Co-cultivo de células epiteliales y fibroblastos de conjuntiva
Autor: Montoya Guacaneme, Girleza
Asesor: Fontanilla, Marta Raquel (Thesis advisor)
Fecha: 2011
Programa: Bogotá - Medicina -Fisioterapia
Facultad: Facultad de Medicina

Resumen: Propósito: Desarrollar un co-cultivo de células epiteliales y fibroblastos de conjuntiva, en soportes de colágeno tipo I, que permita avanzar en el proceso de la creación de un sustituto de conjuntiva, para el tratamiento de patologías que comprometen de forma severa la superficie ocular y causan déficit visual; para que, a largo plazo, sea una alternativa a las opciones terapéuticas disponibles para estos pacientes. Método: Los cultivos primarios de células epiteliales y fibroblastos, se consiguieron a partir de biopsias de tejido conjuntival de conejos Nueva Zelanda, mediante el método de explantes, siguiendo los lineamientos establecidos por Vásquez, Pardo y Fontanilla (2009) y mediante la técnica de disgregación enzimática. Las células crecieron en dos medios de cultivo, según el tipo celular: K-SFM, para las células epiteliales, y DMEM suplementado con Suero fetal Bovino al 10% para los fibroblastos. Luego se procedió a preparar los soportes de colágeno tipo I, sembrar en ellos los fibroblastos y posteriormente las células epiteliales obtenidas, dichos co-cultivos fueron analizados mediante histología, histoquímica e inmunohistoquímica.  Resultados: Se obtuvieron co-cultivos de células epiteliales y fibroblastos, comprobado mediante histología, histoquímica e inmunohistoquímica, expresados en el crecimiento de los dos tipos celulares cultivados en los soportes, que estaban dispersados en áreas diferentes para cada tipo celular; es decir, no se obtuvo la disposición anatómica que semeja la de la conjuntiva normal, mediante los métodos utilizados.  Conclusiones: El trabajo realizado llevó a la obtención del crecimiento de los dos tipos celulares esperados sin que se logrará éxito en cuanto a su distribución tridimensional en el soporte. Se discuten posibles variaciones que lleven al adecuado desarrollo de un co-cultivo que permita la elaboración de sustitutos de conjuntiva.

CO-CULTIVO DE CÉLULAS EPITELIALES Y
FIBROBLASTOS DE CONJUNTIVA
GIRLEZA MONTOYA GUACANEME
Código 598115
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA
FACULTAD DE MEDICINA
UNIDAD DE CIRUGÍA
BOGOTÁ 2011
2CO-CULTIVO DE CÉLULAS EPITELIALES Y
FIBROBLASTOS DE CONJUNTIVA
GIRLEZA MONTOYA GUACANEME
TRABAJO DE GRADO COMO REQUISITO PARA OPTAR
AL TÍTULO
DE ESPECIALISTA EN OFTALMOLOGÍA
DIRECTOR
Dr. JUAN MANUEL PARDO
CO DIRECTORA
MARTA RAQUEL FONTANILLA, Q.F., Ph.D
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA
FACULTAD DE MEDICINA
UNIDAD DE OFTALMOLOGÍA
BOGOTÁ ENERO 2011
3AGRADECIMIENTOS
A Dios, cuya presencia a mi lado ha sido constante a lo largo
de la vida y a quien le debo todo.
A mis padres sin cuyo valioso esfuerzo, acompañamiento y
ayuda no hubiera alcanzado los logros que he tenido.
A mi hermana, por aquellas horas de descanso que sacrificó
dispuesta a apoyarme tanto en lo personal como en lo
profesional.
A Colciencias por la financiación de este proyecto.
Al Grupo de Ingeniería de Tejidos de la Universidad Nacional
de Colombia en cabeza de la Doctora Marta Fontanilla, por
abrirme los ojos ante la inmensidad del campo de la
ingeniería de tejidos; a Juan Felipe a Edward a Lady, a Diana
N, a Julio, a Diana M, todos colaboradores invaluables de
este trabajo.
Al Grupo Ingeniería de Tejidos y Terapias Celulares de la
Universidad de Antioquia por su colaboración en momentos
críticos.
Al profesor Juan Manuel Pardo por su apoyo y correcciones
en la elaboración del presente trabajo.
Al profesor Crisanto de Jesús Moreno ejemplo a seguir como
persona y como profesional.
Finalmente a Eduardo, tu apoyo, preocupación y ayuda
constantes me fortalecieron en los momentos de mayor duda.
4CONTENIDO
Página
1. RESUMEN .................................................................................................................. 8
ABSTRACT ......................................................................................................................... 10
2. INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 11
3. MARCO TEÓRICO .................................................................................................. 14
3.1 GENERALIDADES ACERCA DE LA CONJUNTIVA .......................................... 14
3.2 LESIONES DE LA SUPERFICIE OCULAR ........................................................... 23
3.3 ESTADO DEL ARTE ............................................................................................... 29
4. OBJETIVOS .............................................................................................................. 33
4.1 OBJETIVO GENERAL: ........................................................................................... 33
4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS: ................................................................................... 33
5. DISPOSICIONES VIGENTES ................................................................................. 34
6. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................. 35
6.1 MATERIALES .......................................................................................................... 35
6.2 OBTENCIÓN Y PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS ...................................... 35
6.3 AISLAMIENTO DE CÉLULAS EPITELIALES ..................................................... 36
6.4 AISLAMIENTO Y CULTIVO DE FIBROBLASTOS ............................................ 38
6.5. OBTENCIÓN DE LOS SOPORTES DE COLAGENO TIPO I ............................... 39
6.6 OBTENCIÓN DEL COCULTIVO ........................................................................... 40
7. RESULTADOS ......................................................................................................... 42
7.1. AISLAMIENTO Y CULTIVO DE CÉLULAS EPITELIALES .............................. 42
7.2. AISLAMIENTO Y CULTIVO DE FIBROBLASTOS ............................................ 45
7.3. OBTENCIÓN DEL COCULTIVO ........................................................................... 46
7.4. CARACTERIZACIÓN HISTOLÓGICA- HISTOQUÍMICA. ................................. 47
7.5. CARACTERIZACIÓN INMUNOHISTOQUÍMICA. ............................................. 49
8. ANÁLISIS DE RESULTADOS ................................................................................ 51
9. BIBLIOGRAFIA ....................................................................................................... 54
5FIGURAS
Página
Figura 1. Cuenca lacrimal, conteniendo el mar lacrimal. ..................................................... 14
Figura 2. Histología de la Conjuntiva. .................................................................................. 15
Figura 3. Esquema de la disposición y densidad de las células caliciformes en la cuenca
lacrimal……………………………………………………………………………………14
Figura 4. Estructura de las dos clases de mucinas: secretadas y asociadas a membrana
……………………………………………………………………………………...19
Figura 5. Esquema célula caliciforme. ............................................................................... 21
Figura 6. La película lagrimal. ............................................................................................ 22
Figura 7. Palisadas de Vogt en limbo. ................................................................................ 23
Figura 8. Xeroftalmía por Avitaminosis A ......................................................................... 26
Figura 9.Secuelas oculares de un paciente con síndrome de Stevens-Johnson ............. 27
Figura 10.Secuelas oculares de un paciente con Penfigoide ocular ............................... 27
Figura 11.Secuelas oculares de una lesión química ......................................................... 28
Figura 12. Monocapa de queratinocitos cultivados 10x. ................................................. 42
Figura 13. Monocapa de queratinocitos cultivados. ........................................................ 43
Figura 14. Capa alimentadora de fibroblastos 3T3. ......................................................... 43
Figura 15. Explantes sobre coagulo de fibrina.. ............................................................... 44
Figura 16. Explantes sobre coagulo de fibrina. ................................................................ 45
Figura 17. Fibroblastos en cultivo. .................................................................................... 45
Figura 19. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Día 20. .............................................. 47
Figura 20. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción H-E.. ................................ 48
Figura 21. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción H-E.. ................................ 48
Figura 22. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción PAS.................................. 48
Figura 22. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción CK-7. ............................... 49
Figura 23. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción CK-7. ............................... 50
Figura 24. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción CK-7 + Vimentina. ......... 50
6TABLAS
Página
Tabla 1. Densidad media y desviación estándar de células caliciformes de la conjuntiva
por milímetro cuadrado ................................................................................................... 166
Tabla 2. Clasificación de las enfermedades de la superficie ocular con lesión de células
madre limbares. ................................................................................................................ 244
71. RESUMEN
Propósito: Desarrollar un co-cultivo de células epiteliales y fibroblastos de
conjuntiva, en soportes de colágeno tipo I, que permita avanzar en el proceso de
la creación de un sustituto de conjuntiva, para el tratamiento de patologías que
comprometen de forma severa la superficie ocular y causan déficit visual; para
que, a largo plazo, sea una alternativa a las opciones terapéuticas disponibles
para estos pacientes.
Método: Los cultivos primarios de células epiteliales y fibroblastos, se
consiguieron a partir de biopsias de tejido conjuntival de conejos Nueva Zelanda,
mediante el método de explantes, siguiendo los lineamientos establecidos por
Vásquez, Pardo y Fontanilla (2009) y mediante la técnica de disgregación
enzimática. Las células crecieron en dos medios de cultivo, según el tipo celular:
K-SFM, para las células epiteliales, y DMEM suplementado con Suero fetal Bovino
al 10% para los fibroblastos. Luego se procedió a preparar los soportes de
colágeno tipo I, sembrar en ellos los fibroblastos y posteriormente las células
epiteliales obtenidas, dichos co-cultivos fueron analizados mediante histología,
histoquímica e inmunohistoquímica.
Resultados: Se obtuvieron co-cultivos de células epiteliales y fibroblastos,
comprobado mediante histología, histoquímica e inmunohistoquímica, expresados
en el crecimiento de los dos tipos celulares cultivados en los soportes, que
estaban dispersados en áreas diferentes para cada tipo celular; es decir, no se
obtuvo la disposición anatómica que semeja la de la conjuntiva normal, mediante
los métodos utilizados.
Conclusiones: El trabajo realizado llevó a la obtención del crecimiento de los dos
tipos celulares esperados sin que se logrará éxito en cuanto a su distribución
tridimensional en el soporte. Se discuten posibles variaciones que lleven al
adecuado desarrollo de un co-cultivo que permita la elaboración de sustitutos de
conjuntiva.
8Palabras claves: Oftalmología, ingeniería de tejidos, superficie ocular, conjuntiva,
cultivo celular.
9ABSTRACT
Purpose: The development of a co-culture of conjunctival epithelial cells and
conjunctival fibroblasts in supports of collagen type I, that allows progress in the
process of creation of a conjunctival substitute for treat pathologies that
compromise severely the ocular surface and cause visual deficits, so that, in the
long term, be an alternative to the therapeutic options available for those patients.
Method: Primary cultures of cells were obtained from biopsies of conjunctival
tissue of rabbits by the explants method, following the guidelines set by Vasquez,
Pardo and Fontanilla (2009) and by enzymatic disaggregation technique. Cells
were grown in two culture media, according to the cell type: K-SFM, for epithelial
cells and DMEM supplemented with fetal calf serum to 10% for fibroblasts. Then
we proceeded to prepare the collagen support of type I collagen, plant fibroblasts
in it, and after plant the epithelial cells cultured. These cocultures were analized by
histology, histoquemistry and inmunohistoquemistry.
Results: Were obtained cocultures of epithelial cells and fibroblasts, found by
histology, histoquemistry and inmunohistoquemistry, expressed in the growth of
the two cell types in the supports, which were scattered in different areas for each
cell type. This means that, by the methods used, was not obtained the anatomical
structure that resembles that of the normal conjunctive.
Conclusions: The work leading to the eventual growth of the two cell types
expected without being able to succeed in their three-dimensional distribution in
the supports used. Possible variations are discussed leading to the proper
development of a co-culture that allows the preparation of substitutes of the
conjunctive.
Key words: Ophthalmology, Tissue engineering, ocular surface, conjunctive,
cellular culture
102. INTRODUCCIÓN
La superficie ocular se constituye como unidad funcional básica compuesta por la
película lagrimal y los epitelios corneal y conjuntival (tanto de conjuntiva bulbar
como tarsal); la interacción entre estos componentes permite por ejemplo mejorar
la calidad de la imagen visual obtenida, ya que la película lagrimal actúa
compensando pequeñas irregularidades de la superficie del epitelio corneal (Farjo,
AA y Soong, HK. 2003). De igual manera, la película lagrimal facilita la
regeneración y el recambio de células epiteliales, y refuerza la protección innata
de los epitelios contra infecciones (de tipo mecánico, por sus uniones
intercelulares) gracias a diferentes componentes entre los que se cuentan
inmunoglobulinas, lisozima y lactoferrina (Johnson ME y Murphy PJ 2004).
La película lagrimal está compuesta por tres capas; una fase acuosa que
constituye alrededor del 90% del volumen total apoyada y mezclada con una fase
mucosa y cubierta por una capa lipídica que evita la evaporación y le da tensión
superficial. La fase mucosa está compuesta por mucinas, sintetizadas por las
células caliciformes conjuntivales, y sales inorgánicas suspendidas en agua, de
dichas mucinas podemos encontrar dos clases, unas transmembrana en estrecha
relación con los epitelios corneal y conjuntival formando el glicocalix y otras
denominadas secretadas que se encuentran embebidas en la capa acuosa; estas
mucinas cumplen una doble función de protección ante patógenos del medio
ambiente y al mismo tiempo mantener humedad sobre la superficie ocular por sus
propiedades hidrofílicas. La fase acuosa de la película lagrimal es rica en
diferentes componentes; electrolitos, proteínas como factores de crecimiento
epitelial, Vitamina A, antimicrobianos, citoquinas e inmunoglobulinas, entre otros;
cumple funciones de protección antimicrobiana y estimulación de la proliferación y
diferenciación del epitelio de la superficie ocular. Finalmente, la fase lipídica
11sintetizada por las glándulas de meibomio ubicadas en el borde de los párpados,
que tiene como función principal reducir la evaporación del componente acuoso de
la lágrima en el ojo abierto, pero además evita que las lágrimas se derramen sobre
la piel y posiblemente tiene alguna propiedad antimicrobiana (Johnson ME y
Murphy PJ, 2004; Yiu SC et al., 2007). Una de las causas más frecuentes de
bajos grados de irritación crónica en los ojos, particularmente en la población
mayor, es por insuficiencia lagrimal acuosa y/o en la capa lipídica, posiblemente
facilitado por una reducción en el reflejo del lagrimeo que se presenta con la edad
avanzada o por la presencia de comorbilidades como la artritis que disminuye la
secreción basal lagrimal o la blefaritis que afecta la producción en las glándulas de
meibomio; es posible determinar diferentes grados de lesión gracias a exámenes
simples como la tinción positiva con rosa de bengala o verde de lisamina que se
presenta cuando existe alteración de la capa de glicocalix transmembrana y por
tanto nos habla de una desecación importante en las células epiteliales
subyacentes o el test de Schirmer disminuido que observamos en pacientes con
afección en la producción basal de lágrimas. Existe también la citología de
impresión conjuntival o corneal las cuales nos brindan importante información
acerca de la composición celular de la superficie lagrimal, y, en cuanto a cantidad,
forma y densidad de células caliciformes.
La OMS considera la ceguera por alteraciones de la cornea como la cuarta causa
de ceguera global (5.1%), después de la catarata, glaucoma y degeneración
macular relacionada con la edad. (OMS, 2006). El oftalmólogo en su práctica
diaria se enfrenta a patologías que afectan la superficie ocular y la transparencia
corneal, con pérdida funcional de la visión. En un importante porcentaje de estos
pacientes lo que encontramos es el llamado síndrome de ojo seco; en el informe
del 2007 del Taller Internacional sobre Ojo Seco – DEWS (Dry Eye Workshop) se
estimó una prevalencia que variaba entre el 5 y el 35% a nivel mundial teniendo
los valores más altos en las edades más avanzadas.
Dada la altísima prevalencia y las dificultades que aún se evidencian en el
tratamiento de estas patologías generalmente crónicas, es muy importante evaluar
12si nuevas medidas terapéuticas como el trasplante de células obtenidas mediante
el uso de ingeniería de tejidos, tendrían éxito en el tratamiento a largo plazo para
los pacientes afectados. Patologías relacionadas con deficiencia en los
componentes de la lágrima, anormalidades de la superficie palpebral o
anormalidades epiteliales como el Stevens-Johnson y el pénfigo ocular, entre
otras, afectan la estabilidad de la película lagrimal y la integridad de los epitelios
conjuntival y corneal; es decir afectan la función de la superficie ocular, esencial
para mantener la humedad y transparencia corneal. Lo anterior conduce a
reacciones inflamatorias severas (Faraj HG y Hoang-Xuan T, 2001; Aragona et al.,
2006), frente a las cuales el cuerpo responde regenerando el epitelio y reparando
el estroma subyacente. Éste epitelio puede presentar pérdida de células
caliciformes, crecimiento anormal de células epiteliales, aumento en la
estratificación celular, queratinización (Metaplasia), cicatrización conjuntival,
disminución de la transparencia y de la humectación corneal; vascularización,
cicatrización y opacidad corneal; y finalmente pérdida funcional de la visión
(Tseng, 1997. Argueso y Gipson, 2001).
El tratamiento de patologías que comprometen de forma severa la superficie
ocular y causan déficit visual, puede beneficiarse de nuevas tecnologías que
permiten superar las limitaciones de los tratamientos quirúrgicos convencionales,
como el desarrollo de sustitutos de conjuntiva mediante ingeniería de tejidos
(Samuel et al, 2007; Butler et al, 2002; Hsu et al, 2000; Inatomi et al, 2005;
Pellegrini et al, 1997; Triana, 2004). Aunque en Colombia existen varios grupos de
investigación en oftalmología (Base de datos Colciencias), hasta el momento no
ha sido reportado el desarrollo de productos oculares de ingeniería de tejidos. Por
lo tanto, al cumplir con el objetivo de ésta investigación se podrán desarrollar
substitutos de conjuntiva que sean evaluados preclínicamente en futuros trabajos.
133. MARCO TEÓRICO
3.1 GENERALIDADES ACERCA DE LA CONJUNTIVA
La conjuntiva es una mucosa delgada y transparente que recubre la porción
anterior de la esclerótica hasta el limbo y la superficie posterior de los párpados.
Se divide en tres partes: la porción palpebral, el fondo de saco y la porción bulbar.
Su función es proteger el ojo de patógenos y agresiones externas, aportar la
porción mucosa de la película lagrimal, y contribuir a mantener la integridad de la
superficie ocular y la transparencia corneal (Gipson, 2004).
Figura 1. Cuenca lacrimal, conteniendo el mar lacrimal. Adaptado de: Ojo seco, Tomo
I/Anatomía y fisiología/J. Murube/Tecnomédica Editorial, 1997.
14Histología:
Histológicamente la conjuntiva está formada por dos capas: el epitelio y el estroma
o sustancia propia. El epitelio, no queratinizado, estratificado, descansa sobre una
membrana basal que le separa del estroma. Las células epiteliales conjuntivales
varían en la conjuntiva bulbar y en la palpebral. El epitelio de la conjuntiva bulbar
es un epitelio pavimentoso estratificado de 5-8 capas, acentuándose la disposición
pavimentosa en las inmediaciones del limbo corneal. Las células superficiales de
la conjuntiva tienen forma hexagonal, de una diámetro medio de 8, con
numerosas microvellosidades. El epitelio de la conjuntiva palpebral y parte anterior
de los fondos de saco es de tipo mucoso cilíndrico de un espesor de dos células.
El estroma tiene dos capas: Una profunda, gruesa, formada por tejido conectivo
denso por el que discurren vasos y nervios y que aloja o sirve de paso a las
diversas glándulas de la conjuntiva; y otra más superficial, de cinco a diez veces
más fina que la anterior y de un espesor igual al del epitelio. Su trama fundamental
está formada por fibras colágenas y elásticas; posee abundantes capilares y sólo
esboza papilas en las inmediaciones del limbo corneal. En su espesor hay
linfocitos, histiocitos y plasmocitos. (Gipson, 2004. Murube, 1997.Álvarez et al
1996)
Figura 2. Histología de la Conjuntiva. Epitelio columnar multiestratificado con células
caliciformes en las capas superficiales. Debajo del epitelio hay un tejido de soporte vascular laxo.
X128. Tomado de: Burkitt, HG., et al., Histología Funcional Wheater. 1997.
15Células Caliciformes:
Incorporadas al epitelio se encuentran las células secretorias de mucina o células
caliciformes. Éstas se disponen en la superficie conjuntival o en pequeños
espacios del epitelio conjuntival, llamadas criptas mucosas de Henle (Murube,
1997) y se encargan principalmente de producir las mucinas, como la MUC5AC,
responsable de mantener la integridad de la película lagrimal e hidratar la
superficie ocular (Lemp et al., 1971; Kunert, 2001), además de la formación de
una barrera química y física que protege los epitelios corneal y conjuntival de
bacterias y daño externo; dichas mucinas pueden ser evidenciadas en el epitelio
mediante tinciones como ácido periódico-Schiff (PAS) (Murakami T, et al., 2003).
Distribución:
Las células caliciformes están distribuidas con densidad diversa por toda la
superficie conjuntival. La máxima concentración se encuentra en la parte medial
del fondo de saco y párpados inferiores y están ausentes o son muy escasas en el
anillo conjuntival perilímbico (Murube, 1997). Se distribuyen cuantitativamente
según la tabla 1.
Tabla 1. Densidad media y desviación estándar de células caliciformes de la conjuntiva
por milímetro cuadrado (Rivas et al, 1991). Adaptado de: Ojo seco, Tomo I/Anatomía y
fisiología/J. Murube/Tecnomédica Editorial, 1997.
16Figura 3. Esquema de la disposición y densidad de las células caliciformes en la cuenca
lacrimal. La línea doble representa el margen palpebral y la línea continua, el fórnix conjuntival.
Adaptado de: Ojo seco, Tomo I/Anatomía y fisiología/J. Murube/Tecnomédica Editorial, 1997.
Las células caliciformes se forman por mitosis a partir de células madres situadas
en el estrato basal del epitelio conjuntival. Empujadas por la formación de nuevas
células, se desplazan hacia la superficie, y a su vez van madurando. Luego de
alcanzada la superficie liberan durante unos pocos días su secreción, y finalmente
se desprenden a la cuenca lacrimal y son eliminadas con la lágrima (Murube,
1997).
Mucina:
Al reproducirse, la célula mucinosa carece de mucina. Ésta empieza a secretar en
la segunda fase cuando la célula aún no ha alcanzado la superficie, iniciando la
formación de mucina de la siguiente forma: el núcleo se rechaza hacia la base, el
aparato de Golgi produce y desprende gránulos secretorios; como consecuencia,
la célula aumenta de volumen. En la tercera fase la célula, una vez alcanza la
superficie abierta o una cripta mucosa de Henle, vierte su contenido al mar
lacrimal por un mecanismo merocrino. Esta actividad se mantiene durante unos
17días. Finalmente, en la cuarta fase la célula deja de sintetizar y segregar mucina, y
se descama a la cuenca lacrimal (Murube, 1997).
El mucus conjuntival está fundamentalmente formado por glucoproteínas,
altamente glicosiladas (hasta 50-60%) las cuales, como su nombre indica, tienen
un componente proteico y otro hidrocarbonado. El componente proteico, que
constituye algo menos del 50% de la glucoproteína, es una larga cadena
polipeptídica cuyos aminoácidos más abundantes son serina, treonina y prolina, y
en la que también participan residuos de cisteína, cuyos grupos sulfhidrilos forman
puentes disulfuro con grupos similares. Estas cadenas polipeptídicas están ligadas
entre sí por sus N y C terminales y por interacciones entre las cadenas
hidrofóbicas de sus aminoácidos. El componente glicosilado, que constituye algo
más de la mitad de la glucoproteína, forma alrededor de la cadena polipeptídica
una cubierta incompleta de cortas cadenas laterales de carbohidratos, ligadas a la
cadena polipeptídica por enlaces covalentes. Entre estos oligosacáridos están el
ácido siálico, fucosa, galactosa, N-acetilglucosamina y N-acetilgalactosamina. El
grupo extremo de estas cadenas laterales suele ser un ácido siálico. El ácido N-
acetilneuramínico, al pH lacrimal, está completamente ionizado, aportando a las
moléculas una densa carga negativa y una clara asimetría axial. El componente
glicosilado de las mucinas varía según la función que estas mucinas hayan de
cumplir (Murube, 1997).
En el cuerpo humano se han aislado 19 genes diferentes para mucinas. Cada
gene de la mucina tiene una secuencia y una longitud única de aminoácido, y sus
alelos varían en el número de repeticiones de la secuencia. Los genes humanos
de la mucina se señalan MUC1, -2, de acuerdo al orden en que han sido
descubiertos. De acuerdo a la secuencia de los genes las mucinas han sido
clasificadas en dos categorías: secretadas y asociadas a membrana (Gendler Sj et
al, 1995).
18Mucinas secretadas
19 genes de mucinas a
la fecha
Formadoras de gel
< 1 millón kDa
Pequeña soluble
Mucinas asociadas a membrana
Los dominios extracelulares se desprenden
Figura 4. Estructura de las dos clases de mucinas: secretadas y asociadas a membrana.
Adaptado de: Argüeso P et al, 2001.Experimental Eye Research, Epithelial mucins of the ocular
surface: structure, biosynthesis and function, 73: 281–289.
Mucinas secretadas
De las siete mucinas identificadas, cinco son llamadas formadoras de gel. Las
mucinas formadoras de gel, son grandes glicoproteínas con dominios ricos en
cisteína, en sus N y C terminales, lo que resulta en grandes polímeros que
producen un moco viscoso. Éstas son secretadas por las células caliciformes en
todas las superficies epiteliales húmedas del cuerpo, y se mueven en ellas, por los
varios mecanismos, incluyendo el movimiento de los cilios traqueales, peristalsis,
o, en el caso de la superficie ocular, por el movimiento de los párpados; para
limpiar la superficie de partículas extrañas. El carácter hidrofílico de las mucinas
secretadas, ayuda a sostener los líquidos en superficies epiteliales.
19Adicionalmente se han identificado dos pequeños mucinas secretados, MUC7 y -
9- que carecen de dominios ricos en cisteína, y se ha demostrado que la MUC7
tiene actividad antimicrobiana (Situ H, 2003).
Mucinas asociadas a membrana
Se han identificado diez. Todas tienen una cola citoplasmática corta y un solo
dominio transmembrana, y la mayoría tienen un gran dominio extracelular
glicosilado, que se extiende más de 500 nm dentro del glicocalyx. Todas las
superficies epiteliales húmedas secretan muchas de éstas mucinas. Ellas parecen
contribuir como una barrera hidrofílica de la superficie epitelial, y cada una tiene
una función específica adicional (Hollingsworth MA, 2004). Dentro de este grupo
se encuentran la MUC1 y -4, que tienen capacidad de señalización a través de su
cola citoplásmica y el dominio extracelular similar al Factor de Crecimiento
Epidermal, respectivamente (Hollingsworth MA, 2004). La MUC16 tiene el dominio
extracelular más grande de las mucinas asociadas a membrana.
Se sabe (Gipson et al., 1996) que el epitelio corneal y conjuntival forma MUC1,
que el epitelio conjuntival expresa MUC4, y que las células caliciformes
conjuntivales expresan MUC7 y MUC5AC. La MUC1, de acuerdo a Sack et al
1996, es similar a la encontrada en la saliva, y se localiza en la membrana
citoplásmica de las células epiteliales aumentando en abundancia desde el polo
basal al apical de la célula. Esta mucina disminuye la capacidad de los
microorganismos para adherirse al epitelio y es la última línea de defensa contra
las proteasas de estos microorganismos (Murube, 1997).
20Figura 5. Esquema célula caliciforme. Adaptado de: Gipson I.K.Distribution of mucins at the
ocular surface Experimental Eye Research. (2004).
Función de la mucina
1. Formar una capa protectora húmeda sobre el epitelio, debido a su
capacidad de ligarse al agua y de retenerla, para garantizar así la
humectación y el aporte de proteínas, electrolitos y enzimas para las
funciones de defensa y mantenimiento del epitelio corneal.
2. Disminuir la tensión superficial del componente acuoso de la lágrima, y
favorecer que ésta se extienda sobre la superficie corneal y conjuntival.
Lubricar la córnea para facilitar el deslizamiento palpebral.
3. Atrapar microorganismos y cuerpos extraños y arrastrarlos hacia el lago
lacrimal, previniendo así infecciones superficiales.
4. Degradar algunos componentes lacrimales, especialmente los lípidos.
215. Proveer un microambiente facilitador de funciones como la actividad
neutralizadora de anticuerpos, defensinas, lisozima, transferrina y el “trefoil
factor” (Chen, 1997; Tseng, 1997; McClellan, 1997; Murube, 1997).
Figura 6. La película lagrimal. Adaptado de: Gipson I.K. Distribution of mucins at the
ocular surface Experimental Eye Research. (2004).
Cantidad de mucina conjuntival
La población de células caliciformes de un ojo es de 1.5 millones, y su volumen
global de 2.2 µL. Como una célula caliciforme segrega al día una cantidad de
mucina aproximadamente igual a su volumen, se supone que la secreción de
mucina de cada ojo es aproximadamente de 2-3 µL/día (Ehlers et al 1972).
223.2 LESIONES DE LA SUPERFICIE OCULAR
En cualquier patología que afecte la superficie ocular es crucial evaluar el
compromiso de los epitelios corneal y conjuntival, pues esto nos dará el pronóstico
de recuperación de cada paciente (Biber et al., 2010); sin importar la lesión
epitelial corneal existente se puede considerar que la recuperación de este epitelio
será completa siempre y cuando se mantengan indemnes un número adecuado de
células madre limbares, éstas células se encuentran a nivel del limbo
esclerocorneal en un área conocida como palisadas de Vogt, y desde allí se
desplazan en sentido centrípeto para regenerar el epitelio o cerrar heridas del
mismo.
córnea
córnea limbo conjuntiva
Figura 7. Palisadas de Vogt en limbo. En A se observa la ubicación macroscópica del imbo
esclerocorneal y señaladas por la flecha las palizadas de Vogt ligeramente pigmentadas. En B
se aprecia un acercamiento de las palizadas donde observamos que se trata de un área con
irregularidades de relieve las que se confirma en el corte histológico (E) Adaptado de: Li W. et
al. Niche regulation of corneal epithelial stem cells at limbus. Cell Research. (2007).
23Biber et al., en 2010 publicó una clasificación para las lesiones de superficie ocular
tanto agudas como crónicas basado en el estado de la conjuntiva y las células
madre limbares.
Estadio “a” Estadio “b” Estadio “c”
Conjuntiva normal Conjuntiva Conjuntiva
previamente inflamada
inflamada
Estadio I Estadio Ia Estadio Ib Estadio Ic
Deficiencia de Iatrogenia Historia de lesión SSJ leve, POC,
células madre NIC química o térmica lesión química
parcial Asociado a lentes reciente
de contacto
Estadio II Estadio IIa Estadio IIb Estadio IIc
Deficiencia Aniridia, Lesión Historia de lesión SSJ severo, POC,
total/subtotal de severa por lentes química o térmica lesión química o
células madre de contacto, severa térmica reciente
Iatrogenia
NIC: Neoplasia intraepitelial conjuntival o corneal, SSJ: Síndrome Stevens-
Johnson, POC: Penfigoide ocular cicatricial.
Tabla 2. Clasificación de las enfermedades de la superficie ocular con lesión de células
madre limbares. Adaptado de: Bibler et al., (2010) Management of ocular stem cell disease. Int
ophthalm clin.
La superficie ocular, como unidad funcional constituida por la estrecha interacción
entre los epitelios corneal y conjuntival y la película lagrimal se puede ver afectada
por un extenso número de patologías cuya revisión al detalle no es el objetivo del
presente trabajo; mencionaré por tanto algunas generalidades sobre el síndrome
de ojo seco y algunas patologías que podrían beneficiarse de los avances en
ingeniería de tejidos alcanzados en este trabajo y otros tanto a nivel nacional
como mundial.
243.2.1. Síndrome de ojo seco o queratoconjuntivitis lacrimal
Se define como una alteración multifactorial de la Unidad Funcional Lagrimal con
resultado de síntomas de molestias (disconfort) y alteración de la agudeza visual,
y como hecho fisiopatológico, establece la inestabilidad de la película lagrimal, el
aumento de la osmolaridad y la inflamación (Dry Eye Workshop, 2007).
3.2.2. Síndrome de Sjögren
Enfermedad autoinmune caracterizada por infiltración linfocítica de las glándulas
exocrinas con la consecuente disfunción de glándulas salivares y lagrimales,
resultando en un síndrome sicca; la superficie ocular está igualmente afectada por
infiltrados linfociticos en conjuntiva y apoptosis de las células epiteliales. Múltiples
citoquinas como las Interleuquinas (IL) 1, 6 y 8 además de los factor de necrosis
tumoral α (FNT-α) y factor transformante del crecimiento β (FTC-β) se han
identificado en las lagrimas de estos pacientes, por lo que se ha postulado que
puedan tener algún papel en la patogénesis de la alteración a nivel de la superficie
ocular. (Aragona P, et al., 2006)
3.2.3. Deficiencia de Vitamina A
La Vitamina A es esencial para la síntesis de RNA y glicoproteínas por parte de las
células epiteliales conjuntivales, dicha síntesis ayuda a mantener la mucosa
conjuntival y el estroma corneal. En pacientes con deficiencia severa de Vitamina
A, la cornea se somete a un proceso de metaplasia escamosa con
queratinización. Una quertatitis punteada fina en cuadrante inferonasal es el signo
inicial, para luego extenderse por toda la córnea, la córnea desarrolla un aspecto
de piel de naranja con placas xeróticas y pérdida del epitelio. En deficiencias más
severas, infiltrados estromales necrotizantes pueden aparecer desarrollando
ulceras corneal que sin tratamiento pueden progresar a queratomalacia
(derretimiento corneano) (Collins CE y Koay P, 2010)
25Figura 8. Xeroftalmía por Avitaminosis A. Adaptado de: Ojo seco, Tomo I/Anatomía y
fisiología/J. Murube/Tecnomédica Editorial, 1997.
3.2.4. Síndrome de Stevens-Johnson.
Se define como un eritema multiforme vesiculo-buloso de la piel y otros órganos.
Es considerado como etapa inicial de una reacción dérmica cuya presentación
más severa es la Necrólisis Epidérmica Tóxica (NET), una condición inflamatoria
sistémica aguda que involucra piel y mucosas en más de 30% de superficie
corporal. Su etiología está ligada al uso de algunos fármacos en 60% de los
casos, además de infecciones por virus de herpes simple, micoplasma y algunos
factores genéticos predisponentes (Murube, 1997).
26Figura 9.Secuelas oculares de un paciente con síndrome de Stevens-Johnson. Adaptado
de: Inatomi et al, Cornea 2005; 24(Suppl. 1):S32–S38)
3.2.5. Penfigoide ocular
Es una enfermedad sistémica de origen desconocido pero presumiblemente
autoinmune, caracterizada por cicatrización conjuntival con fibrosis subepitelial y
formación de simbléfaron con acortamiento de los fondos de saco conjuntivales
(Faraj HG, y Hoang-Xuan T, 2001; Quintana R, 2004).
Figura 10.Secuelas oculares de un paciente con Penfigoide ocular. Adaptado de: Inatomi et
al., Cornea 2005; 24(Suppl. 1):S32–S38
273.2.6. Quemaduras químicas o térmicas
Las quemaduras representan un trauma ocular por agente químico, que puede
estar asociado o no con trauma mecánico. Afectan con mayor frecuencia el grupo
de edad entre 20 y 40 años, con mayor riesgo para el sexo masculino. El 61%
ocurre como accidentes industriales y el 37% en el hogar. Éstas pueden ser
originadas por dos tipos de agentes: ácidos o álcalis. Las lesiones por ácidos
afectan la superficie ocular y generalmente se detienen al combinarse con las
proteínas de la córnea, por lo que su daño es limitado. Los álcalis pueden
atravesar la córnea y llegan al iris, cristalino y estructuras internas, por lo que el
daño que ocasionan es mayor. Los ácidos dañan al ojo en el momento del
contacto; los álcalis continúan dañando mientras no sean retirados del ojo. De los
ojos que sufren una lesión por álcalis severa, sólo aproximadamente el 50%
presentará algún grado de mejoría visual con el tratamiento (Ralph, 1998; Lima,
2002).
Figura 11.Secuelas oculares de una lesión química. Adaptado de: Inatomi et al., Cornea
2005; 24(Suppl. 1):S32–S38
28Finalmente, secundario a éstas patologías, ocurre un daño en el estroma
conjuntival que subyace el epitelio, el cual conduce a un proceso reparativo
caracterizado por contracción y formación de cicatrices extensas que disminuyen
la superficie de la conjuntiva. Cuando esto ocurre pueden presentarse condiciones
patológicas que demanden injertar tejido (Cordeiro et al., 1997). Los autoinjertos
de conjuntiva pueden verse limitados por la disponibilidad de tejido donante; por
esta razón, se han utilizado diferentes tipos de mucosa natural, autóloga u
homóloga, y también membrana amniótica, en la reconstrucción de la conjuntiva,
con pobres resultados (Karesh JW et al., 1988; Fry TL et al., 1987; Tseng SC., et
al., 1997). Esto conduce no sólo a lesiones de la conjuntiva, sino también de la
córnea (Aragona et al., 2006). Por esta razón, en ciertos casos los trasplantes de
córnea, fracasan y no logran evitar la pérdida funcional de la visión (Panda A,
2007).
3.3 ESTADO DEL ARTE
En la actualidad existen diversas alternativas para el manejo de la patología de
superficie ocular, transplante queratolimbar autólogo (Kenyon KR and Tseng SC.,
1989), transplante limbar de pariente cercano (Biber JM., et al., 2010), los
aloinjertos en general proporcionados por un banco de ojos (Biber JM., et al.,
2010), transplantes de membrana amniótica (Tseng SC., et al., 1997) o uso de
células madres epiteliales cultivadas a partir de limbo corneal u otras fuentes como
mucosa oral (Fry TL and Woods CI., 1987) que han sido usadas procurando la
restauración de una superficie ocular lesionada. Cada una de esas diferentes
técnicas tiene sus propias indicaciones, contraindicaciones y limitaciones, por
ejemplo, en todos los casos de aloinjertos se requiere inmunosupresión sistémica
que puede acarrear efectos secundarios capaces de poner en riesgo la vida del
paciente; los autoinjertos de conjuntiva por su parte aunque no requieren
inmunosupresión sistémica pueden no estar disponibles en todos los pacientes
(Biber JM., et al., 2010). Además, antes de realizarse la restauración de la
29superficie ocular se debe asegurar un ambiente adecuado, esto significa la
optimización de la función del parpadeo y la recuperación de los fornices, así
como asegurar una lubricación adecuada de toda la superficie ocular (Schrader S.,
et al., 2009). En este campo la ingeniería de tejidos está emergiendo como una
posible alternativa a las ya mencionadas.
Los primeros sustitutos oculares obtenidos por ingeniería de tejidos fueron
corneales. Pellegrini y colaboradores (1997) fueron los primeros en demostrar la
aplicación clínica de injertos de láminas epiteliales cultivadas, luego de lo cual
diferentes técnicas de cultivo celular y soportes han sido evaluados en la
construcción de sustitutos con funcionalidad clínica en el tratamiento de lesiones
de la córnea (Koizumi N et al., 2001; Nakamura T et al., 2004). Mayor información
sobre reconstrucción de la superficie ocular empleando injertos de epitelios
mucosos cultivados, se encuentra en una revisión elaborada por Inatomi T y
colaboradores (2005).
El cultivo in vitro de cualquier epitelio y su diferenciación se ven favorecidos por la
presencia de tejido estromal, natural o sintético, sembrado o no con células (Butler
C et al., 2002). El co-cultivo de epitelio con fibroblastos en la interfase aire-líquido
ha permitido la obtención de láminas epiteliales que se han trasplantado en
corneas lesionadas (Inatomi T et al., 2005). Esta técnica también se ha empleado
para elaborar sustitutos de tejido conjuntivo. Lee SY et al. (2003) estudiaron el
efecto que tiene injertar soportes de ácidos poliláctico-poliglicólico, sembrados con
fibroblastos estromales y células epiteliales, en la contracción y la cicatrización de
lesiones de la conjuntiva de conejos. Los resultados de estos autores muestran
que las heridas conjuntivales, injertadas con los soportes sembrados con células,
epitelizan completamente y se produce una disminución en la formación de
cicatrices y en la contracción.
Desde hace más de 20 años se han empleado soportes de colágeno en la
manufactura de injertos artificiales para la superficie ocular (Geggel HS et al.,
301985; Hsu W-C et al., 2000) demostraron que un soporte acelular constituido por
un copolímero de colágeno y glicosaminoglicano (CG) reduce drásticamente la
contracción de la herida y promueve la síntesis de tejido estromal en una lesión de
espesor total. .
Cultivos de células caliciformes han sido obtenidos a partir de células provenientes
de modelo animal. Un método para aislamiento y cultivo primario de células
caliciformes aisladas de la conjuntiva de rata fue reportado por Shatos MA y
colaboradores (2001). Estos autores lograron hacer sub-cultivos de las células
aisladas sin que estas perdieran marcadores celulares característicos de los
tejidos vivos. La caracterización de las células caliciformes se hizo mediante
detección de citoqueratina CK-7, lectinas y MUC5AC.
Nuestro grupo tiene establecida la metodología para producir soportes de
colágeno tipo I, que han mostrado servir como soportes del crecimiento de
fibroblastos aislados de conectivo de mucosa oral y piel (Pérez S et al., 2001). En
un trabajo previo (Triana, 2004) se aislaron y cultivaron células de córnea de
conejo, mostrando que es posible investigar en el desarrollo de sustitutos de
tejidos oculares.
En definitiva todas las patologías que comprometen de forma severa la superficie
ocular y causan déficit visual, requieren de nuevas tecnologías que permitan la
reconstrucción de todos sus componentes, restaurar su funcionalidad y mejorar el
microambiente para hacer posibles procedimientos que busquen mejorar la
calidad visual del paciente y que no estén limitados por la poca disponibilidad de
tejido en compromisos bilaterales, significativos efectos adversos secundarios a
terapias medicamentosas crónicas y transmisión de infecciones, como en los
trasplantes de córnea (Panda A, 2007).
31Explorar las opciones terapéuticas fundamentadas en estos campos, con el
propósito de reconstruir zonas de la conjuntiva en las que las células caliciformes
se encuentren afectadas, puede ser una opción para mejorar el microambiente del
segmento anterior y así hacer apto al paciente para procedimientos que mejoren
su calidad visual. Es por esto que este trabajo busca establecer fundamentos que
permitan iniciar el desarrollo de sustitutos de conjuntiva artificiales que puedan ser
aplicados en humanos. En el proceso se generarán las propuestas investigativas
que permitan la formación y consolidación de un grupo dedicado a la elaboración
de sustitutos de tejidos oculares en la Unidad de Oftalmología y el Departamento
de Farmacia de la Universidad Nacional de Colombia. Así de manera activa
estaremos contribuyendo con la iniciativa global de la OMS de eliminar la ceguera
en el 2020.
324. OBJETIVOS
4.1 OBJETIVO GENERAL:
 Establecer un co-cultivo de fibroblastos, queratinocitos y células
caliciformes, aisladas de conjuntiva de conejos, en soportes de colágeno
tipo I.
4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
 Estandarizar el co-cultivo de fibroblastos, queratonicitos y células
caliciformes provenientes de conjuntiva de conejos en soportes de colágeno
tipo I.
 Realizar la caracterización morfológica, histoquímica e inmunohistoquímica
de los co-cultivos desarrollados.
335. DISPOSICIONES VIGENTES
La presente investigación no presenta dilemas éticos en ninguna de sus acciones
o procedimientos. En el diseño de los experimentos se buscó minimizar al
máximo el sacrificio de animales. La manipulación de los animales se llevó a cabo
siguiendo los lineamientos internacionales: National Institutes of Health (NIH),
National Association for Biomedical Research (NABR) y The Association for
Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) y Nacionales (Artículo 11 de la
Resolución nº 008430 de 1993 del Ministerio de Salud y Ley 84 del 27 de
diciembre de 1989) con el fin de minimizar el sufrimiento animal. Para tomar las
biopsias, los animales fueron llevados a la sala de eutanasia del bioterio del
Departamento de Farmacia de la Universidad Nacional. Allí, se inmovilizaron para
la aplicación intravenosa del agente anestésico en una solución concentrada de
anestésicos no inhalantes tipo barbitúricos, a nivel de la vena marginal de la oreja.
A continuación, se verificaron los signos vitales para comprobar la muerte y
posteriormente se obtuvieron las muestras de tejido ocular.
346. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 MATERIALES
Para el desarrollo del presente proyecto se utilizaron: Fenobarbital sódico y
difenilhidantoina sódica, medio de cultivo Dulbecco`s modified Eagle`s médium
(DMEM) suplementado con suero fetal bovino (SFB), medio de cultivo para
queratinocitos libre de suero fetal (K-SFM), solución balanceada de Hank, L-
glutamina y penicilina-estreptomicina, anfotericina B, solución tripsina-EDTA,
mitomicina C; frascos de cultivo Falcon, tubos Falcon (15 y 50 ml), pipetas,
laminillas, tinciones Hematoxilna-Eosina y ácido periódico-Schiff (PAS),
anticuerpos monoclonales anti-CK7 y anti-Vimentina.
6.2 OBTENCIÓN Y PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS
La obtención de los cultivos primarios y subcultivos tanto de fibroblastos como de
queratinocitos se realizó siguiendo la metodología usada por Vasquez AC, et al.
2009; introduciendo modificaciones a medida que el proyecto las fue requiriendo.
Se obtuvieron biopsias de conjuntiva de conejos Nueva Zelanda, provenientes de
una granja de cunicultura, de aproximadamente 3 a 6 semanas de vida, con pesos
entre 600 y 1.200 g, los cuales fueron sacrificados en el Bioterio del Departamento
de Farmacia de la Universidad Nacional de Colombia. La eutanasia se practicó
mediante la inyección de una mezcla de fenobarbital sódico y difenilhidantoina
sódica (Eutanex), 390 y 50 mg/kg respectivamente, en la vena marginal de la
oreja. Se realizó profilaxis antimicrobiana con moxifloxacina al 0.5% colirio, una
gota cada 5 minutos, 30 minutos previo a la eutanasia y antes de la toma del
tejido.
35Bajo condiciones de asepsia y antisepsia, con ayuda de pinzas .12 y tijeras de
Westcott estériles, se realizó la toma del tejido conjuntival superficial, bajo
estereoscopio a fin de aislar en lo posible el epitelio conjuntival y posteriormente
del tejido conjuntival más profundo junto con la cápsula de Tenon. Las muestras
fueron transportadas en tubos Falcon 15 ml (Becton Dickinson Labware NJ, USA),
con solución balanceada de Hank suplementada con penicilina-estreptomicina
(100 u/ml, 100 µg/ml) (Gibco ®, Grand Island, NY, USA) y anfotericina (25 µg/ml)
(ICN, Biomedicals Inc., Aurora, Ohio, USA).
Una vez en el laboratorio bajo condiciones asépticas, en cabina de flujo laminar
vertical, el tejido fue lavado con buffer de fosfatos (PBS, pH 7.4) y suplementado
con penicilina-estreptomicina (100 u/ml, 100 µg/ml) para retirar mecánicamente
restos hemáticos y tejidos contaminantes. Posteriormente se lavaron de nuevo con
PBS suplementado con antibióticos como ya se mencionó, a intervalos de 20
minutos a 37°C, en tres ocasiones, con el fin de eliminar la contaminación
microbiana. Una vez transcurrido este tiempo, se procesaron de acuerdo al tipo
celular requerido.
6.3 AISLAMIENTO DE CÉLULAS EPITELIALES
Para el aislamiento y cultivo de células epiteliales se probó inicialmente el método
de explantes (Vásquez AC, et al., 2009). Se obtuvieron capas de tejido conjuntival
que fueron extendidas sobre las cajas de cultivo de 5.5cm2 y posteriormente se
realizaron cortes con ayuda del bisturí, para obtener explantes de 1mm2. Una vez
adheridos al plato de cultivo, se agregaron 5 ml de medio de cultivo K-SFM,
suplementado más anfotericina B 25 μg/ml, penicilina/estreptomicina 100 UI y 100
μg/ml respectivamente. Las cajas fueron incubadas en atmósfera húmeda (5% de
CO ) a 37ºC, hasta obtener una monocapa de células. El medio se cambió dos
2
veces por semana. Una vez se obtuvieron cultivos con confluencia mayor al 80%,
36se realizaron pasajes para ampliar la población celular. A medida que se
reconocieron dificultades en la obtención de las células epiteliales, el
procedimiento descrito se modificó.
Luego se usó el método de disgregación enzimática sobre capa alimentadora de
fibroblastos tratados con mitomicina C (MTC) siguiendo los lineamientos del Grupo
Ingeniería de Tejidos y Terapias Celulares de la Universidad de Antioquia (Arango
2009) con algunas modificaciones. Brevemente, una vez obtenidas las biopsias de
epitelio conjuntival estas eran lavadas con mezcla de PBS y antibióticos tal como
se describió, acto seguido el tejido era cortado con tijera en presencia de
Tripsina/EDTA (Gibco®, Grand Island, NY, USA) 0,05% se sumergían los
fragmentos en 10cc Tripsina/EDTA se dejaban en agitación durante 30 min a 37°C
a velocidad media, el contenido era entonces pasado por un filtro (cell strainer) de
0.70µc. La solución resultante era inactivada con PBS más SFB 5%, dicha mezcla
se centrifugaba a 1500rpm (Beckman, J2-MC) durante 10 min para luego
resuspender el pellet en 2 cc de K-SFM, realizar conteo celular y sembrar las
células obtenidas en caja de 6 pozos preparados con capa alimentadora, a una
densidad de 200.000 células por pozo.
Las capas alimentadoras se obtenían a partir de células de la línea celular murina
3T3-Swiss sembradas en la caja de 6 pozos, al observarse confluencia se les
aplicó Mitomicina C (MTC, Laboratorio Evolucia S.A.S Polvo Liofilizado
Fraccionado, Bogotá, Colombia) 0,01mg/mL durante 4 horas a 37°C para
inactivarlos y sembrar en ellos los queratinocitos obtenidos a partir de el proceso
de disgregación enzimática.
Posteriormente se modificó nuevamente el procedimiento usando la técnica de
explantes sobre una capa de fibrina; para esto se tomaron muestras de sangre
total humana (aprox 10 cc, donantes humanos voluntarios informados sobre el
procedimiento y sus posibles riesgos) en tubos con citrato de sodio al 3.8% se
procedió a centrifugar esos muestras por 10 min a 1800rpm. El sobrenadante fue
37retirado asegurándose de tomar únicamente el plasma total, y se procedió a
realizar la elaboración del coagulo de fibrina en placas de cultivo de 6 pozos
siguiendo las especificaciones del Grupo Ingeniería de Tejidos y Terapias
Celulares de la Universidad de Antioquia (Arango 2009). Sobre esta fibrina se
procedió a sembrar explantes de conjuntiva y células obtenidas mediante el
proceso de disgregación enzimática mencionado arriba en cuyo caso la capa de
fibrina reemplazaba la capa alimentadora.
Subcultivos o pasajes: Una vez se obtuvieron cultivos confluentes, se retiró el
medio y se lavaron las cajas con PBS. Posteriormente se adicionó a la caja 1 ml
de la mezcla de tripsina al 0.025% y EDTA (Sigma Chemical Co., St Louis, USA)
al 0.02 %. Las mezclas se dejaron actuar hasta observar desprendimiento celular
(aproximadamente 10 minutos), y luego se inactivó su acción con 1 ml de DMEM
suplementado al 10% con SFB. La suspensión obtenida se centrifugó a 1200 rpm
(Beckman, J2-MC) por 10 minutos y los pellets obtenidos se resuspendieron
independientemente en 1 ml de DMEM suplementado, para ser distribuidos en 2
nuevos frascos de cultivos (Watt, 1998). Este procedimiento fue aplicado también
a los métodos de capa alimentadora con fibroblastos 3T3 tratados con MTC y al
de capa de fibrina, manteniendo en cada caso el protocolo de base de la técnica;
es decir, se usó una nueva capa de células fibroblastos 3T3 en cada nueva caja y
un nuevo coagulo de fibrina en cada nueva caja.
6.4 AISLAMIENTO Y CULTIVO DE FIBROBLASTOS
Para este tipo celular se siguió el procedimiento referido por Vásquez et al., 2009,
sin mayores modificaciones. Una vez se obtuvo la porción superficial de la
conjuntiva, se tomó la porción profunda junto con la capsula de Tenon. Posterior a
los lavados con PBS, se realizaron cortes del tejido conectivo aislado, de
382 2
aproximadamente 1 mm , se colocaron en el frasco de cultivo de 25 cm a una
distancia de 0.5 cm entre ellos, se dejaron secar por 30 minutos y una vez
adheridos al plato se añadieron 5mL de medio DMEM (Dulbecco`s modified
Eagle`s médium) (Gibco®, Grand Island, NY, USA), suplementados con
aminoácidos no esenciales, vitaminas y piruvato de sodio todos al 1%, anfotericina
B 25 μg/ml, penicilina/estreptomicina 100 UI y 100 μg/ml, respectivamente y suero
fetal bovino al 10%. Se incubó a 37ºC y 5% CO2 hasta obtener una monocapa de
fibroblastos confluentes. El medio se cambió dos veces por semana.
Subcultivos o pasajes: Para los subcultivos de fibroblastos se realizó el mismo
procedimiento que para la células epiteliales utilizando la mezcla de tripsina y
EDTA, 0.25% y 0.02%, respectivamente; la cual se dejó actuar por solo 10
minutos.
6.5. OBTENCIÓN DE LOS SOPORTES DE COLAGENO TIPO I
Se hizo una modificación de un procedimiento desarrollado en nuestro grupo de
trabajo (Pérez et al., 2001), para obtener colágeno a partir de fascia de bovino, la
cual se limpió y cortó en pedazos pequeños, que se sumergieron en ácido acético
0.01M y se mantuvieron a 4°C hasta disolución. Después se procedió a precipitar
el colágeno con NaOH 0,1 N. El precipitado se lavó con PBS y después de
liofilizado se disolvió hasta una concentración de 2 mg/ml (determinada mediante
espectroscopia UV). La solución de colágeno obtenida se analizó mediante SDS-
PAGE y después de comprobar su pureza, se entrecruzó usando diferentes
concentraciones de solución de glutaraldehído en ácido acético 0.05M. Para
obtener mallas, el colágeno fue liofilizado, luego cortado en fragmentos de 2 cm2 y
esterilizado con óxido de etileno y almacenado a temperatura ambiente, hasta su
uso.
396.6 OBTENCIÓN DEL COCULTIVO
Los soportes de colágeno tipo I obtenidos mediante el protocolo ya enunciado
sección 6.5, cortados en áreas de 2 mm2 y esterilizados fueron sumergidos en
DMEM al 20% SFB durante una noche en incubadora a 37ºC y 5% CO2. Al día
siguiente se tomaron las cajas de 3 ó 4 pasajes con fibroblastos y se les retiró el
medio, se lavaron con PBS y se les aplicó la mezcla de tripsina al 0.025% y EDTA
al 0.02 % (Sigma Chemical Co., St Louis, USA). Las mezclas se dejaron actuar
hasta observar desprendimiento celular (aproximadamente 10 minutos), y luego se
inactivó su acción con DMEM suplementado al 10% con SFB. La suspensión
obtenida se centrifugó a 1200 rpm (Beckman, J2-MC) por 10 minutos y los pellets
obtenidos se resuspendieron en DMEM (Gibco®, Grand Island, NY, USA),
suplementados con aminoácidos no esenciales, vitaminas y piruvato de sodio
todos al 1%, anfotericina B 25 μg/ml, penicilina/estreptomicina 100 UI y 100 μg/ml,
respectivamente y suero fetal bovino al 10%. Esta mezcla fue adicionada a los
soportes de colágeno ya preparados, luego se incubaron a 37ºC y 5% CO2. El
medio se cambió dos veces por semana hasta que los cultivos de queratinocitos
alcanzaran la confluencia para ser sembrados sobre los soportes con fibroblastos,
en general mínimo 3 semanas y máximo 8 semanas. Para sembrar los
queratinocitos se usaron dos técnicas, en la primera, se retiró el medio y se
lavaron las cajas con PBS. Posteriormente se adicionó a la caja 1 ml de la mezcla
de tripsina al 0.025% y EDTA (Sigma Chemical Co., St Louis, USA) al 0.02 %. Las
mezclas se dejaron actuar hasta observar desprendimiento celular
(aproximadamente 10 minutos), y luego se inactivó su acción con 1 ml de DMEM
suplementado. La suspensión obtenida se centrifugó a 1200 rpm (Beckman, J2-
MC) por 10 minutos y los pellets obtenidos se resuspendieron en K-SFM y se
sembraron sobre los soportes. El medio se cambio dos veces por semana,
centrifugando el medio antes de desecharlo cuando se observaban células viables
que no se habían fijado a la superficie del soporte, los soportes se fijaron en
formaldehido al 10% en PBS s 4°C durante mínimo 2 días y se llevaron para
40procesamiento de histología, histoquímica e inmunohistoquímica en laboratorio de
patología interfacultades de la Universidad Nacional de Colombia sede Bogotá.
La segunda técnica usada consistió en retirar el medio, lavar las cajas con PBS.
Posteriormente adicionar a la caja 1 ml de dispasa (Gibco®, Grand Island, NY,
USA) al 0.5% por 40 minutos a 37° C, con el fin de separar la monocapa de
células epiteliales y posteriormente se procuró ubicar la monocapa sobre el área
central del soporte de colágeno con fibroblastos; se aplicó K-SFM hasta cubrir por
completo los soportes, el medio se cambio dos veces por semana durante tres
semanas para luego dejar los soportes en una interface aire-liquido buscando la
estratificación del epitelio durante 14 días, los soportes se fijaron en formaldehido
al 10% en PBS a 4°C durante mínimo 2 días y se llevaron para procesamiento de
histología, histoquímica e inmunohistoquímica en laboratorio de patología
interfacultades de la Universidad Nacional de Colombia sede Bogotá.
417. RESULTADOS
7.1. AISLAMIENTO Y CULTIVO DE CÉLULAS EPITELIALES
Con el método estandarizado por Vásquez AC et al., de la inyección
subconjuntival de aire, para obtener tejido conjuntival superficial, se obtuvieron
monocapas confluentes de queratinocitos con mínima contaminación por
fibroblastos o ausencia de la misma.
Figura 12. Monocapa de queratinocitos cultivados. Se observa monocapa de queratinocitos
al día 20 de su cultivo con la técnica implementada por Vásquez et al. 2009. Aumento 10x.
42Figura 13. Monocapa de queratinocitos cultivados. Imagen ampliada del cultivo de la figura
anterior. Se observa con detalle la disposición en empedrado y algunos gránulos
intracitoplasmáticos que podrían corresponder a gránulos de mucina. Aumento 40x.
El método de capa alimentadora sobre fibroblastos 3T3 fue efectivo por cuanto
permitió el crecimiento de una monocapa de queratinocitos sin contaminación por
fibroblastos a partir de un número reducido de células epiteliales viables al
momento del cultivo, las características microscópicas del cultivo son las mismas a
las obtenidas con el método previamente usado; sin embargo no fue posible lograr
la ampliación del cultivo pues al realizar el primer pasaje se observó poca
adherencia de las células a la capa alimentadora y nunca se logró una confluencia
adecuada.
Figura 14. Capa alimentadora de fibroblastos 3T3. Observamos células de aspecto
fibroblastoide con una buena confluencia al día 3 de su cultivo. Al llegar al día 5 serán tratadas con
Mitomicina C para proceder a sembrar en ellas los queratinocitos obtenidos por disgregación
enzimática. Aumento 10x.
43La técnica de coágulos de fibrina, permitió obtener una monocapa de células
epiteliales con adecuada confluencia al día 15 de cultivo, sin embargo, hacia el día
11 se empezó a observar contaminación con fibroblastos en algunos de los pozos
y hacia el día 20 en otros.
EX
Figura 15. Explantes sobre coagulo de fibrina. EX: Explante de conjuntiva. La flecha indica el
área de crecimiento de la monocapa al día 6 en ese explante. Aumento 4x.
Por lo anterior se decidió separar las monocapas en el cultivo primario con
Dispasa 0.5% y colocar estas monocapas sobre los soportes de colágeno; dicho
procedimiento tuvo una dificultad técnica especial al observarse que las
monocapas se plegaba sobre sí mismas por lo que su posicionamiento sobre los
soportes fue técnicamente difícil y muy probablemente quedaron algunas áreas
plegadas sobre los mismos.
44Figura 16. Explantes sobre coagulo de fibrina. Una vista a mayor aumento de otra área de
cultivo, se observa un área de células en crecimiento sobre el coagulo de fibrina. Aumento 10x
7.2. AISLAMIENTO Y CULTIVO DE FIBROBLASTOS
Siguiendo la metodología planteada y realizada por Vásquez et al. en 2009, se
obtuvieron cultivos confluentes de fibroblastos entre los días 6 a 9, los cuales
fueron ampliados realizando entre 3 y 4 pasajes antes de sembrarlos en los
soportes de colágeno
Figura 17. Fibroblastos en cultivo.
457.3. OBTENCIÓN DEL COCULTIVO
El seguimiento del crecimiento celular en los soportes es complejo dada la
naturaleza opaca del soporte en si mismo lo que impide ver con claridad la
morfología celular como la evidenciábamos en fotos previas. En cada observación
en el microscopio de luz invertida se observaba principalmente la ausencia de
contaminación biológica y al mover el foco hacia arriba y abajo se podían observar
características de algunas células sin poderse definir con claridad si eran estas
fibroblastos o queratinocitos.
Otro aspecto que se evaluaba era el consumo del medio de cultivo dado por
cambio de color al bajar el pH del mismo por el metabolismo celular; estos
parámetros nos daban la impresión que efectivamente había crecimiento celular.
En la figura 18 observamos la imagen al microscopio de luz invertida de un
cocultivo realizado tripsinizando tanto los fibroblastos como los queratinocitos,
mientras en la figura 19 observamos un cocultivo realizado tripsinizando los
fibroblastos y luego poniendo la monocapa de queratinocitos sobre el soporte
separada mediante el uso de dispasa.
Figura 18. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Día 7. Las flechas negras señalan
irregularidades de la superficie del soporte, la flecha blanca muestra el núcleo de una célula sin
que sea posible determinar a simple vista si es fibroblasto o queratinocito. Aumento 40x.
46Figura 19. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Día 20. A menor aumento y con
enfoque más superficial que la foto anterior se observan menos nítidamente las irregularidades de
la superficie del soporte. Se observan también gran número de áreas oscuras compatibles con
núcleos celulares por encima de los soportes. Aumento 10x.
7.4. CARACTERIZACIÓN HISTOLÓGICA- HISTOQUÍMICA.
Los co-cultivos fueron procesados por el laboratorio de patología interfacultades
de la Universidad Nacional de Colombia para su caracterización histológica e
histoquímica.
La tinción con hematoxilina-eosina mostró una densidad celular menor a la
esperada, con células que tenían características algunas de fibroblastos y otras de
queratinocitos adheridos y/o en relación al soporte de colágeno tipo I, sin
observarse un patrón anatómico similar al de la conjuntiva sana que era el que se
esperaba encontrar.
47Figura 20. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción H-E. Aumento 10x.
Figura 21. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción H-E. Aumento 40x.
La tinción con PAS demostró la presencia de células con alto contenido
glicoproteíco compatible con queratinocitos - células caliciformes de conjuntiva.
Figura 22.
Figura 22. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción PAS. Aumento 10x.
487.5. CARACTERIZACIÓN INMUNOHISTOQUÍMICA.
La caracterización inmunohistoquímica fue igualmente realizada en el laboratorio
de Patología interfacultades de la Universidad Nacional de Colombia sede Bogotá.
Se realizaron tinciones con Citoqueratina 7 para identificar células de origen
epitelial y con Citoqueratina 7 más Vimentina con el objeto de identificar los dos
tipos celulares (los fibroblastos como células de origen mesenquimal presentan
tinción positiva con Vimetina) sobre el soporte de colágeno. Con estas tinciones
confirmamos los hallazgos que ya se habían identificado con las otras tinciones, a
pesar de encontrar los dos tipos celulares adheridos al soporte, no estaban
conformando una estructura tridimensional similar a la de la conjuntiva sana, lo
cual era el objetivo de este proyecto. Por el contrario se observan formando
pequeñas colonias en diferentes áreas del soporte.
Figura 22. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción CK-7. Se observan las células
positivas para expresión de Citoqueratina 7 como las de un citoplasma tono café muy oscuro.
Aumento 10x.
49Figura 23. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción CK-7. A mayor aumento se
observan las células positivas para expresión de Citoqueratina 7 como las de un citoplasma tono
café muy oscuro. Aumento 40x.
Figura 24. Co-cultivo en soportes de colágeno tipo I Tinción CK-7 + Vimentina. Se
observan las células positivas para expresión de Citoqueratina 7 como las de un citoplasma tono
café muy oscuro (flechas blancas) y las positivas para Vimentina en tono rojizo oscuro (flechas
negras). Aumento 10x.
508. ANÁLISIS DE RESULTADOS
El presente trabajo es la continuidad del iniciado por Vásquez AC et al. (2009), en
el que se buscaba la obtención de un co-cultivo de células caliciformes y
fibroblastos en soportes de colágeno tipo I, pero que no se logró concluir. Es así
como tomando como base los hallazgos y los experimentos ya realizados en el
mismo laboratorio y con idénticos recursos se inició la fase final de obtener el co-
cultivo.
Los primero co-cultivos analizados por histología mostraron una muy baja
densidad celular por lo que se aumentaron progresivamente los tiempos en la
incubadora con cada tipo celular hasta llegar a 20 días para cada tipo celular, en
promedio; con este cambio se observó aumento en el número de células sin que
se evidenciara claramente la presencia de células epiteliales. En un procedimiento
extenso como el realizado con tantas posibles variaciones descritas por diferentes
autores son muchos los factores que pueden llevar al resultado final obtenido.
Dado que una de las principales dificultades estuvo en lograr el adecuado
crecimiento de queratinocitos con la menor contaminación por fibroblastos, se optó
por usar un medio de cultivo específico para ese tipo celular: K-SFM con este
medio se observó adecuado crecimiento de queratinocitos y disminuyó la
contaminación por fibroblastos. Sin embargo, y a pesar del cambio de medio
usado no fue posible en el desarrollo del presente trabajo suprimir por completo la
contaminación por fibroblastos, contaminación que se hacía aún más frecuente al
procurar aumentar la población de queratinocitos mediante pasajes,
aparentemente debido a la mayor facilidad y rapidez de fijación de los fibroblastos
en comparación a los queratinocitos; es pues imprescindible continuar trabajando
en el aislamiento de células epiteliales libres de fibroblastos. También fue difícil
alcanzar un número elevado de queratinocitos en monocapa por la característica
de estas células que tienden a desprenderse del plato de cultivo una vez han
51alcanzado cierto nivel de confluencia. Es posible que el uso de factores
adicionales en el medio como el factor de crecimiento epidérmico, que no fue
posible usar en esta etapa del trabajo; faciliten y mejoren el mantenimiento de una
monocapa de queratinocitos y su ampliación mediante pasajes a otras cajas de
cultivo. Estas dificultades limitaron las opciones de realizar el co-cultivo al ser
realizadas con una densidad celular que no era la ideal para sembrar
queratinocitos.
Los cultivos de fibroblastos obtenidos fueron adecuados tanto en aspecto al
microscopio como en número y se pudieron realizar varios pasajes sin que
perdieran sus características morfológicas distintivas ni su capacidad proliferativa;
no obstante, los cortes realizados por el laboratorio de patología no demuestran un
número de fibroblastos en los soportes que se correspondiera con la cantidad de
células observadas como monocapa. La razón para dicho hallazgo puede estar
por un lado en la proliferación de fibroblastos sobre la superficie de la caja de
cultivo en mayor medida que sobre los soportes y por otro lado en que las células
seguramente se fijaron en la periferia de los soportes al no tener la opción de
crecer en las áreas internas, una opción sería la de obtener soportes de menos de
la mitad de grosor de los actuales lo que podría facilitar la formación de matriz
extracelular por los fibroblastos cultivados adherida a estos soportes más
delgados. Esto a su vez contribuiría a la formación de una monocapa de células
epiteliales sobre un soporte ya pletórico de fibroblastos y su matriz extracelular y
no la adhesión de estos queratinocitos a los lechos de la superficie del soporte.
Como conclusión final, considero que el procesamiento de co-cultivos celulares a
partir de la ingeniería de tejidos, que puedan ser útiles como substitutos de la
conjuntiva es un procedimiento extenso y, al menos en este punto en nuestro
laboratorio, dispendioso; con múltiples pasos críticos lo que lo hace susceptible a
gran número de fallas que impidan el logro final. Se debe continuar trabajando en
la optimización de los cultivos de queratinocitos tanto para evitar su contaminación
como para garantizar una capacidad proliferativa óptima al momento de realizar el
co-cultivo. Cabe también anotar que la membrana amniótica podría ser un soporte
52ideal por sus múltiples propiedades antimicrobianas, antiinflamatorias y
estimulantes del crecimiento de células sanas. Su uso en el desarrollo de co-
cultivos quedará a cargo de futuros investigadores.
La ingeniería de tejidos es un campo que cada día toma más y más adeptos, gran
número de científicos alrededor del mundo están hoy en día haciendo avances en
este sentido aplicables a la medicina en todas sus áreas y la Universidad Nacional
de Colombia debe ser abanderada de este campo a nivel nacional y ojala
Latinoamericano; así pues, a pesar de las dificultades que se vislumbraron con la
realización de este proyecto, es necesario continuar creando grupos de trabajo y
fortaleciendo los grupos de trabajo como el de la Dra Marta Fontanilla, que ya
están conscientes de esta necesidad, para que la Universidad llegué algún día al
lugar que debería tener entre las Universidades del mundo.
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