a) Appareillage et réactifs :
   Un couteau ou des ciseaux pour découper les échantillons.
   Des plateaux divisés en cinquante carrés pouvant contenir chacun des échantillons de viande d'environ 2 grammes.
   Un Stomacher Lab-blender 3500, Thermo model.
   Des sacs en plastique adaptés au Stomacher Lab-blender.
   Des ampoules à décantation coniques d'une capacité de 2 litres munies de préférence de robinets de sécurité en Teflon.
   Des supports avec anneaux et fixations.
   Des tamis, finesse de maille 177 m, d'un diamètre extérieur de 11 cm, pourvus d'un treillis en acier inoxydable.
   Des entonnoirs d'un diamètre intérieur d'au moins 12 cm destinés à recevoir les tamis.
   Des éprouvettes graduées de 100 ml.
   Un doseur de 25 ml.
   Des béchers d'une capacité de 3 litres.
   Une cuillère ou une tige en verre pour agiter le liquide de digestion dans le bécher.
   Une seringue en plastique et un tube d'aspiration.
   Une cuillère graduée de 6 grammes.
   Un thermomètre d'une précision de + 0,5 °C allant de 1 à 100 °C.
   Un vibrateur, par exemple un rasoir électrique sans tête.
   Un relais s'allumant et s'éteignant toutes les minutes.
   Un trichinoscope pourvu d'une table horizontale ou un stéréomicroscope disposant d'un éclairage approprié.
   Une cuvette pour le comptage des larves (en cas d'utilisation d'un trichinoscope).
   La cuvette doit être formée de plaques acryliques d'une épaisseur de 3 mm et doit avoir les caractéristiques suivantes :
      iii) Fond de la cuvette : 180 x 40 mm, divisé en carrés ;
      iii) Plaques latérales : 230 x 20 mm ;
      iii) Plaques frontales : 40 x 20 mm.
   Le fond et les plaques frontales doivent être fixés entre les plaques latérales de façon à former deux petites poignées aux deux extrémités. La partie supérieure du fond devrait se trouver surélevée de 7 à 9 mm par rapport à la base du cadre formé par les plaques latérales et frontales. Fixer les plaques à l'aide d'une colle appropriée au matériau.
   En cas d'utilisation de stéréomicroscope, un certain nombre de boîtes de Pétri d'un diamètre de 9 cm, dont le fond a été divisé en carrés de 10 x 10 mm à l'aide d'un instrument pointu.
   Solution d'acide chlorhydrique à 17,5 p. 100.
   Pepsine à la concentration ; 1 : 10 000 NF (US National Formulary), correspondant à 1 : 12 500 BP (British Pharmacopoea), correspondant à 2 000 F.I.P. (Fédération internationale de pharmacie).
   Plusieurs poubelles de 10 litres à employer lors de la décontamination par un traitement tel que le formol, de l'appareillage et pour le suc digestif restant en cas de résultat positif.
   Une balance d'une précision de 0,1 gramme.
   Un entonnoir Gelman d'un litre avec support pour filtre (diamètre du support : 45 mm).
   Des disques filtrants composés de :
   - un treillis rond en acier inoxydable, finesse de la maille 35 m, diamètre du disque : 45 mm ;
   - deux anneaux en caoutchouc d'une épaisseur de 1 mm ; diamètre extérieur : 45 mm, diamètre intérieur : 38 mm.
   Le treillis doit être placé entre les deux anneaux et fixé à l'aide d'une colle à deux composants adaptée aux deux matériaux.
   Un Erlenmeyer de 3 litres muni d'un tube latéral pour aspiration.
   Une trompe à eau.
   Des sachets en plastique d'une capacité d'au moins 80 ml.
   Un soude-sacs.
   Rennilase, 1 : 150 000 unités Soxlet par gramme.
   b) Prélèvements des échantillons :
   1. Lorsque les carcasses sont entières, prélever un échantillon d'approximativement 2 grammes dans un des piliers du diaphragme dans la zone de transition entre la partie musculaire et la partie tendineuse ; s'il n'y a pas de pilier de diaphragme, prélever la même quantité sur la partie du diaphragme située près des côtes ou du sternum ou sur les muscles masticateurs ou encore sur la musculature abdominale.
   2. Pour les morceaux de viande, prélever un échantillon d'approximativement 2 grammes dans les muscles squelettiques, contenant peu de graisse et, dans la mesure du possible, près des os ou des tendons.
   c) Méthode :
   1. Procédé de digestion :
   i) Groupes complets d'échantillons (100 à la fois) :
   Garnir le Stomacher Lab-blender 3500 d'un double sachet en plastique et régler la température à 40-41 °C.
   Verser un litre et demi d'eau chauffée à 32-35 °C dans le sachet intérieur et porter à 40-41 °C.
   Transférer dans le sachet 25 ml de la solution d'acide chlorhydrique à 17,5 p. 100.
   Ajouter ensuite 100 échantillons d'un gramme environ chacun (à 25-30 °C) prélevés sur chacun des échantillons individuels selon le procédé visé à la lettre b.
   Ajouter enfin 6 grammes de pepsine. Respecter scrupuleusement l'ordre des opérations pour éviter la décomposition de la pepsine.
   Broyer dans le Stomacher pendant 25 minutes.
   Enlever le sachet en plastique du Stomacher, filtrer le liquide de digestion à l'aide du tamis et laisser couler dans un bécher de 3 litres.
   Laver le sachet en plastique avec 100 ml d'eau environ qui sont ensuite utilisés pour rincer le tamis et ajoutés au filtrat contenu dans le bécher.
   Un maximum de quinze échantillons individuels peuvent être ajoutés à un groupe complet de 100 échantillons pour être examinés en même temps que ces derniers.
   ii) Groupes de moins de cent échantillons :
   Garnir le Stomacher Lab-blender 3500 d'un double sachet en plastique et régler la température à 40-41 °C.
   Préparer le liquide de digestion en mélangeant environ un litre et demi d'eau et 25 ml d'acide chlorhydrique à 17,5 p. 100. Ajouter 6 grammes de pepsine et mélanger le tout à une température de 40-41 °C. Respecter scrupuleusement l'ordre des opérations pour éviter la décomposition de la pepsine.
   Déterminer un volume de liquide de digestion correspondant à 15 ml par gramme d'échantillons (ainsi pour trente échantillons, il faudra prélever 3015 ml = 450 ml) et le transférer dans le sachet plastique intérieur en même temps que les échantillons de viande d'environ 1 gramme (à 25-30 °C) prélevés sur chacun des échantillons individuels selon le procédé visé à la lettre b.
   Verser de l'eau à environ 41 °C dans le sachet extérieur jusqu'à obtenir un volume total dans les deux sachets d'un litre et demi.
   Broyer dans le Stomacher pendant 25 minutes.
   Enlever le sachet en plastique du Stomacher, filtrer le liquide de digestion à l'aide du tamis et laisser couler dans un bécher de 3 litres.
   Laver le sachet en plastique avec 100 ml d'eau environ qui sont ensuite utilisés pour rincer le tamis et ajoutés au filtrat contenu dans le bécher.
   2. Isolement des larves par sédimentation :
   Ajouter au liquide de digestion 300-400 grammes de glace en paillettes ou de glace pilée pour obtenir un volume d'environ 2 litres. Dans le cas de groupes plus petits, la quantité de glace doit être réduite en conséquence.
   Agiter le liquide de digestion jusqu'à ce que la glace soit fondue. Laisser reposer le liquide de digestion refroidi pendant 3 minutes au moins pour que les larves puissent s'enrouler.
   Monter l'entonnoir Gelman muni d'un support pour filtre, dans lequel se trouve un filtrant, sur un Erlenmeyer relié à une trompe à eau.
   Introduire le liquide de digestion dans l'entonnoir Gelman et filtrer. Vers la fin, le passage du liquide à travers le filtre peut être accéléré en procédant à une aspiration à l'aide de la trompe à eau. Terminer l'aspiration juste avant que le filtre ne sèche, c'est à dire lorsqu'il reste 2 à 5 millilitres de liquide dans l'entonnoir.
   Après filtration de tout le liquide de digestion, enlever le disque filtrant et le placer dans un sachet en plastique de 80 millilitres en ajoutant 15 à 20 millilitres de solution de rennilase. Pour obtenir la solution de rennilase, on introduit 2 grammes de rennilase dans 100 millilitres d'eau du robinet.
   Pratiquer une double soudure du sachet en plastique et le placer dans le Stomacher entre le sachet intérieur et le sachet extérieur.
   Broyer dans le Stomacher pendant 3 minutes, par exemple, pendant que l'appareil est utilisé pour l'analyse d'un groupe, complet ou incomplet d'échantillons.
   Après 3 minutes, enlever au Stomacher le sachet en plastique contenant le disque filtrant et la solution de rennilase et l'ouvrir à l'aide de ciseaux. Introduire le liquide dans une cuvette pour le comptage des larves ou une boîte de Pétri. Laver le sachet avec 5 à 10 millilitres d'eau qui sont ensuite introduits dans la cuvette en vue de la trichinoscopie ou dans une boîte de Pétri pour examen au stéréomicroscope.
   Les liquides de digestion doivent être examinés dès qu'ils sont prêts. En aucun cas, l'examen ne doit être remis au lendemain.
   Nota : Ne jamais utiliser des disques filtrants qui ne sont pas parfaitement propres. Ne jamais sécher des disques filtrants s'ils ne sont pas propres. Pour nettoyer les disques, il faut les laisser dans une solution de rennilase pendant la nuit. Avant d'être utilisés, ils doivent être lavés dans le Stomacher à l'aide d'une solution de rennilase.
   3. En cas de résultat positif ou douteux de l'examen d'un échantillon collectif, un échantillon de 20 grammes doit être prélevé sur chaque porc conformément aux indications visées sous le b ci-dessus. Les échantillons de 20 grammes provenant de cinq porcs doivent être réunis et examinés selon la méthode décrite ci-dessus. De cette façon, des échantillons de vingt groupes de cinq porcs seront examinés. Si les trichines sont décelées dans un groupe d'échantillons de cinq porcs, des échantillons de 20 grammes doivent être prélevés sur chaque animal appartenant à ce groupe et examinés suivant la méthode décrite ci-avant.