INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
- la pression d’hydrogène P amont en amont de la vanne à section variable en tant qu’organe de dosage 5 varie en fonction de la commande appliquée à l’organe de pressurisation 2, par exemple par variation de la vitesse de rotation de la ou des pompe(s) en tant qu’organe de pressurisation 2 ; et
- la pression d’hydrogène P aval en aval de la vanne à section variable varie en fonction d’une évolution de la pression dans la chambre de combustion Pcc, par exemple par variation de la vitesse de rotation du compresseur haute pression.
Selon une deuxième possibilité, l’organe de dosage 5 est un col subsonique avec détendeur. Selon cette configuration, pour doser un débit d’hydrogène Q à travers l’organe de dosage 5, seuls les paramètres P amont et P aval de la formule (1bis) varient. Ainsi,
- la section S de l’organe de dosage 5 est fixe, puisque le col subsonique en tant qu’organe de dosage 5 est de section S fixe ;
- le détendeur de l’organe de dosage 5 régule une différence de pression ΔP détendeur correspondant à une différence entre la pression d’hydrogène P accu dans l’accumulateur d’hydrogène 4 et la pression d’hydrogène P amont en amont de l’organe de dosage 5, notamment en fonction de la commande appliquée au détendeur ;
- la pression d’hydrogène P accu dans l’accumulateur d’hydrogène 4 varie en fonction de la commande appliquée à l’organe de pressurisation 2, par exemple par variation de la vitesse de rotation de la ou des pompe(s) en tant qu’organe de pressurisation 2 ; et
- la pression d’hydrogène P aval en aval de la section fixe en tant qu’organe de dosage 5 varie en fonction de l’évolution de la pression dans la chambre de combustion Pcc, par exemple par variation d’une vitesse de rotation d’un compresseur haute pression de la turbomachine.
Ainsi, ΔP détendeur = P accu − P amont représente la perte de charge régulée par le détendeur de l’organe de dosage 5.
Le système d’alimentation en hydrogène A de la turbomachine comporte la partie amont du système d’alimentation en hydrogène A située en amont de l’accumulateur d’hydrogène 4 et une partie aval du système d’alimentation en hydrogène A située en aval de l’accumulateur d’hydrogène 4.
La tirette 12 est notamment configurée pour coulisser le long du contre-poinçon 10 d’une part, pour descendre dans le logement 19 du tiroir de réception 13 au fur et à mesure de l’accumulation des motifs découpés M par appui des motifs découpés eux-mêmes poussés par le poinçon 4 et d’autre part, pour sortir les motifs découpés M du logement 19 par soulèvement manuel de la tirette 12 une fois le tiroir 13 désassemblé du socle 14 ( ), les motifs découpés pouvant retomber de chaque côté du contre-poinçon 10 dans les réceptacles 15.
Lorsque le tiroir de réception 13 est emboîté dans le socle 14, la manette 16 de la tirette 12 est par exemple dissimulée sous le socle 14 ( ).
Il n’est plus possible de poinçonner de feuille lorsque le logement 19 du tiroir de réception 13 est rempli de motifs découpés.
La longueur du logement 19, entre la matrice 3 et la tirette 12 en position basse, c’est à dire positionnée au fond du logement 19, est par exemple dimensionné pour permettre l’empilement d’au moins quatre motifs découpés M, comme entre quatre et vingt motifs découpés M, tel que dix motifs découpés M par exemple dans des feuilles en mousse, comme en EVA (éthylène-acétate de vinyle), par exemple de 2cm d’épaisseur.
Le socle 14 et le tiroir de réception 13 peuvent comporter des éléments de guidage et clippage complémentaires configurés pour centrer l’axe du conduit de contre-matrice 11 dans l’axe du contre-poinçon 10 avec un interstice prédéterminé entre le poinçon 4 et le contre-poinçon 10 en position de repos. Ces éléments de guidage et clippage complémentaires permettent le repositionnement correct du tiroir de réception 13 dans le socle 14.
Par exemple, les éléments de guidage et clippage complémentaires comportent au moins un rail 28 formé dans le socle 14 configuré pour coulisser dans une encoche rectiligne 29 complémentaire ménagée dans le tiroir de réception 13 (figures 5, 8 et 10). Il y a par exemple deux rails 28 formés dans le socle 14 et deux encoches rectilignes 29 complémentaires formées dans le tiroir de réception 13, de part et d’autre des réceptacles 15. Les rails 28 présentent par exemple une section en « T » ( ). Les rails 28 peuvent présenter des rampes respectives 30 (portions inclinées) à leurs extrémités permettant le rapprochement progressif du tiroir de réception 13 contre le socle 14 à l’amorce du coulissement du tiroir 13, jusqu’à atteindre l’interstice prédéterminé entre le poinçon 4 et le contre-poinçon 10 ( ). Les rails 28 et encoches rectilignes 29 permettent le guidage en translation du tiroir de réception 13 dans le socle 14 et le réglage en hauteur entre le poinçon 4 et le contre-poinçon 10.
Les éléments de guidage complémentaires peuvent aussi comporter un couloir de guidage 31 en entonnoir par exemple formé dans le socle 14, par exemple entre les rails 28 ( ). Le couloir de guidage 31 est configuré pour coopérer avec une collerette 32 faisant saillie du logement 19 et entourant le contre-poinçon 10, pour centrer le contre-poinçon 10 avec le conduit de contre-matrice 11 du poinçon 4. Le couloir de guidage 31 et la collerette 32 permettent de guider l’alignement de l’axe du conduit de contre-matrice 11 du poinçon 4 avec l’axe du contre-poinçon 10. Le couloir de guidage 31 guide l’insertion du tiroir 13 jusqu’au clippage de la collerette 32 dans le fond du couloir de guidage 31 par exemple au moyen de deux ergots 33 du couloir de guidage 31 situés de part et d’autre du trou de matrice 3a et de deux cavités 34 complémentaires de la collerette 32 ( ). Le clippage fonctionnel du tiroir 13 dans le socle 14 est ainsi réalisé au plus proche du contre-poinçon 10.
Le socle 14 peut en outre comporter plusieurs espaces de rangement, comme une ou deux niches 18a, 18b, pourvues ou non de couvercles ( ).
Ainsi, lorsqu’un utilisateur souhaite fabriquer des motifs découpés, il dépose une feuille F à découper sur la matrice 3, le poinçon 4 étant en position de repos, en position haute, à l’écart de la matrice 3 (Figures 1 et 2).
Puis, l’utilisateur appuie sur l’organe d’appui 6 faisant prendre au poinçon 4 une première position de découpe dans laquelle le poinçon 4 traverse la matrice 3 et découpe le contour d’un motif dans la feuille ( ).
Puis dans la deuxième position de découpe ( ), le contre-poinçon 10 entre dans le conduit de contre-matrice 11, le poinçon 4 devenant à son tour matrice. Le contre-poinçon 10 découpe alors un orifice dans le motif découpé.
Lorsque l’utilisateur relâche l’appui, le poinçon 4 revient en position de repos, en position haute, à l’écart de la matrice 3 (Figures 1 et 2).
A chaque opération de poinçonnage, les chutes C s’empilent en remontant dans le conduit de contre-matrice 11 et les motifs découpés M s’empilent sur le contre-poinçon 10 faisant descendre la tirette 12 dans le tiroir 13.
Une fois le conduit de contre-matrice 11 plein, les chutes C accumulées peuvent ressortir de la perforatrice 2 par le sommet de l’organe d’appui 6.
Une fois le tiroir de réception 13 rempli de motifs découpés, l’utilisateur retire le tiroir 13 pour accéder à la manette 16 ( ). L’utilisateur remonte alors la tirette 12 le long du contre-poinçon 10 en position haute pour faire sortir les motifs découpés M par le haut, ceux-ci pouvant retomber dans les réceptacles 15 du tiroir 13 ( ).
Le motif découpé M peut être une perle à enfiler ou un sticker ou un motif à coller ou de décoration de table.
On peut notamment citer les cires hydrocarbonées, comme la cire d’abeille, notamment d’origine biologique, la cire de lanoline, et les cires d'insectes de Chine; la cire de son de riz, la cire de Carnauba, la cire de Candellila, la cire d’Ouricury, la cire d’abeille, la cire d’Alfa, la cire de Berry, la cire de Shellac, la cire du Japon et la cire de sumac; la cire de Montan, les cires d’orange et de citron, les cires microcristallines, les paraffines et l'ozokérite; les cires de polyéthylène, les cires obtenues par la synthèse de Fisher-Tropsch et les copolymères cireux, ainsi que leurs esters.
Ce calculateur 26 est en particulier paramétré pour privilégier l’usage de la propulsion musculaire à faible vitesse. De façon concrète, lors de la phase d’accélération initiale du véhicule, le calculateur 26 fixe la valeur de la puissance électrique à délivrer au moteur 22 à zéro tant que la valeur mesurée de la force exercée sur le pédalier est inférieure à la valeur seuil prédéterminée préenregistrée.
Comme on peut le voir sur la , le véhicule 10 est également équipé de deux moteurs électriques supplémentaires 27 et 28 indépendants destinés respectivement à appliquer un couple à la roue arrière 12R gauche et à la roue arrière 12R droite, afin de compenser l’effet de la pente sur le véhicule.
Lourds Masse moléculaire > 264 g/mol
APTS : acide para-toluène sulfonique
BPTS : butyl para-toluène sulfononate
Exemple 1. Obtention du résidu issu de l’évaporateur à couche mince
Un évaporateur à couche mince DV210/1m2 commercialisé chauffé par de la vapeur 0,4 MPa, fonctionnant à une pression de 130 Pa est alimenté à raison de 50kg/h par un mélange : ABU : 9% ; BuOH: 3,5% ; BPB : 67 % ; APB : 5,7% ; PTZ : 1,8% ; complément à 100% : résidu lourd.
Le produit de tête (40 kg/h) est condensé à 20°C dans un échangeur tubulaire de 4m 2 . Il est stabilisé par un ajout d’une solution de 250 g/h d’acrylate de butyle contenant 2% de phénothiazine. Ce produit de tête alimentant le craqueur comprend 12,5% ABU ; 75 % BPB ; 3% Butanol et 900 ppm de Phénothiazine.
Le produit de pied de l’évaporateur contient de la PTZ (6%), environ 10% de lourds et le BPB en complément à 100%.
Exemple 2. Essai de craquage thermique et catalytique
On utilise un bouilleur à recirculation forcée d’un volume de 40 L, alimenté en continu à l’aide d’une pompe à membrane par des lourds ABU placés sur une balance, auquel on a ajouté 1% massique d’acide para-toluène sulfonique. Le débit d’alimentation est mesuré à l’aide d’un débitmètre massique placé sur la ligne d’alimentation et aussi par la variation de la masse indiquée par la balance au cours du temps. L’opération est réalisée à une pression que l’on ajuste afin de ne pas vaporiser le butoxypropionate de butyle. La température du milieu réactionnel ainsi que celle à l’entrée et à la sortie de l’échangeur sont mesurées en continu. Le fluide caloporteur pour amener les calories à l’échangeur provient d’une chaudière à huile. La puissance de chauffe est fixée afin de garder la température d’essai fixée.
Les lourds ABU ont été préalablement distillés sous vide et contiennent environ 600 ppm de Phénothiazine.
Après un craquage à 180°C sous une pression de 40 kPa (300 mmHg) et un temps de séjour de 9H défini comme étant le volume du réacteur rapporté au débit massique d’alimentation en adduits de Michael, le ratio de débit de tête / débit d’alimentation est de 76% et la composition de tête comprend 48% d’acrylate de butyle et 15% de butanol.
Le résidu quant à lui comprend notamment 0,6% d’APTS, 2,5% de BPTS, 80% de BPB, 10% de lourds.
Exemple 3 Gazéification hydrothermale Le mélange de lourds ABU est composé de :
- Acrylate de butyle : 5-10%
La FLIM a été réalisée sur Leica TCS SP8 SMD qui consiste en un microscope inversé LEICA DMi8 équipé d'un système TCSPC de PicoQuant. L'excitation du donneur FITC à 470 nm a été réalisée par un laser à diode pulsé picoseconde à une fréquence de répétition de 40 MHz, à travers un objectif à immersion d'huile (63×, N.A. 1,4). La lumière émise a été détectée par un détecteur Leica HyD dans la gamme d'émission de 500-550 nm. Les images ont été acquises avec des photons d'acquisition allant jusqu'à 1500 par pixel.
Analyse FRET FLIM, analyse des données FLIM À partir des images d'intensité de fluorescence, les courbes de décroissance ont été calculées par pixel et ajustées (par estimation du maximum de vraisemblance de la Loi de Poisson) avec un modèle de décroissance mono- ou double-exponentiel à l'aide du logiciel SymphoTime 64 (PicoQuant, Allemagne). La fonction du modèle mono-exponentiel a été appliquée pour les échantillons de donneurs avec seulement du FITC présent. La fonction modèle double-exponentielle a été utilisée pour les échantillons contenant du FITC et du Sytox. Les expériences ont été répétées au moins trois fois pour obtenir des données statistiquement valides. L'efficacité du transfert d'énergie (E) basée sur la durée de vie de la fluorescence (τ) a été calculée comme suit : E = 1 - (τD+A/τD-A), où τD+A est la durée de vie de la fluorescence du donneur en présence de l'accepteur et τD-A est la durée de vie de la fluorescence du donneur en l'absence de l'accepteur.
Analyses statistiques Les valeurs moyennes de l’expression génique relative, du niveau de protéines ou des paramètres phénotypiques ont été comparées à l’aide du test de Wilcoxon ou du test t de Student. Les barres d’erreur représentent l’erreur standard de la moyenne (SEM). Les astérisques indiquent des différences significatives (p < 0,05).
RESULTATS Les altPEP contrôlent la traduction de leur gène codant
Un premier objectif a été d'examiner si des altPEPs naturels pouvaient être détectés dans A. thaliana (Fig. 2a). Pour ce faire, il a été générée bio-informatiquement une liste de tous les altORFs potentiels de plus de 10 acides aminés de longueur, et situés hors cadre dans les séquences codantes de A. thaliana . Sur la base de cette liste, nous avons analysé un ensemble de données MS récemment publié (Müller J.B. et al . Nature . 582, 592-596 (2020)) et identifié 112 nouveaux altPEPs, montrant que les altPEPs sont naturellement représentés dans le protéome in planta (SEQ ID NOs : 252-363). En même temps, ont été identifiés 85 des 112 protéines de référence correspondantes dans le même ensemble de données, ce qui suggère que les altPEPs pourraient dans certains cas être plus exprimées que leurs protéines de référence. Parmi les 112 altPEP identifiées, 24 d'entre eux correspondaient au premier altORF trouvé dans la séquence codante (Fig. 2b ; SEQ ID NOs : 258, 261, 262, 263, 270, 274, 284, 285, 286, 290, 295, 303, 312, 316, 320, 321, 323, 324, 332, 343, 344, 352, 353 et 358). De manière surprenante, la majorité des altPEPs identifiées étaient codées à partir d'autres AUG alternatifs (altAUG), du deuxième au 23 ème , ce qui montre que plusieurs altAUG, situés en aval des AUG canoniques, peuvent être traduits et être actifs in planta (Fig. 2b). La longueur moyenne des peptides codés par les altORFs détectés était de 45 acides aminés, tandis que le plus long contenait 212 acides aminés (Fig. 2c, SEQ ID NO : 295). Il est intéressant de noter que 35 altPEPs ne partageaient aucune homologie parmi les Brassicaceae (Fig. 3a). Enfin, il est surprenant que 105 altPEPs sur 112 soient codées par des altAUGs situés dans le cadre 2 (si l'on considère que la protéine principale est codée par le cadre 1) (Fig. 3b). Ces altPEPs n'ont pas été décrits par d'autres (Wang S. et al . Mol Plant 13, 1-16 (2020)), apportant des peptides traduits supplémentaires à ceux déjà décrits. Cette analyse a montré que les altPEPs sont naturellement exprimés à des niveaux détectables in planta, et qu’ils sont probablement répandus parmi les différents gènes codants annotés, bien que les altPEPs identifiés ici ne correspondent probablement qu'à une fraction des altPEPs réellement présents dans les cellules végétales.
Pour étudier les rôles biologiques des altPEPs, deux types d'altPEPs ont été étudié : un bien conservé parmi les Brassicaceae , et correspondant à l'altORF18 du gène DCL1 (Fig. 3c), et un autre, correspondant au premier altORF du gène COI1 , mais non conservé parmi les Brassicaceae . Des plantules d' A. thaliana ont été traités avec le peptide AtDCL1alt18 (SEQ ID NO : 224) et le développement des racines analysé, puisque les mutants dcl1 présentent des racines principales plus longues (Park, W., et al. Curr. Biol . 12, 1484–1495 (2002)). De manière intéressante, le traitement avec le peptide AtDCL1alt18 a conduit à une diminution du développement des racines (Fig. 2d). Une analyse par qRT-PCR et Western blot pour quantifier l'expression de DCL1 a été réalisée et alors qu'aucun effet sur l'expression de l'ARNm n'a été observé, l'application du peptide AtDCL1alt18 a augmenté l'accumulation de la protéine DCL1 (Fig. 2e, f). De manière intéressante, le traitement des plantes avec le peptide AtCOI1alt1 a révélé une augmentation du niveau de la protéine COI1, montrant que cette propriété n'est pas limitée à DCL1 (Fig. 2g ; Fig. 4a).
Pour prolonger cette observation, ont été identifiés par bioinformatique les premiers altPEPs de plus de 10 acides aminés de plusieurs gènes codants bien connus de A. thaliana . Il s’agit des trois gènes : AP2 et EIN2 , pour lesquels le premier altPEP potentiel était conservé parmi les Brassicaceae (Fig. 3d, e), et CPK3 , pour lequel le premier altPEP n'était pas conservé. A été également testé si l'altAUG1 du gène EIN2 est traduit in vitro , en utilisant un système de transcription/translation in vitro dans des extraits de germe de blé. Pour cela, le CDS de la luciférase a été fusionné au 5'UTR de EIN2 jusqu'au refAUG ou à l'altAUG1, et a été comparée l'expression de la luciférase. De manière intéressante, il a été montré que altAUG1 est efficace pour promouvoir la traduction (Fig. 3f). L'efficacité de traduction est du même ordre que l'activité de refAUG, ce qui suggère une co-translation en quantité similaire de la protéine EIN2 canonique et de l'altPEP. Les plantes ont ensuite été traitées avec les trois altPEP synthétiques (AtAP2alt1 ; SEQ ID NO : 243, AtCPK3alt1 et AtEIN2alt1 ; SEQ ID NO : 241). Dans chaque cas, il a été observé une augmentation de la protéine de référence, sans détecter aucun changement dans l'expression de l'ARNm (Fig. 2g, h ; Fig. 4b, c, d). Ceci suggère que l'augmentation de l'expression des protéines de référence est probablement une propriété commune des altPEPs. En parallèle, la conservation des altPEPs ne semble pas être importante pour leur activité. Sur la base de ces deux constatations, ont été synthétisés trois altPEPs (SEQ ID NOs : 334 à 366) correspondant à différentes régions du gène EIN2 et ont été traitées indépendamment des plantes A. thaliana avec ceux-ci. De manière intéressante, les trois peptides ont été capables d'augmenter le niveau de la protéine EIN2 (Fig. 2h), montrant que tous les altPEPs testés partagent la propriété d'augmenter les niveaux de leur protéine de référence.
Les Peptides complémentaires ou cPEP Il a été démontré dans le point précédent que les peptides courts peuvent interagir physiquement avec leur ARN naissant (Lauressergues D, et al . Cell Reports. 38:110339, 2022). il a été questionné si tout peptide traduit à partir d'une séquence située dans un gène codant pouvait partager la même propriété (Fig. 5a). Pour ce faire, il a été conçu un peptide complémentaire de 10 acides aminées (SEQ ID NO : 213) correspondant à un fragment de 10 acides aminés de la protéine luciférase, exprimée de façon constitutive dans Arabidopsis thaliana (Whalley et al . Plant Cell. 23, 4079-95, 2011), et ne présentant aucune homologie avec une quelconque séquence du génome de A. thaliana . En utilisant la méthode RNA-IP suivie de la PCR sur des plantes traitées avec des peptides marqués HA (cPEPluc-HA ; SEQ ID NO : 387), il a été validé qu'un tel cPEP était spécifiquement capable d'interagir avec l'ARNm de la luciférase, alors qu'un Scrambled peptide correspondant (SEQ ID NO : 386) ne le pouvait pas (Fig. 5a). Pour déterminer si cette interaction pouvait avoir une pertinence biologique, des plants ont été traités avec le cPEPluc synthétique et l'expression de la luciférase a été analysée. Alors que l'analyse qPCR n'a montré aucun effet sur l'abondance de l'ARNm (Fig. 5b), le traitement avec le peptide a augmenté l'activité de la luciférase par rapport aux traitements avec de l'eau ou des peptides non spécifiques de la luciférase (Fig. 5c). Un essai en microplaque à 96 puits a été développé, dans lequel des graines ont été semées sur un demi-milieu solide MS et les plantules de 14 jours ont été traitées en ajoutant 100 µL d’un milieu liquide contenant les peptides. Dans un second temps, dix peptides supplémentaires de 10 acides aminés ciblant des séquences distinctes du gène de la luciférase ont été développés (SEQ ID NOs : 388 à 397), dans les trois cadres (ORF1 correspond à la protéine luciférase canonique), et tous ont été capables d'augmenter l'activité luciférase (Fig. 5d). En parallèle, 7 cPEPs de 5 à 60 acides aminés (SEQ ID NOs :398 à 403) ont été conçus et synthétisés. Le traitement exogène avec ces différents peptides a révélé une augmentation de l'activité luciférase pour les peptides allant de 5 à 40 acides aminés, alors que les peptides plus longs n'ont eu aucun effet (Fig. 5e). L'effet de la concentration en peptides et du temps de traitement sur l'activité cPEPluc a ensuite été analysé. Ainsi, la concentration optimale de cPEP dans ces conditions a été trouvée à 50 µM (Fig. 5f), et 24h de traitement ont montré l'effet maximal du cPEP (Fig. 5g). Enfin, pour savoir si les cPEP pouvaient avoir des effets secondaires, des plants d’ A. thaliana exprimant la luciférase ont été traités avec un cPEPluc (SEQ ID NO : 213) ou son Scrambled peptide (SEQ ID NO : 220) et une analyse transcriptomique et protéomique a été effectuée (Fig. 5h, i). De manière intéressante, aucun changement dans le transcriptome et dans le protéome des plantes traitées avec le cPEPluc n’a été détecté, par rapport aux plantes traitées avec le Scrambled peptide, ce qui suggère une forte spécificité des cPEPs pour leur protéine cible.
Généralisation du concept de peptides augmentant l'expression des protéines
Afin de vérifier si les cPEP peuvent cibler n'importe quelle protéine, il a été étudié et validé l'activité de 12 cPEP ciblant 12 protéines différentes pour lesquelles des anticorps étaient disponibles, dans trois espèces végétales différentes. La question était de savoir si l'augmentation de la quantité de protéines observée après le traitement par les cPEP était suffisante pour moduler le développement des plantes. Pour répondre à cette question, le développement s’est concentré sur différentes protéines de la plante modèle M. truncatula . L'application de cPEPnsp1 (SEQ ID NO :164) a diminué la quantité de racines latérales (Fig. 6f, g), tout comme le mutant nsp1 et une surexpression de NSP1, alors que tous deux sont restés insensibles au peptide (Fig. 6g). Le gène Sickle (SKL) de M. truncatula est homologue à AtEIN2, et les mutants skl développent plus de nodules que les plantes de type sauvage (Penmetsa et al . Plant J. 55:580-595, 2008). De manière cohérente, l'application d'un cPEPskl (SEQ ID NO : 411) a conduit à une diminution de la quantité de nodules (Fig. 6h, i). Il a ensuite été ciblé la protéine RH10 de M. truncatula , qui module la réponse des plantes à un oomycète pathogène, Aphanomyces euteiches (Camborde et al . New Phytol. 233:2232-2248. 2022). Le traitement des plantes avec un cPEP ciblant MtRH10 (SEQ ID NO : 412) a augmenté la résistance des plantes au pathogène, comme le révèle l'augmentation du développement des racines et la diminution de l'expression de l'α-tubuline d' A. euteiches dans les racines (Fig. 6j, k).
Généralisation à d’autre modèle de plantes, d’autres protéines