INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Dans cette première position finale, le premier crochet de blocage 56 bloque la mobilité du premier poussoir 40, de sorte à bloquer le premier bord 24 de l’élément de support 14 dans sa première position.
De même, comme cela est visible sur la , la rotation de la roue dentée 30 dans le deuxième sens entraine la translation transversale de la deuxième crémaillère de blocage 54 dans le premier sens jusqu’à une deuxième position finale.
Dans cette deuxième position finale, le deuxième crochet de blocage 58 bloque la mobilité du deuxième poussoir 42, de sorte à bloquer le deuxième bord 26 de l’élément de support 14 dans sa première position.
Le ou les dispositif(s) de guidage 34 transforme(nt) de préférence la translation de l’élément d’entrainement 32 en une mobilité de l’élément de support 14 entre sa position centrale et sa première position extrême ou sa deuxième position extrême.
En particulier, chaque dispositif de guidage 34 ne permet pas une mobilité de l’élément de support 14 entre la première position extrême et la deuxième position extrême, sans passer par la position centrale.
Plus particulièrement, dans le mode de réalisation illustré sur les figures, chaque dispositif de guidage 34 transforme de préférence la translation du premier poussoir 40 en une rotation de l’élément de support 14 entre sa position centrale et sa deuxième position extrême et la translation du deuxième poussoir 42 en une rotation de l’élément de support 14 entre sa position centrale et sa première position extrême.
A cet effet, chaque bras 28 de l’élément de support 14 est monté coulissant dans le ou l’un des dispositif(s) de guidage 34 pour guider le déplacement de l’élément de support 14 entre les trois positions.
Plus particulièrement, comme cela est visible sur les figures, le premier bras 28-1 est monté coulissant dans le premier dispositif de guidage 34-1. Le deuxième bras 28-2 est monté coulissant dans le deuxième dispositif de guidage 34-2. Le bras central 28-3 est monté coulissant dans le dispositif de guidage central 34-3.
De préférence, chaque dispositif de guidage 34 comprend une première portion arquée 60 concentrique avec le premier axe de rotation et une deuxième portion arquée concentrique 62 avec le deuxième axe de rotation.
Chaque dispositif de guidage 34 comprend en outre avantageusement une portion de jonction 64 reliant la première portion 60 et la deuxième portion 62.
La première portion 60, la deuxième portion 62 et la portion de jonction 64 sont par exemple des gorges ménagées dans l’élément de support 12. Chaque bras 28 comprend par exemple un pion 66 coulissant dans lesdites gorges.
Chaque bras 28 de l’élément de support 14, par exemple le pion 66 correspondant, se trouve de préférence dans la portion de jonction 64 lorsque l’élément de support 14 est dans la position centrale, comme illustré sur la .
Avantageusement, chaque bras 28 de l’élément de support 14 coulisse dans la première portion 60 du dispositif de guidage 34 correspondant, pour guider le déplacement de l’élément de support 14 entre la première position extrême et la position centrale.
Pour le technicien de laboratoire médical, les opérations manuelles sont répétitives et réalisées en grand nombre, chaque jour. Il en résulte des risques d’erreur, les inversions de flacons et les oublis pouvant survenir.
Le risque d’erreur, d’inversion ou d’oubli est également possible lors des autres phases du pré-analytique, qui débute par le prélèvement sur le patient et se termine par la lecture de la lame par le médecin pathologiste, comme par exemple lors de la cryotomie, de la décalcification, de la déshydratation, de l’enrobage ou l’inclusion, de la microtomie, de l’étalement et la coloration.
Dimenstein ( Root cause analysis of specimen misidentification in surgical pathology accession and grossing, 2006, DOI: 10.1309/B7KJB4QDM7YE35CV ) présente différentes sources d’erreurs humaines, par exemple confusion entre droite et gauche, erreur d’écriture, choix erroné de flacon ou cassette, ces erreurs étant vues comme liées à la psychologie humaine, et donc inévitables.
Santana et al. ( Errors in surgical pathology laboratory, 2018, DOI: 10.5772/intechopen.72919 ), à partir d’une synthèse d’une quarantaine d’articles, concluent au risque inévitable d’erreurs humaines lors des analyses en laboratoire d’anatomo-pathologie, ces erreurs pouvant avoir des conséquences sérieuses, en générant des faux positifs ou des faux négatifs.
Les laboratoires d’anatomopathologie sont exposés à des erreurs d’identification d’échantillons, en raison des nombreuses étapes de modifications des échantillons.
Plusieurs intervenants différents doivent veiller à préserver l’identification de l’échantillon, lors de différentes étapes de transformation de l’échantillon, notamment lors du prélèvement, de la description macroscopique, de la mise en cassette, de l’inclusion dans un bloc de paraffine, du transfert sur lame après découpe au microtome du bloc de paraffine.
Une erreur d’identification peut survenir à n’importe laquelle de ces étapes, et peut avoir des conséquences graves pour le patient, telles qu’un retard au diagnostic d’une maladie (en cas de faux négatif), ou la réalisation d’opérations chirurgicales non nécessaires (en cas de faux positif).
Divers moyens empiriques sont mis en œuvre pour tenter de prévenir les risques d’erreurs d’identité sur les échantillons. Il est par exemple recommandé d’éviter de procéder à l’enregistrement et à la description consécutive d’échantillons semblables. Il est également recommandé de réduire au minimum les distractions pendant les opérations de transcription ou de vérification de l’identité de l’échantillon.
Pour tenter de réduire les risques d’erreurs, les récipients tels que flacons ou pots contenant les échantillons de tissu remis au laboratoire d’anatomopathologie portent deux identifiants différents, à savoir le nom et prénom du patient d’une part, et un numéro d’identification propre au patient d’autre part. Sur chaque récipient peut figurer également la date du prélèvement.
La norme ISO 15189-12 prévoit que tous les échantillons reçus sont inscrits dans un registre d’admission, dans un système informatique, la date et l’heure de réception des échantillons devant être consignées. Lors de cet enregistrement, un numéro d’identification est attribué à chaque échantillon reçu, et ce numéro d’identification est conservé tout au long du processus de traitement de l’échantillon dans le laboratoire d’anatomopathologie.
Pour tenter de réduire les risques d’erreur d’identification, et d’améliorer la traçabilité, sont commercialisés des systèmes d’impression thermique, sur les cassettes, de caractères alphanumériques et de codes barre bidimensionnels. On peut se référer, par exemple, aux documents US2019324048 (Sakura Finetek, 2019), WO2014018114, (Aperio technologies, 2014), WO2007/07842 (Ventana Medical Systems, 2007). De tels systèmes permettent de réduire les risques liés à l’inscription manuelle, mais ne permettent pas de supprimer les erreurs de saisie dans un système informatique, et les erreurs de manipulation.
Un des objectifs de l’invention est de réduire les risques d’erreur lors des travaux d’anatomie et cytologie pathologiques.
Un des objets de l’invention est de proposer un procédé et un dispositif assurant la traçabilité d’un prélèvement en anatomopathologie, du bloc opératoire à la coupe et l’étalement sur lames.
A ces fins, il est proposé, selon un premier aspect, un procédé d’anatomopathologie comprenant une étape d’introduction d’un tissu dans un premier contenant pourvu d’un moyen de fermeture, une étape de fermeture du premier contenant après introduction du tissu, une étape de placement sur le premier contenant d’un identifiant du tissu introduit dans le premier contenant, une étape d’ouverture du premier contenant et d’extraction du tissu hors du premier contenant, une étape de déplacement d’au moins une partie du tissu extrait du premier contenant dans un deuxième contenant, le deuxième contenant portant un identifiant de la partie de tissu, le procédé comprenant une identification et suivi d’objets par analyse d’un flux vidéo, l’ouverture du premier contenant étant détectée lors de cette identification et suivi d’objets, le procédé comprenant une étape de détection et lecture de l’identifiant placé sur le premier contenant et de l’identifiant placé sur le deuxième contenant, un message d’erreur étant généré en cas de discordance entre l’identifiant du premier contenant et l’identifiant du deuxième contenant.
Le procédé permet d’alerter le technicien d’une perte de concordance lors d’une étape de déplacement du tissu biologique depuis un premier contenant tel qu’un flacon ou un pot, vers un deuxième contenant tel qu’une cassette.
Avantageusement, le procédé comprend une étape d’enregistrement de l’instant auquel est détectée l’ouverture du premier contenant. Cet enregistrement améliore la traçabilité du procédé, l’instant de détection de l’ouverture du premier contenant pouvant être comparé avec l’instant auquel le prélèvement a été effectué, par exemple par exérèse ou biopsie. Si une fixation doit être effectuée pour le tissu biologique, il peut ainsi être vérifié que la fixation intervient dans un délai court, évitant la dessiccation ou l’autolyse du tissu.
On obtient alors un fonctionnement avec déploiement inverse de celui des roues de fourche.
Selon un autre mode de réalisation avantageux, les roues d’équilibre sont fixées sur la fourche, à proximité immédiate des roues de fourches et non ajustables en hauteur.
Cet agencement est simple, fiable, et permet une insertion de la fourche en procédant en plusieurs itérations.
Selon encore un mode de réalisation avantageux, les roues d’équilibre ont un contact au sol permanent en position abaissée HA ou relevée HR de garde au sol, et sont montées avec un degré de liberté en rotation directionnelle de façon à faciliter la manœuvrabilité du véhicule, soit en roue libre ou en roue directrice commandée.
De manière avantageuse, le véhicule comporte au moins un vérin. Les vérins sont électriques ou préférablement hydrauliques. Ce mode d’actionnement est simple et fiable et peu encombrant.
De manière avantageuse, les roues de fourche coopèrent avec un vérin monté dans le corps ou dans les bras de la fourche.
Également de manière avantageuse, le véhicule comporte un détecteur (9) de présence et de position relative de palette en regard du véhicule.
Selon un mode de réalisation avantageux, les roues sont agencées par paires.
Tous les détails de réalisation sont donnés dans la description qui suit, complétée par les figures 1 à 15, présentées uniquement à des fins d’exemples non limitatifs, et dans lesquelles :
Fig.1 la est une représentation schématique illustrant un exemple de véhicule de transport de palettes en préparation d’une phase d’insertion de la fourche du véhicule dans une palette à déplacer ;
Fig.2 la est une représentation schématique d’un premier exemple d’un véhicule de transport de palettes vu de côté, avec la fourche en position relevée de garde au sol ;
Fig.3 la montre le véhicule de la avec la garde au sol en position abaissée ;
Fig.4 la montre le véhicule de la avec la garde au sol en position abaissée, avec insertion de la fourche dans une palette ;
Fig.5 la montre le véhicule de la avec la garde au sol en position relevée, prêt pour déplacer une palette ;
Fig.6 la est une représentation schématique d’un deuxième exemple d’un véhicule de transport de palettes vu de côté, avec la fourche en position abaissée de garde au sol ;
Fig.7 la est une représentation schématique d’un troisième exemple d’un véhicule de transport de palettes vu de côté, avec la fourche en position relevée de garde au sol ;
Un dérivé d’acide salicylique est préalablement préparé par hydroarylation du 1-octadécène par l’acide salicylique en présence d’une quantité catalytique d’acide méthanesulfonique (0,3 éq.), pendant 24 heures à 120 °C. A la fin de la réaction, le milieu est dilué dans l’heptane, puis la phase organique est lavée avec de la saumure et de l’eau, de manière à éliminer le catalyseur.
Dans un ballon tricol muni d’un appareil Dean-Stark pour éliminer l’eau, sous atmosphère inerte (argon ou azote), est d’abord introduit le dérivé d’acide salicylique obtenu précédemment (5 g ; 12,8 mmol ; 2 éq). L’acide borique (0,40 g ; 6,4 mmol ; 1 éq) est ensuite ajouté. Le milieu est chauffé à 120 °C pendant 36 heures.
Le milieu est ensuite refroidi à 60 °C, et le produit de la réaction est récupéré avec un rendement de 89 %.
Les spectres RMN 1 H et 11 B (CDCl 3 ) de ce produit sont comparé aux spectres RMN 1 H et 11 B (CDCl 3 ) d’un composé spiroboronate de référence, répondant à la formule (I) dans laquelle R 1 et R 2 représentent chacun un groupement comprenant 18 atomes de carbone et n 1 et n 2 valent 1, synthétisé en milieu solvant, comme détaillé en exemple 4 de la demande PCT/EP2022/077850 non encore publiée (Figures 1 et 2).
Comme on peut le voir sur la , les spectres RMN 1 H du produit synthétisé selon le procédé de l’invention et du produit de référence sont très similaires.
De même, l’analyse des spectres RMN 11 B du produit synthétisé selon le procédé de l’invention et du produit de référence ( ) montrent des résultats similaires, à savoir un pic à 3,80 ppm pour le composé selon l’invention et 3,64 ppm pour le composé spiroboronate de référence.
Ceci démontre que le produit obtenu à l’issue du procédé selon l’invention est un composé spiroboronate.
Exemple 2 Préparation d’un second composé s piroboronate conformément au procédé selon l’invention.
Dans un ballon tricol muni d’un appareil Dean-Stark pour éliminer l’eau et d’un agitateur mécanique, sous atmosphère inerte (argon ou azote), est d’abord introduit le dérivé d’acide salicylique obtenu précédemment (120 g ; 307 mmol ; 2 éq). L’acide borique (9,6 g ; 155 mmol ; 1 éq) est ensuite ajouté. Le milieu est chauffé à 110 °C pendant 3 jours.
De l’azote est bullé dans le milieu afin d’entrainer plus facilement l’eau dans le Dean-Stark. Le milieu est chauffé à 110 °C pendant 2 jours.
Le milieu est ensuite refroidi à 60 °C, et 129 g de produit sont récupérés, correspondant à un rendement de 84 %.
Variantes de séquence de la neurotoxine de Clostridium botulinum de sérotype A (BoNT/A) RÉFÉRENCE CROISÉE AUX DEMANDES APPARENTÉES La présente demande revendique le bénéfice de la demande provisoire U.S. No. 63/480 937, déposée le 20 janvier 2023.
RÉFÉRENCE À UNE LISTE DE SÉQUENCES SOUMISE PAR VOIE ÉLECTRONIQUE
Cette demande est soumise avec une liste de séquences comme fichier xml intitulé « 13371-269-228_SEQ_LISTIG.xml » ayant une taille de 8 297 octets.
1. DOMAINE La présente invention concerne des compositions comprenant un complexe de neurotoxine de Clostridium botulinum de sérotype A (BoNT/A) comprenant une BoNT/A de 150 kDa. Ladite BoNT/A de 150 kDa se présente sous la forme d’une pluralité d’espèces de variants de séquence, dans laquelle la pluralité d’espèces de variants de séquence comprend une espèce de variant de séquence de BoNT/A de 150 kDa avec une chaîne légère à extrémité C-terminale tronquée.
Dans certains modes de réalisation, le niveau d'oxydation en position M1144 de SEQ ID NO. 3 est inférieur à 6 %. Dans certains modes de réalisation, le niveau d'oxydation en position M1144 de SEQ ID NO. 3 est d'environ 2 %.
Dans certains modes de réalisation, le niveau d'oxydation est déterminé par LC-MS/MS.
Dans certains modes de réalisation, la composition comprend moins de 3 % de protéine de cellule hôte.
Dans certains modes de réalisation, la composition a une puissance d’environ 1,5 x 10 7 unités/mg à environ 6,0 x 10 7 unités/mg. Dans certains modes de réalisation, la puissance est déterminée en utilisant un test de dose létale de 50 % (MLD50) de souris. Dans certains modes de réalisation, la puissance est déterminée en utilisant un test de puissance à base de cellules.
Dans certains modes de réalisation, la composition comprend en outre un support pharmaceutiquement acceptable. Dans certains modes de réalisation, le support pharmaceutiquement acceptable comprend de l'albumine sérique humaine et du chlorure de sodium. Dans certains modes de réalisation, la composition est séchée sous vide.
Dans certains modes de réalisation, le complexe de BoNT/A de 900 kDa est produit dans une condition de fermentation comprenant une température de fermentation de choc à froid.
Dans certains modes de réalisation, le complexe de BoNT/A de 900 kDa est produit dans une condition de fermentation de température froide continue.
Dans certains modes de réalisation, le complexe de BoNT/A de 900 kDa est purifié par une ou plusieurs étapes de chromatographie sur colonne. Dans certains modes de réalisation, le complexe de BoNT/A de 900 kDa est purifié pars une ou plusieurs étapes de chromatographie sur colonne qui comprennent une chromatographie d’interaction hydrophobe. Dans certains modes de réalisation, la ou les étapes de chromatographie sur colonne comprennent en outre une chromatographie d’échange d’anions. Dans certains modes de réalisation, la ou les étapes de chromatographie sur colonne comprennent en outre une chromatographie d’échange de cations.
Dans certains modes de réalisation, les complexes de BoNT/A de 900 kDa sont produits par des bactéries de Clostridium botulinum cultivées et expansées dʼune banque de cellules actives exemptes de produit d’origine animale.
Dans certains modes de réalisation, la composition est exempte de produit d’origine animale.
Dans certains modes de réalisation, la composition ne contient pas d’inhibiteur de protéase.
Dans certains modes de réalisation, la composition ne contient pas de chlorhydrate de benzamidine.
Selon un autre aspect, la présente invention concerne un procédé de production d’une composition comprenant de la BoNT/A, ledit procédé comprenant l’incubation d’une culture de bactéries de Clostridium botulinum dans un fermenteur de production à une température qui est inférieure à 35 °C pendant une période de temps.
Dans certains modes de réalisation, la totalité de la période de fermentation est d’environ 72 heures. Dans certains modes de réalisation, la totalité de la période de fermentation est d’environ 160 heures.
Dans certains modes de réalisation, la période de temps est d’environ 5 heures. Dans certains modes de réalisation, la période de temps est la période de fermentation entière.
Dans certains modes de réalisation, la température est d’environ 15 °C. Dans certains modes de réalisation, la température est d’environ 20 °C. Dans certains modes de réalisation, la température est d’environ 25 °C.
La deuxième étape de chromatographie dans le procédé aval a utilisé une résine de chromatographie d’échange de cations POROS ® 20HS remplie dans une colonne avec un diamètre interne de 0,46 cm et une hauteur de colonne de 10,0 cm. Toute la chromatographie sur colonne POROS ® 20HS a été effectuée à température ambiante, et le flux était dans la direction descendante. Le complexe de neurotoxine botulinum de type A se lie à la colonne POROS ® 20HS à pH 4,8. Après les étapes de lavage pour éliminer les impuretés, le complexe de neurotoxine botulique de type A a ensuite été élué de la colonne avec une concentration accrue en NaCl. Les impuretés liées au produit ont été éluées avec la solution de tampon de lavage et de décontamination.
Les caractéristiques de l’étape d’échange de cations étaient : utilisation de la colonne POROS ® 20HS équilibrée avec un tampon acétate de sodium 50 mM, pH 4,8 (au moins environ 5 volumes de colonne). Ensuite le regroupement de produit POROS ® 50HQ (recueilli comme décrit ci-dessus, fraîche ou de stockage à 2-8 °C) a été chargé sur la colonne POROS ® 20HS. La colonne a ensuite été lavée avec un tampon acétate de sodium 50 mM pH 4,8 (au moins environ 5 volumes de colonne) puis lavée à nouveau avec 10 volumes de colonne de deuxième tampon (tampon 50 mM acétate de sodium, 80 mM chlorure de sodium, pH 4,8). Le complexe de neurotoxine botulique de type A a été élué à partir des colonnes POROS ® 20HS avec un tampon acétate de sodium 50 mM, chlorure de sodium 350 mM, pH 4,8 à 290 cm/heure. L’éluat a été recueilli en récipient avec 3 mL d’acétate de sodium à 50 mM, pH 4,8 lorsque l’A280 a augmenté à environ ≥0,02 AU par le maximum de pic jusqu’à ce que l’A280 du bord de fuite du pic d’élution diminue à une valeur de ≤0,02 AU ou jusqu’à la fin de l’étape d’élution, qui avait un total de 5 volumes de colonne à partir de la fin de la deuxième étape de lavage. Le regroupement de produit POROS ® 20HS a été stocké à court terme à environ 2 °C à 8 °C jusqu’à 120 heures. Le regroupement de produit a ensuite été aliquoté en petits échantillons de volume et conservé à plus long terme dans un congélateur à -70 °C avant analyse.
3. Analyse des échantillons
Analyse AEX-HPLC
Des échantillons ont été équilibrés à température ambiante pendant au moins 20 minutes. 100 µL de chaque échantillon ont été transférés vers un flacon HPLC en polypropylène de 0,3 mL pour injection directe. L’analyse AEX-HPLC a été réalisée en utilisant un HPLC Agilent ® avec détecteur UV suivant les conditions de l’instrument fournies dans le tableau 4.
Table au 4. Conditions expérimentales AEX-HPLC
Paramètre Condition Colonne Dionex ProPac WAX-10G, 4 x 50 mm, 10 µm (pièce No. 055150) Température de colonne 25 °C Phase Mobile A (MPA) Tampon Tris-HCl 40 mM pH 8,0 Phase Mobile B (MPB) NaCl 1,00 M NaCl Débit 1,00 mL/min Détection UV 220 nm Volume d’injection d’échantillon Régler le volume d’injection sur la base de la concentration en UV pour injecter 5 µg Température d’échantillonneur automatique 5 °C Temps d’exécution 35 min Gradient Temps (min) %MPA %MPB 0,00 100 0 17,00 40 60 17,20 0 100 22,00 0 100 22,20 100 0 35,00 100 0
Les données de chromatographie ont été traitées avec le logiciel Waters® Empower 3. Tous les pics non présents dans l’analyse du tampon ont été intégrés.
Analyse LC-MS
Des échantillons ont été réduits avec 50 mM TCEP 90 minutes à 37 ± 3 °C. Les échantillons réduits ont été analysés à l’aide d’un Waters Acquity UPLC couplé à un spectromètre de masse Waters Synapt G2. Vingt picomoles de chaque condensé d’échantillon ont été injectées pour analyse LC MS. La spectrométrie de masse des composants complexes en éluant à partir de la colonne de phase inversée a été effectuée en utilisant une ionisation par électronébulisation en mode positif. Les paramètres LC MS utilisés pour l’analyse des échantillons sont fournis dans le tableau 5 ci-dessous.
Les données brutes ont été déconvoluées en utilisant le Waters MassLynx version 4.1 ou ultérieure avec MaxEnt1. Les paramètres sont répertoriés dans le tableau 6 ci-dessous.
Tableau 5. Conditions expérimentales LC-MS
Échantillon Réduit Charge d’échantillon 20 picomoles Instrument Waters Acquity UPLC et Waters Synapt G2 Colonne Agilent Zorbax 300SB-C8, 2,1 mm x 150 mm, 3,5 µm Phase Mobile A (MPA) 0,1 % acide formique, 0,01 % TFA dans l’eau Phase Mobile B (MPB) 0,1 % acide formique, 0,01 % TFA dans 100 % acétonitrile Gradient Temps (min) Débit (ml/min) % MPA % MPB 0 0,3 95 5 5,0 0,3 95 5 6,0 0,1 65 35 30,0 0,1 45 55 40,0 0,1 25 75 42,0 0,3 25 75 42,1 0,3 95 5 45,0 0,3 95 5
Tableau 6. Paramètres MassLynx MaxEnt1 pour l’analyse des échantillons BoNT /A
Paramètre Valeur Masse de sortie Plage HC de 150 kDa 97500:98500 LC de 150 kDa 49500:50500 NTNH 137500:138500 HA48 47500:48500 HA34 33000:34000 HA20 19500:21000 HA17 16500:17500 Résolution 0,1 Da/canal Modèle d’endommagement : Gaussien uniforme largeur de pic à mi-hauteur HC de 150 kDa 0,25 LC de 150 kDa 0,30 NTNH 0,21 HA48 0,33 HA34 0,44 HA20 0,48 HA17 0,61 Rapports d’intensité minimale Gauche 33 % Droite 33 % Options d’achèvement
Remarque : On a théoriquement déterminé la largeur de pic à mi-hauteur en utilisant la fonctionnalité de modélisation isotopique au sein de MassLynx.
Dans certains modes de réalisation, la composition fournie ici a une puissance d’environ 1,5 x 10 7 unités/mg à environ 6,0 x 10 7 unités/mg.
Dans certains modes de réalisation, la composition fournie ici est une composition pharmaceutique en poudre.
Dans certains modes de réalisation, la composition fournie ici est séchée sous vide.