Étude de la S-glutathionylation et d’autres modifications redox d’enzymes du métabolisme primaire chez Arabidopsis thaliana

Les dérivés réactifs de l’oxygène (ROS) sont des sous-produits générés par le métabolisme aérobie. Certaines conditions, dont les stress biotiques et abiotiques, provoquent une augmentation des niveaux de ROS pouvant causer des dommages oxydatifs aux macromolécules biologiques incluant les protéines. En effet, plusieurs protéines sont sensibles aux ROS, principalement à cause du fait que leurs résidus Cys contiennent un groupement thiol susceptible à l’oxydation. Ces résidus représentent alors des cibles pour plusieurs modifications post-traductionnelles de type redox dont la S-glutathionylation. Cette dernière consiste en la formation d’un pont disulfure entre un résidu Cys présent sur une protéine et le tripeptide glutathion. La S-glutathionylation est une modification réversible permettant de protéger les groupements thiols contre une suroxydation irréversible. Cette modification est également étudiée pour son rôle dans la signalisation redox au niveau du métabolisme végétal. Au cours de mon doctorat, je me suis intéressé à trois enzymes du métabolisme primaire chez Arabidopsis thaliana : la triosephosphate isomérase, l’alcool déshydrogénase et l’énolase. Notre hypothèse était que ces enzymes pourraient être modifiés par des processus oxydatifs, incluant la S-glutathionylation, causant des modifications au niveau de leurs paramètres enzymatiques. Ces modifications s’inscriraient dans un contexte de réponse du métabolisme végétal lors de situations de stress environnementaux.   Les résultats obtenus pour la triosephosphate isomérase démontrent que son activité enzymatique est inhibée par S-glutathionylation. L’activité de l’enzyme peut être restaurée par incubation avec des glutarédoxines, catalysant la réduction du pont disulfure entre l’enzyme et le glutathion. Les résidus Cys127 et Cys218 ont été identifiés comme cibles potentielles de la S-glutathionylation. Des études par mutagénèse dirigée ont démontré que la mutation de la Cys127 perturbait grandement l’activité et la structure de la triosephosphate isomérase contrairement à la mutation de la Cys218. En mettant ces résultats en contexte avec des données provenant de la littérature, nous proposons que l’inhibition de cet enzyme par S-glutathionylation pourrait participer à la redirection du flux de carbone vers la voie des pentoses phosphates en condition de stress.  Le projet sur l’alcool déshydrogénase suggère que l’activité de cet enzyme n’est pas affecté par la S-glutathionylation. Cependant, d’autres modifications telles que l’oxydation et la S-nitrosylation inhibent l’activité de l’alcool déshydrogénase. Deux résidus (Cys47 et Cys243) ont été identifiés pour leur sensibilité redox. Les études par mutagénèse dirigée suggèrent que l’oxydation de la Cys47 est la principale cause de la perte de l’activité enzymatique. La présence du cofacteur de l’enzyme (NADH/NAD+) diminue significativement l’inhibition par oxydation et S-nitrosylation, probablement en masquant la Cys47. La possibilité d’une sensibilité différentielle aux ROS lors de changements du ratio NADH/NAD+ en condition hypoxique et pendant la réoxygénation est discutée.   Le travail sur l’énolase a permis de démontrer la modification régulatrice de cet enzyme par un mécanisme redox. L’enzyme peut être S-glutathionylé in vitro en présence de diamide et déglutathionylé en présence d’une glutarédoxine et d’un système de régénération du glutathion. Plusieurs résidus Cys ont été identifiés comme étant sensibles aux modifications redox. Une approche par mutagénèse dirigée a permis d’évaluer l’importance de ces résidus dans l’activité, la structure et la régulation redox de l’énolase. La modification de l’énolase par S-glutathionylation pourrait influencer les flux de carbone vers les voies de biosynthèse utilisant le phosphoénolpyruvate, particulier en réponse au stress.

Keyphrases: S-glutathionylation, Modifications de type redox, Cystéine, Arabidopsis thaliana, Alcool déshydrogénase, Triosephosphate isomérase, Énolase