INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
BRÈVE DESCRIPTION DES DESSINS La figure 1 est une vue de conception de la présente invention ; la figure 2 est un schéma qui représente un mode de réalisation de la présente invention ; la figure 3 est un schéma qui représente un exemple d'un écran de listing de tables de distribution ; la figure 4 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'édition de table de distribution ; la figure 5 est un organigramme qui explique un processus destiné à être exécuté lorsqu'un bouton NOUVELLE ou un bouton MODIFICATION est pressé dans l'écran de listing de tables de distribution représenté sur !a figure 3 ; la figure 6 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'instauration de condition de distribution ; la figure 7 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'entrée de destination ; la figure 8 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'entrée de métadonnées ; la figure 9 est un organigramme qui explique un processus destiné à être exécuté lorsqu'un utilisateur dirige une unité de base de PDM (figure 2) pour distribuer des données qui ont été préalablement enregistrées dedans ; la figure 10 est un organigramme qui explique les détails de l'opération de transfert de données représentée sur la figure 9 ; la figure 11 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'instauration de distribution ; la figure 12 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'édition de table de distribution ; la figure 13 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'entrée de date de transmission ; la figure 14 est un organigramme qui représente un processus destiné à être exécuté par un serveur de distribution lorsqu'il reçoit certaines données en provenance de l'unité de base de PDM ; la figure 15 est un schéma qui représente un exemple d'un écran de connexion ; la figure 16 est un schéma qui représente un exemple d'un écran d'état de boîte de réception ; la figure 17 est un schéma qui représente un exemple d'un écran de listing d'éléments ; la figure 18 est un organigramme qui représente un processus destiné à être exécuté par un serveur de distribution ; la figure 19 est un organigramme qui représente un processus destiné à être exécuté par une station de réception ; la figure 20 est un schéma qui représente un second mode de réalisation de la présente invention ; la figure 21 est un dessin présenté à titre d'exemple qui est converti selon des données d'image ; et la figure 22 est un organigramme qui représente un processus destiné à être exécuté selon le second mode de réalisation représenté sur la figure 20.
DESCRIPTION DES MODES DE RÉALISATION PRÉFÉRÉS Des modes de réalisation préférés de la présente invention seront décrits ci-après par report aux dessins annexés.
La figure 1 est une vue de conception d'un système de délivrance de données selon la présente invention. Ce système comprend une station d'envoi 1 et une station de réception 3, lesquelles stations sont interconnectées au moyen d'un réseau 2. Bien que la figure 1 représente seulement une seule station de réception dans un souci de simplification, il doit être apprécié qu'une pluralité de stations de réception identiques sont connectées dans un système réel.
La station d'envoi 1 comprend une base de données de données en masse la, une base de données de métadonnées lb, une unité de détermination de destination l c, une unité d'identification d'attribut I d, une unité d'établissement de date/heure le, une unité d'identification de format 1f, un convertisseur de format 1g, un émetteur 1 h et un émetteur de données de résumé 1 i. La base de données de données en masse 1 a stocke des fichiers de données de documentation appelés fichiers de "données en masse". Ici, l'expression "données en masse" se réfère à des dessins d'ingénierie et à d'autres documents semblables. La base de données de métadonnées 1 b stocke des fichiers de "métadonnées", c'est-à-dire les attributs et toute autre information qui décrivent chaque unité de données en masse qui est stockée dans la base de données de données en masse l a. Lorsque la transmission de certains fichiers de données en masse est demandée en requête, l'unité de détermination de destination 1 c détermine les destinations des fichiers de données en masse demandés en requête conformément à leurs informations d'attribut telles qu'identifiées par l'unité d'identification d'attribut I d. L'unité d'identification d'attribut 1 d consulte la base de données de métadonnées 1 b afin de trouver les attributs des fichiers de données en masse demandés en requête.
L'unité d'établissement de date/heure 1 e est utilisée pour spécifier une date et une heure souhaitées de transmission des données. L'unité d'identification de format 1f identifie quel format de données chaque station de réception peut manipuler et envoie cette information au convertisseur de format l g. Le convertisseur de format 1 g reçoit un fichier de données en masse dont la destination a été identifiée par l'unité de détermination de destination 1 c et si nécessaire, il convertit le format du fichier de données en masse donné tel que spécifié par l'unité d'identification de format l f. L'émetteur 1 h stocke temporairement ces fichiers de données convertis et les envoie en sortie lorsque demandé en requête par la station de réception 3 et lorsque l'utilisateur qui formule la requête est identifié avec succès. L'émetteur de données de résumé 1 i compile les données de résumé qui expliquent brièvement les fichiers de données en masse destinés à être distribués par référence à des fichiers de métadonnées pertinents dans la base de données de métadonnées lb. L'émetteur de données de résumé 1 i envoi ces données de résumé à la station de réception 3 avant la transmission des fichiers de données en masse demandés en requête. Le réseau 2 interconnecte la station d'envoi 1 et la station de réception 3, ce qui leur permet d'échanger les fichiers de données mentionnés ci-avant ainsi que des messages.
La station de réception 3 comprend un récepteur 3a, une unité de reproduction 3b et une unité d'authentification 3c. Le récepteur 3a reçoit des données en provenance de la station d'envoi 1. L'unité de reproduction 3b reproduit les données originales à partir des données reçues par le récepteur 3a et les affiche sur un écran de moniteur ou sur tout autre dispositif de sortie (non représenté). L'unité d'authentification 3c réalise un processus d'authentification afin de vérifier si oui ou non l'utilisateur courant est un utilisateur autorisé. Si l'utilisateur a satisfait ce test, l'unité d'authentification 3c le notifie à la station d'envoi 1.
Le système de délivrance de données mentionné ci-avant fonctionne comme suit. On suppose par exemple qu'un jeu de dessins d'ingénierie vient juste d'être entré dans la base de données en masse 1 a en tant que nouveaux fichiers de données de dessin. Ceci a pour effet que la station d'envoi 1 produit un enregistrement de la date d'enregistrement, du numéro de série et de toutes autres données nécessaires afférentes. Cet enregistrement est ensuite stocké dans la base de données de métadonnées 1 b en tant que nouvelle entrée. En outre, la station d'envoi 1 demande à l'utilisateur d'entrer diverses informations d'attribut concernant les fichiers de données de dessin. Cette information est également enregistrée dans la base de données de métadonnées 1 b.
Lorsque l'utilisateur entre une commande afin de distribuer les fichiers de données de dessin stockés sur d'autres stations, la station d'envoi 1 exécute cette commande comme décrit ci-après. Ici, l'utilisateur effectuant l'envoi peut souhaiter spécifier une date et une heure spécifiques de transmission de données en utilisant l'unité d'établissement de date/heure le. Dans ce cas, ce qui est décrit au niveau de la section qui suit se déroulera à l'instant planifié.
5. 1. Synthèse du fragment portant "partie de nptII et site BspEI" Le fragment de 892 pb portant "partie de nptII et site BspEI", a été amplifié par PCR à partir de 5 ng d'ADN matrice pBinl9 à l'aide de 20 pmoles de chacun des 2 oligodésoxynucléotides, 5' GGAATCGAAATCTCGTGATGGCAGG 3' (SEQ. ID39) et 5' TAATCTGCATCCGGATCTGGATCGTTTCGC 3' (SEQ.ID43) portant le site BspEI, en présence de 200 pM de chacun des dNTP, 60 mM de Tris-S04 pH 9,1,18 mM (NH4)2 S04, 1,8 mM MgS04 et 2 U d'enzyme eLONGase (GIBCO BRL Life Technologies) dans un milieu réactionnel de 50 l final. Cette réaction a été répétée. La réaction d'amplification par PCR a été réalisée dans un thermocycleur "GeneAmp PCR System 9700". Après dénaturation à
94 C pendant 3 min., l'ADN a été soumis à 15 cycles constitués chacun des étapes de dénaturation à 94 C pendant 45 sec., d'hybridation à 55 C pendant 45 sec. et d'élongation à 68 C pendant 1 min. Puis, lors du dernier cycle, l'élongation a été poursuivie à 68 C pendant 3 min. Le produit PCR ainsi obtenu a été isolé par électrophorèse sur gel d'agarose à 2% dans du tampon TBE et purifié à l'aide du kit QIAquick Gel Extraction . L'ADN a été repris dans 50 l de H2O.
5. 2. Synthèse du fragment portant "site BspEI - MCS" Le fragment (250 pb) portant "site BspEI - MCS", a été amplifié par PCR à partir de 5 ng d'ADN matrice pMRT1118 à l'aide de 20 pmoles de chacun des 2 oligodésoxynucléotides, 5' GCTCGAGTGAATTCAAAGCTTCGGTACCGTTGAAGGAGCCACTCAGCCG 3' (SEQ.ID38) et 5' ACGATCCAGATCCGGATGCAGATTATTTGG 3' (SEQ.ID44) portant le site BspEI. Les conditions d'amplification PCR et du traitement du fragment PCR obtenu sont les mêmes que celles décrites en 5.1.
5. 3. Synthèse du fragment portant "partie nptII - MCS" Le fragment de 1117 pb portant "partie nptII - MCS", résulte de l'assemblage des 2 fragments PCR, "partie nptII site BspEI" et "site BspEI - MCS", par extension par chevauchement.
Pour ce faire, une amplification PCR a été effectuée à partir de 7,5 l de chacun des produits PCR traités correspondant à "partie nptII - site BspEI" et "site BspEI MCS", à l'aide 20 pmoles de chacun des 2 oligodésoxynucléotides, 5' GGAATCGAAATCTCGTGATGGCAGG 3' (SEQ.ID39) et 5' GCTCGAGTGAATTCAAAGCTTCGGTACCGTTGAAGGAGCCACTCAGCCG 3' (SEQ.ID38), en présence de 200 pM de chacun des dNTP, 60 mM de Tris-SO4 pH 9,1,18 mM (NH4)2 S04, 1,8mM MgSO4 et 2 U d'enzyme eLONGase (GIBCO BRL Life Technologies) dans un milieu réactionnel de 50 l final. Cette réaction a été répétée 4 fois. La réaction d'amplification par PCR a été réalisée dans un thermocycleur "GeneAmp PCR System 9700". Après dénaturation à 94 C pendant 3 min., l'ADN a été soumis à 15 cycles constitués chacun des étapes de dénaturation à 94 C pendant 45 sec., d'hybridation à 62 C pendant 45 sec. et d'élongation à 68 C pendant 1 min.
Puis, lors du dernier cycle, l'élongation a été poursuivie à 68 C pendant 7 min. Le produit PCR ainsi obtenu a été isolé par électrophorèse sur gel d'agarose à 1% dans du tampon TBE et purifié à l'aide du kit "QIAquick Gel Extraction". L'ADN a été repris dans 50 l de H20, digéré par Bsu36I et PstI, et, soumis à l'électrophorèse sur gel d'agarose à 2 % dans du tampon TEB.
Le fragment d'ADN de 315 pb a été isolé et purifié à l'aide du kit "QIAquick Gel Extraction".
5. 4. Obtention de pMRT1121 Le fragment d'ADN Bsu36I - PstI de 315 pb, qui porte le site BspEI, a été ligaturé aux sites Bsu36I et PstI du plasmide binaire pMRT1119.
Le plasmide pMRT1119 a été préalablement digéré par Bsu36I et PstI, soumis à l'électrophorèse sur gel d'agarose à 1% dans du tampon TEB et purifié à l'aide du kit QIAquick Gel Extraction . L'ADN a été repris dans 50 l de H2O, déphosphorylé par 50 unités de phosphatase alcaline d'intestin de veau (New England Biolabs) dans un milieu réactionnel final de 120 l en présence de 12 l de tampon 3 x 10 (New England Biolabs) à 37 C pendant 1 heure, et purifié à l'aide du kit "QIAquick PCR Purification".
La ligation par réaction PCR a été réalisée avec 100 ng de plasmide pMRT1119 digéré déphosphorylé et 30 ng de fragments d'ADN digérés (315 pb) dans un milieu réactionnel de 10 l en présence de 1 l de tampon T4 DNA ligase x 10 (New England Biolabs) et de 400 unités d'enzyme T4 DNA ligase (New England Biolabs). Elle est constituée de 180 cycles composés de 2 étapes, l'une de 10 C pendant 30 sec. et l'autre de 30 C pendant 30 sec. dans un thermocycleur "GeneAmp PCR System 9700". Les bactéries, Escherichia coli DH5a ou SCS110 (déficiente en méthylases Dam et Dcm), rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur milieu LB supplémenté en kanamycine (50 mg/1), a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline et vérifié par digestions enzymatiques et séquençage. Le plasmide résultant a été appelé pMRT1121 (Figure 5). Sa séquence complète SEQ. ID05 est donnée dans le listage de séquences.
6. Synthèse de pMRT1122 Le plasmide pMRT1122 (6016 pb) résulte de l'introduction dans pMRT1119 d'une mutation ponctuelle dans le gène nptil muté pour restaurer le site de restriction BglII et conduire ainsi à l'obtention du gène nptII sauvage.
Pour ce faire, le site de restriction BglII a été restauré dans le gène nptII muté de pMRT1119 par mutagenèse dirigée selon le procédé de Michael (1994).
L'oligodésoxynucléotide 5'ATGGGTCACGACGAGATCTTCGCCGTCGGG 3' (SEQ. ID45) a été préalablement phosphorylé en soumettant 600 pmoles de l'oligodésoxynucléotide à l'action de 90 unités de T4 kinase (Amersham) en présence de 30 l de tampon T4 kinase xlO (Amersham) et de 3 l d'ATP 100 mM dans un milieu réactionnel de 300 l final à 37 C pendant 30 min. L'oligodésoxynucléotide ainsi traité a été purifié à l'aide du kit Qiaquick Removal Nucleotide (QIAGEN) selon les recommandations du fournisseur.
Puis, la ligation par PCR a été réalisée à partir de 10 ng de matrice pBIN19 à l'aide de 200 pmoles de chacun des oligodésoxynucléotides, 5' GGAATCGAAATCTCGTGATGGCAGG 3' (SEQ. ID39), 5' ATGGGTCACGACGAGATCTTCGCCGTCGGG 3' (SEQ. ID45) phosphorylé comportant le site de restriction BglII et 5' ATTATTGCGCGTTCAAAAGTCGCC 3' (SEQ. ID40), en présence de 400 pM de chacun des dNTP, 10 l de tampon Taq DNA ligase x 10 (New England BioLabs), 5 unités de Vent DNA Polymerase (New England BioLabs) et 40 unités de Taq DNA ligase (New England BioLabs) dans un milieu réactionnel de 100 l final. La réaction de ligation par PCR a été réalisée dans le thermocycleur GeneAmp PCR System 9700 en réalisant les trois phases successives suivantes : la première phase a consisté en un cycle composé des étapes de dénaturation à 94 C pendant 5 min., d'hybridation à 50 C pendant 1 min. et d'élongation à 65 C pendant 4 min. ; seconde phase a été composée de 28 cycles comprenant chacun les étapes de dénaturation à 94 C pendant 30 sec., d'hybridation à 50 C pendant 1 min. et d'élongation à 65 C pendant 4 min. ; enfin, la dernière phase a été constituée d'un cycle composé des étapes de dénaturation à 94 C pendant 30 sec., d'hybridation à
50 C pendant 1 min. et d'élongation à 65 C pendant 15 min. Le milieu réactionnel PCR a ensuite été soumis à l'électrophorèse sur gel d'agarose à 0.8 % dans du tampon TBE et purifié à l'aide du kit QIAquick Gel Extraction . Les fragments d'ADN (1023 pb) ainsi traités, ont été hydrolysés par NcoI et PstI et soumis à l'électrophorèse sur gel d'agarose à 2%. Les fragments d'ADN de 383 pb ont été isolés, purifiés à l'aide du kit QIAquick Gel Extraction , repris dans 50 l de H20 et ligaturés aux sites Ncol et PstI du plasmide pMRT1119. Pour ce faire, l'ADN plasmidique pMRT1119 a été digéré par NcoI et PstI, purifié sur gel d'agarose à 0,8 %. Le fragment correspondant au plasmide a été isolé, purifié à l'aide du kit QIAquick Gel Extraction , puis, déphosphorylé par 50 unités de phosphatase alcaline d'intestin de veau (New England Biolabs) dans un milieu réactionnel final de 120 l en présence de 12 l de tampon 3 x 10 (New England Biolabs) à 37 C pendant 1 heure, et enfin, repris dans 50 l de H2O.
La ligation par PCR a été réalisée avec 50 ng de plasmide pMRT1119 digéré déphosphorylé et la totalité des fragments d'ADN digérés et traités dans un milieu réactionnel de 10 l en présence de 1 l de tampon T4 DNA ligase x 10 (New England Biolabs) et 400 unités d'enzyme T4 DNA ligase (New England Biolabs). Elle est constituée de 180 cycles composés de 2 étapes, l'une de 10 C pendant 30 sec. et l'autre de 30 C pendant 30 sec. dans le thermocycleur GeneAmp PCR System 9700 .
Formulations Alumi- verre Polycarbo- Polyéthylè- Polypropy- PE traité PP traité nium nate (PC) ne (PE) lène (PP) corona corona F3 0 0 0 5 5 5 5 F4 0 0 0 5 5 5 5 F5 0 0 0 5 0 0 0 F6 0 0 0 0 0 0 0 F7 0 0 0 0 0 0 0 F8 0 0 0 5 0 0 0 F9 0 0 5 5 5 0 0 F10 0 0 5 5 5 5 5
Ces exemples illustrent parfaitement une augmentation simultanée des propriétés d'adhérence et de dureté dans le cas de revêtements contenant des MPR de l'invention.
Exemple 4 La formulation réalisée contient : - 46,55 parties (p.) d'acrylate d'isobornyle (SR 506) - 19,95 p. d'acrylate de 2-2(éthoxy éthoxy) -éthyle (SR 256 de CRAY VALLEY) - 28,5 p. de MPR de l'exemple 1 - 3 p. de Darocur 1173 - 2 p. d'Irgacure 184 Les propriétés mécaniques mesurées à 23 C sur le film libre sont : Module dYoung = 130 MPa Allongement à la rupture = 70% Contrainte à la rupture = 12,5 MPa Ces résultats illustrent pour ce revêtement un bon compromis dureté / flexibilité avec une bonne adhérence du revêtement sur verre et aluminium. Le film de référence sans MPR est extrêmement cassant avec un allongement à la rupture pratiquement nul qui ne permet pas d'être caractérisé selon les méthodes décrites précédemment.
PROMOTEURS CHIMERIQUES D'EXPRESSION, CASSETTES D'EXPRESSION, VECTEURS, PLANTES ET SEMENCES TRANSGÉNIQUES LES CONTENANT, ET METHODES DE LEUR OBTENTION.
[DESCRIPTION] La présente invention concerne des promoteurs chimériques d'expression, destinés notamment à une mise en oeuvre dans le domaine la biotechnologie végétale.
De manière générale, les promoteurs d'expression sont connus dans le domaine de la biotechnologie et de la manipulation génétique.
S'agissant plus particulièrement de la biotechnologie végétale, le taux d'expression d'un gène codant pour un polypeptide à produire dans une cellule hôte est souvent dépendant du promoteur utilisé.
Le problème est que les différents promoteurs utilisés couramment sont souvent limités à des applications ou des tissus particuliers, en raison de leur spécificité tissulaire ou puissance d'expression. On peut, par exemple, citer le promoteur 35S du virus de la mosaïque du chou fleur comme un promoteur relativement fort, comparé par exemple au promoteur provenant du gène nos, ces deux promoteurs étant plus particulièrement utilisés dans le domaine de la biotechnologie végétale. Il existe donc un besoin pour de nouveaux promoteurs permettant de pallier les inconvénients de la mise en oeuvre des promoteurs actuels.
Une tentative de combler ce besoin a été rapportée dans la demande de brevet PCT, publiée sous le numéro WO 97/48819, qui décrit des promoteurs dérivés du virus de la mosaique de cassava (CsVMV), tous comportant une partie de séquence d'acide nucléique présentant 18 nucléotides séquentiels dont l'homologie est d'au moins 80% comparée à une séquence de référence identifiée dans la demande.
Les expressions utilisées dans la description et les revendications ont la signification suivante : - "acide nucléique" signifie ADN ou ARN ; - "séquence d'acide nucléique" signifie un oligomère ou polymère, simple ou double brin, de bases nucléotidiques lues à partir de
l'extrémité 5' vers l'extrémité 3', et comprend des plasmides autoréplicants, des gènes, des polymères d'ADN, ou d'APN, infectieux ou non, et de l'ADN, ou l'APN, fonctionnel ou non- fonctionnel . Dans la notation nucle0ti:que utilisée uans la présente demande, sauf mention particulière, l'extrémité gauche d'une séquence nucléotidique simple brin est l'extrémité 5' ; - "séquence d'acide nucléique dérivée" signifie que la séquence dérive directement ou indirectement de la séquence à laquelle il est fait référence, par exemple par substitution, délétion, addition, mutation, fragmentation, et/ou synthèse d'un ou plusieurs nucléotides ; - "promoteur" ou "séquence d'acide nucléique promotrice" signifie une région d'acide nucléique en amont du codon de démarrage de la traduction et qui est impliquée dans la reconnaissance et la liaison de l'ARN polymérase et d'autres protéines pour la transcription ; - "promoteur végétal" est un promoteur capable d'initier la transcription dans des cellules végétales ; - "promoteur constitutif" est un promoteur capable d'exprimer des séquences d'acides nucléiques liées de manière opérationnelle audit promoteur, dans tous ou pratiquement tous les tissus de l'organisme hôte pendant tout le développement dudit organisme ; - "promoteur tissulaire spécifique" est un promoteur capable d'exprimer de manière sélective, des séquences d'acides nucléiques liées de manière opérationnelle audit promoteur, dans certains tissus spécifiques de l'organisme hôte ; - "liées de manière opérationnelle" signifie la liaison du promoteur, à la séquence d'acide nucléique, ou gène, à exprimer qui code pour une protéine à produire, de telle sorte que le promoteur influence positivement la transcription de la séquence d'acide nucléique liée. On doit comprendre que la séquence du promoteur inclut également des séquences transcrites entre le site de démarrage de la transcription et le codon de démarrage de la traduction ; - "cassette d'expression" signifie des séquences nucléotidiques capables de diriger l'expression d'une séquence d'acide nucléique,
ou d'un gène, codant pour un polypeptide à produire dans un organisme hôte compatible avec de telles séquences. De telles cassettes incluent au moins un promoteur et un signal de terminaison de la transcription, et optionnellement -Vautres facteurs nécessaires ou utiles à l'expression ; - "vecteur" signifie des systèmes d'expression, par exemple des projectiles enrobés d'ADN, des véhicules de transit à base d'acides nucléiques, des molécules d'acide nucléique adaptées pour livrer de l'acide nucléique, et de l'ADN circulaire autoréplicant autonome, par exemple plasmides, cosmides, phagemides, etc. Si un micro-organisme ou une culture cellulaire recombinant est décrit comme hôte d'un "vecteur d'expression", ceci inclut de l'ADN circulaire extrachromosomique (tel que par exemple de l'ADN mitochondrial ou chloroplastique), de l'ADN ayant été intégré au(x) chromosome(s) hôte(s), le vecteur pouvant être soit répliqué de manière stable par les cellules pendant la mitose en tant que structure autonome, intégré au génome de l'hôte, soit maintenu dans le noyau ou le cytoplasme de l'hôte ; - "plasmide" signifie une molécule d'ADN circulaire autonome capable de réplication dans une cellule, et comprend à la fois les plasmides dits "d'expression" et les plasmides dits "de non-expression". Si un micro-organisme ou culture cellulaire recombinante est décrit comme hôte d'un plasmide "d'expression", ceci comprend à la fois des molécules d'ADN circulaires extrachromosomiques et de l'ADN ayant été intégré au(x) chromosome(s) hôte(s). Si le plasmide est maintenu par une cellule hôte, le plasmide est soit répliqué de manière stable par les cellules pendant la mitose en tant que structure autonome, soit intégré au génome de l'hôte ; - "séquence hétérologue" ou "séquence d'acide nucléique hétérologue" signifie une séquence provenant d'une source, ou d'une espèce, étrangère à son environnement, ou si elle provient du même environnement, a été modifiée par rapport à sa forme originale. La modification de la séquence d'acide nucléique peut avoir lieu par exemple par traitement de l'acide nucléique avec une enzyme de restriction pour générer un fragment d'acide