INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est le (9 Z ,12 Z )-18-[(6 Z ,9 Z )-18-hydroxyoctadéca-6,9-dienoxy]octadéca-9,12-dièn-1-ol (CAS 147853-32-5).
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool portant deux fonctions hydroxyles est le produit commercial de la marque Pripol 2033.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange d’au moins deux alcools.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange d’au moins deux alcools choisis dans le groupe constitué par le 1,3-propanediol, le 1,2-butanediol, le 1,3-butanediol, le 1,4-butanediol, le 1,5-pentanediol, le 1,6-hexanediol et le (9 Z ,12 Z )-18-[(6 Z ,9 Z )-18-hydroxyoctadéca-6,9-dienoxy]octadéca-9,12-dièn-1-ol (CAS 147853-32-5).
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange de deux alcools.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange de deux alcool linéaires.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange d’un alcool linéaire et d’un alcool ramifié.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange de deux alcools ramifiés.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange de deux alcools saturés.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange d’un alcool saturé et d’un alcool saturé.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange de deux alcools choisis dans le groupe constitué par le 1,3-propanediol, le 1,2-butanediol, le 1,3-butanediol, le 1,4-butanediol, le 1,5-pentanediol, le 1,6-hexanediol et le (9 Z ,12 Z )-18-[(6 Z ,9 Z )-18-hydroxyoctadéca-6,9-dienoxy]octadéca-9,12-dièn-1-ol (CAS 147853-32-5).
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un mélange de 1,4-butanediol et de (9 Z ,12 Z )-18-[(6 Z ,9 Z )-18-hydroxyoctadéca-6,9-dienoxy]octadéca-9,12-dièn-1-ol (CAS 147853-32-5).
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est choisi dans le groupe constitué par les alcools portant 3 à 8 fonctions hydroxyles.
Dans un mode de réalisation, l’au moins un alcool est un alcool portant 3 à 8 fonctions hydroxyles choisi dans le groupe constitué par le glycérol, le threitol, l’érythritol, l’inositol, l’arabitol, le xylitol et le sorbitol.
représente des évaluations histologiques des poumons réalisées à J5 au décours d’une instillation intra-trachéale de LPS chez des souris Esm1 -/- traitées par une administration continue sur 3 jours soit par du PBS soit par de l’endocan murin (A, 200x; B, 200x). Les figures qui montrent que l’administration continue d’endocan chez des souris Esm1 -/- diminue l’atteinte histologique de l’infection aigue pulmonaire. En A, est présenté une photographie d’une lame histologique d’une souris Esm1 -/- traitée par une administration continue de PBS. On retrouve de nombreux infiltrats neutrophiles alvéolaires et interstitiels, des membranes hyalines et des dépôts de fibrine. En B, est présentée une photographie d’une lame histologique d’une souris Esm1 -/- traitée par une administration continue d’endocan murin glycosylé.
représente des valeurs du Lung Injury Severity Score (LISS) réalisées à J5 au décours d’une instillation intra-trachéale de LPS chez des souris Esm1 -/- traitées par une administration continue sur 3 jours soit par du PBS soit par de l’endocan murin (A, 200x; B, 200x). Les résultats montrent que l’administration continue d’endocan chez des souris Esm1 -/- diminue l’atteinte histologique de l’infection aigue pulmonaire. L’ensemble des valeurs du LISS des deux protocoles sont présentés conjointement avec, de gauche à droite sur la figure, les souris WT, les souris Esm1 -/- , les souris Esm1 -/- traitées par PBS et les souris Esm1 -/- traitées par endocan. Les données sont présentées avec leurs médianes, et leurs 25 e et 75 e percentiles. * représente un p < 0.05 comme résultat du test de Mann Whitney entre les variables de chaque groupe.
Exemples Exemple 1 : effet de l’ESM-1 murin glycosylé dans un modèle de SDRA chez la souris déficiente en ESM-1 (endocan)
L’objectif de ce travail était d’étudier spécifiquement l’effet anti-inflammatoire de l’endocan, en s’affranchissant des interférences causées par l’endocan endogène. Par ailleurs, l’effet préemptif et/ou thérapeutique propre de l’endocan sur l’hypoxémie secondaire à un tableau de SDRA, n’ont encore jamais été investigués. Dans ce but, nous avons comparé d’une part les caractéristiques de l’atteinte inflammatoire pulmonaire et d’autre part la sévérité de l’hypoxémie et de la dysfonction pulmonaire dans un modèle d’agression pulmonaire aigue chez la souris déficiente en endocan (Esm1 -/- ) et la souris sauvage (WT). Secondairement, nous avons validé ces résultats en évaluant l’effet d’une administration continue d’endocan dans un même modèle identique d’agression pulmonaire chez la souris déficiente (Esm1 -/- ).
1. Matériels et méthodes
1.1 Production et purification de l’endocan murin
L’endocan recombinant murin glycosylé a été produit, puis purifié, dans des cellules CHO transfectées comme précédemment décrit [9]. Les cellules CHO ont été mises en cultures en suspension dans un milieu sans sérum (serum-free CHO media (Gibco, Waltham, Massachusetts, USA)) et placées dans des bioréacteurs (réf. CL1000 bioreactors (réf. Z688029, Integra Biosciences, Cergy, France)) afin d’obtenir un surnageant cellulaire riche en endocan murin glycosylé. Après recueil du surnageant, l’endocan recombinant a été purifié sur une colonne échangeuse d’ions (HiTrap Q FF (réf. 17-5156-01, GE healthcare, USA)), puis sur une colonne d’affinité coatée par l’anticorps anti endocan murin MEP14, comme précédemment décrit [9]. L’endocan murin a ensuite été concentré par centrifugation en utilisant une membrane semi-perméable (Amicon® Ultra Centrifugal Filters). Une détermination de la concentration finale en endocan a été réalisée avec un kit ELISA spécifique de dosage d’endocan (réf. LIK-1101, DIYEK EndoMark M1, Biothelis, France). Chaque lot d’endocan produit a finalement été contrôlé par la technique de Western Blot pour s’assurer de la présence exclusive de la forme glycosylée, et un dosage de LPS par un test spécifique (LAL test (réf. 50-650U, Lonza, Switzerland)) a été réalisé sur chaque lot pour garantir de l’absence de LPS.
1.2 Animaux et aspect éthiques
Nous avons eu recours à des souris mâles C57Bl/6 Esm1-/- et WT littermate, âgées de 7 – 11 semaines et en reproductions dans notre animalerie. Le protocole de l’étude a été approuvé par la commission d’éthique locale et toutes les expérimentations animales ont suivi les règles de bonnes pratiques éthiques (n° APAFIS#6059).
1.3 Obtention des souris Esm1-/-
Pour obtenir les lignées C57Bl/6 Esm1-/-, nous avons inséré des loci de reconnaissance loxP autours des exons 1 et 2 du gène murin Esm1 (Ensembl ID ENSMUSG00000042379), puis, en collaboration avec l’Institut Clinique de la Souris (Strasbourg, France), nous avons transfecté par électroporation un fragment d’ADNc porteur d’une cassette de résistance à la néomycine encadrée par des loci loxP dans des cellules souches embryoniques murines. Nous avons alors obtenu par recombinaison homologue un remplacement des exons 1 et 2 du gène Esm1 par le fragment porteur du gène de résistance à la néomycine. Nous avons ensuite sélectionné les cellules souches embryonnaires transfectée par culture dans du milieu contenant du G418, puis nous avons vérifié la délétion par technique Southern blot. Pour finir, nous avons injecté les cellules embryonnaires déficientes Esm1-/- dans des blastocystes secondairement placés dans l’utérus de souris femelles pseudo gestantes. Nous avons ensuite croisé la progéniture obtenue pour obtenir des lignées de souris déficientes homozygote en exon 1 et 2 du gène Esm1. Enfin, nous avons croisé ces souris avec d’autres souris porteuses d’une délétion Cre pour éliminer le gène de résistance à la néomycine. Pour vérifier la délétion Esm1-/-, un génotypage a été réalisé après extraction d’ADN à partir d’un prélèvement biologique, et une PCR a été réalisée avec le kit REDExtract-N-Amp™ Tissue PCR kit (réf. 254-457-8, Sigma-Aldrich, USA avec les amorces suivantes : 1f (SEQ ID NO : 2 : ATGTCTATGTCAGTCTCCTC) et 1r (SEQ ID NO : 3 : CTCTTGCCAGCCTCTCTTGT) pour générer un fragment de 310 paires de bases pour l’allèle sauvage et 1f et 2r (SEQ ID NO : 4 : CTCCAAAATCCAGAAACCC) pour générer un fragment de 442 paires de bases pour l’allèles KO. Les échantillons ont ensuite été analysés sur gel d’agarose.
1.4 Protocoles expérimentaux
Les deux protocoles expérimentaux utilisés pour cette étude sont décrits . Dans le premier protocole (Figure 1A), nous avons eu recours à des souris C57Bl/6 Esm1-/- et WT littermate obtenues comme précédemment décrit. Après avoir réalisé une instillation intratrachéale de LPS comme précisé plus loin, des évaluations cliniques et de la fonction physiologique pulmonaire ont été réalisées quotidiennement. Les souris ont été sacrifiées à différents moments spécifiquement déterminés pour obtenir une cinétique des variations des paramètres étudiés allant de J0 à J10. Dans le second protocole (Figure 1B), nous avons spécifiquement eu recourt à des souris C57Bl/6 Esm1-/-. Des osmopompes sous cutanée (réf. 1003D, Alzet, USA) préalablement remplies soit par de l'endocan recombinant murin soit par du PBS, ont été implantée en sous cutanée comme décrit ultérieurement. A J0, un prélèvement sanguin non létal par ponction rétro orbitaire a été réalisé sur souris anesthésiée, puis, une injection intratrachéale de LPS a été réalisée selon la même méthodologie que pour le premier protocole. Un suivi identique au premier protocole a été réalisé excepté le fait que les souris ont été sacrifiées à J5 par injection intra péritonéale de pentobarbital (100 mg/kg).
1.5 Préparation des osmopompes et implantation sous cutanée
Nous avons eu recours à des osmopompes permettant une administration continue de la solution chargée durant 3 jours, à un débit fixe de 1 µL.h -1 . Chaque osmopompe de 100 µL a été remplie soit avec 200 µg d'endocan recombinant murin glycosylé (100 µl de solution d'endocan à une concentration finale de 2 mg.mL -1 ), soit par 100 µL de PBS. Les osmopompes ont ensuite été immergées dans du PBS pour une durée maximale de 4 heures avant leur implantation en sous cutanée. Après avoir anesthésié les souris conformément au protocole défini plus loin, nous avons réalisé une désinfection cutanée puis nous avons implanté les osmopompes en sous cutané. L'anesthésie générale a alors été antagonisée par injection intrapéritonéale de 5 mg.kg -1 d'atipamezole.
1.6 Préparation et administration du LPS pour le modèle d'agression pulmonaire
Le compresseur 2 est un appareil ou système configuré pour compresser le biogaz brut 1 reçu d’une unité de production de biogaz en amont de l’installation et/ou le biogaz prétraité. Le compresseur 2 peut être un compresseur à moyenne pression lubrifié à l’huile ou à l’eau ou non, configurer pour augmenter la pression et permettre d’assurer efficacement la séparation du dioxyde de carbone du méthane dans l’unité de purification 5. Un système d’élimination d’huile peut être placé en aval du compresseur 2 pour éviter la contamination de l’unité de purification 5 et/ou l’unité de réaction catalytique 3 par l’huile.
Avantageusement, l’installation peut comprendre, en particulier en amont du compresseur 2, une unité de prétraitement 14 configurée pour éliminer au moins une partie de l’eau au moins une partie de l’eau et/ou de l'hydrogène sulfuré et/ou les COVs présent(s) dans le biogaz 1.
Cette unité de prétraitement 14 peut comprendre un surpresseur, une soufflante ou un compresseur pour avoir la pression suffisante pour le passage du gaz dans les autres étapes et/ou une unité de séchage par condensation de l’eau, en particulier à 5°C, et/ou au moins un lit de charbons actifs pour enlever préférentiellement l’hydrogène sulfuré et les COVs.
L’unité de prétraitement 14 peut être agencée en commençant par une unité de séchage configuré pour éliminer au moins une partie de l’eau comprise dans le biogaz brut 1. Le biogaz brut sortant de l’unité de séchage peut être ensuite reçu par une soufflante pour atteindre la pression suffisante au passage du gaz dans les étapes suivantes. En aval de la soufflante, l’installation peut comprendre au moins une unité d’élimination d’hydrogène sulfuré, en particulier deux unités d’élimination d’hydrogène sulfuré, connectées en parallèle, dont le charbon actif est sélectionné pour éliminer préférentiellement l'hydrogène sulfuré présent dans le biogaz 1. L’installation peut aussi comprendre une unité d’élimination des COVs reliée en série quant à l’unité d’élimination d’hydrogène sulfuré et dont le charbon actif est sélectionné pour éliminer préférentiellement les COVs présents dans le biogaz 1.
En variante ou en combinaison, l’installation peut comprendre, en amont de l’unité de réaction catalytique 3, une unité d’élimination d’impureté 15 configurée pour éliminer au moins une impureté choisie parmi les soufrés, les chlorés, les halogénés, et les COVs.
L’unité d’élimination d’impuretés 15 peut comprendre au moins un lit de garde comprenant des particules d’au moins un oxyde métallique d’au moins un métal choisi parmi les métaux de transition. En particulier, le au moins un lit de garde comprend des particules d’au moins un oxyde métallique, par exemple un peroxyde métallique, un oxyde de métaux de transition et/ou un oxyde de métaux de transition dopés avec un autre métal de transition.
A titre d’exemple, le au moins un lit de garde comprend un mélange comprenant au moins un, deux ou plusieurs ou tous les oxydes suivants : un oxyde de zinc, oxyde de zinc dopé au cuivre, une alumine une alumine dopée au potassium, et un peroxyde de manganèse.
L’élimination d’impuretés dans l’unité 15 d’élimination d’impuretés est par exemple réalisée à une température supérieure ou égale à 150 °C, en particulier entre 150 °C et 400 °C, de préférence entre 300 °C et 400 °C. Un échangeur de chaleur ou réchauffeur peut être prévu à cet effet, par exemple en amont de ou dans ladite unité 15 d’élimination d’impuretés.
Dans un mode de réalisation particulier, l’unité d’élimination d’impureté 15 et l’unité de réaction catalytique 3 peuvent être intégrées dans un seul réacteur catalytique. Plus particulièrement, le au moins un lit de garde et le au moins un lit d’au moins un catalyseur d’oxydation peuvent être intégrés dans un seul réacteur catalytique. Le gaz d'alimentation du réacteur passe ainsi à travers le au moins un lit de garde, et ensuite à traverse le au moins un catalyseur d’oxydation.
L’installation comprend également de préférence une vanne 13 de contrôle de pression située dans ou en aval de l’unité de purification 5 du biogaz. La vanne 13 de contrôle de pression est par exemple une vanne du type proportionnelle et configurée pour contrôler la pression de l’alimentation de l’unité de purification 5. L’ouverture/fermeture de cette vanne 13 permet de régler la pression au sein de l’unité 5 de purification et/ou au sein de l’unité 3 de réaction catalytique. La pression d’alimentation de l’unité de purification 5 permet d’assurer la qualité du biométhane en termes de dioxyde de carbone. La vanne proportionnelle 13 est fermée (au moins partiellement) et donc la pression d’alimentation de l’unité de purification 5 est augmentée, quand le niveau de dioxyde de carbone est supérieur à la qualité requise. La vanne proportionnelle 13 est ouverte (au moins partiellement) et donc la pression d’alimentation de l’unité de purification 5 est réduite, quand le niveau de dioxyde de carbone est inférieur à la qualité requise.
En plaçant l’unité de réaction catalytique 3 pour l’élimination de l’oxygène en amont de l’unité de purification 5, on produit du dioxyde de carbone dans l’unité de réaction catalytique 3 par la réaction catalytique d'oxydation du méthane. Le dioxyde de carbone produit peut donc être éliminé par l’unité de purification 5 pour atteindre la qualité requise en dioxyde de carbone dans le biométhane 10.
L’installation représentée à la est un autre exemple de dispositif de production de biométhane 10. Le mode de réalisation de la se distingue de celui de la essentiellement en ce que l’unité de réaction catalytique 3 est intégré dans l’unité de purification 5 du biogaz, par exemple entre différents unités de séparation par membrane ou étages lorsque l'unité de purification est une unité de traitement par perméation membranaire.
L’installation représentée à la est un autre exemple de dispositif de production de biométhane 10 qui se distingue des exemples précédents en ce que l’unité de réaction catalytique 3 est située en aval de l’unité de purification 5. Dans cette configuration, l’unité de réaction catalytique 3 est configurée pour mettre en contact le biométhane obtenu issu de l’unité de purification 5, avec au moins un lit d’au moins un catalyseur d’oxydation de l’unité de réaction catalytique 3. Le biométhane mis en contact avec au moins un lit d’au moins un catalyseur d’oxydation de l’unité de réaction catalytique 3 comprend par exemple, en molaire ou en volume, moins de 5% de CO 2 et moins de 1% O 2 , en particulier moins de 3% de CO 2 et moins de 0,7% de O 2 .
Comme précédemment, l’installation peut comprendre un compresseur 2 situé en amont de l’unité de réaction catalytique 3 et/ou en amont de l’unité de purification 5 et/ou en aval de l’unité de purification 5. Le compresseur 2 peut être configuré pour compresser le biogaz brut 1 reçu directement d’une unité de production de biogaz en amont de l’installation et/ou le biométhane sortant l’unité de purification 5.
Comme décrit plus en détail ci-après, l’installation peut aussi comprendre au moins un échangeur de chaleur ou réchauffeur 17 configuré pour réchauffer la au moins une unité de réaction catalytique 3 et/ou le gaz entrant dans unité de réaction catalytique 3. Le au moins un échangeur de chaleur ou réchauffeur 17 peut être situé en amont de l’unité de réaction catalytique 3 et configuré pour réchauffer le gaz d’alimentation de l’unité de réaction catalytique 3 par exemple par contact indirect avec le gaz produit par l’unité de réaction catalytique 3.
Comme schématisé à la , l’installation peut comprendre une unité de contrôle de la température du gaz produit par l’unité de réaction catalytique 3, afin d’assurer la qualité du biométhane désoxygéné produit, en termes de teneur en oxygène dans le biométhane. L’unité de contrôle de la température comprend par exemple un échangeur de chaleur 17 permettant le contact indirect du gaz d’alimentation et du gaz produit de l’unité de réaction catalytique 3. L’unité de contrôle de la température peut comprendre une ligne de by-pass 90 de l’échangeur de chaleur 17 incluant une vanne 91, par exemple une vanne proportionnelle, afin de contrôler/limiter le débit du gaz d’alimentation qui est mis en circulation dans l’échangeur de chaleur 17 avant d’entrer dans l’unité de réaction catalytique 3 et un contrôleur 16, par exemple un automate ou un ordinateur, comprenant un microprocesseur. Le contrôleur 16 peut être configuré pour contrôler ou limiter le débit du gaz produit par l’unité de réaction catalytique 3 qui circule dans l’échangeur de chaleur 17 en ouvrant la vanne proportionnelle 91 quand la température du gaz produit est supérieure à la température de fonctionnement pour l’obtention de la composition du biométhane désoxygéné 10. La température de fonctionnement au sein de l’unité de réaction catalytique 3 est en particulier comprise entre 280°C et 450°C, de préférence entre 280°C et 390°C ou entre 380°C et 420°C.
Les réservoirs composites comprennent deux fonds 2 en matériaux composites ou autres matériaux (par exemple fond métallique) avec embases métallique 20, par exemple en acier comme visible et une paroi 21. Autour des deux fonds 2 sont tirées des fibres 4 qui constituent la paroi composite du squelette composite 40 avec la résine. Ces fibres peuvent par exemple se présenter sous forme de mèches comprenant des milliers de fibres.
La première étape consiste à l’installation de chacun des fonds 2 sur un banc d’enroulement 3, comme illustré .
Un des fond 2, visible , comprend une ouverture 22 permettant l’accès à l’intérieur du réservoir 1.
Des fibres de renforcement 4 sont ensuite tirées et enroulées sur les deux fonds 2 de façon à créer un squelette 40 de forme cylindrique à la deuxième étape. , les fibres 4 sont déposées avec un faible angle par rapport à l’axe X du réservoir par une tête de dépose 50 d’un bras robotisé 5. La tête de dépose 50 est reliée à une source de lumière 51 comme une LED placée après la tête de dépose 50 dans le sens de dépose des fibres 4, de cette façon les fibres préimprégnées sont photopolymérisées tout de suite ce qui leur permet de ne pas s’affaisser et de rester rigides. La polymérisation des fibres peut également être réalisée par chauffage en utilisant une source de chaleur à la place de la source de lumière.
On peut voir sur la coupe de la , que les fibres constituant le squelette 40 présente des aspérités 41 notamment à l’intérieur.
A cette étape on peut soit bobiner jusqu’à fermer complètement les fibres du squelette 40, soit bobiner partiellement en laissant des interstices entre les fibres.
Dans le premier cas, la troisième étape est illustrée . On injecte une résine liquide 8 réactive à l’intérieur du squelette 40 par l’ouverture 22, puis on fait tourner l’ensemble afin que la résine 8 se dépose sur toute la périphérie intérieure du squelette 40 par la force centrifuge. La résine 8 va lisser les aspérités 41 et créer une couche d’étanchéité, l’intérieur du réservoir sera à la fois lisse et étanche (cf. ). L’épaisseur de la couche d’étanchéité peut varier de quelques dixièmes de millimètres à quelques millimètres, préférentiellement de 3 à 5 mm
Dans le deuxième cas, la troisième étape est illustrée . Comme le squelette 40 présente des interstices dans lesquels la résine 8 pourrait s’échapper, on pose un contre moule 6 autour du squelette 40 avant l’introduction de la résine 8, puis on procède comme pour le premier cas en faisant tourner les fonds 2 et le squelette 40. Le contre moule 6 est ensuite retiré. Ici aussi, on obtient un squelette étanche avec un intérieur lisse.
La quatrième étape visible à la , consiste à enrouler une couche structurelle 7 sur le squelette.
Ce procédé de fabrication peut être complété, si nécessaire, d’une étape d’étuvage pour finaliser la polymérisation des différentes couches du composite.
Le procédé selon l’invention de fabrication de réservoir composite présente l’avantage de pouvoir être réalisée sur une seule et même installation d’enroulement filamentaire. Elle permet de réduire considérablement le temps de fabrication des différentes étapes et de s’affranchir d’un mandrin perdu. De plus, chaque opération est robotisée afin d’avoir un procédé de mise en œuvre fiable et reproductible.
Les résines utilisées peuvent être des résines thermodurcissables ou résines des thermoplastiques.
PROCÉDÉ DE FABRICATION D’UNE PIÈCE EN MATÉRIAU COMPOSITE AVEC MARQUAGE INTÉGRÉ ET PIÈCE COMPOSITE AINSI OBTENUE Domaine technique de l'invention L’invention concerne un procédé de fabrication d'une pièce en matériau composite et notamment au marquage d'une telle pièce. Elle concerne plus particulièrement le marquage d'une pièce composite comportant une préforme tissée imprégnée et enrobée de résine durcie.
Arrière-plan technique Dans l'industrie aéronautique, il est nécessaire de procéder à un marquage de certaines pièces, au moins pour assurer et faciliter leur identification et leur traçabilité.
Autrefois, on utilisait beaucoup le marquage de type « code barre », par exemple au moyen d'une simple étiquette autocollante appliquée directement sur la pièce. Un tel système rudimentaire présente l’inconvénient que l'étiquette peut se décoller ou être endommagée, compromettant au moins la traçabilité à moyen terme ou à long terme. Par ailleurs, le nombre d'informations qu'il est possible d'associer à la pièce est assez limité.
Pour résumer, les différentes configurations de l’HVAC 1 sont obtenues pour une position particulière du volet de mixage 5 qui va régler la température de l’air soufflé, et pour une position particulière du volet de distribution 24 qui va orienter dans l’espace la direction dudit air soufflé.