INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
En cas d’égalité, un score de fiabilité du participant d’indice k, noté Score_k, est augmenté à l’étape 36 de mise à jour du score de fiabilité.
Par exemple, dans un mode de réalisation, tous les scores de fiabilité associés aux participants sont initialisés à zéro, puis augmentés d’une valeur constante donnée, par exemple de 1, à chaque fois que le label de classification proposé par le participant pour une entrée est égal au label final attribué à cette entrée.
Par exemple, les divers scores de fiabilité sont mémorisés dans un tableau, ou dans toute structure de données adéquate.
Les étapes 34, 36 contribuent à effectuer une évaluation de la qualité de contribution de chaque participant.
Pour donner un exemple numérique concret, en lien avec la , considérant que :
la contribution du système de calcul 4 1 pour les entrées I 1 à I 4 est :
C 11 =0, C 12 =2, C 13 =0, C 14 =2 ;
la contribution du système de calcul 4 2 pour les entrées I 1 à I 4 est :
C 21 =1, C 22 =0, C 23 =3, C 24 =0 ;
la contribution du système de calcul 4 P pour les entrées I 1 à I 4 est :
C P1 =0, C P2 =0, C P3 =0, C P4 =2;
Le vote majoritaire attribue les labels finaux suivants :
LF 1 =0 , LF 2 =0 , LF 3 =0, LF 4 =2 ;
Les scores associés aux participants sont alors :
Score_1=3
Score_2=1
En outre, l’antenne 10 est une antenne planaire pour laquelle il peut être défini une première direction longitudinale correspondant à un axe X (hauteur de la feuille dans laquelle se trouve la ) et le deuxième brin 18A s’étend selon une deuxième direction longitudinale correspondant à un axe Y (largeur de la feuille dans laquelle se trouve la ).
Dans l’exemple de la , le réseau antennaire 12 est formé par quatre antennes élémentaires de type dipôles, simplement désignées dipôles 14 dans la suite.
Chaque dipôle 14 présente une structure en L.
Comme visible sur la , chaque dipôle 14 présente un point d’accès 15 et deux brins 16 et 18.
Le point d’accès 15 est un contact positionné au centre du dipôle 14 et relié à une extrémité des deux brins 16 et 18.
Il peut être noté que les points d’accès 15 forment un carré.
Les deux brins 16 et 18 présentent de préférence une même longueur, cette longueur étant avantageusement inférieure ou égale à λ 0 /4, de sorte que chaque dipôle 14 est un élément demi-onde.
En outre, l’angle entre chaque brin 16 et 18 est égal à 90°.
Il est ainsi obtenu une forme générale de L.
En outre, chaque brin 16 et 18 est connecté à un point d’accès 15 qui est connecté soit à une source soit à une charge.
Plus précisément, un dipôle 14 est alimenté en son centre par une source radiofréquence propre à générer une onde à la fréquence de fonctionnement f 0 .
Le dipôle 14 correspondant est dénommé « dipôle alimenté 14A » dans ce qui suit.
Dans l’exemple de la , le premier brin du dipôle alimenté 14A est noté premier brin 16A et le deuxième brin du dipôle alimenté 14A est noté deuxième brin 18A.
Le premier brin 16A s’étend selon la première direction longitudinale X et le deuxième brin 18A s’étend selon la deuxième direction Y.
De manière générale, le premier brin 16 d’un dipôle 14 est plus proche de l’intérieur de l’antenne que le deuxième brin 18. Le premier brin 16 pourrait ainsi être qualifié de « brin intérieur » tandis que le deuxième brin 18 pourrait ainsi être qualifié de « brin extérieur ». L’intérieur et l’extérieur sont définis ici par rapport au carré formé par les points d’accès : plus un élément est proche du centre du carré, plus le centre est à l’intérieur.
Aussi, selon le cas, le premier brin 16 d’un dipôle 14 s’étend soit selon la première direction longitudinale X soit selon la deuxième direction longitudinale Y, le deuxième brin 18 s’étendant dans l’autre direction.
représentent un plateau configuré pour supporter au moins un substrat lors d’un dépôt de matériau sur le substrat, objet de la présente invention, selon un deuxième mode de réalisation ;
représentent différents exemples de réalisation d’éléments de liaison d’un plateau, objet de la présente invention.
Un plateau 100, configuré pour supporter au moins un substrat lors d’un dépôt de matériau sur le substrat, selon un premier mode de réalisation est décrit ci-dessous en lien avec les figures 1 et 2. La représente une vue de dessus d’une surface de maintien pleine 102 et d’éléments de liaison 104 du plateau 100 selon le premier mode de réalisation. La représente une vue de dessus d’une partie du plateau 100 selon le premier mode de réalisation.
Le plateau 100 est configuré pour maintenir, ou supporter, au moins un substrat lors d’un dépôt de matériau sur le substrat. Dans l’exemple de réalisation décrit ici, le plateau 100 est configuré pour maintenir simultanément plusieurs substrats afin de déposer collectivement un matériau sur des bords 105 d’une face de chacun de ces substrats. Sur la , un des substrats soumis au procédé de dépôt et disposés sur le plateau 100 est représenté et est désigné par la référence 106.
Le plateau 100 comporte donc plusieurs surfaces de maintien pleines 102 sur chacune desquelles une face principale d’un des substrats 106 est destinée à être disposée lors de la mise en œuvre du dépôt. Les dimensions des surfaces 102 sont inférieures à celles de cette face principale du substrat 106 de manière à ce que des bords 105 de ladite face principale du substrat 106 ne soient pas en contact avec la surface 102. Ces bords 105 peuvent former, dans un plan parallèle à ladite face principale du substrat 106, un contour de largeur inférieure ou égale à 500 µm, et avantageusement comprise entre 100 µm et 500 µm.
Le nombre de surfaces de maintien 102 du plateau 100 est fonction des dimensions du plateau 100 et des dimensions de chacune des surfaces 102 (et donc des dimensions des substrats 106). A titre d’exemple, le nombre de surfaces de maintien 102 du plateau 100 peut être compris entre 4 et 48.
Le plateau 100 est par exemple réalisé majoritairement avec de l’inox ou du titane.
Le plateau 100 comporte également des éléments de liaison 104 formant des bras reliant mécaniquement chacune des surfaces 102 à un cadre 108 du plateau 100, soit directement pour les surfaces de maintien 102 qui sont adjacentes au cadre 108, soit par l’intermédiaire d’autres surfaces de maintien 102 et d’autres éléments de liaison 104 pour les surfaces de maintien 102 qui ne sont pas adjacentes au cadre 108. Sur l’exemple représenté sur la , cinq des surfaces de maintien 102 représentées sont adjacentes au cadre 108 et sont reliées mécaniquement à celui-ci par l’intermédiaire d’éléments de liaison 104, et une des surfaces de maintien 102 (celle sur laquelle le substrat 106 est représenté) n’est pas adjacente au cadre 108 et est reliée mécaniquement à celui-ci par l’intermédiaire des autres surfaces de maintien 102 et d’autres éléments de liaison 104. A l’intersection des éléments de liaison, il est possible de prévoir des éléments plus rigides afin de limiter ou supprimer les déformations mécaniques liées au poids des surfaces 102 et des substrats 106.
Ainsi, le plateau 100 comporte, dans cet exemple de réalisation plusieurs surfaces de maintien pleines 102 espacées les unes des autres et maintenues mécaniquement les unes aux autres et au cadre 108 par les éléments de liaison 104 qui se rejoignent.
Dans l’exemple de réalisation représenté sur les figures 1 et 2, chacune des surfaces de maintien 102 a une forme carrée, et les éléments de liaison s’étendent depuis quatre coins 110 de la surface de maintien 102.
Afin de minimiser la surface du ou des substrats 106 qui sera masquée par les éléments de liaison 104 lors du dépôt de matériau, la largeur (notée « a » sur la ) des éléments de liaison 104 est choisie comme étant la plus petite possible, tout en veillant à ce que cette largeur soit suffisante pour avoir un maintien mécanique suffisant de la ou des surfaces 102 et du ou des substrats 106 disposés sur celle(s)-ci.
Les facteurs les plus influents pour les changements de concentration d'O 2 dissous sont donc la concentration initiale d'O 2 du liquide et le débit du liquide dans le contacteur.
Cas A : le système est dimensionné pour produire 0.2 kg/m 3 /J et la production d’O 2 restera entre les bornes minimales et max représentées à la . Afin d’atteindre la borne minimale, un débit de 15.72 L/min en O 2 est nécessaire ( ). La production d’O 2 reste raisonnable car elle reste dans les bornes tolérables pour effectuer une bonne photosynthèse. Il sera tout de même possible de rester au plus proche de la borne minimale en ajustant le débit.
Cas B : le système est défini pour produire 0.79 kg/m 3 /J, la production d’O 2 sera au-delà de la borne maximale. Il faut donc diminuer la concentration en O 2 de 22.25 mg/L, grâce à un débit dans les membranes de l’ordre de 38.07 L/min ( ).
Dans un second temps si la productivité augmente comme dans le cas B, la production d’O 2 sera délétère pour les microalgues car au-dessus des bornes. Il faudra alors activer le flux dans les membranes pour atteindre la borne haute. Il sera chimiquement et biologiquement difficile d’atteindre la borne minimale en raison des contraintes de cisaillement des microalgues et du temps déchange entre le milieu de culture et la membrane.
Ce procédé est à privilégier dans le cas des cultures ou le dioxyde de carbone (CO 2 ) n’est pas apporté sous une forme gazeuse, comme par exemple via l’utilisation du bicarbonate de sodium ou du carbonate de potassium. Dans ce cas le carbone est apporté par voie minérale. Seule la quantité de O 2 produite par la microalgue devra être éliminer du milieu de culture.
Le tableau 1 résume les différents paramètres pour les systèmes A et B.
Productivité A Productivité B Productivité 0,20 0,79 Borne Min O 2 8 8 Borne Max O 2 27 27 Entrée m O 2 mg/L/h 12 49 ΔO 2 min -4 -41 ΔO 2 max 15 -22 Q pour min L/min 16 Q pour max L/min 0 38
EXEMPLE 2 : Variation de la quantité de dioxyde de carbone (CO 2 )
Les facteurs les plus influents pour le changement de la concentration de CO 2 dissous dans le liquide sont la pression du CO 2 dans la membrane et la concentration initiale de CO 2 dissous dans le milieu de culture. Cependant la température du liquide, le débit de gaz, le débit de liquide et la concentration initiale d'O 2 du liquide n'ont pas d'influence significative. Il est donc possible d’augmenter ou de diminuer la quantité de CO 2 dissous en fonction de la quantité initialement présente dans le milieu de culture en faisant varier les conditions de pressions dans le lumen. La variation de la quantité de CO 2 peut ainsi être définie selon l’équation suivante : ΔCO 2 (mg/L) = 664,96 – 0,46 * concentration CO 2 initiale (mg/L) + 888,30 * pression (bar)
Si la concentration du milieu de cuture comprend une concentration de 100 mg/L de CO 2 et que l’on souhaite avoir une concentration constante en CO 2 dissous de 1200 mg/L, il faudra combler le delta de CO 2 de 1100 mg/L avec une pression à l’intérieur du lumen de l’ordre de 0,542 bar ( ). Ce maintien en CO 2 devra être corrigé dans le temps en fonction de la quantité et des surfaces d’émissions des photons envoyées dans la cuve.
Ce procédé sera à privilégier dans une culture ou la désorption du dioxygène sera effectué via une agitation périodique (séquences de grosse bulles, agitation mécanique douce avec des pales de type banane). Le processus d’injection du CO 2 devient alors moins agressif pour les microalgues comparé à un cas d’injection air/CO 2 avec un bulleur. En effet, dans ce dernier cas il est nécessaire d’envoyer un fort débit d’air avec peu de CO 2 (98% d’air), accentuant alors les contraintes de cisaillements.
Les paramètres de l’exemple 2 sont résumés dans le tableau 2.
Cas géométrie réacteur Surface lumière 25 25 Qn 800,00 200,00 K 30000,00 30000,00 Vr 1,00 1,00 A light 25,00 25,00 fd 0,00 0,00 Sx 0,03 0,01 Px continu 0,66 0,17 Rendement corrigé 0,79 0,20 Assimilation kgCO 2 /kgbiomasse 2,059 2,059 KgCO 2 /biomasse/J 1,62552958 0,41041054 Concentration initiale CO 2 mg/L 100 100 Concentration cible CO 2 mg/L 1200 1200 ΔCO 2 mg/L 1100 1100 V (L) 1000 1000 Pression nécessaire pour cible CO 2 (bar) 0,542 0,542 Quantité CO 2 à apporter pour cible + croissance kgCO 2 2,726 1,510
EXEMPLE 3 : Quantité de CO2 à injecter dans le milieu de culture en fonction de la température et de la pression
Ce procédé est le plus adapté aux besoins de la culture des microalgues grâce au réglage de la pression du gaz vecteur, ici le CO 2 . La mesure est facilement vérifiable avec la mesure du CO 2 dissous ce qui permet de régler rapidement la concentration cible en CO 2 .
Le débit de CO 2 est réglé afin d’éliminer au moins 85% de O 2 initial produit. Les paramètres sont ensuite vérifiés via des manomètres, des débitmètres gazeux et liquide, etc.
Dans d’autres applications il est nécessaire de mesurer la quantité de séquence(s) cibles présentes dans un échantillon. Il existe ainsi un besoin de quantification précise ou de mesure d’une distribution. Plus particulièrement, il faut parfois assurer que la présence d’une séquence cible présente en grande quantité dans un échantillon n’interfère pas avec la mesure de la concentration d’autres séquences cibles présentes en moins grande quantité (par exemple 10, 100, ou 1000 fois moins abondantes). Une telle mesure est impossible lorsque les séquences cibles et leurs amplicons diffusent librement dans le mélange réactionnel.
Pour palier certains problèmes cités ci-dessus, l’état de la technique propose des approches différentes.
Notamment, il existe l’approche d’une amplification PCR in situ . Cette approche est utile lorsque les séquences cibles sont incluses dans une cellule. La PCR in situ comporte ainsi une étape d’amplification d’ADN ou d’ARN locale afin d’améliorer les performances de sensibilité et de spécificité de l’hybridation. Dans cette technique l’amplification peut être réalisée en solution. Pour cela il faut fixer la ou les cellules, et les rendre perméables de sorte à permettre aux réactifs de la PCR d’entrer dans la cellule. L’amplification peut aussi être réalisée sur des coupes histologiques fixées dans le formol (US5364790, US5538871 et US5804383). L’inconvénient principal est lié à la perméabilisation des cellules pour faire pénétrer les réactifs dans celles-ci. Cette perméabilisation permet aux amplicons de diffuser. Cela rend inapplicable les méthodes de caractérisation des produits amplifiés en phase liquide. Il faut donc manipuler l’échantillon après l’amplification pour réaliser l’étape de détection des amplicons fixés dans les cellules. Cela rallonge la durée et augmente la complexité de la réaction et de son analyse. En outre il s’agit d’une opération coûteuse dont les risques de contamination croisée sont accrus. Pour ces raisons, la PCR in situ n’a notamment pas permis de satisfaire les besoins de génotypage multiple (Uhlmann et al, 1998).
Une autre approche est un procédé appelé amplification digitale ou PCR digitale. Dans ce procédé, le mélange réactionnel est divisé en un grand nombre de compartiments distincts de petit volume (par exemple de l’ordre du picolitre). Les compartiments sont choisis de sorte que chaque compartiment ne contienne qu’au plus une molécule de la séquence cible. Cette compartimentation physique peut être obtenue par exemple par la production d’une émulsion de gouttelettes de mélange réactionnel dans un liquide huileux grâce à un système microfluidique. Elle peut aussi être obtenue par remplissage d’un dispositif microfluidique constitué d’un grand nombre d’alvéoles de petit volume. Quel que soit le moyen par lequel elle est obtenue, cette compartimentation permet la réalisation d’un grand nombre de réactions d’amplification complètement distinctes, sans passage de mélange réactionnel d’un compartiment à un autre. Les compartiments dans lequel une réaction d’amplification est obtenue sont détectés et dénombrés. Ce dénombrement permet de réaliser une quantification précise du nombre de molécules de séquences cibles présentes dans l’échantillon. La PCR digitale permet ainsi de quantifier la présence de quelques séquences cibles en une seule réaction [Sensors (Basel) 2018, 18(4), 1271; J. Med. Virol. 2021, 93(7), 4182-4197]. Cependant, la réalisation d’une réaction de PCR digitale nécessite un équipement complexe et coûteux. En particulier la compartimentation du mélange réactionnel demande des manipulations complexes. De plus, la PCR digitale ne permet pas de conserver les avantages de la PCR dite en temps réel (avec la mesure d’un Ct notamment).
Une approche prometteuse est de réaliser une PCR dans une matrice de gel et de mesurer des produits de PCR générés à chaque cycle. La PCR peut être effectuée à l'intérieur d’un gel de polyacrylamide (PAM) (Anal. Biochem. 2006, 356, 300–302) ou d’un dérivé du PEG. Ainsi, la réaction génère des colonies moléculaires distinctes que l’on appelle parfois « polonies » (P. Blainey et al. US10487354 ; Huang et al. US2019/0202268 ; Huang et al. US2019/0202268; G. M. Church et al. US6485944 ; A. B. Chetverin et al. EP1999268 ; A. B. Chetverin et al. US6001568). Les principaux avantages de ces matrices sont les suivants : i) avec une taille de maille appropriée, elles retardent la diffusion des molécules linéaires de sorte que les molécules cibles et leurs produits d'amplification restent localisés à proximité immédiate ; ii) le nombre de polonies formées est proportionnel au nombre de molécules cibles initialement présentes dans l’échantillon, ce qui facilite la quantification de manière similaire à la PCR digitale ; et iii) il est possible de fixer au moins une des amorces au gel par liaison covalente. Toutefois, un inconvénient important des gels de l'état de la technique est leur incompatibilité avec des applications en dehors du laboratoire. Par exemple, les techniques de l’état de l’art sont inadaptées pour les applications de diagnostic rapide. Ceci notamment en raison du processus de gélification qui n’est contrôlable ni spatialement ni temporellement. De plus, dans le cas des gels de PAM, les molécules cibles et les réactifs d'amplification doivent être incorporés dans le gel déjà formé après avoir été rincé avec un tampon pour en extraire les monomères d'acrylamide non polymérisés en raison de leur effet inhibiteur élevé sur la réaction d'amplification par PCR.
Ainsi, l’invention vise une composition de mélange maître pour l’amplification de séquences d’acides nucléiques, destinée à être mélangée à un échantillon biologique contenant une ou plusieurs séquences d’acides nucléiques cibles et à des amorces spécifiques de la ou des séquences d’acides nucléiques cibles, ainsi que des sondes fluorescentes pour révéler une amplification de la ou des séquences d’acides nucléiques cibles, la composition comprenant des réactifs et des enzymes d’amplification d’acides nucléiques, caractérisé en ce que la composition comprend en outre un réactif polymérisable, lequel polymérise sous l’influence d’une stimulation choisie parmi une stimulation thermique et une stimulation lumineuse, de sorte à former un hydrogel encapsulant localement chaque séquence d’acides nucléiques cible lorsque ladite composition est exposée à ladite stimulation.
L’invention permet ainsi de réaliser des réactions d’amplification de séquences d’acides nucléiques dans un milieu dont la diffusion des constituants est maîtrisée. Ainsi, l’invention permet d’encapsuler localement la ou les séquences cibles d’acides nucléiques. Il s’ensuit un grand nombre d’avantages liés notamment à la détection des acides nucléiques et/ou au contrôle localisé des réactions d’amplification.
Dans un mode de réalisation, le réactif polymérisable est un réactif photosensible qui polymérise lorsqu’il est exposé à une lumière, de préférence ultraviolette. Cela permet de contrôler avec précision l’initiation de la polymérisation contrôlée de la composition de l’invention.
Le réactif polymérisable peut également être un réactif thermosensible qui polymérise lorsqu’il est exposé à une température au-delà d’une température seuil. Un avantage de ce mode de réalisation est que l’on peut directement utiliser les domaines de températures utilisés dans les procédés d’amplification d’acides nucléiques, isothermes ou non.
De préférence, le réactif polymérisable comporte des chaines déjà polymérisées, avantageusement, dont uniquement la fonction terminale est réactive pour contrôler plus facilement la taille des pores du gel. Ces chaines déjà polymérisées peuvent être choisies parmi les polymères hydrosolubles non ou faiblement inhibiteurs de la PCR (par exemple PEG, PAM, biopolymères, etc…).
De manière générale, le réactif polymérisable peut être un poly(éthylene glycol) à bras multiples (ou PEG à bras multiples, ou multi-arm PEG en langue anglaise).
Plus généralement encore, le réactif polymérisable est avantageusement prépolymérisé et/ou hydrosoluble et inerte biologiquement (de sorte à ne pas interférer avec la réaction d’amplification) et/ou apte à polymériser (avec une fonction activable ou de par sa nature radicalaire par exemple).
Ainsi dans un mode de réalisation particulier, le réactif polymérisable est choisi parmi la classe des PEG à bras multiples (multi-arm PEG) et leurs dérivés.
Le réactif polymérisable peut être choisi parmi le 4-Arm-PEG-SH, le 4-Arm-PEG-norbornene, le 2-Arm-PEG-SH, le 8-Arm-PEG-norbornene (tripentaerythritol), le nitrocinnamate-based 8-Arm-PEG ou un mélange de ceux-ci. Il s’agit de réactifs photosensibles polymérisable par lumière de longueur d’onde choisie et contribuent ainsi à la précision de la polymérisation contrôlée de la composition de l’invention.
Avantageusement, le réactif polymérisable photosensible est un mélange de 2 Arm-PEG-Thiol et de 8 Arm-PEG-norbornene ou de 4 Arm-PEG-Thiol et de 4 Arm-PEG-norbornene en présence du photoinitiateur lithium phenyl-2,4,6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP).
Les languettes 34 des électrodes 24 de la première polarité, ici négative, sont disposées à l’écart des languettes des électrodes de la deuxième polarité 26, ici positive, selon la direction horizontale H
Chacun des premier et deuxième séparateurs 28, 29 est formé d’une ou plusieurs feuilles, préférentiellement d’une ou plusieurs feuilles isolantes électriques. Chaque feuille est par exemple formée d’une feuille de matériau polymère, notamment d’une feuille de polyoléfine qui est de préférence perméable aux ions lithium.
Le premier séparateur 28 et le deuxième séparateur 29 sont de préférence identiques entre eux.
L’épaisseur de chacun des premier et deuxième séparateurs 28, 29 est par exemple inférieure à 25 µm.
L’électrolyte est par exemple liquide. Il est par exemple formé d’un électrolyte organique contenant des seuls de lithium comme le LiPF 6 et des solvants. En variante l’électrolyte est sous forme d’un solide ou d’un gel, par exemple à base de polymères de polyfluorure de vinylidène (PVDF) ou d’un copolymère de polyfluorure de vinylidène et d’hexafluoropropylène (PVDF-HFP) ainsi que des solvants ou des sels.
De préférence, le faisceau électrochimique comprend un premier dispositif de séparation métallique 22 fixé aux languettes 34 des électrodes de première polarité 24 et un deuxième dispositif de séparation métallique (non représenté) fixé aux languettes des électrodes de deuxième polarité 26. Dans la suite de la description, seul le premier dispositif de séparation 22 fixé sur les languettes 34 des électrodes de première polarité 24 sera décrit en détail. Cependant, il est entendu que le deuxième dispositif de séparation est fixé de manière similaire aux languettes des électrodes de deuxième polarité 26.
Selon l’invention, le premier dispositif de séparation métallique 22 est interposé entre chaque paire de languettes 34 adjacentes des électrodes de première polarité 24, ici négative. Plus particulièrement, le premier dispositif de séparation 22 est disposé dans chaque interstice 60 délimité entre deux languettes 34 adjacentes.
Le premier dispositif de séparation 22 est fixé à au moins une des languettes 34 des électrodes 24 de chacune des paires d’électrodes 24 adjacentes.
En variante, le premier dispositif de séparation 22 est fixé à chacune des languettes 34 des électrodes 24 de chacune des paires d’électrodes 24 adjacentes.
Dans le mode de réalisation des figures 3 et 4, le premier dispositif de séparation 22 est soudé sur la ou les languettes de chaque paire d’électrodes 24 adjacentes, par au moins une soudure 66 ( ).