INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Dans un mode de réalisation préféré, le polyester de l'invention est un produit de réaction substantiellement ou complètement non séquentiel des composants suivants : (i) au moins un polyglycérol-3 sous forme de mélange comprenant au moins 25 % en poids de diglycérol, au moins 45 % en poids de triglycérol et au moins 10 % en poids de tétraglycérol, dans chaque cas par rapport au poids total de polyglycérol-3 sous forme de mélange ; (ii) au moins un acide dimère hydrogéné contenant au moins 60 % en poids de diacide en C 36 hydrogéné et 5 à 25 % en poids de triacide en C 54 hydrogéné, dans chaque cas par rapport au poids total d'acide hydrogéné ; et (iii) l’acide isostéarique; dans lequel le polymère présente une combinaison de masse moléculaire moyenne en poids > 5 000 Da et 100 000 mPa.s et < 2 000 000 mPa.s à 25°C ; et dans lequel le copolymère est également caractérisé par une estérification totale d'environ 40 %, une estérification avec un acide dimère hydrogéné d'environ 27 % et une estérification avec un monoacide d'environ 13 %.
En pratique, étant donné que les ingrédients bruts contiennent une gamme d'unités de polyglycérol et une gamme de teneur en acide dimère et trimère, les nombres ci-dessus peuvent être ajustés en utilisant les fractions hydroxyle et les fractions acide carboxylique réelles (et non théoriques) telles qu'elles sont déterminées par les méthodes telles que la spectrométrie de masse, la RMN et la chromatographie liquide. Les plages d'estérification ci-dessus sont basées sur la structure idéale du polyglycérol-3 et de l'acide dimère en C 36 . Les plages réelles peuvent donc être légèrement différentes des valeurs indiquées ci-dessus et peuvent être calculées sur la base de ces valeurs analytiques.
Il est plus pratique de définir l'étendue de la polymérisation par l'indice d'acide final. Les valeurs d'acide initiales, à la lumière de la distribution des fractions polyglycérol, monoacide et polyacide présentes, peuvent être calculées de manière fiable en utilisant la valeur d'acide réelle déterminée par l'ingrédient brut utilisé.
Pour un exemple, l'indice d'acide total initial ("AV" qui est communément défini en mg de KOH/g de réactif total) est de 135 AV. Cela comprend 68 AV pour l'acide dimère et 67 AV pour l'acide isostéarique pour un mode de réalisation préféré contenant 1 mole de polyglycérol-3, 0,5 mole d'acide dimère en C 36 hydrogéné et 1 mole d'acide isostéarique. Tous les modes de réalisation de rapport préférés décrits ci-dessus ont un AV initial correspondant qui peut être calculé. Lorsqu'au cours de la réaction de polymérisation, les unités AV sont réduites, ce rapport donne le pourcentage de conversion de la réaction des fractions acides réactives initiales totales aux fractions acides résiduelles finales.
Ainsi, le taux d'achèvement de la réaction se définit par
Dans un autre mode de réalisation, les composants mis à réagir sont dans un rapport molaire de 1 mole de polyglycérol-3, 0,5 à 0,75 mole d'acide dimère hydrogéné et 0,4 à 1,35 mole d'acide isostéarique.
Dans un autre mode de réalisation, les composants mis à réagir sont dans un rapport molaire de 1 mole de polyglycérol-3, 0,5 à 0,7 mole d'acide dimère hydrogéné et 0,65 à 1 mole d'acide isostéarique.
Dans un autre mode de réalisation, les composants mis à réagir sont dans un rapport molaire de 1 mole de polyglycérol-3, 0,67 mole d'acide dimère en C 36 hydrogéné et 0,67 mole d'acide isostéarique.
Décalée longitudinalement d’un écartement prédéterminé e vis-à-vis de la platine 111 (voir ), la paroi d’attache 114 présente une forme sensiblement en T orienté horizontalement.
En référence à la , cette paroi d’attache 114 comprend un tronçon interne 114A présentant des moyens femelles de vissage, ainsi qu’un tronçon externe 114B de moindre hauteur saillant transversalement de la portion centrale de ce tronçon interne 114A.
Ces moyens femelles de vissage comprennent deux orifices circulaires 117 alignés verticalement et associés à deux écrous de vissage (non visibles sur les figures) soudés chacun à la face avant de ce tronçon interne 114A sur le pourtour d’un orifice correspondant 117.
En référence à la , chacune des brides de fixation latérale 122 comprend une paroi de fermeture 123 s’étendant selon un plan sensiblement longitudinal vertical et rapportée fixement, préférentiellement par soudage, sur une extrémité creuse correspondante de la barre tubulaire métallique 121 de façon à assurer la fermeture de cette extrémité.
Obtenue avantageusement par découpe et pliage à partir d’une plaque de tôle, chaque bride de fixation latérale 122 comprend également une ailette d’attache 124 s’étendant en retour d’équerre selon un plan vertical transversal depuis le bord avant de la paroi de fermeture 123 et destinée à être rapportée par vissage sur la paroi d’attache 114 de l’entretoise 113 d’un organe d’interface respectif 110, de sorte à permettre d’arrimer l’extrémité correspondante de la traverse d’attelage 120 à la structure de caisse 2 du véhicule.
Cette ailette d’attache 124 est pourvue de deux trous oblongs 125 orientés transversalement et destinés à venir se superposer avec les moyens femelles de vissage 117 d’un organe d’interface correspondant 110, de sorte à permettre de réaliser la fixation par vissage de la bride 122 sur cet organe d’interface 110 (chaque vis, introduite préalablement au travers d’un trou 125 et d’un orifice 117 respectifs superposés, étant vissée sur un écrou correspondant de l’organe d’interface 110).
Toujours en référence à la , chaque bride de fixation latérale 122 comprend en outre des moyens de retenue constitués en l’espèce par deux crochets 126 à profil en L raccordés respectivement au bord externe des portions supérieure et inférieure de l’ailette d’attache 124 et saillant au devant de cette dernière.
Chaque crochet 126 comporte une branche distale avant 126A s’étendant selon un plan vertical transversal parallèlement à et en vis-à-vis de la face avant de l’ailette d’attache 124, ainsi qu’une branche proximale de raccordement 126B s’étendant selon un plan vertical longitudinal entre le bord externe de cette ailette d’attache 124 et celui de cette branche distale 126A.
Le montage du système d’attelage 100 s’effectue en solidarisant tout d’abord par vissage sans serrage les brides de fixation 122 de la traverse d’attelage 120 sur les organes d’interfaces 110, de sorte à préserver un certain jeu transversal entre ces éléments grâce aux trous oblongs 125.
Les organes d’interface 110 doivent ensuite être fixés sur les platines 5 des longerons 3 par vissage, avant de terminer le processus de montage par le serrage des vis de fixation solidarisant les brides 122 à ces organes d’interface 110.
Dans la configuration montée du système d’attache 100 et comme illustré sur les figures 3 et 4, les deux crochets 126 viennent enserrer chacun une portion respective du tronçon interne 114A de la paroi d’attache 114 de l’entretoise 113 d’un organe d’interface 110, tandis que le tronçon externe 114B de cette paroi d’attache 114 traverse transversalement l’espace séparant les branches proximales de raccordement 126B de ces deux crochets 126.
Lorsque le véhicule subit un choc arrière à haute vitesse et recouvrement latéral partiel, les efforts de cisaillement s’exerçant sur l’extrémité latérale de la traverse d’attelage 120 non impactée directement par ce choc peuvent entrainer une rupture des vis de fixation entre l’une des brides de fixation 122 et l’organe d’interface correspondant 110.
Dans un tel cas de figure, la présence des deux crochets 126 permet d’assurer la retenue de cette extrémité latérale de la traverse d’attelage 120 de sorte à permettre une meilleure répartition des efforts sur les deux longerons latéraux du véhicule et une meilleure dissipation de l’énergie de ce choc.
La retenue suivant un axe transversal dans un premier sens est assurée par la coopération en butée entre les branches proximale 126 B des crochets 126 d’une première bride de fixation 122 contre le bord externe du tronçon interne 114A de la paroi d’attache 114 de l’entretoise correspondante 113, tandis que la retenue suivant un axe transversal dans un second sens est assurée par la coopération en butée des branches proximale 126 B des crochets 126 d’une seconde bride de fixation 122 contre le bord externe du tronçon interne 114A de la paroi d’attache 114 de l’entretoise correspondante 113.
La retenue suivant un axe longitudinal orienté vers l’avant est assurée par la coopération en butée de l’ailette d’attache 124 de la bride 122 contre le tronçon interne 114A de la paroi d’attache 114 de l’entretoise 113, tandis que la retenue suivant un axe longitudinal orienté vers l’arrière est assurée par la coopération en butée des branches distales avant 126A des crochets 126 contre ce même tronçon interne 114A de la paroi d’attache 114.
La retenue suivant un axe vertical orienté vers le haut est assurée par la coopération en butée de la branche proximale 126 B du crochet 126 supérieur de la bride 122 contre le tronçon externe 114B de la paroi d’attache 114 de l’entretoise 113, tandis que la retenue suivant un axe vertical orienté vers le bas est assurée par la coopération en butée de la branche proximale 126 B du crochet 126 inférieur de la bride 122 contre ce même tronçon externe 114B de la paroi d’attache 114.
- un organe de dosage avantageusement relié à la chambre de combustion,
- un accumulateur d’hydrogène agencé entre l’organe de pressurisation et l’organe de dosage,
- un premier régulateur apte à commander l’organe de pressurisation en fonction d’une pression d’hydrogène dans l’accumulateur d’hydrogène et d’une consigne de pression d’hydrogène dans l’accumulateur d’hydrogène, et
- un deuxième régulateur apte à commander l’organe de dosage en fonction d’un débit d’hydrogène injecté dans la chambre de combustion et d’une consigne de débit d’hydrogène à injecter dans la chambre de combustion.
L’accumulateur d’hydrogène permet de découpler les dynamiques de la partie amont du système d’alimentation en hydrogène de la partie aval du système d’alimentation en hydrogène.
Il est alors possible de découpler les logiques de contrôle respectives de la partie amont et de la partie aval du système d’alimentation en hydrogène de la turbomachine.
Selon une caractéristique préférée, le premier régulateur commande le fonctionnement de l’organe de pressurisation en fonction d’une différence entre la pression d’hydrogène dans l’accumulateur d’hydrogène et la consigne de pression d’hydrogène dans l’accumulateur d’hydrogène.
Selon une caractéristique préférée, le deuxième régulateur commande le fonctionnement de l’organe de dosage en fonction d’une différence entre le débit d’hydrogène injecté dans la chambre de combustion et la consigne de débit d’hydrogène à injecter dans la chambre de combustion.
Selon une caractéristique préférée, le dispositif de régulation comporte en outre un circuit d’élaboration de consigne de pression apte à déterminer la consigne de pression d’hydrogène.
Selon une caractéristique préférée, le circuit d’élaboration de consigne de pression comprend une entrée reliée à un dispositif de contrôle-moteur de la turbomachine et une sortie reliée à un premier soustracteur destiné à calculer la différence entre la valeur de la pression d’hydrogène et la consigne de pression d’hydrogène.
Selon une caractéristique préférée, le circuit d’élaboration de consigne de pression comprend un module d’élaboration de pression aval apte à déterminer une pression d’hydrogène en aval de l’organe de dosage.
Selon une caractéristique préférée, le module d’élaboration de pression aval détermine la pression d’hydrogène en aval de l’organe de dosage à partir de la valeur de débit d’hydrogène injecté dans la chambre de combustion et d’une valeur de pression d’hydrogène dans la chambre de combustion.
Selon une caractéristique préférée, le circuit d’élaboration de consigne de pression comprend un module d’élaboration de consigne stabilisée apte à déterminer une consigne stabilisée de pression d’hydrogène dans l’accumulateur d’hydrogène.
Selon une caractéristique préférée, le circuit d’élaboration de consigne de pression comprend un module de détermination d’avance de phase apte à définir une compensation d’un temps de réponse du premier régulateur en régime transitoire.
Selon une caractéristique préférée, l’organe de dosage assure un dosage sonique et/ou subsonique, en fonction de la consigne de pression de pression d’hydrogène.
EXEMPLES MATERIELS & METHODES Matériel biologique et conditions de croissance Les plants de Medicago truncatula Gaertn cv. Jemalong génotype A17 ont été cultivés sur milieu Long Aston comme décrit dans Delaux PM et al. (New Phytol. 2013 Jul ;199(1):59-65). Les plants d’ Arabidopsis thaliana Col-0 ont été cultivées en terre jusqu'à l'âge de 4 semaines dans une chambre de croissance (22/20°C, 16 h/8 h L/D, HR 80 %, ~ 75 µmol. m -2. s-1 ). Les graines de Barbarea vulgaris ont été stratifiées pendant 24h à 4°C avant d'être cultivées en pot dans une chambre de croissance. Les graines d' Amaranthus hypochondriacus , Glycine max et Solanum lycopersicum ont été semées sur pots et cultivées en chambre de croissance. Les plantes Nicotiana benthamiana et M. truncatula ont été cultivées comme décrit dans Combier JP et al. (Genes and Development. 22, 1549-1559, 2008). Les plantules ABRE-LUC ont été fournies par MR Knight (Arabidopsis. Plant Cell. 23, 4079-95, 2011). Les plants d’ Arabidopsis thaliana LUC ont été stérilisées et semées sur des plaques de 96 puits contenant 100 µL de milieu MS/2.
Peptides Les peptides de séquences SEQ ID NOs : 162 à 223 et 386 à 418 ont été synthétisés par Smart Biosciences et dissous à une concentration comprise de 2 à 10 mM dans l’eau, aliquotés et conservés à - 80°C.
Constructions plasmidiques Les plasmides ont été obtenus en utilisant la stratégie de clonage Golden Gate dans pCAMBIA220 modifié. La fusion translationnelle Mt-NSP1 (Medtr8g020840):GUS a été réalisée en utilisant 3183 pb du promoteur NSP1 et 3180 pb de la section post CDS de NSP1 . Les expressions dans les feuilles de N. benthamiana ont été réalisées en utilisant le promoteur 35S.
Transformation des plantes Les transformations des feuilles de Nicotiana benthamiana ont été réalisées selon Combier JP et al. (Genes and Development. 22, 1549-1559, 2008).
Analyse de l’expression génique La quantification des ARNm a été réalisée par qRT-PCR en utilisant les couples de primers adéquat choisis parmi les séquences : SEQ ID NOs : 367 à 374. Les niveaux d’expression pour les contrôles ont été fixés à 100. Les primers utilisés pour les tests sur A. euteiches sont décrit dans Camborde et al. (New Phytol. 233:2232-2248. 2022).
Essais de pathogénicité Des feuilles d’ A. thaliana de type sauvage ( wild-type ) ou mutant ont été pulvérisées quotidiennement avec 100 μM de peptide ou 100 μM de la version scramble correspondante pendant 3 jours. Six heures après le dernier traitement, cinq feuilles matures par plante ont été inoculées avec une gouttelette de 5 μL de 2,5×10 5 spores/mL de la souche B05.10 de Botrytis cinerea diluée dans 100 μM de peptide ou de sa version scramble correspondante. Après inoculation, les plantes ont été maintenues dans une humidité relative de 100 %. Ensuite, une gouttelette de 2 μL de 100 μM de peptide ou de 100 μM de la version scramble correspondante a été déposée quotidiennement sur les feuilles infectées par B. cinerea pendant 3 jours (jusqu’à l’apparition des symptômes). Les feuilles ont été prélevées des plantes pour déterminer les zones de lésions en utilisant le programme ImageJ. Pour la tomate, le protocole a été le même sauf que l'inoculation a été effectuée avec 5 000 spores de B. cinerea , sans peptide. Les peptides ont été ajoutés 1h après l'inoculation (1 µL de 500 µM) et chaque jour pendant deux jours avec 5 µL de 100 µM de peptide. Pour l’infection de M. truncatula avec A. euteiches , les plantes ont été cultivées sur un milieu d’agar et traitées avec 10 µL de 100 µM de peptides, 24 h avant, et 24 h et 72h après l’infection avec 10 µL (1000 spores) de spores d’ A. euteiches . Les plants sont récoltés 7 jours après l’inoculation pour l’extraction d’ARN.
Traitements avec les cPEP Les plants de N. benthamiana ont été traitées par pulvérisation des feuilles 24 h avant la récolte. Pour les tests Luc, 100 µL de milieu liquide MS/2 contenant les peptides ont été ajoutés à chaque puits. 5 µL de luciférine ont été ajoutés et l'activité luciférase a été lue 30 minutes plus tard à l'aide d'un spectrophotomètre. Tous les autres essais ont été réalisés en pulvérisant ou en arrosant les plantes. Pour quantifier le niveau de protéine induit par les cPEPs dans Arabidopsis , les rosettes ont été pulvérisées chaque jour avec 100 µM de peptide ou son contrôle pendant 5 jours. Les feuilles ont été récoltées 6 heures après le dernier traitement pour des analyses par western blot. En ce qui concerne le test de floraison et le contenu en chlorophylle, des plantes d' Arabidopsis âgées de 10 jours ont été pulvérisées avec 500 µL de 10 µM de peptide, trois fois par semaine jusqu'à la floraison. La teneur en chlorophylle a été mesurée avec le chlorophylomètre SPAD (Konica Minolta). La surface foliaire a été mesurée à l'aide du logiciel ImageJ. Les plantules de Barbarea vulgaris et A. hypochondriacus ont été traitées juste après le semis et 3 fois par semaine avec 500 µL d'un mélange de 20 µM de chaque peptide. Pour le western blot, un choc thermique a été réalisé en plaçant des plants de 20 jours cultivés dans des plaques à 24 puits sur du MS/2, 90 min à 37 °C avant de les récolter. Les plants ont été traités avec 100 µM de peptide pendant 24 h. Pour le test de résistance au choc thermique sur A. thaliana , des plantules de 3 jours ont été traitées pendant trois jours avec 100 µM de peptide avant de placer les plantes à 45 °C pendant 45 min. Les plants ont été placés dans une chambre de croissance pour récupérer et traités 24 h après le choc thermique avec 100 µM de peptide. Pour le choc thermique du soja, des plantules d'une semaine ont été traitées 48 h, 24 h et 30 min avant d'être placées à 45 °C pendant 24 h. Pour la croissance du soja, les jeunes plants ont été traités 3 fois par semaine pendant deux semaines avec 500 µL de 100 µM de peptides.
Extraction des protéines et analyses Western blot Les protéines totales des plants d’ Arabidopsis ont été extraites selon Ormancey et al . (Plant Sci. 2019 Mar ;280:12-17). Les analyses Western blot ont été réalisées selon Combier et al . (Genes Dev. 2008 Jun 1 ;22(11):1549-59). Les niveaux de protéines ont été normalisés par rapport à la coloration Ponceau. Les anticorps ont été acquis auprès d’Agrisera et Sigma.
Transcription/traduction in vitro Le système d’expression de protéines de germe de blé à haut rendement TnT ® SP6 (Promega) a été utilisé selon les instructions du fabricant. La séquence LUC a été amplifiée à l’aide de la polymérase GoTaq ® (Promega), les cPEP ou leurs versions Scramble correspondantes ont été ajoutés juste avant le début de la réaction. La réaction a été arrêtée après 60 min, après quoi l’activité LUC a été mesurée avec un spectrophotomètre à plaque (Perkin-Elmer Victor Nivo).
Traitement au cycloheximide Les plants de Arabidopsis thaliana comprenant la construction LUC ont été traitées en infiltrant les feuilles avec une solution de peptide avec ou sans cycloheximide (200 μg.mL -1 ) dans un milieu MS/2, 24 h avant la récolte pour le test LUC.
Immunoprécipitation de l’ARN La co-immunoprécipitation de l'ARN a été adaptée de Merret et al . (Plant Physiol. 174:1216-1225. 2017). 400 mg de poudre de tissu ont été incubés dans 3 mL de tampon de lyse (200 mM Tris, pH 9,0, 110 mM acétate de potassium, 0,5% Triton X-100, 0,1% Tween ® 20, 5 mM DTT, 1,5% inhibiteur de protéase et 80 unités.ml-1 RNasin). Le lysat a été incubé sur la glace pendant 10 minutes, puis centrifugé à 16 000g pendant 10 minutes à 4°C. 1,5 mL d'extrait brut a été incubé avec 25 μL de billes magnétiques anti-HA (Thermo Scientific) pendant 1,5 h à 4°C sous rotation. Après liaison, les billes ont été lavées cinq fois avec 0,75 mL de tampon de lyse. L'élution a été réalisée avec 200 μL de guanidium 8 M pendant 5 minutes sur glace et précipitée pendant la nuit avec 300 μL d'éthanol à 100 %. Après centrifugation (16 000g, 45 min, 4°C), les culots ont été remis en suspension dans 200 μL de réactif Monarch de protection ADN/ARN (New England Biolabs) et l'ARN a été extrait selon les instructions du fabricant et concentré dans 10 μL à l'aide du kit de nettoyage ARN Monarch ® (New England Biolabs). 300 μL de fractions d'entrée et de fractions non liées ont été conservés et l'ARN a été extrait comme décrit ci-dessus. La transcription inverse a été réalisée sur 10 μL d'éluat ou 500 ng d'entrée/sans liaison en utilisant le kit Superscript ® IV (Thermo Scientific). L'amplification par PCR a été réalisée sur 1 μL d'ADNc avec des amorces spécifiques.
Analyse FRET FLIM, préparation d’échantillon de feuilles pour les tests
Les échantillons ont été préparé sur la base des protocoles de Camborde et al (Nat Protoc. 12:1933-1950. 2017). Brièvement, la souche Agrobacterium tumefaciens GV3101pmp90 portant les plasmides 35S-NSP1 ou 35S-NSP1ΔORF ont été utilisés pour infiltrer les feuilles de N. benthamiana . Les disques agro-infiltrés d'au moins trois feuilles différentes ont été fixés après 48 heures par infiltration sous vide d'une solution de fixation de paraformaldéhyde à 4 % (p/v), suivie d'une étape de perméabilisation à l'aide d'un traitement à la protéinase K. Après des lavages, la coloration des acides nucléiques a été réalisée par infiltration sous vide d'une solution de Sytox Orange 5µM (Invitrogen). Ensuite, les disques ont été lavés et montés sur TBS avant les mesures FLIM des noyaux.
Analyse FRET FLIM, préparation des échantillons de feuilles de cPEP pour les expériences FRET-FLIM
Les plasmides 35s-NSP1 ou 35s-NSP1ΔcPEP ont été transformés dans la souche pmp90 de A. tumefaciens GV3101 et agro-infiltrés dans des feuilles de N. benthamiana. 40h plus tard, une solution de 10µM de cPEP-FAM a été infiltrée dans les mêmes feuilles et les plantes ont été incubées pendant 3h. Ensuite, les disques foliaires ont été fixés et traités comme décrit dans Camborde et al (Nat Protoc. 12:1933-1950. 2017), puis lavés et montés sur TBS avant les mesures de FLIM cytoplasmique.
Analyse FRET FLIM, acquisition de données TCSPC-FLIM
Au sens de l’invention, on entend par « cires » des composés lipophiles, solides à température ambiante (25°C) et à pression atmosphérique (760 mm Hg), à changement d’état solide/liquide réversible, ayant un point de fusion supérieur ou égale à 40 °C pouvant aller jusqu’à 120°C.
Sont plus particulièrement concernées les cires décrites dans le document Ullmann’s Encyclopedia of Industrial Chemistry 2015, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA.
A titre d’exemple de cires végétales, on peut citer la cire de carnauba, la cire de candelilla, la cire d’ouricuri, la cire de canne à sucre, les cires de jojoba, la cire de Trithrinax campestris, la cire de raphia, la cire d’alfalfa, la cire extraite du sapin de Douglas, les cires de tournesol, la cire de sisal, la cire de lin, la cire de coton, la cire du dammar Batavia, la cire de céréale, la cire de thé, la cire de café, la cire de riz, la cire des palmiers, la cire du Japon, leurs mélanges et leurs dérivés.
A titre de cire particulière, on peut citer le mélange de cires de jojoba et de cire de graine de tournesol de nom INCI : JOJOBA ESTERS (and) HELIANTHUS ANNUUS (SUNFLOWER) SEED WAX (and) POLYGLYCERIN-3 (and) TOCOPHEROL tel que le produit commercial DEFINICIRE® vendu par la société GATEFOSSE.
Selon une forme préférée, la composition de l’invention comprend au moins une cire végétale naturelle choisie parmi les cires de riz, les cires de carnauba, les cires de jojoba, les cires de tournesol et leurs mélanges.
Selon une forme particulièrement préférée, la quantité de cire(s) présente(s) dans la composition de l’invention varie, de préférence à des teneurs allant de 1 à 50% en poids, de préférence de 10 à 40% en poids par rapport au poids total de ladite composition.
Matières colorantes pulvérulentes Selon un mode de réalisation préférentiel, la composition selon l’invention comprend au moins une matière colorante pulvérulente.