INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Les colonies de M. smegmatis recombinant présentaient une couleur bleue intense sur des boîtes de M7H11 enrichi en X-gal (Figure 1A), révélant l'expression de ethA dans ces conditions. Une couleur bleu pâle a été observée pour les colonies de M. bovis BCG (pBSh-PethA-lacZ) (données non montrées). Les deux souches recombinantes ont ensuite été co-transformées avec pMV261-ethR, un plasmide multicopie compatible comprenant ethR (Baulard et al., 2000). Les colonies de M. smegmatis et M. bovis BCG résultantes étaient blanches sur boîtes enrichies en X-gal, révélant que la présence de ethR réprimait l'expression de ethA.
De manière à confirmer le phénotype de M. bovis BCG, l'activité ssgalactosidase a été quantifiée chez les souches recombinantes : Mycobacterium bovis BCG (pBSh-PethA-lacZ) présentait une activité p- galactosidase significativement supérieure (15,7 U) par rapport à BCG cotransformé avec pBSh-PethA-/acZ et pMV261-ethR (0,51 U) (Figure 1 B).
Ainsi, la surexpression de ethR chez M. smegmatis et chez BCG a conduit à une forte inhibition de l'expression de ethA. Ces résultats confirment l'hypothèse selon laquelle EthR régule de manière négative l'expression de ethA. Par analogie avec la capacité de la tétracycline à inhiber la liaison de TetR sur son opérateur, l'influence de l'ETH sur l'activité du répresseur EthR a été évaluée. Mycobacterium smegmatis co-transformé avec pBSh-PethA-/acZ et pMV261-ethR a été cultivé en présence de concentrations variables d'ETH, et les activités ss-galactosidase ont été mesurées. Les activités ss-galactosidase n'ont pas semblé être influencées par un traitement à l'ETH (données non montrées), indiquant que l'ETH
n'entrave pas la capacité de EthR à réprimer ethA, même à haute concentration.
B.2. Liaison de EthR à PethA démontrée par des tests de modification de la mobilité électrophorétique Afin de déterminer si la répression de ethA par EthR intervient via une interaction physique directe entre la région promotrice de ethA (PethA) et EthR, des tests de modification de la mobilité électrophorétique (EMSA) ont été réalisés sur un fragment d'ADN de 191 pb marqué au [32P] à son extrémité, contenant la région intergénique ethA-R, amplifié par PCR à partir de l'ADN chromosomique de M. tuberculosis H37Rv. EthR complet et recombinant a été marqué par une étiquette histidine (His6-EthR), à son extrémité N-terminale, afin de faciliter la purification de l'enzyme en utilisant la chromatographie d'affinité Ni2±chélate. Comme montré sur la figure 2A, l'ajout de quantités croissantes de His6-EthR purifié au fragment d'ADN marqué au [32P] entraînait le retard de la migration du fragment sur des gels de polyacrylamide natifs, révélant que EthR est capable de se fixer sur le région intergénique ethA-R. Des compétiteurs d'ADN spécifiques et non spécifiques ont été utilisés pour déterminer la spécificité de liaison de His6-EthR à la région promotrice de ethA (Figures 2 B et 2C). La réapparition d'une sonde libre a été observée lorsqu'un compétiteur spécifique (sonde non marquée) était ajouté en excès de 500 à 1000 fois au mélange contenant la sonde marquée et His6-EthR, tandis que la même quantité de compétiteur non spécifique (voir Matériels et Méthodes, partie A supra) ne modifiait pas l'interaction entre His6-EthR et la sonde marquée.
B. 3. Détermination des sites de liaison de EthR Afin de localiser précisément l'opérateur de ethA, des expériences d'empreintes à la DNase I ont été réalisées sur les deux brins de l'ADN. Deux fragments, un fragment HindIII-SphI de 323 pb et un fragment Xhol-
Hindlll, contenant la région intergénique ethA-R ont été marqués à leurs extrémités sur les brins opposés. Pour les deux fragments, His6-EthR purifié était capable de protéger la même région de 55 pb après digestion modérée à la DNase # (Figures 3A et 3B). Cette région se situe de 5 nucléotides en amont du codon d'initiation d'ethA à 16 nucléotides en amont du codon d'initiation d'ethR, couvrant ainsi 55 pb au-delà de la région intergénique de 75 pb (Figure 3C). Ainsi, EthR se lie à une région d'ADN inhabituelllement longue, suggérant qu'il interagit avec son opérateur sous la forme d'un multimère fonctionnel. De manière intéressante, les expériences de protection à la DNase 1 réalisées avec soit de faibles (Figure 3A) soit de fortes (Figure 3B) concentrations de HiS6-EthR ont donné lieu à des empreintes équivalentes, suggérant une association coopérative de la protéine à l'opérateur.
B. 4. Identification du point d'initiation de la transcription du gène ethA Afin de comprendre les mécanismes de répression d'ethA par EthR, le point +1 de transcription d'ethA a été identifié en utilisant une analyse par extension d'amorces. Lorsque l'ARN total préparé à partir de M. bovis BCG 1173P2 a été soumis à une analyse d'extension d'amorces, un produit unique a été identifié, commençant au nucléotide A localisé 13 bases en amont du codon d'initiation de la traduction de ethA (Figure 3D).
Ce résultat indique que le point d'initiation de la transcription d'ethA et les sites de reconnaissance de l'ARN polymérase chevauchent l'opérateur de ethA (Figure 3C).
Lorsque la séquence en amont du point d'initiation de la transcription d'ethA a été comparée avec d'autres séquences promotrices mycobactériennes, aucune boîte conservée-10 ou-35 putative n'a pu être identifiée (Figure 3C). Le promoteur d'ethA ne ressemble pas au consensus de #70 de E. coli et donc devrait être classé dans le groupe C des promoteurs régulés proposés par Gomez et Smith (2000).
B.5. Stoechiométrie de l'interaction entre His6-EthR et la région intergénique ethA-R Un fragment d'ADN double brin biotinylé de 106 pb (Figure 4A ; IG-106) chevauchant la région intergénique ethA-R a été utilisé comme ligand pour mesurer la stoechiométrie de liaison de His6-EthR par résonance plasmonique de surface (SPR).
Des concentrations croissantes de His6-EthR ont été injectées sur une cellule Sensor Chip fonctionnalisée par 205 RU de fragment d'ADN biotinylé jusqu'à saturation du ligand à l'équilibre (Figure 4B). Etant donné que His6-EthR a un Mr calculé de 25 920 et que 205 RU de fragment d'ADN (69 k Da) ont été fixées sur la surface de la cellule Sensor Chip, le rapport His6-EthR : ADN a été estimé à l'aide de l'équation 1 pour chaque concentration de His6-EthR. Une stoechiométrie de 8 molécules de His6EthR par molécule d'ADN a été déduite. De manière intéressante, cette stoechiométrie était très rapidement atteinte à un seuil de concentration de His6-EthR (Figure 4C).
Cette expérience a été répétée en utilisant un fragment d'ADN double brin biotinylé de 62 pb (Figure 4A ; IG-62) chevauchant la région de 55 pb identifiée par les expériences d'empreinte à la DNase I. Une stoechiométrie identique de 8 molécules de His6-EthR par molécule d'ADN a été mesurée (Figure 4D), confirmant que toutes les molécules de répresseur se lient dans la région protégée par la DNAse I.
EXEMPLES Composé fluorescent
Analyse élémentaire : C : 62,43 % ; 6,40 % ; 23,07 % ; 8,09 %.
Composition 2 Composé fluorescent 1 % 1% Acide musique 0,2 % l'acide N-lauroyl-N,N',N'-tri-acétique éthylène diamine - 0,2 % Agent de pH qsp pH 7 pH 7 Eau distillée qsp. 100% qsp. 100% Coloration Chaque composition est appliquée sur une mèche de cheveux châtains naturels (hauteur de ton 4) avec un temps de pose de 20 minutes.
Le produit brut obtenu est purifié par chromatographie sur gel de silice (éluant dichlorométhane/méthanol ou toluène/acétate d'éthyle dans des proportions adaptées au produit final attendu) ou par HPLC semi-préparative en phase inverse (colonne C18 - mode isocratique H20/CH3CN dans des proportions adaptées au produit final attendu).
1. 4) Méthode D : Préparation de dimères.
Un mélande de 0. 66 mmol d'un alcool dans 7 mL de toluène et de 0. 33 mmol d'un diisocyanate est chauffé à reflux pendant 15h. Le milieu réactionnel est alors mis à 0 C pendant 3h. Si un précipité se forme, celui-ci est filtré et rincé avec du toluène froid, puis séché sous vide ; sinon le milieu réactionnel est évaporé à sec sous vide, puis trituré dans de l'éther diéthylique. Le précipité éventuellement formé est filtré et rincé à l'éther diéthylique froid.
Le produit brut obtenu est purifié par chromatographie sur gel de silice (éluant dichlorométhane/méthanol ou toluène/acétate d'éthyle dans des proportions adaptées au produit final attendu) ou par HPLC semi-préparative en phase inverse (colonne C18 - mode isocratique H2O/CH3CN dans des proportions adaptées au produit final attendu).
1. 5) Méthode E : Préparation de carbamates par couplage de Suzuki.
Sous argon, on place dans un ballon 0.04 mmol d'un carbamate (préparé selon la méthode A à partir d'un alcool et de 4-iodophenyl isocyanate) et 0. 06 mmol d'un acide boronique dans un mélange de 7 mL de toluène et 7 mL de méthanol. On ajoute ensuite 1. 2 mmol de chlorure de lithium, 0. 002 mmol de tétrakistriphénylphosphine palladium (0) et 1 mL d'une solution aqueuse 1M de carbonate de sodium. Le milieu réactionnel est chauffé à reflux pendant 7 heures, puis on ajoute à nouveau 0. 002 mmol de tétrakistriphénylphosphine palladium (0). Le chauffage se poursuit pendant 9 heures.
Après refroidissement, le milieu réactionnel est filtré sur Célite, puis l'on rince avec un peu d'acétate d'éthyle et d'eau. Le filtrat est extrait avec de l'acétate d'éthyle. La phase organique est lavée par de l'eau et par une solution aqueuse saturée de chlorure de sodium, séchée sur MgSO4 et concentrée sous vide.
1. 6) Méthode F : Préparation de carbamates par méthvlation.
Dans un ballon sous argon, on place 0. 254 mmol d'un carbamate dans 3 mL de DMF anhydre. On ajoute ensuite 0.762
mmol de carbonate de césium anhydre et 0. 762 mmol de iodure de tétrabutylammonium. Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 30 minutes puis l'on ajoute 0.762 mmol d'iodure de méthyle. La réaction se poursuit alors pendant 5 heures à température ambiante. Le milieu réactionnel est versé sur de l'eau, et l'on extrait 3 fois à l'acétate d'éthyle. Les phases organiques sont réunies et lavées 2 fois à l'eau puis par de la saumure, séchées sur sulfate de magnésium anhydre et concentrées sous vide.
Le produit est éventuellement purifié par chromatographie sur gel de silice (éluant dichlorométhane/méthanol ou toluène/acétate d'éthyle dans des proportions adaptées au produit final attendu).
1. 7) Méthode G : Préparation de thiocarbamates.
Dans un ballon sous argon, on ajoute 0.543 mmol d'un alcool, 0. 597 mmol d'un isothiocyanate et 0. 597 mmol d'hydrure de sodium (à 60% en suspension dans l'huile minérale) dans 1 mL de tétrahydrofurane anhydre. Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 3h30, concentré sous vide puis partitionné dans un mélange eau/dichlorométhane. La phase organique est séparée et séchée sur sulfate de magnésium anhydre, puis concentrée sous vide.
1.8) Méthode H : Préparation de carbamates dérivés de sérinol.
Une instruction IF THEN indique (entre les mots clé 'IF' et THEN') une condition, exprimée à partir de valeurs de paramètres, si l'instruction est à faire ou non.
5. 2 Instruction de sélection Une instruction de sélection est introduite par le mot clé 'on' suivi du nom d'un composant (typiquement une structure) sur lequel s'applique une liste d'instructions comprises entre '{'et '}'. Si le composant est indexé, une indication d'index peut suivre le nom de composant (voir section sur l'index).
5. 3.4 Valeur calculée Dans ce cas l'instruction est suivie du caractère' :=' suivi d'une liste d'instructions entre '{'et '}'. Ces instructions portent sur le n#ud indiqué par le composant, et itémisent les actions aboutissant à l'affectation du composant (typiquement sous-composant par sous-composant).
Une telle solution est avantageuse par rapport à une solution réalisant une intégration directe sur la capacité de micropointe pour plusieurs raisons : - Elle n'est pas sensible, en ce qui concerne le signal, aux capacités parasites situées en amont.
- Son gain de conversion peut être fixé de manière précise. Il est défini par la valeur de Cfb. Il peut être, par exemple, de 23uV/e- pour Cfb = 7fF.
- Le point de polarisation de la cathode est fixé par la variable externe V1 Module comparateur 31 Ce module 31 reçoit sur ses entrées deux tensions analogiques : - la tension Vse de sortie du module senseur 30, - 1 a tension de commande V2 qui fixe la valeur du seuil de comparaison.
Ce module comprend un amplificateur 40 en boucle ouverte dont le niveau de sortie comporte deux états (VDD et VSS) équivalents à deux états logiques en fonction des tensions d'entrée : - Tant que Vse>V2, la sortie logique Vcom reste à 1 .
- Lorsque Vse=V2, la sortie logique Vcom commute et vient se positionner au 0 logique.
Module logique 32 Ce module 32 a plusieurs fonctions de séquencement et de génération de signaux internes. Il a pour rôle : de maintenir ( latch ) la prise de décision Vcom obtenue en sortie du module comparateur 31 jusqu'à l'arrivée d'un signal de remise à zéro.
- de générer des phases non-recouvrantes utiles pour la remise à zéro du module senseur 30 et du module de commande 33.
Ce module est initialisé par un signal de démarrage start en début de séquence, et obéit au signal data, de la manière illustrée par la table suivante :
Data Action 1 Emission de la micropointe 0 Pas d'émission de la micropointe
Module de commande 33 Ce module 33 a la charge d'établir la tension de grille d'extraction nécessaire à l'émission par la micropointe du courant désiré de manière synchrone avec l'apparition du signal start. Lorsque la dose d'électrons émis a été atteinte (signal de décision Vcom émis par le module comparateur 31). Ce module 33 coupe le flux en amenant la tension de grille d'extraction à un niveau tel que le courant
électronique est diminué de plusieurs décades. Ces valeurs d'allumage et d'extinction dépendent de la transconductance de la micropointe et de son modèle géométrique. Les tensions de pilotage peuvent être commutées de 20V à 50V environ, ce qui nécessite alors l'usage d'une technologie spécifique haute tension (HVCMOS). La principale fonction de ce module 33 est donc de réaliser la translation de niveau [0-3v] à [20v-50v].
Un tel dispositif de commande et de contrôle présente de nombreuses limitations, inhérentes au principe utilisé. En effet, la tension Vse obtenue en sortie du module senseur 30 est proportionnelle au courant de cathode le émis par la micropointe. En considérant V1 comme le niveau de tension d' initialisation, le nombre Ne d' électrons émis par la micropointe est tel que :
Qe étant la charge électrique émise et q la charge de l'électron.
Une charge calibrée Qc peut donc être programmée par V2 avec la relation :
La valeur du seuil de comparaison V2 fixe la charge électrique programmée. Si tous les modules étaient parfaits, le module senseur 30 transmettrait immédiatement une représentation Vse du courant cathode le, le module comparateur 31 ne présenterait aucun retard, et la commande de grille d'extraction actionnerait instantanément l'établissement ou l'extinction du flux électronique, selon le chronogramme de la figure 7A. Quel que soit alors le niveau du courant électronique, la charge émise serait identique et, comme illustré sur la figure 7B : - un courant nominal Icnom serait interrompu au bout d'un temps tnom.
- un courant 2*Ic nom serait interrompu au bout d'un temps tnom/2.
(ii) Tensioactif(s) non ionique(s) : Les agents tensioactifs non-ioniques sont, eux aussi, des composés bien connus en soi (voir notamment à cet égard "Handbook of Surfactants" par M. R. PORTER, éditions Blackie & Son (Glasgow and London), 1991, pp 116-178) et leur nature ne revêt pas, dans le cadre de la présente invention, de caractère critique. Ainsi, ils peuvent être notamment choisis parmi (liste non limitative) les alcools, les alphadiols, les alkylphénols polyéthoxylés, polypropoxylés, ayant une chaîne grasse comportant par exemple 8 à 18 atomes de carbone, le nombre de groupements oxyde d'éthylène ou oxyde de propylène pouvant aller notamment de 2 à 50. On peut également citer les copolymères d'oxyde d'éthylène et de propylène, les condensats d'oxyde d'éthylène et de propylène sur des alcools gras ; les amides gras polyéthoxylés ayant de préférence de 2 à 30 moles d'oxyde d'éthylène, les amides gras polyglycérolés comportant en moyenne 1 à 5 groupements glycérol et en particulier 1,5 à 4 ; esters d'acides gras du sorbitan oxyéthylénés ayant de 2 à 30 moles d'oxyde d'éthylène ; les esters d'acides gras du sucrose, les esters d'acides gras du polyéthylèneglycol, les alkylpolyglycosides, les dérivés de N-alkyl glucamine, les oxydes d'amines tels que les oxydes d'alkyl (Cio - C14) amines ou les oxydes de N-acylaminopropylmorpholine.
de carbone et contenant au moins un groupe anionique hydrosolubilisant (par exemple carboxylate, sulfonate, sulfate, phosphate ou phosphonate) ; on peut citer encore les alkyl (Cg-C2o) bétaïnes, les sulfobétaïnes, les alkyl (Cg-C20) amidoalkyl (Ci-Ce) betaïnes ou les alkyl (C8-C20) amidoalkyl (Ci-Ce) sulfobétaïnes.
Parmi les dérivés d'amines, on peut citer les produits vendus sous la dénomination MIRANOL, tels que décrits dans les brevets US-2 528 378 et US-2 781 354 et classés dans le dictionnaire CTFA, 3ème édition, 1982, sous les dénominations Amphocarboxyglycinates et Amphocarboxypropionates de structures respectives : R2-CONHCH2CH2 -N(R3)(R4)(CH2COO-) dans laquelle : R2 désigne un radical alkyle d'un acide R2-COOH présent dans l'huile de coprah hydrolysée, un radical heptyle, nonyle ou undécyle, R3 désigne un groupement bêta-hydroxyéthyle et R4 un groupement carboxyméthyle ; et R2'-CONHCH2CH2-N(B)(C) dans laquelle : B représente -CH2CH20X', C représente -(CH2)z -Y', avec z = 1 ou 2, X' désigne le groupement -CH2CH2-COOH ou un atome d'hydrogène Y' désigne -COOH ou le radical-CH2 - CHOH - S03H R2' désigne un radical alkyle d'un acide R9 -COOH présent dans l'huile de coprah ou dans l'huile de lin hydrolysée, un radical alkyle, notamment en C7, C9, C11 ou C13, un radical alkyle en C17 et sa forme iso, un radical Ci? insaturé.
* Ces composés sont classés dans le dictionnaire CTFA, 5ème édition, 1993, sous les dénominations Disodium Cocoamphodiacetate,
diéthyl paraphénylènediamine, la 2,5-diméthyl paraphénylènediamine, la N,N-diméthyl paraphénylènediamine, la N,N-diéthyl paraphénylènediamine, la N,N-dipropyl paraphénylènediamine, la 4-amino N,N-diéthyl 3-méthyl aniline, la N,N-bis-((3-hydroxyéthyl) paraphénylènediamine, la 4-N,N-bis-(P-hydroxyéthyl)amino 2-méthyl aniline, la 4-N,N-bis-(P-hydroxyéthyl)amino 2-chloro aniline, la 2-(3-hydroxyéthyl paraphénylènediamine, la 2-fluoro paraphénylènediamine, la 2-isopropyl paraphénylènediamine, la N-((3-hydroxypropyl) paraphénylènediamine, la 2-hydroxyméthyl paraphénylènediamine, la N,N-diméthyl 3-méthyl paraphénylènediamine, la N,N-(éthyl, P-hydroxyéthyl) paraphénylènediamine, la N-(B,[gamma]-dihydroxypropyl) paraphénylènediamine, la N-(4'-aminophényl) paraphénylènediamine, la N-phényl paraphénylènediamine, la 2-P-hydroxyéthyloxy paraphénylènediamine, la 2-(3-acétylaminoéthyloxy paraphénylènediamine, la N-((3-méthoxyéthyl) paraphénylène-diamine, la 4-aminophénylpyrrolidine, la 2-thiényl paraphénylènediamine, le 2- ss hydroxyéthylamino 5-amino toluène, la 3-hydroxy 1-(4'aminophényl)pyrrolidine et leurs sels d'addition avec un acide.
Parmi les paraphénylènediamines citées ci-dessus, la paraphénylènediamine, la paratoluylènediamine, la 2-isopropyl paraphénylènediamine, la 2-ss-hydroxyéthyl paraphénylènediamine, la 2-(3-hydroxyéthyloxy paraphénylène-diamine, la 2,6-diméthyl paraphénylènediamine, la 2,6-diéthyl paraphénylènediamine, la 2,3-diméthyl paraphénylènediamine, la N,N-bis-(P-hydroxyéthyl) paraphénylènediamine, la 2-chloro paraphénylènediamine, la 2--acétylaminoéthyloxy paraphénylènediamine, et leurs sels d'addition avec un acide sont particulièrement préférées.
Parmi les bis-phénylalkylènediamines, on peut citer à titre d'exemple, le N,N'-bis-(P-hydroxyéthyl) N,N'-bis-(4'-aminophényl) 1,3-diamino propanol, la N,N'-bis-(P-hydroxyéthyl) N,N'-bis- (4'- aminophényl) éthylènediamine, la N,N'-bis-(4-aminophényl)
tétraméthylènediamine, la N,N'-bis-(p-hydroxyéthyl) N,N'-bis-(4aminophényl) tétraméthylènediamine, la N,N'-bis-(4-méthylaminophényl) tétraméthylènediamine, la N,N'-bis- (éthyl) N,N'-bis-(4'-amino, 3'-méthylphényl) éthylènediamine, le 1,8-bis-(2,5-diamino phénoxy)-3,6-dioxaoctane, et leurs sels d'addition.
Parmi les para-aminophénols, on peut citer à titre d'exemple, le para-aminophénol, le 4-amino 3-méthyl phénol, le 4-amino 3-fluoro phénol, le 4-amino-3-chlorophénol, le 4-amino 3-hydroxyméthyl phénol, le 4-amino 2-méthyl phénol, le 4-amino 2-hydroxyméthyl phénol, le 4- amino 2-méthoxyméthyl phénol, le 4-amino 2-aminométhyl phénol, le 4- amino 2-((3-hydroxyéthyl aminométhyl) phénol, le 4-amino 2-fluoro phénol, et leurs sels d'addition avec un acide.
Intermédiaire 35 : Préparé à partir de 3-(4-aminophenyl)propionic acid et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d,) 8 1.69 (s, 4H) ; 2.56 (t, 2H) ; 2.86 (t, 2H) ; 3. 17 (s, 2H) ; (s, 2H) ; (d, 1H) ; (d, 2H) Intermédiaire 36 : Préparé à partir de 3-(3-aminophenyl)propionic acid et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d6) 8 1.70 (s, 4H) ; (t, 2H) ; (t, 2H) ; 3. 18 (s, 2H) ; (s, 2H) ; 7. 00-7.39 (m, 4H) Intermédiaire 37 : Préparé à partir de 3-aminobenzoic acid et de exo-7- oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d6) 8 1. 71 (s, 4H) ; 3. 21 (s, 2H) ; 4. 82 (s, 2H) ; 7. 46-7.99 (m, 4H) Intermédiaire 38 : Préparé à partir de 4-aminophenylacetic acid et de exo-7- oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d6) 8 1.70 (s, 4H) ; 3. 18 (s, 2H) ; (d, 2H) ; 4. 80 (s, 2H) ; (d, 2H) ; (d, 2H) Intermédiaire 39 : Préparé à partir de 4-(4-aminophenyl)butyric acid et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
ESI-MS m/z 330 [M+H]+ Intermédiaire 40 : Préparé à partir de 3-aminophenylacetic acid et de exo-7- oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
ESI-MS m/z 302 [M+H]+ Intermédiaire 41 : Préparé à partir de 4-(aminomethyl)benzoic acid et de exo- 7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d6) 8 1. 66 (s, 4H) ; (s, 2H) ; 4. 61 (s, 2H) ; 4. 74 (s, 2H) ; (d, 2H) ; (d, 2H) Intermédiaire 42 : Préparé à partir de 6-aminomethyl-nicotinic acid hydrochloride (Ref 14) et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane- 2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d6) # 1. 67 (s, 4H) ; (s, 2H) ; 4. 74 (m, 4H) ; 7. 34 (d, 1H) ; 8. 22 (d, 1H) ; (s, 1H) Intermédiaire 43 :
Préparé à partir de 4-(2-aminoethyl)benzoic acid et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
ESI-MS m/z 316 [M+H]+ Intermédiaire 44 : Préparé à partir de trans-4- (aminomethyl)cyclohexanecarboxylic acid et de exo-7- oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon la méthode Il.
1H-NMR (DMSO-d6) 8 0. 87-0.96 (m, 2H) ; (m, 2H) ; 1. 62 (s, 4H) ; (m, 4H) ; (s, 2H) ; (d, 2H) ; 4. 69 (s, 2H) ESI-MS m/z 308 [M+H]+ Intermédiaire 45 : Ce composé a été préparé à partir de L-tyrosine et de exo- 7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon une méthode décrite (Ref 15).
Intermédiaire 46 : Ce composé a été préparé à partir de L-phenylalanine et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon une méthode décrite (Ref 15).
Intermédiaire 47 : Ce composé a été préparé à partir de L-tryptophane et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon une méthode décrite (Ref 15).
Intermédiaire 48 : Ce composé a été préparé à partir de D-tryptophane et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3-dicarboxylic anhydride selon une méthode décrite (Ref 15).
Intermédiaire 49 : Ce composé a été préparé à partir de 1-methyl-D- tryptophane et de exo-7-oxabicyclo[2.2.1]heptane-2,3- dicarboxylic anhydride selon une méthode décrite (Ref 15).
2. 3.1) Méthode J1.
Dans un mélange de 21 mmol d'un phénol dans 55 mL de DMSO, de 22 mmol de tert-butylate de potassium, on ajoute une solution de 4-fluoronitrobenzene dans 18 mL de DMSO. Le mélange réactionnel est chauffé pendant 1 heure à 100 C.