An Evaluation of the Toxicity and Therapeutic Effects of Epstein-Barr Virus-Immune T-Lymphocytes Derived From a Normal HLA-Compatible or Haplotype-Matched Donor in the Treatment of EBV-Associated Lymphoproliferative Diseases or Malignancies and Patients With Detectable Circulating Levels of EBV DNA Who Are at High Risk for EBV-Associated Lymphoproliferative Diseases
Phase: PHASE1
Conditions: EBV-induced Lymphomas, EBV-associated Malignancies, Transplant Patients With EBV Viremia at High Risk of Developing a Recurrent EBV Lymphoma
Sponsor: Atara Biotherapeutics

 
 
 
 
Page 1 of 31 
 
 
 
1275 YORK AVENUE 
NEW YORK, NEW YORK 10021 
 
 
TITLE: 
An Evaluation of the Toxicity and Therapeutic Effects of Epstein­Barr 
Virus­Immune T­Lymphocytes Derived from a Normal HLA­Compatible 
or Haplotype­Matched Donor in the Treatment of EBV­Associated 
Lymphoproliferative Diseases or Malignancies and Patients with 
Detectable Circulating Levels of EBV DNA who are at High Risk for EBV­
Associated Lymphoproliferative Diseases  
Principal Investigators: 
, M.D., 
 
 
 
 
, M.D. 
Co­Investigators: 
, M.D., 
, M.D., 
 
 M.D., 
 M.D., 
, M.D., , 
, M.D., Ph.D, 
 M.D., 
Ph.D, 
, M.D. ., 
, M.B.B.S. (Hons), 
, M.D.,  
, M.D.,  
, 
M.D., 
, M.D., 
 M.D., 
, 
M.D., 
 M.D., 
 M.D., 
, 
M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
 
 M.D., 
 M.D., Ph.D., 
, M.D., Ph.D., 
, M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
 M.D. 
 
Consenting Professionals: 
, M.D., 
, M.D., 
, M.D., , 
, M.D., 
, M.D., 
 
, M.D., 
, M.B.B.S., 
, 
M.D., 
, M.D., 
 M.D., 
, 
M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
 M.D., Ph.D., 
, M.D., Ph.D., 
, 
M.D., , 
, M.D., Ph.D., 
, M.D., 
 
 M.D., 
, M.D., 
, 
M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
 
, M.D., 
, M.D., 
, M.D., 
 
, M.D.,  
 M.D., 
, M.D., 
 
, M.D., 
, M.D., 
 
M.D. 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD
PPD

 
 
 
 
Page 2 of 31 
 
 
 
 
 
For donor consents and patient assessment consents ONLY: 
 
, 
, , 
 
  OBJECTIVES: 
 
1) 
To evaluate in a Phase I/II dose escalating trial both the toxicities and therapeutic 
potential of adoptive immunotherapy with EBV­specific cytotoxic T­cells derived from HLA 
histocompatible or at least HLA­haplotype matched related donors in the treatment of EBV­
induced lymphomas or other EBV­associated malignancies in severely immunocompromised 
hosts and organ allograft recipients who are at high risk for this complication, and to complete a 
single selected dose level Phase II extension of this study to identify the probability of achieving 
a CR of EBV lymphoma with EBV­specific T­cell therapy in allogenic hematopoietic stem cell 
transplant (HSCT) recipients and immunodeficient patients.  
2) 
To evaluate the in vivo biodistribution, expansion and duration of engraftment of 
successive doses of transferred EBV­reactive lymphocytes within immunocompromised 
histocompatible or HLA­haplotype matched hosts afflicted with EBV­associated 
lymphoproliferative diseases and to correlate these findings with the diseased hosts' T­cell 
populations, general immune status and capacity to generate allospecific anti­donor response. 
3) 
To determine the incidence, kinetics and durability of pathological and/or clinical 
responses of EBV­induced lymphomas to treatment with infusions of EBV­specific T­cells 
derived from histocompatible EBV­seropositive related donors. 
BACKGROUND: 
 
EBV­associated lymphoproliferative disorders (EBV­LPD) constitute a frequent and often lethal 
hematological complication of profound cell mediated immunodeficiencies, such as are observed 
in children afflicted with lethal genetic disorders of immunity such as severe combined immune 
deficiency (SCID) (1,2), Wiskott­Aldrich Syndrome (1,2) and ataxia­telangiectasia (3), 
recipients of marrow and organ allografts (4­6), and patients with AIDS (7­10). 
Among patients with SCID, Wiskott­Aldrich Syndrome, and ataxia telangiectasia, the incidence 
of EBV­induced polyclonal lymphoproliferative disorders and chemotherapy refractory 
monoclonal EBV lymphomas has been estimated at 3%, ranging from 15% for Wiskott­Aldrich 
Syndrome and 11% for ataxia telangiectasia to 1.6% for SCID (11). Treatment with B­cell 
specific monoclonal antibodies has induced durable remissions in a proportion of patients with 
Wiskott­Aldrich Syndrome developing polyclonal EBV­lymphoproliferations (12). However, no 
therapy has altered the progression and lethality of monoclonal EBV lymphomas. Among 
children afflicted with the X­linked lymphoproliferative syndrome, EBV­induced hepatitis 
induces mortality in up to 70%, and an additional 23% develop monoclonal EBV lymphomas of 
the intestine which are also invariably lethal (13). 
Approximately 3% of patients with AIDS will also present with non­Hodgkin's lymphoma 
(NHL) at diagnosis (9). The actuarial risk for this complication among symptomatic patients with 
AIDS receiving AZT therapy has been estimated to be 46% for those surviving 36 months on 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018
PPD
PPD
PPD
PPD

 
 
 
 
Page 3 of 31 
 
 
 
AZT therapy (10). Of the NHL detected in patients with AIDS, 40­66% have been found to 
contain EBV DNA (14­16). Strikingly, virtually all primary lymphomas of the brain occurring in 
AIDS patients contain EBV DNA (17­18). The EBV+ lymphomas in AIDS cases are high grade, 
bearing the histological features of diffuse large cell, small non­cleaved or immunoblastic B­cell 
lymphomas, which express not only EBNA­1 as is seen in Africa Burkitt's lymphoma but also 
EBNA­2, EBNA­3 and the EBV encoded latent membrane protein (LMP­I) (15­16). Although 
both polyclonal and monoclonal EBV+ lymphomas have been recorded in patients with AIDS, 
monoclonal disease is more commonly observed (16,19). That transformation by EBV 
contributes to lymphomagenesis in these patients is suggested, first by the detection of EBV 
DNA in over 40% of nodes from HIV infected patients with persistent generalized adenopathy 
and its close correlation with subsequent lymphoma development (20) and second, by the 
detection of only a single episomal form of EBV in the lymphomas, implying that EBV infection 
precedes transformation (19). 
Current treatment of systemic EBV+ lymphomas developing in AIDS patients with combination 
chemotherapies used to treat NHL, such as CHOP, PROMACE CYTOBOM, and m­BACOD 
when administered with or without acyclovir or other anti­virals, has been ineffective. While 20­
72% of these patients may achieve completion remissions (7, 21­24), these remissions are short 
lived. Furthermore, intensive chemotherapy has been complicated by a high mortality ascribable 
to opportunistic infections. As a consequence, median duration of survival post­diagnosis of 
these lymphomas has ranged between 3­15 months (7,21­24). For AIDS patients with 
lymphomas of the central nervous system, which are consistently EBV+, median survival 
duration is only 2­3 months (25­26). 
EBV­LPD are particularly common among organ allograft recipients. Among renal allograft 
recipients their incidence ranges from 0.3 ­ 1% (4,6,27). However, in more heavily 
immunosuppressed liver and heart allograft recipients, the incidences are 5% and 10­13% 
respectively (28­30). The EBV­LPD developing in these patients are most commonly polyclonal 
(31). Such polyclonal disorders may regress spontaneously if treatment with immunosuppressive 
drugs is curtailed (28). Alternatively, treatment with interferon­, acyclovir or B­cell specific 
monoclonal antibodies may induce durable remissions in a proportion of cases refractory to this 
approach (5,32­33). However, for patients developing monoclonal EBV lymphomas, none of 
these approaches has been effective. 
Recently, EBV­induced lymphomas have emerged as a significant complication of HLA non­
identical related and matched related marrow allografts particularly when administered after 
selective depletion of T­cells (34­36) or application of more intensive, T­cell targeted, 
cytoreductive regimens to ensure engraftment or prevent GvHD (35). These EBV­LPD resemble 
the EBV+ lymphomas in AIDS patients and differ from the benign B­cell hyperplasias and 
polyclonal lymphoproliferative disorders observed in most renal and cardiac allograft recipients 
in that they most often present as high­grade diffuse large cell malignant B­cell lymphomas 
which are oligoclonal or monoclonal (37). Their clinical course is fulminant and usually fatal. 
Like the EBV+ lymphomas which emerge in the context of profound cell mediated immune 
deficits, these lymphomas express not only EBNA­1 but also EBNA­2, EBNA­3 and LMP­1 (8). 
Like the EBV lymphomas in AIDS patients, and unlike the EBV­LPD in organ graft recipients, 
these lymphomas usually do not respond to conventional chemotherapy, interferon or high­dose 
acyclovir (5,34). While these EBV­lymphomas may initially respond to B­cell specific 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 4 of 31 
 
 
 
antibodies in up to 70% of cases, responses are sustained in only 50% of patients. In those who 
relapse or fail to respond to Rituximab, these lymphomas have been consistently lethal. 
A striking feature of the EBV lymphomas emerging in marrow allograft recipients is that they 
are almost invariably of marrow donor rather than host origin (34,35), and that they occur only in 
intervals between completion of pre­transplant immunoablative therapy and the reconstitution of 
functional donor T­cell derived immunity 6­8 months post­transplant. These malignancies thus 
reflect the rapid emergence of EBV transformed B­cell clones from the marrow graft itself. 
Our group has now treated a series of 26 patients who developed EBV­LPD following T­cell 
depleted marrow grafts. Four patients died of antecedent complications too early to be evaluated. 
Of 22 evaluable patients, 20 have achieved complete and durable remissions of disease following 
infusions of small doses of peripheral blood mononuclear cells derived from their EBV 
seropositive marrow donors (34, 58). Each patient presented with a diffuse large cell lymphoma 
of B­cell phenotype. The lymphomas were of donor origin in each of 11 cases evaluated. EBV 
DNA was detected by pcr in all cases tested. Evidence of clonality was demonstrated in 12 of 16 
cases adequate for study either by clonal rearrangement of immunoglobulin genes or by size 
homogeneity of genomic termini of EBV episomal DNA. 
The patients were treated with single infusions of peripheral blood mononuclear cells from their 
normal seropositive marrow donors providing doses of 2.1­10.0 x 105 CD3+ T­cells/kg to 
recipients of unrelated marrow grafts and 8­10 x 105 CD3+ T­cells/kg to recipients of HLA­
matched sibling grafts. The doses administered were calculated to provide a dose of T­cells 10­
fold higher than the threshold dose for acute GvHD in HLA­matched sibling recipients, but still 
10­fold lower than that provided by an unmodified graft. The infusions were well tolerated. 
Complete pathological and/or clinical resolution of the EBV lymphomas were observed in 20/22 
patients. These responses were first documented pathologically 8­16 days post­infusion. Clinical 
remissions were achieved within 14­30 days. Thirteen of the 20 patients have survived in 
sustained remission with no further treatment for 10+ to 20+ months since leukocyte infusion. 
The other 7 patients died of their leukemia or other transplant associated complications.  Two 
patients died 8 and 16 days post­infusion from sepsis and interstitial pneumonia, respectively. At 
autopsy, there was no microscopic evidence of residual lymphoma. Ten of the patients developed 
GvHD (5­grade I, II or III acute GvHD; 5­extensive chronic GvHD) which responded to topical 
or systemic steroids not initiated until at least 4 weeks post­resolution of the lymphomas. Among 
these dramatic responses, one patient is particularly notable in that he presented with axillary and 
cervical adenopathy and rapid onset of a left hemiparesis and changes in the sensorium which 
progressed to a left hemiparalysis and coma. MRI scans revealed multiple lesions in the frontal 
cortex and diencephalon as well as one lesion in the spinal cord. These lesions also responded to 
the infusions and almost completely resolved by 12 months post­infusion. The patient's 
neurologic status rapidly improved and he became alert and communicative, with a residual 
moderate hemiparesis. 
Among patients receiving donor leukocyte infusions for treatment or prophylaxis of EBV­
associated LPD, marked increases in the number of CD3+ T­cells are seen as early as 14­21 days 
post­infusion. T­lymphocyte responses to CD3/TCR activation by the murine anti­CD3 
producing hybridoma cell line OKT3 and to stimulation with PHA also increase within 14 days 
after donor leukocyte infusions as indicated by proliferation. These responses contrast sharply 
with the negligible responses to these stimuli detected in patients not treated with PBMC. PBL 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 5 of 31 
 
 
 
isolated from the blood of patients treated with leukocytes also generate IL­2 normally, again in 
contrast to untreated transplant recipients at this stage post­grafting. These results thus 
demonstrate a striking and often prolonged effect of donor leukocyte infusions on both T­
lymphocyte numbers and T­cell function in recipients of T­cell depleted marrow grafts. 
Recently, we have developed and explored two assay systems to examine the cytotoxic T­
lymphocyte responses to autologous EBV transformed BLCL both in the normal marrow donor 
and the transplanted host: 1) a bulk culture assay to measure cell mediated cytolysis against 51Cr 
labelled EBV transformed lines and primary lymphoma cells; and 2) a limiting dilution assay to 
measure the frequencies of EBV­reactive CTL precursors. 
Our preliminary results suggest that in some recipients of both modified and T­cell depleted 
marrow grafts, reemergence of EBV BLCL reactive T­cell populations may be observed as early 
as 3 months post­transplant while in others, such CTLp frequencies may not develop until late 
after transplant. They further suggest that the infusions of donor leukocytes can not only induce 
marked and strikingly rapid increments in the overall number and function of T­cells in the 
transplanted host but can also induce a rapid expansion of EBV­specific cytolytic T­cells 
increasing their frequency to levels equal to or in excess of those detected in immunologically 
normal seropositive individuals. 
For example, in one patient who had received a T­cell depleted marrow graft and had developed 
an EBV+ lymphoma, EBV­specific cytotoxic cells were not detectable in bulk culture, and 
limiting dilution analyses suggested EBV CTLp frequencies of 1:119, 150. Strikingly, as early as 
two weeks post an infusion of donor leukocytes providing a dose of 106 CD3 T­cells/kg body 
weight, and containing a total dose of 1750 EBV­specific CTL precursors, T­cell concentrations 
in the blood had increased to >1000/mm3 and the frequency of CTLp reactive against the donor's 
own EBV transformed B­cell line had increased to 1/10,970. This patient's EBV+ lymphoma 
resolved and is no longer detectable. Two months following the donor leukocyte infusion, the 
frequency of EBV­reactive CTLp had increased to 1/1583 T­cells. 
The effectiveness of this adoptive immunotherapeutic approach, the rapidity of the responses 
observed and the small doses of putative effector cells required to induce remissions of bulky, 
widely disseminated lymphomatous processes suggest the possibility that adoptive transfer 
strategies which might permit at least transient engraftment of competent EBV­specific effector 
cells might also induce remissions of monoclonal EBV­associated lymphomas developing in 
immunocompromised patients with AIDS, organ allograft recipients and children with severe 
congenital disorders of immunity. 
At least two strategies might induce transient engraftment and effective transfer of EBV­specific 
HLA restricted T­cell immunity: 1) the use of isolated EBV­specific effectors from HLA­
matched seropositive normal sibling donors; or 2) the use of effectors isolated from seropositive 
donors who are at least haplotype matched with the patient. The absence of recorded instances of 
acute GvHD among transfused AIDS patients and organ allograft recipients who have not been 
pretreated with immunoablative agents such as total body irradiation or cyclophosphamide (39), 
strongly suggests that they are capable of rejecting unirradiated allogeneic T­lymphocytes even 
late in the disease course. Nevertheless, available data indicate that lymphocytes infused into 
even immunologically normal individuals may persist in the circulation for 1­7 days (40) and 
that transplants of marrow from HLA­matched siblings infused without pre­transplant 
cytoreduction can survive and be detected in the circulation for at least 14 days (41). 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 6 of 31 
 
 
 
Furthermore, infusions of HLA­matched leukocytes to patients with AIDS have been found to 
induce at least transient increments in T­lymphocyte populations and T­cell function and to 
transfer cell mediated immune responses to tetanus antigen and keyhole limpet hemocyanin (42­
44). Given the rapidity of the pathological responses observed in BMT patients treated for EBV 
lymphomas with small numbers of EBV CTL, we hypothesize that transiently engrafted 
populations of HLA­matched EBV­specific T­cells might also induce a clinically beneficial 
result of organ allograft recipients and patients with AIDS. This approach is not without risk, 
however, since a proportion of the severely immunocompromised EBV lymphoma beating hosts 
might be durably engrafted and could develop significant GvHD if infused with significant 
numbers of alloreactive T­cells.. 
One approach which can circumvent the risk of GvHD incurred by transferring alloreactive T­
cells, incorporates the use of in vitro generated HLA­restricted virus­specific T­cell lines or 
clones selected on the basis of their inability to react against uninfected target cells of host or 
donor origin. In phase I trials, donor­derived CMV­specific T­cell clones have induced 
significant levels of cytotoxic T­cells in HLA­matched marrow graft recipients without inducing 
GvHD (45). Using a similar approach, Rooney et al (46) subsequently reported successful 
treatment of an EBV lymphoma developing in a recipient of an HLA non­identical marrow graft 
with infusions of donor­derived EBV­specific T­cells generated in vivo by culturing and 
expanding the donor's lymphocytes with irradiated autologous EBV­transformed B­cell lines for 
4­6 weeks. Alloreactive T­cells are selected against and depleted over this period of culture. 
Likely for this reason, GvHD was not observed. In a subsequent study, such T­cell lines derived 
from normal unrelated marrow donors have been administered prophylactically to an additional 
49 transplanted for leukemia. In this group, no EBV lymphomas have developed. Only 1 patient 
experienced a mild exacerbation of pre­existing GvHD following the infusion (57), presumably 
as a consequence of cytokines. 
In this protocol, we initially proposed a phase I/II trial designed to explore the toxicity and 
potential therapeutic effects of in vitro expanded EBV­specific T­cells when used for the 
treatment of monoclonal and otherwise refractory EBV lymphomas emerging in two classes of 
immunocompromised hosts: 1) marrow graft recipients and genetically immunodeficient hosts 
susceptible to engraftment by these cells and 2) AIDS patients and organ allograft recipients 
whose immune system is still adequate to prevent durable engraftment and expansion of 
allogeneic HLA­matched or haploidentical T­cell populations. On 8­22­06, this protocol was 
amended to expand the application of EBV­specific T­cells to provide preemptive treatment of 
those immunocompromised hosts in patient classes 1 and 2 who have high levels of EBV DNA 
in circulating mononuclear cells and are, therefore, at high risk of developing an EBV 
lymphoma.   
 
Progress Report for The Phase I/II Trial (Reported to IRB­ 7­24­08)  
 
As written, Protocol 95­024 called for Phase I trials of EBV­specific T­cells in two 
stratified patient groups. 
 
Patients in Group I included marrow graft recipients and patients with severe congenital 
or anti­neoplastic drug­ induced immunodeficiency who would be likely to be durably engrafted 
and would therefore be at risk for GVHD. These patients were each to receive a series of three 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 7 of 31 
 
 
 
doses of 1 x 106 EBV­specific T­cells/ kg recipient’s weight, derived from either the marrow 
transplant donor or, for the immune deficient patients, an HLA haplotype­matched donor. 
Originally, a dose escalation was planned but doses of only 1 x 106/kg EBV/kg recipient’s 
weight could be consistently generated in a timely fashion for the transplant donors.  
 
The Group I stratum of the trial accrued a total of 19 patients. One patient beyond the 18 
specified was treated as an IRB approval deviation. Of the 19 patients, 18 received EBV­specific 
T­cells from their HLA­non­identical (N­11) or HLA matched (N­7) related or unrelated HSCT 
donor. One patient received T­cells from an HLA­haplotype matched relative to treat an EBV 
lymphoma complicating a cord blood transplant. Of the 19 HSCT recipients treated, 11 achieved 
complete remissions of their EBV lymphoma. None of these patients recurred with EBV 
lymphoma. Of the 11 patients who achieved CR, 7 currently survive. The other 4 patients died 
late after successful treatment of their EBV lymphomas, including two who died of 
complications of GVHD that antedated development of EBV­LPD, (B.D., I.C.) one who died of 
late graft failure (C.W.) and one who died of AML­relapse (E.M.). 
 
 
One patient who achieved stable disease died of neurological complication of prior CNS 
metastases of EBV lymphoma (C.L.). 
 
 
Of the remaining seven patients, one died of multi organ failure that antedated infusion of 
T­cells it was too early to evaluate for EBV lymphoma response (Z.G.). Six patients (L.B., M.V., 
C.S., C.V.,D.A., and M.T.) died of progressive EBV lymphoma. All but one of these patients 
died within 28 days of initiation of EBV­specific T­cell therapy.  
 
In each of these patients, the infusions of T­cells were well tolerated without severe 
toxicities. There were no instances of new onset of graft vs. host disease. Two patients with 
severe GVHD at the time of T­cell infusion ultimately died of their GVHD late after achieving a 
complete response of their EBV lymphoma. There were also no late complications that could be 
ascribed to the infusion of EBV­specific T­cells. This arm was closed to further accrual because 
of completion of accrual of the number of patients specified in the trial for the Phase I evaluation 
of EBV­specific T­cells in Group I patients (n=18).  
 
The second arm of the Phase I/II trial, which is still open, is designed to assess the 
toxicity and anti­tumor activity of HLA­haplotype matched EBV­specific T­cells in patients who 
develop EBV lymphoma as a complication of the chronic immune suppression required to 
sustain an organ allograft or complicating AIDS. These patients, unlike the marrow transplant 
recipients, were not expected to and did not experience sustained engraftment of the EBV­
specific T­cells.  
 
 
To date, six organ allograft recipients and one patient with AIDS with host type EBV 
lymphomas were treated with either ex vivo expanded autologous (N=2) or haplotype matched, 
related (N=5) EBV specific T­cells.  
 
As specified in the protocol, each of these patients received two courses of 3 weekly 
doses of EBV­specific T­cells separated by a 3 week rest period. The initial doses were 1 x 106 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 8 of 31 
 
 
 
EBV­specific T­cells/kg 1 week x 3 weeks. In recipients of T­cells from related donors, transient 
increments in circulating EBV­specific T­cells were detected after each dose of T­cells 
administered, but fell to low or undetectable levels by 21 days after the third weekly dose in each 
course administered.  
 
The courses of these patients have been previously detailed in reports to the IRB and 
FDA (7­24­08). Of the 5 patients treated with EBV­specific T­cells from related HLA­haplotype 
matched or compatible donors, 2 organ allograft recipients achieved sustained PRs of their EBV 
lymphomas and are now 2 and 5 years post treatment; 2 other allograft recipients achieved S.D., 
of whom one has a residual EBV+ Leiomyosarcoma that has not increased in size for more than 
2 years. One patient with AIDS died of progressive disease. Two patients with a history of EBV 
lymphoma received ex vivo expanded autologous EBV­specific­T­cells as treatment for EBV 
reactivation. The EBV levels reverted to undetectable in both cases and EBV lymphoma has not 
recurred over 1 and 10 years of follow­up respectively.  
 
ELIGIBILITY: 
Any immunocompromised patient afflicted with a pathologically documented EBV antigen 
positive lymphoproliferative disease, lymphoma or other EBV­associated malignancy who has 
an HLA compatible, or at least 2 HLA allele matched EBV­seropositive immunocompetent 
normal donor willing to donate lymphocytes will be considered eligible for this treatment trial. 
Patients developing an EBV­LPD following an allogenic HSCT from a related or unrelated 
donor will be eligible to receive adoptive therapy using EBV­specific T­cells generated from 
blood lymphocytes donated by the HSCT donor. If the donor is EBV seronegative or not 
available (e.g. a cord blood transplant), EBV specific T­cells generated from a normal 
seropositive related or unrelated donor matched for at least 2 HLA alleles may be used.  
In addition, severely immunocompromised patients, as described below, who develop levels of 
EBV DNA in peripheral blood mononuclear cells exceeding 500 copies/ul DNA, and are 
therefore at high risk for developing an EBV LPD will also be eligible to receive EBV­specific 
T­cells generated in vitro from the blood of a suitably HLA­matched or at least partially matched 
EBV seropositive immunocompetent donor, or, for recipients of unrelated marrow grafts, from 
the unrelated marrow donor. 
It is expected that five types of patients afflicted with EBV­associated lymphomas or 
lymphoproliferative diseases will be referred and will consent to participate in this trial. These 
are: 
1) 
Patients developing or at risk for EBV lymphomas or lymphoproliferative disorders 
following an allogeneic marrow transplant. In these cases, the marrow donor, if EBV­
seropositive, will be used as the donor of EBV­specific T­cells for adoptive immunotherapy, 
because the EBV­LPD are almost invariably derived from that marrow donor. However, if the 
HSCT donor is EBV seronegative or not available (e.g. a cord blood transplant), the patient will 
be a candidate to receive EBV­ specific T­cells generated from a third party seropositive donor 
that have been generated and stored in the MSKCC bank of cryopreserved immune T­cells for 
adoptive cell therapy. For these patients, the third party donor derived T cells to be used will be 
selected primarily on the basis of matching for 2 HLA alleles shared by the transplant donor and 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 9 of 31 
 
 
 
recipient. However, priority is given to T cells partially matched with, and restricted by, HLA 
alleles of the transplant donor, since EBV + lymphomas in HSCT recipients are usually (but not 
always) derived from the transplant donors’ cells.  
2) 
Patients developing or at risk for EBV lymphomas or lymphoproliferative disorders 
following an allogeneic organ transplant. In these cases, the lymphoma may be derived from 
either donor or recipient. If the origin of the lymphoma is known, EBV­specific T­cells will be 
expanded from an EBV­seropositive normal donor who is at least matched for 2 HLA alleles 
with the EBV lymphoma. If the origin of the lymphoma is unknown, T­cells partially matched 
with the transplant recipient will be used, since these lymphomas are usually of host origin. 
Using this approach to donor selection, it is expected that the EBV­specific, HLA restricted 
cytotoxic T­cells expanded from such donors would be able to recognize and kill lymphoma cells 
presenting EBV antigens in the context of an appropriate HLA restricting element. 
3) 
Patients with AIDS developing EBV lymphomas or lymphoproliferative diseases as a 
consequence of the profound acquired immunodeficiency induced by HIV. For such patients, 
normal, EBV­seropositive related donors who are preferentially HLA compatible or if a 
compatible related donor is not available, at least HLA matched for 2 alleles will be used as the 
source of expanded, EBV­specific T­cells. 
4) 
Patients who develop EBV lymphomas or lymphoproliferative diseases as a consequence 
of profound immunodeficiencies associated with a congenital immune deficit or acquired as a 
sequela of anti­neoplastic or immunosuppressive therapy. For these patients, normal, EBV­
seropositive HLA compatible related or, if a compatible donor is not available, a seropositive 
normal donor matched for at least 2 HLA alleles will be used, as described for AIDS patients. 
5) 
Patients who develop other EBV­associated malignancies without pre­existing immune 
deficiency, including: EBV+ Hodgkin’s and Non­Hodgkin’s disease, EBV+ nasopharyngeal 
carcinoma, EBV+ hemophagocytic lymphohistiocytosis, or EBV+ leiomyosarcoma. Normal, 
EBV specific T­cells from third party seropositive donors who are HLA compatible in at least 2 
HLA alleles shared by the patient will be used. Selection of T cells known to be restricted by an 
HLA allele shared by the patient will be given priority. 
 
EXCLUSIONS: 
The following patients will be excluded from this study: 
a) 
Moribund patients who, by virtue of heart, kidney, liver, lung, or neurologic dysfunction 
not related to lymphoma, are unlikely to survive the 6­8 weeks required for in vitro generation 
and expansion of the EBV­specific T­cells to be used for therapy and the subsequent 3 weeks 
required to achieve an initial assessment of the effects of infusions of EBV­specific T­cells. 
b) 
Pregnancy does not constitute a contraindication to infusions of EBV­specific T cells. 
TREATMENT PLAN: 
I. 
Pre­Treatment Evaluation of Patients with, or at high risk for EBV Lymphomas Eligible 
for Adoptive Immunotherapy with EBV­Specific T­Cells 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 10 of 31 
 
 
 
Immunocompromised patients presenting with detectable levels of circulating EBV DNA, who 
are therefore at high risk of developing an EBV­induced lymphoma and those with 
pathologically confirmed EBV lymphoma will be stratified according to patient group as defined 
in the eligibility criteria. All patients will receive a detailed clinical evaluation.  EBV DNA will 
be quantitated in peripheral blood mononuclear cells, using a quantitative pcr­amplified assay, 
previously described (59, 60), incorporating appropriate controls to define EBV DNA copy 
number/ul of blood.  In addition, radiographic analyses, if clinically indicated, including PET/CT 
and/or MRI scans to define extent of disease will be obtained and any lesions quantitated as to 
size by three­dimensional measurements. A biopsy of affected or suspicious tissue will be 
obtained. For immunocompromised patients with significant levels of circulating EBV DNA, 
who are at high risk of an EBV lymphoma, no suspicious lesions may be detected or appropriate 
for biopsy.  However, patients who have clinically overt EBV LPD will usually have lymph 
nodes assessable for such biopsies. Alternatively, needle biopsies of parenchymal lesions may be 
obtained. The purpose of these biopsies is to obtain viable lymphoma cells. These cells will be 
analyzed to determine the genetic origin of the EBV­LPD in transplant recipients (donor or host) 
by ascertainment of HLA type or definition of donor or host unique autosomal or sex chromatin 
polymorphisms by pcr­amplified RFLP analyses. They will also be evaluated for the clonality of 
the lymphoma as defined by evaluation of immunoglobulin VDJ rearrangements and the 
structure of EBV episomal DNA genomic termini.  In addition to these studies, pathologically 
confirmed lymphomas will be characterized by histopathologic and immunohistochemical 
analysis for immunophenotype and expression of EBV­associated antigens such as EBNA­1, 
EBNA­2 and/or LMP­1. If sufficient cells are available, they will also be evaluated for the 
presence of EBV­associated RNAs, EBER­1 and EBER­2. Whenever possible, an aliquot of 
cells will be cryopreserved.   
The patients will also have blood samples drawn to evaluate: 
1) 
General immune function. These studies will include quantitation of T­ and B­cells and 
their subsets by immunophenotypic analysis and quantitation of the capacity of T­cells to 
respond to mitogens, antigens, and allogeneic cells. 
2) 
EBV­specific immunity. Peripheral blood mononuclear cells isolated from the patients 
will be evaluated for their capacity to proliferate and to generate cytotoxic T­cells specifically 
reactive against autologous EBV­transformed B­cells. In addition, limiting dilution analyses will 
be performed to ascertain the frequency of CTL precursors in the peripheral blood T­cell 
population which exhibit specific reactivity against EBV as well as the frequency of T­cells 
exhibiting a capacity to react against a third party allogeneic stimulus. 
Some patients may undergo diagnostic and/or other testing of EBV involved tumor tissue to 
determine if their EBV disease is likely to respond to treatment with EBV specific T cells. These 
patients will sign a separate pre­treatment consent.  If it is determined that a patient will qualify 
for and might benefit from infusions of EBV CTLs, he/she will go on to sign the standard 
treatment consent for MSKCC IRB # 95­024 and receive the pre­infusion tests detailed above. 
II. 
Selection and Evaluation of Prospective Donors from Whose Blood EBV­Specific T­
Cell Effectors Will Be Generated 
Adequate health for donation as determined by institutional (related donor) or NMDP (unrelated 
donor) guidelines. Normal donors will be evaluated for evidence of prior sensitization to EBV by 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 11 of 31 
 
 
 
EBV serology. They will also be typed for HLA­A,B, C and DR. For marrow transplant 
recipients, the marrow transplant donor will constitute the donor of choice, since the lymphomas 
almost invariably are of donor origin. However, if the HSCT donor is EBV seronegative or not 
available (e.g. a cord blood transplant), EBV­specific T­cells generated from a seropositive 
donor matched for at least 2 HLA alleles shared by the transplant donor and/or recipient may be 
used.  However, priority is given to T cells partially matched with, and restricted by, HLA alleles 
of the transplant donor, since EBV + lymphomas in HSCT recipients are usually (but not always) 
derived from the transplant donors’ cells. For recipients of organ allografts, selection of a donor 
partially matched either to the patient or the organ graft will be based on a determination of the 
HLA typing of the patient's lymphoma whenever possible. If the origin of the lymphoma is not 
determined, T cells from a donor bearing HLA alleles shared by the patient will be employed. 
For patients with severe primary or acquired immune deficiency disorders who, unlike organ 
allograft recipients, might be at risk for durable engraftment of the EBV­specific T­cells, normal, 
related EBV seropositive donors who are HLA compatible with the recipient will be 
preferentially used or, if such a donor is not available, a seropositive related or unrelated donor 
bearing ≥ 2 HLA alleles shared by the patient will be considered for blood donation.  
 
Clinical studies are obtained within 1 week of blood donation and include CBC with 
differential and platelet count. Results of tests must be within a range that would not preclude 
donating blood or undergoing leukapheresis. Donors must have Hgb value > 10 gm/dl and must 
be capable of undergoing a single 3­6 unit leukapheresis (preferable) or a single unit of blood for 
T cells (for pediatric donors, no more than 5 ml/kg at any one blood draw). Serologic testing for 
transmissible diseases will be performed as per each department’s guidelines or at the discretion 
of the treating attending.  
Prospective donors will be informed of the purposes of this study, and its requirements. The 
donors will be requested to provide two blood samplings:  
i) 
An initial donation of 25 ml of heparinized blood­this blood is used to establish a 
B cell line transformed with the B95.8 laboratory strain of EBV, which is required 
for subsequent in vitro sensitization of the donor’s T­cells against EBV. Because 
the establishment and testing of an EBV transformed autologous B cell line 
suitable for T­cell stimulation requires 4­5 weeks of in vitro culture, it is 
important that this sample be obtained as early as possible for patients at risk for 
an EBV lymphoma or other EBV­ associated malignancy. Because patients 
receiving hematopoietic progenitor cell transplants from unrelated or HLA 
disparate donors are particularly at risk for EBV lymphomas in the first 2­3 
months post transplant, this sample should be obtained from the donor prior to 
donation of the hematopoietic progenitor cell transplant whenever possible.  
ii) 
A donation of either a single standard 2 blood volume leukapheresis collected in 
standard ACD anticoagulant. If it is impossible to collect a leukapheresis from 
some of the donors, a unit of whole blood will be acceptable. However, the 
AICTF (Adoptive Immune Cell Therapy Facility manufacturing the clinical grade 
cell products under GMP conditions at MSKCC) may only be able to generate a 
limited number of T cells from a unit of blood. This blood is required for isolation 
of the T­cells to be sensitized with the donor’s EBV B cell line and propagated in 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 12 of 31 
 
 
 
vitro. In addition, it is required to provide autologous feeder cells essential to 
sustain T­ cell growth without the risk of stimulating the growth of alloreactive T­
cells capable of inducing GVHD. 
This donation of a leukapheresis or a unit of blood will be obtained from 
unrelated HSCT donors at least 2 weeks after their primary stem cell donation, but 
as soon thereafter as possible.  
In addition to providing written consent to these donations of blood for the 
purpose of generating EBV­ specific T­cells for potential use in the treatment of 
an EBV lymphoma developing in the patient for whom the donor has provided an 
HSCT, each donor will be informed of and may provide separate consent to one, 
both or neither of the following potential applications of the blood cells donated: 
1)  The use of a fraction of the cells isolated to generate: a) immune T­
cells specific for another virus, called cytomegalovirus, that can cause 
lethal infections in transplant recipients and b) immune T­cells specific 
for a protein, called WT­1, that is differentially expressed by 
malignant blood cells. Such T­cells could be used, under separate 
protocols to treat CMV infection (IRB 12­086) and/ or to treat or 
prevent leukemia recurrence in the patient receiving a donor’s 
hematopoietic progenitor cell transplant. (IRB 07­055)  
Consenting to this application will limit the number of blood donations 
that would be required of any donor, since the white cells contained in 
one leukapheresis are sufficient to grow enough T­ cells to treat each 
of the three conditions in a transplant patient.  
2)  The donation of any immune T­cells generated from the donor that are 
not used for or required by the patient for whom they were originally 
intended to a bank of immune cells that will be stored and maintained 
cryopreserved under GMP conditions in the Adoptive Immune Cell 
Therapy Facility at MSKCC, to be used for the treatment of other 
patients with EBV or CMV associated malignancies/infections that 
express HLA alleles shared by the donor’s EBV or CMV­specific T­
cells. 
III. 
Generation of EBV­Specific T­Cells From the Blood of Selected Donors 
For the generation of EBV­specific T­cells, a series of at least two blood samplings will be 
required. Initially, 25 ml of heparinized blood will be drawn and used to prepare an EBV 
transformed B­cell line. To prepare these lines, Ficoll­Hypaque separated mononuclear cells are 
washed and exposed to filtered bacterial, fungal and mycoplasma­free supernatants of the EBV 
secreting B95­8 marmoset cell line. The B95­8 cell line used is negative for retroviruses and 
other animal viruses. After exposure, the cell lines are propagated in RPM1­1640 with glutamine 
and 10% pooled, screened fetal calf serum. After establishment of an EBV transformed cell line 
from these cultures, the cell lines can then be used as a stimulus for the generation of T­cells 
from the same donor. Prior to use as stimulators, the EBV transformed cells are irradiated to 
9,000 rad to eradicate the capacity of these lines to grow within the co­cultures used to propagate 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 13 of 31 
 
 
 
EBV­specific T­cells. A calibrated, certified blood irradiator will be used for irradiation of these 
targets. 
EBV­specific T­cell lines will be generated from cultures of purified peripheral blood T­
lymphocytes with the EBV transformed B­cells. Effector T cells can be generated from 50 cc of 
blood from an EBV­seropositive donor. However, in order to have adequate numbers of 
irradiated autologous mononuclear cells as feeder cells during the propagation of the EBV­
specific T cells, a standard 2.0 blood volume leukapheresis will be obtained from the donor 
whenever possible. Peripheral blood mononuclear cells will be separated from the leukapheresed 
cells by density gradient centrifugation on Ficoll­Hypaque. An aliquot of these cells will be 
depleted of monocytes by incubation on plastic surfaces to remove adherent cells (or by 
immunoadsorption with CD14 microbeads if frozen/thawed sample is used to prevent clumping 
and loss of the cells during the depletion procedure). T­cells will then be enriched and purified 
by removal of NK cells and B­cells with magnetic beads coupled with CD56 and CD19 clinical 
grade microbeads. Purified peripheral blood T­lymphocytes (1x106 cells/ml) will then be 
stimulated with 5x104 irradiated (9,000r) autologous EBV transformed B­cells. The T­cell: 
EBV+ BLCL ratio is therefore 20:1, a condition which favors development of EBV­reactive T­
cells. These cells are propagated without added cytokine for days, and therefore, expanded by 
growth in medium supplemented with clinical grade recombinant IL­2 (concentration 10 
units/ml) and IL­15 (concentration 10ng/ml). Feedings with medium, IL­2 and IL­15 are 
administered at 3 day intervals.  
The activity of the anti­EBV specific T­cells will be assayed at  ~28­42 days of culture as soon 
as the number of cells sufficient for the treatment dose is obtained. Included in these assays will 
be analyses of the cytolytic activity of the T­cells against the autologous BLCL and against 
autologous donor and allogeneic host derived PHA blasts (if available). After in vitro 
propagation for 4­6 weeks, populations of T cells exhibiting cytolytic activity against autologous 
EBV B cell lines and appropriate specificity will be selected for use as effectors for adoptive 
immunotherapy. The criteria for selection of effector cell populations appropriate for adoptive 
immunotherapy will include: 
1) 
The EBV­specific T cell populations must be culture negative for bacteria, fungi, 
mycoplasma and must be tested and shown to contain ≤ 5 EU/ml cell dose of endotoxin. 
2) 
The EBV­specific T cell populations must exhibit high levels of specific lysis of EBV­
transformed autologous B cell lines (>25% specific lysis at effector target ratios of 25:1), but not 
against autologous PHA blasts (<10%) in standard 51Cr release assays.  
3) 
The EBV­specific T cells must not exhibit significant cytotoxicity against the patient's 
PHA blasts (if available) or against HLA­mismatched EBV transformed B cell lines in standard 
51Cr release assays. 
IV.  
Cryopreservation and Storage 
Prior to use, these EBV­ specific T­cells may be cryopreserved at a concentration of up to 30 x 
106 cells/ml in 10% DMSO, 16% human serum albumin and normal saline for intravenous 
infusion in cryovials labeled with the name of the recipient, MSKCC MRN of the recipient, 
component AICT#, component name, date the component was started, date the component was 
frozen and the number of cells frozen per container.   Cryovials will be stored in the vapor phase 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 14 of 31 
 
 
 
of a monitored liquid nitrogen freezer designated for this purpose in the AICT cell manufacture 
facility at MSKCC.  
V. 
 A Central Bank of Cryopreserved EBV­ Specific T­cells for Adoptive Cell Therapy 
EBV­specific T­cells can be stored cryopreserved for at least 10 years. However, the period of 
risk for developing an EBV lymphoma following an HSCT extends to no more than 12 months 
post transplant by which time EBV­ specific immune reactivity has recovered. If, however, the 
patient requires long term immunosuppressive therapy, this risk persists.  
Accordingly, if the patient for whom the EBV­ specific T­cells were generated is more than 12 
months post transplant has reconstituted EBV specific immunity and is not receiving 
immunosuppressive agents, the donor’s EBV­ specific T­cells may with the consent of the T­cell 
donor be enrolled in a bank of EBV­ immune T­cell designated for use in other patients who 
develop EBV­associated malignancies. 
The MSKCC Bank of Cryopreserved Immune T­cells for Adoptive cell Therapy will be 
maintained in monitored liquid nitrogen freezers designated for this purpose in the AICT Cell 
Manufacture Facility at MSKCC. Each T­cell line accrued to this Bank will be logged in a 
computerized registry recording the donor providing the T­cells, the donor’s eligibility, the 
donors written consent, the donor’s unique AICT number and the Q/A testing specifications 
described above under Generation of EBV­ specific T­cells. Each sample will be labelled as 
described above under Cryopreservation and Storage. 
VI. 
Treatment with EBV­Specific T­Cells 
Each patient consenting to participate in this Phase I/II trial will be treated with in vitro expanded 
EBV­specific T­cells. Patients will be initially stratified into two groups. Group 1 will consist of 
marrow graft recipients and patients with severe congenital or antineoplastic drug induced 
immunodeficiency who are likely to be durably engrafted and are therefore at risk for GvHD. 
Group 2 will consist of organ allograft recipients, AIDS patients, and patients who develop other 
EBV­associated malignancies. These patients will almost invariably reject the infused T­cells 
and are therefore at very low risk of GvHD.  
Patients in Group I will each receive a course of three weekly infusions of EBV­specific T­cells. 
Infusions will be administered on days 0, 7, and 14 (+/­ 3days), and may be held in the case of 
severe toxicity related to infusion. Each weekly dose will provide 1 x106 T­cells/Kg recipient 
weight from the donor’s EBV­specific T­cell line. After the third dose, patients will be observed 
for at least 3 weeks. If after 3 weeks, only 0­2 toxicity has been observed and GVHD has not 
developed or exacerbated, and no significant progression of the EBV lymphoma has been 
detected, these patients may be treated with a second course of 3 weekly infusions of EBV­
specific T­cells at the same dose level. If, on the other hand, the patient has already achieved a 
PR or CR of the EBV lymphoma, the second course of three weekly infusions may be electively 
deleted.  If after another 3 weeks, only 0­2 toxicity has been observed and GVHD has not 
developed or exacerbated, and no significant progression of the EBV lymphoma has been 
detected, these patients may be treated with additional courses of weekly infusions of EBV­
specific T­cells at the same dose level. 
 
The first cadre of 3­ 6 patients in Group II will initially receive intravenous infusions of 106 
EBV­specific T­cells/kg on days 0, 7, and 14 (+/­ 3 days). Doses may be held in the case of 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 15 of 31 
 
 
 
severe toxicity related to infusion. They will then be observed for three weeks and evaluated for 
toxicity and regression of EBV lymphoma.  If at any time in the course of these infusions grade 
3­4 toxicity has been observed, no further doses of cells will be administered. If however, no 
serious toxicity has been observed during this 3 week observation period, patients in Group II 
who are likely to be engrafted only transiently with these cells, may be treated with a second 
course of three weekly infusions of EBV­specific T­cells at the same dose of 106 EBV­specific 
T­cells/kg/dose. If grade 0­2 toxicity has been observed and no significant progression has been 
observed, these patients may be treated with additional courses of weekly infusions of EBV­
specific T­cells at a dose of 106 T­cells/kg/dose, followed by a three week period of observation. 
At the end of this three week period, overall response will be evaluated. 
 
The second group of three patients in Group II will receive the same schedule of intravenous 
infusions of EBV­specific T­cells, but the starting dose will be increased to 2x106 EBV­specific 
T­cells/kg on days 0, 7 and 14 (+/­3days), with secondary courses administered at the same 
2x106/kg, based on the same criteria of response, toxicity and GvHD as used for the first six 
patients. Interim and overall responses will be assessed by the identical criteria.  
The third group of three patients in Group II will again receive the same schedule of 
intravenous infusions of EBV­specific T­cells, but the starting dose will be increased to 5 x 106 
EBV­specific T­cells/kg, with secondary courses administered at the same 5x106 EBV­specific 
T­cells/kg, based on the same criteria of response, toxicity and GvHD as used for the first six 
patients. Again, interim and overall responses will be assessed by the identical criteria as used 
for the first group of patients.  
Initial published studies using virus­specific T­cells, generated in vitro, for adoptive 
immunotherapy or prophylaxis against CMV or EBV suggest that the toxicity associated with the 
T­cell infusions will be minimal (45). Because of the in vitro selection for T­cells reactive 
against EBV, the frequency of alloreactive T­cells capable of inducing GvHD or, in organ 
allograft recipients, an organ rejection episode should also be extremely low. Nevertheless, the 
risks of fostering GvHD in marrow allograft recipients must be considered substantive, since 
these patients will already have been engrafted with donor marrow and lymphoid progenitors. On 
the other hand, AIDS patients and organ graft recipients, even in the extremes of virus or drug 
induced immunosuppression, retain the capacity to reject foreign hematopoietic cells and do not 
develop GvHD even when repeatedly transfused with unirradiated blood (39). Thus, these 
patients who constitute group II would be expected to be at low risk for GvHD even if 
substantial numbers of alloreactive T­cells were to be transfused in the EBV­specific T­cell 
inoculum. 
Please note that, for all groups, a +/­ 20% variability of total cell dose is allowed. In addition, if 
the planned dose of EBV peptide sensitized T­cells is not achieved, but the cells generated 
exhibit required levels of EBV specific cytotoxic activity and meet all other release criteria, or if 
not enough time has elapsed to evaluate dose limiting toxicity in the current dose level, the T­cell 
product may be administered, on a compassionate basis, at one of the lower doses specified in 
the protocol.  
 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 16 of 31 
 
 
 
VII. 
Use of Other Medications and Treatments During the Trial of EBV­Specific T­Cell 
Infusions 
1) 
Graft Versus Host Disease Prophylaxis and Treatment 
Following the infusions of donor­derived EBV­specific T­cells, no additional drug prophylaxis 
will be given to prevent GvHD. In patients who do develop GvHD, standard clinical and 
pathological criteria will be used to establish the diagnosis. GvHD will be graded as to severity 
according to the IBMTR consensus criteria (47). Patients with significant (grade II or greater) 
GvHD will be considered for treatment with high­dose methylprednisolone. Refractory grade II 
or progressive grade III or IV GvHD will be treated according to separate protocols. 
2) 
Concurrent Medications 
a) 
Any non­cytotoxic, non­chemotherapeutic medications needed in the management of the 
patient or the prevention and treatment of bacterial, fungal or parasitic infection are allowed. 
b) 
Marrow transplant recipients receiving, steroids, or antimetabolite drugs as 
immunosuppressive agents for prophylaxis against GvHD should, whenever possible, have these 
agents discontinued at least two weeks prior to initiation of treatment with EBV­specific T­cells. 
Patients requiring these agents as treatment for acute or chronic GvHD or as essential 
prophylaxis against organ graft rejection may continue maintenance therapy with cyclosporine, 
since this agent does not affect the viability or antigen­specific cytotoxic function of pre­
sensitized, expanded T­cells. Treatment with systemic steroids, anti­thymocyte globulin, and/or 
Imuran should be discontinued wherever possible prior to initiation of T­cell infusions. It is 
recognized, however, that clinical circumstances may mandate maintenance of treatment with 
steroids (e.g., GVH treatment in patients who, by virtue of kidney or liver toxicity, cannot 
tolerate cyclosporine, or patients to be treated for EBV lymphomas of the brain who may require 
steroids to reduce neurologic symptoms induced by edema surrounding the tumor). In such 
cases, doses will be maintained at as low a level as considered clinically safe and appropriate 
prior to initiation of infusions of EBV specific T cells. 
c) 
Organ transplant recipients receiving immunosuppressive agents to prevent organ 
allograft rejection may continue maintenance therapy with cyclosporine. If possible, treatment 
with systemic steroids, anti­thymocyte globulin and/or Imuran should be discontinued prior to 
initiation of T­cell infusions. Since polyclonal EBV­lymphoproliferative diseases may regress 
following cessation of immunosuppression, cessation of agents other than cyclosporine should 
ideally be completed two weeks prior to initiation of infusions of EBV­specific T­cells to permit 
assessment of the effect of altered immunosuppression on the progress of the EBV lymphomas to 
be treated. As for marrow graft recipients, clinical circumstances may preclude cessation of 
steroids anti­thymocyte globulin or imuran. In such cases, doses of these agents will be reduced 
as safe and appropriate during the T cell infusions and for 3 weeks after each course. 
d) 
AIDS patients developing EBV lymphomas while being treated with AZT and other 
antiviral agents may continue to receive these agents at the same dose. 
e) 
All patients developing EBV lymphomas while receiving antiviral agents such as 
acyclovir or ganciclovir for prophylaxis or treatment of herpes simplex, zoster or CMV 
infections may be maintained on these agents at the same dose during treatment with EBV­
specific T­cells. 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 17 of 31 
 
 
 
f) 
Blood support All blood products for transfusion, except the infusions of EBV­specific 
T­cells will be irradiated to 3000r­4000r to inactivate lymphocytes capable of initiating lethal 
GvHD. Blood products are irradiated in the Blood Bank, using a cesium gamma emitter. 
VIII.  Post­Infusion Evaluation 
The evaluations below are approximate and will be performed as clinically necessary: 
Patients will be evaluated by interval medical history and physical examination daily during the 
T­cell infusions. Vital signs will also be monitored prior to and at 1, 2, 4, and 24 hours following 
initiation of each infusion of EBV­specific T­cells. Thereafter, patients will be clinically 
evaluated at least weekly during the three week periods of observation following each course of 
infusions and, subsequently, at monthly intervals until 6 months post initial infusion. Patients 
achieving complete remission will be evaluated at six month intervals for one year thereafter, or 
more frequently as clinically indicated to assess duration of response. Patients achieving partial 
remissions or stable disease three weeks following the second course of T­cell infusions will be 
closely followed until first evidence of further progression, at which time alternative therapies 
may be initiated. Patients exhibiting disease progression within three weeks after the second 
course of T­cell infusions may also be considered for alternative treatments. 
Patients will also be assessed for the effects of the adoptively transferred EBV­specific T­cells or 
circulating levels of EBV DNA.  For these studies, heparinized blood (10cc) will be drawn on 
days 1, 7, 14, 21, and 28 post­T­cell infusion and, monthly thereafter for four months. Isolated 
PBMC will be assayed for EBV DNA copy number, using a standard quantitative pcr amplified 
assay, (59). 
In addition to physical examinations and assessments of circulating EBV DNA, radiological 
studies, if indicated, including either PET/CT and/or MRI scans, will be obtained at three weeks 
following each course of three weekly infusions of EBV­specific T­cells, and again at six weeks 
following the second course of infusions. The size of each lesion will be determined by 
measuring diameter (length and width) and combine with views. For patients who achieve 
complete remission, these radiological evaluations will be obtained, if necessary, at six month 
intervals for one year following the initial infusion, and thereafter as clinically indicated. Patients 
achieving partial remission or stable disease will be followed at four month intervals following 
the initial infusion to assess duration of response. Radiological studies will only be performed if 
necessary. Patients who progress despite two courses of T­cell infusions will be assessed until 
three weeks following the second infusion, and thereafter as clinically indicated until alternative 
therapy is initiated. 
If indicated, lymph nodes or parenchymal sites of lymphoma will be biopsied 2­3 weeks after the 
first and/or second dose of EBV­specific T­cells to assess the effects of the infusions on the 
tissues involved. Biopsied tissues will be examined for histopathologic evidence of lymphoma. 
Immunohistochemical analyses will be performed to characterize cells infiltrating the biopsied 
tissues. The presence of cells bearing the EBV antigens EBNA­1, EBNA­2, and LMP­1 will also 
be assessed. When available, single cell suspensions will be derived from portions of involved 
tissue and characterized as to immunophenotype, expression of EBV antigens, origin (donor or 
host) and clonality. Origin will be determined by analysis of separated B­ and T lymphocytes for 
donor or host unique X, Y and/or autosomal polymorphisms by FISH and/or PCR amplified 
RFLP analyses. Cells will also be analyzed for residual populations of EBV lymphoma cells 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 18 of 31 
 
 
 
bearing the distinctive VDJ rearrangement of the Ig gene and the distinctive homogenous 
genomic terminus of EBV episomal DNA characteristic of the original tumor. Blood samples not 
to exceed 10 ml/sample and marrow samples not to exceed 10 ml/sample will also be drawn at 
approximately 6 month intervals for 1 year and thereafter as part of clinically indicated 
evaluation to assess the presence of minimal residual disease, using pcr amplified techniques for 
detection of EBV DNA and, when possible, lymphoma­associated VDJ rearrangements. 
In order to assess the effects of infusions of EBV­specific T­cells on the level of circulating 
virus­specific cytotoxic T­cells in the circulation, limiting dilution analyses quantitating EBV­
specific CTLp will be performed using 10­20 cc blood samples drawn from the patient 
immediately before and  l, and 7 days following the first and third infusion of cells in each 
course, at days 14 and 21 following the last infusion of each course and at 1, and 4 months 
following completion of additional course of cells. By correlating these results with the CTLp 
frequency, estimates of the capacity to replicate in an allogeneic host and the half life of infused 
cells can be made. Flow Cytometry 7 panel will be obtained on the same days as EBV­specific 
CTLp testing. 
The effects of infusing activated EBV­specific T­cells on the general immune function of the 
host will be assessed by quantitations of CD4+ and CD8+, CD3+ T­cells, NK cells and B­cells 
and evaluations of T­cell proliferative responses to mitogens and non­EBV microbial antigens 
prior to and one week following each three week course of cell infusions and 1, 2 and 4 months 
following completion of the additional course of cells. Blood samples for these tests will not 
exceed 25 ml/sample. Whenever feasible, patients who have not received a marrow graft will 
also be tested at three times for evidence of T­cells derived from the EBV­specific T­cell 
infusion donor.  
Weekly tests/exams will be performed, whenever possible, within +/­3 days. Monthly 
tests/exams will be performed, whenever possible, within +/­ 7 days.  Patients will go on to 
receive monthly tests/exams once it is established that they will not be infused with additional 
EBV CTLs. 
VII. 
Criteria for Diagnosing and Grading Endpoints of Interest 
1) 
Acute toxicities induced by infusions of EBV­specific T­cells will be graded according to 
the NCI criteria used to grade organ toxicities induced by chemotherapeutic agents (48). 
2) 
Allograft rejection episodes developing in organ transplant recipients will be diagnosed, 
assessed, and managed by the patient's transplant physician, utilizing standard criteria established 
for the identification and grading of rejection episodes in transplanted kidney, liver, heart or lung 
allografts (49­51). 
3) 
Acute Graft vs. Host Disease will be diagnosed and graded utilizing the IBMTR 
consensus criteria (47) and the histopathological criteria of Slavin and Woodruff (52). Chronic 
graft vs. host disease will be diagnosed and graded using the staging criteria developed by 
Sullivan et al (53). 
4) 
The responses of the EBV lymphomas will be identified as complete remission, partial 
remission, stable disease, or no response with disease progression based on the following 
criteria: 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 19 of 31 
 
 
 
  Complete remission: Complete resolution of all clinical and radiologic evidence of 
lymphoma, confirmed by biopsy of affected tissues when indicated, lasting for at least three 
weeks following completion of a course of cell infusions. 
  Partial remission: A 50% or greater reduction in the size of all lymphomatous lesions as 
determined by CT or MRI based measurements of tumor volume, which is maintained for at least 
three weeks following completion of a course of cell infusions. 
  Stable disease: Less than 50% reduction of lymphomatous lesions without progression at any 
site maintained for at least 3 weeks following completion of a course of cell infusions. 
  No response with disease progression: Progressive enlargement of one or more 
lymphomatous lesions by three weeks following a course of T­cell infusions. 
5) 
For recipients of HSCTs, and other severely immunocompromised patients who have 
high and increasing levels of EBV DNA in the blood, without clinical or radiological evidence of 
tumors, who are treated preemptively with EBV­Specific T cells, a therapeutic response will be 
defined as: 
  Viral ­ Complete Response: Clearance of EBV without subsequent development of EBV 
LPD  
  Viral – Partial Response: At least a ten­fold decrease in EBV DNA levels 
  Viral ­ Stable Response: Persistence of circulating EBV DNA without development of EBV 
LPD 
  Viral ­ No Response with Progression: Persistence of EBV DNA with subsequent 
development of EBV LPD 
BIOSTATISTICS 
This study is being conducted on two patient groups: (1) Marrow graft recipients and patients 
with severe congenital or anti­neoplastic drug induced immunodeficiency who are likely to be 
durably engrafted and are therefore at risk for GvHD; and (2) Organ graft recipients and AIDS 
patients who will almost invariably reject the infused T­cells and are therefore at very low risk of 
GvHD. For the patients in Group 2, this is a continuing Phase I study to determine the 
Maximally Tolerated Dose (MTD) of EBV­specific T­cells in the treatment of EBV induced 
lymphomas. 
In order to find the MTD for Group 2, a dose escalation scheme is being employed with patients 
entering in cohorts of three, at each starting dose level (see Section IV of the Treatment Plan). 
Dose escalation is based on the Dose Limiting Toxicity (DLT), which is defined as a grade 3­4 
toxicity at either the initial or second course of EBV­specific T­cell infusion. The dose escalation 
scheme for this study is a follows: 
  If none of three patients experience DLT at a given dose level, then proceed to the next 
starting dose level. 
  If one of three patients experience DLT at a given dose level, three additional patients will be 
treated at that dose level. If none of these three experience DLT, the dose is further escalated. 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 20 of 31 
 
 
 
  If two or more of the six patients experience DLT at a given dose level, the MTD is defined 
as the previous dose level. 
In the event that only three patients are treated at the MTD, an additional three patients will be 
treated at that level. If among these six patients, two or more experience DLT, the MTD will be 
lowered and the same criterion will be applied to the previous dose level. 
The probability of escalating to the next higher dose level, based on the true risk of a DLT at the 
current level, is given in the table below. As the table shows, escalation to the next dose level is 
probable if the risk of DLT is low, and the likelihood of escalation decreases as the risk of DLT 
increases. 
True Risk of Toxicity 
.10 
.20 
.30 
.40 
.50 
.60 
Probability of Escalation 
.87 
.66 
.42 
.23 
.11 
.04 
A minimum of 3 patients and a maximum of 18 patients will be treated in each of the two study 
groups. It is expected that each study will accrue 9 patients per year and will last approximately 
1­2 years. 
For patients in Group I, the phase II aspect of the trial will accrue a minimum of 20 patients and 
a maximum of 47 patients. We observed a complete remission rate using a Simon two­stage 
design.  We will enroll 20 patients in the first stage.  If 8 or more achieves CR then we will 
enroll 27 more for a total of 47 patients. If there are at least 20 patients achieving CR then we 
will recommend this regimen for further evaluation.  This design has 90 % power to distinguish 
between CR rates of 35 % and 55 % with a Type I error of 10 %. 
RISKS: 
1) 
Acute Toxicities: The EBV­specific T­cells to be used for adoptive immunotherapy are 
activated T­cells potentially capable of generating significant quantities of cytokine such as IL­2, 
IFN­γ and TNF. These cytokines may acutely induce fever and could potentially cause 
hypotension and other manifestations of shock, including toxicity to the lung. However, 
experience with infusions of CMV­specific T­cells (45), in vitro expanded tumor infiltrating T­
cells (54) and existing limited studies of adoptively transferred EBV­reactive T­cells, either as 
purified fractions or in donor leukocytes (34,46) suggest that these infusions will be well 
tolerated, with a low risk of systemic toxicity. However, in critically ill patients, toxicities could 
be more frequent and severe. 
2) 
Organ Allograft Rejection Crises: Patients receiving EBV­specific T­cell infusions for 
treatment of monoclonal EBV­lymphomas complicating the immunosuppression used to sustain 
an organ allograft may be at risk of an acute rejection episode following infusion of the T­cells. 
Such episodes could be precipitated if significant numbers of alloreactive T­cells are present in 
the T­cell inoculum. It is also possible that the EBV­specific T­cells, upon interaction with their 
targets, will generate cytokines capable of stimulating alloreactive host T­cells that have been 
suppressed by drugs used to prevent rejection. If a rejection crisis is precipitated, it will be 
treated with prednisone and/or anti­thymocyte globulin as recommended by the patient's 
transplant physician. 
3) 
Graft Versus Host Disease: Acute Graft Versus Host Disease (GvHD) represents an 
immune assault induced by engrafted alloreactive donor T­lymphocytes, against host 
alloantigens predominantly expressed on hematopoietic cells and their tissue­based progeny. It is 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 21 of 31 
 
 
 
manifested by skin rash, hepatitis, enteritis and suppression of host hematopoietic and lymphoid 
tissues resulting in blood count depressions or aplasia and prolonged immunodeficiency. 
The development of GvHD necessitates engraftment and proliferation of donor alloreactive T­
cells. Patients who have received organ allografts and even the most severely immunodeficient 
AIDS patients are able to reject allogeneic lymphoid cells. Despite a large documented 
experience of transfusions of unirradiated cells, no instance of GvHD has been recorded in AIDS 
patients or recipients of kidney, lung, heart, or liver grafts (39). Thus, these patients are likely not 
at risk for this complication 
Marrow transplant recipients and children with severe combined immunodeficiency, on the other 
hand, are at risk of acute and chronic forms of GvHD if infused with unirradiated HLA­matched 
or HLA­mismatched T­cells capable of responding to host alloantigens. Acute GvHD affects 
60% of recipients of HLA­matched marrow grafts. Up to 85% of adults transplanted with HLA­
matched marrow from unrelated donors or partially matched related donors will develop 
moderate to severe (grade II­IV) acute GvHD despite drug prophylaxis (55). This complication is 
a principal contributor to mortality in 40­50% of cases. Furthermore, 50% of the survivors of 
acute GvHD will develop manifestations of chronic GvHD (56). 
The in vitro propagation of T­cells reactive against autologous EBV­transformed cells selects for 
the expansion of EBV­specific T­cells and the elimination of other T­cells, including 
alloantigen­responsive T­cells (46). As a result, infusions of virus­specific T­cells generated over 
4­6 weeks in vitro have thus far not been complicated by GvHD in marrow transplant patients. 
Nevertheless, there is a risk that small numbers of alloreactive T­cells could be transferred with 
the infusions of EBV­specific T­cells. To counter this risk, only HLA compatible or HLA 
haplotype matched donors will be used as donors of EBV­specific T­cells and only EBV­specific 
T­cells tested to be free of cells reactive against allogeneic cells will be administered to patients 
who could be durably engrafted following a T­cell infusion. 
4) 
Transmission of Infection: There is a potential that transfusions of white cells or T­
lymphocytes may also serve as vectors of serious infection. All precautions to maintain sterility 
will be taken.   
5) 
Transfusion Reactions: It is possible that during the course of repeated infusions of EBV­
specific T­cells derived from a normal donor, the host will develop an immune response against 
the donor cells, which could lead to an immediate allergic response, manifested by generalized 
urticaria of the skin, angioneurotic edema, or more serious manifestations such as bronchospasm 
or hypotension. Such reactions will be treated symptomatically. 
6) 
Treatment Failure: Treatment with EBV­specific T­cells may not alter the progression of 
EBV lymphoma or may induce only transient regressions of disease. Furthermore, because of 
host immune responses to donor cells, secondary or subsequent treatment by this adoptive 
immunotherapeutic approach may be precluded. 
RESEARCH PARTICIPANT REGISTRATION 
 
Confirm eligibility as defined in the section entitled Criteria for Patient/Subject Eligibility. 
 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 22 of 31 
 
 
 
Obtain informed consent, by following procedures defined in section entitled Informed Consent 
Procedures. 
 
During the registration process registering individuals will be required to complete a protocol 
specific Eligibility Checklist. 
 
All participants must be registered through the Protocol Participant Registration (PPR) Office at 
Memorial Sloan­Kettering Cancer Center. PPR is available Monday through Friday from 8:30am 
– 5:30pm at 
. Registrations must be submitted via the PPR Electronic Registration 
System 
.  The completed signature page of the written consent/RA or verbal 
script/RA, a completed Eligibility Checklist and other relevant documents must be uploaded via 
the PPR Electronic Registration System. 
 
RANDOMIZATION 
N/A 
DATA MANAGEMENT ISSUES 
This  is  a  single  institution  trial  and  all  patients  will  be  treated  at  Memorial  Sloan­Kettering 
Cancer Center. 
A research Study Assistant (RSA) will be assigned to this study. The responsibilities of the RSA 
include  project  compliance,  data  collection,  abstraction  and  entry,  data  reporting,  regulatory 
monitoring, problem resolution and  prioritization, and coordinate  the activities of  the protocol 
study  team.  The  data  manager  will  also  monitor  laboratory  compliance  throughout  the  study. 
Laboratory data will be tabulated and summarized based on MSKCC normal ranges. 
The data collected for this study will be entered into the MSKCC Clinical Research Data Base 
(CRDB). 
 
 
 
QUALITY ASSURANCE 
Registration reports will be generated by the RSA on a regular basis to monitor patient accruals 
and completeness of the registration data. Routine data quality reports will be generated to assess 
missing data and inconsistencies. Accrual rates and extent and accuracy of evaluations and 
follow­up will be monitored periodically throughout the study period and potential problems will 
be brought to the attention of the study team for discussion and action.   
 
Random­sample data quality and protocol compliance audits will be conducted by the study 
team, at a minimum of two times per year, more frequently if indicated. 
 
DATA AND SAFETY MONITORING 
The Data and Safety Monitoring (DSM) Plans at Memorial Sloan­Kettering Cancer Center were 
approved by the National Cancer Institute in September 2001. The plans address the new policies 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018
PPD
PPD

 
 
 
 
Page 23 of 31 
 
 
 
set forth by the NCI in the document entitled “Policy of the National Cancer Institute for Data 
and Safety Monitoring of Clinical Trials” which can be found at: 
http://cancertrials.nci.nih.gov/researchers/dsm/index.html. The DSM Plans at MSKCC were 
established and are monitored by the Office of Clinical Research. The MSKCC Data and Safety 
Monitoring Plans can be found on the MSKCC Intranet 
at:
 
 
There are several different mechanisms by which clinical trials are monitored for data, safety and 
quality. There are institutional processes in place for quality assurance (e.g., protocol monitoring, 
compliance and data verification audits, therapeutic response, and staff education on clinical 
research QA) and departmental procedures for quality control, plus there are two institutional 
committees that are responsible for monitoring the activities of our clinical trials programs. The 
committees: Data and Safety Monitoring Committee (DSMC) for Phase I and II clinical trials, 
and the Data and Safety Monitoring Board (DSMB) for Phase III clinical trials, report to the 
Center’s Research Council and Institutional Review Board. 
 
During the protocol development and review process, each protocol will be assessed for its level 
of risk and degree of monitoring required. Every type of protocol (e.g., NIH sponsored, in­house 
sponsored, industrial sponsored, NCI cooperative group, etc.) Will be addressed and the 
monitoring procedures will be established at the time of protocol activation. 
 
INFORMED CONSENT PROCEDURES: 
Before protocol­specified procedures are carried out, consenting professionals will explain full 
details of the protocol and study procedures as well as the risks involved to participants prior to 
their inclusion in the study. Participants will also be informed that they are free to withdraw from 
the study at any time. All participants must sign an IRB/PB­approved consent form indicating 
their consent to participate. This consent form meets the requirements of the Code of Federal 
Regulations and the Institutional Review Board/Privacy Board of this Center. The consent form 
will include the following:  
 
1.  The nature and objectives, potential risks and benefits of the intended study.  
2.  The length of study and the likely follow­up required. 
3.  Alternatives to the proposed study. (This will include available standard and investigational 
therapies. In addition, patients will be offered an option of supportive care for therapeutic 
studies.) 
4.  The name of the investigator(s) responsible for the protocol. 
5.  The right of the participant to accept or refuse study interventions/interactions and to 
withdraw from participation at any time.  
Before any protocol­specific procedures can be carried out, the consenting professional will fully 
explain the aspects of patient privacy concerning research specific information.  In addition to 
signing the IRB Informed Consent, all patients must agree to the Research Authorization 
component of the informed consent form. 
 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018
PPD

 
 
 
 
Page 24 of 31 
 
 
 
Each participant and consenting professional will sign the consent form. The participant must 
receive a copy of the signed informed consent form. 
PROTECTION OF HUMAN SUBJECTS: 
PRIVACY 
 
MSKCC’s Privacy Office may allow the use and disclosure of protected health information 
pursuant to a completed and signed Research Authorization form.  The use and disclosure of 
protected health information will be limited to the individuals described in the Research 
Authorization form.  A Research Authorization form must be completed by the Principal 
Investigator and approved by the IRB and Privacy Board. 
 
 
SERIOUS ADVERSE EVENT (SAE) REPORTING 
Any SAE must be reported to the IRB/PB as soon as possible but no later than 5 calendar days. 
The IRB/PB requires a Clinical Research Database (CRDB) SAE report be submitted 
electronically to the SAE Office at 
.  The report should contain the following 
information: 
 
Fields populated from CRDB: 
 
Subject’s name (generate the report with only initials if it will be sent outside of 
MSKCC) 
 
Medical record number 
 
Disease/histology (if applicable) 
 
Protocol number and title 
Data needing to be entered: 
  The date the adverse event occurred 
  The adverse event 
  Relationship of the adverse event to the treatment (drug, device, or intervention) 
  If the AE was expected 
 
The severity of the AE 
 
The intervention 
 
Detailed text that includes the following 
o  A explanation of how the AE was handled 
o  A description of the subject’s condition 
o  Indication if the subject remains on the study 
o  If an amendment will need to be made to the protocol and/or consent form. 
The PI’s signature and the date it was signed are required on the completed report. 
For IND/IDE protocols: 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018
PPD

 
 
 
 
Page 25 of 31 
 
 
 
 
The CRDB AE report should be completed as above and the FDA assigned IND/IDE number 
written at the top of the report. If appropriate, the report will be forwarded to the FDA by the 
SAE staff through the IND Office. 
 
DEFINITION OF SAE 
An SAE is an undesirable experience that meets one of the following criteria: 
  Is fatal or life­threatening 
  Is disabling 
  Results in hospitalization or prolongation of hospitalization 
  Results in a congenital anomaly or occurrence of malignancy 
  Important medical event that jeopardizes the participant AND requires medical or surgical 
intervention to prevent one of the outcomes above Note: Hospital admission for a planned 
procedure/disease treatment is not considered an SAE. 
 
Attribution: 
  Unrelated: The AE is clearly NOT related to the intervention 
  Unlikely: The AE is doubtfully related to the intervention 
  Possible: The AE may be related to the intervention 
  Probable: The AE is likely related to the intervention 
  Definite: The AE is clearly related to the intervention 
 
 
Expected and Unexpected Event: 
  Expected: Any experience previously reported (in nature, severity, or incidence) in the current 
Investigator’s Brochure or general investigational plan 
  Unexpected: Any experience not previously reported (in nature, severity, or incidence) in the 
current Investigator’s Brochure or general investigational plan 
 
UNEXPECTED EVENT:  
 
  Grades 1­2: Adverse Event Reporting NOT required. 
  Grades 3: Possible, Probable or Definite attribution to the drug and/or device will be reported*.  
  Grades 4 and 5: Regardless of Attribution will be reported*.  
 
EXPECTED EVENT 
 
  Grades 1 – 3: Adverse Event Reporting NOT required. 
  Grades 4 and 5: Regardless of Attribution will be reported*.  
 
*Reportable  events  are  those  which  occur  within  30  days  of  the  last  dose  of  treatment  on 
protocol. Events beyond 30 days will be reported at the discretion of the PI.  
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 26 of 31 
 
 
 
 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 27 of 31 
 
 
 
REFERENCES: 
1. 
Joncas JH, Russo P, Brochu P, Simard P, Brisebois J, Dube J Marton JH, Leclerc JM, 
Hume H, Rivard GE. Epstein­Barr virus polymorphic B­cell lymphoma associated with leukemia 
and with congenital immunodeficiencies. J Clin Onc 8:378­384, 1990. 
2. 
Saemundsen AK, Purtilo DT, Sakamoto K, Sullivan JL, Synnerholm AC, Hanto D, 
Simmons R, Anvret M, Collins R, Klein G. Documentation of Epstein­Barr virus infection in 
immunodeficient patients with life­threatening lymphoproliferative disease by Epstein­Barr virus 
complementary RNA/DNA and viral DNA/RNA hybridization. Cancer Res 41:4237­4242, 1981. 
3. 
Saemundsen AK, Berkel AI, Henle W, Henle G, Anvret M, Sanal O, Ersoy F, Caglar M, 
Klein. Epstein­Barr virus carrying lymphoma in a patient with ataxia telangiectasia. Br J Haemat 
282:425­427, 1981. 
4. 
Swerdlow SH. Post­transplant lymphoproliferative disorders: A morphologic, phenotypic 
and genotypic spectrum of disease. Histopathol 20:373­385, 1992. 
5. 
Shapiro RS, McClain K, Frizzera G, Gajl­Peczalska KJ, Kersey JH, Blazer BR, Arthur 
DC, Patton DF, Greenberg JS, Burke B, Ramsay NKC, McGlave P, Filipovich AH. Epstein­Barr 
virus associated B­cell lymphoproliferative disorders following bone marrow transplantation. 
Blood 71:1234­1243, 1988. 
6. 
Seiden MV and Sklar J. Molecular genetic analysis of post­transplant 
lymphoproliferative disorders. Hematology/Oncology Clinics of North America 7:447­465, 
1993. 
7. 
Ziegler JL, Beckstead JA, Volberding PA, Abrams DI, Levine AM, Lukes RJ, Gill PS, 
Burkes RL, Meyer PR, Metroka CE, Mouradian J, Moore A, Riggs SA, Butler JJ, Cabanillas F, 
Hersh E, Newell GR, Lauberstein LJ, Knowles D, Odajnyk C, Raphel B, Koziner B, Urmacher C 
and Clarkson BD. Non­Hodgkin's lymphoma in 90 homosexual men. NEJM 311:565­570, 1984. 
8. 
Cohen JL. Epstein­Barr virus lymphoproliferative disease associated with acquired 
immunodeficiency. Medicine 70:137­160, 1991. 
9. 
Serraino D, Salamina G, Franceschi S, Dubois D, La Vecchia C, Brunet JB, Ancelle­Park 
RA.. The epidemiology of AIDS­associated non­Hodgkin’s lymphoma in the World Health 
Organization European Region. Brit J Canc 66:912­916, 1992. 
10. 
Pluda JM, Yarchoan R, Jaffe ES, Feuerstein IM, Solomon D, Steinberg SM, Wyvill KM, 
Raubitschek A, Katz D, Broder S. Development of non­Hodgkin’s lymphoma in a cohort of 
patients with severe human immunodeficiency virus (HIV) infection on long­term antiretroviral 
therapy. Ann Int Med 113:276­282, 1990. 
11. 
Spector BD, Perry III, GS, Kersey JH. Genetically determined immunodeficiency 
diseases (GDID) and malignancy: Report from the Immunodeficiency ­ Cancer Registry. Clin 
Immunol and Immunopathol 11:12­29, 1978. 
12. 
Blanche S, Le Deist F, Veber F, Lenoir G, Fischer AM, Brochier J, Boucheix C, Delaage 
M, Griscelli C, Fischer A. Treatment of severe Epstein­Barr virus­induced polyclonal B­ 
lymphocyte proliferation by anti­B­cell monoclonal antibodies. Ann Int Med 108:199­203, 1988. 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 28 of 31 
 
 
 
13. 
Tatsumi E, Purtilo DT. Epstein­Barr virus (EBV) and X­linked lymphoproliferative 
syndrome (XLP). Aids Res 2(1):S109­113, 1986. 
14. 
Hamilton­Dutoit SJ, Raphel M, Audouin J, Diebold J, Lisse I, Pedersen C, Oksenhendler 
E, Maralle L and Pallesen G. In situ demonstration of Epstein­Barr virus small RNAs (EBER a) 
in acquired immunodeficiency syndrome­related lymphomas: Correlation with tumor 
morphology and primary site. Blood 82:619­624, 1993. 
15. 
Carbone A, Tirelli U, Gloghini A, Volpe R and Boiocchi M. Human immunodeficiency 
virus­associated systemic lymphomas may be subdivided into two main groups according to 
Epstein­Barr viral latent gene expression. J Clin Onc 11:1674­1681, 1993. 
16. 
Shibata D, Weiss LM, Hernandez AM, Nathwani BN, Bernstein L and Levine AM. 
Epstein­Barr virus­associated non­Hodgkin's lymphomas in patients infected with the human 
immunodeficiency virus. Blood 81:2102­2109, 1993. 
17. 
MacMahon EME, Glass JD, Hayward SD, Mann RB, Becker PS, Charache P, McArthur 
JC and Ambinder RF. Epstein­Barr virus in AIDS­related primary central nervous system 
lymphoma. Lancet 338:969­973, 1991. 
18. 
DeAngelis LM, Wong E, Rosenblum M and Furneaux H. Epstein­Barr virus in acquired 
immune deficiency syndrome (AIDS) and non­AIDS primary central nervous system lymphoma. 
Cancer 70:1607­1611, 1992. 
19. 
Neri A, Barriga F, Inghirami G, Knowles DM, Neequaye J, Magrath IT and Dalla­Favera 
R. Epstein­Barr virus infection precedes clonal expansion in Burkitt's and acquired 
immunodeficiency syndrome­associated lymphoma. Blood 77:1092­1095, 1991. 
20. 
Shibata D, Weiss LM, Nathwani BN, Brynes RK and Levine AM. Epstein­Barr virus in 
benign lymph node biopsies from individuals infected with the human immunodeficiency virus is 
associated with concurrent or subsequent development of non­Hodgkin's lymphoma. Blood 
77:1527­1533, 1991. 
21. 
Roithmann S, Toledano M, Tourani JM, Raphel M, Gentilini M, Gastaut JA, Armengaud 
M, Morlat P, Tilly H, Dupont B, Taillan B, Theodore C, Donadio D and Andrieu JM. HIV­
associated non­Hodgkin's lymphomas: Clinical characteristics and outcome. The experience of 
the French Registry of HIV­associated Tumors. Ann Oncol 2:289­295, 1991. 
22. 
Gisselbrecht C, Oksenhendler E, Tirelli U, Lepage E, Gabarre J, Farcet JP, Gastaldi R, 
Coiffer B, Thyss A, Raphael M and Monfardini S. Human immunodeficiency virus­related 
lymphoma treatment with intensive combination chemotherapy. Amer J Med 95:188­196, 1993. 
23. 
Knowles DM, Chamulak GA, Subar M, Burke JS, Dugan M, Wernz J, Slywotzky C, 
Pelicci G, Dalla­Favera R and Raphael B. Lymphoid neoplasia associated with the acquired 
immunodeficiency syndrome (AIDS). Ann Int Med 108:744­753, 1988. 
24. 
Levine AM, Sullivan­Halley J, Pike MC, Rarick MU, Loureiro C, Bernstein­Singer M, 
Willson E, Brynes RK, Parker J, Rasheed S and Gill PS. Human immunodeficiency virus­related 
lymphoma. Prognostic factors predictive of survival. Cancer 68:2466­2472, 1991. 
 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 29 of 31 
 
 
 
25. 
Baumgartner JE, Rachlin JR, Beckstead JH, Meeker TC, Levy RM, Wara WM and 
Rosenblum ML. Primary central nervous system lymphomas: Natural history and response to 
radiation therapy in 55 patients with acquired immunodeficiency syndrome. J Neurosurg 73:206­
211, 1990. 
26. 
Goldstein JD, Dickson DW, Moser FG, Hirschfeld AD, Freeman K, Llena IF, Kaplan B 
and Davis L. Primary central nervous system lymphoma in acquired immune deficiency 
syndrome. A clinical and pathological study with results of treatment with radiation. Cancer 
67:2756­2765, 1991. 
27. 
Hanto DW, Gajl­Peczalaska KJ, Frizzera G, et al. Epstein­Barr­ virus induced polyclonal 
and monoclonal B­cell lymphoproliferative diseases occurring after renal transplantation. Ann 
Surgery 198:356­369, 1983. 
28. 
Starzl TE, Nalesnik MA, Porter KA, et al. Reversibility of lymphomas and 
lymphoproliferative lesions developing under cyclosporine­steroid therapy. Lancet 1:583­587, 
1984. 
29. 
Bieber CP, Heberling RL, Jamieson SW, et al. Lymphoma in cardiac transplant recipients 
associated with cyclosporin A, prednisone and anti­thymocyte globulin. In: Purtillo DT, ed. 
Immune deficiency and cancer: Epstein­Barr virus and lymphoproliferative malignancies. New 
York: Plenum Medical 309­320, 1982. 
30. 
Swinnen LJ, Costanzo­Nordin MR, Fisher SG, et al. Increased incidence of 
lymphoproliferative disorder after immunosuppression with the monoclonal antibody OKT3 in 
cardiac­transplant recipients. N Engl J Med 323:1723­1728, 1990. 
31. 
Patton DF, Wilkowski CW, Hanson CA, et al. Epstein­Barr virus­determined clonality in 
post­transplant lymphoproliferative disease. Transplantation 49:1080­1084, 1990. 
32. 
Straus SE, Cohen JI, Tosato G, Meier J. Epstein­Barr virus infections: biology, 
pathogenesis and management. Ann Intern Med 118:45­58, 1992. 
33. 
Hanto DW, Frizzera G, Gajl­Peczalska KJ, Simmons RL. Epstein­Barr virus, 
immunodeficiency, and B cell lymphoproliferation. Transplantation 39:461­472, 1985. 
34. 
Papadopoulos EB, Ladanyi M, Emanuel D, Mackinnon S, Boulad F, Carabasi MH, 
Castro­Malaspina H, Childs BH, Gillio AP, Small TN, Young JW, Kernan NA, O'Reilly R.J. 
Infusions of donor leukocytes as treatment of Epstein­Barr virus associated lymphoproliferative 
disorders complicating allogeneic marrow transplantation. NEJM 330:1185­1191, 1994. 
35. 
Martin PJ, Shulman HM, Schubach WH, Hansen JA, Fefer A, Miller G, Thomas ED. 
Fatal Epstein­Barr virus­associated proliferation of donor B­cells after treatment of acute graft­
versus­host disease with a murine anti­T­cell antibody. Ann Int Med 101:310­315, 1984. 
36. 
Antin J, Bierer B, Smith B, Ferrara J, Guinan EC, Sieff C, Golan DE, Macklis RM, 
Tarbell NJ, Lynch E, Reichert TA, Blythman H, Bouloux C, Rappeport JM, Burakoff SJ, 
Weinstein HJ. Selective depletion of bone marrow T lymphocytes with anti­CD5 monoclonal 
antibodies: Effective prophylaxis for graft­versus­host disease in patients with hematologic 
malignancies. Blood 78:2139­2149, 1991. 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 30 of 31 
 
 
 
37. 
Cleary ML, Nalesnik MA, Shearer WT, Sklar J. Clonal analysis of transplant­associated 
lymphoproliferations based on the structure of the genomic termini of the Epstein­Barr virus. 
Blood 72:349­52, 1988. 
38. 
Fischer A, Blanche S, LeBidois J, Gamier JL, Niaudet P, Morinet F, LeDeist F, Fischer 
AM, Griscelli C, Hirn M. Anti­B­cell monoclonal antibodies in the treatment of severe B­cell 
lymphoproliferative syndrome following bone marrow and organ transplantation. NEJM 
324:1451­1456, 1991. 
39. 
Greenbaum BH. Transfusion­associated graft­versus­host disease: Historical 
perspectives, incidence, and current use of irradiated blood products. J Clin Oncol 9:1889­1902, 
1991. 
40. 
Schecter GP, Whang­Peng J, McFarland W. Circulation of donor lymphocytes after 
blood transfusion in man. Blood 49:651­656, 1977. 
41. 
Hassett JM, Zaroulis CG, Greenberg ML and Siegal FP. Bone marrow transplantation in 
AIDS (Letter). NEJM 309:665, 1983. 
42. 
Lane HC, Masur H, Longo DL, Klein HG, Rook AH, Quinnan GV, Steis RG, Macher A, 
Whalen G, Edgar LC, Fauci AS. Partial immune reconstitution in a patient with the acquired 
immunodeficiency syndrome. NEJM 311:1099­1103, 1984. 
43. 
Vilmer E, Rhodes­Feuillette A, Rabian C, Benbunan M, Meletis J, Devergies A, Bourhis 
JH, Gluckman JC, Chermann JC and Gluckman E. Clinical and immunological restoration in 
patients with AIDS after marrow transplantation, using lymphocyte transfusions from the 
marrow donor. Transplantation 44:25­29, 1987. 
44. 
Lane HC, Zunich KM, Wilson W, Cefali F, Easter M, Kovacs JA, Masur H, Leitman SF, 
Klein HG, Steis RG, Longo DL and Fauci AS. Syngeneic bone marrow transplantation and 
adoptive transfer of peripheral blood lymphocytes combined with zidovudine in human 
immunodeficiency virus (HIV) infection. Ann Int Meal 113:512­519, 1990. 
45. 
Riddell SR, Watanabe KS, Goodrich JM, Li CR, Agha ME, Greenberg PD. Restoration 
of viral immunity in immunodeficient humans by the adoptive transfer oft cell clones. Science 
257:238­241, 1992. 
46. 
Rooney CM, Smith CA, Ng CYC, Loftin S, Li C, Krance RA Brenner MK, Heslop HE. 
Use of gene­modified virus­specific T lymphocytes to control Epstein­Barr­virus­related 
lymphoproliferation. Lancet 345:9­13, 1995. 
47. 
Rowlings, P. A., D. Przepiorka, et al. (1997). "IBMTR Severity Index for grading acute 
graft­versus­host disease: retrospective comparison with Glucksberg grade." Br J Haematol 
97(4): 855­864 
48. 
Appendix A: Grading of Toxicity. In: Robert E. Wittes (Ed): Manual of Oncologic 
Therapeutics. Philadelphia, PA, 1990. 
49. 
Billingham ME, Cary NRB, Hammond ME, et al. A working formulation for the 
standardization of nomenclature in the diagnosis of heart and lung rejection: Heart rejection 
study group. J Heart Transplant 9:587­593, 1990 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018

 
 
 
 
Page 31 of 31 
 
 
 
50. 
Adams D, Newberger J. Patterns of graft rejection following liver transplantation. J 
Hepatol 10:113, 1990 
51. 
Morris PJ. The clinical and laboratory diagnosis of graft rejection. In: Brent L, Sells RA 
(Eds): Organ transplantation: current clinical and immunological concepts. London: Balliere 
Tindall, 1989. 
52. 
Slavin RE, Woodruff JM. The pathology of bone marrow transplantation. Path Ann 
91:291, 1974. 
53. 
Sullivan KM, Shulman HM, Storb R, Weiden PL, Witherspoon RP, McDonald GB, 
Schubert MM, Atkinson K, Thomas ED. Chronic graft­versus­host disease in 52 patients: 
Adverse natural course and successful treatment with combination immunosuppression. Blood 
57:267, 1981. 
54. 
Rosenberg SA, Packard BS, Aebersold PM, et al. Use of tumor­infiltrating lymphocytes 
and interleukin­2 in the immunotherapy of patients with metastatic melanoma: Special report. N 
Engl J Med 319:1676­1680, 1988. 
55. 
Kernan NA, Bartsch G, Ash RC, et al. Retrospective analysis of 462 unrelated marrow 
transplants facilitated by the National Marrow Donor Program (NMDP) for treatment of acquired 
and congenital disorders of the lymphohematopoietic system and congenital metabolic disorders. 
N Engl J Med 328:592­602, 1993. 
56. 
McGlave P, Bartsch G, Anasetti C, Ash R, Beatty P, Gajewski J, Kernan NA. Unrelated 
donor marrow transplantation therapy for chronic myelogenous leukemia: Initial experience of 
the National Marrow Donor Program. Blood 81(2):543­550, 1993. 
57. 
Heslop HE, et al. Long­term restoration of immunity against Epstein­Barr virus infection 
by adoptive transfer of gene­modified virus­specific T­lymphocytes. Nature Med 2:551­5, 1996. 
58. 
O’Reilly RJ, Small TN, Papadopoulos EB, Lucas EB, Lasered J, Koulova L.  Adoptive 
immunotherapy for EBV lymphoproliferative disorders complicating marrow allografts.  
Springer Seminars in Immunopathology, Springer Verlag.  Edited by G Klein.  20:455­491, 
1998. 
59. 
Lucas KG, Burton RL, SE Zimmerman, et al.  Semiquantitative Epstein­Barr  Virus 
(EBV) polymerase chain reaction for the determination of patients at risk for EBV­induced 
lymphoproliferative disease after stem cell transplantation.  Blood, 91(10):3654­3661, 1998. 
60. 
George D, Barnett L, Boulad F, Childs B, Castro­Malaspina H, Jakubowski A, Kernan 
NA, Papadopoulos E, Small TN, Szabolcs P, Young J, Koulova L, O’Reilly RJ.  
Semiquantitative pcr analysis of genomic DVA post­BMT allows close surveillance of patients 
at risk for development of EBV­lymphoproliferative disorders (EBV­LPD) allowing prompt 
intervention.  Blood, 92(10)Suppl 1:437a, 1998. 
Memorial Sloan Kettering Cancer Center
IRB Number: 95­024 A(23)
Approval date: 14­Mar­2018