INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Le corps de stylo 2 peut comporter au moins une fenêtre 18 permettant de visualiser le niveau d’encre dans le réservoir 6 au moins partiellement transparent. Deux fenêtres 18 oblongues, allongées dans la direction longitudinale du stylo-plume 1 et diamétralement opposées, sont par exemple ménagées dans le tube 5 du corps de stylo 2.
Le tube 17 du réservoir 6 est fermé à une extrémité située à l’arrière du stylo 1, par un bouchon 19 du réservoir 6 (figures 3A et 3B). Le bouchon 19 est fixé au tube 17 par exemple par vissage d’une collerette filetée 20 du bouchon 19 dans une partie taraudée du tube 17 (figures 3B, 4A, 4B).
Le réservoir 6 s’étend dans le corps de stylo 2, ce qui lui permet de présenter une grande contenance, telle que supérieure ou égale à 4ml, comme par exemple comprise entre 4ml et 6ml, c’est-à-dire de l’ordre d’au moins trois à sept fois la contenance d’une cartouche d’encre classique.
Le réservoir 6 et l’élément scripteur 10 sont avantageusement fixés ensemble de manière amovible, par exemple par vissage, ce qui permet de pouvoir ouvrir le dispositif d’écriture 4 pour recharger le réservoir 6 en encre directement à l’avant du réservoir 6, par exemple au moyen d’un compte-gouttes, d’une seringue ou de tout autre moyen externe. Ce moyen de remplissage du stylo-plume 1 en encre est facile d’utilisation et propre. Il permet en outre que le réservoir 6 présente une grande contenance car il est sans convertisseur embarqué. Pour cela par exemple, le fourreau 16 de l’élément scripteur 10 comporte une collerette filetée 21 s’insérant par vissage dans une partie taraudée du tube 17 du réservoir 6 (figures 3B, 7A).
Le dispositif d’écriture 4 peut comporter un premier joint d’étanchéité torique 22 interposé entre l’élément scripteur 10 et le réservoir 6. Le joint d’étanchéité torique 22 est par exemple agencé dans une gorge annulaire ménagée dans le fourreau 16, par exemple entre un épaulement annulaire 23 du fourreau 16 contre lequel le tube 17 du réservoir 6 vient en butée, et la collerette filetée 21 (figures 8A, 8B).
L’élément scripteur 10 peut être alimenté en encre par le réservoir 6 via un canal 24 interposé entre le réservoir 6 et l’élément scripteur 10. Plus précisément, le canal 24 est interposé entre un conduit de l’élément scripteur 10 relié à l’extrémité de la plume 15 et le réservoir 6. Ce canal 24 est par exemple ménagé dans le fourreau 16.
Par ailleurs, le dispositif d’écriture 4 est mobile en translation dans le corps de stylo 2 dans la direction longitudinale entre une position d’écriture, c’est à dire lorsque le stylo-plume 1 est ouvert et qu’il peut être utilisé pour écrire, et une position de fermeture du stylo-plume 1, c’est-à-dire lorsque le capuchon 3 est monté sur le corps de stylo 2 en couvrant l’élément scripteur 10. Plus précisément, le tube 17 du dispositif d’écriture 4 peut coulisser dans le tube 5 du corps de stylo 2.
Comme mieux visible sur les figures 3A, 3B, 4A et 4B, le stylo-plume 1 comporte en outre une colonne de verrouillage 25 et un élément élastique 26 sollicitant le dispositif d’écriture 4 vers l’avant du stylo-plume 1 dans la position d’écriture.
La colonne de verrouillage 25 est fixée au corps de stylo 2 et traverse le réservoir 6. Plus précisément, elle comporte une tige 27 s’étendant dans le réservoir 6, dont une tête 28 vient en appui contre une embouchure du canal 24 en position de fermeture du stylo-plume 1 (figures 6A, 7A et 8A) et est en retrait de l’embouchure du canal 24 en position d’écriture (figures 6B, 7B et 8B).
Une queue 29 de la colonne de verrouillage 25 traverse le bouchon 19 du réservoir 6 ( ). Le bouchon 19 du réservoir 6 et la queue 29 présentent des formes cylindriques complémentaires permettant le guidage du coulissement du réservoir 6. L’extrémité 30 de la queue 29 est fixée, par exemple par vissage, dans un organe de maintien 31 du corps de stylo 2. L’organe de maintien 31 est lui-même fixé au tube 5 du corps de stylo 2 et/ou à l’embout arrière 7 ou il peut être réalisé d’une seule pièce avec l’embout arrière 7 fixé au tube 5.
Pour s’assurer du positionnement angulaire correct du dispositif d’écriture 4 dans le corps de stylo 2 au montage, le bouchon 19 du réservoir 6 et le corps de stylo 2, notamment l’organe de maintien 31, peuvent comporter des moyens d’accouplement complémentaires de type glissière 32, 33 pour indexer le dispositif d’écriture 4. Ces moyens d’accouplement complémentaires permettent de bloquer la rotation du dispositif d’écriture 4 dans le corps de stylo 2 tout en permettant la translation dans la direction longitudinale entre les positions d’écriture et de fermeture.
Ici par exemple, le bouchon 19 présente une portion cylindrique tronquée par deux faces planes 32 parallèles entre elles, à l’opposé de la collerette filetée 20 (figures 3A, 3B, 4A, 4B). L’organe de maintien 31 présente une glissière 33 complémentaire (figures 4A, 4B) permettant le coulissement du dispositif d’écriture 4 dans le corps de stylo 2 dans la direction longitudinale avec une seule possibilité d’orientation angulaire.
• une régulation en temps réel de la production du produit NS1 ; une ou plus boucle(s) de rétroaction peut/peuvent être utilisée(s) pour retirer l'acide nucléique du vecteur en réponse au composé produit ou au(x) signal(s) physiologique(s) ;
• des interrupteurs de marche/arrêt localisés, pour assurer la production de produit NS1 en certains sites spatiaux, dans un environnement, par exemple dans un microbiote (par exemple le microbiote intestinal) d'un sujet humain ou animal.
Chaque cellule hôte peut être une cellule bactérienne, fongique (par exemple levure) ou archéenne. De préférence, chaque cellule hôte est une cellule microbienne. De préférence, chaque cellule hôte est une cellule bactérienne. De préférence, chaque cellule hôte est une cellule archéenne.
De préférence, chaque cellule hôte est une cellule d'une espèce cellulaire bactérienne commensale ou probiotique que l’on trouve dans le microbiote humain ou animal. De préférence, chaque cellule hôte est une cellule d'une espèce cellulaire bactérienne commensale ou probiotique d’un microbiote humain ou animal. De préférence, chaque cellule hôte est une cellule microbienne (par exemple bactérienne) d'une espèce de microbiote intestinal humain ou animal.
L'acide nucléique peut être de l'ADN ou de l'ARN. Par exemple, l'acide nucléique est l'ADN.
Une cellule hôte en référence aux Première à Troisième configurations est appelée ici de manière interchangeable une cellule cible. Une cellule hôte en référence aux Quatrièmes configurations est appelée ici de manière interchangeable une cellule porteuse ou donneuse.
Dans un exemple, P1 est sécrété par la ou les cellule(s) hôte(s). Dans un exemple, P1 est exprimé à partir de NS1 dans la cellule hôte sous la forme d'une séquence d'acides aminés comprenant un peptide signal pour la sécrétion de P1 à partir de la cellule. Dans un exemple, P1 n’est pas sécrété par la ou les cellule(s) hôte(s). P1 peut être une protéine ou un ARN (par exemple un ARNm).
Dans un mode de réalisation, P1 n'est pas exprimé dans le microbiote préalablement à la mise en œuvre du procédé de l'invention.
P2 peut réguler à la hausse l'expression de P1. Dans un mode de réalisation, P1 est exprimé chez le sujet avant la mise en œuvre du procédé de l'invention, la mise en œuvre du procédé provoquant au moins 50, 60, 70, 80, 90, 100, 200, 300, 400, 500, 600, 700, 800, 900, 1000, 2000, 3000, 4000 ou 5000 % d'augmentation de l'expression de P1 chez le sujet. L'augmentation de l'expression peut être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans un échantillon de tissu ou de fluide (par exemple un échantillon de sang) qui a été obtenu du patient. L'augmentation de l'expression peut être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans un échantillon fécal qui a été obtenu du patient.
P2 peut réguler à la hausse l'expression de P1. Dans un mode de réalisation, P1 est exprimé dans le microbiote (par exemple microbiote intestinal d’un sujet humain ou animal) avant la mise en œuvre du procédé de l'invention, la mise en œuvre du procédé provoquant au moins 50, 60, 70, 80, 90, 100, 200, 300, 400, 500, 600, 700, 800, 900, 1000, 2000, 3000, 4000 ou 5000 % d'augmentation de l'expression de P1 dans le microbiote. L'augmentation de l'expression peut être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans un échantillon du microbiote qui a été obtenu préalablement du patient. L'augmentation de l'expression peut être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans un échantillon de tissu ou de fluide (par exemple un échantillon de sang) qui a été obtenu du patient. L'augmentation de l'expression peut être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans un échantillon fécal qui a été obtenu du patient (par exemple le microbiote étant un microbiote intestinal).
P2 peut réguler à la baisse l'expression de P1. Dans un mode de réalisation, le procédé comprend l'administration de R au sujet à l'étape (c) du procédé de l'invention, moyennant quoi l'expression de P1 chez le sujet est réduite d'au moins 50, 60, 70, 80, 90, 100, 200, 300, 400, 500, 600, 700, 800, 900, 1000, 2000, 3000, 4000 ou 5000% par rapport à l'expression de P1 immédiatement avant la mise en œuvre de l'étape (c). La diminution de l'expression peut être déterminée en déterminant le niveau relatif de P1 dans un échantillon de tissu ou de fluide (par exemple un échantillon de sang) qui a été obtenu du patient immédiatement avant la mise en œuvre de l'étape (c) et en comparant le niveau avec le niveau de P1 dans un échantillon similaire (c-à-d un échantillon de tissu ou de fluide, respectivement) obtenu après que l'étape (c) ait été exécutée (par exemple 0,5, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12 , 13, 14, 15, 16, 17, 18 19, 20, 21, 22, 23 ou 24 heures, ou 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13 ou 14 jours ou 3, 4, 5, 6, 7 ou 8 semaines après le commencement de l'étape (c)). La diminution de l'expression peut alternativement être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans des échantillons fécaux qui ont été obtenus du patient.
P2 peut réguler à la baisse l'expression de P1. Dans un mode de réalisation, le procédé comprend l'administration de R au sujet à l'étape (c) du procédé de l'invention, moyennant quoi l'expression de P1 est réduite dans le microbiote d'au moins 50, 60, 70, 80, 90, 100, 200, 300, 400, 500, 600, 700, 800, 900, 1000, 2000, 3000, 4000 ou 5000% par rapport à l'expression de P1 immédiatement avant la mise en œuvre de l'étape (c). La diminution de l'expression peut être déterminée en déterminant le niveau relatif de P1 dans un échantillon de tissu ou de fluide (par exemple un échantillon de sang) qui a été obtenu du patient immédiatement avant la mise en œuvre de l'étape (c) et en comparant le niveau avec le niveau de P1 dans un échantillon similaire (c-à-d un échantillon de tissu ou de fluide, respectivement) obtenu après que l'étape (c) ait été exécutée (par exemple 0,5, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12 , 13, 14, 15, 16, 17, 18 19, 20, 21, 22, 23 ou 24 heures, ou 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13 ou 14 jours ou 3, 4, 5, 6, 7 ou 8 semaines après le commencement de l'étape (c)). La diminution de l'expression peut alternativement être déterminée en déterminant les niveaux relatifs de P1 dans des échantillons fécaux qui ont été obtenus du patient.
Le deuxième promoteur peut être un promoteur inductible (l'induction du promoteur provoquant une augmentation de l'expression de P2) ou un promoteur répressible (la répression du promoteur provoquant une réduction de l'expression de P2). Ainsi, la liaison de R à l'acide nucléique peut induire ou réprimer le deuxième promoteur.
Par exemple, un promoteur mentionné ici est sélectionné parmi Plac et Ptac (comprenant l'opérateur lacO, le répresseur lacI), Ptet (comprenant l'opérateur tetO, le répresseur tetR) et ParaBad (comprenant l'opérateur araO, le répresseur araC). Comme il est familier à la personne du métier, il est possible de produire synthétiquement des promoteurs répressibles à partir de promoteurs constitutifs natifs en ajoutant l'opérateur tetO (ou un analogue de celui-ci) à la séquence et d'exprimer tetR ou des analogues pour les réprimer.
P2 peut comprendre un acide nucléique (par exemple un ARN) ou une protéine (par exemple un peptide). Par exemple, P2 est un ARN de silençage ou une protéine capable de se lier à l'acide nucléique pour inhiber l'expression de P1, par exemple en liant au premier promoteur une séquence qui chevauche le premier promoteur, ou en se liant à NS1.
P2 peut être exploitable dans la cellule hôte pour se lier à l'acide nucléique du vecteur pour réguler à la baisse l'expression de P1 ; et/ou R peut réguler à la hausse l'expression de P2. P2 peut être exploitable dans la cellule hôte pour se lier à l'acide nucléique du vecteur pour réguler à la hausse l'expression de P1.
Les messages C2X sont reçus à la volée, analysés et stockés dans une mémoire non-volatile typiquement d’usage générale, usuellement une mémoire « Flash », de l’unité de commande électronique. En outre, pour se prémunir contre le risque de corruption des données stockées dans la mémoire, par exemple contre un « piratage » de la mémoire pour accéder à des informations ou des clés sensibles ou secrètes, il est prévu que les messages C2X aient une durée de vie très courte, et que leurs envois soient renouvelés très fréquemment.
Ainsi, dans le système de transport intelligent ITS, il existe un objectif de traitement en réception d’un millier (1000) de messages reçus par secondes. Les unités de commande électroniques actuelles adaptées aux communications ITS ne sont pas capables d’atteindre cet objectif de traitement en réception.
En effet, pour assurer la confiance des communications du type ITS, une signature numérique de l’émetteur est typiquement prévue dans les messages C2X. La signature numérique utilise classiquement des infrastructures à clés publiques « PKI » (acronyme des termes anglais usuels « Public Key Infrastructure ») et des algorithmes de signature du type « DSA_256 » ou « ECDSA_256 » (acronymes des termes anglais « Digital Signature Algorithm » et respectivement « Elliptic Curve DSA » désignant des techniques bien connues de l’homme de l’art). Ainsi, pour chaque message entrant, une vérification cryptographique de la signature ECDSA_256 est exécutée afin d’authentifier le message reçu avant son stockage en mémoire.
Les procédures d’authentification, notamment du type ECDSA_256, demandent typiquement une grande quantité de ressources de calcul et sont relativement longues à mettre en œuvre.
En conséquence, lorsque l’unité de commande électronique reçoit trop de messages, un phénomène de « goulot d’étranglement » dans le traitement des messages reçus peut se produire, ce qui abaisse la bande passante en réception bien en dessous de l’objectif susmentionné.
Le problème devrait s’aggraver au fur et à mesure que les voitures et les infrastructures seront équipées pour le système de transport intelligent ITS, et que de plus en plus de messages sont communiqués.
Les propositions classiques de solutions à ce problème sont d’augmenter la capacité de traitement des unités de commande électroniques. Cela étant, l’augmentation de la capacité de traitement augmente également la consommation d’énergie, la taille et le prix des circuits intégrés des unités de commande électroniques destinées à l’automobile.
Ainsi, il existe un besoin d’éviter de devoir utiliser des circuits intégrés plus performants (et donc plus grands, plus chers et plus énergivores), pour répondre à la demande élevée de bande passante, tout en bénéficiant d’une sécurité et d’une confiance meilleures.
Selon un aspect, il est proposé à cet égard une unité de commande électronique comprenant un circuit de communication adapté pour recevoir des messages du type de système de transport intelligent, un circuit d’authentification adapté pour authentifier les messages reçus, et un élément sécurisé comportant une mémoire non-volatile matériellement sécurisée et un compteur d’horloge toujours actif, l’élément sécurisé étant configuré pour attribuer aux messages reçus et authentifiés une donnée d’horodatage issue dudit compteur d’horloge, et pour enregistrer lesdits messages reçus authentifiés et les données d’horodatages respectives dans la mémoire non-volatile matériellement sécurisée.
En particulier, l’élément sécurisé, ainsi que la mémoire non-volatile, peuvent avantageusement comporter des moyens de protections matérielles adaptés pour une certification au minimum « EAL4+ » ou supérieure (par exemple « EAL5+ », voire « EAL6+ »).
Le fait de stocker les messages authentifiés dans la mémoire non-volatile matériellement sécurisée permet d’augmenter la durée de vie des messages stockés, et ainsi éviter d’autant le nombre de traitements des messages de renouvellements systématiques. La valeur d’horodatage permet une gestion de la durée de vie, plus longue, des messages de manière sécurisée et parfaitement fiable.
En effet, dans un exemple de scenario le plus défavorable, on peut évaluer une durée de vie, c’est-à-dire une durée de confiance avant renouvellement de l’authentification, sept fois plus longue dans la mémoire non-volatile matériellement sécurisée que dans une mémoire non-volatile d’usage général. Or, même dans ce pire cas, les traitements des messages de renouvellements sont réduits d’autant que la durée de vie est augmentée, c’est-à-dire que le nombre d’authentification des messages reçus est divisé par sept. En pratique, le gain peut être grandement supérieur à sept.
Selon un mode de réalisation, le compteur d’horloge toujours actif est configuré pour générer une valeur courante de base de temps de référence, dans un mode de fonctionnement en veille, (ou basse consommation) et dans un mode de fonctionnement actif de l’élément sécurisé.
Cela permet avantageusement que la donnée d’horodatage soit très fiable, étant donné qu’elle bénéficie des moyens de sécurité de l’élément sécurisé. En particulier, le mécanisme mis en œuvre par l’unité de commande électronique ne peut pas être compromis par une action faite sur un dispositif externe, potentiellement non-sécurisé, générant la base de temps.
Selon un mode de réalisation, l’unité de traitement électronique comporte un moyen de gestion des messages reçus configuré pour attribuer une durée de vie aux messages enregistrés dans la mémoire non-volatile matériellement sécurisée, et pour rejeter directement un message reçu renouvelant un message antérieurement reçu, authentifié et enregistré dans la mémoire non-volatile matériellement sécurisée et dont la durée de vie n’est pas épuisée.
Il est en effet possible d’identifier qu’un message reçu de renouvellement est déjà enregistré dans la mémoire non-volatile, sans traiter le message de renouvellement par le circuit d’authentification. Ainsi, la procédure de rejet d’un message reçu est très rapide et permet de ne pas engorger le système en cas de grand nombre de messages reçus.
Toutes les souches de Bacteroides ont été cultivées systématiquement à 37°C dans un bouillon coeur-cervelle (ou BHI, de l’anglais « Brain Heart Infusion ») additionné de cystéine (1 gl-1), d'hémine (5 mg l-1) et de NaHCO3 (0,2 % (p/v)). Ce milieu, noté BHIpp, est basé sur un récent protocole à Bacteroides (Bacic & Smith, 2008). Lorsqu'une croissance sur milieu solide s’est avérée nécessaire, le bouillon BHIpp a été additionné d'agar (1,5 % (p/v)). Pour la sélection du plasmide, le milieu a été additionné d'érythromycine (Erm, 10 µg l-1). Pour la contre-sélection de la souche donneuse d’ E. coli , le milieu BHIpp a été additionné de gentamicine (Gm, 30 µg l-1).
2.2 Conception et assemblage du VGC
Le VGC pSNP1599 est basé sur un plasmide navette, qui peut être distribué dans la souche réceptrice Bacteroides thetaiotaomicron VPI-5482 (bSNP2978) par conjugaison à partir d'une souche donneuse basée sur E. coli (bSNP3235).
Pour construire pSNP1599, cinq espaceurs complémentaires aux protoespaceurs trouvés dans le plasmide-même (détails à trouver à l' Annexe C ) ont d'abord été assemblés dans une matrice CRISPR, puis clonés jusque dans le plasmide navette. Dans la même réaction de clonage, l'opéron de Type I-B CRISPR/Cas de la souche 630∆erm de Clostridioides difficile (désigné par CdCas) a également été cloné jusque dans le plasmide.
L'expression du système CRISPR/Cas porté par vecteur a été régulée par un promoteur inductible par le rhamnose (Prha), ce qui a permis de contrôler le retrait du plasmide. Des informations détaillées quant à la construction de pSNP1599 se trouvent dans l' Annexe B .
2.3 Transfert conjugatif de VGC de E. coli à B. thetaiotaomicron
Tout d'abord, la souche donneuse à base de bSNP3235 portant le plasmide d'intérêt a été cultivée en aérobiose dans 30 ml de milieu LB additionné de DAP tandis que le receveur bSNP2978 a été cultivé en anaérobiose dans 5 ml de bouillon BHIpp. Une fois que les cultures donneuses et réceptrices ont atteint des densités optiques (OD600) de 0,4±0,2 et 0,15±0,05, respectivement, elles ont été mélangées, en utilisant 25 ml de la donneuse et 2,5 ml de la réceptrice. Le mélange a été centrifugé (9000 x g pendant 10 minutes), le surnageant retiré et le culot remis en suspension dans 100 µl de PBS (de l’anglais « Phosphate-buffered saline », soit Tampon phosphate salin). Le culot remis en suspension a été déposé par points sur une plaque de gélose BHIpp et laissé incuber en aérobiose à 37°C pendant 18 heures pour faciliter la conjugaison.
Le point d'accouplement a été collecté et remis en suspension dans 500 µl de bouillon BHIpp pré-réduit (à partir de ce point, le reste de l'expérience a été réalisé dans le poste de travail anaérobie). Une dilution en série de 10 fois a été préparée dans un PBS (dilutions couvrant de 100 à 10-6) puis déposée par points sur des milieux sélectifs (gélose BHIpp + Gm + Erm) avec et sans inducteur. Les plaques ont été emballées dans des sacs en plastique et laissées à incuber en anaérobiose à 37°C pendant 2 à 3 jours. Toutes les unités formant colonies (UFC) transconjugantes émergeant des plaques ont été dénombrées. Deux exemples de plaques après 3 jours d'incubation sont donnés en .
2.4 Test de retrait de plasmide
Une colonie de bSNP2978 contenant le VGC pSNP1599 autociblant intact (vérifié par séquençage) a été inoculée dans 5 ml de bouillon BHIpp additionné de gentamicine et d'érythromycine et laissée croître anaérobiquement pendant une nuit. La culture a ensuite été lavée trois fois (chaque lavage consistant en une centrifugation à 4500 × g pendant 2 min, retrait du surnageant et remise en suspension dans 5 ml de PBS) pour retirer toute trace d'érythromycine.
Deux aliquotes de 5 µl de la culture lavée ont été transférées dans des tubes séparés contenant 5 ml de bouillon BHIpp pré-réduit frais. Un tube a été additionné de l'inducteur rhamnose (10 mM) tandis que l'autre tube a reçu un volume égal de milliQ H2O. Les cultures induites et non induites ont été laissées se développer de manière anaérobie au cours d'une journée, avec des aliquotes de 200 µl prélevées sur chaque culture à 0, 1, 3, 6 et 24 heures après l'induction.
Des dilutions en série de 10 fois ont été préparées dans du PBS pour chaque aliquot collecté (dilutions couvrant de 100 à 10-9) et déposées par points (2,5 µl par dilution) sur des plaques de gélose BHIpp additionnées de gentamicine (plaques non sélectives) ou de gentamicine et d'érythromycine (plaques sélectives). Les plaques ont été emballées dans des sacs en plastique et laissées à incuber en anaérobiose pendant 2 à 3 jours. Les UFC ont été comptées. L'expérience a été réalisée avec des triplicats biologiques. Deux exemples de plaques après 3 jours d'incubation sont donnés en .
3 Résultats
3.1 Estimation de l'efficacité du retrait du VGC médié par CRISPR
Un VGC autociblant, appelé pSNP1599, a été généré, comprenant un système CRISPR/Cas de type I de C. difficile (CdCas) et cinq espaceurs qui ciblent le VGC lui-même. Lors de l'induction au rhamnose, le système CdCas est activé, ce qui conduit au ciblage CRISPR et, à son tour, au retrait du VGC.