INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Observation microscopique
Un volume de 0.5 ml d’une culture sur milieu BA (Basal anaerobic) décrit par Bu et al., (référence 1) puis modifié, ont été prélevés puis fixés avec une solution de formaldéhyde (2%, concentration finale). Les cellules ont ensuite été culottées par centrifugation à 18000 g (20 min, 14°C) sur des grilles en cuivre de 400 mailles recouvertes de carbone (Formvar, Pelanne Instruments, France) puis contrastées par immersion dans 20 µL d’acétate d’uranyle à 2%. Après rinçage à l’eau distillée et séchage sur papier absorbant, les observations ont été réalisées au microscope électronique à transmission (MET) JEOL 2100 plus (Akishikma, Tokyo, Japon, Plateforme UCA Partner CYSTEM) équipé d'une caméra Gatan CMOS RIO 9 (Gatan Ametek, Pleasanton, USA) à une tension d'accélération de 80 kV. Les échantillons issus des supports de culture ont été fixés avec une solution comprenant du glutaraldéhyde à 2.5% et du rouge de ruthénium à 0.15%, en tampon cacodylate de sodium 0.2M, pH 7.4 pendant une nuit à 4°C. Après rinçage dans le même tampon (3x10min), ils sont post-fixés 1h à température ambiance avec de l'acide osmique à 1% en tampon cacodylate de sodium 0.2M, pH 7.4. Puis les échantillons sont rincés à l'eau distillée pendant 20 minutes et déshydratés par des bains d'éthanol de degré croissant (25° à 100°), 10 minutes/bains. La dernière étape de déshydratation s'effectue avec un mélange V/V éthanol 100°/ hexaméthyldisilazane pendant 10 minutes puis hexaméthyldisilazane pur (évaporation la nuit sous sorbonne). Les échantillons sont ensuite déposés sur un plot métallique à l'aide d'un scotch carbone double face. Une métallisation au chrome (5nm) est effectuée avec le métalliseur Quorum Q150 TES Plus. Les observations sont réalisées à l'aide du microscope électronique à balayage Hitachi Regulus 8230 à une tension d’accélération de 1kV et avec le détecteur d’électrons secondaires.
Exemple 1 : Evaluation de la tolérance de la souche Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405 à une exposition au dioxygène (O 2 )
La simplification d’un consortium issu d’une unité de méthanisation (Ennezat, 63) par sélection des micro-organismes hydrogénotrophes a permis l’isolement d’une nouvelle souche méthanogène surproductrice de méthane.
Pour isoler la souche archéenne ayant la teneur la plus élevée dans le bioréacteur, un échantillon de 50 mL du consortium issu d’une unité de méthanisation (Ennezat, 63) est prélevé en conditions stériles et anaérobies. Après une incubation de 72 heures à 55°C (température du bioréacteur), un repiquage est réalisé dans un milieu BA modifié (inoculation à 10% : 0.5 mL d’inoculum dans 5 mL de milieu de culture). Des dilutions sérielles (de 10-1 à 10-10) sont effectuées en respectant les conditions physicochimiques du bioréacteur (55°C, 1,5 bar et pH=7,5). Le tube de la dernière dilution positive (turbidité et production de CH 4 ) sert d’inoculum pour ensemencer la série suivante. La croissance est suivie par spectrophotométrie (Cell Density Meter, Fisherbrand) et le dosage des gaz par micro-chromatographie (analyseur Agilent, Technologies 3000A®) équipé de deux modules de séparation et d'un détecteur de conductivité thermique (TCD). Le module A équipé d’un tamis moléculaire 5Å permet de séparer l’hydrogène, l’azote, l’oxygène et le méthane, sous flux d’argon. Le module B équipé d’une colonne PoraPlot U (Agilent) permet la séparation du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène, sous flux d’hydrogène, en phase gazeuse. Un isolement sur milieu solide est réalisé ensuite en adoptant la méthode de Roll-tube (Hungate,1969). Pour cela, 0,1 g d’agar-agar (BactoTM Agar) sont ajoutés à 5 mL de milieu BA modifié (tube Hungate), sous flux de N 2 , puis autoclavés. Le milieu gélosé est ensuite liquéfié dans un bain-marie à 100°C, puis placé à 45°C dans le but de ralentir sa gélification. Après inoculation par la dernière série de dilution positive en milieu de culture, le milieu gélosé est disposé uniformément en une couche fine sur la face interne du tube grâce au mouvement rotatif du tube Spinner et en se servant d’un glaçon sur la face externe pour solidifier le milieu. Les tubes sont ensuite incubés à 55°C pendant 168 heures en position verticale pour éviter la contamination des colonies du fait de la condensation. Les tubes montrant la présence d’une entité mère de microorganisme (colonie), visible à l’œil nu, comprenant un grand nombre de micro-organismes identiques, et une production de CH 4 , sont ouverts dans une chambre anaérobie à atmosphère contrôlée (pression atmosphérique) pour prélever des colonies à l’aide d’une pipette Pasteur stérile. Les colonies sont remises en suspension dans 5 mL de milieu de culture. La pureté des cultures liquides est confirmée en réalisant plusieurs dilutions sérielles successives (10-1 à 10-5) et des vérifications au microscope optique (Labophot, Nikon). Des analyses peuvent être réalisées sur la souche ainsi isolée.
Tableau 1 : Influence de l’exposition au dioxygène sur la croissance et l’activité métabolique de l’isolat Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 - Jour 0 Jour 5 Jour 10 - H 2 CO 2 CH 4 H 2 CO 2 CH 4 H 2 CO 2 CH 4 0 mn 79.12 +/-2.14 20.14 +/-1.34 0 0.12 +/-2.64 1.65 +/-2.45 53.64 +/-5.14 0 +/0.14 1.2 +/-0.87 53.47 +/3.45 1 mn 80.14 +/-1.84 19.14 +/-0.39 0 0.34 +/0.27 0.57 +/-1.23 55.64 +/-3.14 0.08 +/-0.4 0.15 +/-1.45 56.20 +/5.34 10 mn 79.64 +/-2.54 21.14 +/-2.64 0 0.47 +/3.12 2.64 +/-0.14 60.45 +/-2.47 0.12 +/0.24 1.34 +/-1.47 61.24 +/7.94 30 mn 81.34 +/-0.64 19.54 +/-1.45 0 1.25 +/3.45 0.14 +/-1.45 51.85 +/-4.37 0.34 +/0.51 0.18 +/-2.45 52.31 +/2.47 60 mn 77.18 +/-2.45 20.34 +/-0.47 0 0.45 +/1.41 3.34 +/-1.45 50.14 +/-6.37 0.04 +/0.12 0.16 +/-1.22 51.34 +/3.08 180 mn 80.35 +/-1.86 19.37 +/-1.84 0 11.57 +/4.15 5.61 +/-1.89 41.18 +/-3.14 0.51 +/0.41 1.2 +/-0.46 53.64 +/2.54
Il apparait que l’exposition au dioxygène selon la méthode décrite précédemment n’a pas eu d’effet significatif sur la croissance et les activités hydrogénotrophe et méthanogène de la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 entre 0 et 60 min d’exposition. Un faible retard de croissance est observé après 180 min d’exposition au dioxygène (Tableau 1). La performance méthanogène de la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 n’étant pas ou peu affectée par l’exposition à l’oxygène et donc l’air, les différentes modalités de passage de l’étape a) à l’étape b) peuvent être réalisées dans des conditions non anaérobie sans impact sur les étapes c), d) et e).
Exemple 2 : Evaluation du catalyseur de méthanation issu de l’étape a) du procédé selon l’invention
Le procédé de production de méthane ex-situ mis en œuvre comprend l’étape suivante : a) mise en contact d’un consortium, d’un support de culture en biochips de polyéthylène et d’un milieu de culture.
Le consortium issu d’une unité de méthanisation (Ennezat, 63) est prélevé à partir de la cuve de méthanisation. L’échantillon liquide ou digestat est tamisé (5 mm) afin de retirer les solides > 5 mm et congelé.
Le milieu de culture utilisé est dérivé du milieu BA décrit par Bu et al., 2018 et sa composition est décrite dans le tableau 2. Le milieu de culture est ajusté à pH 7.5 avec une solution de NaOH 3 M.
Tableau 2 : Liste des composés du milieu BA modifié. Composé Concentration (g/L) NH 4 Cl 1.00 NaCl 0.10 MgCl 2 ·6H 2 O 0.10 CaCl 2 ·2H 2 O 0.05 Na 2 S 9H 2 O 1.0 K 2 HPO 4 ·3H 2 O 0.40 Resazurin 0.0005 L-Cystéine 0.5 FeCl 2 ·4H 2 O 0.002000 H 3 BO 3 0.000050 ZnCl 2 0.000050 CuCl 2 ·2H 2 O 0.000038 MnCl 2 4H 2 O 0.000050 (NH 4 ) 6 Mo 7 O 24 ·4H 2 O 0.000050 AlCl 3 0.000050 CoCl 2 ·6H 2 O 0.000050 NiCl 2 ·6H 2 O 0.000092 EDTA 0.000500 Na 2 SeO 3 ·5H 2 O 0.000100 Biotin 0.00000200 Folic acid 0.00000200 Pyridoxal HCl 0.00001000 Thiamine HCl 0.00000500 Riboflavin 0.00000500 Nicotinic acid 0.00000500 Ca-D-pantotheinate 0.00000500 Cyanocobalamin 0.00000010 P-aminobenzoic acid 0.00000500 Thioctic acid 0.00000500
La cinétique de colonisation des supports de biochips en polyéthylène par Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 est suivie par imagerie MEB (FEG SEM, Hitachi Regulus 8230). Le processus débute lorsque les microbes associés à la surface passent d'un mode d'attachement réversible (pouvant être décroché sans remise en cause de l’intégrité) à un mode d'attachement irréversible, suivi de l'agrégation des cellules et de leur prolifération ultérieure. Les cellules du biofilm sont enfermées dans une matrice de polymères de type EPS (substances polymériques extracellulaires). L’observation au MEB permet de visualiser les grains d’EPS, la matrice, les cellules ainsi que des structures filaires appelés fibraeum .
Les figures 4, 5 et 6 illustrent que la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 se développe au cours du temps lorsqu’elle est mise en présence d’un support de culture en biochips de polyéthylène.
De plus, il apparait que la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 se développe plus efficacement lorsqu’elle est mise en présence d’un support de culture selon l’invention en présence de dihydrogène et de dioxyde de carbone. En effet, la densité optique des échantillons au cours du temps est inférieure dans le cas où un support de culture est présent ( ).
Brève description des figures La représente un dispositif 1 pour la production de méthane selon la présente invention comprenant : - un bioréacteur gaz/liquide 11 comprenant une cuve 12, une entrée de gaz 13, une sortie de gaz 14, une entrée de liquide 15 et une sortie de liquide 16, au moins un micro-organisme méthanogène 121 fixé sur un support de culture 122, un milieu de culture 123 , un moyen d’injection de gaz 17, un moyen de récupération de gaz 19 et une boucle de recirculation de liquide 24, reliée à l’entrée de liquide 15 et à la sortie de liquide 16, comprenant une pompe 23 et un moyen d’injection de liquide 18 permettant d’injecter ladite phase liquide continue 123 dans le bioréacteur gaz/liquide 11 - deux sources de gaz entrants reliées par deux vannes 21 au moyen d’injection de gaz 17 ; - un chromatographe 22 relié par une vanne 21 au moyen de récupération 19; - un moyen de purge 20 relié à la boucle de recirculation 24 et comprenant une vanne 21.
La représente l’évolution au cours du temps de la croissance des bactéries et archées en bioréacteur agité, en absence (■ sans support) ou en présence de supports de culture en polyéthylène à un taux de remplissage faible (● TR_faible) ou élevé (▲ TR_élevé), en présence du milieu BA basal modifié 100 RPM et à 55°C, avec supplémentation en H 2 et CO 2 .
La représente l’évolution du nombre total d’archées et de bactéries en absence (sans support, gauche) ou en présence de supports de culture à un taux de remplissage faible (TR_faible, centre) ou élevé (TR_élevé, droite) de supports de culture en polyéthylène. La culture en bioréacteur agité est réalisée en présence du milieu BA basal modifié, à 100 RPM et à 55°C, avec supplémentation en H 2 et CO 2 .
La représente une image d’un catalyseur de méthanation en biochips de polyéthylène prise au MEB à 0 jours de croissance de Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405, en milieu BA modifié, à 55°C avec supplémentation en H 2 et CO 2 .
La représente une image d’un catalyseur de méthanation en biochips de polyéthylène prise au MEB à 14 jours de croissance de Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405, en milieu BA modifié, à 55°C avec supplémentation en H 2 et CO 2 .
La représente une image d’un catalyseur de méthanation en biochips de polyéthylène prise au MEB à 34 jours de croissance de Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405, en milieu BA modifié, à 55°C avec supplémentation en H 2 et CO 2 .
EXEMPLES D’autres avantages, buts et caractéristiques particulières de la présente invention ressortiront des exemples qui vont suivre, faits dans un but explicatif et nullement limitatif.
Dans les exemples qui vont suivre, les différents paramètres ont été mesurés par les techniques ci-après détaillées :
Mesure de la tolérance du au moins un micro-organisme méthanogène à une exposition au dioxygène (O 2 )
Plusieurs expositions à l’air libre d’une durée de 1 min, 10 min, 30 min, 60 min et 180 min sont réalisées dans l’enceinte d’une hotte à flux laminaire (PSM II Cytosafe, Faster).
Pour chaque durée d’exposition, trois flacons contenant 30 mL de milieu de culture comprenant le au moins un microorganisme méthanogène sont inoculés avec 3 mL d’un milieu de culture comprenant au moins un microorganisme méthanogène en phase exponentielle de croissance. Pour rétablir l’anaérobiose, l’O 2 est éliminé en purgeant les flacons avec le mélange H 2 /CO 2 , la pression est ensuite ajustée à 1,5 bar. Les cultures sont incubées à 55°C pendant 10 jours. La capacité à croitre de nouveau après exposition à l’O 2 est suivie par le dosage du CH 4 et par spectrophotométrie (Cell Density Meter, Fisherbrand).
Mesure de la composition de la phase gaz
La composition de la phase gaz est analysée en continue par chromatographie gazeuse (analyseur Agilent, Technologies 3000A®) équipé de deux modules de séparation et d'un détecteur de conductivité thermique (TCD). Le module A équipé d’un tamis moléculaire 5Å permet de séparer l’hydrogène, l’azote, l’oxygène et le méthane, sous flux d’argon. Le module B équipé d’une colonne PoraPlot U (Agilent) permet la séparation du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène, sous flux d’hydrogène. Un filtre hydrophobe est placé en entrée d’analyseur afin de le protéger de l’humidité. Les analyses gaz du bioréacteur sont réalisées toutes les heures.
Mesure da la teneur en métabolites et acides organiques
La teneur en métabolites et acides organiques est analysée par chromatographie liquide (HPLC Agilent Technologies, 1260 Infinity). La séparation est assurée par deux colonnes d’exclusion ionique (Rezex ROA 300x7, 8 nm, Phenomenex, USA) montées en série et chauffées à 50°C. Le détecteur utilisé pour identifier les différents composés est un réfractomètre (HP série 1100). La phase liquide est constituée d’une solution d’acide sulfurique (2 mM) circulant à un débit de 0,7 mL/min. Avant injection, les échantillons sont déprotéinisés. Un volume de 1 mL d’échantillon de culture est mélangé à 125 μL de Ba(OH) 2 8H 2 O (0,3 M) et 125 μl de ZnSO 7H 2 O (5% p/v) et centrifugé (5 min ; 10 000 g). Le surnageant est ensuite filtré à 0,22 μm et transféré dans un vial d’HPLC conservé à 4°C avant injection.
Mesure de la croissance des microorganismes
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre une boucle de recirculation des gaz de la partie supérieure du bioréacteur 11 vers la partie inférieure.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un mélangeur des gaz recirculés avec les gaz entrants.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un ensemble de sondes permettant la vérification de la concentration d’un gaz entrant, le potentiel redox ou le pH dans le milieu de culture 123 (directement dans le bioréacteur 11). La sonde permettant la mesure du pH permet avantageusement de mesurer la température.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre des bouteilles de gaz permettant l’approvisionnement en gaz entrants. Les bouteilles peuvent être reliées au moyen d’injection des gaz 17. Le moyen d’injection des gaz 17 peut comprendre en outre un mélangeur, de sorte à contrôler le ratio CO 2 /H 2 des gaz entrants. Ledit mélangeur peut être identique ou différent du mélangeur des gaz recirculés avec les gaz entrants.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un ensemble de débitmètres, de préférence des débitmètres massiques. Lesdits débitmètres massiques permettent l’ajustement des débits d’entrée des gaz entrants.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un compteur de gaz.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un moyen de prélèvement. Ledit moyen de prélèvement permet de prélever des échantillons de liquide pour l’analyse des composés et suivre l’avancement du procédé, par exemple.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un moyen de prélèvement d’échantillon de la composition du mélange de gaz sortant pour l’analyse des composés.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un ensemble de vannes.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un système de régulation de pH.
Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un sous-dispositif logé à l’intérieur de la cuve de sorte à le compartimenter à l’aide de grille. De préférence, le sous-dispositif est présent dans le cas où plusieurs supports de culture de nature différente sont utilisés.
L’invention se rapporte encore à un kit, ledit kit une fois assemblé permettant d’obtenir le dispositif 1 selon l’invention, comprenant : - un support 122 ; - au moins un micro-organisme méthanogène 123 ; - optionnellement un bioréacteur gaz/liquide 11 ; - optionnellement un moyen d’injection de gaz 17 ; - optionnellement un moyen d’injection de liquide 18 ; - optionnellement un moyen de récupération 19.
L’invention se rapporte encore à un catalyseur de méthanation comprenant un support 122 obtenu à l’étape a) du procédé selon l’invention. Le catalyseur comprend au moins un microorganisme méthanogène 123 fixé sur un support 122.
Un autre objet de la présente invention se rapporte à l’utilisation de la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 pour la production de méthane.
Un autre objet de la présente invention se rapporte à l’utilisation de la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 pour la mise en œuvre d’un procédé de biométhanation.
D’autres avantages apparaîtront encore à la lumière des exemples qui suivent, donnés à titre illustratif et non limitatifs, en référence aux figures annexées.
Le critère représentatif de la quantité insuffisante de liquide est préalablement déterminé au cours d’une phase d’apprentissage. Il peut s’agir : d’un seuil de puissance spectrale, dans une bande de fréquence prédéterminée ; d’un seuil de variation de la puissance spectrale dans une bande de fréquence prédéterminée, et durant une période temporelle déterminée ; d’un seuil d’intensité du son ou d’un seuil de variation de l’intensité du son.
Selon une possibilité, le traitement du son résultant du microphone est effectué par un algorithme d’intelligence artificielle à apprentissage supervisé, comme décrit par la suite en lien avec la . Le critère est donc « implicite », au sens où il est pris en compte dans le paramétrage de l’algorithme. La sortie de l’algorithme peut être une détection ou une non détection d’un défaut de remplissage du réservoir.
La représente un spectrogramme de sons enregistrés au cours d’un essai durant duquel un utilisateur a utilisé un nébuliseur relié à un masque facial. Au cours de l’essai, une quantité suffisante de liquide était présente dans le réservoir.
L’axe des abscisses correspond au temps (unité : seconde). L’axe des ordonnées correspond à la fréquence (Hz). Le niveau de gris correspond à la puissance spectrale.
Sur la , on observe que dans une bande de fréquence comprise entre 3000 Hz et 20000 Hz, la puissance spectrale est relativement stable. Cela signifie que l’intensité du signal acoustique par le nébuliseur est relativement stable dans le temps dans cette bande de fréquence.
La représente un spectrogramme de sons enregistrés au cours d’un essai similaire au précédent, lorsque la quantité de liquide dans le réservoir était insuffisante. Les axes des abscisses et des ordonnées, ainsi que les niveaux de gris, sont similaires à ceux de la . On observe que dans la bande de fréquence de 3000 Hz- 20000 Hz précédemment citée, la puissance spectrale subit des variations, en particulier entre 3000 Hz et 8000 Hz. Dans cette plage de fréquence, on observe des variations de la puissance spectrale en fonction du temps. Ces variations apparaissent, sur la , sous la forme de traits verticaux sombres. Ainsi, sur une période temporelle Δt prédéterminée, une variation de la puissance spectrale, supérieure à un seuil de variation prédéfini, est détectée. La période temporelle Δt est par exemple de 1 seconde. Chaque puissance spectrale peut être mesurée selon une fréquence d’échantillonnage de 0.1 s.
Le seuil de variation, la bande de fréquence et la période temporelle peuvent être ajustés au cours d’une période d’apprentissage. On comprend que le seuil de variation et la bande spectrale sont à ajuster en fonction du type de nébuliseur ou du type de microphone utilisé.
Ainsi, selon cet exemple, on extrait à chaque instant une caractéristique du son produit par le nébuliseur, la caractéristique étant ici une variation d’une puissance spectrale au cours d’une période temporelle comportant ledit instant. La caractéristique extraite est comparée à un critère, ce dernier étant le seuil de variation précédemment évoqué. En fonction de la comparaison, une quantité insuffisante de liquide dans le réservoir est détectée ou non.
Selon une variante, un critère formant un seuil de puissance spectrale peut être établi, pour une ou plusieurs fréquences supérieures à 3000 Hz. Lorsqu’à au moins une desdites fréquences, la puissance spectrale mesurée est inférieure au seuil, un défaut de remplissage peut être détecté. Le procédé est plus robuste en considérant simultanément différentes bandes spectrales.
Sur les figures 2A et 2B, le seuil de 3000 Hz a été représenté par une ligne en pointillés.
La montre les principales étapes du traitement des sons mis en œuvre par l’unité de traitement. au cours d’une étape 100, l’unité de traitement 3 reçoit le son détecté par le microphone ; au cours d’une étape 110, l’unité de traitement 3 effectue une extraction d’une ou plusieurs caractéristiques du son détecté; au cours d’une étape 120, l’unité de traitement 3 prend en compte un critère, préalablement déterminé au cours d’une phase d’apprentissage 90. La phase d’apprentissage consiste à effectuer des essais pour un type de nébuliseur, avec un des niveaux de remplissage suffisants et insuffisants, de façon à déterminer le ou les critères correspondant à un niveau de remplissage insuffisant. au cours d’une étape 130, l’unité de traitement 3 détecte un niveau de remplissage insuffisant lorsque au moins une caractéristique extraite, ou lorsque chaque caractéristique extraite, correspond à un critère défini au cours de l’étape 120. En cas de détection d’une quantité insuffisante de liquide, un signal d’alarme peut être généré, de façon à alerter l’utilisateur ou une équipe de surveillance de l’utilisateur.
Selon une possibilité, la quantité insuffisante de remplissage est détectée en mettant en œuvre un algorithme d’intelligence artificielle à apprentissage supervisé, par exemple un réseau de neurones. L’algorithme est alimenté par soit par le son enregistré par le microphone, soit par des caractéristiques du son préalablement extraites.
La sortie de l’algorithme est une quantité, suffisante ou insuffisante, du remplissage. Le paramétrage de l’algorithme est effectué durant la phase d’apprentissage, en prenant en compte des sons enregistrés respectivement avec une quantité de liquide suffisante ou insuffisante. Selon un tel mode de réalisation, le critère est implicitement pris en compte dans l’algorithme. Les étapes 110 et 120 sont fusionnées en une même étape 110/120, qui correspond à la mise en œuvre de l’algorithme.
L’invention pourra être mise en œuvre pour la surveillance d’utilisateurs d’un nébuliseur, aussi bien dans un environnement médical qu’au domicile. Elle ne nécessite pas d’équipements encombrants ou coûteux, ce qui la rend particulièrement adaptée à une utilisation à domicile. Un autre avantage est que l’invention ne nécessite pas une instrumentation spécifique du nébuliseur, comme par exemple un détecteur de niveau de liquide dans le réservoir. L’invention s’applique à différents types de nébuliseurs, différents du nébuliseur pneumatique décrit en lien avec la . De préférence, l’invention implique une phase d’apprentissage pour chaque type de nébuliseur, de façon à affiner les caractéristiques sonores à extraire ainsi que le ou les critères à prendre en compte.