaire poreuse par adsorption ou liaison covalente, en particulier celles obtenues sur un polyacrylonitrile poreux aminé ou ses dérivés, ou celles incluses ou emprisonnées dans un prépolymère photodurcissable, parce qu'elles présentent entre autres les avantages suivants moindre détérioration de l'activité enzymatique, bonne diffusibilité du substrat, c'est-à-dire les composés de type phospholipide, dans l'enzyme immobilisée en permettant ainsi un taux élevé de l'activité enzymatique et faible séparation des enzymes en cours d'utilisation.Dans le cas où les enzymes sont celles permettant l'analyse du cholestérol, on préfère les enzymes immobilisées obtenues par immobilisation sur une résine macromoléculaire poreuse par adsorption ou liaison covalente, en particulier celles immobilisées sur des fibres de polyacrylonitrile poreux aminé ou ses dérivés, en raison des avantages suivants, entre autres : moindre détérioration de l'activité enzymatique et bonne dispersibilité du substrat, les composés de type cholestérol, dans l'enzyme immobilisée ce qui permet un taux élevé de l'activité enzymatique.Dans le cas où les enzymes sont celles permettant l'analyse des lipides neutres, les enzymes immobilisées préparées par inclusion ou emprisonnement dans un prépolymère photodurcissable conviennent bien, en raison des avantages suivants, entre autres : moindre détérioration de l'activité enzymatique, bonne diffusibilité du substrat, les composants lipidiques neutres, dans l'enzyme immobilisée ce qui permet un taux élevé de l'activité enzymatique, et faible séparation de l'enzyme au cours de l'utilisation. Ces diverses enzymes immobilisées sont préparées selon les procédés mentionnés ci-dessous. Pour préparer une enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides, par exemple de la choline-oxydase, dans un prépolymère photodurcissable, on ajoute la choline-oxydase à au moins deux types de prépolymères comprenant un prépolymère photodurcissable non ionique ne comportant pas moins de deux groupements éthyléniques photopolymérisables et ayant o un espacement interplanaire d'environ 150 à 200 A, et un prépolymère photodurcissable similaire ayant un espacement interplan d'environ 100 A, puis on effectue une photo-irradiation. Comme prépolymères photodurcissables non ioniques ne comportant pas moins de deux groupements éthyléniques photopolymérisables, on peut citer à titre d'exemples les polyesters du polyéthylèneglycol et de l'acide (méth)acrylique, comme les diesters du polyéthylèneglycol qui peut contenir moins de 30 % de groupements oxyde de propylène, et d'un acide monocarboxylique insaturé comprenant l'acide (méth)acrylique ; les esters de n moles d'un diacide, comprenant l'anhydride maléique, de n+l moles de polyéthylèneglycol et de 2 moles d'un acide monocarboxylique insaturé comprenant l'acide (méth)acrylique ; et les esters de n moles d'un triacide, comprenant l'acide trimellitique, de n+1 moles de polyéthylèneglycol et de 3 moles d'acide carboxylique insaturé, comprenant l'acide (méth)acrylique ; et les produits d'addition de type uréthane du polyéthylèneglycol et du (méth)acrylate de 2-hydroxyéthyle comme les composés de type uréthane obtenus à partir de n moles d'un diisocyanate, comprenant le diisocyanate de toluène, le diisocyanate de xylylène, le diisocyanate d'hexaméthylène et le diisocyanate d'isophorone, nlmoles de polyéthylèneglycol et 2 moles d'un composé monohydroxylé insaturé, comprenant le (méth)acrylate de 2-hydroxyéthyle ; les uréthanes obtenus a partir de n moles d'un triisocyanate, comprenant le Desmodur L (fabriqué par Bayer), n-l moles de polyéthylèneglycol et 3 moles d'un composé monohydroxylé insaturé comprenant le (méth)acrylate de 2-hydroxyéthyle ; et les composés de type uréthane carboxylé obtenus à partir de 1 mole d'un composé hydroxylé trifonctionnel, comprenant le triméthylolpropane, 4 moles d'un diisocyanate, 2 moles de polyéthylèneglycol et 2 moles d'un composé monohydroxylé insaturé, comprenant le (méth)acrylate de 2-hydroxyéthyle, en faisant ensuite réagir le composé uréthane résultant avec un anhydride d'acide, comprenant les anhydrides maléique et succinique .Parmi ces prépolymères photodurcissables, on prépare ceux ayant un espacement interplanaire d'environ 150 à 200 A à partir de polyéthylèneglycol ayant un degré de polymérisation d'environ 30 à 50 et un poids moléculaire moyen "en nombre" (appelé ci-après simplement poids moléculaire) de 1.300 à 2.200, et on prépare ceux ayant un espacement interplanaire d'environ 100 à partir de polyéthylèneglycol ayant un degré de polymérisation d'environ 20 à 25 et un poids moléculaire d'environ 900 à 1.100.Pour illustrer la préparation de ces prépolymères photodurcissables, on fait réagir à une température de 700C pendant deux heures une mole de diisocyanate d'isophorone et 1,1 mole d'acrylate d'hydroxyéthyle, et on ajoute au mélange réactionnel environ 500 à 1.000 g de polyéthylèneglycol ayant un degré de polymérisation d'environ 20 à 25 ou d'environ 30 à 50, puis on fait réagir à 800C pendant 3 heures. Ou bien, on dissout dans 200 parties d'eau 100 parties d'alcool polyvinylique ayant un degré de saponification de 85 à à 90 % et, à cette solution, on ajoute une solution de 5 parties de N-méthylolacrylamide dans 50 parties d'eau à 60"C, puis on fait réagir pendant 5 heures. On obtient ainsi les prépolymeres-photodurcissables recherchés ayant des espacements interplanaires d'environ 100 A ou d'environ 150 à 200 A. Pour la photo-irradiation utilisant ces prépolymères photodurcissables, on préfère utiliser les prépolymères à raison de 20 à 100 parties de celui ayant un espacement interplanaire de 100 A pour 100 parties de celui ayant un espacement interplanaire d'environ l50à 200 A. Ces prépolymères photodurcissables peuvent être utilisés sous forme d'une solution aqueuse, en utilisant leur propriété de solubilité dans l'eau. Par exemple, ceux ayant un espacement interplanaire d'environ 150 à 200 A peuvent être utilisés sous forme d'une solution aqueuse à 50 t ou plus.Quand on utilise le prépolymère ayant un espacement interplanaire d'environ 100 à raison de plus de 100 parties, la perméabilité vis-à-vis d'un substrat de la choline-oxydase contenue dans la résine photodurcie formée par photo-irradiation n'est pas satisfaisante. Au contraire, dans le cas où l'on utilise moins de 20 parties, la séparation de la cholineoxydase commence à se produire, et l'enzyme ne peut être retenue pendant un temps prolongé. Puis, le prépolymère photodurcissable et la choline-oxydase sont photo-irradiés en milieu aqueux pour obtenir une choline-oxydase immobilisée recherchée, qui est incluse ou emprisonnée dans le prépolymère photodurcissable.Les milieux aqueux préférés peuvent être, par exemple, un mélange d'eau et de diverses solutions tampons, utilisés comme solvant du prépolymère photodurcissable ou de l'enzyme. Si nécessaire, de l'eau peut être ajoutée au milieu. En résumé, il n'y a aucune limitation pour autant que l'on effectue la réaction dans un milieu aqueux. Dans cette réaction, la photo-irradiation a pour but d'amorcer la photopolymérisation du prépolymère photodurcissable. Pour accélérer la réaction de photopolymérisation, on peut utiliser divers types d'agents d'amorçage ou d'agents photosensibilisants de la polymérisation. On citera à titre d'exemple les alcools a-carbonylés comme la benzine et l'acétone ; les éthers d'acylolne comme l'éther méthylique de la benzolne, l'éther éthylique de la benzine, l'éther propylique de la benzolne, l'éther éthylique de l'anisoine et l'éther éthylique de la pivaloine ; les acyloines asubstituées, comme l'a-méthylbenzoine et l'a-méthoxybenzolne les composés aromatiques polycycliques comme le naphtol et l'hydroxyanthracène ; les composés de type azoamide comme le 2-cyano-2-butylazoformamide ; et les composés métalliques comme le nitrate d'uranyle et le chlorure ferrique. Par ailleurs, les mercaptans, les disulfures, les halogénures, les colorants, etc., peuvent être utilisés. La lumière utilisée pour la photo-irradiation peut avoir de façon appropriée une longueur d'onde de 250 à 600 nm. Comme source de lumière, on peut citer à titre d'exemple la lampe de mercure basse tension7 la lampe de mercure haute tension, les lampes fluorescentes, les lampes au xénon, les lampes à arc de charbon et la lumière solaire. La période d'irradiation est généralement de 10 secondes à 30 minutes, de préférence de 30 secondes à 3 minutes.Une irradiation sous atmosphère gazeuse inerte, ou sinon dans des conditions excluant l'air, est particulièrement efficace pour raccourcir la période d'irradiation du prépolymère photodurcissable par polymérisation radicalaire. I1 est préférable que le mélange uniforme de prépolymêre photodurcissable et d-'enzyme soit préalablement façonné selon la forme recherchée avant la photo-irradiation. Par exemple, le mélange peut être appliqué ou coulé sur la surface d'une substance, ou imprégné dans un matériau fibreux. I1 n'y a aucune limitation quant à l'épaisseur, la longueur et la forme, pour autant que rien ne puisse gêner la transmission de la lumière d'irradiation. Après irradiation, le produit est lavé de façon suffisante et recueilli.Le produit résultant est un produit dans lequel de la choline-oxydase est incluse ou emprisonnée dans la résine photodurcie obtenue à partir du prépolymère photodurcissable. La résine photodurcie a une structure tridimensionnelle et a une résistance à la traction qui n'est pas inférieure à 5 kg/cm2. La quantité d'enzyme incluse ou emprisonnée dans la résine photodurcie varie selon les besoins d'utilisation, mais est la quantité appropriée pour une analyse normale des composés de type phospholipide, de préférence pas moins de 15 U/g. Le taux d'absorption d'eau varie selon la masse volumique et la quantité du milieu réactionnel en cours de réaction, et est de préférence au moins 50 à 500 %. Si nécessaire, on peut immobiliser un système comprenant essentiellement de la choline-oxydase comme décrit précédemment au lieu de la cholineoxydase seule, pour obtenir une enzyme immobilisée en vue de l'analyse de divers phospholipides. Pour préparer des enzymes immobilisées pour l'analyse des lipides neutres, par exemple l'oxydase de l'acide L-a-glycéro-3-phosphorique ou l'oxydase dc l'acide L-a glycéro-phosphorique plus de la glycérokinase, dans un prépolymère photodurcissable, on peut mélanger une telle enzyme avec un prépolymère photodurcissable non ionique ne contenant pas moins de deux groupements à insaturation éthylénique photopolymérisables dans la molécule et ayant un espacement interplanaire d'environ 150 à 200 A, puis on effectue unephoto-irradiation.Dans ce cas, on préfère utiliser l'enzyme sous forme d'une solution dans une solution tampon. Les conditions de la réaction de la photo-irradiation sont similaires à celles de l'immobilisation d'enzymes pour analyse de phospholipides.Ainsi, l'enzyme immobilisée comprend de l'oxydase d'acide L-a-glycéro-3-phosphorique incluse ou emprisonnée dans un prépolymère photodurcissable. En plus du prépolymère photodurcissable mentionné précédemment, on peut également utiliser une combinaison de celui-ci avec un prépolymère photodurcissable et ayant un espacement interplanaire d'environ 100 A, qui est préparé à partir d'un polyéthylèneglycol ayant un degré de polymérisation d'environ 20 à 25 et un poids moléculaire d'environ 900 à 1.100 ; et d'un prépolymère photodurcissable ayant un espacement interplanaire d'environ 400 A, que l'on prépare à partir d'un polyéthylèneglycol ayant un degré de polymérisation d'environ 90 à 95. Les enzymes destinées à l'analyse des lipides neutres comme mentionné précédemment peuvent également être choisies de façon appropriée et utilisées en combinaison les unes avec les autres.L'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres est incluse ou emprisonnée dans la structure tridimensionnelle de la résine photodurcie obtenue à partir du prépolymère photodurcissable. Sa résistance-à la traction. n'est pas inférieure à 50 kg/cm2. La quantité d'enzyme incluse ou emprisonnée peut de préférence être, par exemple supérieure à 30 U/g dans le cas de l'oxydase de l'acide L-a-olycéro-3- phosphorique et n'est pas inférieure à 10 U/g dans le cas de la glycérokinase. Le taux d'absorption de l'eau est au moins 50 à 500 %. Pour préparer des enzymes immobilisées pour l'analyse des phospholipides et l'analyse du cholestérol, la résine macromoléculaire organique amorphe préférable est celle ayant un espacement interplanaire d'environ 100 à 10.000 A. En particulier, on préfère le polyacrylonitrile poreux aminé ou ses dérivés. Le polyacrylonitrile peut être obtenu à partir d'acrylonitrile seul ou à partir d'acrylonitrile ou d'un autre constituant. Le polyacrylonitrile peut être préparé selon des procédés connus et peut ensuite être transformé en pellicules ou en fibres. La préparation de polyacrylonitrile poreux aminé à partir de polyacrylonitrile est décrite de façon précise dans la demande de brevet japonaise NO 18001/ 1978.Par exemple, on met une membrane de polyacrylonitrile en suspension dans de l'éther diéthylique ou du dioxanne, on ajoute un agent réducteur, comme l'hydrure de lithium et d'aluminium, et on traite habituellement pendant une heure à dix heures pour la réduction, en transformant ainsi une partie des radicauxnitrile en radicaux amino.La membrane de polyacrylonitrile aminé ainsi obtenue peut être utilisée de façon appropriée en combinaison avec un réactif polyfonctionnel, par exemple les dialdéhydes, comme le malonaldéhyde, le succinaldéhyde, le glutaraldéhyde et l'adipaldéhyde ; les diacides comme les acides malonique, succinique, glutarique, adipique, pimélique, maléique et fumarique ; les -amino- acides comme les acides aspartique et glutamique ; les carboxylates actifs ; les dérivés réactifs comme le chlorure et l'anhydride ; les dicarbodiimides solubles dans l'eau ; les diamines, comme l'hexaméthylènediamine et la dodécaméthylènediamine ; et la lysine.Ainsi, le polyacrylonitrile aminé est utilisé en introduisant un agent d'espacement au niveau du radical amino, ou en transformant le radical amino par introduction du groupement actif terminal du réactif polyfonctionnel. Par exemple, on peut mentionner : (1) une membrane ayant un agent d'espacement comportant un groupement aldéhyde terminal, obtenu par liaison glutaraldéhyde- hexaméthylènediamine-glutaraldéhyde fixée au radical amino, membrane que l'on obtient en faisant réagir la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé avec le glutaraldéhyde, avec l'hexaméthylènediamine et enfin avec le glutaraldéhyde ; (2) la membrane obtenue en utilisant de la lysine à la place de l'hexaméthylènediamine ; (3) la membrane ayant des radicaux réactifs acide carboxylique terminaux, que l'on obtient en faisant réagir la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé avec un dérivé réactif de diacides, comme le dichlorhydrate du malonimidate de diéthyle, de l'adipimidate de diméthyle et du subérimidate de diméthyle ; et (4) la membrane ayant des groupements réactifs acide carboxylique terminaux, que l'on obtient en faisant réagir la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé avec un anhydride dicarboxylique, comme les anhydrides succinique et glutarique, puis avec le N-hydroxysuccinimide ou le p-nitrophénol, en présence de N,N'-dicyclohexylcarbodiimide. On peut avantageusement utiliser ces divers dérivés de la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé. Pour préparer des enzymes immobilisées utilisant ces membranes1 on ajoute la membrane et l'enzyme dans un milieu aqueux, de préférence dans une solution tampon à un pH de stabilité de l'enzyme, et on laisse le mélange réagir habituellement à la température ambiante pendant 10 minutes à 12 heures, en immobilisant ici l'enzyme à son groupement amino par liaison covalente. Au lieu de transformer la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé en son dérivé, on peut faire réagir la membrane et une enzyme en présence d'un réactif de carbodiimide, comme le l-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl)carbodiimide, ou un réactif de Woodward, pour obtenir une enzyme immobilisée dans laquelle le radical amino de la membrane et le radical carboxy de l'enzyme sont liés. Au lieu d'utiliser la membrane de polyacrylonitrie poreux aminé et ses dérivés, on peut traiter du polyacrylonitrile fibreux ou mis en oeuvre de toute autre façon, pour obtenir une fibre de polyacrylonitrile poreux aminé ou ses dérivés, qui sont de préférence utilisés pour préparer une enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides, car le substrat de l'enzyme est facilement diffusé dans l'enzyme immobilisée, et l'enzyme immobilisée est stable. Si les enzymes utilisées pour l'analyse du cholestérol sont immobilisées en utilisant la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé ou ses dérivés, la diffusion du substrat vis-à-vis des enzymes est insuffisante. Ainsi, lorsque l'on prépare une enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol, on utilise une fibre de polyacryloni trile poreux aminé ou ses dérivés, en raison de l'excellente diffusion du substrat. La quantité d'enzyme pour l'analyse du cholestérol que l'on utilise dans l'enzyme immobilisée peut ne pas être inférieure à 1,5 U/g dans le cas de la cholestérol-oxydase et ne pas être inférieure à 1 mU/g dans le cas de la cholestérol-estérase. En outre, on peut utiliser une enzyme immobilisée préparée en immobilisant une solution d'enzyme pour l'analyse des phospholipides, dissoute dans une solution de sérumalbumine de sang de boeuf ou d'ovalbumine, sur une membrane de coquille d'oeuf ou sur une membrane Nuclepore (membrane de polycarbonate), en utilisant un agent de réticulation comme le glutaraldéhyde. On prépare divers types d'enzymes immobilisées à partir de diverses enzymes1 comme décrit précédemment. Si l'on considère la stabilité de l'enzyme, a diffusion du substrat, etc., l'enzyme immobilisée préférable pour l'analyse des phospholipides, comprenant essentiellement de la cholineoxydase, est celle incluse ou emprisonnée dans un prépolymère photodurcissable, ou celle combinée à un polyacrylonitrile poreux aminé ou un de ses dérivés L'enzyme immobilisée préférable pour l'analyse des lipides neutres, comprenant essentiellement de l'oxydase de l'acide L-a-glycéro-3- phosphorique, est celle incluse ou emprisonnée dans un prépolymère photodurcissable.L'enzyme immobilisée préférable pour l'analyse du cholestérol, comprenant essentiellement la cholestérol-oxydase, est celle combinée à une fibre de polyacrylonitrile poreux aminé, ou un de ses dérivés. On prépare ensuite des électrodes enzymatiques en utilisant ces enzymes immobilisées. Comme électrode, on peut utiliser celle capturant l'oxygène ou le peroxyde d'hydrogène, qui est un composant consommé ou formé au cours de la réaction enzymatique, par exemple l'électrode à oxygène de type Clerk ou de type Galvani et l'électrode au peroxyde d'hydrogène. En ce qui concerne la méthode de détermination, on peut utiliser l'une quelconque des méthodes connues, comme la méthode de mesure du point final de la variation du courant électrique, la méthode de mesure de la vitesse initiale et la méthode de mesure de l'accélération. Parmi celles-ci les méthodes utilisant la mesure de la vitesse initiale et de l'accélération sont avantageuses en ce qu'elles permettent d'effectuer la mesure en une courte période de temps. Pour préparer des électrodes enzymatiques utilisant ces électrodes, par exemple l'électrode à oxygène, on utilise la structure représentée sur la Figure 1, sur laquelle la Figure 1 représente l'enzyme immobilisée sous forme d'une membrane d'environ 5 mm x 5 mm ; 2 désigne un filet empêchant la séparation de l'enzyme immobilisée, le filet étant généralement un filet de Nylon ; 3 désigne une membrane perméable à l'oxygène, généralement une membrane de Téflon ou de polypropylène ; 4 désigne une plaque de platine et 5 une cathode. Cette structure est utilisée pour une électrode enzymatique utilisant une membrane d'enzymes immobilisées et, comme cela peut être le cas, est utilisée pour les électrodes enzymatiques comportant des enzymes immobilisées pour l'analyse des phospholipides et des lipides neutres.Une électrode enzymatique comportant une enzyme immobilisée sur une fibre de polyacrylonitrile poreux aminé ou un de ses dérivés est représentée sur la Figure 2, où la structure telle que représentée sur la Figure 1 comporte en outre une membrane de Nuclepore ou une membrane de polyacrylonitrile en 6, entre les structures 1 et 3, pour stabiliser la base au moment de la mesure. La structure est utilisée en particulier pour les électrodes enzymatiques comportant une enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol. Une électrode enzymatique préparée à partir d'une électrode au peroxyde dthydrogène est telle que représentée sur les Figures 1 et 2, oû l'on utilise à la place de la membrane perméable à l'oxygène une membrane perméable au peroxyde d'hydrogène, comme une membrane de triacétate de cellulose ou une membrane de polycarbonate. Dans l'appareil de mise en oeuvre de la présente invention, le nombre d'électrodes enzymatiques que l'on utilise varie selon la dimension de l'électrode, mais il est nécessaire de disposer les électrodes de façon à ce qu'elles ne se gênent pas mutuellement. L'appareil est représenté sur les Figures 3 et 4. Sur la Figure 3, par exemple, quand le diamètre du trou d'entrée de l'échantillon (A) est de 11 mm, chacune des quatre électrodes enzymatiques est placée de façon appropriée à une distance d'environ 8 mm (2 x 3,14 x 5,0 mm/4). Sur la Figure 4 qui illustre un exemple de l'appareil dans lequel les diverses électrodes enzymatiques sont placées à des endroits tels qu'elles ne se gênent pas mutuellement dans le-système, 7-1, 7-2, 7-3 et 7-n représentent n électrodes enzymatiques.Au moins deux des diverses électrodes enzymatiques peuvent etre choisies de façon appropriée pour l'appareil, mais le nombre d'électrodes enzymatiques que l'on utilise dans l'appareil varie selon la dimension de l'électrode, mais peut être dans les limites qui permettent d'éviter l'interférence des réactions enzymatiques sur chaque électrode enzymatique.Par exemple, l'interférence est influencée par la différence de temps entre la variation d'environ 2 à 12 secondes de la durée de diminution de la teneur en oxygène dissous au cours de la réaction enzymatique au niveau de l'électrode enzymatique préparée à partir d'une membrane de polyacrylonitrile poreux aminé ou d'un de ses dérivés, et la variation d'au moins environ 30 secondes de la durée de diminution de la teneur en oxygène dissous dans le système, ainsi que par la vitesse de migration des substances dans chaque électrode enzymatique. Sur la Figure 4, 8 représente un poste de fixation d'enzymes immobilisées comportant le système 9, ledit poste de fixation pouvant être simultanément à thermostat ; 10 désigne un trou d'entrée d'un échantillon d'essai ou d'un liquide de lavage, et 11 désigne un agitateur. Puis, l'appareil comportant plusieurs électrodes enzymatiques placées de façon à ne pas se gêner mutuellement dans le système, est introduit dans un dispositif analytique par mesure électrique, de préférence tel que représenté sur la Figure 5, où 7 désigne plusieurs électrodes enzymatiques 8 désigne un poste de fixation ; 9 désigne un système (une cuvette de réaction d'un volume généralement d'environ 1,5 à 2 ml) ; 10 représente un trou d'entrée ; 11 représente un agitateur ; 12 représente un élément d'agitation ; 13 un thermostat ; 14 un appareil de mesure de l'oxygène dissous, dans le cas d'une électrode enzymatique préparée à partir d'une électrode à oxygène ; 15 désigne un appareil de différentiation ; et 16 un enregistreur.Pour mesurer en utilisant ce dispositif, on place une solution tampon pour l'enzyme utilisée dans l'analyse, l'échantillon d'essai, etc., dans une cuvette de réaction maintenue à une température d'environ 370C à l'aide d'un thermostat, en permettant ainsi au composant de réagir dans l'échantillon d'essai avec l'enzyme maintenue sur l'électrode enzymatique. L'électrode estime la quantité d'oxygène consommée, ce qui est déterminé par la vitesse de consommation maximale d'oxygène (dtO2) à l'aide d'un appareil de mesure de l'oxygène dissous équipé d'un appareil de différentiation, ou bien ce qui est déterminé comme étant la quantité de consommation ou de diminution d'oxygène à l'aide de l'appareil de mesure de l'oxygène dissous sans appareil de différentiation, enregistrée sur un enregistreur.Le dispositif peut de préférence être utilisé pour la mesure continue en installant au niveau de la cuvette de réaction un trou de sortie pour évacuer l'échantillon d'essai et le liquide de lavage. Pour la mesure, on peut utiliser l'une quelconque de diverses méthodes, comme la méthode permettant de mesurer le point final d'une variation de courant électrique, la méthode permettant de mesurer la vitesse initiale, la méthode permettant de mesurer l'accélération, etc., parmi lesquelles on préfère les méthodes de mesure de la vitesse initiale et de mesure de l'accélération qui permettent d'effectuer la mesure en une période de temps courte. Pour analyser, par exemple, un fluide corporel comme le sérum sanguin, l'urine, etc., qui contient plusieurs composants lipidiques comme des composants de type phospholipide, des composants de type lipide neutre et des composants de type cholestérol, on utilise comme échantillon d'essai du sérum sanguin , à titre d'exemple. Dans le cas de l'analyse des lipides neutres dans du sérum sanguin utilisé comme échantillon d'essai, on traite préliminairement le sérum sanguin par de la lipoprotéinelipase ou par de la lipase ou par une de ces enzymes immobilisées, de façon à isoler le glycérol, puis on lui ajoute de 1'ATP et, si nécessaire, un sel de magnésium, et on le fait réagir avec une enzyme immobilisée permettant l'analyse des lipides neutres comprenant de la glycérokinase et de l'oxydase d'acide L-a-glycéro-3-phosphorique. L'oxygène consommé, ou le peroxyde d'hydrogène formé, est déterminé à l'aide de l'électrode.Ou bien, on peut ajouter de 1'ATP au sérum sanguin et, si nécessaire un sel de magnésium, on le fait réagir avec la lipoprotéine-lipase ou la lipase ou avec une telle enzyme immobilisée, et avec de la glycérokinase ou cette enzyme immobiliséé, en isolant d'abord l'acide L-a-glycéro-3phosphorique, puis on fait réagir avec une enzyme immobilisée permettant l'analyse des lipides neutres, comprenant l'oxydase de l'acide L-a-glycéro-3-phosphorique. On détermine de la même manière l'oxygène ou le peroxyde d'hydrogène. Dans le cas d'une électrode enzymatique utilisant la glycéroloxydase, on peut préalablement traiter le sérum sanguin avec la lipoprotéine-lipase ou la lipase, pour isoler le glycérol.Dans le cas de composants de type phospholipide dans le sérum sanguin, on peut traiter le sérum sanguin par la phospholipase D ou une telle enzyme immobilisée, pour isoler la choline à partir du phospholipide, et on peut faire réagir avec une enzyme immobilisée pour analyser les phospholipides, comprenant la choline-oxydase. On détermine l'oxygène consommé ou le peroxyde d'hydrogène formé dans la réaction.Dans le cas de composants de type cholestérol dans le sérum sanguin, si l'on doit mesurer les cholestérols totaux comprenant les cholestérols libre et lié , on traite le sérum sanguin par de la cholestérol-estérase ou une telle enzyme immobilisée, si nécessaire en présence d'un surfactif comme Triton X-100, pour transformer le cholestérol lié en cholestérol libre, et on fait réagir avec une enzyme immobilisée permettant l'analyse du cholestérol, c'est-à-dire la cholestérol-oxydase. On détermine l'oxygène consommé ou le peroxyde d'hydrogène formé dans la réaction.Si on le désire, on peut utiliser une enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol, comprenant à la fois de la cholestérol-estérase et de ia cholestérol-oxydase, si nécessaire en présence d'un surfactif comme Triton X-100. Pour mesurer le cholestérol libre, on peut utiliser d'une manière similaire une enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol, comprenant simplement la cholestérol-oxydase. Comme pour la lipoprotéine-lipase, la lipase et la cholestérolestérase, utilisées dans ce but, chaque enzyme réagissant spécifiquement vis-à-vis de chaque- substrat peut être utilisée indépendamment, ou bien on peut utiliser une enzyme d'hydrolyse ayant une spécificité vis-à-vis de deux ou plusieurs substrats. Ainsi, pour mesurer les composants lipidiques dans le sérum sanguin, on peut préalablement faire incuber le sérum sanguin avec de la phospholipase D ou de la lipoprotéine-lipase qui peut avoir une activité de lipase et une activité de cholestérol-estérase. Si l'échantillon d'essai contient une quantité moindre de composant lipidique, on peut préalablement ajouter un composé classique, par exemple la choline, le glycérol, le cholestérol, etc. Lorsqu'on mesure simultanément les différents composants d'un échantillon d'essai, la température de la réaction enzymatique est généralement au voisinage de 37 0C, la durée de réaction habituelle (période d'incubation) étant de 5 à 60 secondes. La quantité d'échantillon d'essai utilisée varie selon le volume interne de la cuvette de réaction utilisée, mais en général on utilise environ 1 ml d'échantillon d'essai quand la cuvette de réaction a un volume d'environ 1,5 à 2 ml. Si l'on désire éviter pendant la mesure une variation due à l'oxygène dissous dans le système, on peut installer une électrode témoin, en éliminant ainsi la variation de l'oxygène dissous dans le système. Comme expliqué précédemment, l'appareil et la méthode d'analyse simultanée de différents types de composants dans un seul échantillon selon la présente invention permettent d'analyser simultanément plusieurs composants contenus dans une très faible quantité d'échantillon d'essai et sont également avantageux en ce que la mesure donne des valeurs de détermination nettement supérieures. En outre, l'appareil et le procédé d'analyse simultanée des composants lipidiques selon l'invention fournissent également les meilleurs résultats de détermination pour les composants lipidiques.En dehors des composants lipidiques susmentionnés, on peut analyser divers composants dans un échantillon d'essai, comme le glucose, l'acide lactique, l'acide pyruvique, l'urée, l'acide urique, etc., en utilisant un système comprenant essentiellement de la glucose-oxydase, l'oxydase de l'acide lactique, l'oxydase de l'acide pyruvique, l'uréase, etc. respectivement. Le composant consommé ou formé au cours de la réaction enzymatique, par exemple l'oxygène ou le peroxyde d'hydrogène, peut être capturé par une électrode à oxygène, une électrode à peroxyde d'hydrogène et une électrode à ammoniac respectivement.Pour mesurer les composants autres que ceux décrits précédemment, on peut préparer des enzymes immobilisées selon l'un quelconque des procédés d'immobilisation décrits précédemment ou déjà connus, et on peut utiliser pour l'analyse des électrodes enzymatiques préparées à partir de ces enzymes immobilisées. On détermine l'activité des enzymes utilisées dans la presente invention selon les méthodes décrites ci-dessous. (1) Détermination de l'activité de la choline-oxydase On traite à 370C pendant cinq minutes un mélange de 5 pl de solution contenant de la choline-oxydase ou 1 à 5 mg d'un matériau contenant de la choline-oxydase immobilisée, 0,05 ml d'une solution tampon 0,2 M de chlorhydrate de Tris (pH 8,0), 0,05 ml d'une solution de 4-aminoantipyrine à 3 mg/ml, 0,10 ml d'une solution à 0,1 % de phénol, 0,10 ml d'une solution de peroxydase à 0,05 % (2 U/mg : préparée par Sigma Co., Type I), 0,10 ml d'une solution 0,1M de chlorure de choline et 0,1 ml d'eau distillée. On arrête la réaction par addition de 2,5 ml d'éthanol et l'on détermine l'absorbance à 480 nm.L'activité d'une unité (U) correspond à la formation d'une umole de peroxyde d'hydrogène par minute. On calcule selon l'équation suivante l'activité de l'enzyme immobilisée. Activité (O/g)= A 480 nm x 0,35 x 1.000 -------------------------- Durée de xEnzyme réaction (mn) x immobilisée (mg) (2) Détermination de l'activité de la cholestérol-oxydase En utilisant par ailleurs le même mode opératoire, on utilise à la place de l'enzyme et du chlorure de choline dans le mode opératoire précédent de la cholestérol-oxydase ou cette enzyme immobilisée et 0,10 ml d'une solution 10 mM de cholestérol dans l'alcool isopropylique. (3) Détermination de l'activité de-l'oxydase de l'acide L-aglycéro-3-phosphorique On laisse réagir à 370C pendant 10 minutes un système de 20 pi d'une solution contenant de l'oxydase de l'acide L-a-glycéro-3-phosphorique ou 0,1 à 0,5 mg de matériau contenant cette enzyme immobilisée, 0,2 ml d'une solution tampon 0,2M de chlorhydrate de Tris (pH 8,0), 0,1 ml d'une solution de peroxydase à 0,5 ma/ml, 0,1 ml d'une solution à 0,3 % de 4-aminoantipyrine, 0,2 ml d'une solution à 0,2 % de diméthylaniline, 0,3 ml d'eau distillée et 0,1 ml d'acide D,L-glycéro-3-phosphorique 0,1M.On arrête la réaction par addition de 0,5 ml d'acide laurylbenzènesulfonique à 1 % et 1,5 ml d'eau distillée, et l'on détermine l'absorbance à 565 nm. L'activité de 1 unité correspond à la formation de 1 pmoie de peroxyde d'hydrogène par minute. On calcule l'activité de l'enzyme immobilisée selon l'équation suivante. Activité (U/g) = #565 nm x 0,171 x 1.000 ----------------------- Durée de Enzyme réaction (mn) x immobilisés (mg) (4) Détermination de l'activité de la glycérokinase On laisse réagir à 370C pendant 10 minutes un système comportant 50 pi d'une solution contenant de la alycérokinase ou 1 à 5 mg d'un matériau comportant de la glycérokinase immobilisée, 0,4 ml d'une solution tampon 0,2M de chlorhydrate de Tris (pH 9,0), 0,02 ml d'ATP 0,1M (pH 7,0), 0,1 ml d'une solution 10 m de chlorure de magnésium, 0,1 ml d'une solution à 1 % de sérum-albumine de sang de boeuf, 0,1 ml de NAD 10 mM, 0,1 ml d'une solution à 30 U/ml de diaphorase, 0,005 ml d'une solution à 1 mg/ml de déhydrogénase d'acide glycero-3phosphorique, 0,1 ml d'une solution à 0,25 % de bleu de nitrotétrazolium, 0,05 ml de glycérol 0,1M et-50 l d'eau distillée (que l'on n'utilise pas dans le cas de la solution contenant la glycérokinase). On arrête la réaction par addition de 2 ml d'acide chlorhydrique 0,1N et l'on détermine l'absorbance à 550 nm. L'activité de 1 unité correspond à la réduction de 1 mole de NAD par minute. On calcule l'activité de l'enzyme immobilisée selon l'équation suivante. Activité (U/g) = #550 nm x 0,25 x 1.000 Durée de Enzyme réaction (mn) x immobilisée (mg) (5) Détermination de l'activité de la cholestérol-estérase On prépare un réactif de coloration en mélangeant 50 mg de Triton X-100, 16,2 mg de 4-aminoantipyrine, 132 mg de phénol, 25 mg de peroxydase et 240 U de cholestéroloxydase, dans 100 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,0). On fait pré-incuber à 370C pendant 7 minutes (pour décomposer le cholestérol libre dans le sérum-sanguin) un mélange de 3 ml de réactif de coloration et de 0,1 ml de sérum sanguin humain.On mélange le mélange pré-incubé avec 0,1 ml d'une solution contenant de la cholestérol-este-rase ou avec un matériau comportant de la cholestérol-estérase immobilisée, et 0,1 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,0), et l'on détermine les absorbances à 500 nm immédiatement, 2 minutes après et 4 minutes après. On détermine les variations pendant les 2 minutes. L'activitéde 1 unité correspond à l'isolement de 1 mole de cholestérol en une minute. On calcule l'activité de l'enzyme selon l'équation suivante. Activité (U/ma) = A500 nm x 3,0 M est le poids en mg de la cholestérol-estérase dans 1 ml de la solution contenant la cholestérol-estérase] Dans le cas de l'activité immobilisée, le calcul est le suivant #500 nm x 3,0 x 1.000 Activité (U/mg) = Enzyme immobilisée (mg) (6) Détermination de l'activité de la lipase On agite à la température ambiante pendant 10 minutes un mélange de 20 g d'huile d'olive, de 20 ml d'Adekatol SO-120 et de 60 ml d'eau distillée. On laisse réagir à 370C pendant 20 minutes 5 ml de l'émulsion d'huile d'olive résultante, 2 ml d'eau distillée, 1 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 8,0) contenant 0,1 % d'albumine (non utilisée dans le cas de la solution contenant l'enzyme), 1 ml d'une solution contenant de la lipase ou 1 à 10 mg d'un matériau comportant de la lipase immobilisée. On arrête la réaction par addition de 16 ml d'un mélange 1:1 d'éthanol et d'acétone, et on titre l'acide gras forme avec une solution 50 mM d'hydroxyde de sodium, en présence de phénoiphtaléine comme indicateur coloré. L'activité de 1 unité correspond à la formation de 1 umole d'acide gras par minute. On calcule selon l'équation su ante l'activité de l'enzyme immobilisée. Activité (U/mg) =ml consommés de NaOH ------------------------- x 2,5 Enzyme immobilisée (mg) (7) Détermination de l'activité de la lipoprotéine-lipase On prépare un réactif de coloration à partir de 1,36 g de phosphate monopotassique, de 2 ml d'une solution aqueuse 4N d'hydroxyde de sodium, de 400 mg de NAD, de 400 U de diaphorase, de 2.400 U de déhydrogénase d'acide glycérophosphorique et de 100 ml d'une solution aqueuse contenant 61,3 mg de bleu de nitrotétrazolium. On fait pré-incuber à 370C pendant 3 minutes un mélange de 0,5 ml du réactif de coloration et de 10 ul d'une solution contenant de la lipoprotéine-lipase, puis on lui ajoute 50 pi de sérum sanguin (sérum sanguin normal, de chez Nippon Shoji Co.).On laisse le mélange réagir à 370C pendant 10 minutes. On détermine l'absorbance à 550 nm et l'on calcule l'activité selon l'équation suivante. Activité (U/ml) = (AS - AB) x 1,26 (AS est la valeur où la lipoprotéine-lipase est utilisée tandis que AB est la valeur où la lipoprotéine-lipase n'est pas utilisée) (8) Détermination de l'activité de la glucose-oxydase On utilise à la place du chlorure de choline dans la détermination de l'activité de la choline-oxydase, 0,1 ml d'une solution à 1 % de glucose vis-à-vis d'une solution contenant de la glucose-oxydase ou d'un matériau contenant l'enzyme immobilisée. L'activité est déterminée de la même manière. (9) Détermination de l'activité de l'oxydase de l'acide lactique On laisse réagir à 370C pendant 10 minutes un mélange de 20 l d'une solution contenant de peroxydase de l'acide lactique ou 1- à 5 mg de cette enzyme immobilisée, 0,2 ml d'une solution tampon 0,2N d'acide diméthylglutarique (pH 6,5), 0,1 ml d'une solution à 3 mg/ml de 4-aminoantipyrine, 0,1 ml d'une solution à 0,2 % de N,N-diméthylaniline, 0,2 ml d'une solution à 0,05 % de peroxydase (2 U/mg) et 0,3 mi d' eau distillée.On arrête la réaction par addition de 2 ml d'une solution à 0,1 % d'acide laurylbenzènesulfonique, et l'on détermine l'absorbance à 565 nm. L'activité de 1 U correspond à la formation de 1 mole de peroxyde d'hydrogène par minute. On calcule l'activité de l'enzyme immobilisée selon l'équation suivante. #565 nmx 1.000 Activité (U/g) = 10 x 5,85 x Enzyme immobilisée (mg) (10) Détermination de l'activité d'uréase On laisse réagir à 300C pendant 15 minutes un mélange de 0,5 ml d'une solution contenant de l'uréase-ou de cette enzyme immobilisée (on a ajouté 0,02 à 0,04 irg de l'enzyme immobilisée à 1,8 ml d'une solution tampon de phosphate 0,02M (7,0) et 0,5 ml d'une solution de dilution, et on a fait préincuber à 300C pendant 5 minutes), et 0,2 ml d'une solution tampon de phosphate 0,02M (pH 7,0) contenant 0,6 % d'urée, puis on dilue de façon appropriée, on ajoute 1,0 ml d'une solution à 2 % de phénol contenant 0,01 % de nitroferricyanure de sodium et 2,0 ml d'une solution à 1,0 % d'hydroxyde de sodium contenant 0,05 % d'hypochlorite de sodium, et on laisse réagir à 300C pendant 30 minutes. On détermine l'absorbance à 530 nm. On calcule l'activité selon l'équation suivante. Activité (U/ml) = #530 nm x K x5 x taux de dilution 0,5 x 15 [K est l'azote amnoniacal, et généralement K = 0,01101. On calcule l'activité de enzyme immobilisée selon l'équation suivante. Activité (U/g) = #530 nm X K'x 5 x 1.000 Taux de --------------------------- x 15 x enzyme immobilisée (mg) dilution [K' est calculé d'après la courbe d'étalonnage de NH4Cl et généralement K' = 0,01471. La présente invention sera illustrée ci-après par des exemples de travail et des exemples de référence qui ne doivent cependant pas être considérés comme limitatifs. EXEMPLE -1 (A) Préparation de la membrane d'enzyme immobilisée On place 100 mg de membrane de polyacrylonitrile poreux (2,8-3 mg pour 1 cm x 1 cm) dans 60 ml d'éther diéthylique sec contenant 500 mg d'hydrure de lithium et d'aluminium et on chauffe le mélange à reflux pendant 3 heures, sous un réfrigérant à reflux, sur un bain d'huile à une température de 50 C. Puis on filtre la membrane et on la lave en la mettant dans de l'éther diéthylique sec. On décompose l'hydrure de lithium et d'aluminium n'ayant pas réagi à l'aide d'une petite quantité d'eau. Puis on lave la membrane successivement avec une solution aqueuse 1 d'HCl, de l'eau, une solution aqueuse 1N de NaOH et de l'eau, et l'on obtient 125 mg (poids humide) de polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino libres. On ajoute 50 mg de la membrane résultante dans 50 ml d'une solution tampon de borate à 12,5 % de glutaraldéhyde (pH 8,5) et on laisse le mélange réagir à 0 C pendant 20 minutes. On filtre membrane et on la lave en la mettant dans une solution tampon de borate (pH 8,5) et une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5). On ajoute 5 mg de la membrane ainsi traitée dans 5 mg d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 10 mg de choline-oxydase (activité de 8 U/mg) (en utilisant une enzyme produite par Arthrobacter globiformis souche B-0577, FEDIP N 3518, NRRL B-11097, décrite dans la publication de brevet japonais (Kokai) N 13098/1977) et on laisse réagir à 300C pendant 60 minutes. Puis on filtre la membrane et on la lave avec une solution tampon de phosphate 0,1M et 0,5M en NaCl (pH 7,5) puis avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5), pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée dans laquelle la membrane et la choline-oxydase sont combinées (25 U/a d'activité de choline-oxydase). De la même manière, on immobilise de la glucose-oxydase (activité de 18 U/g, fabriqué par Boringer) et de l'oxydase de l'acide lactique (activité de 28 U/g)pour obtenir des membranes d'enzymes immobilisées On prépare l'oxydase de l'acide lactique en utilisant une enzyme produite à partir de Pediococcus sp. souche B-0668, FERMP-P NO 4438, DTP 2924470.0, décrite dans la demande de brevet japonaise NO 73619/1978 déposée le 17 juin 1978. Les caractéristiques microbiologiques du microorganisme et les propriétés de l'enzyme obtenue ont été décrites dans la description de cette demande de brevet. On découpe ces membranes d'enzyme immobilisée en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm (environ 0,7 à 0,8 mg) que l'on applique sur chacune des électrodes à oxygène (7-1, 7-2 et 7-3) dans un appareil comme représenté sur la Figure 3 (comportant un agitateur et une cuvette de réaction de 1 ml) et on les recouvre d'un filet de Nylon, de façon à préparer une électrode enzymatique comportant une membrane d'enzyme immobilisée comme représenté sur la Figure 1. On place les électrodes dans le système de la cuvette de réaction 9, pour obtenir l'appareil de la Figure 3. (B) Propriété de la membrane d'enzyme immobilisée 1) On identifie l'existence d'un radical amino dans la membrane de polyacrylonitrile aminé mentionnée précédemment, en utilisant la méthode d'essai suivante. On effectue l'essai par colorimétrie en utilisant un réactif de coloration du radical amino, le trinitrobenzènesulfonate de sodium (TNBS) (J. Biochem. 81, pp.1715, 1977, de Atsuo Miyagawa et Tsuneo Okuyama ; An Improved Estimation Method for Amino Alkyl Ligand lmmobilized on Matrix Beads).C'est-à-dire que l'on ajoute l'échantillon d'essai (2 cm x 2 cm) à un mélange de 4 ml d'une solution tampon de borate 9M et 2 ml d'une solution aqueuse à 0,1 % de TNBS et 0,1 % de sulfite de sodium, on laisse réagir à 370C pendant 30 minutes, on lave avec de l'eau et on sèche. Le polyacrylonitrile aminé se colore en orange (la même couleur que celle décrite dans Ichiro Chibata, Tetsuya Tosa et Yushi Matsuo ; Au finit Chromatography, "Experiment and Application", publie par Kodansha, page 99), tandis que le polyacrylonitrile de départ ne se colore pas. En utilisant l'appareil de mesure dit "chromatoscanner" CS-910 à deux longueurs d'onde (fabriqué par Shimadzu Seisakusho Ltd.), on estime l'intensité de la couleur par un trajet optique de 0,5 mm x 5 mm de large. Les résultats sont indiqués sur la Figure 7. Sur la Figure 7, A illustre l'absorbance (valeur de la densité optique, DO, à 420) de la membrane de polyacrylonitrile poreux, et B illustre l'absorbance de la membrane de polyacrylonitrile poreux aminé. La largeur de chaque figure est influencée par la fente de l'appareil de mesure. Le degré d'amination du polyacrylonitrile est représenté par la hauteur des figures. Les conditions de mesure de l'intensité de la couleur sont les suivantes Méthode de mesure : lumière réfléchie, méthode à deux longueurs d'onde Longueur d'onde : côté échantillon 420 mm côté témoin 500 mm Trajet optique : 0,5 mm x 5 mm de large Intensité de mesure : x 5 Caractéristiques de la membrane densité 0,45 épaisseur (p) 70 résistance à la traction (kg/mm2) 0,3 allongement (%) 2 6 point de formation de bulles (kg/cm ) (voir page 62) 29 porosité (% en volume) 56 coefficient de vitesse de perméabilité à l'eau (m3/m2 atm. jour) 4,5 stabilité thermique à la chaleur sèche ( C) 100 retrait de 2 8 (chaleur humide) ( C) 85 Taux d'enlèvement des F10 (%) (voir page 62) molécules (dextranne) I~T-11O (%) 76 taux de rétention de l'eau (par rapport au polymère humide) (% en poids) 52 (C) Méthode de mesure (1) En utilisant 20 pl d'un mélange de chlorure de choline de glucose et d'acide DL-lactique (contenant respectivement 0,005M, 500 mg/dl et 0,05M de ces substances), on mesure chacune de ces substances. On utilise l'appareil représenté sur la Figure 3 qui est équipé d'électrodes à oxygène, 7-1, 7-2 et 7-3, comportant des membranes d'enzymes immobilisées réactives vis-à-vis de chacune de ces substances, et d'une électrode à oxygène 7-4 ne comportant pas de membrane. Les résultats de la mesure sont représentés sur la Figure 6. Sur la Figure 6, A représente le taux de diminution de l'oxygène dissous (%) dans le cas où l'on détermine l'acide DL-lactique (0,05M) par l'électrode à oxygène 7-3 comportant oxydase de l'acide lactique,cette électrode étant choisie parmi les électrodes à oxygène 7-1, 7-2 et 7-3 comportant la membrane à enzymes immobilisées (membrane de polyacrylonitrile) selon l'Exemple 1 ; les électrodes à oxygène 7-1 et 7-2 travaillent simultanément. Les résultats de la mesure indiquent que la diminution de l'oxygène dissous démarre environ deux secondes après l'injection de l'échantillon d'essai. Sur la Figure 6, B représente une courbe différentielle de A indiquant la vitesse d'épuisement maximale de l'oxygène dissous. On notera que la vitesse maximale d'épuisement est atteinte douze secondes après l'injection de 1' échantillon. La courbe C de la Figure 6 donne les résultats de la mesure de l'oxygène dissous dans le système de réaction sur l'électrode à oxygène 7-4 (en utilisant une membrane ne comportant pas d'enzyme) dans l'appareil selon l'Exemple 1. La vitesse. de diminution de l'oxygène dissous dans le système est très faible, par rapport à A, et commence seulement après environ 20 secondes. On peut voir qu'il y a une nette différence entre la durée nécessaire pour la réaction à l'électrode à oxygène comportant l'enzyme immobilisée, provoquant la diminution de l'oxygène dissous, et le temps nécessaire pour la diminution de l'oxygène dissous dans le système de réaction. La courbe D dans la Figure 2 représente une courbe différentielle de C, indiquant un changement à environ 20 secondes. Comme décrit précédemment, il y a une grands différence entre le moment de la consommation de l'oxygène dissous selon la réaction à l'électrode à oxygène comportant une membrane à enzyme immobilisée, et le moment de la consommation de l'oxygène dissous dans le système. En utilisant ceci, on peut donc déterminer simultanément différentes substances contenues dans un échantillon d'essai. Comme la diminution de l'oxygène dissous dans le système se fait à un faible niveau, ceci peut être éliminé en utilisant une électrode témoin, si les changements dus à l'oxygène dissous dans le système sont indésirables. (2) Dans le système de cuvette de réaction 9 de l'appareil de la Figure 3, on injecte 1 ml d'une solution tampon 0,01M de Tris (pH 8,0) par le trou d'injection 10. Après stabilisation de la valeur de l'oxygène dissous, on injecte par le trou d'injection 10 20 1 d'une solution mixte de chlorure de choline, d'acide DL-lactique et de glucose à diverses concentrations. Les courbes d'étalonnage sont indiquées sur la Figure 8 qui sont obtenues à partir des diverses concentrations et des valeurs de changement de la vitesse de consommation maximale de l'oxygène (dtO2) à chaque concentration, en utilisant un enregistreur relié à un amplificateur (appareil de mesure de l'oxygène dissous) équipé d'un différentiateur. La figure indique que la quantité de chlorure de choline, d'acide lactique et de glucose peut être déterminée simultanément dans un seul échantillon d'essai. La membrane de polyacrylonitrile aminé est utilisée dans la forme dans laquelle son groupement amino est activé selon divers procédés mentionnés ci-dessous. 1) On place la membrane de polyacrylonitrile aminé traitée par le glutaraldéhyde, obtenue selon l'Exemple 1, dans 50 ml d'une solution aqueuse 0,5M d'hexaméthylènediamine (pH 9,5), on laisse réagir en agitant pendant 60 minutes à 300C, on la filtre et on la lave soigneusement avec de l'eau.On traite ensuite la membrane avec une solution tampon de borate à 12,5 % de glutaraldéhyde (pH 8,5) et on la lave pour obtenir une membrane de polyacrylonitrile à groupement glutaraldéhyde-hexaméthylènediamineglutaraldéhydeamin0 On ajoute 5 mg de la membrane ainsi traitée dans 5 mol de solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 10 mg de choline-oxydase (8 U/mg), on laisse réagir à 300C pendant 60 minutes, on filtre et on lave avec une solution tampon 0,5- en NaCl et 0,Ii'1 en phosphate (pH 7,5) puis avec une solution tampon de phosphate 0,1 M (pH 7,5), pour obtenir une membrane à choline-oxydase immobilisée (activité de choline-oxydase de 20 U/g) dans laquelle la membrane et la choline-oxydase sont combinées. 2) A la place de l'hexaméthylènediamine, on utilise 50 ml d'une solution aqueuse 0,5M de lysine en utilisant par ailleurs les mêmes conditions que dans le paragraphe 1), pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée (activité de choline-oxydase 23 U/g). 3) On place la membrane de polyacrylonitrile aminé obtenue dans l'Exemple 1 dans une solution mixte de 4 ml de méthanol contenant 100 mg de dichlorhydrate d'adipimidate de diméthyle et 2 ml de N-éthylmorpholine, on laisse réagir à 200C sous agitation pendant 15 minutes, on filtre et on lave soigneusement avec de l'eau. On ajoute immédiatement 5 mg de la membrane ainsi traitée dans 5 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 10 mg de choline-oxydase (8 U/mg), on laisse réagir à 300C pendant 60 minutes, on filtre puis on lave avec une solution tampon 0,5M en NaCl et 0,1M en phosphate (pH 7,5) puis avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée (activité de choline-oxydase de 15 U/s) où la membrane et la choline-oxydase sont combinées. 4) Dans 5 ml d'une solution tampon de phosphate 0,5M (pH 7,5), on dissout 160 mg de choline-oxydase (8 U/mg). Dans la solution, on ajoute 100 mg d'une membrane de polyacrylonitrile aminé poreux (2,8 à 3 mg pour 1 cm x 1 cm). Sous agitation, on ajoute au mélange refroidi au bain de glace 20 ul de 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl)-carbo- diimide, on ajuste le pH à 7,5 avec de l'acide chlorhydrique 1N et on laisse réagir en agitant pendant 3 heures au bain de glace puis à 40C pendant une nuit. Cn filtre la membrane et on la lave avec un tampon 0,5M en NaCl et 0,1M en phosphate (pH 7,5) puis avec une solution tampon 0,lM en phosphate (pH 7,5), pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée (activité de choline-oxydase de 12 U/g) où sont combinées la membrane et la choline-oxydase. 5) On plonge 500 mg d'une membrane de polyacrylonitrile aminé poreux (2,8-3 mg pour 1 cm x 1 cm) dans 25 ml d'acétone, on ajoute 1 ml de triéthylamine, on ajoute goutte à goutte en environ 5 minutes 12 ml d'une solution dans l'acétone contenant 1 g d'anhydride succinique, on laisse réagir sous agitation pendant 6 heures, on filtre, on lave avec de l'eau, avec de l'acide chlorhydrique 1N puis avec de l'eau, et on sèche. On place le produit de réaction (500 mg) dans un ballon Erlenmeyer de 50 ml équipé d'un tube à chlorure de calcium. Dans le ballon, on ajoute 3 ml de dioxanne puis 1 g de N-hydroxysuccinimide. On refroidit le mélange dans de la glace, on y ajoute goutte à goutte en environ 10 minutes et en agitant 2 ml de dioxanne contenant 1 g de N,N'dicyclohexylcarbodiimide dissous, on laisse réagir en agitant à 100C pendant une nuit, on filtre, on lave avec vingt fois le volume de dioxanne et on décante pour enlever les matières non dissoutes, puis on lave à nouveau avec du dioxanne et on sèche sous vide.Puis on gonfle soigneusement le produit de réaction (30 mg) comportant un ester activé avec une solution tampon de phosphate 0,1- -(pH 7,5), on filtre, on ajoute une solution d'enzyme préparée en dissolvant 160 mg de choline-oxydase (8 U/mg) dans 5 ml d'une solution de tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5), on laisse réagir en agitant 4 heures à pH 7,5 sur un bain de glace, on filtre et on lave avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5).Puis on traite le produit de réaction avec une solution tampon 1M en glycine et 0,1M en phosphate (pH 7,5) sous agitation pendant 60 minutes à la température ambiante pour,décomposer le groupement ester actif n'ayant pas réagi, on filtre, on lave avec une solution tampon 0,5M en NaCl et 0,1M en phosphate (pH 7,5) puis avec une solution tampon de phosphate 0,1M et on filtre, ce qui donne une membrane d'enzyme immobilisée (activité de choline oxydase de 10 U/g) où la membrane et la choline-oxydase sont combinées. EXEMPLE 2 A la place de la solution tampon Tris 0,01B5 (pH 8,0) de l'Exemple 1, on injecte dans le trou d'entrée 10 1 ml d'une solution tampon Tris 0,01M (pH 8,0) contenant 0,5 % de Triton X-100 (marque de fabrique), 10- mmoles de chlorure de calcium et 15 U de phospholipase D (fabriquée par Toyo Jozo Company, Ltd.). Après stabilisation de la teneur en oxygène dissous, on injecte par le trou d'entrée 10 20 pi d'un mélange de lécithine, d'acide DL-lactique et de glucose à diverses concentrations. On prépare des courbes d'étalonnage d'une manière similaire à celle de l'Exemple 1 à partir de diverses concentrations et des valeurs du changement de la vitesse de consommation maximale d'oxygène (dtO2) pour chaque concentration.Les résultats sont indiqués sur la Figure 9, qui montre que l'on peut mesurer dans un seul échantillon les concentrations en lécithine, en acide lactique et en glucose. EXEMPLE 3 De la manière décrite dans l'Exemple 2, on injecte 20 pi de sérum sanguin normal humain dans le trou d'injection 10, pour déterminer simultanément les valeurs des phospholipides dans le sérum sanguin (lécithine), de l'acide DLlactique et du glucose. Les résultats seront décrits cidessous et sont en accord avec les valeurs mesurées par les autres procédés : phospholipide : 188 mg/dl (autre méthode enzymatique : 184 mg/dl) ; acide L-lactique, 1,73 pmole/ml (autre méthode enzymatique 1,53 pmole/ml) ; glucose 95 mg/dl (autre méthode chimique-98 mg/dl), que l'on compare aux valeurs normales dans le sérum sanguin humain qui sont de 150 à 250 mg/dl de phospholipide, de 0,83 à 1,2 pmole/ml d'acide L-lactique et 60 à 130 mg/dl de glucose. EXEMPLE 4 On place 5 mg de la membrane traitée au glutaraldéhyde préparée dans l'Exemple 1 dans 5 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 10 mg de cholestérol-oxydase (10 U/mg préparée par Toyo Jozo Company, Ltd.), on laisse réagir à 300C pendant 60 minutes et on traite comme dans l'Exemple 1, ce qui donne une membrane d'enzyme immobilisée (activité de cholestérol-oxydase de 10 U/g) où la membrane et la cholestérol-oxydase sont combinées.En utilisant l'électrode à oxygène comportant la choline-oxydase immobilisée préparée comme dans l'Exemple 1 et une électrode à oxygène comportant une cholestérol-oxydase immobilisée et en utilisant la solution tampon de l'Exemple 2, on injecte par le trou d'injection 10 20 p1 d'un échantillon contenant un phospholipide (Iécithine) et du cholestérol à diverses concentrations, pour mesurer chaque concentration. Les résultats sont indiqués sur la Figure 10 qui montrent que l'on peut déterminer simultanément dans un seul échantillon le phospholipide et le cholestérol. EXEMPLE 5 On place sur une membrane de coquille d'oeuf (2 cm x 2 cm), à l'aide d'une microseringue, 1 p1 d'une solution de borate à 10 % de glutaraldéhyde (pH 8,5) puis 5 p1 d'une solution de 50 mg de choline-oxydase (5 U/mg) utilisée dans l'Exemple 1 dissous dans 0,1 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M à 15 % de sérum-albumine de sang de boeuf (pH 7,5). On laisse la membrane reposer pendant 15 minutes pour s'assurer de la réaction de réticulation puis on la lave avec une solution tampon Tris 0,îM (H 8,0) et avec une solution tampon de phosphate 0,îM (pH 7,5) pour obtenir de la cholineoxydase (18 U/g) fixée sur la membrane de la coquille d'oeuf. D'une manière similaire, on immobilise de la glucoseoxydase (préparee par Bolinger) utilisée dans l'Exemple 1 et de l'oxydase d'acide lactique pour Obtenir une enzyme immobilisée (activite de glucose-oxydase de 15 U/g et activité d'oxydase d'acide lactique de 13 U/g). En utilisant l'enzyme immobilisée, on analyse un mélange de chlorure de choline, de glucose et d'acide DLlactique à diverses concentrations. Les résultats indiquent que le chlorure de choline, le 'glucose et l'acide lactique peuvent être déterminés simultanément avec un seul échantillon. EXEMPLE 6 A la place de la solution de sérm-albumine de sang de boeuf de l'Exemple 5, on utilise de la poudre d'ovalbumine (fabriquée par Taiyo FoodsCo., Ltd.) en utilisant par ailleurs les mêmes conditions que dans l'Exemple 5. Les résultats montrent que l'on peut effectuer l'analyse simultanée des trois composants dans un seul échantillon. EXEMPLE 7 A la place de la membrane de coquille d'oeuf de l'Exemple 5, on utilise une membrane Nuclepore (membrane de polycarbonate fabriquée par Nomura Microscience Co., Ltd.) en utilisant par ailleurs les mêmes conditions que dans l'Exemple 5. Les résultats montrent qu'un seul échantillon permet de mesurer simultanément les trois composants. EXEMPLe 8 A la place de la choline-oxydase immobilisée de l'Exemple 2, on utilise avec par ailleurs les mêmes conditions que dans l'Exemple 2, de la choline-oxydase immobilisée préparée par un procédé décrit ci-dessous. Un seul échantillon permet d'analyser simultanément le phospholipide, le glucose et l'acide lactique. Dans une solution de 10 g de bromure de lithium dans 7 g d'eau distillée, on dissout 0,2 g de fibroine (on filtre les matières non dissoutes). On dialyse la solution avec une membrane de cellulose (préparée par Sanko Junyaku Co., Ltd.) vis-à-vis d'eau distillée à la température ambiante pendant deux jours pour obtenir une solution de fibroïne. Dans la solution, on dissout de la choline-oxydase (5 U/mg) comme dans l'Exemple 1 pour préparer une solution à 50 mg/ml, que l'on coule instantanément a la surface d'une plaque de Teflon et que l'on sèche à l'air.Le produit façonné obtenu par décollement de la plaque est une choline-oxydase immobilisée, que l'on traite ensuite pour éviter l'exposition de l'enzyme, avec une solution aqueuse à 50 % d'éthanol à OOC pendant 30 minutes puis qu'on lave avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) pour obtenir une membrane de choline-oxydase immobilisée (13 U/g). EXEMPLE 9 A la place de la choline-oxydase immobilisée utilisée dans l'Exemple 2, on utilise, avec par ailleurs les mêmes conditions que dans l'Exemple 2, la choline-oxydase immobilisée préparée par le procédé décrit ci-dessous. Un seul échantillon permet d'analyser simultanément les phospholipides, le glucose et acide lactique. On ajoute une solution enzymatique de 100 mg de choline-oxydase (8 U/mg) dissous dans 1 ml d'eau désionisée à 60 g d'une solution à 1 % de fibrilles de collagène (pH 3,8) (1 g de fibrilles de collagène dans 100 ml d'eau désionisée). On agite soigneusement le mélange, on ajuste le pH à 3,8 avec de l'acide chlorhydrique 1N, on agite pendant 15 minutes, on désaère, on coule sur la surface d'une plaque de Teflon à une épaisseur de 5 mm et on sèche à 200C pendant une nuit pour obtenir une membrane de collagène comportant de la choline-oxydase. On trempe la membrane de collagène résultante dans une solution tampon de phosphate 0,1M à 1 % de glutaraldéhyde (pH 7,5), on lave soigneusement avec de l'eau désionisée et on sèche à l'air. La membrane de collagène contenant de la choline-oxydase résultante a une épaisseur d'environ 50 p et une activité de 15 U/g. EXEMPLE la On mélange soigneusement 200 mg d'une solution aqueuse a 65 % d'un prépolymère photodurcissable (ayant un espacement. interplanaire d'environ 200 A et un poids moléculaire d'environ 2.700) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation d'environ 45 et poids moléculaire d'environ 2.000), de l'acrylate d'hydroxyéthyle et du diisocyanate dlisophorone, avec 20 mg d'une solution à 10 % d'éther éthylique de benzolne dans du polypropylèneglycol. Au mélange, on mélange uniformément 200 pl d'une solution d'oxydase d'acide L-a-glycéro-3-phosphorique (fabriquée par Toyo Jozo Company, Ltd. ; enzyme produite à partir de Aerococus viridans souche IFO 12219, décrite dans la demande de brevet japonais NO 88637/1978 ; 920 U/ml, contenant 10 mg de glycérokinase (préparée par Toyo Jozo Company, Ltd. ; 38 U/mg). On verse le mélange sur une pellicule de polyester, on recouvre de très près avec une autre pellicule de polyester et on effectue une photo-irradiation à l'aide d'une lampe à mercure à basse tension (fabriquée par Toshiba Electric Co. ; lampe chimique type FL20BL, 20 W) pendant 2 minutes (une minute pour un côte), pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée (17,8 U/g de glycérokinase et 44,3 U/g d'oxydase d'acide L-a-glycéro3-phosphorique) dans laquelle la glycérokinase et l'oxydase de l'acide L-a-glycero-3-phosphorique sont emprisonnées dans le prépolymère photodurcissable. On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm (environ 2,5 mg ; 0,044 U de glycérokinase).On prépare une électrode enzymatique en utilisant cette membrane et l'électrode à oxygène représentée sur la Figure 1, où 1 représente les morceaux de membrane 2 un filet de Nylon ; 3 une membrane de Teflon ; 4 une plaque de platine ; et 5 une cathode. L'électrode enzymatique peut être utilisée comme électrode à enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres,comme suit. On ajoute 100 mg d'une membrane de polyacrylonitrile poreux (environ 2,8 à 3 mg pour environ 1 cm x 1 cm) à 60 ml d'éther diéthylique sec contenant 500 mg d'hydrure de lithium et d'aluminium et on chauffe le mélange à reflux en utilisant un réfrigérant à reflux pendant 3 heures sur un bain d'huile à 500C. On filtre la membrane, on la lave avec de l'éther diéthylique sec, on ajoute goutte à goutte une petite quantité d'eau pour décomposer l'hydrure de lithium et d'aluminium n'ayant pas réagi et on lave successivement avec de l'acide chlorhydrique 1N, de l'eau, une solution aqueuse 1N d'hydroxyde de sodium et de l'eau, et l'on obtient 125 mg (poids humide) d'une membrane de polyacrylonitrile poreux ayant des radicaux amino.On place 50 mg de la membrane résultante dans 50 ml d'une solution tampon de borate 0,1M (pH 8,5) contenant 12,5 % de glutaraldéhyde, on laisse réagir à OOC pendant 24 minutes, on filtre et on lave avec une solution tampon de borate (pH 8,5) et avec une solution tampon de phosphate 0,iM (pH 7,5). On place 5 mg de la membrane traitée dans 5 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 10 mg de choline-oxydase à 8 U/mg (enzyme obtenue à partir d'Arthrobacter globiformis souche B-0577 FERM-P NO 3518, NRRL B-11097), on laisse réagir à 300C pendant 60 minutes, on filtre et on lave avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 0,5M de chlorure de sodium, puis avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5), pour obtenir une membrane immobilisée (activité de choline-oxydase de 25 U/g.) dans laquelle la choline-oxydase est immobilisée sur une membrane de polyacrylonitrile poreux ayant des groupements amino. On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm (pesant environ 2,3 g ; 0,0575 U de choline-oxydase).En utilisant cette membrane, on prépare une électrode enzymatique utilisant une électrode à oxygène, comme représenté sur la Figure 1, où 1 représente les morceaux de membrane ; 2 un filet de Nylon ; 3 une membrane de Teflon ; 4 une plaque de platine et 5 une cathode. L'électrode enzymatique peut être utilisée comme électrode d'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres, comme suit. On utilise l'électrode enzymatique comprenant une enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres, comme décrit ci-dessus, et l'électrode enzymatique comprenant une enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides, pour préparer un appareil dans lequel plusieurs électrodes enzymatiques sont installées sur un système dans des positions telles qu'elles ne se gênent pas mutuellement. Une électrode à oxygène classique est également placée dans le système. L'appareil est introduit dans un circuit analytique à mesure électrique, comme représenté sur la Figure 5, dans laquelle 7 représente plusieurs électrodes mentionnées précédemment 7-1, une électrode enzymatique comprenant une enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides ; 7-2 une électrode enzymatique comprenant une enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres ; 7-3 une électrode à oxygène classique ; 8 un poste de fixation permettant de fixer les électrodes à distance égale ; 9 une cuvette de réaction d'un diamètre de 11 mm et d'une hauteur de 20 mm ; 10 le trou d'entrée de l'échantillon d'essai, etc. ; 11 un agitateur 12 un élément d'agitation ; 13 un thermostat ; 14 un appareil de mesure de l'oxygène dissous ; 15 un appareil de différentiation ou différentiateur ; et lui un enregistreur. (a) Variation de l'oxygène dissous En utilisant le dispositif analytique à mesure électrique mentionné précédemment, on injecte dans la cuvette de réaction 30 p1 de sérum sanguin pré-incubé avec de la phospholipase D (fabriquée par Toyo Jozo Company, Ltd.). On fait réagir de façon enzymatique (à 370C) le composant de type phospholipide du sérum sanguin avec de la choline-oxydase contenue dans l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides, et l'on mesure la consommation d'oxygène (diminution de l'oxygène dissous) pendant la réaction. On obtient alors une courbe indiquant le taux de diminution (%) de l'oxygène dissous comme représenté sur la Figure llA, qui indique le début de la diminution de l'oxygène environ 2 secondes après l'injection du sérum sanguin. Les résultats enregistrés à l'aide d'un différentiateur sont représentés sur la Figure 11B qui indique que la vitesse de consommation maximale de l'oxygène est atteinte environ 12 secondes après l'injection du sérum sanguin. La mesure de la diminution de l'oxygène dissous par l'électrode à oxygène classique (fonctionnant en même temps que les électrodes enzymatiques décrites précédemment), à savoir la mesure de la diminution de l'oxygène dissous dans la cuvette de réaction est représentée sur la figure llC (mesure du taux de diminution de l'oxygène dissous) et sur la Figure l1D (mesure de la vitesse de consommation maximale de l'oxygène dissous), qui indiquent que la variation est tout à fait lente par rapport au cas de la choline-oxydase, se produisant 20 secondes après l'injection du sérum sanguin, simplement avec un changement peu net. On utilise avec des résultats similaires, à la place de la phospholipase D dans la pré-incubation décrite précédemment, de la lipoprotéine-lipase et son mélange avecla phospholipase D. Lorsque l'on utilise plusieurs électrodes enzymatiques comportant une électrode immobilisée pour l'analyse des composants lipidiques selon la présente invention, il est évident d'après les résultats qu'il existe des différences en temps et en quantité entre la diminution de l'oxygène au voisinage de chaque électrode enzymatique et la diminution de l'oxygène dans le système de la cuvette de réaction. Selon cette différence, on peut déterminer dans chaque cas particulier le nombre d'électrodes enzymatiques à utiliser. (b) Courbe d'étalonnage On utilise comme échantillon d'essai pour la préparation des courbes d'étalonnage une solution de glycérol normalisée (fabriquée par Kainos Co., 250 mg/dl en trioléine) pour le composant de type lipide neutre et une solution de chlorure de choline d'une concentration connue pour le composant de type phospholipide. En utilisant l'appareil analytique à mesure électrique décrit précédemment, on injecte dans la cuvette de réaction 1 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1- contenant 2 mAl d'ATP et lmM de chlorure de magnésium. Après stabilisation de la valeur de l'oxygène dissous, on injecte dans la cuvette de réaction 30 pi d'un échantillon d'essai correctement ajusté, et on laisse le contenu réagir à 370C, pour mesurer la vitesse maximale de consommation d'oxygène dissous. On obtient alors les courbes d'étalonnage des deux composants, en mesures simultanées, comme représenté sur la Figure 12, où les traits o o représentent la courbe d'étalonnage du composant de type lipide neutre et la courbe e-e la courbe du composant de type phospholipide. (c) Analyse simultanée dans le sérum sanguin humain A 40 pi de sérum sanguin humain, on ajoute 20 pi d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,0) contenant 2 mg/ml de lipoprotéine-lipase (0,6 U/g) et 100 mg/ml de phospholipase D (8 U/mg) et on laisse le mélange réagir à 370C. En utilisant l'appareil. analytique décrit précédemment, on traite l'échantillon d'essai de sérum sanguin pré-incubé de la même manière que dans le cas de la préparation de la courbe d'étalonnage, et on mesure simultanément après 7 à 12 secondes chacun des composants lipidiques du sérum sanguin. On trouve que la quantité de composant de type lipide neutre (en trioléine) est de 101 mg/dl et que la quantité de composant de type phospholipide (én lécithine) est de 222 mg/dl (calculs effectués en se basant sur les courbes d'etalonnage décrites précédemment). Pour analyser le composant de type lipide neutre et le composant de tlrpe phospholipide, on utilise respectivement les méthodes enzymatiques Iatro-set TG-E et PL-E (OM) disponibles dans le commerce (Iatron Co.) et l'on obtient 106 mg/dl de composant de type lipide neutre et 219 mg/dl de composant de type phospholipide (on utilise pour le calcul les courbes d'étalonnage de ces méthodes). Les résultats montrent que l'on peut analyser simultanément divers échantillons sans les consommer, comme dans le cas des méthodes disponibles dans le commerce, et en n'utilisant qu'un seul échantillon selon la présente invention. EXEMPLE 11 On mélange soigneusement 165 mg d'une solution aqueuse à 65 % d'un prépolymère photodurcissable (à espacement interplanaire d'environ 200 A et poids moléculaire d'environ 2.700) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation environ 45 et poids moléculaire environ 2.000), de l'acrylatedthydroxyethyle et du diisocyanate d'isophorone, 35 mg d'un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 100 et poids moléculaire d'environ 1.700) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation environ 23),de l'acrylate d'hydroxyéthyle et du diisocyanate d'isophorone, et 20 mg d'une solution à 10 % d'éther éthyliiluii de benzine dans le polypropylèneglycol, et on mélange en outre uniformément le mélange avec 100 ml d'une solution tampon D, 0,01M en Tris/acide chlorhydrique contenant 10 mg de choline-oxydase (8 U/mg). On verse le mélange sur une pellicule de polyester, on le recouvre d'une autre pellicule de polyester et on effectue une photo-irradiation pendant 2 minutes (1 minute par côté) avec une lampe mercure basse tension (fabriquée par Toshiba Electric Co., lampe chimique type FL20BL, 20 W) pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée (activité de choline-oxydase de 23,2 U/g; 200 % de pouvoir d'absorption de l'eau), dans laquelle la cholineoxydase est emprisonnée dans le prepolymère photodurcissable. On découpe la membrane d'enzyme immobilisée en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm (pesant-environ 2,5 mg, activité de choline-oxydase de 0,058 U). De même que dans l'Exemple 10, on prépare une électrode enzymatique comprenant la cholineoxydase immobilisée pour l'analyse des phospholipides. En utilisant cette électrode enzymatique à la place de l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides dans l'Exemple 10, on prépare de la même manière un dispositif analytique. On effectue la mesure sur du sérum sanguin comme échantillon d'essai en utilisant l'appareil de la même manière que dans l'exemple 10. Les résultats montrent que l'on peut déterminer simultanément et de façon satisfaisante le composant de type lipide neutre et le composant de type phospholipide. EXEMPLE 12 Dans un ballon Erlenmeyer de 500 ml, on place 3,0 g de fibres de polyacrylonitrile poreux bien séchées et 3,0 g d'hydrure de lithium et d'aluminium. Au contenu du flacon, on ajoute 200 ml d'éther éthylique sec et on chauffe sous agitation pendant 8 heures sur un bain d'huile à 450C. Après la réaction, on filtre les fibres, on les lave avec de l'éther diéthylique pour enlever l'excès d'hydrure de lithium et d'aluminium et on les lave soigneusement avec de l'eau. On ajoute la fibre dans 100 ml d'acide chlorhydrique lN, on laisse reposer pendant une heure, on lave avec de l'eau, on ajoute à 100 ml d'une solution aqueuse 1N d'hydroxyde de sodium, on laisse reposer pendant une heure, on lave avec de l'eau, on filtre et on déshydrate, et l'on obtient environ 9 g (poids humide) d'une fibre de polyacrylonitrile poreux comportant des groupements amino. On découpe 500 mg de la fibre de polyacrylonitrile aminé à une longueur d'environ 1 à 2 mm, on les place dans 25 ml d'une solution tampon de borate 0,1M (pFI 8,5) contenant 12,5 on de glutaraldéhyde et on laisse réagir pendant 20 minutes en agitant sur un bain de glace.On lave les fibres immédiatement avec 500 ml d'une solution tampon de borate 0,îM refroidie, on les ajoute à 10 ml d'une solution tampon de phosphate O,iM (pH 7,5) contenant 30 mg de cholestérolestérase (1.900 U/mg) fabriquée par Toyo Jozo Company, Ltd.) et 10 mg de cholestérol-oxydase (8,0 U/mg), on laisse réagir à 300C en agitant pendant une heure et on lave avec une solution aqueuse 0,5M de chlorure de sodium puis avec une solution tampon de phosphate 0,1M, pour obtenir une fibre comportant des enzymes immobilisées pour l'analyse du cholestérol, comprenant de la cholestérol-estérase et de la cholestérol-oxydase (activité de la cholestérol-estérase de 1,4 U/mg et activité de la cholestérol-oxydase de 2,2 U/mg). En utilisant 2,8 mg de fibres d'enzyme immobilisée (3,92 U de cholestérol-estéraseet 6,16 mU de cholestérol-oxydase) et une électrode à oxygène, on prépare une électrode enzymatique représentée sur la Figure 2 dans laquelle 1 représente la fibre d'enzyme immobilisée ; 2 un filet de Nylon, 3 une membrane de Teflon, 4 une plaque de platine, 5 une cathode et 6 une membrane de Nuclepore. On utilise cette électrode enzymatique comme celle comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol. On prépare l'appareil analytique décrit dans l'Exemple 10 en utilisant cette électrode enzymatique ainsi que l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du composant de type lipide neutre, préparée dans l'Exemple 10. On obtient un appareil permettant d'analyser simultanément les composants de type lipide neutre et les composants de type cholestérol. On mesure les composants lipidiques dans le sérum sanguin humain en utilisant cet appareil. Dans la cuvette de réaction, on place 1 ml d'une solution tampon de phosphate 0,5M (pH 7,0) contenant 0,1 % de Triton X-100, 2 mM d'ATP et 1 mM de chlorure de magnésium. Après stabilisation de la valeur de l'oxygène dissous (mesurée à 370C), on injecte dans la cuvette de réaction 30 ul d'un échantillon d'essai que l'on a préparé en mélangeant 40 ul d'un sérum sanguin humain et 20 ul d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,0) contenant 2 mg/ml de lipoprotéine-lipase (0,6 U/g et que l'on a fait pré-incuber à 370C pendant 10 minutes. Cn laisse le contenu de la cuvette réagir a 370C. D'après les résultats obtenus sur un enregistreur relié à un appareil de mesure de l'oxygène dissous et équipé d'un différentiateur, on détermine la vitesse maximale de consommation de l'oxygène (dtO2). On détermine des courbes d'etalonnage en analysant simultanément des échantillons d'essai. L'un des échantillons est du sérum sanguin humain ayant une teneur connue en cholestérol, que l'on a préalablement mesurée et calculée en utilisant la méthode enzymatique Iatro-set CHOL-E (Iatron Co., permettant d'analyser le cholestérol total). L'autre échantillon est similaire à celui de l'Exemple 10 pour la détermination de la courbe d'étalonnage du composant de type lipide neutre. Les résultats sont donnés sur la Figure 13 où la courbe o- - o représente la courbe d'étalonnage du composant de type cholestérol et la courbe .----. la courbe du composant de type lipide neutre. D'après les courbes d'étalonnage, on trouve que le composant de type cholestérol (en cholestérol total) dans le sérum sanguin humain mentionné précédemment représente 210 mg/dl et le composant lipidique neutre (en trioléine) représente 103 mg/dl. L'analyse du sérum sanguin humain, selon la méthode enzymatique Iatro-set CHOL-E et la méthode enzymatique Iatro- set TG-E (permettant la détermination des lipides neutres, indique 216 mg/dl de cholestérol total et 106 mg/dl de lipide neutre. Les résultats montrent que le composant de type cholestérol et le composant de type lipide neutre peuvent être analysés simultanément et de façon satisfaisante en utilisant un seul échantillon. Les propriétés physico-chimiques des fibres de polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino sont les suivantes. Propriétés de couleur : légèrement plus jaunes que le poly acrylonitrile poreux de départ. Plus longue est la période de réduction, plus jaunâtre est la couleur. Viscosité : inconnue (non détectable en raison de l'insolubilité dans les solvants suivants) Solubilité dans- les solvants Fibre Fibre de aminée départ DMSO partiellement soluble Boluble : DMF le HNO3 concentré e' solution de KSCN à 65 % " " chloroforme insoluble insoluble acétonitrila " " pyridine il s nitrométhane " " cyclohexane " " éther diéthylique " " dioxanne " " tétrahydroforanne NaOH aqueux à 30 % le % La forme des fibres reste inchangée et non dissoute, et les fibres gardent pratiquement leur épaisseur. Par addition d'eau, la solution dans le solvant devient trouble. La solubilité partielle est prouvée par la perte de poids observée dans l'expérience décrite ci-dessous). On ajoute à 5 ml de DMF 30 mg de chacune des fibres de polyacrylonitrile poreux aminé préparées avec diverses périodes de réduction, on traite thermiquement à 600C pendant 3 minutes, on filtre, on lave à l'eau et on sèche pour déterminer le poids sec. Les résultats sont les suivants. Durée de réduction Perte de poids 5 mn 31,3 % 1 heure 29,0 5 heures 27,0 % Colorimétrie par TNBS : la fibre de départ ne se colore pas, mais la fibre de polyacrylonitrile poreux aminé se colore en orange à jaune, indiquant la présence de radicaux amino. Teneur en radicaux amino : on détermine la teneur en radicaux amine par immobilisation de protéines et d'amino acides sur la fibre de polyacrylonitrile poreux aminé résultant. (1) immobilisation de protéines On ajoute 18 mg de chacune des fibres de polyacrylonitrile poreux amine obtenues après diverses durées de réduction dans 10 ml d'une solution tampon de borate 0,1M (pH 8,5) contenant 12,5 % de glutaraldéhyde, on laisse réagir à 0 C en agitant pendant 20 minutes, on filtre et on lave soigneusement avec une solution tampon de borate 0,1- puis avec une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5). On ajoute immédiatement les fibres dans 2 ml de sérum-albumine de sang de boeuf à 0,3 2, on agite à 300C pendant une heure et on filtre. On sépare le filtrat et l'on détermine la teneur en sérum-albumine sanguine bovine restante selon la méthode de Lowry [J. Biol.Chem. 193 265 (1951)j, ce qui permet de déterminer la quantité de sérum-albumine liée à la fibre de polyacrylonitrile poreux aminé. Par ailleurs, on ajoute directement la fibre de polyacrylonitrile poreux aminé, sans traitement par le glutaraldéhyde, à une solution de sérum-albumine de sang de boeuf et on agite à 300C pendant une heure, pour déterminer la quantité d'albumine absorbée sur la fibre, selon la même manière que décrite précédemment. (2) Immobilisation des amino-acides On traite 18 mg de chacune des fibres de.poly- acrylonitrile poreux amine préparées avec diverses périodes de réduction, par une solution à 12,5 % de glutaraldéhyde de la même façon que dans le paragraphe (1) ci-dessus, puis on les ajoute dans 2 ml d'une solution tampon de phosphate 0,1M (pH 7,5) contenant 0,3 % d'un amino-acide, l'acide glutamique (blu) ou la thréonine (Thr), on agite à 300C pendant une heure et on filtre. On détermine la quantité d'amino-acide combinée à la fibre en déterminant la teneur en amino-acide dans le filtrat à l'aide d'un appareil d'analyse automatique des amino-acides. Dans cet essai, on détermine en utilisant un hydrazide d'amino-acide à la place de l'amino-acide que les amino-acides utilises ne sont pas absorbables sur la fibre. (3) Teneur en radicaux amino.par titrage On ajoute 80 mg de chacune des fibres de polyacrylonitrile poreux aminé préparées avec diverses durées de réduction, dans un mélange de 15 ml d'acide chlorhydrique 2 mM et de 30 ml d'eau distillée et on agite le mélange pendant une heure. On détermine la teneur en radicaux amino dans la fibre comme la quantité d'acide chlorhydrique consomme, par titrage de l'acide chlorhydrique en excès par une solution aqueuse 2 mM d'hydroxyde de sodium. Les résultats des expériences décrites précédemment sont les suivants. TABLEAU 1 Quantité de protéine combinée Sérum-albumine combinée (y/mg) Durée de Traitement par le Absorption à reflux (h) o 10 10 1/6 80 24 0,5 83 27 6 89 42 30 74 51 TABLEAU 2 Quantité d'amino-acide combiné Durée de Amino-acide combiné reflux ( m/g) (h) Glu Thr 0 O 0 0,5 86 51 6 73 120 30 92 84 TABLEAU 3 Teneur d'après la quantité consommée par titrage Durée de Radical amino réduction ( M/g) 5 mn 175 1 heure 263 5 heures 300 8 heures 275 EXEMPLE 13 On prépare un appareil permettant d'analyser simultanément les composants de type cholestérol et les composants de type phospholipide, en installant deux électrodes enzymatiques dans le dispositif analytique décrit dans l'Exemple 10. L'une des électrodes enzymatiques est celle comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides (choline-oxydase), préparée comme dans 1'Exemple 10. L'autre électrode enzymatique est celle comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol (cholestérol-este-rase et cholestérol-oxydase). Dans la cuvette de réaction de l'appareil, on place une solution tampon de phosphate 0,5M (pH 7,0) contenant 0,1 % de Triton X-100. Après stabilisation de la valeur de l'oxygène dissous (mesurée à 370C), on injecte dans la cuvette de réaction 30 ijl de sérum sanguin humain pre--incubé et on laisse réagir à 370C. On a effectué la pré-incubation du sérum sanguin en ajoutant 20 pl d'une solution tampon de phosphate 0,1- (pH 7,0) contenant 100 mg/ml de phospholipase (8 U/mg) à 40 pl du sérum sanguin et en laissant réagir a 370C pendant 10 minutes. On détermine la vitesse maximale de consommation de l'oxygène (dtO2) d'après les résultats obtenus sur un enregistreur relié à un appareil de mesure de l'oxygène dissous équipé d'un différentiateur. D'après ces résultats et les courbes d'étalonnage a on trouve que les deux types de composants lipidiques dans le sérum sanguin humain, c'est-à-dire les composes de type phospholipide et les composés de type cholestérol, peuvent être analysés simultanément de façon satisfaisante, de la même manière que dans les exemples précédents. EXEMPLE 14 On prépare l'appareil représenté sur la Figure 4, dans lequel plusieurs électrodes sont placées à des positions permettant d'empêcher des interférences mutuelles dans le système. L'une des électrodes est celle comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol (cholestérolestérase et cholestérol-oxydase) comme obtenu dans l'Exemple 12. La deuxième et la troisième électrodes enzymatiques sont celles comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres (glycérokinase et oxydase de l'acide L-a glycéro-3-phosphorique) et celles comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides (choline-oxydase), toutes deux préparées comme dans l'Exemple 10. L'appareil est placé dans un dispositif analytique comme représenté sur la Figure 5.Sur les Figures 4 et 5, la référence 7 désigne plusieurs électrodes enzymatiques ; 7-1 désigne l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol ; 7-2 l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres ; 7-3 l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides ; 8 un poste de fixation permettant de fixer les électrodes enzymatiques à distance égale ; 9 la cuvette de réaction d'un diamètre de Il mmet d'une hauteur de 20 mm ; 10 le trou d'entrée de l'échantillon d'essai ; 11 un agitateur ; 12 un élément d'agitation ; 13 un thermostat 14 un appareil de mesure de l'oxygène dissous ; 15 un différentiateur et 16 un enregistreur. A l'aide de cet appareil, on analyse les composants lipidiques dans du sérum sanguin humain comme échantillon d'essai. On place dans la cuvette de réaction 1 ml d'une solution tampon de phosphate 0,5M (pH 7,0) contenant 0,1 % de Triton X-100, 2 mM d'ATP et 1 mM de chlorure de magnésium. Après stabilisation de la valeur de l'oxygène dissous (déterminée à 370C), on injecte dans la cuvette de réaction 30 pl de sérum sanguin humain [que l'on a fait pré-incuber au préalable en ajoutant 20 pl d'une solution tampon de phosphate 0,1M contenant 2 mg/ml de lipoprotéine-lipase (0,6 U/g) et 100 mg/ml de phospholipase (8 U/mg) -dans 40 pl de sérum sanguin et en laissant réagir à 370C pendant 10 minutes), et on laisse le contenu réagir à 370C. On détermine la vitesse maximale de consommation d'oxycène (dtO2) à l'aide de l'enregistreur relié à l'appareil de mesure d'oxygène dissous équipé du différentiateur. On prépare la courbe d'étalonnage pour le composant du type cholestérol en utilisant le sérum sanguin humain ayant une teneur en cholestérol connue, calculee préalablement selon la méthode enzymatique Iatro-set CHOL-E. On prépare la courbe d'étalonnage pour le composant de type lipide neutre en utilisant une solution de glycérol normalisée (250 mg/dl en trioléine). On détermine la courbe d'étalonnage pour le composant de type phospholipide en utilisant une solution de chlorure de choline de concentration connue. Les corrélations entre les résultats de chaque détermination des composants lipidiques dans le sérum sanguin selon ces courbes d'étalonnage et les résultats obtenus selon la méthode enzymatique latro-set CHOL-E (permettant de mesurer le cholestérol total), la méthode enzymatique Iatro- set TG-E (permettant de mesurer les lipides neutres) et latro- set PL-E(OM) (permettant de mesurer les phospholipides), qui sont toutes trois disponibles dans le commerce, sont représentées sur les diagrammes d'éparpillement de la Figure 14 (diagramme d'éparpillement pour le cholestérol total), la Figure 15 (diagramme d'éparpillement pour les lipides neutres) et la Figure 16 (diagramme d'éparpillement pour les phospholipides). D'après ces diagrammes d'éparpillement, on trouve que les équations de régression et les coefficients de corrélation sont les suivants. Composant de type cholestérol équation de régression y = 1,0697X - 0,8341 coefficient de corrélation y = 0,9527 (n=16) Composant de type lipide neutre équation de régression y = 1,36X - 4,92 coefficient de corrélation y = 0,9768 (n=16) Composant de type phospholipide équation de régression y = 1,0718X - 31,0609 coefficient de corrélation y = 0,9565 (n = 16) D'après ces résultats, on trouve que les composants lipidiques peuvent être analyses simultanément de façon satisfaisante, selon la présente invention. EXEMPLE 15 En utilisant l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides, telle que prépare dans l'Exemple 11, à la place de l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides de l'Exemple 14, on prépare un dispositif analytique de la même façon par ailleurs que dans l'Exemple 14. De même que dans l'Exemple 14, cet appareil permet d'analyser simultanément les composants de type cholestérol, les composants de type lipide neutre et les composants de type phospholipide, en utilisant un seul échantillon d'essai et avec des résultats satisfaisants. EXEMPLE 16 De la même manière que dans l'Exemple 10, on immobilise sur une membrane de polyacrylonitrile poreux aminé de la glucose-oxydase (210 U/mg) et de l'oxydase d'acide lactique (enzyme obtenue à partir de Pediococcus sp. B-0668, FER95-P NO 4438, DTP 2924470.0, décrite dans la demande de brevet japonaise No 73619/1978, 12,1 U/m) et l'on obtient une membrane de glucose-oxydase immobilisée (activité de 32 U/g) et une membrane d'oxydase d'acide lactique immobilisée (activité de 30 U/a) respectivement. On découpe ces membranes en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on les installe dans des électrodes à oxygène de la même manière que dans l'Exemple 10 pour préparer des électrodes enzymatiques; En utilisant l'électrode enzymatique comprenant la glucose-oxydase immobilisée, l'électrode enzymatique comprenant l'oxydase d'acide lactique immobilisée, l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol; l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres, et l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides, on prépare un appareil comme représenté sur la Figure 4 selon la manière décrite dans l'Exemple 14.Dans l'appareil, au moins les électrodes enzymatiques comportant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des composants lipidiques sont placées dans des positions telles qu'elles ne se gênent pas mutuellement dans le système. L'appareil est placé dans le circuit analytique représenté sur la Figure 5. Sur les Figures 4 et 5, 7 représente chacune des électrodes enzymatiques mentionnées précédemment (n=5) ; 7-1 désigne l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse du cholestérol ; 7-2 désigne l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres ; 7-3 désigne l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides ; 7-4 désigne l'électrode enzymatique comprenant la glucose-oxydase immobilisée ; 7-5 désigne l'électrode enzymatique comprenant l'oxydase d'acide lactique immobilisée ; et les références 8 à 16 désignent les mêmes éléments que dans l'Exemple 14. Pour la pré-incubation, on ajoute å 40 îjl de sérum sanguin humain 20 pl d'une solution tampon de phosphate 0,îM (pH 7,0) contenant 2 mg/ml de lipoprotéinelipase (0,6 U/g) et 100 mg/ml de phospholipase D (8 U/ng) et on traite le mélange à 370C pendant 10 minutes. En utilisant le sérum sanguin ainsi pré-incubé, on analyse de la même manière que dans l'Exemple 14 les composants lipidiques, le glucose et l'acide lactique dans le sérum sanguin. Les résultats sont donnés ci-dessous, en parallèle avec les résultats de mesures effectuées selon une autre méthode d'analyse du sérum sanguin (méthode enzymatique disponible dans le commerce). Présente Autre invention méthode Composant de type cholestérol 212 mg/dl 216 mg/dl Composant lipidique neutre 105 me/dl 106 mg/dl Composant phospho lipidique 215 mg/dl 219 mg/dl Glucose 102 mg/dl 98 mg/dl Acide L-lactique 1,65 vmole/ml 1,53 pmole/ml Les résultats obtenus selon la présente invention colncident bien avec les résultats obtenus selon l'autre méthode, et les résultats montrent que l'on peut effectuer une analyse simultanée satisfaisante en utilisant un seul échantillon. EXEMPLE 17 De la même manière que dans l'Exemple 10, on immobilise de l'uréase (8,5 U/mg) sur une membrane de polyacrylonitrile poreux' aminé pour préparer une uréase immobilisée sur membrane (activité de 247 U/a).- On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on la fixe à la tête d'une électrode à ammoniac (préparée par Ishikawa Seisakusho, Ltd.) pour obtenir une électrode enzymatique. En utilisant l'électrode enzymatique comprenant l'uréase immobilisée que l'on vient de préparer, l'électrode enzymatique comprenant la olucose-oxydase immobilisée de l'Exemple 15 ; l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des lipides neutres décrites dans l'Exemple 10 ; et l'électrode enzymatique comprenant l'enzyme immobilisée pour l'analyse des phospholipides décrites dans l'Exemple 10, on prépare un appareil comportant plusieurs électrodes enzymatiques (n=4) comme représenté sur la Figure 4, que l'on place dans un dispositif analytique selon la Figure 5. En utilisant ce dispositif, on analyse du sérum sanguin humain de la même manière que dans l'Exemple 10. Au lieu de l'appareil de mesure de l'oxygene dissous, on utilise un appareil de mesure de l'urée (préparé par Ishikawa Seisakusho, Ltd., Japon) pour leélectrode enzymatique préparée à partir de l'électrode à ammoniac. Les résultats sont les suivants et ils coïncident bien avec ceux obtenus selon un autre procédé. Présente Autre invention procédé Composant lipidique neutre 103 mg/dl 108 mg/dl Composant phospholipidique 214 mg/dl 219 mg/dl Glucose 100 mg/dl 98 mg/dl Azote uréique 14 mg/dl 11 mg/dl A la place des électrodes enzymatiques décrites dans les exemples précédents, on peut utiliser de manière similaire les électrodes enzymatiques suivantes comprenant les enzymes immobilisées pour les analyses des composants lipidiques. (a) A la place du prépolymère photodurcissable de l'Exemple 10, on utilise un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 150 A et poids moléculaire d'environ 2.160) comprenant une mole de diisocyanate de xylylène, du polyéthylèneglycol (poids moléculaire 1.500) et 1,1 mole de méthacrylate de 2-hydroxyéthyle, et l'on obtient d'une manière similaire par ailleurs à celle décrite dans l'Exemple 10, une membrane à enzyme immobilisée comprenant une résine photodurcie dans laquelle de l'oxydase d'acide L-a-glycero-3-phosphorique est incluse ou emprisonnée dans le prépolymère photodurcissable (activité de l'enzyme de 40,9 U/g et taux d'absorption de l'eau de 210 t). On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on les fixe à une électrode à oxygène pour obtenir une électrode enzymatique comme décrit dans l'Exemple 10 et comme représenté sur la Figure 1. (b) On mélange en quantités égales un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 100 A et poids moléculaire d'environ 1.510) comprenant une mole de diisocyanate d'hexaméthylène, 500 g de polyéthylèneglycol (poids moléculaire 1.000) et 1,1 mole d'acrylate d'isopropyle et un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 200 et poids moléculaire d'environ 2,510) comprenant une mole de diisocyanate d'hexaméthylène, du poly éthylèneglycol (poids moléculaire d'environ 2.000) et 1,1 mole d'acrylate d'hydroxypropyle. En utilisant le mélange et une solution d'oxydase d'acide L-a-gbjcéro-3-phosphorique contenant 10 mc de glycérokinase, on répète le mode opératoire de l'Exemple 10.On obtient une membrane à enzyme immobilisée comprenant une resine photodurcie dans laquelle de la glycérokinase et de l'oxydase d'acide L-a-glycéro-3-phosphorique sont emprisonnées dans les prépolymères photodurcissables (16,6 U/g de glycérokinase et 44,6 U/g d'oxydase d'acide L-aglycéro-3-phosphorique). On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on les fixe à une électrode à oxygène pour obtenir une électrode enzymatique. (c) A la place du prépolymère photodurcissable de l'Exemple 10, on utilise un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 200 A- et poids moléculaire d'environ 23.100), préparé par addition de 5 parties de N-méthylol- acrylamide à 100 parties d'alcool polyvinylique (degré de saponification de 90 % et poids moléculaire d'environ 22.000) en utilisant par ailleurs un mode opératoire similaire à celui de 1'Exemple 10, pour obtenir une membrane à enzyme immobilisée consistant en une résine photodurcie dans laquelle de l'oxydase d'acide L-a-glycéro-3-phosphorique est emprisonnée dans le prépolymère photodurcissable (activité de 39,2 U/g). On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on les fixe à une électrode à oxygène pour obtenir une électrode enzymatique. (d) En utilisant 215 mg d'une solution aqueuse à 50 % d'un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 150 et poids moléculaire d'environ 2.200) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation environ 34), de l'acrylate d'hydroxyéthyle et du diisocyanate d'isophorone ; 45 mg d'un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 100 A et poids moléculaire d'environ 1.700) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation 23), de l'acrylate d'hydroxyéthyle et du diisocyanate d'isophorone ; 20 mg d'une solution à 10 % d'éther éthylique de benzine dans du polypropylèneglycol ; et 100 ul d'une solution tampon 0,01M Tris/acide chlorhydrique (pH 8,0) contenant 10 mg de choline-oxydase (8 U/mg), on répète le mode opératoire de l'Exemple 11 pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée dans laquelle de la choline-oxydase est incluse ou emprisonnée dans le prépolymère photodurcissable (activité de choline-oxydase 20,5 U/g et taux d'absorption de l'eau de 150 %). On découpe la membrane en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on les fixe à une électrode à oxygène pour obtenir une électrode enzymatique. (e) En utilisant 130 mg d'une solution aqueuse à 65 % d'un prépolymère photoduroissable (espacement interplanaire d'environ 200 et poidsmoiéculaire d'environ 2.700) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation d'environ 45 et poids moléculaire d'environ 2.000), de l'acrylate d'hydroxyéthyle et du diisocyanate d'isophorone ; 70 mg d'un prépolymère photodurcissable (espacement interplanaire d'environ 100 A et poids moléculaire d'environ 1.700) comprenant du polyéthylèneglycol (degré de polymérisation environ 23), de l'acrylate d'hydroxyéthyle et du diisocyanate d'isophorone 20 mg d'une solution à 10 % d'éther éthylique de benzine dans du polypropylèneglycol ; et 100 p1 d'une solution tampon 0,01M de Tris/acide chlorhydrique (pH 8,0) contenant de la cholineoxydase (8 U/mg), on répète le mode opératoire de l'Exemple 11 pour obtenir une membrane d'enzyme immobilisée dans laquelle de la choline-oxydase est emprisonnée dans le prépolymère photodurcissable (activite de la cholin-oxydase de 20,3 U/g et taux d'absorption d'eau de 180 %). On découpe la membrane résultante en morceaux d'environ 5 mm x 5 mm et on les fixe à une électrode à oxygène pour obtenir une électrode enzymatique. EXEMPLE 18 On prépare un dispositif analytique à mesure électrique comme dans l'Exemple 14 en utilisant les électrodes enzymatiques pour l'analyse du cholestérol, l'analyse des lipides neutres et l'analyse des phospholipides comme dans l'Exemple 14. En utilisant un sérum sanguin témoin anormal (Seruclear NA (marque de fabrique) préparé par Nippon Shoji, Japon) pourfaireMes courbes d'étalonnage et du sérum sanguin humain comme échantillon d'essai, on détermine les composants lipidiques à l'aide de l'appareil mentionné précédemment. On place ainsi dans la cuvette de réaction 1 ml d'un liquide comprenant 0,25M de tampon phosphate (pH 7,0) 0,075 % de Triton X-100, 0,02 % de cholate de sodium, I mM de FlgC12 et 0,8 mM de ATP. Après stabilisation de la valeur de l'oxygène dissous, on injecte dans la cuvette du sérum sanguin pour faire les courbes d'étalonnage puis du sérum sanguin humain comme échantillon d'essai (tous deux ayant été préincubés comme décrit ci-dessous), et on les laisse réagir à 370C avec une durée de réaction de 15 à 30 secondes par échantillon et une durée de lavage de 1 à 2 minutes par échantillon, pour déterminer la vitesse maximale de consommation d'oxygène. On mesure simultanément chacun des composants lipidiques dans le sérum sanguin humain en utilisant les courbes d'étalonnage. Les résultats des analyses des composants lipidiques dans le sérum sanguin pour la préparation des courbes d'étalonnage sont les suivants. Cholestérol total 310 mg/dl Lipides neutres 160 mg/dl Phospholipides 280 mg/dl Les résultats des analyses des composants lipidiques dans les sérums sanguins h-umains sérums sanguins -de patients) (représentés dans la colonne S) sont les suivants par rapport aux résultats obtenus par une méthode disponible dans le commerce (Iatron Co., Ltd. ; représentée dans la colonne E). CHOLESTEROL LIPIDE PHOSPHOLIPIDE No. TOTAL NEUTRE S E S E 1 206 179 333 3112 235 248 2 107 120 - 132 163 155 166 3 146 - 147 155 193 170 183 4 284 266 314 333 240 261 5 198 199 122 138 204 213 6 167 171 316 159 168 190 7 194 188 193 242 194 216 8 139 151 100 131 165 187 9 320 287 218 235 287 303 10 180 158 93 133 170 183 11 236 229 225 264 204 242 12 213 194 227 272 185 210 13 177 199 156 192 178 189 14 119 108 47 53 132 154 15 192 161 383 382 205 237 CHOLESTEROL i LIPIDE PHOSPEIOLIPIDE No. TOTAL | NEUTRE S E S E S E 16 132 120 62 88 113 141 17 210 178 92 128 192 202 18 116 102 62 39 123 3117 19 133 119 78 113 130 151 20 190 192 78 109 150 177 282 227 198 218 n=21 n=20 n=21 Y=1,11OX- Y=1,028x- Y=0,999X 7,68 33,68 19,24 &gamma;=0,9534 &gamma;;=0,9905 &gamma;=0,9830 21 242 241 171 189 194 241 22 163 11111 82 11G 139 192 23 135 128 54 93 90 149 24 142 127 89 142 - 25 240 227 77 119 159 225 26 145 129 74 113 115 174 27 182 187 155 223 139 196 28 136 137 88 99 128 156 29 132 140 104 157 118 169 30 132 140 - - - 31 144 128 363 337 183 234 32 116 119 105 136 118 163 33 228 227 123 169 150 217 311 1110 127 99 124 1111 173 35 238 237 129 185 166 225 36 1f36 185 83 113 176 227 37 199 211 132 195 155 212 38 166 160 110 169 123 180 39 228 237 166 221 168 235 40 153 148 75 107 319 167 164 210 176 243 CHOLESTEROL LIPIDE PHOSPHOLIPIDE TOTAL NEUTRE S E S E S R n=20 n=20 n=19 Y=0,979X+ Y=1,068X- Y=0,866X 9,250 49,61 28,453 &gamma;=0,9616 &gamma;0,9481 &gamma;=0,9555 Notes : Explications des mesures effectuées page 30 - le point de formation de bulles est la pression en kg/cm à laquelle de l'air appliqué par dessous une membrane provoque la formation de bulles dans une couche d'eau portée par la membrane - T-10 (%) = O signifie que tout le dextranne (poids moléculaire 10 000) traverse la membrane - T-110 (%) = 76 signifie que 76 % du dextranne (poids moléculaire 110 000) ne traversent pas mais que les 24 % restants peuvent traverser la membrane. REVENDICATIONS 1. Méthode d'analyse de plusieurs données, caractérisée en ce qu'elle consiste à analyser simultanément différents types de composants dans un seul échantillon en utilisant plusieurs électrodes enzymatiques comportant des enzymes immobilisées. 2. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane de polyacrylonitrile poreux comportant des groupements amino activés. 3. Méthode selon l'une ou l'autre des revendications 1 et 2, caractérisée efl ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane ayant les caractéristiques suivantes : densité 0,45 ; épaisseur 70 p ; résistance à la traction 0,3 kg/mm2 ; allongement 6 % ; point de formation de bulles 29 kg/cm2:porosité de 56 % en volume ; coefficient de vitesse de perméabilité à l'eau 4,5 m3/m2 atm. jour stabilité dimensionnelle à la chaleur 100 OC ; retrait de 2 % à 850C (chaleur humide) ; taux d'enlèvement des molécules, T-10 0 ; et l10 (dextranne) 76 % ; et taux de rétention d'eau de 52 % en poids (par rapport au polymère humide). 4. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur de la membrane de coquille d'oeuf 5. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane Nuclepore (membrane de polycarbonate). 6. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane de fibroïne. 7. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane de collagène. 8. méthode permettant d'analyser simultanément plusieurs composants lipidiques, caractérisée en ce qu'elle consiste à disposer plusieurs électrodes enzymatiques comportant chacune au moins une enzyme immobilisée pour l'analyse de composants lipidiques, à des positions telles qu'elles ne se gênent pas mutuellement dans le système, à ajouter un échantillon d'essai au système-pour le faire incuber et à mesurer simultanément les différents composants dans l'échantillon d'essai. 9. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite enzyme permettant l'analyse des composants lipidiques est choisie dans le groupe des enzymes permettant l'analyse des phospholipides, des enzymes permettant l'analyse du cholestérol et des enzymes permettant l'analyse des lipides neutres. 10. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une résine macromoléculaire organique poreuse par adsorption ou liaison covalente. 11. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée est incluse ou emprisonnée dans un prépolymère photodurcissable. 12. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur un support comprenant des polyamides naturels ou des polyamides synthétisés, par inclusion ou liaison covalente. 13. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée permettant l'analyse des composants lipidiques est une enzyme permettant l'analyse des phospholipides, immobilisée sur une résine macromoléculaire organique poreuse par adsorption ou liaison covalente, ou incluse ou emprisonnée dans un prépolymère photodurcissable. 14. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite enzyme immobilisée pour l'analyse des composants lipidiques est une enzyme permettant l'analyse du cholestérol, immobilisée sur une résine macromoléculaire organique poreuse par adsorption ou liaison covalente. 15. Méthode selon la revendication 14, caractérisée en ce que ladite résine macromoléculaire organique poreuse est une fibre de polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino, ou un de ses dérivés. 16. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que les enzymes immobilisées pour l'analyse des composants lipidiques comprennent des enzymes permettant l'analyse des lipides neutres, incluses ou emprisonnées dans un prépolymère photodurcissable. 17. rlethode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ladite électrode enzymatique est du type d'électrode qui capture le composant consommé ou formé au cours de la réaction enzymatique des enzymes permettant l'analyse des composants lipidiques. 18. Méthode selon la revendication 17, caractérisée en ce que ladite électrode capturant le composant consommé est une électrode à oxygène. 19. Méthode selon la revendication 19, caractérisée en ce que ladite électrode capturant le composant formé est une électrode à peroxyde d'hydrogène. 20. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ledit échantillon d'essai est un fluide corporel. 21. Appareil permettant l'analyse de plusieurs données, caractérisé en ce qu'il comporte plusieurs électrodes enzymatiques comprtant des enzymes immobilisées, placées en positions telles qu'elles ne se gênent pas mutuellement dans le système. 22. Appareil selon la revendication 21, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane de polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino activés. 23. Appareil selon la revendication 21, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur de la membrane de coquille d'oeuf. 24. Appareil selon la revendication 21, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane Nuclepore (membrane de polycarbonate). 25. Appareil selon la revendication 21, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane de fibrolne. 26. Appareil selon la revendication 21, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane de collagène. 27. Appareil selon l'une ou l'autre des revendications 21 et 22, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une membrane ayant les caractérisitiques suivantes : densité 0,45 ; épaisseur 70 p résistance à la traction 0,3 kci/mm2 ; alloneement h point de formation de bulles 29 kg/cm ; porosité de 56 % en volume coefficient de vitesse de perméabilité à l'eau 4,5 m /m atm. jour ; stabilité dimensionnelle à la chaleur 100 0C ; retrait de 2 t à 850C (chaleur humide) ; taux d'enlèvement des molécules, T-10 0 t , 1L110 (dextranne) 76 % ; et taux de rétention d'eau de 52 en poids (par rapport au polymère humide). 28. Appareil selon la revendication 21, caractérisé en ce que lesdites électrodes enzymatiques comportant des enzymes immobilisées sont placées à distances égales à l'extérieur d'un trou d'entrée pour l'échantillon d'essai. 29. Appareil permettant de mesurer simultanément des composants lipidiques, caractérisé en ce qu'il comporte plusieurs électrodes enzymatiques comportant au moins une enzyme immobilisée permettant l'analyse des composants lipidiques, électrodes qui sont placées en des positions telles qu'elles ne se gênent pas mutuellement dans le système. 30. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que ladite enzyme permettant l'analyse des composants lipidiques est choisie dans le groupe des enzymes permettant l'analyse des phospholipides, des enzymes permettant l'analyse du cholestérol et des enzymes permettant l'analyse des lipides neutres. 31. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur une résine macromoléculaire organique poreuse par adsorption ou liaison covalente. 32 Appareil selon la revendication 31, caractérisé en ce que ladite résine macromoléculaire organique poreuse est une membrane ou une fibre de polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino ou un de ses dérivés. 33. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est incluse ou emprisonnée dans un prépolymère photodurcissable. 34. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que ladite enzyme immobilisée est immobilisée sur un support qui est constitué de polyamides naturels ou de polyamides synthétisés, par inclusion ou liaison covalente 35. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que les enzymes immobilisées pour l'analyse des composants lipidiques sont des enzymes permettant l'analyse des phospholipides, immobilisées sur une résine macromoléculaire organique poreuse par adsorption ou liaison covalente, ou incluses ou emprisonnées dans un prépolymère photodurcissable. 36. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que les enzymes immobilisées permettant l'analyse des composants lipidiques comprennent les enzymes permettant l'analyse du cholestérol, immobilisées sur une résine macromoléculaire organique poreuse par adsorption ou liaison covalence. 37. Appareil selon la revendication 36, caràctérisé en ce que ladite résine macromoléculaire organique poreuse est une fibre de polyacrylonitrile poreux comportant des radicaux amino ou un de ses dérivés. 38. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que lesdites enzymes immobilisées pour l'analyse des composants lipidiques comprennent les enzymes permettant l'analyse des lipides neutres, incluses ou emprisonnées dans un prépolymère photodurcissable. 39. Appareil selon la revendication 29, caractérisé en ce que l'électrode enzymatique est du type d'électrode qui capture le composant consommé ou formé au cours de la réaction enzymatique permettant l'analyse des composants lipidiques. 40. Appareil selon la revendication 39, caractérisé en ce que ladite électrode capturant le composant consommé est une électrode à oxygène. 41. Appareil selon la revendication 39, caractérisé en ce que ladite électrode capturant le composant formé est une électrode à peroxyde d'hydrogène.