INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Ensemble de serrage de sangle de fixation Domaine technique de l’invention Des modes de réalisation de la présente divulgation concernent généralement un montage pour un airbag qui est configuré pour être utilisé avec un véhicule, et plus spécifiquement un ensemble de serrage de sangle de fixation pour un airbag qui est configuré pour relier des éléments de véhicule ensemble durant le déploiement de l’airbag.
Contexte technique Avant d’être utilisé dans un véhicule, un airbag de sécurité de véhicule est enroulé et ensuite recouvert par un panneau de garniture (par exemple, un panneau de garniture de montant A) d’un véhicule. Toutefois, le panneau de garniture du véhicule est monté sur un autre élément (par exemple, une plaque métallique) du véhicule au moyen d’une fixation. Lorsque l’airbag de sécurité est déployé, le panneau de garniture du véhicule sera déplié de sorte que l’airbag déployé puisse fonctionner.
La présente invention concerne, dans au moins un de ses modes de réalisation, un ensemble de serrage de sangle de fixation configuré pour fixer un premier élément et un deuxième élément d’un véhicule ensemble avant et durant le déploiement d’un airbag de sécurité du véhicule, l’ensemble de serrage de sangle de fixation comprenant :
un logement de sangle de fixation comprenant un siège de fixation, un support, et une sangle de fixation qui relie le siège de fixation au support, dans lequel le siège de fixation est configuré pour être fixé au premier élément, et le support est configuré pour être au moins partiellement inséré dans un trou du deuxième élément ; et
une broche de fixation, la broche de fixation ayant une position verrouillée, la broche de fixation étant configurée pour verrouiller le support dans le trou du deuxième élément à la position verrouillée, et la broche de fixation comprenant :
une barre de torsion s’étendant le long d’un axe d’extension, la barre de torsion étant élastiquement déformable par torsion autour de l’axe d’extension, et la barre de torsion s’engageant avec le support sur une extrémité distale de la barre de torsion ; et
une étape de segmentation d’un signal électroencéphalographique d’entrée, selon une durée de segmentation prédéterminée, délivrant une pluralité de portions de signal électroencéphalographique ; une étape d’égalisation spectrale de chaque portion de signal électroencéphalographique, délivrant une pluralité de portions de signal électroencéphalographique égalisées ; une étape de calcul, à partir de chaque portion de signal électroencéphalographique égalisé, d’un scalogramme à l’aide d’une transformée par ondelette ;
Selon une caractéristique particulière, le calcul des scalogrammes de l’ensemble de scalogrammes de départ comprend en outre, pour chaque scalogramme obtenu à l’aide d’une transformée par ondelette, une étape de normalisation du scalogramme.
Selon une caractéristique particulière, la pluralité de caractéristiques calculées au sein de la portion de signal électroencéphalographique correspondant au scalogramme candidat comprend :
une étape de calcul d’une enveloppe d’Hilbert de la portion de signal électroencéphalographique ; une étape de sélection, au sein de l’enveloppe d’Hilbert, de l’ensemble des points situés au-delà du 97,5ème percentile, appelés ensemble des extrêmes ; une étape de sélection de l’ensemble des points extrêmes se succédant, sans interruption supérieure à 2 ms et dont la durée totale est au moins égale à 6 ms ; et une étape de calcul d’amplitude et de nombre de pics positifs du signal sur l’ensemble des points préalablement sélectionnés.
Selon une caractéristique particulière, l’étape de sélection de la portion de signal électroencéphalographique du scalogramme candidat au sein d’une structure de données de sélection de signal électroencéphalographique survient lorsque l’amplitude moyenne des points de l’ensemble des points préalablement sélectionnés est au moins deux fois supérieure à l’amplitude de tous les autres points de l’enveloppe d’Hilbert et lorsque au moins quatre pics positifs sont présents sur l’ensemble des points préalablement sélectionnés.
Selon un autre aspect, l’invention se rapporte également à un dispositif de sélection de données issues d’un électroencéphalogramme, lesdites données se présentant sous la forme d’un ensemble de scalogrammes de départ chaque scalogramme de l’ensemble de scalogrammes de départ étant calculé à partir d’une portion d’un signal électroencéphalographique préalablement acquis. Un tel dispositif comprend :
des moyens d’extraction, à partir ensemble de scalogrammes de départ, par l’intermédiaire d’un réseau de neurones artificiels antérieurement [entrainé, configuré], d’un ensemble de scalogrammes candidats ;
Pour au moins certains scalogrammes candidats de l’ensemble de scalogrammes candidats :
des moyens de calcul d’une pluralité de caractéristiques de la portion de signal électroencéphalographique correspondant au scalogramme candidat ; et des moyens de sélection de la portion de signal électroencéphalographique du scalogramme candidat au sein d’une structure de données de sélection de signal électroencéphalographique, lesdits moyens étant activés lorsque la pluralité de caractéristiques de la portion de signal électroencéphalographique du scalogramme candidat se situent dans des intervalles de valeurs prérequis.
L’invention vise aussi un support d'informations lisible par un processeur de données, et comportant des instructions d'un programme tel que mentionné ci-dessus.
Le support d'informations peut être n'importe quelle entité ou dispositif capable de stocker le programme. Par exemple, le support peut comporter un moyen de stockage, tel qu'une ROM, par exemple un CD ROM ou une ROM de circuit microélectronique, ou encore un moyen d'enregistrement magnétique, par exemple une disquette (floppy disc pour le fun) ou un disque dur.
Selon un mode de réalisation, l'invention est mise en œuvre au moyen de composants logiciels et/ou matériels. Dans cette optique, le terme "module" peut correspondre dans ce document aussi bien à un composant logiciel, qu'à un composant matériel ou à un ensemble de composants matériels et logiciels.
Un composant logiciel correspond à un ou plusieurs programmes d'ordinateur, un ou plusieurs sous-programmes d'un programme, ou de manière plus générale à tout élément d'un programme ou d'un logiciel apte à mettre en œuvre une fonction ou un ensemble de fonctions, selon ce qui est décrit ci-dessous pour le module concerné. Un tel composant logiciel est exécuté par un processeur de données d'une entité physique (terminal, serveur, etc) et est susceptible d'accéder aux ressources matérielles de cette entité physique (mémoires, supports d'enregistrement, bus de communication, cartes électroniques d'entrées/sorties, interfaces utilisateur, etc).
Exemple 5 : Procédé à sept retours pour l’analyse directe de plasma Les matériels utilisés sont identiques à ceux des exemples précédents. On ajoute toutefois un premier tampon d’analyse, à pH basique. Dans cet exemple, c’est un mélange Tris-acétate pH8 qui a été utilisé : Tris 20 mM, acide acétique 10 mM, EDTA (Éthylènediaminetétraacétique, ou acide éthylènediaminetétraacétique, un acide diaminotétracarboxylique) 0,5 mM, PVP (Polyvinylpyrrolidone) 5%, BSA (acronyme de « bovine serum albumin », soit en français « albumine de sérum bovin ou ASB) 0,5 mg/mL. Aussi, dans cet exemple, le produit de lavage RNAse Away (marque déposée) de ThermoFisher Scientific (marque déposée) a été ajouté à l’étape de conditionnement. Les échantillons de plasma sont prétraités par une digestion à la protéinase K en présence de détergent, opération destinée à libérer les acides nucléiques des vésicules et des complexes nucléoprotéiques dans lesquels ils sont le plus souvent emprisonnés. Cette étape de digestion à la protéinase K est couramment pratiquée comme première étape dans les procédés de purification de l’ADN d’un échantillon biologique. On s’assurera simplement de mettre suffisamment de protéinase K (l’activité de l’enzyme dépend du fournisseur et de la référence choisie), et de choisir un détergent non ionique (un détergent ionique entraine une électroosmose et un courant électrique trop importants pour la méthode).
Dans cet exemple, 100 µL de plasma ont été prétraités par la protéinase K ; seulement 15 µL de plasma prétraité ont été placés dans le flacon d’injection de la CE Agilent. Et environ 1 µL de plasma prétraité a été injecté par la CE Agilent dans le dispositif 40 et analysé par la méthode 7 retours.
Description du procédé à sept retours : [Table 7] : Procédé à sept retours et changement de tampon pour le dispositif 40 La représente l’analyse 230 d’un plasma avec le procédé à sept retours. La montre le courant 240 obtenu lors de l’étape de concentration à pH8. Ce procédé comporte sept retours 241 à 247. La montre le courant obtenu lors de la dernière étape 250 de concentration avec le changement de tampon. Vers quatre minutes, on peut visualiser sur le courant la transition 251 entre les deux tampons dans le capillaire de séparation 45.
Le profil de taille de la est un profil typique d’ADN circulant, avec un pic principal d’environ 165 bp, et un second pic plus petit d’environ 305 bp.
Exemple 6 : étalonnage pour l’ADN circulant directement dans le plasma. Annulation de l’effet matrice. Les matériels et préparations des réactifs sont identiques à ceux de l’exemple 5. Les échantillons étalons et les procédés d’analyse sont décrits ci-après. Dans cet exemple, on analyse : - un échantillon étalon pur, analysé en méthode « 0 retour » ; expérience identique à celle de l’exemple 1 et - le même échantillon étalon ajouté à un échantillon de plasma, et analysé en procédé à sept retours, même procédé que celui de l’exemple 5.
En , la courbe supérieure 261 correspond à l’échantillon étalon pur, avec 32pg/µl, avec un procédé sans retour et la courbe inférieure 262 correspond à l’échantillon étalon spiké (ou « ajouté ») dans du plasma, à une concentration de 9,1pg/µl. Nous pouvons voir que les pics des deux échantillons se superposent correctement, avec simplement une différence dans l’intensité de fluorescence qui correspond à la différence de concentration de l’ADN étalon dans les deux analyses.
Pour être plus précis, en , est représentée la courbe de concentration 270 en fonction de la taille des fragments d’ADN de l’échantillon étalon ajouté à un échantillon de plasma, en utilisant comme étalonnage la migration de l’échantillon étalon pur ; en d’autres termes, la courbe 262 est interprétée en utilisant la courbe 261 pour étalonner la taille des pics d’ADN.
On observe, en et dans le tableau ci-dessous que les tailles des fragments d’ADN de l’échantillon étalon ajouté à un échantillon de plasma sont déterminées correctement, sauf pour le fragment de 150 bp, à cause de la présence du pic principal d’ADN circulant, qui est à 167 bp et qui interfère avec le pic étalon de 150 bp.
[Table 8] Exemple 7 : comparaison de profils de taille d’ADN circulant avec ou sans purification préalable de l’ADN. Les matériels et méthodes mis en œuvre sont les suivants : Un échantillon de plasma en provenance d’un donneur sain a été analysé pour son ADN circulant de deux façons : - Soit avec purification de l’ADN, puis analyse selon le procédé à deux retours (comme dans l’exemple 3). La purification de l’ADN a été faite au moyen d’un automate IDEAL-32 (marque déposée) et à l’aide de kits IDXtract-MAG (marque déposée) de la société ID-Solutions (marque déposée). - Soit avec prétraitement puis analyse directe sans purification selon le procédé à sept retours (comme dans l’exemple 5).
Les résultats d’analyse directement en plasma, sont donnés, en , par le tracé 280 de fluorescence et, en , par le profil 290 de concentration selon la taille de l’ADN.
La concentration d’ADN circulant dans le plasma entre 75 et 1650 bp a été mesurée à 7,1 pg/µL par le procédé à sept retours.
Les résultats d’analyse avec purification de l’ADN sont donnés, en , par le tracé 300 de fluorescence, et en , par profil 310 de concentration selon la taille de l’ADN. La concentration d’ADN circulant dans le plasma entre 75 et 1650 bp a été mesuré à 6,7 pg/µL par le procédé à deux retours.
On observe que : - Les concentrations d’ADN circulant mesurées par les deux procédés sont très proches, - Les tailles des pics principaux et des pics secondaires sont aussi proches, - Le profil de taille est visuellement proche ; en particulier, la dissymétrie du pic secondaire et le ratio entre le pic secondaire et le pic principal sont similaires dans les deux procédés.Le procédé à sept retours permet donc de déterminer le profil de taille de l’ADN circulant à partir de quelques microlitres de plasma seulement, et sans avoir à purifier l’ADN au préalable.
Exemple 8 : procédé à un retour pour grands ADNs Les matériels et méthodes utilisés sont les suivants : CE G1600 Agilent (marque déposée) Détecteur Picometrics (marque déposée), Zetalif LED480 (marque déposée). (PMT réglé sur 630V, RT réglé sur 0,5s) [Table 9] L’échantillon étalon 10K contient des fragments d’ADN des tailles suivantes : 1kbp, 2kbp, 3kbp, 4kbp, 5kbp, 6kbp, 8kbp, 10kbp, et 20kbp. 1 kbp vaut 1000 bp, 1000 paires de base. Le procédé de concentration/séparation sans retour est décrit, numériquement, ci-dessous : [Table 10 ] Le procédé de concentration/séparation pour grands ADNs avec un retour est décrit, numériquement, ci-dessous : [Table 11]
Pour évaluer l’effet de la présence de sels dans la concentration d’un échantillon d’ADN de grande taille, du NaCl a été ajouté à l’échantillon étalon 10K, respectivement aux concentrations de 0, 10 et 20 mM.
Les résultats des analyses 320 des échantillons d’ADN étalons, pour le procédé DNA 10K sans retour, sont illustrés en ; 0 mM NaCl, courbe 321, 10 mM NaCl, courbe 322 et 20mM NaCl, courbe 323.
- déposer une couche de collage 160 entre le deuxième substrat temporaire 300 et la deuxième face principale 120 du substrat d’intérêt 100, la couche de collage 160 pouvant être déposée sur le substrat d’intérêt 100 et/ou sur une partie de la d’une face principale du deuxième substrat temporaire 300 ( ).
Pour ces différents modes de réalisation précédemment décrits, lors de l’étape f), on retire le film adhésif 150. Le film adhésif 150 peut être retiré par un nettoyage au moyen d’un solvant adapté. Le solvant est par exemple choisi parmi les alcools et les hydrocarbures, ou un de leurs mélanges. A titre illustratif, on peut choisir un premier nettoyage à base de D-limonène suivi d’un rinçage à base d’alcool isopropylique (aussi appelé propan-2-ol).
La bande latérale adhésive peut être retirée lors de l’étape f) ou h).
La bande latérale peut être retirée avec le même solvant que celui utilisé pour retirer le film adhésif.
Lors des étapes c) et g), des composants sont fabriqués, respectivement, sur la deuxième face principale 120 du substrat d’intérêt 100 (face arrière) et sur la première face principale 110 du substrat d’intérêt 100 (face avant). La fabrication de ces composants peut comporter par exemple des étapes de lithographie, de gravure ionique, de dépôts, de polissage, d’implantation. Sur une même face principale du substrat d’intérêt, les composants peuvent être identiques ou différents. Les composants de la première face principale du substrat d’intérêt 100 peuvent être identiques ou différents des composants de la deuxième face principale du substrat d’intérêt 100.
Lors de l’étape h), on sépare le deuxième substrat temporaire 300 du substrat d’intérêt 100. Pour cela, la première face principale 110 du substrat d’intérêt 100 peut être fixée à un cadre métallique par exemple de type DISCO avec l’utilisation d’un film adhésif de façon classique en collage temporaire.
En insérant un coin dans l’empilement, on peut séparer le deuxième substrat temporaire 300 du substrat d’intérêt 100. Le substrat 100 peut ensuite subir une étape de découpe pour séparer les différents composants pour être enfin séparé du cadre métallique.
Les substrats temporaires 200, 300 peuvent être réutilisés, par exemple, pour fabriquer des composants sur un autre substrat d’intérêt.
Exemples illustratifs et non limitatifs d e différents mode s de réalisation :
Dans les exemples 1 à 3 et 5 qui vont suivre, le premier substrat temporaire 200 et le deuxième substrat temporaire 300 sont des plaques de silicium de 300 mm de diamètre. Le substrat d’intérêt 100 est obtenu par détourage d’une plaque de silicium de 300 mm de diamètre.
Pour l’exemple 4, le premier substrat temporaire 200 et le deuxième substrat temporaire 300 sont des plaques de silicium de 200 mm de diamètre. Le substrat d’intérêt 100 est obtenu par détourage d’une plaque de silicium de 200 mm de diamètre.
Exemple 1 : Sur le premier substrat temporaire 200, on étale un film fluoré de Novec 2702 et on recuit l’ensemble à 150°C pendant 30 min pour former une couche de gestion d’adhérence 170.
Au moyen d’une scie diamantée, on détoure une plaque de silicium sur une largeur de 1,5 mm et une profondeur de 200 µm pour former le substrat d’intérêt 100. On forme un film adhésif 150 sur ce substrat d’intérêt 100 en étalant 40 µm de résine Brewer 305 et on vient coller cet ensemble à 210°C avec le premier substrat temporaire 200 de façon à créer une interface entre le film d’adhésif 150 et la couche de gestion d’adhérence 170.
On évalue l’énergie d’adhérence du collage par la méthode décrite dans l’article de Maszara et al. (J. Appl. Phys. 64 (1988) 4943–4950). L’énergie d’adhérence entre le premier substrat temporaire 200 et le substrat d’intérêt 100 est de 0,4 J/m². Dans tous les exemples, les énergies d’adhérence seront déterminées par cette méthode.
On amincit par abrasion mécanique au moyen d’une roue diamantée le substrat d’intérêt 100 à 20 µm. Puis, la surface du substrat d’intérêt 100 subit un nettoyage par voie humide et un polissage. Sur un deuxième substrat temporaire 300, on étale de la résine JSR HM8102 pour avoir une couche de collage 160 de 50 nm d’épaisseur. On effectue un collage direct (défini en tant que collage spontané sans couche liquide intermédiaire) du deuxième substrat temporaire 300 sur l’ensemble substrat d’intérêt 100/premier substrat temporaire 200 par l’intermédiaire de la résine. L’énergie d’adhérence directe entre la résine et le deuxième substrat temporaire 300 est inférieure à 0,2 J/m². Cette énergie n’est pas modifiée par un recuit réalisé entre 100 et 200°C. En particulier, cette adhérence est inférieure à l’adhérence de l’empilement substrat d’intérêt 100/premier substrat temporaire 200. Si on sépare cet assemblage sans précaution, on sépare le deuxième substrat temporaire 300 de l’ensemble substrat d’intérêt 100/premier substrat temporaire 200.
La structure ainsi obtenue comprenant le substrat d’intérêt 100 et les deux substrats temporaires 200, 300 subit un recuit à 200°C sous une force de 20 kN de manière à faire couler l’adhésif 150 et former une bande latérale contactant le deuxième substrat temporaire 300. L’adhérence de l’interface entre la bande latérale du film adhésif 150 et le deuxième substrat temporaire 300 est estimée à 2 J/m² et est beaucoup plus forte que l’adhérence entre le premier temporaire 200 et le substrat d’intérêt 100. En insérant un coin dans cet empilement, on sépare le premier substrat temporaire 200 de l’assemblage. Un nettoyage D-limonène puis alcool isopropylique permet de décaper la surface du substrat d’intérêt 100.
Pour les échantillons de co-séchage 50ml de SIF sont versés dans un pot de 180ml dans lequel 0,5g de l’échantillon est ajouté, ce qui correspond à une dilution 1E-02.
Pour les phages en solution (contrôles) 9,9 ml de SIF sont versés dans un pot de 60ml dans lequel 100µl de solution de phage sont ajoutés, ce qui correspond à une dilution 1E-02, la solution de phages est diluée pour obtenir une concentration de phages la plus proche possible de la concentration de l’échantillon co-séché. Les pots sont ensuite mis à incuber à 37°C avec agitation (100rpm) pour mimer le passage dans l’intestin. Aux temps 0 (juste après ajout de l’échantillon), 30, 60, 120 min (Minekus et al. 2014) des dénombrements de phages par spots selon la méthode décrite plus bas ci-après au paragraphe 141 sont réalisés sans oublier d’agiter le pot avant prélèvement de l’aliquote pour dilution.
Des dénombrements de levures sont aussi réalisés au début (T0) et en fin (T120) d’expérience selon la méthode décrite.
Le pH est remesuré à la fin de l’expérience.
Dénombrement des phages et levures co-sechées
Les dénombrements des phages co-séchés avec la levure se font après une étape de réhydratation de la poudre dans l’homogénéisateur Stomacher et sont réalisés selon une méthode adaptée d’une procédure interne : Dénombrement de bactériophages par PFU.
Réhydratation des échantillons de co-séchage
- peser 1g d’échantillon de co-séchage phage-levure à l’aide d’une balance de précision et le placer dans un sac de Stomacher ;
- ajouter 9ml d’eau distillée stérile à 37°C dans le sac puis le passer 3 min dans l’homogénéisateur Stomacher à vitesse moyenne.
Technique de dénombrement des phages en profondeur
- faire fondre la gélose TSA+YE (Trypto caseine Soja Agar (TSA) + Extrait de levure (YE) à 6g/L d’agar + cycloheximide (0,5%) et la maintenir en surfusion ;
- préparer des boîtes de Pétri 90 mm avec environ 15 ml du milieu TSA+YE + cycloheximide (0,5%), les mettre sécher sous hotte pendant 30min ;
- à partir d’une colonie provenant d’une culture fraiche, ensemencer 20ml de bouillon TSB+YE (Trypto caseine Soja bouillon (TSB) + Extrait de levure (YE);
- incuber sous agitation jusqu’à obtenir une culture en début de phase exponentielle de croissance (exemple : arrêter la culture à une DO comprise entre 0,2 et 0,7 pour E. coli , Salmonella et Listeria ) ;
- relever la valeur de DO.
Préparer des dilutions décimales de l’échantillon de co-séchage réhydraté dans des tubes Eppendorf contenant 900µL de solution SM
Cette étape c) de séparation permet en particulier d’éliminer les sels de chlorure d’ammonium, qui se forment par réaction entre les ions chlorure, libérés par l’hydrogénation des composés chlorés sous forme HCl notamment lors des étapes a) et b) puis dissolution dans l’eau, et les ions ammonium, générés par l’hydrogénation des composés azotés sous forme de NH 3 notamment lors de l’étape b) et/ou apportés par injection d’une amine puis dissolution dans l’eau, et ainsi de limiter les risques de bouchage, en particulier dans les lignes de transfert et/ou dans les sections du procédé de l’invention et/ou les lignes de transfert vers le vapocraqueur, dû à la précipitation des sels de chlorure d’ammonium. Il permet aussi d’éliminer l’acide chlorhydrique formé par la réaction des ions hydrogène et des ions chlorures ainsi qu’une partie du CO et du CO 2 s’il y a de l’oxygène dans l’huile de pyrolyse de plastiques et/ou de CSR.
En fonction de la teneur en composés chlorés dans la charge initiale à traiter, un flux contenant une amine telle que par exemple la monoéthanolamine, la diéthanolamine et/ou la monodiéthanolamine peut être injecté en amont de l’étape a) d’hydrogénation sélective et/ou l’étape b) d’hydroconversion et/ou l’étape c) de séparation, de préférence en amont de l’étape a) d’hydrogénation sélective lorsqu’elle est présente afin d’assurer une quantité suffisante en ions ammonium pour combiner les ions chlorure formés lors de l’étape d’hydroconversion, permettant ainsi de limiter la formation d’acide chlorhydrique et ainsi de limiter la corrosion en aval de la section de séparation.
Avantageusement, l’étape c) de séparation comprend une injection d’une solution aqueuse, de préférence une injection d’eau, dans l’effluent hydroconverti issu de l’étape b), en amont de la section de lavage/séparation, de manière à dissoudre au moins en partie des sels de chlorure d’ammonium et/ou de l’acide chlorhydrique et améliorer ainsi l’élimination des impuretés chlorées et réduire les risques de bouchages dus à une accumulation des sels de chlorure d’ammonium.