Identificación de colágeno tipo l y lll en pulpa de dientes temporales y permanentes mediante análisis histoquímico utilizando la técnica de Picro-Sirius Red
Autor: Garzón Godoy, Frankamilo
Asesor: Cortes Rodríguez, Carlos Julio (Thesis advisor)
Fecha: 2016-11-22
Programa: Bogotá - Medicina - Especialidad en Anestesiología y Reanimación
Facultad: Facultad de Medicina

Resumen: El colágeno es uno de los principales componentes del tejido pulpar en la dentición humana. Aunque se ha establecido en los dientes permanentes que el tipo l se encuentra en un 56% y el tipo lll en un 42% aproximadamente, datos relacionados con su contenido en los dientes deciduos no son específicos. Objetivo: Mostrar diferencias y similitudes mediante análisis histoquímico del colágeno presente en la pulpa de dientes deciduos y permanentes por medio de la tinción Picro-Sirius Red de pacientes que asisten a la Facultad de Odontología de la Universidad Nacional de Colombia y la Fundación HOMI. Materiales y Métodos: 10 tejidos pulpares de dientes permanentes y 14 de dientes deciduos fueron obtenidos para el procesamiento y tinción con Picro-Sirius Red con el fin de realizar su observación bajo el microscopio de luz polarizada Nikon BX51. Resultados: se evidencio bajo luz polarizada la presencia de haces de fibras colágenas tipo l en colores entre amarillo y rojo y la presencia de colágeno tipo lll como fibras de menor tamaño en un color de blanco a verde. Conclusiones: cualitativamente se observó un predominio de colágeno tipo lll en el tejido pulpar de los dientes temporales mientras que en los permanentes fue más notorio el tipo l.

Identificación de colágeno tipo l y lll en
pulpa de dientes temporales y
permanentes mediante análisis
histoquímico utilizando la técnica de
Picro-Sirius Red
Frankamilo Garzón Godoy
Universidad Nacional de Colombia
Facultad de Odontología, Especialidad en Endodoncia
Bogotá, Colombia
2016IIIdentificación de colágeno tipo l y lll en
pulpa de dientes temporales y
permanentes mediante análisis
histoquímico utilizando la técnica de
Picro-Sirius Red
Frankamilo Garzón Godoy
Trabajo de grado presentado como requisito parcial para optar al título de:
Especialista en Endodoncia
Director:
Jairo Sarmiento Marín – Profesor asociada Facultad de Odontología Unal
Línea de Investigación:
Análisis de la expresión de marcadores osteoclásticos en cultivos de osteoblastos
Grupo de Investigación:
Metabolismo óseo
Universidad Nacional de Colombia
Facultad de odontología, Especialidad en Endodoncia
Bogotá, Colombia
2016
IIILa noche es más oscura justo antes del
amanecer.
¡Sonríe!
IVAgradecimientos
A la Facultad de Odontología de la Universidad Nacional de Colombia en especial al
Posgrado de Endodoncia y a sus docentes por haberme permitido especializar en tan
hermosa rama de la odontología. A los docentes mis más sinceros agradecimientos por la
paciencia y conocimiento brindado. A cada uno de ellos le aprendí cosas que me servirán
por el resto de la vida.
Al doctor Jairo Sarmiento Marín por su orientación y confianza otorgada para realizar este
trabajo.
A mi apreciada doctora Ángela María Acero Barbosa, mi gran amiga y mamá adoptiva, por
todas esas charlas motivacionales y el gran apoyo que me ha prestado durante todo este
tiempo.
A mis padres por los valores que me hacen ser la persona que soy. A ellos y a mis hermanos
que recuerden siempre que el esfuerzo que aplico cada día es para ofrecerles un mejor
futuro. A los demás miembros de mi familia gracias por el apoyo durante todo este tiempo.
A mis amigos por el apoyo en el proceso. A Julio y Andrea que a pesar de los inconvenientes
en el camino, me ofrecieron su amistad y lealtad. Gracias
.
VVIResumen
El colágeno es uno de los principales componentes del tejido pulpar en la dentición humana.
Aunque se ha establecido en los dientes permanentes que el tipo l se encuentra en un 56%
y el tipo lll en un 42% aproximadamente, datos relacionados con su contenido en los dientes
deciduos no son específicos. Objetivo: Mostrar diferencias y similitudes mediante análisis
histoquímico del colágeno presente en la pulpa de dientes deciduos y permanentes por
medio de la tinción Picro-Sirius Red de pacientes que asisten a la Facultad de Odontología
de la Universidad Nacional de Colombia y la Fundación HOMI. Materiales y Métodos: 10
tejidos pulpares de dientes permanentes y 14 de dientes deciduos fueron obtenidos para el
procesamiento y tinción con Picro-Sirius Red con el fin de realizar su observación bajo el
microscopio de luz polarizada Nikon BX51. Resultados: se evidencio bajo luz polarizada la
presencia de haces de fibras colágenas tipo l en colores entre amarillo y rojo y la presencia
de colágeno tipo lll como fibras de menor tamaño en un color de blanco a verde.
Conclusiones: cualitativamente se observó un predominio de colágeno tipo lll en el tejido
pulpar de los dientes temporales mientras que en los permanentes fue más notorio el tipo
l.
Palabras clave: collagen, tooth deciduous, dental pulp, permanent dentition.
VIIAbstract
Collagen is one of the principal components of the pulp tissue in the human dentition,
Although Has been established in permanent teeth the type l is 56% and type III
approximately 42%, data related to the deciduous teeth are not specific. Objective: Show
differences and similarities by histochemical analysis of collagen present in the pulp of
deciduous and permanent teeth through Picro-Sirius Red patients staining attending the
School of Dentistry National University of Colombia and the HOMI Foundation. Materials
and Methods: 10 pulp tissues of permanent teeth and 14 deciduous teeth were obtained
for processing and staining Picro-Sirius Red in order to perform its observation under the
light microscope polarized Nikon BX51 Results: was evident under polarized light presence
of collagen fiber bundles type l color between yellow and red and the presence of collagen
type III as fibers smaller in color from white to green Conclusions: we could see qualitatively
a predominance of type III collagen in the tissue pulp of deciduous teeth was observed while
the permanent was mostly type l
.
Palabras clave: collagen, tooth deciduous, dental pulp, permanent dentition.
VIIIContenido
Agradecimientos………………………………………………………………………………. V
Resumen……………………………………………………………………………………….. Vll
Abstrac…………………………………………………………………………………………. Vlll
Lista de figuras……………………………………………………………………………….. Xl
Introducción……………………………………………………………………………………... 1
1. Generalidades dentición temporal y permanente .................................................. 3
2. Colágeno .................................................................................................................. 7
3. Materiales y métodos ............................................................................................. 13
4. Resultados ............................................................................................................. 15
5. Discusión ................................................................................................................ 23
6. Conclusiones y recomendaciones ....................................................................... 27
6.1 Conclusiones ..................................................................................................... 27
6.2 Recomendaciones ............................................................................................. 27
7. Bibliografía ............................................................................................................. 29
IXXLista de figuras
Pág.
Figura 1-1: Sección transversal de molares temporales y permanentes………………… 5
Figura 1-2: Zonas morfológicas de la pulpa………………………………………………… 6
Figura 2-1: Localización de los genes responsables de la formación del
colágeno tipo l y tipo lll…………………………………………………………………………. 8
Figura 2-2: Esquema de la síntesis de colágeno…………………………………………… 10
Figura 3-1: Diente permanente completo y deciduo con media raíz reabsorbida
seccionados y con el tejido pulpar expuesto listo para la recolección……………………. 14
Figura 4-1: Control de piel visto bajo luz transmitida y luz polarizada
Figura 4-2: Corte histológico de tejido pulpar de diente deciduo teñido con
Picro-Sirius Red a 4x bajo luz transmitida y luz polarizada………………………………… 16
Figura 4-3: Corte histológico de tejido pulpar de diente permanente teñido con
Picro-Sirius Red a 4x bajo luz transmitida y luz polarizada………………………………… 17
Figura 4-4: Muestra observada bajo luz transmitida, muestra observada bajo luz
polarizada y muestra rotada 90 grados donde se evidencia el cambio de color
de las fibras alrededor del fragmento dentinal…….………………………………………… 18
Figura 4-4: Dentina y tejido pulpar teñid con Picro-Sirius Red en un diente
deciduo visto bajo luz transmitida y luz polarizada y un diente permanente
visto bajo luz transmitida y luz polarizada……………………….…………………………… 19
Figura 4-6: Diente deciduo sin proceso de reabsorción fisiológica teñido con
Picro-Sirius Red a 40x visto bajo luz transmitida y luz polarizada y diente deciduo
en proceso de reabsorción fisiológica que compromete hasta el tercio medio
radicular teñido con Picro-Sirius Red a 40x bajo luz transmitida y luz polarizada……….. 20
Figura 4-7: Premolar de adulto de 23 años de edad con tinción de Picro-Sirius Red
a un aumento de 20x bajo luz transmitida y luz polarizada. Tejido pulpar de incisivo
central superior de paciente de la tercera de edad con tinción de Picro-Sirius Red
a 40x bajo luz transmitida y luz polarizada…………………………………………………… 21
XIXIIIntroducción
El diente es una estructura altamente compleja. En su interior podemos encontrar un tejido
especializado compuesto por células, vasos linfáticos y sanguíneos, y un gran número de
fibras. Éste tejido recibe el nombre de pulpa dental. Las células allí presentes son capaces
de producir algunas proteínas que no se encuentran en ningún otro tejido del cuerpo y un
gran número de proteínas estructurales de tipo colágeno que cumplirán ciertas funciones
en el mantenimiento de sus procesos fisiológicos (1).
El ser humano cuenta con dos denticiones, una temporal, primaria o decidua que aparece
en las primeras etapas de la vida hasta aproximadamente los 12 años de edad en donde
se realiza el ultimo recambio de estos dientes por los pertenecientes a la segunda dentición:
la dentición permanente, la cual estará por el resto de la vida (2).
La exfoliación de los dientes deciduos está acompañada de una serie de eventos los cuales
producirán la atrofia del tejido pulpar y la reabsorción radicular con el fin de dar paso a la
erupción del diente permanente (2).
Se pueden encontrar múltiples diferencias entre ambos grupos de dientes como por ejemplo
el grosor de los tejidos duros, los tamaños totales de cada diente en relación a sus
sucesores e incluso la inervación (1, 3), mientras que al hablar de colágeno, al ser éste una
proteína tan importante, llegando a ocupar entre el 26% y 32% del peso de la pulpa en seco
(4), no se encuentran datos de su porcentaje en la pulpa de los dientes deciduos lo cual
genera incertidumbre sobre la presencia y función de esta proteína, en especial el tipo l y lll
que resultan ser los más abundantes en este tejido en la dentición permanente.
Se ha observado que en los dientes permanentes, a nivel pulpar, se encuentra colágeno
tipo l y tipo lll en porcentajes de 56% y 42% respectivamente mientras que a nivel de dentina
(un tejido altamente mineralizado) el colágeno tipo l predomina en un 98% de su
componente orgánico (5) mientras que tipo lll no está presente en este tejido (6). En los
dientes temporales la información disponible al respecto no ha sido bien descrita.
Algunos estudios han analizado la expresión de genes en la pulpa de dientes permanentes
y deciduos encontrando una expresión diferencial para algunos de éstos dependiendo la
dentición analizada (7, 8). La expresión de colágeno fue analizada por Kaukua y
colaboradores encontrando una mayor expresión del gen COL1A1 (gen que codifica para
el colágeno de tipo l) en la pulpa de los dientes permanentes. Datos relacionados con el
colágeno de tipo lll no son específicos para la dentición decidua (7).
1Debido a la poca información relacionada con la distribución del colágeno tipo l y lll (en la
dentición temporal principalmente) se planteó la siguiente pregunta de investigación:
¿Qué distribución histológica tendrá el colágeno tipo l y lll en el tejido pulpar de los dientes
deciduos y permanentes de pacientes que asisten a la Facultad de Odontología de la
Universidad Nacional de Colombia y la Fundación HOMI?
Aunque existen varias tinciones para identificar colágeno, la tinción con Picro-Sirius Red es
la única que permite identificar colágeno tipo l y lll al mismo tiempo al ser observada bajo
microscopio de luz polarizada dando un tono amarillo-rojo para el tipo l (fibras gruesas) y
verde para el tipo lll (fibras finas o delgadas) mientras que bajo luz transmitida ambos tipos
de colágeno se aprecian en un tono rojizo (9). Esta técnica fue utilizada por Abrahão y
colaboradores para observar la presencia de colágeno en gérmenes dentales permitiendo
ver esta proteína en tejidos que al ser teñidos con Tricrómico de Masson no había sido
identificada (10). De igual manera Picro-Sirius Red ha sido útil para estudiar las
características del colágeno en tumores benignos y malignos de glándulas salivares
encontrando un predominio del colágeno tipo l en tumores malignos y de colágeno tipo lll
en el adenoma pleomórfico (tumor benigno) (11).
El objetivo general de este trabajo fue: describir posibles diferencias mediante análisis
histoquímico del colágeno presente en la pulpa de dientes deciduos y permanentes por
medio de la tinción Picro-Sirius Red de pacientes que asisten a la Facultad de Odontología
de la Universidad Nacional de Colombia y la Fundación HOMI.
Los objetivos específicos planteados son:
 identificar mediante análisis histoquímico la presencia y el tipo de colágeno de la pulpa
de los dientes permanentes de los paciente que asisten a la Facultad de Odontología
de la Universidad Nacional de Colombia y la Fundación HOMI
 identificar Mediante análisis histoquímico la presencia de colágeno en la pulpa de los
dientes temporales que asisten a la Facultad de Odontología de la Universidad
Nacional de Colombia y la Fundación HOMI
 Comparar mediante análisis histoquímico diferencias y similitudes entre la expresión
de colágeno de los dientes temporales y permanentes
El siguiente trabajo analizó la presencia de colágeno tipo l y lll en la pulpa de los dientes
deciduos y permanentes por medio de histoquímica utilizando para ello la coloración Picro-
Sirius Red la cual es específica para estos dos tipos de colágeno y permite su diferenciación
bajo microscopio de luz polarizada.
21. Generalidades dentición temporal y
permanente
Los humanos al igual que la mayoría de los mamíferos, se caracterizan por tener dos tipos
de denticiones, una primaria constituida por 20 piezas dentales (la cual también recibe el
nombre de dentición temporal, decidua, dientes de leche o caducos) y una dentición
secundaria o permanente, constituida por 32 elementos (16 por cada maxilar) (2).
La morfogénesis dental es un proceso el cual es regulado por interacciones secuenciales y
reciprocas entre el epitelio y el mesénquima en donde actúan moléculas de señalización
paracrinas la mayoría de ellas pertenecientes a las familias Wnt, Hedgehog, Factor de
crecimiento fibroblástico (FGF) y Factor de crecimiento transformante β (TGFβ) de la cual
hacen parte las proteínas morfogenéticas óseas (BMP). Durante este proceso el ectodermo
oral se engrosa, proyecta y pliega para dar forma al complejo que dará origen a la corona
del diente (12). La participación de genes también es necesaria para el desarrollo normal
de la dentición. Genes Msx1 y 2 se expresan a nivel de la línea media en la región que dará
origen a los incisivos mientras que para la zona de molares se han identificado los genes
Dlx1, 2, 5 y 6 además del gen Barx1. La ausencia de estos genes no permitirá la formación
de los respectivos dientes de la zona donde actúan (13).
El proceso de formación del diente comprende varios estadios: iniciación, morfogénesis,
diferenciación y maduración. Luego de estos estadios el diente inicia su formación radicular
y entra en proceso de erupción (12). Los dientes están formados por una serie de tejidos
mineralizados, incluyendo tres capas externas mineralizadas localizadas en la periferia del
diente: el esmalte, la dentina y el cemento. Estas capas rodean un tejido blando no
mineralizado localizado en la parte interna del diente, la pulpa dental (5).
Es posible identificar tres etapas en la dentición humana. La dentición primaria comprende
la aparición de los dientes deciduos aproximadamente al sexto-séptimo mes de vida
postnatal hasta el inicio del recambio de éstos por los dientes permanentes
(aproximadamente a los 6 años); un periodo entre la dentición primaria y permanente, la
dentición mixta, en la que es posible apreciar tanto dientes deciduos como permanentes en
boca y que dura de los 6 a 12 años de vida; y por último, la dentición permanente la cual se
inicia con la aparición del primer molar permanente por detrás del segundo molar deciduo
(sexto año de vida), se establece de los 17 a 21 años de edad con la aparición del tercer
molar y acompaña a la persona, si ésta tiene un buen cuidado de su salud oral, hasta el
final de la vida (2).
En el paso de la dentición primaria a la permanente, el tejido pulpar experimenta cambios
muy acelerados en el proceso de exfoliación o caída del diente deciduo. Existe, en primer
lugar, una marcada disminución del aporte sanguíneo, lo que origina una progresiva atrofia
3pulpar. Con posterioridad, los monocitos de la sangre circulante dan origen a las células
resortivas, denominadas odontoclastos y osteoclastos. Los primeros son los encargados de
la resorción de todos los tejidos dentarios mineralizados, mientras que los fibroblastos
pulpares comienzan a actuar como flibroclastos y a eliminar progresivamente la matriz
extracelular del tejido pulpar y de las fibras (fibrinólisis) del ligamento periodontal. Los
osteoclastos y, en parte, los osteocitos son los responsables de la destrucción del hueso
alveolar (2).
La reabsorción de los tejidos duros del diente deciduo está a cargo de células que tienen
estructura y función similares a los osteoclastos: odontoclastos. El tejido periodontal se
desorganiza por completo, los fibroblastos cesan la síntesis de colágeno y hay degradación
del mismo. Las fibras periodontales se liberan del hueso y del cemento. Los vasos
sanguíneos se comprimen localmente, lo que acelera el mecanismo de reabsorción. Se
observa un marcado descenso del epitelio de unión, por perdida del aparato de sostén, lo
que conlleva a la movilidad del diente facilitando así su exfoliación (2).
La pulpa dental desde el punto de vista histológico ofrece el aspecto de un tejido de
granulación o atrofia pulpar, debido a ello, en general, la exfoliación es un proceso indoloro.
Sin embargo, no se conoce con exactitud como ocurre la eliminación de los tejidos blandos.
Todos estos mecanismos de resorción, sumados a las fuerzas generadas por el desarrollo
de los gérmenes dentales permanentes producen la caída del diente deciduo. La función
de la pulpa no se halla comprometida mientras no se encuentre en comunicación directa
con el medio externo o bucal aun cuando el piso de la cámara pulpar estuviese en proceso
de resorción fisiológica (2).
En cuanto a la anatomía, se han identificado las siguientes diferencias entre los dientes
temporales y permanentes (Figura 1-1) (1, 3):
1. Los dientes deciduos son más pequeños en todas sus dimensiones respecto a los
permanentes correspondientes.
2. El grosor del esmalte y la dentina son menores en los dientes deciduos.
3. La anatomía de la cámara pulpar de los dientes deciduos se asemeja mucho a la de
la superficie de la corona, pero sus pulpas son mayores que las de los permanentes.
4. Los cuernos pulpares, en especial los mesiales de los dientes deciduos, están más
cerca de la superficie externa del diente que en los permanentes.
5. Las coronas de los dientes deciduos son más anchas en sentido mesodistal
respecto a su longitud, que en los dientes permanentes.
6. La corona de los dientes deciduos tiene una mayor constricción en la zona cervical
que en los permanentes.
7. Los dientes deciduos, a diferencia de los permanentes, tienen superficies de
contacto anchas y planas.
8. Las raíces de los dientes deciduos son más largas, más delgadas y más estrechas
en comparación con las de los permanentes.
49. Las raíces de los molares deciduos comienzan su ensanchamiento más cerca de la
zona cervical, y en la zona apical se encuentran más separadas que las raíces de
los dientes permanentes.
10. Las raíces de los dientes deciduos presentan agujeros apicales mayores que las de
los permanentes. Esto conlleva a que comparativamente el riego sanguíneo sea
mayor en deciduos que en permanentes. Esta diferencia explica la elevada
incidencia de reacciones inflamatorias en dientes deciduos.
11. La densidad de inervación de los dientes deciduos es menor que en los
permanentes. Esta característica podría explicar el por qué los dientes deciduos
sean algo menos sensibles a las técnicas restaurativas. Además, debe tenerse en
cuenta que con la reabsorción de los dientes temporales se produce una
degeneración de las células nerviosas y del resto de células de la pulpa.
Figura 1-1: Sección transversal de molares deciduos (derecha) y permanentes (izquierda)
Tomado de Cohen. Vías de la Pulpa (1)
Histológicamente la pulpa es un tejido conectivo laxo especializado el cual se encuentra
encerrado dentro de los conductos radiculares y la cámara pulpar por lo cual, con el pasar
de los años, va disminuyendo de tamaño debido a la aposición permanente de dentina por
parte de los odontoblastos. Se compone de materia orgánica en un 25% y agua el 75%
restante (3). El componente orgánico comprende células (odontoblastos, fibroblastos,
macrófagos, células dendríticas, linfocitos, células mesenquimatosas indiferencias,
mastocitos), fibras (colágenas, reticulares y de oxitalano) y sustancia fundamental
(compuesta por glucosaminoglucanos, proteoglucanos, colágeno, elastina, interleucina-1,
fibronectina) (3). La pulpa y la dentina funcionan como una unidad (1). En dientes
permanentes los odontoblastos y las células de Höhl forman la capa de la periferia de la
pulpa (5). Los odontoblastos se encargan de producir dentina y la pulpa necesita de la
5protección ofrecida por la dentina y el esmalte. Es por esto que se habla de un complejo
pulpo-dentinal y no de cada tejido por separado (1).
Se pueden identificar varias capas conformando la pulpa dental entre las cuales
encontramos (de la periferia al centro) (figura 1-2) (1):
- La capa odontoblastica: inmediatamente luego de la predentina compuesta por los
cuerpos de los odontoblastos.
- Zona pobre en células o capa de Weil: formada principalmente por capilares
sanguíneos, fibras nerviosas amielinicas y finas prolongaciones citoplasmáticas de
los fibroblastos
- Zona rica en células: la cual presenta un elevado número de fibroblastos y algunos
macrófagos, células dendríticas y células mesenquimatosas indeferenciadas o
células madre
- La pulpa central: la cual es la masa central de la pulpa en donde se encuentran los
vasos sanguíneos y nervios de mayor tamaño y en donde se destaca la presencia
de fibroblastos.
Figura 1-2: Zonas morfológicas de la pulpa. Tomado de Cohen. Vías de la pulpa (1)
Las células de la pulpa dental están implicadas en la secreción y reorganización de la matriz
extracelular rica en colágeno. Los fibroblastos estromales pulpares (llamados también
pulpoblastos) constituyen la población celular más abundante de la pulpa; adicionalmente
podemos encontrar células progenitoras (células stem), neuronales, vasculares y del
sistema inmune e incluso, células no residentes (células multipotentes indiferenciadas las
cuales residen principalmente en la medula ósea y llegan a la pulpa a través del foramen
apical) (5).
62. Colágeno
En la pulpa encontramos dos tipos de proteínas estructurales: el colágeno y la elastina. Las
fibras de elastina están confinadas a las paredes de las arteriolas y, contrario al colágeno,
no forman parte de la MEC (1).
El colágeno comprende un tercio de la proteína total de los seres humanos. Más de 28
diferentes tipos de colágeno se han identificado (además de proteínas con dominios de
colágeno) los cuales se nombran en números romanos del l al XXVlll y se clasifican en
distintos grupos como fibrilares (en donde podemos encontrar el tipo l, lll y V, entre otros),
formadores de redes (como el tipo lV), colágeno asociado a fibrillas con triple hélice
interrumpida o FACIT (tipo lX, Xll entre otros) y demás grupos (14-16).
El colágeno está conformado por tres cadenas polipeptídicas, designadas como α1 o α2,
dependiendo de la composición y secuencia de sus aminoácidos (1). Cada cadena tiene
una repetición de tripletas Gly-XY en donde la glicina ocupa cada tercera posición y las
posiciones X y Y aunque pueden ser reemplazadas por cualquier aminoácido, son con
frecuencia ocupadas por prolina (28%) y 4-hidroxiprolina (38%) respectivamente (15),
siendo la tripleta GlyProHyp la más común (10.5%) en el colágeno (16). De hecho, un cuarto
de los aminoácidos de colágeno fibrilar cadena α son residuos de prolina de los cuales el
50% son 4-hidroxilados (17).
En la pulpa de los dientes humanos, la cantidad de colágeno es del 26% y 32% del peso
desecado en premolares y molares respectivamente (4). El colágeno tipo I y el tipo III son
los principales subtipos de colágeno de la pulpa de los dientes permanentes y se
encuentran en 56 % y 41 a 42.6 % respectivamente dejando un 2% para el colágeno tipo V
(5). El colágeno tipo l es la principal proteína del tejido conectivo de piel, hueso, dentina,
tendones y numerosos tejidos más. Está compuesto por 2 cadenas polipeptidicas iguales
llamadas α1 y una cadena ligeramente diferente llamada α2. Por su parte, el colágeno tipo
lll está compuesto por 3 cadenas α1 idénticas. Éste representa el 10 a 50% del colágeno
total en los tejidos adultos tales como grandes arterias, pulmones, hígado y piel (18).
Los genes responsables de la síntesis del colágeno tipo l son COL1A1 (responsable de la
formación de la cadena α1) y COL1A2 (responsable de la formación de la cadena α2)
localizados en los cromosomas 17q21.33 (brazo largo del cromosoma 17 en la posición
21.33) y 7q21.3 (brazo largo del cromosoma 7 en la posición 21.3) respectivamente
mientras que el encargado de la producción del colágeno tipo lll es el gen COL3A1
localizado en el cromosoma 2q32.2 (brazo largo del cromosoma 2 en la posición 32.2)
(figura 2-1) (19).
7Figura 2-1: Localización de los genes responsables de la formación del colágeno
tipo l (a y b) y tipo lll (c). Tomado de Genetic Home Reference –
National Library of Medicine (21)
A nivel pulpar, el colágeno tipo I es sintetizado por los odontoblastos, osteoblastos y
fibroblastos, estos últimos también se encargan de la síntesis del colágeno tipo lll (1). El
procolágeno inicia su formación en el retículo endoplásmico (ER) en donde chaperonas
(como la chaperona colágeno-especifica HSP47) y enzimas ayudan a su plegado y
trimerización. Los extremos C-terminales juegan un papel importante en el plegamiento del
procolágeno ya que permiten la asociación entre cadenas de procolágeno monomericas y
determinan la selectividad de la cadena. La asociación entre las cadenas de procolágeno
es precedida por la formación de enlaces disulfuro entre los extremos C-terminales (también
llamados C-propeptidos) individuales los cuales continuaran su plegamiento en sentido C-
N terminal (20).
La propagación de la triple hélice del colágeno necesita ciertas modificaciones como por
ejemplo la actividad de la peptidilprolina cis-trans isomerasa (PPI) (necesaria para convertir
la prolina a la forma trans) (22) y la prolil-4-hidroxilasa (P4H) (encargada de convertir la
8prolina en hidroxiprolina) (23). Otro aminoácido que se puede encontrar hidroxilado en las
moléculas de colágeno es la lisina la cual requiere alguna hidroxilasa perteneciente a la
familia de las lisil hidroxilasas para llevar a cabo esta función (24). La hidroxilacion de estos
aminoácidos estabiliza la estructura de la triple hélice y aumenta su temperatura de
desnaturalización (25).
Una vez conformada la triple hélice, la molécula de procolágeno pasa del ER al aparato de
Golgi no sin antes adquirir la unidad terminal de aminoácidos conocida como telopeptido
(Extremo N-globular y C-propeptidos) (1, 20). Este transporte de ER a Golgi requiere la
acción de los complejos multiproteicos COPll y COPl (coat complex protein). COPll está
involucrado en la exportación de carga desde el ER mientras que COPl, por su parte, media
el transporte retrogrado de las proteínas residentes del ER y las etapas posteriores de
transporte del ER a Golgi (26). Cuando estas moléculas llegan al aparato de Golgi, son
glucosiladas y almacenadas en vesículas secretoras (1).
Las vesículas se transportan hasta la membrana plasmática, y se secretan mediante un
proceso de exocitosis hacia el medio extracelular, con lo que se libera el procolágeno. Fuera
de la célula, el telopéptido terminal se escinde por una enzima hidrolítica (procolageno N y
C proteinasa) (27) , y las moléculas de propocolágeno comienzan a unirse para formar
fibrillas de colágeno. Se cree que la agregación de propocolágeno está mediada de algún
modo por los glicosaminoglicanos (GAG). La conversión del colágeno soluble en fibras
insolubles es el resultado del entrecruzamiento de las moléculas de propocolágeno (figura
2-2) (1).
Cuando los odontoblastos son lesionados y destruidos, las células que los reemplazan
expresan genes específicos para colágeno tipo l y lll mientras que las células que forman la
dentina reparativa sintetizan colágeno tipo l pero no tipo lll (5).
Un estudio sobre la expresión de genes de colágeno durante el desarrollo de los molares
de rata encontró ARNm de colágeno tipos I y III en los odontoblastos en desarrollo (28). Las
concentraciones de ARNm de colágeno tipo I aumentaron al progresar la diferenciación de
los odontoblastos, mientras que la expresión de los genes del colágeno tipo III disminuyó al
avanzar la dentinogénesis. Además de esto, el ARNm de colágeno tipos I y III se detectó
en las células mesenquimatosas de la pulpa dental (1).
Se ha observado que los genes que codifican proteínas de la matriz extracelular, como
colágeno tipo l (COL1A1) y fibronectina fueron expresados de forma diferencial a favor de
las células de la pulpa de los dientes permanentes. Genes relacionados con la
diferenciación celular tambien se encontraban en mayor proporción en pulpa de los dientes
permanentes mientras que genes relacionados con la proliferación celular, mitosis y división
estaban altamente expresados en los dientes deciduos. De igual manera se ha observado
9que la capacidad de regeneración del tejido humano es mucho mayor durante la primera
infancia en comparación con las posteriores etapas de la vida (7).
Figura 2-2: Esquema de la síntesis de las fibras de colágeno
Tomado de http://mmegias.webs.uvigo.es/5-celulas/imagenes/colageno2.png
Kim J-H y colaboradores por medio de microarrays de ADN compararon las expresiones
génicas de la pulpa de los dientes de ambas denticiones encontrando que 263 genes de
28869 (1,10%) presentaban diferencias significativas entre los tejidos. Mientras que 43
genes de la pulpa de dientes deciduos se expresaban más del doble en comparación con
el tejido pulpar permanente, este último a su vez presentaba 220 genes que se expresaban
2 o más veces en comparación con el tejido pulpar de los dientes deciduos entre los cuales
sobresalían aquellos relacionados con la transducción de señales, la comunicación celular,
la trasmisión sináptica nervio a nervio y ciertas proteínas de unión a calcio (8).
Existen técnicas histológicas específicas para ver fibras colágenas en los tejidos como lo
son el método de impregnación argéntica de Pearson, el tricrómico de Masson y una en
especial que permite diferenciar bajo microscopia de luz polarizada fibras colágenas de tipo
l y lll llamada Picro-Sirius Red (9, 29), técnica que podría ser útil al momento de querer
10observar la presencia de estos tipos de fibras en las pulpas de los dientes deciduos y
permanentes. Con Picro-Sirius Red las fibras de colágeno muestran birrefringencia gracias
a que las unidades submicroscópicas de la luz polarizada se orientan en dirección al eje de
la fibra lo cual permite apreciar el colágeno tipo l en un tono amarillo-naranja-rojo y las fibras
de tipo lll en un tono verdoso(11).
Al ser el colágeno una proteína tan importante, el siguiente estudio observó la presencia de
colágeno tipo l y lll en las pulpas de dientes deciduos y permanentes utilizando la técnica
de tinción Picro Sirius Red. A continuación se explicara el método empleado para
recolección de muestras y análisis de las mismas.
11123. Materiales y métodos
La muestra consistió en 10 pulpas de dientes permanentes y 14 pulpas de dientes deciduos.
El tamaño de la muestra se determinó con base en el tamaño de la muestra de otros
estudios similares a este (3,4).
El estudio fue aprobado por el comité de ética de la Facultad de Odontología de la
Universidad Nacional de Colombia. Según la Resolución 8430 de 1993 del Ministerio de
Salud el estudio fue una investigación con riesgo mínimo, dado que las muestras fueron
obtenidas de dientes cuya extracción estuvo indicada por motivos distintos a los del estudio.
Se obtuvo un consentimiento informado el cual fue firmado por parte de los adultos que
participaron en la investigación. En el caso de menores de edad, el consentimiento
informado fue firmado por los padres o acudientes del niño o adolescente. Igualmente se
obtuvo el asentimiento informado por parte de los menores de edad.
La extracción del diente, la obtención de la pulpa y el procesamiento de la muestra fue
realizada por personal idóneo en el campo correspondiente y en las condiciones de
bioseguridad pertinentes dentro de las clínicas de la Facultad de Odontología de la
Universidad Nacional de Colombia y la Fundación HOMI.
Se respetó la autonomía, confidencialidad y privacidad de las personas que participaron en
el estudio. La muestra no fue rotulada con datos del paciente. Solo se realizó lo que fue
informado al paciente.
El tejido pulpar de los dientes permanentes se obtuvo de dientes cuya extracción estaba
indicada (principalmente por razones ortodónticas), se encontraban vitales, no presentaban
procesos cariosos y su formación radicular estaba completa. El tejido pulpar de dientes
deciduos se obtuvo de dientes cuya extracción estaba indicada (dientes que durante el
inicio de la erupción del permanente sucesor aún se mantenían en boca y dientes indicados
para extracciones seriadas con el fin de dar espacio a los permanentes), se encontraban
vitales, no presentaban procesos cariosos y presentaban máximo 2/3 de reabsorción
radicular. Dientes deciduos y permanentes que presentaran algún tipo de alteración
anatómica, caries o enfermedad periodontal fueron excluidos.
Una vez realizada la exodoncia se procedió a crear una franja con ayuda de una fresa de
diamante montada en una pieza de alta velocidad con irrigación por todo el eje axial del
diente de vestibular a lingual/palatino iniciando por el extremo apical de la superficie
vestibular hasta rodear completamente el diente en su eje axial. El operador revisaba
constantemente la cercanía con el tejido pulpar con el fin de no afectarlo durante la
preparación. Una vez completada la franja, con ayuda de una 7A se procedió a ejercer
13palanca dentro de la ranura a nivel coronal con el fin de generar la separación de los dos
fragmentos y exponer así el tejido pulpar (figura 3-1).
a b
b a
a
Figura 3-1: diente permanente completo (a) y deciduo con media raíz reabsorbida (b)
seccionados y con el tejido pulpar expuesto listo para la recolección
Una vez obtenido el tejido pulpar, éste se almaceno en un vial que contenía formaldehido
al 10%, se rotuló la muestra y se envió al laboratorio de patología de la Universidad Nacional
de Colombia y se realizó el procesamiento en bloques de parafina. Las muestras fueron
teñidas con Picro-Sirius Red siguiendo el protocolo estandarizado por el laboratorio de
Patología de la Facultad de Medicina de la Universidad Nacional de Colombia el cual es el
mismo que se encuentra en la página www.abcam.com (29).
Se procedió a observar las muestras en el microscopio Nikon BX51 con los sistemas ópticos
para luz transmitida y polarizada por 4 observadores independientes posterior a calibración
y de manera cualitativa se analizaron y compararon las muestras de dientes deciduos y
permanentes. Las imágenes fueron capturadas mediante el programa Infinity Capture
utilizando la cámara Infinity 1-3c. del laboratorio de microspia de la facultad de geología de
la Universidad Nacional de Colombia.
144. Resultados
Las placas de las muestras procesadas fueron observadas bajo el microscopio de luz
polarizada Nikon BX51 y las imágenes capturadas gracias a la cámara Infinity 1-3C
mediante el programa Infinity Capture. Los 4 observadores fueron calibrados observando
cortes histológicos de piel como control positivo la cual fue teñida con Picro-Sirius red y se
observó tanto con luz transmitida como con luz polarizada a diferentes magnificaciones
(figura 4-1).
a b
a
Figura 4-1: control de piel visto a 20x bajo luz transmitida (a) y luz polarizada (b)
Una vez calibrados los observadores, se procedió a observar las muestras primero bajo luz
transmitida seguido de la luz polarizada, siempre haciendo la comparación histológica que
nos daba la luz trasmitida con lo encontrado bajo luz polarizada (figura 4-2 y 4-3) y se
observó, con el fin de hacer comparación, a magnificaciones de 20x y 40x en algunas
laminas. Aunque los observadores observaron muestras por los oculares del microscopio
directamente, la comparación final fue realizada por los 4 observadores en las fotos
realizadas de cada placa en la pantalla de un computador.
Para realizar la lectura se tuvo en cuenta el parámetro de los controles positivos de piel
donde se observaron haces de fibras de colágeno tipo l en una determinada proporción
comparada con haces muy pequeños que por descarte y al no tener la organización
característica del tipo l bajo la luz polarizada, se determinó que correspondían a colágeno
tipo lll u otro tipo de éste.
15a b
a
Figura 4-2: corte histológico de tejido pulpar de diente deciduo teñido con
Picro-Sirius Red a 4x bajo luz transmitida (a) y luz polarizada (b)
Después de observar bajo microscopio, se procedieron a ver las imágenes en el
computador colocando una imagen perteneciente al tejido pulpar de los dientes deciduos al
lado de una imagen de la muestra del grupo de los permanentes al mismo aumento.
16Bajo luz transmitida los cortes adquirieron un color característico rojizo e histológicamente,
descrito por los histólogos y patólogos presentes, se determinó que los haces de mayor
diámetro y organización correspondían a colágeno tipo l. Previamente se identificaron las
zonas histológicas de la pulpa (en los cortes que lo permitieron) descritas en los libros.
a b
a
Figura 4-3: corte histológico de tejido pulpar de diente permanente teñido con
Picro-Sirius Red a 4x bajo luz transmitida (a) y luz polarizada (b)
Una vez seleccionado un campo específico se pasó a luz polarizada observando la
diferencia de colores en tonos ubicados entre el amarillo y el rojo correspondiente, según
la técnica y lo determinado por los observadores bajo luz transmitida, a colágeno tipo l. En
otras zonas del campo con menos organización y en menor tamaño, estructuras que
mostraban un color blanco verdoso correspondiente a colágeno tipo lll. Se pudo determinar
17también que al rotar el porta objetos con el fin de girar el campo, el eje de luz cambiaba
haciendo cambiar el color de las estructuras analizadas en el momento pero, al volver a
observar la muestra bajo luz transmitida, se podía determinar que la muestra correspondía
a una estructura más o menos organizada y así ser catalogada como colágeno tipo l o lll
independientemente del cambio de color (Figura 4-4).
a
b c
a a
Figura 4-4: a) muestra observada bajo luz transmitida; b) muestra observada bajo luz
polarizada; c) muestra anterior rotada 90 grados donde se evidencia el cambio de color de
las fibras alrededor del fragmento dentinal.
Al realizar la observación de las placas se descartaron algunas de éstas por presentar
errores durante el procesamiento (dobleces o fallas en la fijación) o que al momento de la
observación bajo el microscopio no permitían identificar correctamente las estructura del
tejido pulpar por lo cual la muestra final fueron 8 tejidos pulpares de dientes deciduos y 8
de dientes permanentes.
18La mayoría de los tejidos pulpares de dientes permanentes fueron premolares de pacientes
entre 18 y 25 años de edad con extracción indicada por el ortodoncista tratante (7 en total)
y un central superior de una paciente adulto mayor cuya extracción fue indicada con fines
restaurativos.
Los dientes temporales correspondieron a niños entre 5 y 12 años de los cuales 7 tenían
formación radicular completa y uno se encontraba en proceso de reabsorción fisiológica la
cual ya había comprometido 2/3 de la raíz. En todos los casos se realizaron extracciones
seriadas con el fin de brindar espacio para la erupción de los dientes permanentes.
Algunas muestras presentaban bajo luz polarizada un color azul lo cual correspondía a un
artificio de la lámina. Se ignoró ese color.
Bajo luz transmitida se pudieron identificar estructuras como vasos sanguíneos incluso a
mayor aumento, células endoteliales. Algunas muestras presentaban fragmentos de tejido
mineralizado con forma tubular correspondiente a dentina los cuales posteriormente, bajo
luz polarizada, se teñían con un color rojo debido a su alto contenido de colágeno tipo l
(figura 4-5).
a b
a a
a
c d
Figura 4-5: Dentina y tejido pulpar tb eñido con Picro-Sirius Red en un dienteb
deciduo visto bajo luz transmitida a (a) y luz polarizada (b) y un diente a
permanente visto bajo luz transmitida (c) y luz polarizada (d).
19Bajo luz polarizada, al observar algunas muestras, se apreciaba en el tejido pulpar de los
dientes deciduos fibras finas color verde correspondientes a colágeno tipo lll (figura 4-6)
mientras que en dientes permanentes se apreciaban mas fácilmente fibras de mayor calibre
color amarillo-anaranjado correspondiente a colágeno tipo l (figura 4-7).
A un aumento de 40x se observó en el tejido pulpar de los dientes deciduos haces de fibras
colágenas delgadas las cuales, por su composición y comparación con la histología,
correspondían a colágeno tipo lll observadas en color verde (figura 4-6). Este patrón fue
observado incluso en la muestra correspondiente al diente deciduo en proceso de
reabsorción fisiológica (Figura 4-6d) mientras que el colágeno tipo l fue más evidente en los
dientes permanentes (Figura 4-7) y se hizo más notorio en la pulpa del incisivo superior de
la persona adulto mayor (Figura 4-7d).
a b
b a
a
c d
b b
a a
Figura 4-6: Diente deciduo sin proceso de reabsorción fisiológica teñido
con Picro-Sirius Red a 40x visto bajo luz transmitida (a) y luz polarizada (b); diente
deciduo en proceso de reabsorción fisiológica que compromete hasta el tercio medio
radicular teñido con Picro-Sirius Red a 40x bajo luz transmitida (c) y luz polarizada (d).
20a b
b a
a
c d
a a
Figura 4-7: Premolar de adulto de 23 añob s de edad con tinción de Picro-Sirius Red ab un
aumento de 20x bajo luz transmitida (a)a y luz polarizada (b). Tejido pulpar de incisivao
central superior de paciente de la tercera de edad con tinción de Picro-Sirius Red a 40x
bajo luz transmitida (c) y luz polarizada (d)
21225. Discusión
La técnica Picro-Sirius Red permitió observar la presencia de colágeno tipo l y lll en los
tejidos pulpares de dientes deciduos y permanentes por medio de microscopia de luz
polarizada, similar a lo encontrado por el doctor Abrahão y colaboradores los cuales
mostraron que la tinción con Picro-Sirius Red permitía identificar colágeno tipo l y lll en la
papila apical de gérmenes dentales luego de que anteriormente no observaran colágeno
con otra coloración específica para ésta proteína como lo es el tricrómico de Masson (10).
En este estudio se observaron las muestras a nivel coronal, tercio medio y apical (cuando
fue posible) en vista de lo encontrado por Van Amerongen y colaboradores los cuales
observaron tanto en terceros molares como en premolares una mayor disposición de esta
proteína a nivel del tercio medio y la menor cantidad a nivel del tercio coronal (4).
Realizar la captura de las imágenes con el programa Infinity Capture facilitó la comparación
cualitativa de las muestras a diferentes aumentos ya que permitía a todos los observadores
dar su opinión y discutir al mirar todos una misma zona o estructura al tiempo, contrario a
la vista directa en el microscopio el cual solo permitía un concepto a la vez sobre lo que se
estaba observando.
A pesar de ser un análisis cualitativo, los 4 observadores coincidían en que el tejido pulpar
de las dos denticiones presentaba una distribución distinta, histológicamente hablando,
asociado principalmente al patrón de organización que presentaban las fibras colágenas,
sin la identificación en este punto del tipo al que pertenecía.
Aunque el principal criterio clínico para la elección de las muestras era que el diente
estuviera sano, en algunas zonas del tejido pulpar de los dientes permanentes se observó
una gran acumulación de zonas que por su morfología podrían corresponder a un infiltrado
inflamatorio asociado a algún proceso crónico por un evento traumático o la agresión
generada por el movimiento ortodóntico
Aunque Picro-Sirius Red está diseñada para ser observada principalmente bajo luz
polarizada, bajo luz transmitida es posible observar algunas diferencias entre los tejidos.
Cualitativamente, haces de fibras colágenas de mayor diámetro y organización
correspondiente a colágeno tipo l, predominaron en el tejido pulpar de los dientes
permanentes. El colágeno tipo lll, aunque era difícil de identificar por su tamaño, se podía
observar en una distribución con forma de malla por el entrecruzamiento de haces de fibras
delgadas, hallazgo que fue más predominante en el tejido pulpar de los dientes deciduos
comparado con el de los permanentes.
23Otros hallazgos cualitativos bajo luz transmitida fue la presencia de un gran número de
vasos sanguíneos y mayor componente celular en el tejido pulpar de los dientes deciduos,
comparado con el de los permanentes. Este análisis histológico podría correlacionar el
tejido pulpar de los dientes permanentes con un tejido mucho más estable en cuanto a su
metabolismo debido a la estructura más organizada de los haces de fibras colágenas.
Se observó con una mayor facilidad las zonas histológicas del tejido pulpar en los dientes
permanentes comparado con los deciduos. De igual manera, sin luz polarizada, se hicieron
evidentes fragmentos de dentina los cuales fueron utilizados como control positivo para
identificar colágeno tipo l bajo luz polarizada debido a la alta presencia de esta proteína en
ese tejido (98% (5)).
Al pasar a observar los mismos campos bajo luz polarizada, el tono rojizo y fondo blanco
que se apreciaba bajo luz transmitida desaparece y aparece una imagen completamente
distinta debido a los cambios en la luz y su dirección y los efectos birrefringentes pasando
a observar ahora un fondo oscuro con colores en las fibras colágenas que van de un
amarillo a rojo para el colágeno tipo l y blanco verdoso para el tipo lll. Podemos especular
que el corte de las muestras en los bloques de parafina al ser de 5 micras podría llegar a
afectar el paso de la luz polarizada pero esto no ha sido descrito ni comprobado.
En algunas muestras se observaron sombras de color azul las cuales fueron catalogadas
como artificios y no se tuvieron en cuenta para el análisis de las imágenes.
Al ver bajo luz polarizada se pudo identificar haces de fibras colágenas tipo l al comparar el
hallazgo histológico bajo luz transmitida en colores que se encontraban entre el amarillo y
el rojo. Las fibras de tipo lll al ser más delgadas, de menor calibre y tamaño y al presentar
esta disposición en forma de malla y no de haces como el tipo l resulto ser más difícil de
identificar bajo luz transmitida pero al pasar a luz polarizada era evidente su presencia al
ser observadas con colores que iban desde el blanco hasta el verde.
Cabe insistir en la disposición organizada en haces de gran tamaño del colágeno tipo l y en
la distribución dispersa y no en sitios localizados, en mallas o entrecruzadas y de menor
tamaño del colágeno tipo lll.
Al hacer la comparación cualitativa y subjetiva de ambas muestras (tejido pulpar de dientes
permanentes y deciduos) se pudo observar un mayor predominio de haces de fibras
colágenas tipo l en el tejido pulpar de los dientes permanentes con respecto a los dientes
deciduos. Esto puede corresponder, de acuerdo a la histología, a un cuadro de tejido
conectivo laxo con mayor adaptación al medio. De igual manera esto podría ser una
explicación a la larga durabilidad del tejido pulpar de los dientes permanentes comparada
con la corta durabilidad (en cuanto a la relación de vida) del tejido pulpar de los dientes
24deciduos necesariamente acompañado de otros factores diferenciales que produzcan esta
diferencia en vida y funcionalidad entre ambos tejidos pulpares.
Un análisis cualitativo de las muestras analizadas permitió ver una distribución equitativa
con un ligero predominio de colágeno tipo l en la pulpa de los dientes permanentes lo cual
concuerda con lo registrado en la literatura (5). Sin embargo, al analizar el tejido pulpar del
incisivo central superior perteneciente a la paciente adulto mayor es evidente el predominio
de fibras colágenas tipo l, esto puede estar asociado a una mayor actividad fibroblástica de
los fibroblastos remanentes en el tejido pulpar (30). Morse señala que conforme avanza la
edad el número de fibroblastos va disminuyendo, fenómeno que va acompañado de un
aumento en el número de fibras colágenas pero no por el aumento en la producción de
éstas si no por la reducción en la capacidad de degradación de estas fibras (31).
Al analizar el tejido pulpar de los dientes deciduos se observa una gran diferencia en cuanto
a la presencia de colágeno tipo l y lll siendo este último el predominante, muy por encima
de lo encontrado en los dientes permanentes. Sabemos por el estudio de Kaukua que el
gen relacionado con la formación del colágeno tipo l (COL1A1) se expresa mayormente en
el tejido pulpar de los dientes permanentes en comparación con los deciduos (7).
La calibración de los observadores fue difícil para el estudio debido a la birrefrigencia que
presentan las fibras colágenas dependiendo el ángulo en el que sean vistas. Este desafío
óptico se hace evidente en la figura 4-5d en la cual se evidencia un haz identificado como
tipo l principalmente por su tamaño, en la cual las fibras orientadas en cierta dirección
muestran un color amarillo-anaranjado descrito para este tipo de fibras pero al recorrer la
fibra y observar haces en una dirección perpendicular, el tono adquirido por estas fue el
correspondiente al colágeno tipo lll (verdoso). Aunque puede haber presencia de colágeno
tipo l y lll en una misma zona, el tamaño de la fibra indica ser un haz de colágeno tipo l.
En la figura 4-4 se hace evidente nuevamente esta alteración en el color producida por la
disposición de las fibras al momento de analizarse. Note como la muestra presenta un
fragmento de dentina en su interior el cual presenta una mezcla de tonos amarillos-naranjas
pero con alguna presencia de puntos verdes lo cual en un primer momento, debido a lo
indicado por la tinción, correspondería a colágeno tipo lll pero al revisar la literatura y no
encontrar presencia de este tipo de colágeno en la dentina, es evidente que la disposición
desordenada de estos túbulos dentinales está produciendo ese patrón multicolor en la
imagen.
En la literatura revisada no se encontró información alguna sobre la observación de las
muestras a diferentes ángulos por lo cual pone en duda el uso clínico para la detección de
colágeno en algunas patologías tumorales ya que de basarse solo por el color, se podría
estar identificando colágeno tipo l cuando en realidad es tipo lll (o viceversa).
25En las muestras observadas, basados en el color y el tamaño de las fibras se hizo evidente
un predominio cualitativo del colágeno tipo lll en los dientes deciduos. El tejido pulpar de los
dientes permanentes presento cualitativamente un ligero equilibrio entre colágeno tipo l y lll
inclinándose un poco más hacia el tipo l, lo cual concuerda con la literatura revisada.
.
266. Conclusiones y recomendaciones
6.1 Conclusiones
 La tinción histológica Picro-Sirius Red permitió identificar la presencia de colágeno
tipo l y lll en las pulpas de los dientes deciduos y temporales
 El tejido pulpar de los dientes permanentes presenta bajo luz transmitida una mayor
presencia de haces de fibras colágenas de mayor tamaño y más organización de
las capas histológicas en comparación al tejido pulpar de los dientes deciduos
 La luz polarizada permitió observar un mayor predominio de colágeno tipo l en el
tejido pulpar de los dientes permanentes mientras que en los deciduos predominó
el colágeno de tipo lll
 Al observar cualitativamente el tejido se ve el predominio del colágeno tipo lll en el
tejido pulpar de los dientes deciduos
 En el tejido pulpar de los dientes permanentes se observa cualitativamente una
distribución similar entre el colágeno tipo l y lll siendo el tipo l un poco más abundante
 Todas las observaciones realizadas en este estudio son descriptivas y cualitativas
6.2 Recomendaciones
 Realizar un estudio cuantitativo que permita esclarecer los porcentajes de colágeno
en las pulpas de los dientes deciduos
 Debido al fenómeno de birrefringencia presente al momento de ver las muestras con
Picro-Sirius Red bajo luz polarizada se hace necesario confirmar los hallazgos
obtenidos con pruebas complementarias de inmunohistoquimica
 Independientemente del tipo de colágeno, es evidente su abundante presencia a
nivel de todo el tejido pulpar lo cual lo hace una proteína de bastante interés para
futuras investigaciones
27287. Bibliografía
1. Hargreaves KM, Berman LH, Cohen S. Cohen. Vías de la Pulpa. 10 ed2011. 1082 p.
2. Ferraris MEG. Histología y embriología bucodental2002. 482 p.
3. Sahli CC, Aguadé EB. Endodoncia: Técnicas clínicas y bases científicas2014. 1088 p.
4. van Amerongen JP, Lemmens IG, Tonino GJ. The concentration, extractability and
characterization of collagen in human dental pulp. Archives of oral biology.
1983;28(4):339-45.
5. Goldberg M. The Dental Pulp: Biology, Pathology, and Regenerative therapies2014. 281
p.
6. Linde A, Goldberg M. Dentinogenesis. Critical reviews in oral biology and medicine : an
official publication of the American Association of Oral Biologists. 1993;4(5):679-728.
7. Kaukua N, Chen M, Guarnieri P, Dahl M, Lim ML, Yucel-Lindberg T, et al. Molecular
differences between stromal cell populations from deciduous and permanent human
teeth. Stem cell research & therapy. 2015;6:59-73.
8. Kim JH, Jeon M, Song JS, Lee JH, Choi BJ, Jung HS, et al. Distinctive genetic activity
pattern of the human dental pulp between deciduous and permanent teeth. PloS one.
2014;9(7):1-7.
9. Junqueira LCU, Bignolas G, Brentani RR. Picrosirius staining plus polarization
microscopy, a specific method for collagen detection in tissue sections. The
Histochemical Journal. 1979;11(4):447-55.
10. Abrahão IJ, Martins MD, Katayama E, Antoniazzi JH, Segmentilli A, Marques MM.
Collagen analysis in human tooth germ papillae. Brazilian Dental Journal. 2006;17:208-
12.
11. Samar ME, Ávila RE, Asis OG, Fonseca I, Corball A. Identificación de Colágeno I y III
con Picrosirius Red/ Polarización en el Estroma de Tumores Salivales. International
journal of odontostomatology. 2012;6:59-64.
2912. Thesleff I. Epithelial-mesenchymal signalling regulating tooth morphogenesis. Journal of
cell science. 2003;116(9):1647-8.
13. Schwabe GC, Opitz C, Tinschert S, Mundlos S, Sharpe PT. Molecular Mechanisms of
Tooth Development and Malformations. Oral Biosci Med. 2005;1:77-91.
14. Malhotra V, Erlmann P. The pathway of collagen secretion. Annual review of cell and
developmental biology. 2015;31:109-24.
15. Kadler KE, Baldock C, Bella J, Boot-Handford RP. Collagens at a glance. Journal of cell
science. 2007;120(12):1955-8.
16. Shoulders MD, Raines RT. Collagen structure and stability. Annual review of
biochemistry. 2009;78:929-58.
17. Hudson DM, Eyre DR. Collagen prolyl 3-hydroxylation: a major role for a minor post-
translational modification? Connective tissue research. 2013;54:245-51.
18. Prockop DJ, Kivirikko KI, Tuderman L, Guzman NA. The biosynthesis of collagen and
its disorders (first of two parts). The New England journal of medicine. 1979;301(1):13-
23.
19. Kuivaniemi H, Tromp G, Prockop DJ. Mutations in fibrillar collagens (types I, II, III, and
XI), fibril-associated collagen (type IX), and network-forming collagen (type X) cause a
spectrum of diseases of bone, cartilage, and blood vessels. Human mutation.
1997;9(4):300-15.
20. Canty EG, Kadler KE. Procollagen trafficking, processing and fibrillogenesis. Journal of
cell science. 2005;118(7):1341-53.
21. National Library of Medicine. Genetics Home Reference [Internet]. [citado 20 de octubre
de 2016]. Recuperado a partir de: Available from: https://ghr.nlm.nih.gov/gene
22. Davis JM, Boswell BA, Bachinger HP. Thermal stability and folding of type IV procollagen
and effect of peptidyl-prolyl cis-trans-isomerase on the folding of the triple helix. The
Journal of biological chemistry. 1989;264(15):8956-62.
23. Myllyharju J. Prolyl 4-hydroxylases, the key enzymes of collagen biosynthesis. Matrix
biology : journal of the International Society for Matrix Biology. 2003;22(1):15-24.
24. Mercer DK, Nicol PF, Kimbembe C, Robins SP. Identification, expression, and tissue
distribution of the three rat lysyl hydroxylase isoforms. Biochemical and biophysical
research communications. 2003;307(4):803-9.
3025. Berg RA, Prockop DJ. The thermal transition of a non-hydroxylated form of collagen.
Evidence for a role for hydroxyproline in stabilizing the triple-helix of collagen.
Biochemical and biophysical research communications. 1973;52(1):115-20.
26. Duden R. ER-to-Golgi transport: COP I and COP II function (Review). Molecular
membrane biology. 2003;20(3):197-207.
27. Leung MK, Fessler LI, Greenberg DB, Fessler JH. Separate amino and carboxyl
procollagen peptidases in chick embryo tendon. The Journal of biological chemistry.
1979;254(1):224-32.
28. D'Souza RN, Bachman T, Baumgardner KR, Butler WT, Litz M. Characterization of
cellular responses involved in reparative dentinogenesis in rat molars. Journal of dental
research. 1995;74(2):702-9.
29. ab150681-Picro-Sirius Stain Kit (website).pdf [Internet]. [citado 20 de octubre de 2016].
Recuperado a partir de:
http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150681/documents/ab150681-Picro-
Sirius%20Stain%20Kit%20(website).pdf.
30. Gomez PA, Cabrini RL. Anatomic variations of the root canal of the rat according to age.
Acta odontologica latinoamericana : AOL. 2004;17(1-2):39-42.
31. Morse DR. Age-related changes of the dental pulp complex and their relationship to
systemic aging. Oral surgery, oral medicine, and oral pathology. 1991;72(6):721-45.
31