INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
LISTAGE DE SEQUENCE MERISTEM THERAPEUTICS Promoteurs chimériques, leur procédé d'obtention, et cassettes, vecteurs et plantes transgéniques les contenant Promoteur Chimérique PPc 22 PatentIn Vers. 2.0 1 834 ADN Artificial Sequence promoter (1)..(834) Séquence entière du promoteur petE du gène de la plastocyanine du pois Last, D. I.
Plant Journal 3 437-449 1993
1 aagcttgcat gcctgcaggt cgactctaga actagtggat ctatgcaact tacaacgtgc 60 actcgcggag gattggacgt gtgcaactta caacgtacgc attgttcgtc catacaatag 120 tgtagaattg gacatgtgca acttacaaca tgtgcaactt acaacgtgcg ctcgcggagg 180 aatgtgaagt tgaacacgta caacttacgt catttgtgca tgcagaagca tagagctgag 240 cacacaattc ataatttgaa ggacacatga tttgctataa agaactcttt agaagtacca 300 caactttgac tgagtttgat atagctaata aagatggagc tcattataat ttgaalggca 360 taatcaagct aaacgaacaa gcttagttaa tcatgttaaa caacaattct ttgtaataat 420 aaattgtctt tcaactagtc caagtttatg agttgattct tcggaataaa ttagaaaata 480 tcttagactt tatacttcat tgattatttc atagagcaag taggagaaat aaaaatatac 540 tagtattatt tactaaaaaa aatctaagcc acgtcggagg ataacatcca acccagccaa 600 tcacagcaat gttcatcaga taacccactt taagcccacg cactctgtgg cacatctaca 660 ttatctaaat cacatattct tccacacatc ttagccacac aaaaacccaa tccacatctt 720 tatcatccat tctataaaaa atcaccttct gtgtgtctct ctttcgattc ccttcaaaca 780 catacaaatt cagtagagaa gaaactcatt actcttgaga aacctagagg atcc 834 2 623 ADN Artificial Sequence promoter (1). (623) Promoteur MPr1097 dérive du promoteur petE par une délétion en 5' des séquences répétées inversées ainsi que de laboîte as-1 like porté par le fragment Sphl de 212 pb Promoteur MPrl097 Last, D. I.
1) L'étape (1) s'exécute successivement pour chacun des m nombres de base de gi à g",. On calcule le symbole de Legendre du nombre de base courant g par rapport au candidate. Un et un seul des deux cas suivants se présente : Si le symbole vaut-1, on rejette le candidat. Sinon (le symbole vaut +1), on poursuit l'examen en passant au nombre de base g suivant à l'étape (1).
Lorsque le candidat est acceptable pour l'ensemble des m nombres de base, on passe à l'étape (2).
2) L'étape (2) s'exécute successivement pour chacune des m valeurs
publiques de G, à Go.
On calcule un entier t tel que p-1 est divisible par 2' mais pas par 2'+', puis, un entier s = (p-1+2l)I2+', de façon à établir une clé (s,p). On applique la clé (s, p) à la valeur publique courante G g2 pour obtenir un résultat r, soit : r Gs (mod p) . Selon le résultat, un et un seul des deux cas suivants se présente : a) Si r est égal à g ou à -g, alors u = 0 ; poursuit l'examen du candidat en passant à la valeur publique G suivante à l'étape (2). b) Sinon, on calcule un nombre u positif, prenant une des valeurs de 1 à t-2, en appliquant l'algorithme suivant qui met en #uvre deux variables : jj prenant des valeurs allant de 2 à 2t-2et w initialisée par r, ainsi qu'un nombre entier b obtenu en appliquant une clé ((p-l)/2',) à un résidu non quadratique de CG(p).
Pour un indice ii allant de 1 à t-2, on répète l'opération suivante : On calcule w2IG (mod p), puis, on applique une clé (2"'',/?) au résultat pour obtenir +1 ou -1 (sinon, on a une preuve que le candidat n'est pas premier). Si l'on obtient -1, alors on calcule jj = 2", puis, c == /1 (mod p), puis, on remplace w par w.c (modp), puis, on passe à l'indice ii suivant. Si l'on obtient +1, on passe à l'indice ii suivant.
A l'issue de l'algorithme, la valeur figurant dans la variable jj définit u par la relation jj = 2 "; la valeur figurant dans la variable w est une racine carrée de G, c'est-à-dire, g ou -g (sinon, on a une preuve que le candidat n'est pas premier). Deux cas se présentent : # Si t-u
M Sinon (t-u >~ k), on poursuit l'évaluation du candidat en passant à la valeur publique G suivante à l'étape (2).
Lorsque le candidat est acceptable pour l'ensemble des m valeurs publiques,
il est accepté comme facteur premier congru à 1 (mod 4).
Calcul des valeurs associées Pour obtenir les composantes privées, calculons toutes les solutions à l'équation (3.a) dans les deux cas les plus simples et les plus courants avant d'aborder le cas général.
Pour chaque facteur premier p, congru à 3 (mod 4), la clé ((p+1)I4, p) donne la racine carrée quadratique de n'importe quel résidu quadratique. On en déduit une manière de calculer une solution à l'équation (3.a) : s, ((p+1 ) I 4)k (mod (p-1 )l2) ; puis, QJ Gaz (modp) ou bien plutôt, l'inverse (modp) d'une telle solution. s = (p 1 )I2-((p+ 1 ) l 4)k (mod (p - 1)/2) puis, QJ = G? (modp) Dans CG(p), il y a alors deux et seulement deux racines carrées de l'unité : +1 et -1 ; il y a donc deux solutions en x à l'équation (3.a) : les deux nombres (3 et p Q, ont le même carré G (modp).
Pour chaque facteur premier Pj congru à 5 (mod 8), la clé ((pJ+3)l8, pi) donne la racine carrée de rang impair de n'importe quel élément de rang impair. On en déduit une solution à l'équation (3.a) : Si ((pif+3) / 8)* (mod (p 1)14) ; puis, QJ == Glsl (modp) ou bien plutôt, l'inverse (mode) d'une telle solution. sj - (p 1 )/4-((p+3) / 8)k (mod (p]-1)l4); puis, Qtj = G,S' (modp) Dans CG(p), il y a alors quatre et seulement quatre racines quatrièmes de l'unité ; il y a donc quatre solutions en* à l'équation (3.a). Remarquons que 2 ' 1)/4 (mod p) est une racine carrée de -1 parce que le symbole de Legendre de 2 par rapport à p congru à 5 (mod 8) vaut -1. Si QIJ est une solution, alors -6, est une autre solution, ainsi que le produit (mod p) de QJ par une racine carrée de -1.
Pour un facteur premier pl congru à 2+1 (mod 2'), la clé ((p 1+2/2'+', pJ# donne la racine carrée de rang impair de n'importe quel élément de rang impair. On peut donc calculer une solution à l'équation (3.a).
- Calculons d'abord un nombre entier s s ((p 1+2/2'+,)k (mod (pi-\)l2t) pour établir une clé (s , p).
- Lorsque la clé (pJ-l + 2)12'+\ p) transforme G, en g, ou en - g,, le rang de G est impair dans CG(p) (u = 0). Alors, la clé (sJ' p) transforme G, en un nombre z : c'est la solution de rang impair à l'équation (3. a). Selon les valeurs de t et de k, il y a encore min(2'-I, 2'-1) autres solutions sur une ou plusieurs branches. La branche de z2 porte une autre solution : c'est p-z. Lorsque t > 2, la branche des porte deux autres solutions : c'est le produit de z par chacune des deux racines carrées de-1, c'est-à-dire, chacune des deux racines quatrièmes primitives de l'unité. Or, si y est un résidu non quadratique de CG(p), alors, y'-"' (mod j) est une racine carrée de-1. D'une manière générale, pour i prenant chaque valeur de 1 à min(k, t), la branche de la puissance 2' ième de z porte zt-1 solutions : ce sont les produits (mod pJ) de z par chacune des 2'-' racines 2' ièmes primitives de l'unité. Or, si y est un résidu non quadratique de CG(p), alors, y à la puissance (p 1)/2 est une racine 2" ième primitive de l'unité que nous nommons c. Les 2l-1 racines 2' ièmes primitives de l'unité sont les puissances impaires de c : c, c' (mod p), c5 (mod pJ), ... c à la puissance 2'-1 (mod p).
TDR/VCR 0x000000 Field Bits Size volatile? Synopsis Type perr~flags [0,7] 8 / R-port errer flags Varies HARD reset 0 merr~flags [8,15] 8 / TDR module errer flags Varies HARD reset 0 mod-vers [16,31] 16 - Module versicn RO HARD reset 0x0000 mod~id [32,47] 16 Module identity RO BARD reset 0x1005 bot~mb [48,55] 8 Bottom memory block RO HARD reset OxOA Top~mb [56,63] 8 Top memory block RO BARD reset OxOA
TABLEAU 2.tab
+=Table~001 +title TDR/VCR register description +headings TDR. VCR^^^^0x000000^
Field&Bits&Size&Volatile?&Syisis&Type
+text perr~flags&[0,7]&8&3&P-port error flags&Varies &HARD reset&&0&& merr~flags&[8,15]^8^3^TDR module error flags&Varies ^HARD reset &&0&& mod~vers^[16,31]^16^ SMcdule versicn&RO &HARD reset &&0x0000&& mod~id^[32,47]^16^ Module identity&RO ^HARD reset&&0xl005&& bot~mb^[48,55] &8& &Bottan memory block&RO &HARD reset&&OxOA&&
tcp~mb&[56,63]&B& &Ttp rrarory block&RO
&HARD reset&&OxOA&& TABLEAU 3 AD
+=TDR. VCR +fields err snt 1 1 RW 0 bad addr 2 1 RW 0 unsol~resp 3 1 RW 0 opc~err 8 1 RW 0 len err 9 1 RW 0 mod~vers 16 16 RO 0 ncd~id 32 16 RO 0x1005 bot~mb 48 8 RO 0xA top~mb 56 8 RO OxA +size 8 +address 0
NOUVEAUX CARBAMATES ACTIVES STABLES, LEUR PROCEDE DE PREPARATION ET LEUR UTILISATION POUR LA PREPARATION D'UREES.
L'invention a pour objet de nouveaux carbamates activés stables, leur procédé de préparation et leur utilisation pour la préparation d'urée.
La synthèse et les applications des urées substituées connaissent depuis quelques années un essor important. Ces composées sont présents dans un certain nombre de principes actifs actuellement en développement dans l'industrie pharmaceutique comme des inhibiteurs de la protéase du VIH, des antagonistes du récepteur CCK-B, ou bien des antagonistes de l'endothéline.1 Par ailleurs les oligourées ont été introduits comme scaffolds pour la création de feuillets J3 2 ou bien comme mimes du squelette peptidique3. Les méthodes de formation d'urées substituées reposent sur la réaction d'amines avec des agents de carbonylation4, avec des isocyanates5 ou bien des carbamates6.
Dans le cadre de recherches visant à développer de nouveaux composés à activité immunomodulatrice, on a besoin d'une méthode simple, ne nécessitant pas l'utilisation du phosgène ou d'un de ses dérivés pour accéder facilement à des analogues peptidiques contenant des urées ou bien des oligomères d'urées. En 1995, le groupe de Burgess a décrit pour la première fois la synthèse en phase solide d'oligourées. Celle-ci était basée sur l'utilisation de synthons isocyanates dérivés de diamines mono-phtalimide N-protégées. Cette stratégie nécessite la préparation des précurseurs diamines mono-phtalimide protégées et utilise le triphosgène comme agent de carbonylation pour obtenir l'isocyanate correspondant. 3a,3b Dans une approche similaire le groupe de Schultz a utilisé des azido 4-nitrophényle carbamates comme synthons préactivés. 3c,3d Plus récemment, les carbamates de 4-nitrophényle obtenus par réaction d'éthylènediamines N-substituées Boc-protégées avec du chloroformate de 4-nitrophényle ont été décrits comme synthons pour la synthèse d'urée-peptoides par le groupe de Liskamp.3c En résumé, il n'existe pas à l'heure
actuelle de voie de synthèse facile de monomères activés obtenus à partir d'acides aminés protégées indifféremment par un groupement Fmoc, Boc ou Z évitant l'utilisation du phosgène (ou de ses dérivés) et permettant la synthèse d'oligomères d'urées ainsi que l'incorporation facile de motifs urée dans des peptides. Les carbamates activés sont généralement préparés par réaction d'amines avec des carbonates4 ou des chloroformates3e,6b , ou bien par réaction des isocyanates avec des alcools.
L'un des aspects de l'invention est de proposer de nouveaux carbamates activés stables.
L'un des autres aspects de l'invention est de proposer de nouveaux isocyanates. L'un des autres aspects de l'invention est de proposer un nouveau procédé de préparation d'urée cycliques ou non.
Après lavage, les billes enrobées ont été remises en suspension dans 32 l d'éthanol absolu, soniquées 3 fois 2 sec, mélangées vigoureusement au vortex pendant 15 sec, puis immédiatement réparties en 4 parties aliquotes identiques sur les disques "macrocarriers" stériles du système Biolistic PDS-1000/He préparés selon les recommandations du fournisseur (Bio-Rad, Hercule, USA). L'ensemble "support du macrocarrier/ macrocarrier portant le dépôt de billes", a été mis à sécher pendant 5 min.
5. 3. Bombardement des tissus foliaires de tabac et expression transitoire.
Le bombardement des feuilles de tabac a été effectué à l'aide du système Biolistic PDS-1000/He en suivant les recommandations générales du fournisseur (Bio-Rad, Hercule, USA) concernant les manipulations et montages des différents éléments de l'appareil.
Chaque feuille a été bombardée deux fois successivement en suivant les caractéristiques de tir suivantes : - la pression d'hélium choisie pour accélérer les billes est de 6200 kPa (900 psi).
- l'échantillon végétal a été placé à 9 cm de la zone d'accélération des billes.
- le tir a été effectue sous une atmosphère en dépression de 27 mm de mercure.
Après bombardement les feuilles ont été laissées sur milieu BY3 et incubées 48 h à l'obscurité en salle de culture à 24 C. Cette incubation doit permettre l'expression transitoire des transgènes introduits dans les cellules.
5. 4. Evaluation de l'activité des différents promoteurs par coloration histochimique.
La révélation de l'expression de la ss-glucuronidase a été réalisée par coloration histochimique comme décrit par Jeffersson et al. (1987). Après 48 h en chambre de culture, chaque feuille a été coupée en deux selon l'axe de la nervure
centrale. La moitié de la feuille a été incubée dans du tampon de coloration de la B-glucuronidase (5-bromo, 4-chloro, 3-indolyl glucuronide (X-Gluc) 500 mg/1, Triton xlOO 0,05% dans du tampon phosphate 0,1 M, pH 7,0) pendant 48 h à 37 C, alors que l'autre moitié a été congelée dans l'azote liquide, puis conservée à -80 C.
Après coloration, les feuilles ont été dépigmentées par passage dans deux bains d'éthanol 95 % pendant respectivement 3 et 12 h, puis rincées dans l'eau distillée et séchées à plat entre deux feuilles de cellophane.
L'activité promotrice des différentes constructions a été évaluée par le nombre de points bleus révélés sur chaque feuille après deux bombardements totalisant 2 g d'ADN portant le gène rapporteur GUS.
Trois catégories de promoteurs ont été identifiées. Les feuilles bombardées avec les promoteurs MPrl096, MPrl098, MPrll08, MPrll09, MPrll43 et MPrll53 présentent en moyenne un nombre de points bleu inférieur à 30. Les feuilles bombardées par les promoteurs petE, MPrl097 et MPrlllO présentent une nombre de points bleus compris entre 50 et 150. Enfin, les feuilles bombardées par MPrllll et par le promoteur de référence MPrl092 présentent en moyenne un nombre de points bleus très importants et comparables supérieurs à 200.
En conclusion, les promoteurs chimériques MPrlllO et MPrllll permettent d'obtenir une expression de la ss-glucuronidase à un niveau supérieur ou égal au promoteur petE entier ; et MPrllll présente une activité promotrice comparable à celle obtenue à l'aide du promoteur constitutif fort de référence D35S prom.
5. 5. Quantification de l'expression de la B-glucuronidase par les différents promoteurs, par dosage enzymatique au luminomètre.
Les demi-feuilles congelées ont été broyées dans un mortier, puis la poudre a été mise à décongeler dans du tampon d'extraction (Tris Phosphate 25 mM pH 7,8, Dithiothréitol 2 mM, acide 1,2-diaminocyclohexane, N,N,N',N'-tétracétique 2 mM,
- la classe 6 regroupe les promoteurs MPrllll (Fig. IV) et MPrl092 (Fig. I). Le promoteur MPrllll confère un taux d'expression similaire à celui du promoteur double 35S du CaMV de référence (MPrl092). L'ajout d'un élément "as-2" augmente considérablement le taux d'expression par rapport à celui obtenu avec MPrlllO (facteur 1,7). Les éléments agissent en synergie positive. La duplication de la boîte "as-2" augmente cet effet.
En conclusion, le promoteur chimérique MPrlllO permet d'obtenir une expression moyenne de la ss-glucuronidase à un niveau supérieur ou égal au promoteur petE entier. Le promoteur MPrllll présente une activité promotrice comparable à l'activité moyenne obtenue à l'aide du promoteur de référence D35S prom.
Ces résultats sont en accord avec ceux observés après coloration histochimique des feuilles bombardées avec ces mêmes promoteurs.
Le promoteur CaMV D35S étant communément rapporté dans la littérature comme étant un promoteur chimérique apportant une augmentation de l'activité promotrice du gène rapporteur GUS de l'ordre de 8 à 12 fois supérieure à celle apportée par le promoteur CaMV 35S (Kay et al., 1987), MPrllll constitue l'un des promoteurs chimériques, actif dans les feuilles de tabac, le plus fort décrit à ce jour.
Les promoteurs de plus faible expression peuvent présenter un intérêt en tant que promoteurs utilisables pour conférer une résistance à des antibiotiques pour les besoins de la sélection, par exemple, de la même manière que les promoteurs type "nos".
Expression des différents promoteurs dans le tabac après transformation stable.
6. 1. Transformation stable dans le tabac.
La transformation du tabac (Nicotiana tabacum L., cultivar PBD6) a été réalisée en infectant des disques foliaires isolés de
plantes de tabac âgées de 6 semaines par les agrobactéries recombinantes selon la méthode décrite par Horsch et al. (1985).
Tout au long de la transformation, les boîtes de Pétri ont été incubées en chambre de culture dans les conditions suivantes : température de 24 C, photopériode de 16 h obscurité/ 8 h lumière, intensité lumineuse de 200 umol photons.m-2.sec-1 , et hormis pour l'étape initiale de coculture, l'ensemble des étapes de callogénèse, de régénération et d'enracinement a été réalisé sur divers milieux sélectifs supplémentés en Augmentin (400 mg/1) et Kanamycine # (200 ou 100 mg/1) ; Les différentes étapes et les milieux utilisés sont les suivants - une étape de coculture de trois jours, lors de laquelle les agrobactéries infectent les cellules végétales, sur milieu de coculture MS30 solide (milieu de base MS (Murashige et Skoog, 1962) additionné de vitamines (Gamborg et al., 1968) 4,4 g/1 (Sigma, M0404), Saccharose 30 g/1, agar 8 g/1 (Merck), pH 5,7) supplémenté en Benzyl Amino Purine à 1 mg/1 et Acide Indole-3 Acétique à 0,1 mg/1 .
- une étape de formation des bourgeons de deux fois 2 semaines en chambre de culture sur milieu de régénération MS20 solide (Sels et vitamines MS 4,4 g/1 (Sigma, M0404), Saccharose 20 g/1, , agar 8 g/1 (Merck), pH 5,7), supplémenté en Benzyl Amino Purine à 1 mg/1, Acide Indole-3 Acétique à 0,1 mg/1, Augmentin # à 400 mg/1 et Kanamycine # à 200 mg/1.
- une étape de développement et d'enracinement de 3 semaines en chambre de culture sur milieu de développement MS20 solide supplémenté en Augmentin # à 400 mg/1 et Kanamycineà 100 mg/1.
- une étape de repiquage en pots de verre en chambre de culture sur milieu de développement MS20 solide supplémenté en Augmentin # à 400 mg/1 et Kanamycine # à 100 mg/1.
6. 2. Mesure et comparaison de l'activité B-glucuronidase dans les plantes de tabac.
L'activité -glucuronidase a été mesurée sur des échantillons de plantes transgéniques de première génération, prélevés 2
Les solvants hydrosolubles de l'invention sont choisis de préférence parmi les monoalcools aliphatiques linéaires ou ramifiés en CI-6, les polyols aliphatiques linéaires ou ramifiés en C3~20, les éthers de polyols dont les mono- ou di-éthers aliphatiques en CI-6 de polyols en C2-9 et les éthers aromatiques en C6-9 de polyols en C2-9.
Les compositions de l'invention contiennent de 0,1 à 10 % en poids, de préférence de 0,5 à 8 % en poids, de solvant hydrosoluble.
Elles contiennent également entre 0,5 et 10 % en poids, de préférence entre 1 % et 8 % en poids, de peroxyde d'hydrogène.
Les compositions de décoloration aqueuses selon la présente invention peuvent également contenir toutes sortes d'adjuvants de décoloration susceptibles de faciliter la manipulation et l'application, d'améliorer la conservation ou l'efficacité des compositions et d'améliorer les pro-
priétés cosmétiques des cheveux traités.
Ces adjuvants sont par exemple des agents de contrôle du dégagement d'oxygène tels que le carbonate de magnésium et la magnésie, des agents tensioactifs, des huiles minérales ou végétales, des cires, des liants, des charges minérales telles que la silice et l'argile, des opacifiants tels que l'oxyde de titane, des colorants, des séquestrants, des parfums et des polymères.
Les compositions de l'invention peuvent contenir en particulier des polymères hydrosolubles épaississants, naturels ou synthétiques et/ou des polymères substantifs cationiques ou amphotères.
Ce procédé comprend les étapes consistant - à préparer la composition prête à l'emploi décrite ci-dessus, - à appliquer ladite composition sur la zone des fibres kératiniques à décolorer, - à laisser reposer pendant un temps suffisant pour obtenir la décoloration recherchée, temps généralement compris entre 10 minutes et une heure, de préférence entre 10 et 45 minutes, et - à éliminer le mélange de décoloration par rinçage à l'eau, suivi d'un lavage avec un shampooing, puis d'un séchage.
Un autre objet de l'invention est un dispositif d'emballage en plusieurs parties, également appelé "kit" d'emballage, comprenant au moins trois compartiments dont le premier contient un sel peroxygéné tel que défini ci-dessus, le second contient un solvant hydrosoluble tel que défini ci-dessus et l'agent alcalin et le troisième contient une composition aqueuse de peroxyde d'hydrogène, le ou les polymère (s) amphiphile (s)
non ionique(s) et/ ou anionique (s) au moins une chaîne grasse étant introduit(s) dans un ou plusieurs de ces compartiments.
L'exemple, donné ci-après à titre purement illustratif et non limitatif, permet de mieux comprendre l'invention.
Exemple Composition A
alcool décylique éthoxylé avec 3 moles d'OE 30 g alcool décylique éthoxylé avec 5 moles d'OE 26 g acide oléique 10 g alcool oléique 3 g propylèneglycol 9 g alcool oléocétylique éthoxylé par 30 moles d'OE 4,5 g monobutyléther d'éthylèneglycol 3 g ammoniaque à 20,5 % en NH3 9 g eau qsp 100 g Composition B
persulfate de sodium 26 g persulfate de potassium 40 g métasilicate de sodium 14 g chlorure d'ammonium 5 g EDTA 1 g laurylsulfate de sodium 2 g cétylhydroxyéthylcellulose 2 g silice qsp 100 g
glycérol 10 %, Triton xlOO 1 %) à raison de 1 ml de tampon pour 200 mg de tissu. Le mélange a été homogénéisé puis incubé pendant 15 min dans la glace avant d'être clarifié par centrifugation pendant 5 min à 16060 g.
L'activité GUS a été mesurée sur 20 l d'extrait brut clarifié de feuille à l'aide du kit de détection "GUS-Light chemiluminescent reporter gene assay" (Tropix Inc., Bedford, USA) selon les recommandations du fournisseur. La mesure de l'émission de lumière a été effectuée à l'aide d'un luminomètre Lumat LB 9507 (EGG-Berthold, Bad Wildbad, Allemagne).
L'activité luciférase a été mesurée sur 20 l d'extrait brut de feuille à l'aide du kit de détection "Luciférase assay system" (Promega Corp., Madison, USA) selon les recommandations du fournisseur. La mesure de l'émission de lumière a été effectuée à l'aide du luminomètre Lumat LB 9507.
Les résultats sont rapportés Fig. V. Pour chaque essai (une feuille bombardée = un extrait brut), le rapport entre l'activité f-glucuronidase et l'activité luciférase mesurées au luminomètre, a été calculé. La moyenne des différents essais pour une construction donnée et l'erreur standard à la moyenne ont été déterminées.
Les promoteurs se répartissent en 6 classes ordonnées de manière croissante du taux d'expression le plus faible (classe 1) au taux d'expression le plus élevé (classe 6) : - la classe 1 renferme les promoteurs MPr1108 et MPrll09 (Fig.
IV). L'expression conférée par ces promoteurs semble peu différente de celle obtenue avec la construction pMRT1144 (Fig.
I) qui ne contient pas de promoteur. La fusion des 2 boîtes, "as-1 like" et "nosE like", au promoteur minimal MPrl098 (Fig.
IV) pour obtenir MPr1108, ne diminue que très peu l'expression moyenne engendrée par MPrl098. Ce résultat semble suggérer un très faible effet inhibiteur de ces boîtes et de leur localisation dans MPrllO8. Le promoteur MPrll09 confère une expression sensiblement identique à celle obtenue avec le promoteur MPr1108. La délétion de la séquence située en aval du
site d'initiation de la transcription, à savoir la région 5' non traduite, ne semble pas modifier l'expression obtenue avec MPr1108.
- la classe 2 comporte les promoteurs MPrl098, MPrll43 et MPrlll2 (Fig. IV). Les promoteurs MPrl098 et MPrll43 présentent une activité similaire. Le promoteur MPrll43 résulte de l'insertion d'une boîte "G" à une distance de 36 pb localisée en amont de la boîte "CAAT" dans le promoteur minimal MPrl098. La présence de cette boîte n'a pas d'effet significatif sur l'expression obtenue avec le promoteur MPrl098. Le promoteur MPrlll2 renferme en amont de la boîte "CAAT", une duplication de la boîte "as-2" suivie de la boîte "as-1" du promoteur 35S du CaMV. Ces éléments à eux seuls ne semblent pas contribuer à améliorer le taux d'expression qui est sensiblement identique à celui obtenu avec le promoteur MPrl098.
- la classe 3 regroupe les promoteurs MPrl096 et MPrl097 (Fig.