La présente invention est relative à des techniques à ADN de recombinant. De manière plus particulière, conformément à son aspect le plus large, la présente invention concerne un procédé de préparation d'oligopeptides ou de polypeptides par la mise en oeuvre de techniques à ADN de recombinant en utilisant un codage à gène synthétique pour un polymère récurrent du polypeptide ou de l'oligopeptide voulu. La présente invention concerne également un tel gène synthétique et la préparation de ce derniers La synthèse de peptides par des moyens chimiques est un procédé laborieux qui devient progressivement moins efficient avec l'accroissement de la longueur du peptide. D'autre part, la préparation de peptides par des microorganismes au cours d'un procédé de fermentation ne varie pas d'eficacité ou d'e9lcience en fonction de la longueur du peptide produit. Cependant, dans les organismes utilisés lors de la mise en oeuvre de procédés à ADN de recombinant, les peptides courts sont métaboliquement instables Par exemple, il est connu que le peptide appelé somatostatine, qui se compose de 14 amino-acides, n'est pas stable lorsqu' il est directement produit dans E. coli. On parvient à la stabilité dans ce cas en liant le peptide à une protéine d'E. coli normale et en scindant ensuite ce produit de fusion. (Itakura K. et colle, Science, 198, 1056 - 1063 (1977)). Dans le procédé conforme à la présente inven- tion, on parvient à la stabilité et à un rendement accru par ltutilisation d'un gène synthétique contenant de multiples répétitions de la séquence codant pour un petit peptide souhaité. Le produit est, par conséquent9 une grosse molécule qui est métaboliquement plus stable dans E. coli que le petit peptide. La scission subséquente de la grosse molécule engendre le peptide plus petit qu'il contient et avec un rendement molaire supérieur à celui que l'on obtiendrait si le petit peptide avait été directement préparé en utilisant un gène monomère, mtme si le petit peptide était métaboliquement stable. Selon l'une de ses formes de réalisation, la présente invention concerne un gène synthétique qui comprend, dans le brin de codage, des codons pour les aminoacides d'un peptide souhaité en répétition tandem. Par l'expression "répétition tandem, on entend dans le présent mémoire la répétition de la séquence de codons selon une progression linéaire le long de la molécule d'ADN, avec la même polarité et sans interruption. Le brin complémentaire ou non codant du gène synthétique contient une séquence spécifiée par la séquence du brin codeur, conformément aux règles acceptées de l' appariement de bases d'acides nucléiques. Selon une autre de ses formes de réalisation, la présente invention concerne un procédé de préparation d'un tel gène synthétique, caractérisé en ce qu'il comprend l'auto-assemblage et la liaison et l'éventuel réappariement d'une multiplicité d'oligonucléotides appropriés, l'assemblage pour obtenir le caractère récurrent étant obtenu par des extrémités chevauchantes autocomplémentaires aux extrémités du groupe d'oligonucléotides qui, à l'état assemblé, comprend l'unité récurrente du gène. Selon une autre de ses formes de réalisation, la présente invention concerne également un vecteur de plasmide, caractérisé en ce que l > on y a inséré, en un site d'insertion voisin d'un promoteur bactérien et en aval d'un site de liaison de ribosome procaryote, un gène synthétique tel que décrit plus haut, de manière que le gène soit sous contrôle d'un promoteur bactérien. Selon une autre de ses formes de réalisation encore, la présente invention concerne une cellule qui a été transformée par le fait que l'on y a inséré un vecteur de plasmide tel que décrit ci-dessus. Selon encore une autre de ses formes de réalisation, la présente invention concerne également un procédé pour l'expression d'un peptide, caractérisé en ce qu'il comprend la culture d'une telle cellule. Comme on l'a indiqué plus haut, les brins du gène synthétique se préparent à partir d'une série d' oligonucléotides courts que l'on prépare eux-mêmes en unissant mutuellement les nucléotides voulus par mise en oeuvre de procédés connus, dans un ordre spécifié, par les codons des amino-acides du peptide souhaité et en suivant les règles décrites avec de plus amples détails ci-dessous. Les oligonucléotides du brin codeur et du brin complémentaire du gène forment un jeu chevauchant correspondant à la structure générale suivante 5' a, b c d e f 3' I I 3t ! I b c d e f a c d , d 1 e f a La structure montrée dans cette illustration se compose de six oligonucléotides, trois dans chaque brin.Cependant, la structure peut être assemblée à partir de n'importe quel nombre de paires d'oligonucléotides à partir d'une paire vers le haut, à condition que (1) les régions appariées désignées a1 et a2, b1 et b2, c1 et c2, ... contiennent des séquences de bases de nucléotides qui sont complémentaires dans la paire, mais non des séquences de n'importe quelle autre paire, 1 chacun e 2 1 régions a, b, 2 1 (2) ... chacune de ces régions a, a, b , b , c c2, ... contienne au moins quatre bases de nucléotides et (3) la somme des bases de nucléotides dans chaque brin qui, à l'état assemblé, comprend éventuellement la longueur récurrente du polymère, soit divisible par trois. Lorsque l'on mélange un Jeu d'oligonucléotides de ce caractère, les régions complémentaires des paires d'oligonucléotides s'hybrident de manière à engendrer des structures de poids moléculaire élevé dans lesquelles les séquences des oligonucléotides (a1-f1 dans l'illustration susmentionnée) se répètent en tandems de quelques fois à de nombreuses fois, dans des molécules différentes.Dans le procédé subséquent, il est souhaitable de maximiser le nombre de polymères qui possèdent, dans la séquence, a à leurs extrémités 5'. Ceci s'obtient en mélangeant les oligonucléotides a1 b1, c1 d1 e1 1 b2 c2 et d e de l'illustration ci-dessus en quantités équimolaires et en ajoutant subséquemment ltoligonucléotide f2 a2 en une quantité inférieure à la quantité équimolaire.Etant donné que les compléments de a1 et f1 sont présents en quantités sub-molaires, la plupart des polymères se terminent en a et fi. Dans le cas général, l'oligonucléotide terminal 5' du jeu complémentaire s'ajoute au mélange de polymérisation en une quantité qui est inférieure à la proportion équimolaire.par rapport aux autres oligonucléo- tides qui sont-tous-présents en quantités équimolaires. Les "coupures-" dans les chaines, où des oligonucléotides adjacents dans la channe se juxtaposent, peuvent etre unies par l'emploi de l'enzyme autest l'ADN ligase (EC 6.5.1.1), qui constitue un procédé connu. Les molécules ainsi préparées comporteront des extrémités monocaténaires. Celles-ci peuvent être transformées en la forme appelée "extrémité émousséen par l'utilisation de l'enzyme qu'est l'ADN-polymérase I (EC 2.7.7.7), par mise en oeuvre d'un procédé connu. Les molécules ainsi obtenues peuvent etre clonées en cellules microbiennes compétentes, en particulier E. coli, en utilisant-un vecteur souhaité. Plus spécialement, on peut utiliser un vecteur de plasmide choisi dans la série appelée npWT" (voir, par exemple, Tacon et coîl., Molec. Gen. G-et., 177, 427, 1980), le choix du vecteur étant réalisé de telle manière que le gène synthétique, lorsqu'il est inséré dans l'orientation correcte, soit lu dans le cadre de lecture de traduction voulu. La figure 1 des dessins annexés illustre un schéma de production d'un plasmide de recombinant (pWT 121 (asp-phe)n) qui contient le gène récurrent pour (asp-phe)n dans le phasage d'ADN correct pour l'expression d'une protéine à (asp-phe)n. L'ADN du plasmide, représenté au sommet du schéma, est coupé avec l'enzyme de restriction Hind III et est ensuite réapparié avec l'ADN-polymérase I d'E. coli pour engendrer une molécule à extrémité émoussée. Le codage de polymère pour (asp-phe)n, montré à la partie inférieure du schéma, comporte son extrémité 5' initialement saillante réappariée de manière similaire, de façon à engendrer une autre molécule à extrémité émoussée. L'union de ces deux espèces d'extrémités émoussées avec la T4 ADN ligase engendre l'ADN de recombinant, montré au centre du schéma, comportant le phasage d'ADN correct pour ltexpres- sion de (asp-phe)n. Le clonage de ce gène, le choix des colonies bactériennes, la détection du polypeptide produit de l'expression du gène et l'extraction et la purification du polypeptide, peuvent tous se réaliser par mise en oeuvre de procédés connus. Ce polypeptide peut ensuite autre clivé soit de manière enzyiatique en utilisant des enzymes spécifiques, soit par voie chimique, par exemple par l'emploi de bromure de cyanogène de façon à scinder ou cliver les chaRnes polypeptidiques à des résidus de méthionine. Ainsi que les spécialistes de la technique le comprendront parfaitement bien, la présente invention trouve de nombreuses applications Entre autres, on peut appliquer la présente invention aux hormones peptidiques que sont l'ocytocine, la vasopressine et la somatostatine, aux enképhalines (pentapeptides opiacés) et aux peptides qui règlent l'appétit. A des fins d'illustration, on décrira à présent une forme de réalisation particulière de la présente inven tion, avec de plus amples détails, en se référant plus particulièrement à l'édulcorant qu'est le produit appelé "Aspartame". L'Aspartame est un édulcorant artificiel à faible teneur en calories que l'on peut décrire chimiques ment comme étant l'ester méthylique de l'aspartylphényl alanine. L 'Aspartame est couramment produit par une synthèse chimique à étapes multiples. En raison de son emploi comme édulcorant, la consommation totale d'Aspartame est potentiellement très importante et il existe par conséquent un intérSt considérable à la mise au point de préparations par l'intermé- du aire desquelles on puisse commodément obtenir cette matière à grande échelle. On a trouvé que l'on pouvait préparer l'Aspartame par la mise en oeuvre d'un procédé à échelle potentiellement importante, basé sur des techniques à ADN de recombinant, conformément auxquelles on insère un codage ou code de gène synthétique pour lttaspartyl-phénylalanine)n dans un vecteur de clonage possédant un promoteur bactérien maitrisable en amont du et sensiblement adjacent au site d'insertion et on peut utiliser le vecteur pour transformer des cellules bactériennes à partir desquelles le polypeptide exprimé peut étre obtenu, polypeptide que ton peut ensuite scinder de façon à obtenir l'aspartyl-phénylalanine et, par conséquent, 1 'Aspartame. Par conséquent, selon une autre de ses formes de réalisation, l'invention a également pour objet un gène synthétique pour l'expression du polypeptide récurrent (aspartyl-phénylalanine)n, caractérisé en ce qu'il comprend une molécule d'ADN à double brin ou bicaténaire comportant, dans le brin codeur, au moins deux trimères de nucléotides codant pour ltexpression de l'acide aspartique (Asp) et, en alternance avec ceux-ci, au moins deux trimères de nucléotides codant pour l'expression de la phénylalanine (Phe) et, dans l'autre brin, des séquences nucléotidiques récurrentes et alternantes, complémentaires des séquences codant (Phe) et (Asp). Le brin codeur du gène synthétique, c'est-à-dire celui qui code pour le polypeptide récurrent (Asp-Phe)n, peut par conséquent Btre représenté comme codant 5' - (Asp - Phe - Asp - Phe) - 3' où n représente un nombre entier, par exemple allant jusqu'à plusieurs centaines. Il existe deux codons possibles pour Phe, à savoir (T-T-T) et (T-T-C) et deux codons possibles pour Asp, à savoir (G-A-T) et (G-A-C) et on peut utiliser ces codons en n'importe quelle permutation avec des séquences complémentaires correspondantes dans l'autre brin. Par exemple, le brin codeur peut être une séquence de nucléotides comme suit avec un brin complémentaire comportant la séquence 3' -A-A-A-G-C-T-G-A-A-G-C -T-A-A-A-G-C-T-G-A-A- 5' Dans ce cas, on utilise le (T-T-C) comme séquence codant pour la phénylalanine et les deux codons (G-A-C) et (G-A-T) alternent pour l'acide aspartique. Les autres permutations et combinaisons-possibles de la séquence des nucléotides pour les brins codeur et complémentaire apparaitront clairement aux spécialistes de la technique. Le gène d'Aspartame synthétique conforme à la présente invention peut être préparé par la polymérisation d'un fragment bicaténaire d'ADN constitué de deux brins dodécanucléotidiques, l'un comportant la séquence pour l'expression de (Asp-Phe)2, le brin codeur et l'autre lui étant complémentaire, à savoir le brin complmentaire, Par conséquent, selon une autre de ses formes de réalisation, la présente invention concerne un procédé caractérisé en ce que l'on réalise une première séquence dodécanucléotidique codant pour I 'aspartyl-phénylalanine, en liant mutuellement des nucléotides monomères appropriés, en réalisant une seconde séquence dodécanucléotidique complémentaire à la première séquence, en phosphorylant les deux dodécanucléotides en utilisant la T4-polynucléotidekinase et en mélangeant mutuellement les première et seconde séquences de façon à former une structure d'ADN à double brin. Les brins dodédanucléotidiques peuvent être synthétisés chacun à partir des monomères respectifs qui sont protégés par les groupes bloqueurs de manière connue et liés par la méthodologie classique au phosphotriester (voir, par exemple, Hsiung et coll., Nucleic Acids Research, 6, 1371 - 1385 (1979)), les dodécamères ainsi obtenus étant débloqués et subsequemment purifiés. Après la purification et la phosphorylation à l'aide de la T4polynucléotide-kinase (E.C. 2.7.1.78), les brins codeur et complémentaire sont mutuellement mélangés avec pour résultat la formation de structures bicaténaires par liaison hydrogène.On a constaté qu'en utilisant le dodécamère codant pour (Asp-Phe)2 pour le brin codeur et un brin complémentaire dodécanucléotidique correspondant, on obtenait des structures bicaténaires extrêmement stables résultant du chevauchement de six bases des brins, qui, pour 1' exemple précédemment donné, se représentent comme suit 5' pT-T-T-C-G-A-C-T-T-C-G-A 3' 3' G-A-A-G-C-T-A-A-A-G-C-Tp 5' La polymérisation linéaire des structures bicaténaires susmentionnées s'obtient par incubation avec la T4-ADN ligase (EC 6.5.1.1) de manière à engendrer de longs polymères de longueur stochastique. Après la séparation de la matière non liée, on constate que l'on obtient une gamme de polymères contenant de 2 à 500 et plus de 500 répétitions des unités de base. La présente invention concerne également un procédé pour l'expression de l'(aspartyl-phénylalanine) n' caractérisé en ce que l'on insère un gène synthétique tel que décrit plus haut dans un site d'insertion d'un vecteur de plasmide lisant dans la phase correcte pour le gène inséré, le site d'insertion étant adjacent à un promoteur bactérien et en aval d'un site de liaison de ribosome procaryote, en ce que l'on transforme des cellules microbiennes compétentes en utilisant le vecteur de plasmide ainsi obtenu, en ce que l'on cultive les cellules transformées et en ce que l'on récolte le peptide exprimé. Au surplus, le produit polymère est considéré comme nouveau et la portée de l'invention s'y étend également. La présente invention concerne également un procédé de préparation de l'Aspartame (l'ester méthylique de l'aspartyl-phénylalanine),-caractérisé en ce que 1 on insère le gène synthétique susmentionné dans un vecteur de clonage de plasmide, par exemple pWT 121, conçu pour lire dans la phase correcte pour l'expression du gène inséré et possédant un promoteur bactérien en amont du et adjacent au site d'insertion.On peut utiliser le vecteur de plasmide pour transformer des cellules de E. coli HB 101, le (Asp-Phe)n exprimé peut être récolté et soumis à une scission enzymatique en utilisant une enzyme spécifique pour les amino-acides avec des channes latérales aromatiques, comme la subtilisine (E.C. 3.4.4.16), la chymotrypsine (E.C. 3.4.4.5) ou la protéinase K (E.C. 3.4.21.14), de manière à obtenir l'aspartyl-phénylalanine qui est méthylée de façon à engendrer l'Aspartame. L'enzyme utilisée peut se présenter sous une forme soluble ou, de préférence, elle peut être immobilisée sur un support solide.La méthylation peut s'effectuer par mise en oeuvre de moyens chimiques classiques, ou bien elle peut s'effectuer par une réaction d'échange avec l'enzyme en présence de méthanol ou bien encore par la méthanolyse enzymatique directe du polymère. Il faut bien comprendre que, étant donné la nature triplet du code génétique le gène peut être lu dans n'importe laquelle de trois phases et qu'il est, par conséquent, essentiel pour un gène, d'utiliser, à titre de vecteur de plasmide, un vecteur de plasmide qui assure la traduction dans le châssis ou cadre de lecture correct. Il a été découvert qu'un vecteur de plasmide préféré à utiliser pour la mise en oeuvre du procédé con- forme à l'invention était un vecteur de plasmide choisi dans la série appelée "pWT" susmentionnée. Fondamentalement, les plasmides de la série p1T comprennent un site de restriction d'Hind III (E.C. 3.1.23.21) adjacent à un promoteur de tryptophane d'E. coli clone Par la restriction à l'Hind III et l'insertion de liants d'Hind III, il est possible de construire, dans la série pWT, des plasmides capables de traduire dans tous les châssis ou cadres de lecture, ces plasmides étant pWT 111, pWT 121 et pWT 131, comme décrit dans la référence sus- mentionnée. La transcription et la traduction de l'ADN inséré dans les plasmides de la série pA s'effectuent sous le contrôle direct et puissant du tryptophane; ainsi, en pre- sence de tryptophane, l'opéron est réprimés tandis qu'en l'absence de tryptophane, il est déréprimév Les plasmides de la série plE possèdent égale- ment, dans la région suivant immédiatement le site Hind III, le gène pour la résistance à la tétracycline, si bien qu' après l'insertion de l'ADN, la transcription et la traduc tion puissent aisément être confirmées, étant donné que lorsqu t elle s'est produite, la résistance à la tétracycline est maintenue. Dans une forme de réalisation préférée du procédé suivant l'invention, on insère par conséquent le gène synthétique dans le plasmide approprié de la série pWT, c'est-àdire le plasmide appelé "pWT 121. Ce plasmide est schématiquement illustré sur la figure 2 des dessins ci-annexés et possède les caractéristiques qui suivent : longueur moléculaire de 4837 bp; un site Hpa I (E.C. 3.1.23.23); un site Hind III à 206 bp du site Hpa I; un site Bam HI (E.C. 3.1.23.6) à 353 bp du site Hind III; un site Sal I (E.C. 3.1.23.37) à 275 bp du site Bam HI; un site Pst I (E.C. D.1.23.31) à 2958 bp du site Sal i et à 1045 bp du site Hpa I; le gène pour la résistance à la tétracycline s'étendant de la région du site Hpa I jusqu'au-delà du site Sal I;le gène pour la résistance à l'ampicilline se situant dans la région du site Pst I et la partie clonée de l'opéron trp comprenant la région située entre le promoteur et la première partie du gène E entre les sites Hpa I et Hind III. Le gène d'Aspartame synthétique conforme à la présente invention a été cloné dans du pWT 121 comme suit On a soumis le plasmide pWT 121 à une restriction avec 1 'enzyme Hind III de façon à obtenir une molécule linéaire que l'on a ensuite traitée par de 1'ADN- polymérase et tous les quatre désoxyribonucléosidestriphosphates, de façon à produire des "extrémités émoussées totalement appariées à des bases.On a ensuite traité la molécule à extrémités émoussées par de la phosphatase alcaline bactérienne (E.C. 3.-I .3.1) de façon à enlever les 5'-phosphates. On a alors préparé le plasmide pour l'insertion dans le gène synthétique que l'on a préalablement traité comme suit On a traité le gène synthétique par de 1'ADN- polymérase d'E. coli et tous les quatre désoxyribonucléosides-triphosphates de façon à produire des extrémités émoussées et on a séparé les gènes ''réappariésl' de l'enzyme et des petites molécules. On a mélangé l'ADN de vecteur à extrémités émoussées et le gène à extrémités émoussées dans un rap-. port variant de 1:1 à 1:2 et on les a mutuellement liés avec de fortes concentrations de T4-ADN-ligase, de façon à obtenir la série de plasmides "pWT 121/(asp-phe)n". Les calibres des entités insérées clonées, déterminés par digestion à l'enzyme de restriction, se sont révélés autre de 60 à 900 bp (c'est-à-dire de 5 à 75 répétitions de l' unité dodécanucléotidique). On utilise les plasmides pWT 121/(asp-phe)n, préparés de la manière décrite plus haut, pour transformer des cellules d'E. coli, de manière connue, par exemple, par l'exposition de cellules traitées par du chlorure de calcium au plasmide pWT/(asp-phe)n. On cultive les cellules transformées de manière connue dans un milieu ne contenant pas de tryptophane et contenant, de préférence, l'inducteur qu'est l'acide 8-indoleacrylique, on exprime une protéine constituée essentiellement d'(asp-phe)n qui, après scission enzymatique et méthylation, produit lester méthylique de l'aspartyl-phénylalanine voulu, à savoir l'Aspartame. Comme on l'a mentionné plus haut, on obtient classiquement l'Aspartame par une synthèse chimique à étapes multiples. On utilise la L-phénylalanine comme intermédiaire pour la mise en oeuvre de cette synthèse classique. La présente invention concerne également la préparation de la L-phénylalanine qui est-intéressante pour cette synthèse classiques Lorsque l'on produit la phénylalanine par l'intermédiaire d'une synthèse chimique, on obtient ce produit sous la forme de racémique qui. doit être résous avant que l'on puisse obtenir lSisomère L et cette résolution constitue une étape supplémentaire et conteuse de la mise en oeuvre du procédé en question. Lorsqu'on l'obtint par la mise en oeuvre du procédé suivant l'invention, on obtient directement la phenylalanine sous la forme de lsisomère L. Par conséquent, la présente invention concerne aussi un procédé de préparation de la L-phénylalanine, caractérisé en ce que l'on traite le peptide (asp-phe)n, isolé d'une culture de cellules d'E. coli portant des plasmides incorporant le gène d'Aspartame synthétique, par un agent d'hydrolyse acide ou enzymatique et en ce que l'on sépare la L-phénylalanine voulue de l'hydrolysat. Ce procédé engendre par conséquent aussi l'acide L-aspartique et la portée de la présente invention s'étend également à un tel procédé. Les agents d'hydrolyse préférés comprennent l' acide chlorhydrique ou la carboxypeptidase (E.C. 3.4.12.x), l'aminopeptidase (E.C. 3.4.11.x) ou des endopeptidases aspécifiques. La séparation des produits d'hydrolyse peut se réaliser par mise en oeuvre de procédés connus. Les exemples qui suivent illustrent la présente invention sans pour autant limiter cette dernière. EtEiPLE 1 (asp-phe)n Synthèse de dodécanucléotides On a synthétisé les deux dodécanucléotides, TpCpGpApApApTpCpGpApApG et TpTpTpCpGpApCpTpTpCpGpA, par une méthodologie classique au triester, telle que décrite, par exemple, par Hsiung, Loc cit, et conformément au schéma réactionnel illustré sur la figure 3 des dessins ci-annexés où N représente Gis obu, T, çbz ou AbZ. Les dodécanucléotides totalement protégés furent débloqués avec de l'acide benzènesulfonique à 2 /0 p/v, du fluorure de tétraéthylammonium 0,1 M dans un mélange de tétrahydrofuranne, de pyridine et d'eau (8:1:1 en volume), puis par traitement à l'ammoniac. On a purifié les dodécanucléotides débloqués par chromatographie en phase liquide sous haute pression sur du "Partisil 10 SAX" (silice microparticulaire qui a été dérivée à l'aide de groupes ammonium quaternaire (QMatman)). Polymérisation de dodécanucléotides On a phosphorylé chaque dodécanucléotide synthétique (2 Bg) dans un milieu de réaction de 10 yl contenant de 10à 50 ;iCi de Y 32P-ATP, 50 mM de Tris-Cl de pH 7,8 ,5 mM de chlorure de magnésium, 0,25 mM d'ATP non marqué, 10 mM de mercaptoéthanol et 3 unités (1 unité est la quantité qui provoque le transfert de 1 nanomole de 32P-phosphate de Y 32P)-ATPursltextrémité 5'-hydroxy d'un polynucléotide, en 30 minutes, à 370C, dans les conditions d'essai normales, voir, par exemple, Richardson, Nucleic Acids Research, 2, 815) de T4 polynucléotide kinase (E.C. 2.7.1.78).Après 60 minutes à 370C, on a mélangé les deux dodécanucléotides, on a ajouté de l'ATP non marqué pour amener l'ATP jusqu'à 1 tnM, en même temps que 0,1 unité (1 unité est la quantité qui convertit 100 monomoles de d(A-T)1000 en une forme résistant à l' exonucléase III, en l'espace de 30 minutes, à 300C, dans des conditions d'essai normales, voir, par exemple, Modrich et Lehman, J. Biol Chem., 245, 3626 (1970)) de T4 ADN ligase (E.C 6.5.1.1) et on a incubé le mélange réactionnel pendant 24 heures à 250C. On. a enlevé l'ATP et les nucléotides monomères non liés par descente à travers une colonne (20 cm x 0,8 cm) de l'Sephadex G-5011 (polymère de dextrane modifié, réticulé, particulaire, superfin (Pharmacia)) dans du chlorure de sodium 50 mN, du Tris-Cl 10 mN de pH 7,5 , et du dodécylsulfate de sodium (SDS) 0,2 O/o p/v. On a concentré les polymères bicaténaires par précipitation à l'méthanol Après sepaxa- tion, on a constaté que le produit était un mélange de polymères d'une longueur stochastique. contenant de 2 à plus de 500 répétitions des unités de base. Clonage du gène synthétique (a) Réappariement de l'extrémité émoussée du gène synthétique On a incubé 2 g de polymère préparé de la maniere décrite plus haut dans un mélange de 40 1 de 50 mM de Tris-Cl de pH 7,8 3 de 5 mN de chlorure de magnésium, de 1 mN de mercaptoéthanol, de 0,125 mM de chacun des quatre désoxynucléotides triphosphates et de 2 unités (1 unité est la quantité qui provoque 1'incorpo- ration de 10 nanomoles de nucléotide dans une forme précì- pitable à l'acide, en 30 minutes, à 37 C, dans des conditions d'essai normales en utilisant du-poly d (A-T) à titre de gabarit, voir, par exemple, Richardson et colzas J. Biol. Chem., 239, 222, (1964)) de E. coli ADN polyme- rase I (E.C. 2.7.7.7). On a incubé le mélange pendant 20 minutes à 10 C et on a utilisé le mélange sans autre purification. (b) Préparation du vecteur de clonage pWT 121 On a provoqué la digestion de 50 Rg d'ADN de pWT 121 par un excès double d'Hind III (E.C. 3.1.23.21). On a extrait le mélange deux fois avec un égal volume de phénol et on l'a précipité à l'éthanol. On a procédé au réappariement avec de l'ADNpolymérase d'E. coli pour engendrer des extrémités émoussées de la manière décrite en (a) ci-dessus. On a ensuite traité l'ADN à extrémités émoussées par de la phosphatase alcaline bactérienne (E.C. 3.1.3.1), de façon à enlever les phosphates terminaux et à empêcher la recircularîsation de l'ADN au cours de la liaison subséquente. On a incubé~l'ADN pendant 30 minutes à 370C, en présence d'un excès double de l'enzyme dans 10 m! de Tris-Cl de pH 7,5 et du SDS 0,1 /0. On a ensuite extrait le mélange de manière exhaustive à l'aide de phénol, on l'a lavé à plusieurs reprises avec du chloroforme et on l'a ensuite précipité à l'éthanol. (c) Liaison des extrémités émoussées Le dodécanucléotide polymère à extrémités émoussées de (a) ci-dessus et l'ADN de plfT 121 à extrémités émoussées de (b) ci-dessus' ont été mélangés en une proportion pondérale de 1:1 et liés à 150C à 0,2 unité de T4 ADN-ligase dans un mélange de 20 l contenant 50 mN de Tris-Cl de pH 7,8 , 50 mM de chlorure de magnésium, 1 mM d'ATP et 10 mN de mercaptoéthanol. Après 24 heures, les plasmides de recombinaison pWT 121/(asp-phe)n étaient pr & s à l'emploi pour transformer des cellules d'E. coli. Transformation et expression de gène On a transformé des cellules d'E. coli K12 HB 101 (génotype gal , lac-, ara , pro-, arg , str , rec A, rk-' Mk-; Boyer H.W. et Roullard - Dussoix D., J. Mol. Biol., 41, 459-472) par mise en oeuvre du procédé de Katz et coll., (1973) J. Bacteriol., 114, 577-591 et on les a étalées sur des plaques de L-gélose comportant un supplément d'ampicilline (100 Fg/ml). On a purifié les clones de recombinant par striage de manière à obtenir des colonies uniques. On a examiné les clones ainsi isolés par hybridation de colonie sur des filtres de nitro-cellulose (Grunstein et Hogness (1975) Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 72, 3961-3965) en utilisant un dodécanucléotide synthétique marqué à la kinase comme sonde d'hybridation.On a élevé des colonies uniques positives par hybridation de colonie jusqu'à un A600 de 0,6 dans 25 ml de milieu M9 (tiller, (1972), Experiments in Molecular Genetics, Cold Spring Harbour Laboratory, New York, page 433) complété d'ampicilline (100 g/ml) et de tryptophane (40 ssg/ml). On a prélevé un échantillon de 1 ml de cette culture réprimée et on l'a marqué pendant 10 minutes avec 5 ACi de 14C-amino-acides avant d'être traité pendant 10 minutes par 200 pl de "casamino acides" à 20 O/o p/v (Difco).On a centrifugé ("pastillé") les cellules (10.000 x g pendant 10 minutes), on les a lavées à plusieurs reprises avec une solution saline tamponnée au phosphate contenant 100 Fg/ml de gélatine de façon à éliminer l'excès de marqueur et on a lysé la partie finale dans 50 til d'un tampon (FSB) contenant 10 O/o v/v de glycérol, 0,01 O/o p/v de bleu de bromophénol, 5 O/o v/v de S-mercaptoéthanol, 3 % p/v de SDS et 65 mM de Tris-Cl de pH 8 par chauffage jusqu'à 900C pendant 2 minutes. On a pastillé le reste de la culture initiale de 25 ml (10.000 x g pendant 10 minutes) et on l'a remis en suspension dans un égal volume de milieu M9 complété d'ampicil- line (100 Ag/ml) et d'acide R-indoleacrylique (5 tig/rnl). Après diverses périodes d'induction, on a prélevé des échantillons de 1 ml et on les a marqués de la manière décrite plus haut. On a séparé des fractions aliquotes de 5 à 10 Al des lysats finals sur les gels d'acrylamide (12,5 O/o de polyacrylamide + 0,1 O/o de SDS, voir, par exemple, Laemmli, Nature, 227, 680-685, (1970)). On a séché les gels et on les a autoradiographiés de façon à localiser les positions des protéines marquées. En comparant les motifs provenant de cellules non induites et induites, on a pu identifier les protéines synthétisées sous le contrôle du tryptophane promoteur. La La figure 4 des dessins annexés au présent mémoire représente une autoradiographie d'un gel de 12,5 0/o d'acrylamide : 0,1 O/o de SDS sur lequel sont 14 séparés des protéines marquées au C synthétisées dans des cellules d'E. coli portant des plasmides de pWT 121 (asp-phe > n de recombinant.La piste 1 montre des protéines marquées avec des 14C-amino-acides en présence de 40 gg/ml de L-tryptophane, c'ést-à-dire que n'importe quels gènes insérés au site Hind III seront réprimés et qu'aucune protéine ne sera produite La piste 2 montre des protéines marquées avec des 14C-amino-acides en l'absence de Ltryptophane et en présence-de 5 Fg/ml d'acide B-indole acrylique, c'est-à-dire que les gènes insérés seront totalement induits et pourront exprimer la protéine codée par le produit inséré. (On a montré que la protéine qui apparatt fortement sur' la piste 2 était-un polymère récurrent d'(asp-phe)).Les pistes 3 et 4 correspondent aux pistes 1 et 2 respectivement, sauf que l'on a utilisé deux fois la quantité de protéines. Les poids moléculaires des protéines standards montrés.sur la droite de l'illustration sont ceux d'un mélange standard de protéines obtenu à partir du centre radiochimique d'Amersham, Buckinghamshire, Angleterre. Isolement des rotêines marquées à Partir des gels On a isolé des bandes particulières de protéines de gels d'acrylamide en séparant le lysat de protéine dans une série de pistes-parallèles. On a coupé l'une de ces pistes du gel à l'aide d'un scalpel et on l'a colorée à l'aide de bleu brillant Coomassie R (Gurr, Searle Diagnostics), cependant que lton trempait le reste du gel pendant 20 minutes dans du glycérol 15 O/o v/v et qu'on l'a conservé à -700C. On a séché la tranche de gel coloré et on l'a autoradiographiée pendant 24 à 48 heures de façon à définir la position des bandes marquées. Ceci a permis d'exciser la partie pertinente du gel congelé.On a brisé les tranches de gel en forgant leur passage à travers une seringue à jeter de 1 ml)sans aiguille et on a élué les protéines marquées avec du bicarbonate de triéthylammonium 10 mM de pH 7,5 pendant 24 heures. On a enlevé les frag ments de gel par centrifugation et on a dialysé la couche surnageante vis-à-vis de bicarbonate de triéthyîammonium 10 it. De cette manière, on a obtenu des récupérations de 50 à 75 /0 de bandes de protéines marquées. Digestion à l'aide d'enzymes On a provoqué la digestion de lysats de cellules bruts ou de bandes isolés de gels d'acrylamide soit à l'aide d'enzymes protéolytiques en solution en concentrations de I à 10 mg/ml, soit à l'aide de quantités équivalentes d'enzyme immobilisée sur un support solide, pendant des périodes allant jusqu'à 72 heures. On a utilisé du bicarbonate de triéthylammonium 10 mE dans la gamme de pH variant de 7 à 8, tandis que l'on a utilisé des tampons à l'hydroxyde de sodium/glycine 10 mM jusqu'à un pH de 10,5. Chromatograhie en couche mince On a séparé les produits de digestion à l'enzyme de protéines marquées sur des plaques de cbromatographie en couche mince de gel de silice Merck avec une zone de concentration (20 x 20 cm), en utilisant soit un mélange de n-butanol, d'acide acétique et d'eau (8=2:2 en volume), soit un mélange de n-propanol et d'ammoniaque concentrée (0,880) (7:3 en volume), à titre de solvant Après le développement, on a séché les plaques et on les a autoradiographiées en utilisant un film de rayons X Kodak "Kodirex" pour déceler les produits peptidiques marqués. Les digestions avec de la chymotrypsine (EsC. 3,4,4.5) ou de la subtilisine (E.C. 3.4.4.16) immobilisées sur un support solide, ou avec de la subtilisine ou de la protéinase K (E.C. 3.4.21.14) sous forme soluble ont toutes donné un mélange de produits. Parmi ceux-ci, se trouvait, dans chaque cas, un composé qui se co-chromatographia avec de l'aspartyl-phénylalanine authentique. (La figure 5 des dessins ci-annexés représente une autoradiographie d'une plaque de chromatographie en couche mince de silice sur laquelle sont séparés les produits de la digestion enzymatique de protéine (asp phe)ne On a digéré la protéine (asp-phe), marquée au 14C isolée d'un gel d'acrylamide à 12,5 zoo : SDS à 0,1 O/c pendant 16 heures à 37 C avec de la subtilisine immobilisée sur un support solide. On a développé la plaque de chromatographie en couche mince avec un mélange de npropanol et d'ammoniaque 0,880 (7:3 v/v). Les flèches indiquent les positions des marqueurs de (asp-phe) et de (phe-asp) authentiques).Le composé, récupéré de la plaque de chromatographie en couche mince et hydrolysé dans de l'acide chlorhydrique, ne donna seulement que de l'acide aspartique et de la phénylalanine. Eydrolyse de Protéines induites pour engendrer llacide L-asartique et de la L-phénylalanine Pour l'hydrolyse, on a utilisé la protéine (aspphe) marquée au 14C, isolée d'un gel d'acrylamide, ou un lysat de cellules brut préparé en lysant des cellules d'E. coli marquées au 14C induites, portant des plasmi des pWT 121/(asp-phe)n )I dans un tampon contenant 5 o/o v/v de 8-mercaptoéthanol, 3 O/o p/v de SDS et 65 mM de Tris-Cl de pH 8. On a scellé un lysat préparé à partir de 1 ml d'une culture de cellules induites, ou la protéine induite isolée d'un volume similaire de culture, dans un tube avec 1 ml d'acide chlorhydrique 6 M et on a chauffé le tube à 1100C pendant 16 heures.Après cette période, on a ouvert le tube et on a enlevé son contenu pour 1' évaporer ensuite jusqu'à siccité. L'examen de l t hydrolysat par chromatographie en couche mince a révélé la présence de L-phénylalanine et d'acide L-aspartique marqué au 14 C, en même temps que de petites quantités d'autres aminoacides. EXEMPLE 2 On peut scinder un polymère de (asp-phe)n à 1' aide d'une enzyme, comme la chymotrypsine ou la subtilisine, qui coupe aux amino-acides aromatiques. On peut aussi produire un polymère de (asp-phe-lys-lys)n qui peut être scindé ou clivé par la trypsine ou par une enzyme de spécificité similaire ou par une combinaison d'enzymes pour engendrer le dipeptide asp-phe. Par exemple, une telle scission aux restes d'amino-acides basiques appariés intervient, ainsi qu'on le sait bien, dans le procédé par lequel des précurseurs d'hormones sont scindés en espèces actives par exemple le système corticotropine--lipotropine-SH- enképhaline (Nakanishi et coll., Nature, (1979), 278, 423-427). Un gène pour un tel tétrapeptide récurrent peut être produit par l'union de quatre dodécanucléotides chimiquement synthétisés : (1) A.A.G.A.T.T.T.C.A.A.A.A (2) A.G.G.A.C.T.T.T.A.A.G.A (3) A.G.T.C.C.T.T.T.T.T.G.A (4) A.A.T.C.T.T.T.C.T.T.A.A pour former une structure récurrente Ceci entrain 1remploi de deux codons.pour chacun des amino-acides : G.A.T. et G.A.C. pour asp; T.T.T. et T.T.C. pour phe; et A.A.A. et A.A.G. pour lys. Ceux-ci sont tous acceptables dans E. coli. Le seul site de reconnaissance d'enzyme de restriction dans ce gène polymère est celui pour EcoRI' (A.G.A T.T.T). Le ré appariement du gène polymère susmentionné en utilisant l'XDN-polymérase I dlE. coli engendre une molécule qui lit dans le cadre ou châssis de lecture correct sur la liaison d'extrémité émoussée dans le site Hind III du plasmide pWT 111g par exemple Le procédé expérimental est tel que décrit à l'exemple 1. Le polypeptide nécessaire obtenu par induction peut autre scindé en utilisant de la trypsine, par exemple, et l'asp-phe dipeptide peut tre isolé. EXEMPLE 3 Le tripeptide Pyro-glu-his-gly, en petites quantités, a la capacité de faire naître une réponse anorexique chez des animaux, c'est-à-dire qu'il provoque une réduction de l'ingestion d'aliments et qu'il présente par conséquent un intérêt pour la mattrise de l'appétit chez les êtres humains (0. Trygstad et coll., Acta Endocrinol., 89, 196-208, 1978). Un polymère de la forme (glu-his-gly-lys-lys) pourrait hêtre scindé en utilisant de la trypsine, par exemple, de manière à engendrer le tripeptide glu-his-gly. On peut convertir l'acide glutamique en acide pyroglutamique sous l'effet de la chaleur et il suffit, à ce propos, de consulter, par exemple, le brevet des Etats-Unis d'Amérique nO 2.528.267. Un tel polymère récurrent est codé par un gène récurrent composé de r;uatre oligonucléotides chimiquement synthétisés, deux tétradécanucléotides et deux hexadécanucléotides (1) A.G.G.A.A.C.A.C.G.G.T.A.A.G. (2) A.A.A.G.A.G.C.A.T.G.G.C.A.A.A.A. (3) C.T.C.T.T.T.C.T.T.A.C.C.G.T. (4) G.T.T.C.C.T.T.T.T.T.G.C.C.A.T.G. Ces oligonucléotides peuvent etre phosphorylés et unis par liaison, en mettant en oeuvre les techniques décrites plus haut, de façon à obtenir une structure telle que la suivante Cn utilise deux codons pour chaque amino-acide G.A.A et G.A.G pour l'acide glutamique, C.A.C et C.A.T pour lthistidine, G.G.T et G.G.C pour la glycine et A.A.A et A.A.G pour la lysine. Tous ces codons sont acceptables dans E. coli. il n'existe pas de sites de reconnaissance d'enzyme de restriction dans ce gène. Le procédé expérimen tai est tel que décrit à l'exemple 1. Ce gène lit dans-le châssis ou cadre de lecture correct lorsqu'il est lié par extrémité émoussée dans le site Hind III du plasmide pWT 111, par exemple. EXEMPLE 4 Le pentapeptide arg-lys-asp-val-tyr est un analogue de l'hormone qu'est la thymonoSétine, qui a pour activité d'induire la différenciation de pro-thymocytes en thymocytes, (Goldstein et coll., Science, (1979), 204, 1309-1510). il a une application pharmaceutique pour le traitement de troubles thymiques. Un gène récurrent codant pour un polymère de cet analogue d'hormone thymique peut etre construit à partir de quatre oligonucléotides chimiquement synthétisés, à savoir deux tétradécanucléotides et deux hexade-ca- nucléotides (1) A.C.C.G.T.A.A.A.G.A.T.G.T.T.T.A (2) C.C.G.A.A.A.G.G.A.T.G.T.C.T (3) T.T.T.C.G.G.T.A.A.A.C.A.T.C0TT (4) T.A.C.G.G.T.A.G.A.C.A.T.C.C Ces oligonucléotides peuvent être phosphorylés et unis par liaison, de façon à engendrer la structure qui suit Dans cette structure des codons uniques sont utilisés pour la tyrosine (T.A.C) et l'acide aspartique (G.A.T), cependant que l'on utilise deux codons pour l'arginine (C.G.T et C.G.A), la lysine (A.A.A et A.A.G) et la valine (G.T.T et G.T.C). il existe un site de reconnaissance d'enzyme de restriction unique dans le gène pour l'enzyme Acc I. (G.T.C.T.A.C), ce site se répète toutes les 30 paires de bases. Ce gène est destiné à être lu dans le châssis ou cadre de lecture correct, lorsqu'il est inséré par liaison d'extrémité émoussée dans le site Hind III du plasmide pWT 111, par exemple. Le procédé expérimental est tel que décrit à l'exemple 1. EXEMPLE 5 Les enképhalines sont des peptides naturels que l'on trouve dans le cerveau humain et qui sont dits jouer un rôle comme substances annihilant la douleur. Elles présentent par conséquent un intérêt pharmaceutique considérable. Ce sont deux composés connus, la metenképhaline, qui possède la séquence suivante (try-glygly-phe-met) et la leu enképhaline, où la méthionine terminale est remplacée par la leucine. Cet exemple est relatif à la met-enképhaline, mais une approche similaire s'applique à la leu-enképhaline. Un polymère de (tyr-gly gly-phe-met-lys-lys) peut être scindé par la trypsine, par exemple, de façon à engendrer le pentapeptide voulu. Un tel polymère est spécifié par un gène récurrent construit de six oligonucléotides chimiquement synthétisés, à savoir deux octadécanucléotides et quatre dodécanucléotides (1) G.T.A.T.G.G.T.G.G.A.T.T.T.A.T.G.A.A. (3) C.T.T.T.A.T.G.A..A.A.A. (4) T.A.T.T.T.C.T.T.A.T.A.A.A.T.C.C.A. (5) A.T.A.A.A.G.C.C.T.C.C.G. (6) C.C.A.T.A.C.T.T.T.T.T.C. On peut phosphoryler ces oligonucléotides et les unir par liaison de deux ou trois manières. On peut mélanger tous ces six oligonucléotides et les lier de manière à engendrer le polymère en une seule étape. Mais on peut aussi lier séparément les oligonucléotides 1, 2 et 4 et les oligonucléotides 3, 5 et 6 de façon à engendrer des blocs que l'on peut ensuite mélanger et lier de façon à engendrer le même polymère, répondant à la structure qui suit Dans cette structure, on utilise A.T.G comme code pour la méthionine et T.T.T-comme code pour la phénylalanine, on utilise de multiples codons pour les autres amino-acides : tyrosine (T.A.T et T.A.C), glycine (G.G.T,.G.G.A et G.G.C) et lysine (A.A.A et A.A,G). Ce sont des sites de reconnaissance uniques dans le gène pour les enzymes Iinl I (C.C.T.C) Mbo Il (G.AXA.G.A) et EcoRi' (G.G.A.T.T.T) comme montré plus haut. Ces sites se répètent toutes les 42 bases. Ce gène est destiné à être lu dans le châssis ou cadre de lecture correct lorsqu'il est inséré par liaison d'extrémité émoussée dans le site Hind III du plasmide pAfT 121, par exemple. REVENDICATIONS 1. Gène synthétique, caractérisé en ce qu'il comprend dans le brin codeur, des codons pour les aminoacides d'un peptide souhaité en répétition tandem. 2. Procédé de production d'un gène synthétique suivant la revendication 1, caractérisé en ce qu'il comprend l'autoassemblage et la liaison et l'éventuel réappariement d'une multiplicité d'oligonucléotides appropriés, l'assemblage pour donner le caractère récurrent étant obtenu par des extrémités chevauchantes autocomplémentaires aux extrémités du groupe dtoligo- nucléotides, qui, à l'état assemblé, comprend l'unité récurrente du gène. 3. Gène synthétique suivant la revendication 1, lorsqu'il est obtenu par mise en oeuvre du procédé suivant la revendication 2. 4. Vecteur de plasmide, caractérisé en ce qu'il comprend, inséré à un site d'insertion adjacent à un promoteur bactérien et en aval d'un site de liaison de ribosome procariote, un gène synthétique suivant l'une quelconque des revendications 1 et 3, de façon que le gène soit sous le contrôle d'un promoteur bactérien. 5. Procédé fle production d'un vecteur de plasmide suivant la revendication 4, caractérisé en ce que l'on insère un gène synthétique suivant l'une quelconque des revendications 1 et 3 au site d'insertion du vecteur. 6. Vecteur de plasmide suivant la revendication 4, obtenu par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 5. 7. Cellule qui a été transformée par le fait que l'on y a inséré un vecteur de plasmide suivant l'une quelconque des revendications 4 et 6. 8. Procédé de transformation d'une cellule, caractérisé en ce que l'on y insère un vecteur de plasmide suivant l'une quelconque des revendications 4 et.6. 9. Cellule lorsqu'elle a été transformée par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 8. 10. Procédé pour l'expression d'un peptide, caractérisé en ce que l'on procède à la culture d'une cellule suivant l'une des revendications 7 et 9. 11. Peptide lorsqu'il a été exprimé par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 10. 12. Gène synthétique suivant la revendication 1 pour l'expression des polypeptides récurrents (aspartyl-phénylalanine)n où n représente un nombre entier qui est égal à au moins 2, caractérisé en ce qu'il comprend une molécule d'ADN bicaténaire comprenant, dans le brin codeur, au moins deux séquences de nucléotides codant pour l'expression de l'acide aspartique et en alternance avec elles, au moins deux séquences de nucléo- tides codant pour l'expression de la phénylalanine et, dans l'autre brin, des séquences de nucléotides récurrent tes et alternantes complémentaires de celles codant pour l'acide aspartique et la phénylalanine. 13. Gène synthétique suivant la revendication 12, caractérisé en ce qutil répond à la structure qui suit 5' pT-T-T-C-G-A-C-T-T-C-G-A 3' 3' 3' G-A-A-G-C-T-A-A-A-G-C-Tp 5' 14. Procédé suivant la revendication 2 pour la production d'un gène synthétique suivant la revendication 12, caractérisé en ce que l'on réalise une première séquence dodécanucléotidique codant pour l' aspartyl-phénylalanine en liant mutuellement des nucléotides monomères appropriés, on réalise une seconde séquence dodécanucléotidique complémentaire de la première séquence, on soumet les deux dodécanucléotides à une phosphorylation en utilisant la T4 polynucléotide kinase et on mélange mutuellement les première et seconde séquences de façon à engendrer une structure ("ADN bicaténaires 15. Procédé suivant la revendication 14, caractérisé en ce que la structure bicaténaire est polymérisée par incubation avec la T4-ADN ligase 16. Gène synthétique suivant l'une quelconque des revendications 12 et 13 lorsqu'il est produit par mise en oeuvre d'un procédé suivant l'une quelconque des revendications 14 et 15. 17. Vecteur de plasmide suivant la revendication 4, qui est le pWT 121, caractérisé en ce que l'on y a inséré au site Hind III un gène synthétique suivant l'une quelconque des revendications 12, 13 et 16. 18. Procédé suivant la revendication 5 pour la production d'un vecteur de plasmide suivant la revendication 17, caractérisé en ce que l'on insère un gène synthétique suivant l'une quelconque des revendications 12, 13 et 16 au site Hind III de pWT 121. 19. Vecteur de plasmide suivant la revendication 17, obtenu par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 18.. 20. Cellule suivant la revendication 7, qui est une cellule d'E. coli HB 101, qui a été transformée par le fait que l'on y a inséré un vecteur de plasmide suivant l'une quelconque des revendications 17 et 19. 21.. Procédé suivant la revendication 8, pour la transformation d'une cellule qui est une cellule d'E. coli HB 101, caractérisé en ce que l'on y insère un vecteur de plasmide suivant l'une quelconque des revendications 17 et 9. 22. Cellule suivant la revendication 20, lorsqu'elle a été transformée par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 21. 23. Procédé suivant la revendication 10, pour l'expression d'un peptide, caractérisé en ce que l'on procède à la culture d'une cellule suivant ltune quelconque des revendications 20 et 22. 24. Peptide lorsqu'il a été exprimé par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 23. 25. (Aspartyl-phénylalanine) n dans laquelle n représente un nombre entier qui est égal à au moins 2. 26. Procédé suivant la revendication 23 pour l'expression de l'(aspartyl-phénylalanine)n, caractérisé en ce que l'on insère un gène synthétique suivant l'une quelconque des revendications 12, 13 et 16 dans un site d'insertion d'un.vecteur de plasmide lisant dans la phase correcte pour le gène inséré, le site d'insertion étant adjacent à un promoteur bactérien et en aval d'un site de liaison de ribosome procariote, en ce que l'on transforme les cellules microbiennes compétentes en utilisant le vecteur de plasmide ainsi obtenu, en ce que l'on procède à la culture des cellules transformées et en ce que l'on récolte lepeptide exprime. 27. (Aspartyl-phénylalanine)n lorsqu'elle est exprimée par mise en oeuvre d'un procédé suivant la revendication 26. 28. Procédé de production de l'ester méthylique de llaspartyl-phénylalanine, caractérisé en ce que l'on soumet l'(as.partyl-phénylalanine)n suivant l'une quelconque des revendications 25 et 27, à une scission enzymatique en utilisant une enzyme spécifique pour les amino-acides possédant des channes latérales aromatiques, de façon à obtenir l'aspartyl-phénylalanine et on méthyle le produit. 29. Procédé suivant la revendication 28, caractérisé en ce que 1'enzyme utilisée est la chymotrypsine, la subtilisine ou la protéinase R. 30. Ester méthylique de l'aspartyl-phénylalanine lorsqu'il a été obtenu par mise en oeuvre d'un procédé suivant l'une quelconque des revendications 28 et 29. 31. Procédé de production de la L-phénylalanine ou de l'acide L-aspartiquen caractérisé en ce que l'on soumet l'(aspartyl-phénylalanine) n suivant l'une quelconque des revendications 25 et 27 à une hydrolyse acide ou enzymatique et en ce que l'on sépare le produit souhaité de l'hydrolysat. 32. Procédé suivant la revendication 31, caractérisé en ce que l'agent d'hydrolyse acide est 1' acide chlorhydrique. 33. Procédé suivant la revendication 31, caractérisé en ce que l'agent d'hydrolyse enzymatique est la carboxypeptîdase, l'aminopeptidase ou une endopeptidase aspécifique. 34. L-Phénylalanine ou acide L-aspartique lorsqu'il a été produit par mise en oeuvre d'un procédé suivant l'une quelconque des revendications 31 à 33.