INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Il peut être avantageux, dans le cadre de la méthode d’évaluation de l’actif, de comparer le substitut cutané traité avec une référence. Dans un mode de réalisation préféré, la méthode d’évaluation de l’actif comprend donc une étape de comparaison de la concentration des dimères de pyrimidines mesurée à l’étape c) dans au moins un milieu de culture du substitut cutané avec une référence.
Cette référence peut être notamment la concentration des dimères de pyrimidines dans un substitut cutané qui n’a pas été mis en contact avec l’actif et/ou dans le milieu de culture de ce substitut cutané. Ce peut aussi être la concentration des dimères de pyrimidines dans le substitut cutané avant la mise en contact avec l’actif et/ou dans le milieu de culture de ce substitut cutané.
Dans ce cas, l’actif évalué possède un pouvoir photoprotecteur si la concentration de dimères de pyrimidines mesurée pour cet actif est inférieure ou égale à celle mesurée pour la référence.
Les termes « inférieur à » ou « diminué », tel qu'utilisés ici, signifient une moins grande quantité, par exemple, une quantité légèrement inférieure à la quantité d'origine, ou par exemple une quantité fortement réduite par rapport à la quantité d'origine, et notamment toutes les quantités dans l'intervalle. En variante, « diminution » peut faire référence à une quantité ou une activité qui est au moins 1 %, 2 %, 3 %, 4 %, 5 %, 6 %, 7 %, 8 %, 9 %, 10 %, 11 %, 12 %, 13 %, 14 %, 15 %, 16 %, 17 %, 18 %, 19 % ou 20 % de moins que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité diminuée est comparé, ou encore au moins 30 %, 40 %, 50 %, 60 %, 70 %, 80 %, 90 %, 100 %, 110 %, 120 %, 130 %, 140 %, 150 %, 160 %, 170 %, 180 %, 190 %, 200 %, 250 %, 300 %, 350 %, 400 %, 450 %, 500 %, 550 %, 600 %, 650 %, 700 %, 750 %, 800 %, 900 %, 950 %, 1 000 %, 1 100 %, 1 200 %, 1 300 %, 1 400 %, 1 500 %, 1 600 %, 1 700 %, 1 800 %, 1 900 % ou 2 000 % de moins que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité diminuée est comparé. Les termes « diminué », « plus petit que », et « réduit » sont utilisés ici de manière interchangeable.
La référence peut aussi consister en la concentration des dimères de pyrimidines dans un substitut cutané qui a été mis en contact avec un actif possédant une activité photoprotectrice avérée et/ou dans le milieu de culture de ce substitut cutané. Cet actif photoprotecteur est avantageusement un filtre solaire ou une combinaison de filtres solaires pouvant être formulé avec des excipients usuellement introduits dans une composition solaire.
Dans ce cas, l’actif évalué possède un pouvoir photoprotecteur si la concentration de dimères de pyrimidines mesurée pour cet actif est supérieure ou égale à celle mesurée pour la référence.
Les termes « supérieur à » ou « augmenté », tel qu’utilisés ici, signifient une plus grande quantité, par exemple, une quantité légèrement supérieure à la quantité d'origine, ou par exemple une quantité en grand excès par rapport à la quantité d'origine, et notamment toutes les quantités dans l'intervalle. En variante, « augmentation » peut faire référence à une quantité ou une activité qui est au moins 1 %, 2 %, 3 %, 4 %, 5 %, 6 %, 7 %, 8 %, 9 %, 10 %, 11 %, 12 %, 13 %, 14 %, 15 %, 16 %, 17 %, 18 %, 19 % ou 20 % de plus que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité accrue est comparé, ou encore au moins 30 %, 40 %, 50 %, 60 %, 70 %, 80 %, 90 %, 100 %, 110 %, 120 %, 130 %, 140 %, 150 %, 160 %, 170 %, 180 %, 190 %, 200 %, 250 %, 300 %, 350 %, 400 %, 450 %, 500 %, 550 %, 600 %, 650 %, 700 %, 750 %, 800 %, 900 %, 950 %, 1 000 %, 1 100 %, 1 200 %, 1 300 %, 1 400 %, 1 500 %, 1 600 %, 1 700 %, 1 800 %, 1 900 % ou 2 000 % de plus que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité accrue est comparé. Les termes « augmenté », « plus grand que », et « accru » sont utilisés ici de manière interchangeable.
Les valeurs sont les moyennes ± écart-types (n=6)
Photoproduit s d’ADN dans les explants de peau humaine normale
Des échantillons de peau humaine, sont fraichement obtenus après chirurgie mammaire sur des patientes en bonne santé. Ils sont utilisés pour préparer une série de biopsies ex-vivo de 1 cm cultivés à l’interface air/liquide sur des membranes placées dans des puits de plaques en cultures. Les explants sont exposés à des doses croissantes de SSL (2,75 ; 5,5 ; 11 J/cm²). Comme dans le protocole précédent, l’incubation est arrêtée à différents temps de post-irradiation (1, 24 et 96 heures) et les milieux sont collectés. Les inventeurs montrent que les fragments TT CPD et TT 64PP sont détectés après 24 et 96 heures post-irradiation, leur concentration dépend de la dose SSL appliquée. Aucun photoproduit n’est détecté 1 heure après l’irradiation, à l’exception d’une faible quantité de TT 64PP (0,02 ± 0,004 nM) pour 11 J/cm².
Photoproduit s d’ADN dans les épidermes reconstruits
Les épidermes reconstruits sont exposés à des doses croissantes de SSL (2,75 ; 5,5 ; 11 ; 16,5 J/cm²), les épidermes et les milieux à différents temps (6, 24, 48 et 72 heures) post-irradiation sont recueillis.
L’efficacité de réparation évaluée dans l’ADN nucléaire a des rendements d’élimination de 23 et 67% pour les fragments TT CPD et TT 64PP 72 heures après irradiation à 2,75 J/cm². Cependant, les photoproduits sont facilement détectés dans le milieu de culture même pour les plus faibles doses d’irradiation comme on le voit dans le tableau 3.
[Tableau 4] Concentration (exprimée en nM) de TT CPD et de TT 64PP dans le milieu de culture des épidermes reconstruits
TT CPD Temps post-UV (h) 2,75 J/cm² 5,5 J/cm² 11 J/cm² 16,5 J/cm² 6 0,27 ± 0,02 0,58 ± 0,04 - - 24 2,00 ± 0,22 2,94 ± 0,13 4,34 ± 0,32 5,47 ± 0,20 48 3,37 ± 0,17 3,86 ± 0,17 6,35 ± 0,37 7,52 ± 0,30 72 3,62 ± 0,19 4,72 ± 0,16 7,55 ± 0,41 9,69 ± 0,65 TT 64PP 2,75 J/cm² 5,5 J/cm² 11 J/cm² 16,5 J/cm² 6 0,20 ± 0,04 0,47 ± 0,06 - - 24 1,53 ± 0,39 2,15 ± 0,45 3,29 ± 0,75 3,92 ± 0,87 48 2,27 ± 0,50 2,82 ± 0,62 4,59 ± 1,07 5,42 ± 1,26 72 2,56 ± 0,58 3,43 ± 0,77 5,29 ± 1,24 7,22 ± 1,73
Les valeurs représentent les moyennes ± erreurs standards, n=9. Les échantillons à 6 heures n’étaient pas disponibles pour 2 et 3 MED.
Il est donc observé que la concentration des deux fragments TT CPD et TT 64PP augmente en fonction de la dose SSL appliquée et du temps post-irradiation.
Les inventeurs mettent clairement en évidence dans 3 modèles in vitro différents qu’il est possible de quantifier dans le milieu de culture, les produits de réparation de l’ADN libérés suite à une irradiation.
Produits de réparation de l’ADN et photoprotection
Dans cette nouvelle expérience, les inventeurs ont cherché à savoir si l’application d’un photoprotecteur (Formule A) permettait de réduire la concentration des photoproduits quantifiés dans le milieu de culture.
Le choix du modèle s’est porté sur les épidermes reconstruits. Les doses d’irradiation appliquées étaient de 5,5 et 16,5 J/cm².
L’application topique de 2 mg/cm² de Formule A est étalée au pinceau sur les épidermes reconstruits.
Les résultats de cette expérience sont résumés dans le tableau 4 ci-dessous.
Les solutions d'oligonucléotides purifiés par SPE ou d'ADN nucléaire extrait ont été hydrolysées par voie enzymatique en deux étapes comme décrit précédemment (Courdavault et al. Photochem Photobiol. 79:145-51, 2004). En bref, l'échantillon a d'abord été incubé pendant 2 h à pH 5,5 avec la nucléase P1, la phosphodiestérase II et la DNase II. Le pH a été élevé à 8 par addition de tampon Tris et l'hydrolyse a été reprise pendant 2h en présence de phosphatase alcaline et de phosphodiestérase I. La solution résultante a été filtrée à 0,2 µm et transférée dans des flacons HPLC. Des échantillons de contrôle qualité (QC) pour les analyses de milieu ont été préparés en mélangeant oligo-εdAdo (2,5 µL, 100 nM) à une solution d'oligo-UV (2,5 µL à 100 nM dans TT CPD et 52 nM dans TT 64PP). Le mélange a été lyophilisé et traité en utilisant le protocole appliqué aux échantillons de milieu purifiés par SPE.
Préparation de la courbe d'étalonnage Les échantillons pour la courbe d'étalonnage ont été préparés en mélangeant des volumes croissants (0, 1, 2 et 5 µL) d'un mélange de photoproduits TpT à 100 nM et d'une solution de εdAdo (0, 1, 2 et 5 µL à 100 nM) dans des flacons HPLC. Les échantillons ont ensuite été lyophilisés-et solubilisés dans 100 µL de la solution d'étalon interne isotopiquement marqué (50 nM de photoproduits [M+12] de TpT et 50 nM [ 15 N 5] - εdAdo. La même solution a été utilisée pour la solubilisation des-échantillons purifiés par SPE et du CQ. Pour les mesures dans l’ADN, les standards des photoproduits TT, TC et CT (0, 1, 2 et 5 µL à 100 nm) ont mélangés avec 50 nM de photoproduits [M+12] de TpT. La calibration est faite en étalon interne.
Spectrométrie de masse Le spectromètre de masse était un appareil 6500+ QTrap (SCIEX, Framingham, MA). Dans la première partie de l'analyse (9 min), il a été opéré en mode d'ionisation électrospray négatif pour la détection des photoproduits. Ensuite, la polarité a ensuite été changée en positive jusqu'à la fin de la course (20 min) pour la détection de εdAdo. Les paramètres de la source ont été optimisés pour atteindre le meilleur compromis pour les différents analytes. En mode négatif, la pression d'azote du gaz rideau, du gaz source d'ions 1 (nébulisation) et du gaz source d'ions 2 (gaz de gaine chauffé) ont été réglées à 45, 60 et 60 psi respectivement. Le gaz de collision a été réglé sur High. La tension d’ionisation électrospray était de-4300 V et la température de la source de 550°C. Le gaz d’exhaust (air) était réglé à 25 L min -1 . Le dwell time était de 50 ms pour toutes les transitions. Pour la détection en ionisation positive de εdAdo, le gaz rideau, le gaz source d'ions 1, le gaz source d'ions 2, le gaz de collision, la tension d’ionisation électrospray et la température de la source ont été réglés sur 45 psi, 60 psi, 60 psi, High, 5000 V et 550° C, respectivement. Au cours de cette période, le dwell time était de 400 ms. La détection a été faite en « multiple reaction monitoring » (MRM) dans lequel le signal correspondant à des réactions de fragmentation spécifiques à chaque analyte sont quantifiés. Trois transitions MRM ont été utilisées pour les photoproduits dimères et une seule pour εdAdo qui ne subit que la perte de l'unité désoxyribose. (Tableau 2). Seuls le TT CPD et le TT 64PP ont été quantifiés dans les échantillons de milieu.
Expression des résultats Les courbes d'étalonnage et la correction avec le standard interne oligo-εdAdo ont fourni des concentrations précises exprimées en nM de la solution injectée. Dans l'ADN, εdAdo n'a pas été utilisé. La normalisation à la quantité d'ADN extrait a plutôt été obtenue à partir de la quantité de bases normales quantifiées par un détecteur UV placé devant l'entrée du spectromètre de masse. Les résultats ont ensuite été exprimés en nombre de dimères par million de bases normales.
Modèles cutanés in vitro Les cellules HaCat ont été cultivées dans un milieu DMEM GluMAX TM (Gibco) complété par 10% (v/v) de sérum de veau fœtal (Gibco). Un mélange d’antibiotiques (50 U/ml de pénicilline et 50 mg/ml de streptomycine) a été ajouté dans une proportion de 1% (v/v). Les cellules ont été ensemencées à 3x 10 5 ml -1 dans des boites de Pétri de 35 mm de diamètre avec un milieu de 2ml. Ils ont été cultivés dans un incubateur (Hera Cell, Heraeus) à 37°C dans une atmosphère à 5% de CO 2 jusqu’à 70% de confluence et utilisés pour l’irradiation.
Des échantillons de peau humaine ont été prélevés à la suite d’une chirurgie mammaire sur des donneuses en bonne santé avec leur consentement éclairé. Tous les donneurs étaient de phototype de peau II ou III, selon l’échelle de classification de Fitzpatrick. Immédiatement après la collecte, une couche épidermique de 0,25 mm d’épaisseur a été isolée à l’aide d’un dermatome portatif SOBER (Humeca, Enschede, Pays-Bas). Des biopsies à l’emporte-pièce de douze mm ont ensuite été préparées avec des poinçons stériles 5help Medical, France). Ils ont été placés avec le côté dermique vers le bas dans des inserts ThinCert TM (Greiner Bio-One, Autriche) maintenus dans 12 plaques de culture cellulaire de puits (Greiner Bio-One, Autriche). Les explants ont été maintenus à l’interface liquide/air en milieu DMEM/F-12 (Thermo-Fischer) contenant 10% de PenStrep à 37°C dans un incubateur humidifié contenant 5% de CO 2 . L’épiderme reconstruit humain est produit à partir de kératinocytes normaux primaires humains après 8 jours d’exposition à l’air sur une membrane en polycarbonate inerte. Les kératinocytes ont été isolés à partir de dermolipectomie abdominale et obtenus chez 3 sujets sains caucasiens sans antécédents de maladie de peau et avec leur consentement éclairé.
Irradiations Toutes les irradiations ont été réalisées avec une lumière solaire simulée qui correspond à un spectre présentant 5% d’UVB et 95% d’UVA, représentatif de la proportion naturelle UVB/UVA. Les sources d’UV utilisées étaient soit un simulateur LS1000 (Solar Light Company, Glenside, PA) pour les cellules et les explants, soit une chambre Suntest CPS+ (ATLAS) équipée d’une lampe au xénon NXE1500 et équipée d’un filtre UV pour éliminer les longueurs d’onde inférieures à 290 nm pour les épidermes reconstruits humains. En effet un filtre en dessous de 290 nm permet d’éviter d’avoir des UVC très toxiques qui endommagent l’ADN. Les irradiations ont été effectuées avec les échantillons placés dans du PBS afin d’éviter la photosensibilisation par composant du milieu de culture. Après l’irradiation, des échantillons sont prélevés à différents temps de post-irradiation, 3h, 24h, 48, 72h et 96h, à chaque point, les cellules et les milieux de culture sont collectés.
Toutes les expériences sont réalisées à partir de 3 donneurs indépendants et au moins 3 répliquats.
Résultats Photoproduits d’ADN dans les cellules HaCat Les cellules HaCat sont soumises à une exposition solaire simulée (SSL) dans le PBS. Le milieu de culture et les cellules sont collectés à différents temps post-irradiation. Le contenu en TT-CPD et TT-64PP est déterminé dans les trois échantillons (ADN de cellules, cytoplasme et milieu de culture). Les inventeurs montrent dans la figure ci-dessous que l’approche développée permet de suivre de façon quantitative, tant pour TT CPD (a) que TT 64PP (b), les photoproduits éliminés de l’ADN par les systèmes de réparation d’abord dans le cytoplasme puis le milieu. Le niveau de photoproduits dans l’ADN nucléaire diminue continuellement pendant la période étudiée, avec moins de 20% de TT CPD restant seulement après 96 heures post-irradiation. Le photoproduit TT 64PP est réparé beaucoup plus efficacement et n’est pas détecté après 24 heures post-irradiation. Une tendance inverse est observée avec le milieu de culture, avec une augmentation constante des deux photoproduits avec le temps. La concentration des photoproduits dans le cytoplasme des cellules présente un profil en cloche. La valeur maximale est obtenue à 24 heures post-irradiation pour les deux photoproduits, puis on observe une diminution progressive.
TT CPD ADN nucléaire Cytoplasme Milieu Temps (h) per 10 6 bases nM nM 0 14.94±3.90 0.08±0.03 0.03±0.02 3 12.30±1.61 0.23±0.07 0.02±0.02 24 5.59±2.83 0.37±0.06 0.05±0.01 48 4.11±0.27 0.25±0.04 0.05±0.02 72 3.50±0.42 0.16±0.03 0.10±0.04 96 2.65±0.75 0.10±0.07 0.10±0.06 TT 64PP ADN nucléaire Cytoplasme Milieu Temps (h) per 10 6 bases nM nM 0 0.590±0.245 0.039±0.004 0.004±0.001 3 0.088±0.064 0.109±0.025 0.003±0.001 24 0.000±0.000 0.132±0.034 0.019±0.006 48 0.000±0.000 0.114±0.018 0.037±0.004 72 0.000±0.000 0.099±0.021 0.082±0.037 96 0.000±0.000 0.055±0.014 0.092±0.035
La méthode comprend avantageusement une étape supplémentaire de quantification de la concentration des dimères de pyrimidine dans le substitut cutané et/ou son milieu de culture, avantageusement par spectrométrie de masse.
Par « photoproduit », on entend ici tout produit d’une réaction photochimique. Un « photoproduit » au sens de l’invention est plus particulièrement un dimère de pyrimidine. Par « dimère de pyrimidine », on entend ici une lésion moléculaire de l'ADN résultant d'une réaction photochimique entre des résidus de thymine ou de cytosine adjacents. De façon préférée, les dimères de pyrimidine tels qu’entendus ici sont des dimères thymine. Les dimères de pyrimidine comprennent notamment les dimères de pyrimidine de type cyclobutane (CPD) et les photoproduits pyrimidine (6-4) pyrimidone (64PP). Les dimères de pyrimidine sont avantageusement choisis parmi TT 64PP et TT CPD.
La voie de réparation par excision de nucléotides reconnaît les dommages dans l’ADN résultant d’une exposition aux UV et élimine un fragment de 25 à 30 nucléotides du brin d’ADN contenant la lésion. Les photoproduits dans l’échantillon biologique peuvent être quantifiés par extraction en phase solide des fragments d’ADN générés par la réparation de l’ADN et excrétés. Avantageusement, le procédé comprend une étape préliminaire de synthèse chimique de photoproduits TT marqués par des isotopes stables pour obtenir les étalons internes permettant ainsi par la suite une quantification en spectrométrie de masse en dilution isotopique.
Un protocole analytique spécifique a été développé selon l’invention. Le protocole se divise en 4 grandes étapes : L’extraction des acides nucléiques par extraction en phase solide (SPE) ; La concentration des acides nucléiques ; La digestion enzymatique des acides nucléiques ; Le dosage des dimères de pyrimidine par chromatographie couplée le cas échéant à la spectrométrie de masse.
La première étape est l’extraction en phase solide de l’échantillon biologique (c’est-à-dire le substitut cutané et/ou son milieu de culture), avantageusement après ajout d’étalons internes qui assurent l’aspect quantitatif malgré une préparation d’échantillons complexe. L'extraction en phase solide (en anglais solid-phase extraction, ou SPE) est une méthode de préparation de l'échantillon au cours de laquelle des composés en solution ou en suspension dans une phase liquide sont séparés des autres éléments du mélange par adsorption sélective sur une phase solide (colonne) en fonction de leurs propriétés physico-chimiques. Cette étape d’extraction en phase solide permet d’isoler les oligonucléotides, y compris les oligonucléotides portant les dimères de pyrimidine, des interférents contenus dans l’échantillon biologique, grâce à la phase solide. La phase stationnaire de la phase solide est avantageusement une phase polymérique ; plus préférentiellement une phase polymérique optimisée pour les oligonucléotides telle qu’une HRX-100. Les oligonucléotides sont absorbés sur la phase stationnaire de la colonne, puis un solvant ayant une force d’élution croissante (ajout de méthanol dans l’éluant) pouvant les éluer permet de les récupérer. Le solvant est avantageusement un mélange hydroalcoolique ; avantageusement eau-méthanol. Le solvant peut également comprendre un tampon, tel que le TEAA (acétate de triéthylammonium). Entre temps, un lavage est effectué afin de nettoyer la colonne des interférents.
L’étape finale est le dosage par chromatographie liquide, couplée le cas échéant à la spectrométrie de masse pour une quantification absolue des photoproduits ciblés. Dans cette optique, il est particulièrement avantageux d’utiliser des standards internes pour assurer l’aspect quantitatif malgré une préparation d’échantillons complexe. L’approche a été optimisée pour limiter les effets de matrice dus à l’échantillon biologique (substitut cutané et/ou son milieu de culture) et améliorer spécificité et sensibilité.
L’analyse par spectrométrie de masse porte avantageusement sur la détection des ions-fragments de TT CDP et TT 64PP. Les ions-fragments correspondant des étalons internes ont été aussi suivis. La concentration en photoproduits a été déterminée en calculant le ratio entre le signal de chaque ion et de son analogue dans les étalons internes à la fois dans les standards et les échantillons.
Alternativement, lesdites cellules cutanées peuvent être obtenues par différentiation de cellules souches (Guenou et al. , Lancet , 374(9703) : 1745-1753, 2009 ; Nissan et al. , Proc. Natl. Acad. Sci ., 108(36) : 14861-14866, 2011 ; Kraehenbuehl et al. , Nature Methods , 8 : 731–736, 2011). Selon un mode de réalisation, lesdites cellules souches ne sont pas des cellules souches embryonnaires humaines. Si des cellules souches embryonnaires humaines sont utilisées, elles sont obtenues par un procédé ne nécessitant pas la destruction d’un embryon humain, comme par exemple celui décrit dans WO 2003/046141. De plus, si des cellules souches embryonnaires humaines sont utilisées, leur culture ne permettrait pas le développement d’un être humain.
Lorsque la pression appliquée par le brassard correspond à la pression artérielle moyenne, la pression transmurale est considérée nulle. L’artère atteint alors son maximum de compliance. La compliance d’une artère correspond au ratio de la variation de son aire de section sur la variation de la pression transmurale.
où : est la pression transmurale ; est la compliance de l’artère ; est la variation de l’aire de section l’artère ; est la variation de la pression transmurale.
L’aire de section est le volume de sang présent dans une section d’artère de longueur L, divisé par ladite longueur L.
La schématise une application d’une pression autour d’une artère. Pour une pression artérielle donnée, plus la pression appliquée sur l’artère augmente, plus l’aire de section de l’artère diminue.
La montre l’évolution de la compliance de l’artère (axe des ordonnées – unité mm² par mm de mercure) en fonction de la pression transmurale (axe des abscisses – unité mm de mercure). On observe que la compliance de l’artère, c’est-à-dire son élasticité, est maximale lorsque la pression transmurale est nulle, c’est-à-dire lorsque la pression à l’extérieur de l’artère correspond à la pression artérielle moyenne. Cette propriété est exploitée dans les dispositifs de mesure de la pression artérielle moyenne précédemment décrits.
Dans l’art antérieur, certains développements ont été effectués, de façon à estimer une pression artérielle à partir d’une mesure d’un paramètre physiologique pouvant être mesuré avec un dispositif plus compact que les brassards équipés de capteurs de pression. Le paramètre physiologique dépend de la compliance de l’artère. Il peut s’agir par exemple d’une amplitude d’oscillation ou une durée de transit d’une onde de pouls entre deux détecteurs ou une vitesse d’onde de pouls. Un tel paramètre est aisément mesurable, par exemple par le biais de mesures optiques de type photopléthysmographie (PPG). Cependant, selon les procédés existants, l’estimation de la pression artérielle à partir de mesures du paramètre physiologique suppose une phase de calibration, au cours de laquelle on effectue des mesures du paramètre physiologique pour différentes pressions artérielles d’un utilisateur. Cependant, ce type de calibration suppose que la pression artérielle de l’utilisateur puisse varier. Une telle calibration est donc consommatrice de temps, et n’est valable que dans la plage des pressions artérielles de l’utilisateur durant la phase de calibration. Il est relativement aisé d’augmenter la pression artérielle d’un utilisateur, par exemple en le soumettant à un stress ou à un exercice physique. Cependant, il est plus difficile d’abaisser la tension artérielle d’un utilisateur. On comprend que l’estimation d’une pression artérielle, directement à partir de mesures d’un paramètre physiologique suppose une phase de calibration délicate, qui dépend de l’aptitude à pouvoir moduler la pression artérielle de l’utilisateur.
Les inventeurs proposent une méthode permettant une estimation d’une pression artérielle à partir d’une mesure d’un paramètre physiologique d’un utilisateur, aisément mesurable. Cependant, contrairement aux procédés décrits dans le paragraphe précédent, la méthode faisant l’objet de l’invention est basée sur une calibration rapide, et plus simple à mettre en œuvre, sans avoir à modifier, la pression artérielle de l’utilisateur. De ce fait, la calibration peut être fréquemment renouvelée.