Tous les essais enzymatiques ont été réalisés à l'aide d'un spectrophotomètre UV-Visible Agilent 8453 dans des cuvettes de 1 ml de volume final avec une quantité appropriée d'extrait brut. La spécificité (ou le blanc) de la réaction enzymatique a été vérifiée en effectuant la réaction à la fois en présence du substrat sans extrait brut et en présence d'extrait brut sans substrat. Pour l'α-cétoacide déshydrogénase à chaîne ramifiée (BCKAD), la réaction correspondait à la décarboxylation oxydative de l'acide 2-oxo-4-méthylpentanoïque mesurée par la réduction du NAD+ en NADH à 340 nm. Le mélange réactionnel contenant 50 mM de tampon phosphate de potassium pH 7,4, 2 mM d'EDTA, 0,2 mM de DTT, 0,5 mM de TPP, 5 mM de MgSO4, 0,5 mM de CoA-SH et 1,5 mM de NAD+ a été initié par l'addition de 0,2 mM d'acide 2-oxo-4-méthylpentanoïque. L'activité de l'énoyl-CoA hydratase (ECH) a été déterminée selon [24] en utilisant 0,225 mM de crotonyl-CoA comme substrat. La conversion de ce substrat en 3-hydroxy-butanoyl-CoA a été mesurée à 263 nm à pH 8,0 dans 45 mM de Tris-HCl pH 8,0. L'activité décarboxylase (DC) a été déterminée en utilisant l'acide 2-oxo-4-méthylpentanoïque comme substrat dans un mélange réactionnel contenant 50 mM de Na+citrate à pH 6,2, 100 mM de KCl, 0,2 mM de DTT, 0,5 mM de TPP, 5mM de MgSO, 0,2 mM de NADH et 5 U/mL d'alcool déshydrogénase de levure. La réaction a été lancée par l'addition de 0,2 mM d'acide 2-oxo-4-méthylpentanoïque et l'oxydation du NAD+ a été suivie à 340 nm. L'alcool déshydrogénase (ADH) a été testée avec 2 mM de 2-méthylpropanal ou 100 mM d'éthanol. Dans le premier cas, la réduction de 0,2 mM de NADH en NAD+ a été suivie à 340 nm dans un mélange contenant 50 mM de tampon Na+citrate pH 6,2, 100 mM de KCl, 0,2 mM de DTT, 0,5 mM de TPP et 5 mM de MgSO4. Dans le second cas, la réaction a été réalisée dans du phosphate de potassium 50 mM pH 7,4, 100 mM KCl, 0,2 mM DTT, 0,5 mM TPP, 5 mM MgSO4 et 0,2 mM NADH. La réaction a été amorcée avec de l'éthanol 100 mM. Pour le dosage de l'activité aldéhyde déshydrogénase (AlDH), la réaction a été effectuée en présence de 50 mM de tampon Na+-citrate pH 6,2, 100 mM KCl, 0,2 mM DTT, 0,5 mM TPP, 5 mM MgSO4 et 1,5 mM NAD+. La réaction a été amorcée par l'ajout de 2 mM de 2-méthylpropanal et suivie à 340 nm par la réduction de NAD+ en NADH. L'activité de l'acyl-CoA déshydrogénase (ACyD) a été déterminée après la réduction du DCIP en DCIPH 2 à 655 nm. La réaction a été réalisée dans un tampon phosphate de potassium 50 mM pH 7,4, 2 mM EDTA, 100 mM KCl, 0,1 mM FAD+, 0,5 mM DCIP et 0,2 mM DTT et a été initiée par l'addition de 0,2 mM 2-méthylbutanoyl-CoA. L'alcool acyltransférase (AAT) a été testée dans le sens hydrolytique (estérase), ce qui a été réalisé selon [25] en utilisant le butyrate de p-nitrophényle qui est hydrolysé en butyrate et p-nitrophénol, qui absorbeà 415 nm. La réaction a été réalisée dans un mélange contenant 50 mM de phosphate de potassium pH 7,4, 2 mM d'EDTA et 100 mM de KCl et a commencé par l'addition de 2 mM de butyrate de p-nitrophényle. Enfin, le dosage de l'activité acyl-CoA hydrolase (ACyH) a été effectué dans un tampon phosphate de potassium 10 mM (pH 6,5), 50 mM MgCl2 et 0,1 mM DTNB. La réaction a été lancée par l'ajout de 0,1 mM de 2-méthylbutanoyl-CoA et la libération de CoASH a été suivie à 415 nm, ce qui correspond à la production de DTNBH réduit. La concentration en protéines a été déterminée à 550 nm par la méthode Bradford [26], avec de l'albumine de sérum bovin (BSA, Sigma-Aldrich) comme standard. Tous les essais ont été réalisés en triplicata à partir de cultures indépendantes et pour chaque culture, les essais ont été réalisés en double.