INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Lors d’une première étape, on solubilise environ 25 mg de copolymère ou de composé dans 5 mL de THF, additionné de 0,1 % molaire d’eau utilisée comme marqueur interne de débit. Puis, on filtre la solution à 0,2 µm. 50 µL sont ensuite injectés dans l'appareil de chromatographie (éluant : THF, grade HPLC, non stabilisé).
L'appareil de chromatographie liquide contient une pompe isocratique (« Waters » 515) dont le débit est réglé à 0,3 mL/min. L’appareil de chromatographie comprend également un four qui comprend un système de colonnes en série : une colonne de type « Agilent » PLgel MiniMIX-A de 250 mm de longueur et 4,6 mm de diamètre suivie d’une colonne de type « Agilent » PLgel MiniMIX-B de 250 mm de longueur et 4,6 mm de diamètre. Le système de détection se compose d’un détecteur réfractométrique de type RI « Waters » 2414. Les colonnes sont maintenues à la température de 35°C et le réfractomètre est porté à la température de 35°C.
L'appareil de chromatographie est étalonné au moyen d’étalons de polyméthacrylate de méthyle certifiés par le fournisseur « Agilent » (« EasiVial » PMMA).
Le copolymère P selon l’invention peut être utilisé directement ou bien il peut être associé à d’autres substances dans une composition.
Utilisé directement, le copolymère P selon l’invention peut être à l’état fondu, notamment à une température supérieure à son point de fusion et compatible avec l’usage envisagé. Il peut également être utilisé directement après refroidissement, en particulier après refroidissement à une température inférieure à son point de fusion. Il peut alors être utilisé sous différentes formes solides, par exemple sous une forme choisie parmi pastille, flocon, broyat, copeau, poudre et leurs combinaisons.
Également, l’invention fournit une composition de contrôle rhéologique comprenant au moins un copolymère P selon l’invention. La composition selon l’invention peut éventuellement être traitée de manière acide conduisant à un pH inférieur à 8, de préférence à un pH supérieur à 6, par exemple au moyen d’un acide, notamment un acide carboxylique tel que l’acide acétique ou l’acide lactique.
De manière préférée, dans la composition de contrôle rhéologique selon l’invention, le copolymère P selon l’invention est combiné à au moins un solvant, notamment de l’eau ou un solvant de coalescence, par exemple glycol, butylglycol, butyldiglycol, monopropyleneglycol, ethyleneglycol, ethylenediglycol, produits « Dowanol » dont le numéro CAS est 34590-94-8, produits « Texanol » dont le numéro CAS est 25265-77-4 ; ou combiné à au moins un additif choisi parmi un composé amphiphile, notamment un composé tensio-actif, de préférence un composé tensio-actif hydroxylé, par exemple alkyl-polyalkyleneglycol, notamment alkyl-polyethyleneglycol et alkyl-polypropyleneglycol ; un dérivé de polysaccharide, par exemple cyclodextrine, dérivé de cyclodextrine, polyéthers, alkyl-glucosides ; un composé hydrotrope, un agent anti-mousse, un agent biocide et leurs combinaisons.
L’invention fournit également une formulation qui peut être utilisée dans de nombreux domaines techniques. La formulation aqueuse selon l’invention comprend : - au moins une composition selon l’invention ; éventuellement - au moins un pigment organique ou minéral ou des particules organiques, organo-métalliques ou minérales, par exemple carbonate de calcium, talc, kaolin, mica, silicates, silice, oxydes métalliques, notamment dioxyde de titane, oxydes de fer ; et éventuellement - au moins un agent choisi parmi un agent espaceur de particules, un agent dispersant, un agent stabilisant stérique, un agent stabilisant électrostatique, un agent opacifiant, un agent colorant, un solvant, un agent de coalescence, un agent anti-mousse, un agent de conservation, un agent biocide, un agent d’étalement, un agent épaississant, un copolymère filmogène et leurs mélanges.
Selon le copolymère P particulier ou les additifs qu’elle comprend la formulation selon l’invention peut être mise en œuvre dans de nombreux domaines techniques. Ainsi, la formulation aqueuse selon l’invention peut être une formulation de revêtement. De préférence, la formulation aqueuse selon l’invention est une formulation d’encre, une formulation d’adhésif, une formulation de vernis, une formulation de peinture, par exemple de peinture décorative ou de peinture industrielle.
L’invention fournit également une pâte pigmentaire aqueuse concentrée comprenant au moins un copolymère P selon l’invention et au moins un pigment coloré organique ou minéral.
Selon un mode de réalisation, l’au moins une surface de retenue 232 forme un angle d’inclinaison avec la paroi de maintien 21. Plus précisément, la surface de retenue 232 s’écarte de la paroi de maintien 21 lorsqu’elle s’éloigne de la surface d’appui 22. Ledit angle d’inclinaison est compris dans une troisième plage de valeur prédéterminée comprise entre [0° et 90°], de préférence entre [5° et 85°], et notamment 20°.
L’inclinaison de la surface de retenue 232 facilite un retrait de la plaque de culture 4 du logement 2. La surface de retenue 232 agit comme une surface d’éjection de la plaque de culture 4.
Un espace de maintien est délimité entre la surface de retenue 232 et la surface d’appui 22. L’espace de maintien a une dimension correspondant à au moins une épaisseur de la plaque de culture 4 destinée à venir en regard de l’au moins une surface de retenue 232. Préférentiellement, l’espace de maintien est mesuré selon la direction de maintien.
L’espace de maintien présente une dimension permettant une insertion de la plaque de culture 4 entre la surface d’appui 22 et la surface de retenue 232. Autrement dit, la dimension de l’espace de maintien correspond au minimum à l’épaisseur de la plaque de culture 4 prise au niveau de la surface de retenue 232 lorsque la plaque de culture 4 est positionnée dans le logement 2.
L’espace de maintien peut être augmenté d’un jeu fonctionnel. Le jeu fonctionnel est compris dans une première plage de valeur prédéterminée. La première plage de valeur prédéterminée est définie de sorte à prendre en compte des tolérances de fabrication de la plaque de culture 4. Ainsi, lorsque la plaque de culture 4 est insérée dans l’espace de maintien aucune force mécanique ou contrainte pouvant entrainer une déformation de la plaque de culture 4 ne s’exerce sur cette dernière.
La première plage de valeur prédéterminée peut également être définie de sorte à garantir une adéquation avec un format SBS (Society for Biomolecular Screening). Autrement dit, la paroi de maintien 21 permet de positionner le centre d’un puit 42 de la plaque de culture 4 dans un cercle de 0,7mm de diamètre d’une position théorique.
Selon un mode de réalisation, l’au moins un dispositif de fixation 23 comprend également au moins une surface d’introduction 231, comme illustrée en , qui forme un angle d’inclinaison avec la paroi de maintien 21. La surface d’introduction 231 s’écarte de la paroi de maintien 21 lorsqu’elle s’approche de la surface d’appui 22. Ledit angle d’inclinaison est compris dans une deuxième plage de valeur prédéterminée comprise entre [0° et 90°], de préférence entre [40° et 85°], et notamment 80°.
La surface d’introduction 231 facilite l’insertion de la plaque de culture 4 dans le logement 2 et plus particulièrement dans l’espace de maintien en formant une rampe d’insertion.
Le dispositif de fixation 23 permet un emboitage élastique de la plaque de culture 4 dans le logement 2.
L'emboîtage élastique est un mode d'assemblage de la plaque de culture 4 avec l’élément intermédiaire 12, dans lequel selon le matériau de la plaque de culture 4 et une géométrie du dispositif de fixation 23, le dispositif de fixation 23 ou la plaque de culture 4 sont déformés de manière élastique lors d’une introduction de l’un dans l’autre, ou dans lequel le dispositif de fixation 23 et la plaque de culture 4 sont déformés de manière élastique. Après réalisation de l’emboitage, aucune contrainte ne s’exerce ni sur le dispositif de fixation 23, ni sur la plaque de culture 4 qui sont alors au repos. Le dispositif de fixation 23 et la plaque de culture 4 ne peuvent plus être séparés sans exercer une nouvelle contrainte.
Ainsi, la plaque de culture 4 peut être insérée dans l’espace de maintien sans qu’une force mécanique ou contrainte pouvant entrainer une déformation de la plaque de culture 4 ne s’exerce sur cette dernière après insertion, c'est-à-dire une fois en place. Lorsque la plaque de culture 4 est introduite dans le logement 2 elle est parfaitement maintenue dans le plan de maintien et selon la direction de maintien de sorte que la plaque de culture 4 est maintenue dans toutes les directions de l’espace quelle que soit l’orientation de la boîte de culture 1.
L’élément intermédiaire 12 comprend également un moyen humidificateur d’air 122. Le moyen humidificateur d’air 122 entoure de manière continue un bord de l’élément intermédiaire 12 de sorte qu’un liquide peut se répartir sur l’ensemble du bord de l’élément intermédiaire 12. Le moyen humidificateur d’air 122 comprend des éléments de méandre permettant notamment d’amortir et de contrôler un mouvement du fluide.
La plaque de fond 11, le couvercle 13 et l’élément intermédiaire 12 sont configurés pour être emboîtée ensemble de manière séparables. Plus précisément, et comme illustré en figures 1 à 4, les premiers moyens d’attache 111 de la plaque de fond 11 coopèrent avec les troisièmes moyens d’attache 121 de l’élément intermédiaire 12, tandis que le couvercle 13 est emboîté sans maintien spécifique sur l’élément intermédiaire 12.. Ainsi, la plaque de fond 11 et le couvercle 13 peuvent être assemblés sur l’élément intermédiaire 12.
En outre, l’au moins un épaulement de centrage 112 de la plaque de fond 11 permet de positionner facilement l’élément intermédiaire 12 sur cette dernière afin de réaliser facilement la fixation de l’élément intermédiaire 12 sur la plaque de fond 11.
L’au moins un épaulement de centrage de la face extérieure 131 du couvercle 13 permet d’empiler facilement plusieurs boîtes de culture 1 l’une au-dessus de l’autre. Plus précisément, l’épaulement de centrage 131 peut coopérer avec la plaque de fond 11 ou avec l’élément intermédiaire 12. Ainsi, il est possible d’empiler plusieurs boîtes de culture comprenant la plaque de fond 11, ou de manière alternative sans la plaque de fond 11.
La boîte de culture 1 peut être utilisée avec ou sans la plaque de fond 11. La plaque de fond 11 permet de protéger, notamment lors d’une manipulation, l’au moins une plaque de culture 4 positionnée dans le logement 2 de l’élément intermédiaire 12. En outre, la plaque de fond 11 présente des caractéristiques d’épaisseur et de transparence permettant une imagerie microscope à moyen grossissement, par exemple x10, x20 …, du contenu de la plaque de culture 4. La plaque de fond 11 peut être retirée notamment pour réaliser une imagerie microscope à fort grossissement, ou pour réaliser une imagerie confocale du contenu de la plaque de culture 4, ou encore pour une manipulation de la boîte de culture 1 par des automates de laboratoire.
On a préparé une solution de 1 kg en dissolvant, dans 450 g de jus BHS 7.3, 330 g de glucose monohydrate, 120 g d’eau et 100 g de lactose (le lactose en tant que substrat inducteur). La dissolution se fait dans un bécher à température ambiante à l’aide d’un barreau aimanté. La solution obtenue n’est pas stérilisée. Il s’agit du témoin positif.
On comprend par « température ambiante » dans tout le présent texte une température comprise usuellement entre 10 et 30°C, généralement entre 15 et 25°C, et dans le cas présent vers 20°C.
Exemple 2 : Utilisation du saccharose + lactose (sans stérilisation)
On a préparé une solution de 1 kg en dissolvant, dans 450 g de jus BHS 7.3, 300 g de saccharose, 150 g d’eau et 100 g de lactose. Il n’y a pas d’étape de chauffage pour hydrolyser le saccharose à pH acide. La solution de fed-batch est maintenue à température ambiante. Celui-ci va s’hydrolyser partiellement et lentement tout au long des 215 heures d’expérience.
Exemple 3 : Chauffage saccharose+ jus de C5 pour l’hydrolyser puis ajout lactose à la solution (sans stérilisation)
On a préparé une solution de 900 g en dissolvant, dans 450 g de jus BHS 7.3, 300 g de saccharose + 150 g d’eau, puis on chauffe la solution à 110°C pendant 20 minutes, puis on ajoute en condition non stérile 100 g de lactose.
Exemple 4 : Utilisation du Saccharose et du lactose avec stérilisation
On a préparé une solution de 1 kg en dissolvant, dans 450 g de jus BHS 7.3, 300 g de saccharose + 150 g d’eau+ 100 g de lactose, puis on procède à un chauffage (autoclavage) à 120°C et 20 minutes de la solution. La solution est stérile (limite les risques de contaminations) et le saccharose est hydrolysé en glucose et fructose.
Exemple 5 (comparatif) : Utilisation du saccharose + lactose sans hydrolyse acide du saccharose
On a préparé une solution de 1 kg en dissolvant, dans 450 g d’eau, 300 g de saccharose, 150 g d’eau et 100 g de lactose, puis on procède à un chauffage (autoclavage) à 120°C et 20 minutes de la solution. La solution est stérile. Il n’y a donc pas ici de mise en contact du saccharose avec un milieu acide préalablement à son introduction dans le bioréacteur. La solution de fed-batch est maintenue à température ambiante.
Le suivi
Sur les prélèvements effectués quotidiennement, les mesures suivantes ont été réalisées : - Détermination de la biomasse par filtration sur membrane - Dosage du sucre résiduel par HPLC - Dosage des enzymes extracellulaires par la méthode de Lowry après précipitation au TCA et standard BSA, après séparation du microorganisme par filtration ou centrifugation
Les activités cellulolytiques sont déterminées par : - L'activité papier filtre (UPF : unité papier filtre), qui permet de doser l'activité globale du cocktail enzymatique : endoglucanases et exoglucanases - L'activité aryl β-glucosidase, pour les activités spécifiques.
L'activité UPF est mesurée sur papier Whatman n° 1 (Procédure recommandée par la commission biotechnologique IUPAC) à la concentration initiale de 50 g/L : on détermine la prise d'essai de la solution enzymatique à analyser qui libère l'équivalent de 2 g/L de glucose (dosage colorimétrique) en 60 minutes. Le principe de l'activité papier filtre est de déterminer par dosage au DNS (acide dinitrosalicylique) la quantité de sucres réduits issue d'un papier Whatman N°1.
Le substrat utilisé pour déterminer l'activité aryl β-glucosidase est le p-nitrophenyl-ß-D-glucopyranoside (PNPG). Il est clivé par la ß-glucosidase qui libère le p-nitrophenol. Une unité d'activité aryl β-glucosidase est définie comme la quantité d'enzyme nécessaire pour produire 1μmol de p-nitrophenol à partir de PNPG par minute et est exprimé en IU/mL.
Les activités spécifiques sont obtenues en divisant les activités exprimées en IU/mL par la concentration en protéines. Elles sont exprimées en IU/mg. Les cultures se sont bien déroulées jusqu’au terme des expérimentations.
La salinité est définie comme la quantité de sels dissous dans un liquide, c’est-à-dire la teneur massique en sels. Les principaux sels dissous sont le chlore, le sodium, le magnésium, le sulfate, le calcium, le potassium, etc. La configuration du système aquaponique permet en particulier d’extraire de l’eau de la partie aquacole avant que ses propriétés ne deviennent imparfaites pour la bonne croissance des animaux aquatiques élevés, et tandis que ses propriétés sont appropriées pour servir de base à la préparation d’une solution nutritive adaptée à la culture des plantes de la partie agricole.
Le système aquaponique peut comporter des moyens de mesure de la salinité de l’eau de la partie aquacole et des paramètres azotés, notamment des moyens de mesure des nitrates, dans l’eau de la partie aquacole.
Le système peut également comporter des moyens de mesure de l’alcalinité dans l’eau de la partie aquacole.
La boucle aquacole peut comporter un filtre mécanique.
La boucle aquacole peut comporter un dénitrateur. Un dénitrateur, ou dispositif dénitrificateur, comporte généralement un filtre anaérobie permettant une dénitrification de l’eau.
La boucle aquacole peut comporter un dispositif de dégazage et/ou un filtre biologique aérobie.
Le bassin d’élevage peut contenir des crevettes. Le bassin d’élevage peut contenir plus de 6kg de crevettes par mètre cube d’eau.
Une telle densité peut en particulier être atteinte en fin de période d’élevage, lorsque les crevettes ont atteint la taille souhaitée pour leur pêche.
La partie agricole peut comporter au moins deux systèmes d’irrigation, à savoir un premier système d’irrigation alimentant un premier système de culture hors sol et un deuxième système d’irrigation alimentant un deuxième système de culture hors sol, et dans lequel le premier système d’irrigation contient une première solution nutritive contenant de l’eau directement issue du réservoir tampon, et dans lequel le deuxième système d’irrigation contient une deuxième solution nutritive contenant de l’eau directement issue du réservoir tampon et contenant optionnellement un drainage du premier système d’irrigation.
Le drainage du premier système d’irrigation correspond à la solution récupérée en sortie de ce premier système d’irrigation.
Le système aquaponique peut comporter des premières plantes cultivées dans le premier système de culture hors sol, à savoir des plantes à fruits, préférentiellement des tomates, et comportant des deuxièmes plantes cultivées dans le deuxième système de culture hors sol, à savoir des plantes à feuilles.
Les plantes à feuilles comportent les légumes feuilles, c’est-à-dire les légumes dont la partie consommée (ou au moins une partie consommée) correspond aux feuilles. Cela inclut les plantes crucifères ou brassicacées, les plantes aromatiques, et certaines pousses (par exemple les pousses de betterave).
On entend par « plantes à fruits », toutes les plantes qui produisent des fruits, de préférence des fruits comestibles.
Les plantes à fruits et les plantes à feuilles sont cultivées sur des supports de cultures adaptés à une culture hors sol.
Les supports de cultures envisageables, pour les plantes à fruits et/ou pour les plantes à feuilles, incluent des substrats de cultures, notamment des substrats fibreux, des supports flottant, et tout autre forme de support adapté au développement racinaire.
Par exemple, les plantes à fruits et les plantes à feuilles sont respectivement cultivées sur un substrat fibreux ou sur un support flottant imperméable comportant des orifices traversants adaptés à recevoir des racines desdites plantes à feuilles
La phase de préculture de la souche est réalisée de la façon suivante : La souche est mise en préculture dans un Fernbach pendant 72 h à 30°C et sous agitation à une vitesse d’agitation de 150 rpm.
Composition du milieu de préculture : Dans un Fernbach : - 62, 5mL de milieu 4N (composition donnée ci-dessous) - 1,25g de phtalate de dipotassium - 1g de « cornsteep » (protéines de maïs), disponible commercialement auprès de la société Roquette sous la dénomination commerciale Solulys. - quantité suffisante : 200 mL d’eau distillée Le milieu minéral (dit « milieu 4N ») a la composition suivante : KOH 1,66 g/L, H 3 PO 4 85 % 2 mL/L, (NH 4 ) 2 SO 4 2,8 g/L, MgSO 4 , 7 H 2 O 0,6 g/L, CaCl 2 0,6 g/L, MnSO 4 3,2 mg/L, ZnSO 4 , 7 H 2 O 2,8 mg/L, CoCl 2 10 H 2 O 4,0 mg/L, FeSO 4 , 7 H 2 O 10 mg/L.
Le pH est ajusté à 5 avec de la soude avant stérilisation.
Dans une fiole séparée : - 8,5 g de glucose dans 50 mL d’eau distillée Les cultures en bioréacteurs : La phase de croissance
La préculture est transférée dans 4 bioréacteurs de 1,5 L agités mécaniquement de type CSTR (acronyme anglo-saxon pour « continuous stirred-tank reactor », c’est-à-dire un réacteur à cuve agitée continue), avec un volume d’ensemencement de 10% (v/v).
Composition du milieu de culture : - 400 mL de milieu 4N - 320 mL de glucose à 37,5 g/L soit une concentration initiale en glucose de 15g/L - 1g de cornsteep Roquette - 80 mL issus de la préculture en Fernbach
Le pH est maintenu à 4,4 par l’ajout d’une solution d'ammoniaque à 5,5 N. La pO 2 (concentration en O 2 dissous exprimée par rapport à la concentration à saturation) est régulée à 40% par l’agitation. La température est stabilisée à 27°C.
La phase de production
Après consommation du glucose, la phase de production démarre par l’induction avec l’ajout en continu d’une solution de sucre à environ 400 g/kg, à un débit de 1,25 mL/h. Le pH est régulé à 4 et la température à 25°C.
Les solutions de fed-batch sont préparées en dissolvant du lactose et du saccharose ou du glucose dans une solution d’hydrolysat hémicellulosique issu d’une paille prétraitée par explosion à la vapeur en conditions acides. Cet hydrolysat hémicellulosique, dit jus « BHS 7.3 », est obtenu après lavage à l’eau d’une paille prétraitée à 185°C pendant 5 minutes après imprégnation à l’acide sulfurique (acidité de 1,8%).
La composition du jus BHS 7.3 est donnée dans le tableau 3 ci-dessous.
L’acronyme MS pour Matière Sèche correspond à la partie solide d’un mélange liquide/solide qui est soluble dans le liquide + la partie solide insoluble dans le liquide en question
L’acronyme MSI, pour Matière Sèche Insoluble, ne comprend que la partie solide insoluble dans le mélange liquide/solide.
MS (%) MSI (%) Glucose (g/L) Xylose (g/L) Acide Acétique (g/L) HMF (g/L) Furfural (g/L) 9,04 0,08 10,05 35,07 1,81 0,58 0,19
Les compositions des solutions sont détaillées ci-dessous :
Exemple 1: Témoin avec glucose + lactose (non stérilisé)
La représente le suivi de la concentration en g / l en champignons dans le bioréacteur en fonction du temps en heure. Le temps t=0 correspondant au démarrage du procédé, comprenant une première phase de croissance des champignons de 24 heures, avec une alimentation du bioréacteur en substrat carboné (que du glucose comme mentionné plus haut) en une fois, dite alimentation batch, puis une deuxième phase de production des enzymes, avec une alimentation du réacteur en substrat carboné dite alimentation n fed-batch, selon les compositions définies plus haut (alimentation progressive selon une fréquence d’ajouts donnée). La courbe avec les losanges correspond à l’exemple 1 (témoin), la courbe avec des carrés à l’exemple 2, la courbe avec les triangles correspond à l’exemple 3, la courbe avec des ronds pleins à l’exemple 4, et la courbe avec des ronds vides à l’exemple 5 (comparatif).
La représente le suivi de la concentration en g / l en enzymes, dans le bioréacteur en fonction du temps en heure, le temps t=0 correspondant au démarrage du procédé, avec les mêmes conventions que pour la (24 heures de croissance, puis production) pour les exemples 1 à 5.
Pour les cinq fermentations, comme on le voit des figures 1 et 2, la production d’enzymes des exemples 3 et 4 avec saccharose hydrolysé avant l’expérience est identique à celle de l’exemple 1 qui est le témoin (avec glucose). Quant à l’exemple 5, on voit qu’il conduit à une production de champignons et d’enzymes bien moindres que les autres exemples, ce qui démontre que, dans ce cas, le saccharose non hydrolysé n’est pas assimilé par les champignons, et que la croissance des champignons et la production d’enzymes n’est due qu’à la présence de lactose dans la solution de fed-batch.
En ce qui concerne l’exemple 2, avec le saccharose hydrolysé sans chauffage: il produit moins d’enzymes que les autres exemples, mais cependant en quantité comparables avec eux, ce qui est surprenant. En regardant les dosages finaux du sucre résiduel, on constate qu’il y a une accumulation de saccharose au cours du temps non consommé, qui explique la moindre performance de production. Toutefois, si le saccharose n’était pas du tout hydrolysé dans la solution de fed-batch, la concentration finale en saccharose aurait été théoriquement égale à 86 g/L (au lieu de 27 g/L), car la souche testée ne possède pas l’invertase et n’est donc pas en mesure de consommer le saccharose. Le dosage final de sucres de la solution de fed-batch maintenue à température ambiante tout au long de l’expérience après 215 heures contient finalement très peu de saccharose : 50 g/L au lieu des 350 g/L ajoutés initialement.