Adjuvant Mucosal Therapy in HIV-infected Men With Insufficient Response to Antiretroviral Therapy
Phase: PHASE1
Conditions: Human Immunodeficiency Virus
Sponsor: Oslo University Hospital

 
   
ADJUVANT MUCOSAL THERAPY IN HIV‐INFECTED MEN WITH 
INSUFFICIENT RESPONSE TO ANTIRETROVIRAL THERAPY 
 
 
 
Protocol Identification Number:   OUSHIVProbiot2 
 
SPONSOR: 
Oslo University Hospital 
Contact:  
Head of Department Dag Kvale 
Department of Infectious Diseases 
Address:  Postboks  4950  Nydalen,  0424 
OSLO, Norway 
Tel : +47 22 11 91 53 
E‐mail: dag.kvale@ous‐hf.no 
 
 
 
PRINCIPAL INVESTIGATOR (PI): 
Dag Henrik Reikvam, MD PhD 
Department of Infectious Diseases  
Oslo University Hospital 
Address:  Postboks  4950  Nydalen,  0424 
OSLO, Norway 
Tel : +47 948 58 939 
E‐mail: dag.henrik.reikvam@ous‐hf.no 
 
 
 
 
PROTOCOL VERSION NO. 3.1  ‐  18.12.2015 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 2 of 42 
CONTACT DETAILS  
Sponsor: 
Oslo University Hospital
Post box 4950 Nydalen, 0424 OSLO, Norway  
Tel : +47 915 02770 
E‐mail: dag.kvale@ous‐hf.no 
Contact: Head of Department Dag Kvale, Department of 
Infectious Diseases 
Principal Investigator : 
Clinical investigator Dag Henrik Reikvam, MD PhD 
Department of Infectious Diseases 
Oslo University Hospital 
Post box 4950 Nydalen, 0424 OSLO, Norway 
Tel : +47 22 11 98 81 
E‐mail: dag.henrik.reikvam@ous‐hf.no 
 
Participating Departments: 
Professor Anne Ma Dyrhol Riise, MD PhD 
Head of R&D, Department of Infectious Diseases 
Oslo University Hospital 
Post box 4950 Nydalen, 0424 OSLO, Norway 
Tel : +47 928 57 261 
E‐mail: a.m.d.riise@medisin.uio.no 
 
 
 
  
 
Head of Department Asle W. Medhus, MD PhD 
Department of Gastroenterology 
Oslo University Hospital 
Post box 4950 Nydalen, 0424 OSLO, Norway 
Tel :  +47  22 11 80 80 
E‐mail: asle.w.medhus@ous‐hf.no 
 
 
Professor Guttorm Haraldsen, MD PhD 
Department of Pathology 
Oslo University Hospital 
Post box 4950 Nydalen, 0424 OSLO, Norway 
Tel : +47 915 02770 
E‐mail: guttorm.haraldsen@medisin.uio.no 
 
 
 
  
 
 
Monitor: 
Avdeling for klinisk forskningsstøtte
Oslo University Hospital 
Post box 4950 Nydalen, 0424 OSLO, Norway 
Tel : +47 915 02770 
E‐mail: kliniskforskningsstotte@ous‐hf.n 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 3 of 42 
SIGNATURE PAGE 
 
Title 
Adjuvant mucosal therapy in HIV‐infected men with insufficient response to antiretroviral 
therapy  
Protocol ID no: 
OUSHIVProbiot2  
 
 
 
 
I hereby declare that I will conduct the study in compliance with the Protocol, ICH GCP and the 
applicable regulatory requirements: 
 
Name 
Title 
Role 
Signature 
Date 
Dag Kvale 
 
Sponsor Contact 
 
 
Dag Henrik Reikvam 
 
Prinicipal Investigator 
 
 
Anne Ma Dyrhol Riise 
 
Participating Scientist 
 
 
Asle W. Medhus 
 
Participating Scientist 
 
 
Guttorm Haraldsen 
 
Participating Scientist 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 4 of 42 
PROTOCOL SYNOPSIS 
 
Title: 
Adjuvant mucosal therapy in HIV‐infected men with insufficient response to antiretroviral therapy 
 
Sponsor 
Oslo University Hospital 
Phase and study type 
Phase I single arm, open label, consecutive case series study, and subsidiary 
cross‐sectional case control study. 
Investigational product 
(including active comparator 
and placebo) :        
IDOFORM®Travel 
No placebo/active comparator 
Centers: 
Oslo University Hospital (single center) 
Study Period: 
 
Estimated date of first patient enrolled: 01.12.2015 
Anticipated recruitment period: 18 months 
Estimated date of last patient completed: 30.11.2017 
Treatment Duration: 
8 weeks 
Follow‐up: 
One follow‐up consultation 2 weeks after completed therapy 
Objectives  
Primary:  Assess  the  safety  of  a  probiotic  compound  (IDOFORM®Travel)  in 
combined  anti‐retroviral  therapy 
(cART)‐treated  immunologic  non‐
responder (INR) patients with chronic HIV infection. 
Secondary: i) Explore the biological effects of probiotics in cART‐treated INR 
patient with chronic HIV infection; and ii) investigate differences between 
cART‐treated  HIV‐infected  INR  and  non‐INR  patients  with  regards  to  gut 
microbiome and mucosal barrier function. 
Endpoints: 
Primary endpoints:  
i) Adverse effects; ii) Δplasma viral load; and iii) Δblood CD4 count. 
Secondary/Exploratory endpoints:  
Alterations in i) Gut microbiota composition; ii) Gene expression of gut 
epithelial cells; iii) Frequency and activation status of CD4+ T cell subsets in 
gut lamina propria, including Th17 and Th22 subsets;  iv) Frequency,  
activation status and intracellular signaling of systemic T cells; and v) Soluble 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 5 of 42 
systemic markers of chronic inflammation and immune activation. 
Study Design: 
1) Single  arm,  open  label,  consecutive  case  series,  single  center 
intervention  study  on  cART‐treated  INR  patients  with  chronic  HIV 
infection 
2) Subsidiary  cross‐sectional  case  control,  single  center  study 
comparing cART‐treated INR patients with chronic HIV infection to 
non‐INR patients with chronic HIV infection and to healthy controls. 
Main Inclusion Criteria:    
1) Subjects may be included as cases in the study if they meet all of the 
following criteria: 
 
 
HIV seropositive >4 years. 
 
Continuous cART >4 years. 
 
Plasma HIV RNA <50 copies/mL >3,5 years.1) 
 
CD4+ T cell count <400 cells/µL >3.5 years.2) 
 
Male, Caucasian  
 
Age 25‐65 
 
Signed  informed  consent  and  expected  cooperation  of  the 
patients for the treatment and follow up must be obtained and 
documented 
according 
to 
International 
Committee 
on 
Harmonization 
(ICH) 
Good 
Clinical 
Practice 
(GCP), 
and 
national/local regulations. 
2) Subjects may be included as control subjects in the sub‐study if they 
meet all of the following criteria: 
 
HIV seropositive >4 years. 
 
Continuous cART >4 years. 
 
Plasma HIV RNA <50 copies/mL >3,5 years.1) 
 
CD4+ T cell count >600 cells/µL >3.5 years. 
 
Male, Caucasian 
 
Age 25‐65 
 
Signed informed consent and expected cooperation of the 
patients for the treatment and follow up must be obtained and 
documented according to ICH GCP, and national/local regulations.
 
OR if they meet all the following criteria: 
 
 
HIV seronegative. 
 
Male, Caucasian 
 
Age 25‐65 
 
Signed informed consent and expected cooperation of the 
patients for the treatment and follow up must be obtained and 
documented according to ICH GCP, and national/local regulations.
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 6 of 42 
1)One single measurement (“blip”) of HIV RNA >50 copies/ml accepted. 
2)One single measurement (“blip”) of CD4 >400 cells/µl accepted. 
Main Exclusion Criteria 
Subjects must be excluded from participating in this study if they meet any 
of the following criteria: 
 
Plasma hepatitis C (HCV) RNA positive. 
 
Serum hepatitis B surface antigen (HBsAg) positive. 
 
Comorbidity  of  inflammatory  bowel  disease,  coeliac  disease  or 
malnutrition. 
 
Concomitant use of non‐steroid anti‐inflammatory drugs (NSAID), 
corticosteroids, disease‐modifying antirheumatic  drugs, or other 
anti‐inflammatory pharmaceutical substances. 
 
Concomitant use of antithrombotic pharmaceutical substances 
 
Regular (weekly) use of any probiotic substance within 3 months 
prior to inclusion. 
 
Use of antibiotics within 3 months prior to inclusion. 
 
Deranged  liver  function  (serum  albumin  <25  g/L  or  Child‐Pugh 
≥10) 
 
Renal  failure  (estimated  glomerular  filtration  rate  (eGFR)  <30 
ml/min) 
 
Heart failure (NYHA class II‐IV) 
 
Any reason why, in the opinion of the investigator, the patient 
should not participate. 
Sample Size: 
20 INR patients for intervention study and subsidiary cross sectional study. 
20  non‐INR  case  controls  and  20  HIV  negative  healthy  volunteers  for 
subsidiary cross sectional study. 
Efficacy Assessments: 
The  primary  objective  of  this  study  is  safety  assessments  (see  below). 
Efficacy assessments are exploratory secondary objectives and consist of: 
 Mucosa‐adherent microbial composition 
 Gene  expression  of  mucosal  tissue  with  validation  of  protein 
expression 
 Frequency and activation status of LPMC subsets by flowcytometry  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 7 of 42 
 Alterations in systemic T cells intracellular signaling 
 Soluble markers of chronic inflammation and immune activation. 
Safety Assessments: 
 Self‐reported adverse events 
 Physical examination 
 Vital signs 
 Medical biochemistry 
 HIV RNA quantification 
 CD4 T cell count 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 8 of 42 
TABLE OF CONTENTS  
CONTACT DETAILS ..................................................................................................................................... 2 
SIGNATURE PAGE ...................................................................................................................................... 3 
PROTOCOL SYNOPSIS ................................................................................................................................ 4 
TABLE OF CONTENTS ................................................................................................................................. 8 
LIST OF ABBREVIATIONS AND DEFINITIONS OF TERMS ............................................................................ 11 
1 
INTRODUCTION ............................................................................................................................... 13 
1.1 
Background – Disease ........................................................................................................................ 13 
1.2 
Background ‐ Therapeutic Information .............................................................................................. 14 
1.3 
Rationale for the Study, Hypotheses and Purpose ............................................................................ 14 
2 
STUDY OBJECTIVES AND RELATED ENDPOINTS ................................................................................. 15 
2.1 
Primary Endpoint ............................................................................................................................... 15 
2.2 
Secondary Endpoints .......................................................................................................................... 15 
3 
OVERALL STUDY DESIGN .................................................................................................................. 16 
4 
STUDY POPULATION ........................................................................................................................ 17 
4.1 
Selection of Study Population ............................................................................................................ 17 
4.2 
Number of Patients ............................................................................................................................ 17 
4.3 
Inclusion Criteria ................................................................................................................................ 17 
4.4 
Exclusion Criteria ................................................................................................................................ 18 
5 
TREATMENT ..................................................................................................................................... 19 
5.1 
Product Identity, Supply and Storage ................................................................................................ 19 
5.2 
Dosage and Investigational Product Administration ......................................................................... 19 
5.3 
Duration of Therapy ........................................................................................................................... 20 
5.4 
Schedule Modifications ...................................................................................................................... 20 
5.5 
Concomitant Medication ................................................................................................................... 20 
5.5.1 
Non‐investigational products ....................................................................................................... 20 
5.6 
Subject Compliance ............................................................................................................................ 20 
5.7 
Investigational Product Accountability .............................................................................................. 20 
5.8 
Product Labeling ................................................................................................................................ 21 
5.9 
Subject Numbering ............................................................................................................................. 21 
6 
STUDY PROCEDURES ........................................................................................................................ 22 
6.1 
Flow Chart .......................................................................................................................................... 22 
6.2 
By Visit ................................................................................................................................................ 22 
6.2.1 
Before Treatment Starts ............................................................................................................... 24 
6.2.2 
During Treatment ......................................................................................................................... 24 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 9 of 42 
6.2.3 
End of Study Visit .......................................................................................................................... 24 
6.2.4 
Withdrawal Visit ........................................................................................................................... 25 
6.2.5 
After End of Treatment (Follow‐up) ............................................................................................. 25 
6.3 
Criteria for Patient Discontinuation ................................................................................................... 25 
6.4 
Procedures for Discontinuation ......................................................................................................... 26 
6.4.1 
Patient Discontinuation ................................................................................................................ 26 
6.4.2 
Trial Discontinuation .................................................................................................................... 26 
6.5 
Laboratory Tests ................................................................................................................................. 26 
6.5.1 
Blood samples .............................................................................................................................. 26 
6.5.2 
Colon biopsies............................................................................................................................... 27 
6.5.3 
Stool samples ................................................................................................................................ 27 
7 
ASSESSMENTS .................................................................................................................................. 27 
7.1 
Assessment of Efficacy ....................................................................................................................... 27 
7.2 
Safety and Tolerability Assessments .................................................................................................. 28 
8 
SAFETY MONITORING AND REPORTING ........................................................................................... 29 
8.1 
Definitions .......................................................................................................................................... 29 
8.1.1 
Adverse Event (AE) ....................................................................................................................... 29 
8.1.2 
Serious Adverse Event (SAE) ......................................................................................................... 29 
8.1.3 
Suspected Unexpected Serious Adverse Reaction (SUSAR) ......................................................... 29 
8.2 
Time Period for Reporting AE and SAE ............................................................................................... 30 
8.3 
Recording of Adverse Events ............................................................................................................. 30 
8.4 
Reporting Procedure .......................................................................................................................... 31 
8.4.1 
AEs and SAEs ................................................................................................................................. 31 
8.4.2 
SUSARs .......................................................................................................................................... 31 
8.4.3 
Annual Safety Report .................................................................................................................... 31 
8.4.4 
Clinical Study Report .................................................................................................................... 32 
8.5 
Procedures in Case of Emergency ...................................................................................................... 32 
9 
DATA MANAGEMENT AND MONITORING ........................................................................................ 32 
9.1 
Case Report Forms (CRFs) .................................................................................................................. 32 
9.2 
Source Data ........................................................................................................................................ 32 
9.3 
Study Monitoring ............................................................................................................................... 33 
9.4 
Confidentiality .................................................................................................................................... 33 
9.5 
Database management ...................................................................................................................... 33 
10  STATISTICAL METHODS AND DATA ANALYSIS ................................................................................... 34 
10.1  Determination of Sample Size ............................................................................................................ 34 
10.2  Population for Analysis ...................................................................................................................... 34 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 10 of 42 
10.3  Planned analyses ................................................................................................................................ 35 
10.3.1  Study population variables ........................................................................................................... 35 
10.4  Statistical Analysis .............................................................................................................................. 35 
11  STUDY MANAGEMENT ..................................................................................................................... 37 
11.1  Investigator Delegation Procedure .................................................................................................... 37 
11.2  Protocol Adherence ........................................................................................................................... 37 
11.3  Study Amendments ............................................................................................................................ 37 
11.4  Audit and Inspections ......................................................................................................................... 37 
12  ETHICAL AND REGULATORY REQUIREMENTS ................................................................................... 38 
12.1  Ethics Committee Approval ................................................................................................................ 38 
12.2  Other Regulatory Approvals ............................................................................................................... 38 
12.3  Informed Consent Procedure ............................................................................................................. 38 
12.4  Subject Identification ......................................................................................................................... 38 
13  TRIAL SPONSORSHIP AND FINANCING .............................................................................................. 38 
14  TRIAL INSURANCE ............................................................................................................................ 39 
15  PUBLICATION POLICY ....................................................................................................................... 39 
16  REFERENCES ..................................................................................................................................... 39 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 11 of 42 
LIST OF ABBREVIATIONS AND DEFINITIONS OF TERMS 
 
Abbreviation or special term 
Explanation 
AE 
adverse Event  
AIDS 
acquired immunodeficiency syndrome 
ALAT 
alanine aminotransferase 
cART 
combined antiretroviral therapy 
CDn 
cluster of differentiation n 
Cfu 
colony forming units 
CK 
creatin kinase 
CRF 
case record form 
CRP 
C‐reactive protein 
CTCAE 
Common Terminology Criteria for Adverse Event 
GCP 
Good Clinical Practice 
HBsAg 
hepatitis B surface antigen 
HBSS 
Hank’s Balanced Salt Solution 
HCV 
hepatitis C 
HIV 
human immunodeficiency virus 
ICH 
International Conference on Harmonization 
INR 
immunological non‐responder 
LPMC 
lamina propria mononuclear cells 
NSAID 
non‐steroid anti‐inflammatory drug 
OUH 
Oslo University Hospital 
PBMC 
peripheral blood mononuclear cell 
PBS 
phosphate buffered saline 
PI 
principle investigator 
qRT‐PCR 
quantitative reverse transcriptase polymerase chain reaction 
R&D 
research and development 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 12 of 42 
REK 
Regional  komite  for  medisinsk  og  helsefaglig  forskningsetikk,  Ethics 
Committee 
RNA 
ribonucleic acid 
SAE 
serious adverse event   
SLV 
Statens legemiddelverk, Norwegian Medicines Agency 
SOP 
standard operating procedure 
SUSAR 
suspected unexpected serious adverse reaction 
Thn 
T helper cell type n 
Tregs 
regulatory T cells 
UiO 
University of Oslo 
CPT 
cell preparation tube 
CTCAE 
Common Terminology Criteria for Adverse Events 
H0 
null hypothesis 
 
 
 
 
 
 
 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 13 of 42 
1 
INTRODUCTION 
1.1 
Background – Disease  
Human  immunodeficiency  virus‐1  (HIV)  is  a  retrovirus  that  is  transmitted  between  humans  by  sexual 
contact and inoculation of blood, including perinatal mother‐to‐child transmission. The virus infects and 
kills subsets of T‐lymphocytes characterized by cell surface expression of cluster of differentiation (CD)4+. 
As CD4+ T cells are essential for cellular immunity, natural HIV infection will in most humans destruct the 
immune system and progress to acquired immunodeficiency syndrome  (AIDS), which leads to advanced 
immunodeficiency, opportunistic infections and eventually death.(1) HIV infection provides a substantial 
disease burden to global health. More than 36 million people live with HIV infection globally and the virus 
annually causes 1.5 million deaths.(1, 2) 
There  is  still  no  cure  to  eradicate  the  HIV  virus  from  an  infected  patient.  However,  since  late  1990s 
combined antiretroviral therapy (cART) has been available. A combination of at least three pharmaceutical 
substances  prevents  the  virus  from  replicating  and  may  subsequently  allow  the  immune  system  to 
reconstitute.(3, 4) Patients responding to therapy will have undetectable virus in the blood, and CD4+ T cell 
numbers  should  eventually  be  restored  to  normal  levels  (>500  cells/µL).(4)  Successful  cART  stops 
progression to AIDS and confers life expectancy comparable to the general population.(5‐7) 
Around 15% of cART treated patients do not achieve the treatment goal of CD4+ T cell count of  >500 
cells/µL  despite  persistent  virological  suppression.(8,  9)  These  immunological  non‐responders  (INR) 
patients (aka discordant responders) have increased risk of still developing AIDS,(10, 11) increased risk of 
non‐AIDS HIV‐related morbidity such as cardiovascular disease and cancer, and increased mortality.(12‐16) 
As both absolute and relative numbers of HIV‐patients on cART increases globally,(2) efforts to improve the 
clinical prognosis in patients not responding to cART should be emphasized.  
Patients  with  chronic  HIV  infection  have  a  chronic  low‐grade  inflammation  and  immune  activation  with 
hyperactivated  T  cells  and  subsequent  T  cell  exhaustion.(17)  This  immune  activation  is  considered  to 
contribute  to  non‐AIDS  morbidity  and  correlates  with  mortality  among  HIV  patients.(18‐20)  Immune 
activation  correlates  inversely  with  CD4  T  cell  counts  and  INR  patients  have  augmented  immune 
activation.(21‐26) 
Primary infection with the HIV virus causes massive depletion of CD4 T cells in the gut mucosa, which is only 
partially restored after years of cART.(27‐30) These depleted CD4+ T cells, primarily of the subsets T helper 
cells type (Th) 17 and Th22, are crucial for maintaining the epithelial barrier and mucosal homeostasis.(31‐
36) Patients with chronic HIV infection has an impaired gut epithelial barrier with markers on increased 
epithelial  apoptosis  and  disrupted  tight  junctions.(37,  38)    The  impaired  epithelial  barrier  is  thought  to 
allow  influx  of  microbial  products  into  systemic  circulation,  a  phenomenon  called  microbial 
translocation.(39, 40) Increased microbial translocation is a prime candidate mechanism to explain why INR 
cART‐treated  patients  do  not  respond  sufficiently  to  cART,  have  increased  immune  activation,  and 
unfavorable clinical prognosis.(23, 24, 40‐42) However, in situ mucosal assessment in order to prove that 
the mucosal barrier is impaired in INR patients compared to cART responders is yet to be performed. In 
depth focal assessments of mucosal barrier function may also disclose perturbations in the regulation of 
the mucosal barrier that could provide targets for adjuvant therapy to cART.(37, 43) Restoration of mucosal 
barrier may reduce immune activation and subsequently improve the clinical prognosis for INR HIV‐infected 
patients. 
Over the last years there has been an emerging interest in the role of the gut microbiota for health and for 
chronic  diseases,  including  HIV  infection.(44)  Alterations  in  gut  microbial  composition  have  been 
demonstrated in chronic HIV infection.(45‐48) Recently published data indicates that the composition of 
the microbiota correlates directly with the function of the mucosal CD4+ T cells in HIV patients (49) and also 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 14 of 42 
with  systemic  markers  of  microbial  translocation  and  immune  activation.(50‐54)  However,  the  full 
implications for these observations with regards to epithelial barrier function are still uncertain. As these 
studies are all cross‐sectional observations, it is not known if it is the microbial alterations that causes the 
altered  T  cell  dysfunction  and  immune  activation  or  vice  versa.    Moreover,  the  relevance  of  these 
observations in INR cART treated HIV‐infected patients has not been assessed. On the basis of published 
data referred to above we hypothesize that the perturbations in the axis of gut microbiota ‐> epithelial 
barrier impairment ‐>Th17/Th22 disruptions ‐>chronic immune activation is greater in INR patients than 
those responding to cART.  
 
 
1.2 
Background ‐ Therapeutic Information 
Probiotics are bacteria that may colonize the gut lumen and provide beneficial health effects, though the 
mechanisms of how they confer these effects are still largely unknown. (55, 56) We have already conducted 
a study of administering probiotics in treatment‐naïve HIV patients and demonstrated reduction in immune 
activation in these patients.(57) Other small, preliminary studies have shown similar results.(58, 59)  As 
argued  in  section  1.1,  the  increasing  fraction  of  HIV  patients  on  cART  makes  the  relevance  of  adjuvant 
probiotic  supplement  higher  in  INR  cART‐treated  patients  than  in  treatment‐naïve  patients,  but 
intervention studies with probiotics in INR HIV patients have not been performed.  
Probiotics are generally well tolerated and smaller studies with other probiotic formulas of lower dose have 
been well tolerated in HIV‐infected patients.(58‐60) Still, cases of septicemia in young children and adults 
with compromised immunity have been observed.(61, 62) As our study population has impaired immunity 
we find it warranted to perform a phase I safety assessment of probiotic compounds before initiating larger 
efficacy studies in cART‐treated INR HIV‐infected patients. 
 
1.3 
Rationale for the Study, Hypotheses and Purpose 
Based on the scientific knowledge presented above we find it warranted to test the following hypotheses: 
i) CART‐treated chronic HIV‐infected INR patients have an altered composition of their gut microbiota 
compared with HIV‐infected cART‐treated immunological responder patients. 
ii) CART‐treated chronic HIV‐infected INR patients have impaired gut mucosal barrier function 
compared with HIV‐infected cART‐treated immunological responder patients, and this 
dysfunction relates to perturbations in mucosal Th17 and Th22 CD4+ T cells. 
iii) Administration of probiotics to INR cART‐treated chronic HIV‐infected patients is safe and coincide 
with alteration of gut microbiota and restoration of mucosal barrier function and reduced 
systemic immune activation. 
To this date there are no scientific publications answering these hypotheses. Exploration of these queries 
may provide targets for adjuvant therapy in substantial number of patients not responding sufficiently to 
cART and thereby improve their clinical prognosis. 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 15 of 42 
2 
STUDY OBJECTIVES AND RELATED ENDPOINTS 
The primary objective of this study is to assess the safety of probiotics in cART‐treated INR patient with 
chronic HIV infection. 
The secondary objectives are to i) explore the biological effects of probiotics in cART‐treated INR patient 
with chronic HIV infection, and ii) investigate differences between cART‐treated HIV‐infected INR and non‐
INR patients with regards to gut microbial composition and mucosal barrier function. 
2.1 
Primary Endpoint 
i) Adverse effects; ii) Δplasma viral load; and iii) Δblood CD4 count.  
2.2 
Secondary Endpoints 
Alterations in i) Gut microbiota composition; ii) Gene expression of gut epithelial cells; iii) Frequency and 
activation  status  of  CD4+  T  cell  subsets  in  gut  lamina  propria,  including  Th17  and  Th22  subsets;    iv) 
Frequency,  activation status and intracellular signaling of systemic T cells; and v) Soluble systemic markers 
of chronic inflammation and immune activation. 
 
 
 
Objectives 
Endpoints 
Assessments 
Primary 
Assess the safety of probiotics 
in  cART‐treated  INR  patient 
with chronic HIV infection. 
 
Adverse effects 
 
ΔPlasma HIV viral load 
 
ΔBlood CD4 count. 
 
Sections 7.2  
Secondary/ 
Exploratory 
Explore  the  biological  effects 
of  probiotics  in  cART‐treated 
INR  patient  with  chronic  HIV 
infection. 
 
Alteration 
in 
gut 
microbiota 
composition. 
 
Alteration  in  gene  expression  of 
gut epithelial cells 
 
Alteration 
in 
frequency 
and 
activation  status  of  CD4+  T  cell 
subsets  in  gut  lamina  propria, 
including Th17 and Th22 subsets. 
 
Alteration 
in 
frequency, 
activation status and intracellular 
signaling of systemic T cells. 
 
Alteration  in  soluble  systemic 
markers  of  chronic  inflammation 
Section 7.1 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 16 of 42 
and immune activation.  
 
 
 
Investigate differences 
between cART‐treated HIV‐
infected INR and non‐INR 
patients with regards to gut 
microbial composition and 
mucosal barrier function. 
 
Alteration 
in 
gut 
microbiota 
composition. 
 
Alteration  in  gene  expression  of 
gut epithelial cells 
 
Alteration 
in 
frequency 
and 
activation  status  of  CD4+  T  cell 
subsets in gut lamina propria. 
 
Alteration 
in 
frequency, 
activation status and intracellular 
signaling of systemic CD4+ T cells. 
 
Alteration in systemic markers of 
chronic 
inflammation 
and 
immune activation.  
Section 7.1 
 
3 
OVERALL STUDY DESIGN 
The primary study is a phase I, single arm, open label, consecutive case series study examining the safety of 
IDOFORM®Travel in patients with a confirmed diagnosis of HIV infection and continuous cART treatment >4 
years and concurrent HIV (ribonucleic acid) RNA <50 copies/mL and CD4+ count <400 cells/µL >3.5 years 
prior  to  inclusion.  There  will  be  no  control  arm  to  the  intervention.  The  primary  objective  is  safety 
assessment. The secondary objective is exploratory. End points at the termination of the intervention will 
be compared to the parameters at inclusion. (See chart below.) 
Study Period 
 
Estimated date of first patient enrolled: 
 
01.12.2015 
Anticipated recruitment period: 
18 months 
Estimated date of last patient completed: 
30.11.2017 
Treatment Duration: 
8 weeks 
Follow‐up: 
Follow‐up terminated at termination of treatment 
 
In a subsidiary cross sectional case control study, the patients included in the intervention will at baseline 
(week  0)  be  compared  with  individuals  with  chronic  HIV  infection  and  continuous  cART  >4  years  and 
concurrent HIV RNA <50 copies/mL and CD4+ count >600 cells/µL >3.5 years prior to inclusion, and with 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 17 of 42 
HIV uninfected individuals, both control groups matched to cases with regards to gender, ethnicity, age, 
and comorbidity 
 
 
 
4 
STUDY POPULATION 
4.1 
Selection of Study Population 
Male Caucasian patients with a confirmed diagnosis of HIV infection AND continuous cART treatment >4 
years AND concurrent HIV RNA <50 copies/mL >3.5 years AND CD4+ count <400 cells/µL >3.5 years (aka. 
INR patients) prior to inclusion will be recruited from the outpatient clinic at the Department of Infectious 
Diseases, Oslo University Hospital.  
For the cross sectional sub‐study, male Caucasian persons with a confirmed diagnosis of HIV infection AND 
continuous cART treatment >4 years AND concurrent HIV RNA <50 copies/mL >3.5 years AND CD4+ count 
>600 cells/µL >3.5 years prior to inclusion will be recruited from the outpatient clinic at the Department of 
Infectious Diseases, Oslo University Hospital. HIV uninfected control individuals will be recruited from men 
referred to the outpatient clinic at Dep. of Gastroenterology, Oslo University Hospital for cancer screening. 
4.2 
Number of Patients 
Twenty HIV‐infected INR patients (cases) will be included in this trial. In addition, 20 HIV infected non‐INR 
patients and 20 HIV negative individuals will be included as controls for the subsidiary cross sectional study. 
4.3 
Inclusion Criteria 
1) Subjects may be included as cases in the study if they meet all of the following criteria: 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 18 of 42 
 
HIV seropositive >4 years. 
 
Continuous cART >4 years. 
 
Plasma HIV RNA <50 copies/mL >3,5 years.1) 
 
CD4+ T cell count <400 cells/µL >3.5 years.2) 
 
Male, Caucasian  
 
Age 25‐65 
 
Signed informed consent and expected cooperation of the patients for the treatment and follow 
up must be obtained and documented according to International Committee on Harmonization 
(ICH) Good Clinical Practice (GCP), and national/local regulations. 
2) Subjects may be included as control subjects in the sub‐study if they meet all of the following 
criteria: 
 
HIV seropositive >4 years. 
 
Continuous cART >4 years. 
 
Plasma HIV RNA <50 copies/mL >3,5 years.1) 
 
CD4+ T cell count >600 cells/µL >3.5 years. 
 
Male, Caucasian 
 
Age 25‐65 
 
Signed informed consent and expected cooperation of the patients for the treatment and follow 
up must be obtained and documented according to ICH GCP, and national/local regulations. 
Or if they meet all the following criteria: 
 
HIV seronegative. 
 
Male, Caucasian 
 
Age 25‐65 
Signed informed consent and expected cooperation of the patients for the treatment and follow up 
must be obtained and documented according to ICH GCP, and national/local regulations. 
1)One single measurement (“blip”) of HIV RNA >50 copies/ml accepted. 
2)One single measurement (“blip”) of CD4 >400 cells/µl accepted. 
 
4.4 
Exclusion Criteria 
Subjects must be excluded from participating in this study if they meet any of the following criteria: 
 
Plasma hepatitis C (HCV) RNA positive. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 19 of 42 
 
Serum hepatitis B surface antigen (HBsAg) positive. 
 
Comorbidity of inflammatory bowel disease, coeliac disease or malnutrition. 
 
Concomitant  use  of  non‐steroid  anti‐inflammatory  drugs  (NSAID),  corticosteroids,  disease‐
modifying antirheumatic drugs, or other anti‐inflammatory pharmaceutical substances. 
 
Concomitant use of antithrombotic pharmaceutical substances 
 
Regular (weekly) use of any probiotic substance within 3 months prior to inclusion. 
 
Use of antibiotics within 3 months prior to inclusion. 
 
Deranged liver function (serum albumin <25 g/L or Child‐Pugh ≥10) 
 
Renal failure (estimated glomerular filtration rate (eGFR) <30 ml/min) 
 
Heart failure (NYHA class II‐IV) 
 
Intolarance to milk or phenylalanine (INR patients only) 
 
Any reason why, in the opinion of the investigator, the patient should not participate. 
 
5 
TREATMENT 
For this study IDOFORM®Travel is the Investigational Product.  
5.1 
Product Identity, Supply and Storage 
IDORORM®Travel  capsules  contain  live  Lactobacillus  rhamnosus  GG  (LGG®),‐  Lactobacillus 
acidophilus LA‐5®,‐ Lactobacillus bulgaricus LBY‐27® ,‐ Bifidobacterium animalis subsp. lactis BB‐
12®,  and  Streptococcus  thermophilus  STY‐31®  at  a  total  amount  of  3  x109  cfu/capsula.  Inactive 
ingredients:   xylitol,  aspartame,  acesulfam  K,  microcrystalline  cellulose,  isomalt,  mannitol, 
methylcellulose, inulinfatty acids, silicon dioxide, glucose, aromas, and citric acid. Storage: Room 
temperature  (<25°C,  low  ambient  humidity).  Manufacturer:  Pfizer  A/S.  Distributor:  Alliance 
Healthcare Norge AS. 
5.2 
Dosage and Investigational Product Administration  
Four capsules orally every 24 hour (12*109 cfu/day), with or without food or other drugs according to the 
subject’s preference.  
IDOFORM®Travel  is  previously  not  documented  administered  to  patients  with  HIV  infection.    Studies 
assessing biological effects of probiotics in other diseases strive for high‐dose ranges above 1010 cfu/day. 
(63, 64)  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 20 of 42 
5.3 
Duration of Therapy 
First dose is to be taken two days after first colonoscopy and dispensing of capsules. 
Therapy shall be continued for eight weeks therapy unless serious adverse events are encountered. Last 
dose is to be taken at the day of the end‐of‐protocol colonoscopy. 
5.4 
Schedule Modifications 
Modifications of dose or administration interval will not be allowed. 
5.5 
Concomitant Medication 
The following medication is not allowed while the patient is included in the study: 
 
NSAID 
 
Corticosteroids 
 
Other anti‐inflammatory pharmaceutical substances. 
 
Antibiotics 
 
Probiotic formulas other than the Investigational Product. 
All  concomitant  medication  (incl.  herbal  preparation  and  other  “over‐the‐counter”  drugs)  used  by  the 
patient will be recorded in the patient’s file and Case Record Form (CRF). 
5.5.1 
Non‐investigational products 
All subjects included will at screening be dispensed one packet of two sachets of Citrafleet® (ATC code: 
A06A B58) for bowel emptying. The participating subjects will be instructed to take the servings prior to the 
colonoscopy according to written information conveyed at screening visit. 
5.6 
Subject Compliance 
Compliance will be calculated based on the number of returned capsules and the number of planned days 
with the interventional product.  
5.7 
Investigational Product Accountability 
The Pl will confirm receipt of study product and will use the study product only within the framework of 
this clinical study and in accordance with this protocol. Receipt, distribution, return, and destruction (if any) 
of  the  study  product  must  be  properly  documented  according  to  the  sponsor’s  agreed  and  specified 
procedures. 
The  study  product  will  be  ordered  from  importer/distributor  by  the  study  pharmacist.  Labeling  and 
dispension will be performed by the PI in collaboration of the study pharmacist. Study pharmacist will be 
responsible for product receipt. Unused returned capsules will be destructed by the pharmacist. 
All investigational product containers (opened, unopened, or empty) must be returned to the sponsor after 
the study. An investigational product dispensing log must be prepared for each subject. At weeks 0 and 8 
and at any other relevant time point the following information must be entered into the investigational 
product dispensing log: 
• 
Date of visit 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 21 of 42 
• 
Number of containers given to the patient, including individual container batch number(s) 
• 
Number of containers returned from the patient, including individual container number(s) and whether 
they are unopened, opened or empty 
• 
The number of capsules left in the containers which are opened, but not empty 
• 
Explanation of any discrepancies 
• 
Signature of the person distributing/collecting the container(s) 
After completion of the study, the completed investigational product dispensing logs must be signed by the 
investigator 
5.8 
Product Labeling 
 
The  investigational  product  will  have  a  label  permanently  affixed  to  the  container  outside  and  will  be 
labeled according to standards originally designed for medicinal products such as ICH GCP. 
 
In addition to manufacturer information (i.e. batch id, expiration date) labels will state (in Norwegian):  
 
TIL UTPRØVING 
Studiepasient (initialer og inklusjonsnummer): (fylles ut) 
IDOFORM®Travel kapsler 
4 kapsler en gang daglig (Tas sammen med andre medisiner).  
Oppbevares i romtemperatur utilgjengelig for barn 
Oslo universitetssykehus HF, Kirkeveien 166, 0407 Oslo 
Studiekode: OUSHIVProbiot2 
 
Kontaktperson: Dag Henrik Reikvam, Infeksjonsmedisinsk avdeling, 
Telefon 22 11 98 81 / 94858939. Ta kontakt i nødstilfelle for informasjon  
om IDOFORM®Travel og studien. 
 
TA MED PAKNINGEN VED NESTE KONTROLL. IKKE KAST TOMME PAKNINGER  
 
 
5.9 
Subject Numbering 
Each subject is identified in the study by a unique subject number that is assigned when subject signs the 
Informed Consent Form. Once assigned the subject number cannot be reused for any other subject 
The study treatment will be administered to the subject by the investigators only.  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 22 of 42 
6 
STUDY PROCEDURES 
6.1 
Flow Chart 
 
 
Screening 
period 
Baseline 
Treatment period 1)
Follow up 1)
Week 
‐4 to ‐1 
0  
Product 
start 
1 2) 
3 2) 
5 2) 
7 2) 
8 
Product 
stop 
10 2)
 
Informed consent 
 X 
 
  
  
  
  
  
 
Inclusion/exclusion 
Evaluation 
X 
X 
  
  
  
  
  
 
Medical  history  and 
Clinical status 
X 
X 
 
 
 
 
  
Concom. med. 
X  
X 
X 
X 
x 
X 
X 
Vital signs 
  
X 
  
 
 
 
X 
 
Physical exam 
  
X 
  
  
  
 
x  
 
Clinical chemistry 
X 
X 
  
 
 
 
X 
 
Biological markers 
X 
X 
  
 
 
 
X 
 
Product dispensing 
  
X 
 
 
 
 
  
Product collecting 
  
  
 
 
 
 
X  
Adverse events 
  
X 
X 
X 
X 
X 
X 
x 
Colonoscopy/Stool 
sample 
  
X 
  
 
 
 
X 
 
1)INR patients/intervention study only. 2) Telephone interview. 
 
6.2 
By Visit 
Informed consent: 
Informed consent must have been given by each subject before any study specific procedures are initiated, 
preferably at screening visit. The following tests will be done at screening: 
Clinical status and Vital signs: 
Medical history (including disease history and corresponding treatment details), physical examination (eg. 
cor/pulm/abdomen  and  peripheral  lymph  node  status),  and  vital  signs  (weight,  blood  pressure, 
temperature and pulse).  
Before vital signs are measured, the subject should be resting seated for at least 2 minutes.  Any vital sign 
value  after  start  of  treatment  that  is  judged  by  the  investigator  as  a  clinically  significant  worsening 
compared to previous exam will be considered an adverse event (AE), documented on the subject’s CRF, 
and followed until the outcome is determined. 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 23 of 42 
Concomitant medication: 
All  concomitant  medication  (incl.  herbal  preparation  and  other  “over‐the‐counter”  drugs)  used  by  the 
subject  within  28  days  of  treatment  start  must  be  recorded  in  the  CRF.  Check  boxes  in  CRF  for  NSAID, 
glucocorticoids, disease‐modifying antirheumatic drugs, and other anti‐inflammatory drugs, antithrombotic 
drugs, antibiotics (within 3 months) and probiotics (within 3 months) 
Clinical chemistry and Biological markers: 
Blood samples will be taken to determine clinical chemistry analyses and biological markers. 
Clinical  chemistry  include  (one  4  ml  sample  tube  of  EDTA  whole  blood  and  one  5  ml  sample  Serum 
Separation  Tube):    hemoglobin,  white  blood  cells  differential  count,  thrombocytes,  mean  corpuscular 
hemoglobin, mean corpuscular volume, HbA1c, vitamin B12, folate, bilirubin, uric acid,  C‐reactive protein 
(CRP),  sodium,  potassium,  creatinine,  aspartate  aminotransferase,  alanine  aminotransferase  (ALAT), 
gamma‐glutamyl  transferase,  lactate  dehydrogenase,  alkaline  phosphatase,  albumin,  amylase,  creatin 
kinase (CK), and lipid profile. 
Biological  markers  include  (one  2,5  ml  sample  tube  of  EDTA  whole  blood  and  one  5  ml  sample  Plasma 
Preparation Tube): CD4+ and CD8+ T cell counts and  HIV RNA quantification. 
In  addition  the  following  material  will  be  collected  from  included  subjects  for  exploratory  assays  and 
analyses: One 4 ml sample tube of EDTA whole blood, one 3.5 ml sample Citrate‐Na tube, one 5 ml sample 
of Plasma Preparation Tube (CPT), and one 5 ml sample Serum Separation Tube and eight 7 ml samples Cell 
Preparation Tubes. 
Adverse events: 
Se section 8. 
Colonoscopy: 
Included subjects will perform bowel emptying procedure with Citrafleet®  (see also section 5.5.1)starting 
20‐28 hours in advance of colonoscopy.  
Peripheral vein cannula will be inserted in case of peri‐procedural need for sedation with midazolam 5‐10 
mg intravenously according to routine colonoscopy procedures. 
Full endoscopic examination will performed from rectum to terminal ileum. Subsequently, multiple biopsies 
will be collected in terminal ileum, ascending colon and sigmoid colon will be collected. See section 6.5.3 
for further details. 
 A Standard Operating Procedure (SOP) for the colonoscopy will be produced in Norwegian to ascertain a 
safe, uniform and reproducible procedure in all study subjects.  
Stool samples 
Included subjects will immediately before starting bowel emptying sample a tea‐spoon size of own stool 
that they will bring to the upcoming visit and colonoscopy. All included subjects will at screening visit be 
given a sampling kit for the collection of the stool samples. 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 24 of 42 
6.2.1 
Before Treatment Starts  
Tentative  participants  (cases  and  controls)  will  be  invited  by  letter  or  telephone  call  to  participate. 
Screening visit agreed upon by telephone. Alternatively, tentative participants invited at routine checkup at 
the outpatient clinic at Dep. of Infectious Diseases at Oslo University Hospital (OUH). 
Screening visit agenda:  
 
Recording medical history including medication 
 
Clinical examination  
 
Blood samples (se section 6.2) 
 
Evaluation of eligibility based on inclusion and exclusion criteria. 
 
Oral and written information about the treatment, colonoscopic procedure and follow up.  
 
If eligible and accepting participation, subjects signs informed consent. (See appendix for patient 
information and informed consent form). 
 
Information  about  preparations  to  colonoscopy  and  dispensing  of  Citrafleet®  for  pre‐procedure 
bowel emptying. 
 
6.2.2 
During Treatment 
Week 0: Inclusion. First visit at the endoscopy unit at outpatient clinic at Dep. of Gastroenterology, OUH.  
First visit/colonoscopy agenda: 
 
Review of medical history 
 
Clinical examination 
 
Vital signs 
 
Blood samples (se section 6.2) 
 
Colonoscopy with biopsy collection according to SOP. 
 
Dispensing of study treatment (IDOFORM®Travel) for eight weeks consumption. 
 
Week 1‐7: Bi‐weekly telephone interviews. Record adverse events and update concomitant medication. In 
case of serious adverse events or side effects, arrangement of subject visit at outpatient clinic at Dep. of 
Infectious Diseases 
6.2.3 
End of Study Visit 
Week 8: End of study visit and colonoscopy at Dep. of Gastroenterology, OUH.  
End of study visit/colonoscopy agenda: 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 25 of 42 
 
Adverse events 
 
Clinical examination 
 
Vital signs 
 
Blood samples (se section 6.2) 
 
Colonoscopy with biopsies collection according to SOP. 
 
Collection of residual interventional product packages and residual capsules. 
6.2.4 
Withdrawal Visit 
Should a subject wish to withdraw (see also section 6.3) a visit for complete final evaluation at the time of 
the subject's withdrawal will be arranged.  
 A withdrawal visit will record the reason, date, and time for withdrawal in the CRF and include clinical 
examination and vital signs. If possible, measurements and recordings should continue according to the 
protocol. 
The specific event or test result(s) being the reason for withdrawal will be recorded in the CRF. 
6.2.5 
After End of Treatment (Follow‐up) 
Week 12: Telephone interview recording adverse events. In case of serious adverse events or side effects, 
arrangement of a visit at the outpatient clinic at Dep. of Infectious Diseases will be made. 
 
6.3 
Criteria for Patient Discontinuation  
Subjects  may  be  discontinued  from  study  treatment  and  assessments  at  any  time.  Specific  reasons  for 
discontinuing a subject for this study are: 
 
Voluntary  discontinuation  by  the  subject  who  is  at  any  time  free  to  discontinue  his/her 
participation  in  the  study,  without  prejudice  to  further  treatment.  In  accordance  with  the 
Declaration of Helsinki, each subject is free to withdraw from the study at any time. 
 
Safety reason as judged by the Principal Investigator. 
 
Major protocol deviation. 
 
Incorrect enrolment i.e., the subject does not meet the required inclusion/exclusion criteria for the 
study. 
 
Subject lost to follow‐up. 
 
Deterioration in the subject’s condition, which in the opinion of the PI warrants study medication 
discontinuation (to be records as an AE). 
 
Subject  non‐compliance  to  study  treatment  and/or  procedures,  which  in  the  opinion  of  the  PI 
warrants study discontinuation. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 26 of 42 
6.4 
Procedures for Discontinuation 
6.4.1 
Patient Discontinuation 
Subjects who withdraw or are withdrawn from the study, will stop further treatment. 
If possible, a final assessment (withdrawal visit) shall be made. The reason for discontinuation will be 
recorded. The investigator is obliged to follow up any significant adverse events until the outcome either is 
recovered or resolved, with sequela, fatal or unknown. 
 
If a subject withdraw or are withdrawn from the study before start of treatment, it will be replaced by 
another individual that is found eligible according to the inclusion and exclusion criteria. 
6.4.2 
Trial Discontinuation 
The whole trial may be discontinued at the discretion of the PI or the sponsor in the event of any of the 
following: 
 
Occurrence of AEs unknown to date in respect of their nature, severity and duration. 
 
Medical or ethical reasons affecting the continued performance of the trial. 
 
Difficulties in the recruitment of patients. 
 
Cancellation of investigational product development. 
 
The  sponsor  and  the  PI  will  inform  all  investigators,  the  relevant  Competent  Authorities  and  Ethics 
Committees of the termination of the trial along with the reasons for such action. If the study is terminated 
early on grounds of safety, the Competent Authorities and Ethics Committees will be informed within 15 
days. 
6.5 
Laboratory Tests 
6.5.1 
Blood samples 
Serum: Drawn, collected and handled as routine samples and analyses by Dep. of Medical Biochemistry. 
Planned  analyses:,  vitamin  B12,  folat,  bilirubin,  uric  acid,    C‐reactive  protein  (CRP),  sodium,  potassium, 
creatinine, aspartate aminotransferase, ALAT, gamma‐glutamyl transferase, lactat dehydrogenase, alkaline 
phosphatase, albumin, amylase, CK, and lipid profile. Additional analyses may be performed. 
EDTA  whole  blood:  Drawn,  collected  and  handled  as  routine  samples  and  analyses  by  Dep.  of  Medical 
Biochemistry and Dep. of Immunology. Planned analyses: hemoglobin, white blood cells differential count, 
thrombocytes,  mean  corpuscular  hemoglobin,  mean  corpuscular  volume,  HbA1c,  and  CD4+,  CD8+  T  cell 
count, and genetic analysis for presence or absence of human leukocyte antigen variants HLA‐A and HLA‐
DR1B Additional analyses may be performed. 
Plasma: Drawn, collected and handled as routine samples and analysis by Dep. of Medical Microbiology. 
Planned analysis: HIV RNA quantification. Additional analyses may be performed. 
CPT  tube,  plasma  and  serum:  Drawn,  collected  and  handled  by  the  Research  and  Development  (R&D) 
section at Dep. of Infectious Diseases, OUH. Peripheral blood mononuclear cells (PBMC) will be isolated and 
frozen according to established laboratory protocols.(65) When inclusion of participants completed cells 
will  be  thawed  according  to  established  protocols  and  applied  in  functional  ex  vivo  experiments  and 
analyzed by flow cytometry. Additional analyses may be performed. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 27 of 42 
6.5.2 
Colon biopsies 
Forceps  pinch  biopsies  will  be  collected  at  three  different  sites  (terminal  ileum,  ascending  colon  and 
sigmoideum) during the colonoscopy. Each biopsy will be collected with a disposable biopsy forceps with a 
maximum insertion portion diameter of 3.3 mm (EndoJaw™, Olympus Medical Systems Corporation, Tokyo, 
Japan). At each site the following tissue specimens will be collected and handled in the following manner: 
 
Single biopsy swiftly weighted and washed in phosphate buffered saline (PBS) and then immersed 
in RNALater® (Quiagen). Incubated 24 hours in refrigerator (2‐6°C), then frozen and stored at ‐20° 
until  analyses.    Four  samples  collected  at  each  biopsy  site.  Collected  and  preserved  for  gut 
microbiota and gene expression analysis. 
 
Single biopsy swiftly washed in PBS and placed on a precut approx. 15 x3 mm carrot rod. Biopsy on 
carrot  rod  immersed  in  Tissue‐Tek®  O.C.T.  Compound  (Sakura  Fintek  Europ,  Zoeterwoude, 
Netherlands), wrapped in aluminum foil, put in tube, and snap frozen in liquid nitrogen and stored 
in  ‐70°C.  One  sample  collected  from  each  biopsy  site.  Collected  and  preserved  for 
immunohistochemistry and in situ hybridization. 
 
Single biopsy swiftly washed in PBS and immediately immersed in 1.5 ml formaldehyde. Incubated 
24 hours in refrigerator, then processed and embedded in paraffin. Collected and preserved for 
histopathology and immunohistochemistry.  
 
Twenty  biopsies  from  each  site  pooled  in  25  ml  ice  cold  Hank’s  Balanced  Salt  Solution  (HBSS. 
Washed twice in ice cold HBSS. Transferred to tube with ice cold RPMI culture medium with 10% 
fetal calf serum and 1% penicillin/streptomycin and brought to R&D section at Dep. of Infectious 
Diseases  for  collagenase  digestion  and  filtering  for  isolation  of  single‐cell  suspension  of  lamina 
propria  mononuclear  cells  (LPMC).  Cells  frozen  according  to  the  same  established  laboratory 
protocols as applied for PBMCs (See section 6.5.1). When inclusion of participants completed cells 
will be thawed according to established protocols and applied in functional ex vivo experiments and 
analyzed by flow cytometry. 
 
Single biopsy swiftly weighted and washed in PBS and put in clean tube and snap frozen in liquid 
nitrogen.  Two  samples  collected  at  each  biopsy  site.  Collected  and  preserved  for  HIV  RNA 
quantification, Western blot and other protein and nucleic acid assays. 
6.5.3 
Stool samples 
Stool will be sampled by the individual subjects immediately before he starts bowel emptying. Stool  
sample will be put in buffer‐containing. PSP® Spin Stool DNA sampling tube (Invitek) v01. The sample 
tube will be collected by the investigator at colonoscopy visit and stored in ‐80°C for later nucleic acid‐
baced assays for analysis of microbial composition and function.  
 
7 
ASSESSMENTS  
7.1 
Assessment of Efficacy 
The primary objective of the intervention study is safety and is described in section 7.2. 
The secondary objectives of the study are exploratory efficacy assessments. Efficacy of intervention and 
observed  differences  between  groups  will  be  evaluated  by  analyses  of  biologic  material  collected  as 
described in section 6.5. Key ex vivo mucosal barrier assessments at weeks 0 and 8 are: 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 28 of 42 
 
Mucosa‐adherent microbial composition 
 
Gene expression of mucosal tissue with validation of protein expression 
 
Frequency and activation status of LPMC subsets by flowcytometry  
 
Alterations in systemic T cells intracellular signaling 
 
Soluble markers of chronic inflammation and immune activation. 
 
Efficacy assessments will be performed at the R&D section of the Department of Infectious Diseases, at the 
Norwegian PSC Research Centre, at the Department of Pathology, all OUH, and at the Biotechnology Centre 
at the UiO. These research labs have state of the art facilities for biomedical research and are committed to 
close scientific collaboration through the virtual K.G. Jebsen Inflammation Research Centre hosted by UiO  
7.2 
Safety and Tolerability Assessments  
Safety will be monitored by the assessments described below as well as the collection of AEs at every visit. 
Significant  findings  that  are  present  prior  to  the  signing  of  informed  consent  must  be  included  in  the 
relevant  medical  history/  current  medical  condition  page  of  the  CRF.  For  details  on  AE  collection  and 
reporting, refer to Section 8.3.  
For the assessment schedule refer to Flow chart in Section 6.1.  
At  inclusion  (week  0)  and  at  interventional  product  stop  (week  8)  patients  will  go  through  physical 
examination, vital signs evaluation, and blood samples for medical biochemistry analysis. 
 
Physical  examination  will  include  an  examination  of  general  appearance,  skin,  eyes,  heart, 
abdomen, and peripheral lymph nodes.  
 
Vital  signs  include  body  temperature,  blood  pressure,  pulse,  and  respiratory  rate.  Seated  blood 
pressure and respiratory rate assessments will be performed after 2 min seated rest in a chair next 
to colonoscopy bench prior to colonoscopy. 
 
Medical  biochemistry  analysis  consists  of:  Hemoglobin,  white  blood  cells  count,  Thrombocytes, 
CRP, sodium, potassium, creatinine, ALAT, Bilirubin, Albumin, Amylase, and CK. 
At weeks 1, 3, 5, and 7, participants will be telephoned and asked for side effects or adverse symptoms. 
Symptoms will be categorized as: 
 
General (fever, wellbeing/sense of illness, fatigue). 
 
Circulatory (palpitations, thoracic pain/discomfort, cold/painful extremities) 
 
Respiratory (shortness of breath, coughing, bronchial discharge) 
 
Dermal (rash, pruritus). 
 
Gastrointestinal (diarrhea, bloating, nausea, abdominal pain/discomfort. 
 
Other. 
In case of side effects or adverse symptoms, participants will be called in for a visit for physical examination 
and vital signs and evaluation of need for discontinuation of study. 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 29 of 42 
8 
SAFETY MONITORING AND REPORTING 
The  investigator  is  responsible  for  the  detection  and  documentation  of  events  meeting  the  criteria  and 
definition of an adverse event (AE) or serious adverse event (SAE). Each patient will be instructed to contact 
the investigator immediately should they manifest any signs or symptoms they perceive as serious. 
The methods for collection of safety data are described below. 
8.1 
Definitions 
8.1.1 
Adverse Event (AE) 
An AE is any untoward medical occurrence in a patient administered a pharmaceutical product and which 
does not necessarily have a causal relationship with this treatment.  
An  adverse  event  (AE)  can  therefore  be  any  unfavorable  and  unintended  sign  (including  an  abnormal 
laboratory finding), symptom, or disease temporally associated with the use of a medicinal (investigational) 
product, whether or not related to the medicinal (investigational) product.  
The term AE is used to include both serious and non‐serious AEs. 
If  an  abnormal  laboratory  value/vital  sign  are  associated  with  clinical  signs  and  symptoms,  the 
sign/symptom  should  be  reported  as  an  AE  and  the  associated  laboratory  result/vital  sign  should  be 
considered additional information that must be collected on the relevant CRF. 
8.1.2 
Serious Adverse Event (SAE) 
Any untoward medical occurrence that at any dose:  
 
Results in death 
 
Is immediately life‐threatening 
 
Requires in‐patient hospitalization or prolongation of existing hospitalization  
 
Results in persistent or significant disability or incapacity 
 
Is a congenital abnormality or birth defect 
 
Is an important medical event that may jeopardize the subject or may require medical intervention 
to prevent one of the outcomes listed above. 
Medical  and  scientific  judgment  is  to  be  exercised  in  deciding  on  the  seriousness  of  a  case.  Important 
medical  events  may  not  be  immediately  life‐threatening  or  result  in  death  or  hospitalization,  but  may 
jeopardize the subject or may require intervention to prevent one of the listed outcomes in the definitions 
above. In such situations, or in doubtful cases, the case should be considered as serious. Hospitalization for 
administrative reason (for observation or social reasons) is allowed at the investigator’s discretion and will 
not qualify as serious unless there is an associated adverse event warranting hospitalization. 
8.1.3 
Suspected Unexpected Serious Adverse Reaction (SUSAR)  
Adverse Reaction: all untoward and unintended responses to an investigational medicinal product related 
to any dose administered; 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 30 of 42 
Unexpected Adverse Reaction: an adverse reaction, the nature or severity of which is not consistent with 
the applicable product information. 
 
Suspected Unexpected Serious Adverse Reaction: SAE (see section 8.1.2) that is unexpected as defined in 
section 8.2 and possibly related to the investigational medicinal product(s). 
 
8.2 
Time Period for Reporting AE and SAE  
For each patient the standard time period for collecting and recording AE and SAEs will begin at start of 
study treatment (week 0) and will continue 14 days following the last dose of study treatment, for each 
patient.  
During the course of the study all AEs and SAEs will be proactively followed up for each patient; events 
should be followed up to resolution, unless the event is considered by the investigator to be unlikely to 
resolve due to the underlying disease. Every effort should be made to obtain a resolution for all events, 
even if the events continue after discontinuation/study completion. 
8.3 
Recording of Adverse Events 
If the patient has experienced adverse event(s), the investigator will record the following information in the 
CRF: 
 
The nature of the event(s) will be described by the investigator in precise standard medical terminology 
(i.e. not necessarily the exact words used by the patient). ICD‐10 diagnose applied if possible 
 
The duration of the event will be described in terms of event onset date and event ended data. 
 
The intensity of the adverse event will be graded on a 1‐5 scale (1: mild; 2: moderate; 3: severe or 
medically  significant;  4:  life  threatening;  5:  death)  according  to  Common  Terminology  Criteria  for 
Adverse Events version 4.0 (CTCAE).(66) 
 
The Causal relationship of the event to the study medication will be assessed as one of the following: 
Unrelated: 
There  is  not  a  temporal  relationship  to  investigational  product  administration  (too  early,  or  late,  or 
investigational  product  not  taken),  or  there  is  a  reasonable  causal  relationship  between  non‐
investigational product, concurrent disease, or circumstance and the AE. 
 
Unlikely:  
There is a temporal relationship to investigational product administration, but there is not a reasonable 
causal relationship between the investigational product and the AE. 
 
Possible:  
There is reasonable causal relationship between the investigational product and the AE. De‐challenge 
information is lacking or unclear. 
 
Probable:  
There is a reasonable causal relationship between the investigational product and the AE. The event 
responds to de‐challenge. Re‐challenge is not required. 
 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 31 of 42 
Definite:  
There is a reasonable causal relationship between the investigational product and the AE.  
 
 
Action taken, including withdrawal from the study. 
 
The outcome of the adverse event – whether the event is resolved or still ongoing. 
It is important to distinguish between serious and severe AEs. Severity is a measure of intensity whereas 
seriousness  is  defined  by  the  criteria  in  Section  8.1.  An  AE  of  severe  intensity  need  not  necessarily  be 
considered serious. For example, nausea that persists for several hours may be considered severe nausea, 
but is not an SAE. On the other hand, a stroke that results in only a limited degree of disability may be 
considered a mild stroke, but would be an SAE. 
8.4 
Reporting Procedure 
8.4.1 
AEs and SAEs 
All adverse events and serious adverse events that should be reported as defined in section 8.1.1 will be 
recorded in the patient's CRF. 
SAEs must be reported by the investigator to the sponsor, Oslo University Hospital by contact Dag Kvale, 
within 24 hours after the site has gained knowledge of the SAE. Every SAE must be documented by the 
investigator on the SAE pages (to be found in the CRF). The Serious Adverse Event Report Form must be 
completed, signed and sent to the Regional Ethics Committee (REK) and the Norwegian Medicine Agency 
(SLV). The initial report shall promptly be followed by detailed, written reports if necessary. The initial and 
follow‐up reports shall identify the trial subjects by unique code numbers assigned to the latter.  
The sponsor keeps detailed records of all SAEs reported by the investigators and performs an evaluation 
with respect to seriousness, causality and expectedness. 
8.4.2 
SUSARs 
SUSARs will be reported to the Competent Authority. The following timelines should be followed: 
The  sponsor  will  ensure  that  all  relevant  information  about  suspected  serious  unexpected  adverse 
reactions that are fatal or life‐threatening is recorded and reported as soon as possible to the Competent 
Authority (i.e. SLV) and Ethics Committee (i.e. REK) in any case no later than seven (7) days after knowledge 
by  the  sponsor  of  such  a  case,  and  that  relevant  follow‐up  information  is  subsequently  communicated 
within an additional eight (8) days. 
All other suspected serious unexpected adverse reactions will be reported to the Competent Authority (i.e. 
SLV) concerned and to the Ethics Committee (i.e. REK) concerned as soon as possible but within a maximum 
of fifteen (15) days of first knowledge by the sponsor. 
SUSARs will be reported using the CIOMS form scanned sent by e‐mail.  
8.4.3 
Annual Safety Report 
Once a year throughout the clinical trial, the sponsor will provide the Competent Authority with an annual 
safety report. The format will comply with national requirements.  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 32 of 42 
8.4.4 
Clinical Study Report 
The adverse events and serious adverse events occurring during the study will be discussed in the safety 
evaluation part of the Clinical Study Report. 
8.5 
Procedures in Case of Emergency 
The investigator is responsible for assuring that there are procedures and expertise available to cope with 
emergencies during the study.  
9 
DATA MANAGEMENT AND MONITORING   
9.1 
Case Report Forms (CRFs) 
The investigator will enter the data required by the protocol into the Case report forms (CRF) kept in paper 
format. The PI is responsible for assuring that data entered into the CRF is complete, accurate, and that 
entry is performed in a timely manner. The signature of the investigator will attest the accuracy of the data 
on each CRF. If any assessments are omitted, the reason for such omissions will be noted on the CRFs. 
Corrections, with the reason for the corrections will also be recorded.  
The CRF will be completed legibly in black ink, with reasons given for any missing data.  Any errors should 
be corrected by a single line strike‐through, and annotated with the current date and initials of the person 
correcting  the  error.    Under  no  circumstances  should  data  be  permanently  obliterated  with  ink  or 
correcting fluid. 
The PI will sign the last page of the CRF.  Any corrections to the data will be made in a manner that does not 
obscure the original entry and will be dated and initialed by the investigator or assigned designee. 
9.2 
Source Data  
The  medical  records  for  each  included  subject  should  contain  information  which  is  important  for  the 
patient’s  safety  and  continued  care,  and  to  fulfill  the  requirement  that  critical  study  data  should  be 
verifiable.  
To achieve this, the medical records of each patient should clearly describe at least: 
 
That the patient is participating in the study, e.g. by including the enrollment number and the study 
code or other study identification; 
 
Date when Informed Consent was obtained from the patient and statement that patient received a 
copy of the signed and dated Informed Consent; 
 
Results of all assessments confirming a patient’s eligibility for the study; 
 
Diseases (past and current; both the disease studied and others, as relevant); 
 
Surgical history, as relevant; 
 
Treatments withdrawn/withheld due to participation in the study; 
 
Results of assessments performed during the study; 
 
Treatments given, changes in treatments during the study and the time points for the changes;  
 
Visits to the clinic / telephone contacts during the study, including those for study purposes only; 
 
Non‐Serious Adverse Events and Serious Adverse Events (if any) including causality assessments;  
 
Date of, and reason for, discontinuation from study treatment;  
 
Date of, and reason for, withdrawal from study; 
 
Date of death and cause of death, if available; 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 33 of 42 
 
Source data will be recorded directly into the CRF in addition to the patient’s medical record. 
 
9.3 
Study Monitoring  
The  protocol  and  study  conductance  will  be  reviewed  by  a  Clinical  Study  Monitor,  who  will  check  the 
following: 
 
Informed consent process 
 
Reporting of adverse events and all other safety data 
 
Adherence to protocol 
 
Maintenance of required regulatory documents 
 
Study Supply accountability 
 
Facilities and equipment (example: laboratory, pharmacy, ECG machine, etc…) 
 
Data completion on the CRFs including source data verification (SDV). 
 
The monitor will review the relevant CRFs for accuracy and completeness and will ask the site staff to adjust 
any discrepancies as required.  
When the responsible study monitor has checked and verified the CRFs, the data will be entered into a 
computer database at the OUH’s scientific server (i.e. K:\Forskning\Forskningsstudier) for further handling 
and statistical evaluation. For verification the data will be entered twice at two separate sessions. 
Sponsor’s representatives (e.g. monitors, auditors) and/or competent authorities will be allowed access to 
source  data  for  source  data  verification  in  which  case  a  review  of  those  parts  of  the  hospital  records 
relevant to the study may be required.  
9.4 
Confidentiality 
The investigator will arrange for the secure retention of the patient identification and the code list. Code 
list and signed informed consent forms will be kept in a locked cabinet at the principle investigator’s office. 
Patient  files  shall  be  kept  for  the  maximum  period  of  time  permitted  by  each  hospital.  The  study 
documentation (CRFs, Site File etc.) shall be retained and stored during the study and for 15 years after 
study  closure.  All  information  concerning  the  study  will  be  stored  in  a  safe  place  inaccessible  to 
unauthorized personnel. 
9.5 
Database management 
All included subject will be assigned a unique study number which will be used along with initials in all 
further data handling. The code list will be kept in paper only and stored in a locked cabinet at the PI’s 
office. 
During the study the CRFs will be stored at the technician’s office at the R&D section at Dep. of Infectious 
Diseases, OUH. CRFs from subjects that have completed the study will be stored in the office in an open 
book shelf in the PI’s office at OUH. 
To  promote  data  quality,  data  from  CRF  and  results  from  assessments  will  be  entered  doubly  into  two 
separate Excel spreadsheets at two separate sessions. The double entries will subsequently be compared 
and merged in order to avoid data inaccuracies resulting from data entry errors. All entries and changes in 
the CRF, data files or database will be logged by signature (initials) of entrant and date of entry. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 34 of 42 
Data entered electronically will be kept at the OUH’s scientific server (i.e.  K:\Forskning\Forskningsstudier) 
inaccessible for unauthorized personnel. 
All data both electronically entered and in paper format, will be stored for 15 years after the last subject 
has completed the study. After 15 years all data will then be deleted or anonymized. 
10 
STATISTICAL METHODS AND DATA ANALYSIS 
10.1 
Determination of Sample Size 
The  study  probiotic  (IDOFORM®Travel)  has  previously  not  been  tested  in  HIV‐infected  patients.  Other 
probiotics have been well tolerated in other samples of HIV‐infected patients, but has not been tested in 
INR patients.(58‐60) We expect the probiotic to have few side effects and adverse events occurring at a low 
frequency. The study design for assessment of the primary objective is an uncontrolled intervention for 
detection of adverse events occurring at a frequency and with a severity that disqualify further efficacy 
studies of the investigational product. 
There are no published data providing an expected frequency or variability of adverse events that could be 
applied in power or sample size calculations for the primary objective of this study. For the safety study, 20 
patients will be observed for serious adverse events (SAE) for 8 weeks. If we observe 0/20 adverse events 
then we can be 95% certain that the true population proportion of SAE in 2 weeks fall within the range (0%, 
17%). If we observe 1/20 adverse events then we can be 95% certain that the true population proportion of 
SAE in 8 weeks fall within the range (0.1%, 25%). Here the confidence intervals have been calculated using 
the Clopper‐Pearson method.(67) 
The  secondary  objectives  of  the  study  are  exploratory.  There  are  no  relevant  published  data  that  can 
provide  expected  efficacy  size  or  variability.  Sample  size  calculations  for  the  secondary  objectives  are 
therefore not feasible. 
The sample size in this study is also influence by queries in our HIV database on number of patients eligible 
for inclusion and by available resources at the departments participating in the study. 
Expert statistician at Regional Research Support at OUH has been consulted. 
10.2 
Population for Analysis 
 The following populations will be considered for the analyses:  
Primary objective: 
Includes all subjects who received at least one dose of the investigational product. Subjects who withdrew 
from the study will be included in the safety analysis. A list  of withdrawn subjects, preferably  with  the 
reasons for withdrawal, will be made. 
Secondary objectives: 
Includes all subjects who completed biopsy sampling at the site of interest during colonoscopy.  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 35 of 42 
10.3 
Planned analyses 
The statistical analysis is planned to be performed when all subjects have been included and completed the 
study treatment. No interim analyses will be made. 
Deviation  from  the  original  statistical  plan  will  be  described  and  justified  in  the  Clinical  Study  Report. 
Amendments to plan can be done until day of DB lock. 
10.3.1 Study population variables 
A table will be provided with the following information: 
 
number of subjects, both screened and enrolled, included in the study 
 
number of subjects included in the safety analysis (primary objective) 
 
number of subjects included in the efficacy analysis (secondary objective) 
 
number of subjects withdrawn from the study and the reason for withdrawal 
 
Demographic information will be summarized using descriptive statistics.  
Medical histories will be summarized by counts.  Concurrent medications will be recorded and coded using 
a standard classification system and grouped by primary and secondary classes if applicable. 
Vital signs 
Categorical data will be summarized by treatment and as a total using count and percentages of patients. 
Continuous data will be summarized by treatment and as a total using medians, quartiles and ranges. 
Physical examination 
Categorical data will be summarized by treatment and as a total using count and percentages of patients. 
Continuous data will be summarized by treatment and as a total using median, quartiles and ranges. 
Clinical Laboratory Measurements 
Categorical data will be summarized by treatment and as a total using count and percentages of patients. 
Continuous data will be summarized by treatment and as a total using median, quartiles and ranges. 
 
10.4 
Statistical Analysis 
Non‐parametrical  statistics  will  be  applied  for  all  analyses,  two‐sided  tests  only.  Level  of  statistical 
significance defined as p<0.05. Patients with missing values will be excluded from analysis of the parameter 
where value is missing. This study does not have any additional separate statistical analysis plan. 
Primary endpoints: (see section 2.1) 
i) Adverse events:  
a. Descriptive  presentation  of  frequencies  concurrent  to  study  treatment.  No  comparative 
statistical analysis.  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 36 of 42 
ii) Δplasma HIV RNA load:  
a. Δ defined by changes between end of study (week 8) and baseline (week 0). 
b. Assessed by routine HIV RNA quantification at Dep. of Medical Microbiology, OUH. 
c. H0:  Eight  weeks  treatment  with  probiotics  does  not  change  HIV  RNA  load  in  INR  cART‐
treated chronic HIV‐infected patients. 
d.  Analyzed by Wilcoxon signed‐rank test. 
iii) Δblood CD4 count: 
a. Δ defined by changes between end of study (week 8) and baseline (week 0). 
b. Assessed by routine CD4 cell quantification at Dep. of Immunology, OUH. 
c. H0:  Eight  weeks  treatment  with  probiotics  does  not  change  blood  CD4  cell  count  in  INR 
cART‐treated chronic HIV‐infected patients. 
d. Analyzed by Wilcoxon signed‐rank test. 
 
Secondary endpoints: (see section 2.2) 
The  statistical  analysis  strategy  is  described  below.  As  the  efficacy  assessments  of  this  study  are  of 
exploratory nature, the exact parameters assessed and variable to be analyzed are difficult to predict. The 
conductance of the statistics may diverge from the planned analyses.  
 
Alterations are defined by: 
o Changes in variable between end of study (week 8) and baseline (week 0) in INR cART‐treated 
chronic HIV‐infected patients. 
 
or 
o Differences  in  variable  between  INR  cART‐treated  chronic  HIV‐infected  patients  (week  0) 
(cases)  and  cART‐treated  immunological  responding  chronic  HIV‐infected  patients  (controls) 
and HIV negative subjects (healthy controls). 
 
Null hypothesis (H0) will be formulated as: 
o H0‐1: Eight weeks treatment with  probiotics does  not alter  the  variable in  INR  cART‐treated 
chronic HIV‐infected patients. 
 
or 
o H0‐2:    INR  cART‐treated  chronic  HIV‐infected  patients  (week  0)  (cases),  cART‐treated 
immunological responding chronic HIV‐infected patients (controls) and HIV negative subjects 
(healthy controls) have equal variable. 
 
Statistical tests will consist of:  

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 37 of 42 
o Composition of microbiota tentatively analyzed by principle components analysis and Monte 
Carlo  permutation  test.  Microbiota  diversity  tentatively  analyzed  by  Shannon  index  and 
Simpson reciprocal index.   
o For single variable analyses H0‐1s analyzed by Wilcoxon signed‐rank test and H0‐2s analyzed by 
One‐way ANOVA with Bonferroni posttests. 
 
11 
STUDY MANAGEMENT 
11.1 
Investigator Delegation Procedure 
The PI is responsible for making and updating a “delegation of tasks” listing all the involved co‐workers and 
their role in the project. He will ensure that appropriate training relevant to the study is given to all of these 
staff, and that any new information of relevance to the performance of this study is forwarded to the staff 
involved. 
11.2 
Protocol Adherence 
Investigators ascertain they will apply due diligence to avoid protocol deviations.  
All significant protocol deviations will be recorded and reported in the Clinical Study Report (CSR). 
11.3 
Study Amendments 
If it is necessary for the study protocol to be amended, the amendment and/or a new version of the study 
protocol (Amended Protocol) must be notified to and approved by the Competent Authority and the Ethics 
Committee according to EU and national regulations. 
No changes from the final approved and signed protocol will be made without the Competent Authority’s 
and the Ethics Committee’s prior written approval of an amendment. Exceptions are when i) necessary to 
eliminate  immediate  hazards  to  the  study  subjects,  or  ii)  when  the  change  involves  only  logistics  or 
administration.  The investigator will sign the protocol amendment. 
 
11.4 
Audit and Inspections 
Authorized representatives of a Competent Authority and Ethics Committee may visit the centre to perform 
inspections,  including  source  data  verification.  Likewise  the  representatives  from  sponsor  may  visit  the 
center to perform an audit. The purpose of an audit or inspection is to systematically and independently 
examine all study‐related activities and documents to determine whether these activities were conducted, 
and data were recorded, analyzed, and accurately reported according to the protocol, ICH GCP, and any 
applicable regulatory requirements. The PI will ensure that the inspectors and auditors will be provided 
with access to source data/documents. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 38 of 42 
12 
ETHICAL AND REGULATORY REQUIREMENTS 
The study will be conducted in accordance with ethical principles that have their origin in the Declaration of 
Helsinki  and  are  consistent  with  ICH/Good  Clinical  Practice  and  applicable  regulatory  requirements. 
Registration of patient data will be carried out in accordance with national personal data laws. 
12.1 
Ethics Committee Approval 
The  study  protocol,  including  the  patient  information  and  informed  consent  form  to  be  used,  must  be 
approved by the regional ethics committee before enrolment of any patients into the study. 
The investigator is responsible for informing the ethics committee of any serious and unexpected adverse 
events and/or major amendments to the protocol as per national requirements. 
12.2 
Other Regulatory Approvals 
The  protocol  will  be  submitted  and  approved  by  the  applicable  competent  authorities  before 
commencement of the study. 
The protocol will also be registered in www.clinicaltrials.gov before inclusion of the first patient. 
12.3 
Informed Consent Procedure 
The  investigator  is  responsible  for  giving  the  patients  full  and  adequate  verbal  and  written  information 
about the nature, purpose, anticipated benefit, potential hazard, and insurance arrangements of the study. 
They will be informed as to the strict confidentiality of their patient data, but that their medical records 
may be reviewed for trial purposes by authorized individuals other than their treating physician.  
It will be emphasized that the participation is voluntary and that the patient is allowed to refuse further 
participation in the protocol whenever she/he wants. This will not prejudice the patient’s subsequent care. 
Documented  informed  consent  must  be  obtained  for  all  patients  included  in  the  study  before  they  are 
registered in the study. This will be done in accordance with the national and local regulatory requirements. 
The investigator is responsible for obtaining signed informed consent. 
A copy of the patient information and consent will be given to the patients. The signed and dated patient 
consent forms will be filed in the Investigator Site File binder. 
12.4 
Subject Identification 
The  investigator  is  responsible  for  keeping  a  list  of  all  patients  (who  have  received  study  treatment  or 
undergone any study specific procedure) including patient’s date of birth and personal number, full names 
and last known addresses.  
The patients will be identified in the CRFs by patient number, initials, and date of. 
13 
TRIAL SPONSORSHIP AND FINANCING 
This  study  is  initiated  and  conducted  by  the  investigators.  The  study  is  funded  by  the  K.G.  Jebsen 
Inflammation Research, Centre which is sponsored by the University of Oslo and Oslo University Hospital in 
addition to the gross funding from the K.G. Jebsen Foundation. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 39 of 42 
Additional research grant applications for the study may be submitted to the regional health authorities 
(Helse Sør‐Øst RHF). 
Proposal for Investigator Initiated Trial programs at the company manufacturing the investigational product 
may be submitted. 
 
14 
TRIAL INSURANCE 
The PI has insurance  coverage for this  study  through membership of the Drug Liability Association (see 
http://www.laf.no for more details).  
 
15 
PUBLICATION POLICY 
Upon study completion and finalization of the study report the results of this study will either be submitted 
for publication and/or posted in a publicly assessable database of clinical study results.  
The  results  of  this  study  will  also  be  submitted  to  the  Competent  Authority  and  the  Ethics  Committee 
according to EU and national regulations. 
All  personnel  who  have  contributed  significantly  with  the  planning  and  performance  of  the  study 
(Vancouver convention 1988) may be included in the list of authors. 
 
16 
REFERENCES 
 
1. Maartens G, Celum C, Lewin SR. HIV infection: epidemiology, pathogenesis, treatment, and prevention. Lancet. 
2014;384(9939):258-71. 
2. http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs360/en/. 
WHO 
HIV/AIDS 
Key 
facts: 
WHO; 
2014. 
http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs360/en/. 
3. WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee.  Consolidated Guidelines on the Use of 
Antiretroviral Drugs for Treating and Preventing HIV Infection: Recommendations for a Public Health Approach. Geneva: 
World Health Organization 
Copyright (c) World Health Organization 2013.; 2013. 
4. Gunthard HF, Aberg JA, Eron JJ, Hoy JF, Telenti A, Benson CA, et al. Antiretroviral treatment of adult HIV infection: 
2014 recommendations of the International Antiviral Society-USA Panel. Jama. 2014;312(4):410-25. 
5. Lewden C, Bouteloup V, De Wit S, Sabin C, Mocroft A, Wasmuth JC, et al. All-cause mortality in treated HIV-
infected adults with CD4 >/=500/mm3 compared with the general population: evidence from a large European 
observational cohort collaboration. International journal of epidemiology. 2012;41(2):433-45. 
6. Young J, Psichogiou M, Meyer L, Ayayi S, Grabar S, Raffi F, et al. CD4 cell count and the risk of AIDS or death in 
HIV-Infected adults on combination antiretroviral therapy with a suppressed viral load: a longitudinal cohort study from 
COHERE. PLoS medicine. 2012;9(3):e1001194. 
7. Zwahlen M, Harris R, May M, Hogg R, Costagliola D, de Wolf F, et al. Mortality of HIV-infected patients starting 
potent antiretroviral therapy: comparison with the general population in nine industrialized countries. International journal 
of epidemiology. 2009;38(6):1624-33. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 40 of 42 
8. Engsig FN, Zangerle R, Katsarou O, Dabis F, Reiss P, Gill J, et al. Long-term mortality in HIV-positive individuals 
virally suppressed for >3 years with incomplete CD4 recovery. Clinical infectious diseases : an official publication of the 
Infectious Diseases Society of America. 2014;58(9):1312-21. 
9. Casotti JA, Passos LN, Oliveira FJ, Cerutti C, Jr. Factors associated with paradoxical immune response to 
antiretroviral therapy in HIV infected patients: a case control study. BMC infectious diseases. 2011;11:306. 
10. Kaufmann GR, Furrer H, Ledergerber B, Perrin L, Opravil M, Vernazza P, et al. Characteristics, determinants, and 
clinical relevance of CD4 T cell recovery to <500 cells/microL in HIV type 1-infected individuals receiving potent 
antiretroviral therapy. Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 
2005;41(3):361-72. 
11. Zoufaly A, an der Heiden M, Kollan C, Bogner JR, Fatkenheuer G, Wasmuth JC, et al. Clinical outcome of HIV-
infected patients with discordant virological and immunological response to antiretroviral therapy. The Journal of 
infectious diseases. 2011;203(3):364-71. 
12. Helleberg M, Kronborg G, Larsen CS, Pedersen G, Pedersen C, Obel N, et al. Poor CD4 response despite viral 
suppression is associated with increased non-AIDS-related mortality among HIV patients and their parents. AIDS 
(London, England). 2013;27(6):1021-6. 
13. Helleberg M, Kronborg G, Larsen CS, Pedersen G, Pedersen C, Obel N, et al. CD4 decline is associated with 
increased risk of cardiovascular disease, cancer, and death in virally suppressed patients with HIV. Clinical infectious 
diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 2013;57(2):314-21. 
14. van Lelyveld SF, Gras L, Kesselring A, Zhang S, De Wolf F, Wensing AM, et al. Long-term complications in patients 
with poor immunological recovery despite virological successful HAART in Dutch ATHENA cohort. AIDS (London, 
England). 2012;26(4):465-74. 
15. Lichtenstein KA, Armon C, Buchacz K, Chmiel JS, Buckner K, Tedaldi EM, et al. Low CD4+ T cell count is a risk 
factor for cardiovascular disease events in the HIV outpatient study. Clinical infectious diseases : an official publication of 
the Infectious Diseases Society of America. 2010;51(4):435-47. 
16. Zoufaly A, Cozzi-Lepri A, Reekie J, Kirk O, Lundgren J, Reiss P, et al. Immuno-virological discordance and the risk 
of non-AIDS and AIDS events in a large observational cohort of HIV-patients in Europe. PloS one. 2014;9(1):e87160. 
17. Deeks SG, Tracy R, Douek DC. Systemic effects of inflammation on health during chronic HIV infection. Immunity. 
2013;39(4):633-45. 
18. Tenorio AR, Zheng Y, Bosch RJ, Krishnan S, Rodriguez B, Hunt PW, et al. Soluble markers of inflammation and 
coagulation but not T-cell activation predict non-AIDS-defining morbid events during suppressive antiretroviral treatment. 
The Journal of infectious diseases. 2014;210(8):1248-59. 
19. Hunt PW, Sinclair E, Rodriguez B, Shive C, Clagett B, Funderburg N, et al. Gut epithelial barrier dysfunction and 
innate immune activation predict mortality in treated HIV infection. The Journal of infectious diseases. 2014;210(8):1228-
38. 
20. Kuller LH, Tracy R, Belloso W, De Wit S, Drummond F, Lane HC, et al. Inflammatory and coagulation biomarkers 
and mortality in patients with HIV infection. PLoS medicine. 2008;5(10):e203. 
21. Gandhi RT, Spritzler J, Chan E, Asmuth DM, Rodriguez B, Merigan TC, et al. Effect of baseline- and treatment-
related factors on immunologic recovery after initiation of antiretroviral therapy in HIV-1-positive subjects: results from 
ACTG 384. J Acquir Immune Defic Syndr. 2006;42(4):426-34. 
22. Marchetti G, Gori A, Casabianca A, Magnani M, Franzetti F, Clerici M, et al. Comparative analysis of T-cell turnover 
and homeostatic parameters in HIV-infected patients with discordant immune-virological responses to HAART. AIDS 
(London, England). 2006;20(13):1727-36. 
23. Marchetti G, Bellistri GM, Borghi E, Tincati C, Ferramosca S, La Francesca M, et al. Microbial translocation is 
associated with sustained failure in CD4+ T-cell reconstitution in HIV-infected patients on long-term highly active 
antiretroviral therapy. AIDS (London, England). 2008;22(15):2035-8. 
24. Piconi S, Trabattoni D, Gori A, Parisotto S, Magni C, Meraviglia P, et al. Immune activation, apoptosis, and Treg 
activity are associated with persistently reduced CD4+ T-cell counts during antiretroviral therapy. AIDS (London, 
England). 2010;24(13):1991-2000. 
25. Massanella M, Negredo E, Perez-Alvarez N, Puig J, Ruiz-Hernandez R, Bofill M, et al. CD4 T-cell hyperactivation 
and susceptibility to cell death determine poor CD4 T-cell recovery during suppressive HAART. AIDS (London, England). 
2010;24(7):959-68. 
26. Hunt PW, Martin JN, Sinclair E, Bredt B, Hagos E, Lampiris H, et al. T cell activation is associated with lower CD4+ 
T cell gains in human immunodeficiency virus-infected patients with sustained viral suppression during antiretroviral 
therapy. The Journal of infectious diseases. 2003;187(10):1534-43. 
27. Mehandru S, Poles MA, Tenner-Racz K, Jean-Pierre P, Manuelli V, Lopez P, et al. Lack of mucosal immune 
reconstitution during prolonged treatment of acute and early HIV-1 infection. PLoS medicine. 2006;3(12):e484. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 41 of 42 
28. Guadalupe M, Reay E, Sankaran S, Prindiville T, Flamm J, McNeil A, et al. Severe CD4+ T-cell depletion in gut 
lymphoid tissue during primary human immunodeficiency virus type 1 infection and substantial delay in restoration 
following highly active antiretroviral therapy. J Virol. 2003;77(21):11708-17. 
29. Macal M, Sankaran S, Chun TW, Reay E, Flamm J, Prindiville TJ, et al. Effective CD4+ T-cell restoration in gut-
associated lymphoid tissue of HIV-infected patients is associated with enhanced Th17 cells and polyfunctional HIV-
specific T-cell responses. Mucosal immunology. 2008;1(6):475-88. 
30. Brenchley JM, Schacker TW, Ruff LE, Price DA, Taylor JH, Beilman GJ, et al. CD4+ T cell depletion during all 
stages of HIV disease occurs predominantly in the gastrointestinal tract. J Exp Med. 2004;200(6):749-59. 
31. Brenchley JM, Paiardini M, Knox KS, Asher AI, Cervasi B, Asher TE, et al. Differential Th17 CD4 T-cell depletion in 
pathogenic and nonpathogenic lentiviral infections. Blood. 2008;112(7):2826-35. 
32. Klatt NR, Estes JD, Sun X, Ortiz AM, Barber JS, Harris LD, et al. Loss of mucosal CD103+ DCs and IL-17+ and IL-
22+ lymphocytes is associated with mucosal damage in SIV infection. Mucosal immunology. 2012;5(6):646-57. 
33. Kim CJ, Nazli A, Rojas OL, Chege D, Alidina Z, Huibner S, et al. A role for mucosal IL-22 production and Th22 cells 
in HIV-associated mucosal immunopathogenesis. Mucosal immunology. 2012;5(6):670-80. 
34. Li LJ, Gong C, Zhao MH, Feng BS. Role of interleukin-22 in inflammatory bowel disease. World J Gastroenterol. 
2014;20(48):18177-88. 
35. Shen X, Du J, Guan W, Zhao Y. The balance of intestinal Foxp3+ regulatory T cells and Th17 cells and its biological 
significance. Expert review of clinical immunology. 2014;10(3):353-62. 
36. Kok A, Hocqueloux L, Hocini H, Carriere M, Lefrou L, Guguin A, et al. Early initiation of combined antiretroviral 
therapy preserves immune function in the gut of HIV-infected patients. Mucosal immunology. 2015;8(1):127-40. 
37. Sandler NG, Douek DC. Microbial translocation in HIV infection: causes, consequences and treatment opportunities. 
Nat Rev Microbiol. 2012;10(9):655-66. 
38. Brenchley JM. Mucosal immunity in human and simian immunodeficiency lentivirus infections. Mucosal immunology. 
2013;6(4):657-65. 
39. Brenchley JM, Price DA, Schacker TW, Asher TE, Silvestri G, Rao S, et al. Microbial translocation is a cause of 
systemic immune activation in chronic HIV infection. NatMed. 2006;12(12):1365-71. 
40. Jiang W, Lederman MM, Hunt P, Sieg SF, Haley K, Rodriguez B, et al. Plasma levels of bacterial DNA correlate with 
immune activation and the magnitude of immune restoration in persons with antiretroviral-treated HIV infection. The 
Journal of infectious diseases. 2009;199(8):1177-85. 
41. Merlini E, Bai F, Bellistri GM, Tincati C, d'Arminio Monforte A, Marchetti G. Evidence for polymicrobic flora 
translocating in peripheral blood of HIV-infected patients with poor immune response to antiretroviral therapy. PloS one. 
2011;6(4):e18580. 
42. Troseid M, Nowak P, Nystrom J, Lindkvist A, Abdurahman S, Sonnerborg A. Elevated plasma levels of 
lipopolysaccharide and high mobility group box-1 protein are associated with high viral load in HIV-1 infection: reduction 
by 2-year antiretroviral therapy. AIDS (London, England). 2010;24(11):1733-7. 
43. Hunt PW. Th17, gut, and HIV: therapeutic implications. Curr Opin HIV AIDS. 2010;5(2):189-93. 
44. Clemente JC, Ursell LK, Parfrey LW, Knight R. The impact of the gut microbiota on human health: an integrative 
view. Cell. 2012;148(6):1258-70. 
45. Gori A, Tincati C, Rizzardini G, Torti C, Quirino T, Haarman M, et al. Early impairment of gut function and gut flora 
supporting a role for alteration of gastrointestinal mucosa in human immunodeficiency virus pathogenesis. J Clin 
Microbiol. 2008;46(2):757-8. 
46. Lozupone CA, Li M, Campbell TB, Flores SC, Linderman D, Gebert MJ, et al. Alterations in the gut microbiota 
associated with HIV-1 infection. Cell host & microbe. 2013;14(3):329-39. 
47. McHardy IH, Li X, Tong M, Ruegger P, Jacobs J, Borneman J, et al. HIV Infection is associated with compositional 
and functional shifts in the rectal mucosal microbiota. Microbiome. 2013;1(1):26. 
48. Nowak P; Barqasho B; Avershina E; Noyan K; Vesterbacka J; Troseid M RK, Sönnerborg A, editor Decreased 
Diversity of Gut Microbiota Is Associated With Immune Status During HIV-1 Infection. CROI2014 (Abstract); 2014; 
Boston: iasusa.org. 
49. Dillon SM, Lee EJ, Kotter CV, Austin GL, Dong Z, Hecht DK, et al. An altered intestinal mucosal microbiome in HIV-
1 infection is associated with mucosal and systemic immune activation and endotoxemia. Mucosal immunology. 
2014;7(4):983-94. 
50. Vazquez-Castellanos JF, Serrano-Villar S, Latorre A, Artacho A, Ferrus ML, Madrid N, et al. Altered metabolism of 
gut microbiota contributes to chronic immune activation in HIV-infected individuals. Mucosal immunology. 2014. 
51. Ellis CL, Ma ZM, Mann SK, Li CS, Wu J, Knight TH, et al. Molecular characterization of stool microbiota in HIV-
infected subjects by panbacterial and order-level 16S ribosomal DNA (rDNA) quantification and correlations with immune 
activation. J Acquir Immune Defic Syndr. 2011;57(5):363-70. 

 
OUSHIVProbiot2 Version no. 3.0 – 15.09.2015 
Page 42 of 42 
52. Mutlu EA, Keshavarzian A, Losurdo J, Swanson G, Siewe B, Forsyth C, et al. A compositional look at the human 
gastrointestinal microbiome and immune activation parameters in HIV infected subjects. PLoS pathogens. 
2014;10(2):e1003829. 
53. Perez-Santiago J, Gianella S, Massanella M, Spina CA, Karris MY, Var SR, et al. Gut Lactobacillales are associated 
with higher CD4 and less microbial translocation during HIV infection. AIDS (London, England). 2013;27(12):1921-31. 
54. Vujkovic-Cvijin I, Dunham RM, Iwai S, Maher MC, Albright RG, Broadhurst MJ, et al. Dysbiosis of the gut microbiota 
is associated with HIV disease progression and tryptophan catabolism. Sci Transl Med. 2013;5(193):193ra91. 
55. Bron PA, van Baarlen P, Kleerebezem M. Emerging molecular insights into the interaction between probiotics and 
the host intestinal mucosa. Nat Rev Micro. 2012;10(1):66-78. 
56. Goldin BR, Gorbach SL. Clinical indications for probiotics: an overview. Clinical infectious diseases : an official 
publication of the Infectious Diseases Society of America. 2008;46 Suppl 2:S96-100; discussion S44-51. 
57. Stiksrud B;  Nowak P  KD, Thalme A,  Birkeland S-E, Dahm A, Dyrhol-Riise AM, Troseid M, editor Birgitte Stiksrud1, 
Piotr Nowak2, Dag Kvale1, Anders Thalme2, Stein-Erik Birkeland3, Anders Dahm1, Anne Ma Dyrhol-Riise1, Marius 
Troseid1. CROI2014 (Abstract); 2014; Boston: iasusa.org. 
58. Gonzalez-Hernandez LA, Jave-Suarez LF, Fafutis-Morris M, Montes-Salcedo KE, Valle-Gutierrez LG, Campos-Loza 
AE, et al. Synbiotic therapy decreases microbial translocation and inflammation and improves immunological status in 
HIV-infected patients: a double-blind randomized controlled pilot trial. Nutr J. 2012;11:90. 
59. Hummelen R, Changalucha J, Butamanya NL, Koyama TE, Cook A, Habbema JD, et al. Effect of 25 weeks 
probiotic supplementation on immune function of HIV patients. Gut microbes. 2011;2(2):80-5. 
60. Schunter M, Chu H, Hayes TL, McConnell D, Crawford SS, Luciw PA, et al. Randomized pilot trial of a synbiotic 
dietary supplement in chronic HIV-1 infection. BMC Complement Altern Med. 2012;12:84. 
61. Boyle RJ, Robins-Browne RM, Tang ML. Probiotic use in clinical practice: what are the risks? Am J Clin Nutr. 
2006;83(6):1256-64; quiz 446-7. 
62. Didari T, Solki S, Mozaffari S, Nikfar S, Abdollahi M. A systematic review of the safety of probiotics. Expert opinion 
on drug safety. 2014;13(2):227-39. 
63. Allen SJ, Martinez EG, Gregorio GV, Dans LF. Probiotics for treating acute infectious diarrhoea. The Cochrane 
database of systematic reviews. 2010(11):Cd003048. 
64. Stiksrud B, Nowak P, Nwosu FC, Kvale D, Thalme A, Sonnerborg A, et al. Reduced Levels of D-dimer and Changes 
in Gut Microbiota Composition after Probiotic Intervention in HIV-infected Individuals on Stable ART. J Acquir Immune 
Defic Syndr. 2015. 
65. Kran AM, Sorensen B, Nyhus J, Sommerfelt MA, Baksaas I, Bruun JN, et al. HLA- and dose-dependent 
immunogenicity of a peptide-based HIV-1 immunotherapy candidate (Vacc-4x). AIDS (London, England). 
2004;18(14):1875-83. 
66. http://evs.nci.nih.gov/ftp1/CTCAE/CTCAE_4.03_2010-06-14_QuickReference_5x7.pdf 
2015 
[cited 
2015 
15.05.2015]. CTCAE v4.0]. 
67. http://epitools.ausvet.com.au/content.php?page=CIProportion&SampleSize=20&Positive=2&Conf=0.95&Digits=3 
2015 [cited 2015]. Clopper-Pearson method].