INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
On considère qu’un réseau de périphérie, comme le réseau 16, qui fonctionnait en mode connecté, bascule en mode dégradé à partir de la perte de la connexion avec le réseau cœur 12.
L’utilisateur U3 est un utilisateur historique, possédant un certificat délivré par l’instance central de l’IGC avant le basculement dans le mode dégradé.
L’utilisateur U4 est un nouvel utilisateur qui se connecte au réseau de périphérie 16 alors que ce dernier a déjà basculé en mode dégradé. U4 ne possède aucun certificat émis par l’IGC du système 10.
L’instance locale de l’IGC permet d’assurer la continuité du service en mode déconnecté, c’est-à-dire lorsque le réseau de périphérie qu’il équipe n’est plus connecté au réseau cœur 12.
Fonctionnement en mode connecté
La illustre les étapes d’un procédé 100 de certification d’un nouvel utilisateur par l’instance centrale de l’IGC, comme par exemple l’utilisateur U3, lorsque le réseau de périphérie intermédiaire auquel cet utilisateur est connecté, comme le réseau de périphérie 16, fonctionne en mode connecté.
Stabilité colloïdale par dosage colorimétrique : 1 ml de suspension de magnétosomes a été vortexé pendant 30 s puis un échantillon de 50 µl a été immédiatement prélevé, appelé " l'échantillon t 0 ". La suspension a ensuite été reposée sur la paillasse pendant 2 heures et un autre échantillon de 50 µl a ensuite été prélevé dans la partie supérieure du liquide, appelé " l'échantillon t 2h ". Pour la transformation en ions fer, chaque échantillon a été dissous pendant une nuit dans 950 µl de HCl à 37% v/v à température ambiante. Puis 20 µl ont été prélevés et mélangés avec 50 µl de H 2 O 2 à 20% v/v pendant 15 min pour oxyder Fe 2 + en ions Fe 3+ . Après cela, la solution a été ajoutée avec 880 µl d'eau ultrapure et ensuite mélangée avec 50 µl de 2 m KSCN pour former le complexe entre les ions Fe 3+ et les ions thiocyanate, dont l'absorption à 476 nm a été mesurée dans un spectrophotomètre. La concentration en fer a ensuite été déterminée à l'aide d'une gamme d'étalonnage. Le taux de stabilité de la suspension de magnétosomes a été calculé comme le rapport entre la concentration en fer de l'échantillon t 2h et celle de l'échantillon t 0 .
Mesure de l'osmolalité : 30 µl de suspension de magnétosomes à 50 mg/ml de fer ont été introduits dans un tube de micro-échantillon puis placés sur la plaque de l'osmomètre (osmomètre avancé, modèle 2020) pour déterminer l'osmolalité de chaque échantillon.
Analyse élémentaire CHNS : 5 mg de poudre de magnétosome ont été emballés dans une capsule en aluminium et introduits dans l'analyseur élémentaire CHNS (thermofisher, flash 2000) pour déterminer le taux de carbone et d'azote provenant des matières organiques dans chaque préparation.
Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR) : 2 mg de poudre de magnétosome ont été déposés sur une plaque de cristal de germanium, connectée à un spectromètre FT-IR. La pointe a été abaissée jusqu'au contact avec le cristal et donc l'échantillon de poudre. Les spectres FT-IR ont ensuite été enregistrés dans une plage de balayage de 590 - 4000 cm -1 avec une résolution de 4 cm - 1 .
Mesure du potentiel zêta : Chaque suspension de magnétosomes a été diluée à 50 µg/ml dans du fer avec de l'eau ultrapure. Elle a ensuite été divisée en cinq échantillons de 2 ml pour être préparée à différents pH variant de 2 à 10 à 25°c en utilisant des solutions de HCl et de NaOH. 1,5 ml de chaque échantillon a ensuite été introduit dans une cuvette jetable de 4,5 ml et mesuré dans une analyse de potentiel zêta.
Analyse de l'humidité résiduelle : 10 mg de poudre lyophilisée ont été placés dans un creuset en oxyde d'aluminium et introduits dans l'instrument d'analyse thermogravimétrique (TGA). Ensuite, sous un flux d'azote gazeux, l'échantillon a été chauffé de 30°c à 120°c à 6°c/min et maintenu à 120°c pendant 1 h pour déterminer la perte de poids de la poudre lyophilisée.
Test de stérilité : Dans des conditions aseptiques, 20 mg de chaque poudre de magnétosome ont été incubés dans deux conditions, 10 ml de bouillon tryptique de soja (TSB) à 25°c et 10 ml de milieu thioglycolate fluide (FTM) à 35°c pendant 14 jours. Les milieux de culture sans NP ont été considérés comme des contrôles négatifs. Le dernier jour, 1 ml a été prélevé de chaque échantillon et placé contre l'aimant pendant 10 min pour récupérer uniquement le milieu. La turbidité a ensuite été mesurée avec 900 µl de ce milieu à 600 nm. Et les 100 µl restants ont été incubés sur une plaque de gélose Luria-Bertani solide à 25°c ou 35°c pendant 3 jours pour détecter éventuellement des colonies contaminantes. Les autres tests, c' est-à-dire le test de promotion de la croissance et le test d'adéquation de la méthode, ont également été réalisés en parallèle avec le test de stérilité des magnétosomes afin de vérifier la robustesse de ce test.
Quantification de l'endotoxine par le test LAL ( limulus amebocyte lysate ) : La quantification de l'endotoxine a été effectuée sur différentes poudres de magnétosomes à l'aide d'un kit "pierce chromogenic endotoxin quant" dans des conditions aseptiques. Tous les matériaux entrant en contact avec les échantillons de NP étaient stériles et apyrogènes. Avant le test, chaque poudre de magnétosome a été préparée à 40 µg/ml de fer dans de l'eau exempte d'endotoxines, puis chauffée à 70°c pendant 15 min pour dénaturer toute protéine résiduelle interférant avec le test. Après cela, 25 µl de cette suspension ont été introduits dans une plaque de 96 puits prééquilibrée à 37°C pendant au moins 10 minutes. En maintenant la plaque à 37°C, 25 µl du réactif de lysat d'amébocyte reconstitué ont été ajoutés à chaque puits et incubés pendant 12 minutes, suivis par l'incubation avec 50 µl du substrat chromogène reconstitué pendant 6 minutes. Finalement, 25 µl d'acide acétique à 25% ont été ajoutés à chaque puits pour arrêter la réaction. La densité optique de ce mélange a ensuite été mesurée à 405 nm dans un spectrophotomètre pour microplaques. La concentration d'endotoxine a été déterminée par la courbe standard d'endotoxine d' e. coli qui a été établie en même temps que les échantillons.
Croissance de différentes lignées cellulaires : 3T3, L929, V-79, PC3-Luc : Un cryotube de 2 ml de différentes lignées cellulaires (3T3, L929, V-79, ou PC3-Luc) a été décongelé dans un bain-marie à 37°c pendant 10 minutes. Chacune de ces lignées cellulaires a ensuite été introduite dans un flacon de culture de 75 cm 2 contenant 10 ml de milieu de culture approprié, c' est-à-dire du DMEM supplémenté avec 10% v/v de fbs, 1% v/v de mélange pénicilline-streptomycine utilisé pour 3T3, V-79, et PC3-Luc, tandis que du DMEM supplémenté avec 10% v/v de hs, 1% v/v de mélange pénicilline-streptomycine, et 1% v/v de tampon HEPES pour L929. Après avoir été déposées dans le flacon, les cellules ont été maintenues à 37°c dans un incubateur à 5% de CO 2 . Le milieu de culture a été renouvelé deux fois par semaine pour chaque flacon. Lorsque les cellules ont atteint environ 80% de confluence, le passage des cellules a été effectué. Pour cela, tout le milieu liquide a d'abord été retiré du flacon, et 1 ml de trypsine à 0,25% - EDTA a été ajouté pour recueillir toutes les cellules adhérentes en suspension. Ensuite, seulement 0,5 ml de suspension cellulaire a été conservé pour être mélangé avec 10 ml de milieu frais dans un nouveau flacon de culture de 75 cm 2 et réincubé à 37°c dans l'incubateur à 5% CO 2 . Après 3 passages, chaque lignée cellulaire était prête pour d'autres expériences.
Test de cytotoxicité. Les lignées cellulaires 3T3, L929 et V-79 ont chacune été ensemencées sur une plaque stérile à 96 puits (10 4 cellules/puits), puis incubées pendant une nuit à 37°c dans un incubateur à 5% de CO 2 pour l'adhésion des cellules. Après cela, tout le milieu a été délicatement retiré de la plaque. 100 µl de la suspension de (M-CA) f ou (M-CMD) f lyophilisée, préparée à différentes concentrations dans le milieu de culture approprié sans rouge de phénol pour chaque lignée cellulaire, ont ensuite été ajoutés dans chaque puits. Dans les plaques de cellules 3T3, V-79, L929, 0,001, 0,1, 0,25, et 1 mg/ml en fer de suspensions de magnétosomes ont été ajoutés. Après avoir ajouté les suspensions de nanoparticules, les plaques ont été réincubées pendant 24 h à 37°c dans un incubateur à 5% de CO 2 . Pour déterminer la viabilité des cellules, 10 µl de réactif à la résazurine ont été ajoutés à chaque puits et homogénéisés sous agitation à 120 rpm pendant 10 min. Les plaques ont ensuite été incubées à 37°C dans l'incubateur à 5% de CO 2 pendant environ 4 h. Une fois que la couleur bleue des puits de cellules non traitées est devenue rose, tout le liquide de chaque puits a été transféré dans un tube Eppendorf de 1,5 ml. Le tube a ensuite été centrifugé à 14100 g pendant 10 min pour éliminer toutes les nanoparticules qui pourraient interférer avec le test. Ensuite, 100 µl du surnageant ont été transférés dans une nouvelle plaque à 96 puits pour être mesurés aux longueurs d'onde d'excitation et d'émission de 530 et 590 nm, respectivement, à l'aide d'un lecteur de fluorescence. La viabilité cellulaire a été calculée à l'aide de la formule : où , est l'intensité de fluorescence des puits traités, est l'intensité de fluorescence du blanc mesurée dans les puits vides contenant 100 µl de milieu mélangé à 10 µl de résazurine, et est l'intensité de la fluorescence des puits de contrôle mesurée dans les cellules non traitées incubées dans 100 µl de milieu mélangé à 10 µl de résazurine.
Traitements d'hyperthermie sous applications AMF (champ magnétique alternatif) et LIU (ultrasons de faible intensité). Les cellules PC3-luc ont été ensemencées sur une plaque stérile à 96 puits (3x10 4 cellules/puits) et incubées pendant la nuit à 37°c dans un incubateur à 5% de CO 2 pour l'adhésion des cellules. Ensuite, tout le milieu a été retiré de chaque puits et les cellules adhérentes ont été rincées 2 fois avec du DMEM sans rouge de phénol (DMEM blanc). 100 µl de suspension de (M-CA) f ou (M-CMD) f préparée à 1 mg/ml de fer dans du DMEM blanc complété par 10% v/v de FBS, 1% v/v de pénicilline-streptomycine et 1% v/v de tampon HEPES ont été ajoutés à chaque puits. Ensuite, tous les puits ont été réincubés pendant 3 heures à 37 °c dans un incubateur à 5% de CO 2 . Après cela, l'expérience d'hyperthermie a été divisée en trois conditions dans lesquelles il y avait pour chaque condition 3 puits contenant uniquement des cellules Pc3-luc, 3 autres puits contenant des cellules incubées avec (M-CA) f , et 3 autres puits de cellules avec (M-CMD) f . Dans la première condition, les puits n'ont été exposés à aucune source d'hyperthermie. Dans la deuxième condition, 3 puits par fois ont été placés dans un support en polystyrène positionné au centre d'une bobine de cuivre, dans laquelle un AMF de 42 mt et 195 KHz a été appliqué pendant 30 min avec un équipement de chaleur facile à utiliser pour chauffer les cellules. dans la troisième condition, chacun des 3 puits a été trempé dans un adaptateur rempli d'eau dégazée pour faire la connexion avec un transducteur plan à ultrasons (3,6 cm de diamètre) et ainsi être exposé pendant 30 min à une intensité ultrasonore comprise entre 0,3 et 1 w/cm 2 , à 1 MHz et en mode continu, produite par un générateur d'ultrasons (Primo Therasonic 460). Afin de limiter l'évaporation du milieu de culture, chaque puits était recouvert d'un bouchon lorsqu'il était exposé à une source d'hyperthermie. La température a été suivie dans le temps à l'aide d'une sonde thermocouple flexible (physitemp, it-18) insérée dans chaque puits et du logiciel Dasylab. Le DAS de l'échantillon a été calculé à l'aide de l'équation suivante : où Cmedium = 4,2 j.g -1 .k -1 est la capacité thermique spécifique de l'eau, C fe , qui est mesurée en g de fer par g d'eau, représente la concentration en fer dans l'échantillon de magnétosome, etΔ t/ (mesuré en °c/s) est la pente de la variation de la température en fonction du temps de l'échantillon de magnétosome après avoir soustrait celle des échantillons de contrôle. Après les traitements d'hyperthermie, tous les puits ont été incubés pendant 24 heures à 37°c dans un incubateur à 5% de CO 2 . Après cela, la viabilité cellulaire dans chaque puits a été déterminée en utilisant le réactif résazurine.
Quantification en fer des magnétosomes internalisés par les cellules. Après avoir prélevé tout le surnageant pour le test de viabilité cellulaire, les cellules PC3-luc adhérant au fond des puits ont été délicatement rincées 3 fois avec 300 µl de 1x pbs. Chaque puits a ensuite été incubé avec 50 µl de trypsine 0,25% - EDTA pendant 1 min à 37 °c et 5% CO 2 , suivi par l'introduction de 150 µl de DMEM complet. Après cela, tout le liquide de chaque puits (200 µl) a été transféré dans un tube Eppendorf de 1.5 ml. Après quelques secondes de vortex, un échantillon de 20 µl a été prélevé dans le tube Eppendorf et mélangé avec 20 µl de bleu trypan pour déterminer la concentration cellulaire à l'aide d'un hémocytomètre Malassez. 180 µl de la suspension cellulaire restante ont été centrifugés à 14100 g pendant 20 min pour éliminer tout le surnageant. Le culot cellulaire a ensuite été dissous pendant une nuit dans 20 µl de HCl à 37% p/v et 145 µl de HNO à 70% p/v 3 à température ambiante. Enfin, la solution a été diluée avec de l'eau ultrapure dans un volume total de 5 ml et analysée dans un spectromètre de masse à plasma à couplage inductif (agilent, 7900 icp-ms) pour déterminer le contenu en fer du magnétosome internalisé dans les cellules PC3-luc.
Analyses statistiques. Les données ont été analysées à l'aide de Graphpad Prism version 8.0. Toutes les mesures ont été effectuées en triplicata (n = 3) et les données ont été rapportées sous forme de moyenne écart-type (sd). Les comparaisons statistiques ont été effectuées en utilisant une anova à sens unique et les différences ont été considérées comme significatives lorsque * p < 0,05, ** p < 0,01 et *** p < 0,001.
RÉSULTATS ET DISCUSSIONS.
Formulation à base de magnétosomes : résumé des premières étapes publiées précédemment et présentation des étapes supplémentaires/complémentaires proposées dans cette étude. Cette étude présente des aspects supplémentaires concernant la mise en œuvre d'une formulation à base de magnétosomes pour injection chez l'homme. Les premières étapes de cette formulation, sont résumées. L'étape 1 consiste à cultiver des bactéries magnétotactiques, conduisant à des bactéries magnétotactiques de forme spiralée contenant des chaînes de magnétosomes dans leur cytoplasme avec des tailles moyennes de magnétosomes de 36,6 (écart-type de 6,4 nm). L'étape 2 comprend l'extraction des magnétosomes des bactéries magnétotactiques issues de l'étape 1, en utilisant la lyse bactérienne KOH et la séparation magnétique des magnétosomes des débris bactériens, conduisant aux magnétosomes extraits disposés en chaînes (Mg-Ch), où chaque magnétosome est entouré d'une membrane inflammatoire bactérienne, qui semble trop immunogène en l'absence de traitement spécifique pour l'injection à l'homme. L'étape 3 comprend la purification de Mg-Ch par combustion pour éliminer/dénaturer la matière organique bactérienne de Mg-Ch, ce qui conduit à des minéraux magnétosomes non pyrogènes (M-uncoated) avec un faible pourcentage de carbone de 0,2%, qui ont tendance à s'agréger en raison de leur surface nue. Les M-non enrobés sont enrobés de deux composés biocompatibles, à savoir l' acide citrique (CA) ou le carboxy-méthyl dextran (CMD), ce qui donne des minéraux magnétosomes enrobés non pyrogènes (M-CA et M-CMD) reconstitués en chaînes.
L'objectif de cet exemple est d'ajouter quelques étapes supplémentaires dans la préparation des magnétosomes enrobés afin de pouvoir conserver M-CA et M-CMD sur une longue période de temps, tout en empêchant la dégradation de l'enrobage. Pour atteindre cet objectif, M-CA et M-CMD ont été conservés sous forme de poudre anhydre, qui peut être reconstituée dans une suspension de NP à tout moment, en fonction des besoins. Nous avons ensuite vérifié que M-CA et M-CMD reconstituées, désignées par (M-CA) f , (M-CMD) f , (M-CA) fw , (M-CMD) fw pour M-CA et M-CMD lyophilisées avant et après remise en suspension des NP dans l'eau, respectivement, ont conservé leurs propriétés physico-chimiques et leur activité antitumorale.
Cu-Fe / Support , ZrO 2 ou γ-Al 2 O 3
Selon un mode de réalisation particulier, l’invention concerne un procédé de préparation d’éthylène glycol tel que défini ci-dessus, dans lequel : l’étape d’hydrogénation comprend la mise en contact : dudit composé oxamide ou oxamate, du dihydrogène, dudit catalyseur bimétallique supporté comprenant du cuivre et du fer sur un support, de formule Cu-Fe / Support, éventuellement d’un base éventuellement d’un solvant,
Selon un mode de réalisation particulier, l’invention concerne un procédé de préparation d’éthylène glycol tel que défini ci-dessus, dans lequel : l’étape d’hydrogénation comprend la mise en contact : dudit composé oxamide ou oxamate, du dihydrogène, dudit catalyseur bimétallique supporté comprenant du cuivre et du fer sur un support en oxyde, de formule Cu-Fe / oxyde, éventuellement d’un base éventuellement d’un solvant,
Selon un mode de réalisation particulier, l’invention concerne un procédé de préparation d’éthylène glycol tel que défini ci-dessus, dans lequel : l’étape d’hydrogénation comprend la mise en contact : dudit composé oxamide ou oxamate, du dihydrogène, dudit catalyseur bimétallique supporté comprenant du cuivre et du fer sur un support en dioxyde de zirconium, de formule Cu-Fe / ZrO 2 , éventuellement d’un base éventuellement d’un solvant,
Selon un mode de réalisation particulier, l’invention concerne un procédé de préparation d’éthylène glycol tel que défini ci-dessus, dans lequel : l’étape d’hydrogénation comprend la mise en contact : dudit composé oxamide ou oxamate, du dihydrogène, dudit catalyseur bimétallique supporté comprenant du cuivre et du fer sur un support en alumine γ, de formule Cu-Fe / γ-Al 2 O 3 , éventuellement d’un base éventuellement d’un solvant,
La méthode d’identification de l’invention est de préférence mise en œuvre ex vivo .
Selon un mode de réalisation, l’échantillon de cuir chevelu utilisée dans la méthode d’identification selon l’invention, est un échantillon prélevé, de manière invasive ou non-invasive, sur le cuir chevelu d’un sujet présentant une faible densité capillaire.
Dans une variante, l’invention concerne une méthode d’évaluation de l’efficacité d’un traitement cosmétique contre la chute des cheveux et/ou la diminution de l’épaisseur du cheveu chez un sujet, ladite méthode comprenant, après une étape d’application de la composition cosmétique, une étape (a) de mesure d’au moins un gène, dans un échantillon de cuir chevelu dudit sujet.
De préférence cette méthode d’évaluation comprend en outre les étapes consistant à :
b. comparer ladite quantité mesurée à l’étape a) avec un contrôle ;
c. déterminer si ledit traitement cosmétique contre la chute des cheveux et/ou favorisant la croissance du cheveu et/ou favorisant l’augmentation de l’épaisseur du cheveu, est efficace chez ledit sujet.
La méthode d’évaluation de l’efficacité est de préférence mise en œuvre in vitro ou ex vivo .
Le sujet est de préférence un être humain. Le sujet est de préférence âgé de 20 à 80 ans, de préférence de 40 à 75 ans, de préférence de 60 à 75 ans.
L’échantillon de cuir chevelu dudit sujet peut être comme décrit dans la section « Méthode de pronostic et/ou de diagnostic » ci-dessus.
L’index axial peut également être remplacé par un index radial permettant de définir une plage de serrage.
Suivant une autre caractéristique avantageuse, la couronne d’écrou du premier embout est une couronne hexagonale à facettes et la tête de l’écrou est une tête hexagonale, le repère de la couronne d’écrou du premier embout correspond à une facette de la couronne et l’index de la tête d’écrou correspond à une facette de cette tête d’écrou.
Le repère angulaire de la couronne d’écrou et l’index de la tête d’écrou sont des éléments visibles, associés de manière définitive l’un à la couronne d’écrou du premier embout, l’autre à la tête d’écrou de l’écrou de sorte que la relation entre le premier embout avec sa couronne d’écrou et l’écrou de serrage est définie en usine, de manière définitive par cette association.
Suivant une autre caractéristique avantageuse la couronne d’écrou, hexagonale a un repère composé des chiffres 1 à 6 et la tête d’écrou a ses facettes munies d’un index composé des chiffres 1 à 6 associés respectivement à chaque facette, la position exacte de serrage étant celle de la concordance deux à deux de tous les chiffres de la tête d’écrou avec ceux de la couronne d’écrou, la position des chiffres de l’index en deçà du repère correspondant à un serrage insuffisant et le dépassement des chiffres de l’indice par rapport à ceux du repère correspondant à un serrage excessif.
La forme donnée au repère angulaire de la couronne d’écrou et à l’index de la tête d’écrou par la suite des chiffres 1 à 6 permet de reconnaître facilement la concordance entre la position de serrage de l’écrou et celle de la couronne d’écrou et cela quelle que soit l’orientation de l’écrou puisque les chiffres tant sur la couronne d’écrou que sur la tête d’écrou sont répartis sur toute la périphérie de chacune des deux parties du raccord.
Cette possibilité est particulièrement avantageuse pour le contrôle des réglages à vue et qui, quelle que soit la position et l’orientation du raccord dans une installation permet de trouver un angle de vue pour contrôler la concordance du repère angulaire et de l’index confirmant le réglage du serrage exact.
Suivant une autre caractéristique avantageuse, le repère de la couronne d’écrou est constitué par un trait axial associé au repère des chiffres et l’index de la tête d’écrou est un trait axial porté par la surface cylindrique prolongeant l’écrou par sa partie filetée vissée sur le segment fileté du premier embout.
Ce repère angulaire et l’index constitués par un trait respectif permettent un positionnement précis de l’écrou par rapport à la couronne d’écrou ; ce positionnement est plus précis que la concordance du positionnement des facettes de la couronne d’écrou et des facettes de la tête d’écrou.
Suivant une autre caractéristique avantageuse, le repère angulaire est composé d’une surface périphérique visible sur le premier embout entre la couronne d’écrou et le filetage et d’une zone vierge choisie en fonction de la position de rotation de l’écrou, l’index étant au moins une fenêtre dans un manchon de l’écrou venant en fin de vissage de l’écrou pour faire apparaître la zone vierge.
La position de la zone vierge est prédéfinie pour que cette zone apparaisse seule dans la ou les fenêtres lorsque l’écrou est dans la position de serrage de consigne, le filetage et le taraudage étant réalisés en conformité avec cet objectif.
Suivant une autre caractéristique avantageuse, la fenêtre est dédoublée et la zone vierge est dédoublée de façon homologue.
Ce dédoublement crée une position préparatoire de la position de serrage de consigne attirant l’attention au moment du serrage de l’écrou sur l’approche de la position de serrage de consigne. Cela permet également d’augmenter la précision de la position de serrage de consigne par la réduction de la largeur des fenêtres et des zones vierges homologues. Globalement, la réalisation de ces moyens de détection de la position de serrage de consigne est très simple et le serrage est rapide. En outre, le serrage de consigne se détecte facilement si la surface visible est couverte d’une couleur sensible à un rayonnement lumineux, par exemple, au rayonnement UV.
La surface visible est, par ailleurs, obtenue par l’état de la surface de cette partie de l’embout qui se distingue de façon visible de l’environnement sur l’embout.