INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Le cordon de brasure central (formé sur le plot placé au dessus du ruban) aura alors tendance à recentrer la diode alors que les billes placées de part et d'autre de ce cordon auront l'action contraire.
De plus le volume de la brasure du cordon central ne correspondra plus au positionnement vertical recherché car, du côté de la diode, la surface mouillante sera différente.
Pour résoudre ce problème, on utilise sur la diode un plot de connexion dont les extrémités sont en retrait par rapport aux deux faces de la diode afin de tolérer des écarts sur le clivage (voir la figure 13B).
Cela permet d'augmenter le rendement de découpe par la diminution des tolérances de clivage.
Il convient en effet de noter que des clivages à quelques micromètres près sont très difficiles à obtenir et qu'il y a alors beaucoup de pertes.
En revenant maintenant aux figures 4A et 4B, on a représenté schématiquement sur ces figures un substrat 22 auquel on veut hybrider par exemple une diode laser à émission latérale par la technique flip-chip .
Conformément à la présente invention, on forme sur ce substrat 22 un plot de connexion de forme allongée qui est segmenté.
Dans l'exemple représenté, ce plot est formé de deux segments 24 et 26 de forme rectangulaire, qui ont chacun une longueur L1 et une largeur li et sont espacés d'une distance L2.
La segmentation permet de diminuer le facteur de forme (longueur du plot divisée par largeur du plot) Des éléments de brasure de même volume sont respectivement déposés sur les segments et, après fusion de la brasure, on obtient deux billes de brasure 28 et 30 de même hauteur respectivement sur les segments 24 et 26.
Après retour à la température ambiante, chaque bille se solidifie au centre du segment rectangulaire qui lui est associé.
Comme le montrent schématiquement les figures 5A et 5B, la diode 32, munie d'un plot de connexion 34 non segmenté, de forme allongée, sensiblement rectangulaire (de longueur L et de largeur 12), est préalignée par rapport au substrat 22 par l'intermédiaire de repères mécaniques ou optiques (non représentés) puis est placée sur ce substrat de façon que le plot 34 soit au contact des billes 28 et 30.
On peut aussi prévoir des billes de brasure périphériques (non représentées) ayant approximativement la même hauteur que les billes 28 et 30 et formées sur des plots sensiblement circulaires placés de part et d'autre du plot segmenté.
La diode est alors posée de façon stable sur toutes les billes (par l'intermédiaire de plots correspondants).
On chauffe ensuite l'ensemble obtenu audessus de la température de fusion de la brasure et, à partir des billes 28 et 30, un cordon de brasure continu 36 (figures 6A et 6B) se forme par mouillabilité le long du plot de connexion continu 34 de la diode laser 32.
pylori adaptée à la souris et résistante à la Streptomycine, la souche ORV2001. Un groupe n'ayant reçu aucune dose d'antigène et servant de contrôle est éprouvé de même.
La suspension d'épreuve est préparée comme suit : H. pylori est cultivée sur agar Muller-Hinton (Difco) contenant 5 % de sang de mouton (bioMérieux) (milieu MHA) qui contient les antibiotiques suivants de chez Sigma: Triméthoprim 5 llg/ml, Vancomycine 10 pg/ml, Polymixine B 1.3 llg/ml, Amphotéricine 5 llg/ml et Streptomycine 50 pg/ml. Les boîtes de culture sont incubées pendant 3 jours à 37"C dans des conditions de microaérophilie (Anaerocult C, Merck). Cette culture est récoltée pour ensemenser un flaçon pourvu d'évents de 75 cm2 (Costar) contenant 50 ml de Brucella broth complementé par 5 % de sérum de veau foetal et par les antibiotiques sus-nommés. Le flaçon est incubé dans des conditions de micro aérophilie, sous agitation douce pendant 24 hours. La suspension est alors diluée en Brucella broth pour donner une DO de 0,1 à 550 nm (soit 107 CFU/ml).
Analyse de l'épreuve Quatre semaines après l'épreuve, les souris ont été sacrifiées par rupture des vertèbres cervicales. Les estomacs ont été prélevés pour évaluer l'activité uréase et la charge bactérienne par culture quantitative. Un quart longitudinal de l'estomac (antrum + corpus) est utilisé pour chacun des tests. L'activité uréase a été évaluée après 4 et 24 heures (DO à 550 nm) avec le Jatrox test, Procter & Gamble) et après 24 heures le nombre de souris encore négatives (DO inférieure à 0,1) a été relevé.
Evaluation de l'infection par culture quantitative d'H. pylori Au moment où les souris sont sacrifiées, la muqueuse d'un quart de l'estomac de chaque souris est disposée dans le milieu Portagem de bioMérieux puis dans les deux heures qui suivent, transférée en chambre de culture. L'échantillon est alors homogénéisé en utilisant un homogénéisateur de Dounce (Wheaton, Millville USA) contenant 1 ml de milieu Brucella (Brucella broth) et dilué en série jusqu'à 10-3. Cent Cll de chaque dilution (100, l0-1, 10-2 et 10-3) sont répandus dans des boîtes de Pétri contenant du milieu MHA supplémenté par les antibiotiques sus-nommés, pour culture à 37"C dans des conditions de microaérophilie pendant 4 ou 5 jours. On décompte alors le nombre de bactéries viables. H. pylori est identifiée par sa morphologie révélée par une coloration de Gram et par des réactions positives à des tests uréase, catalase et oxidase.
Analyse de la réponse par ELISA Les analyses par ELISA ont été exécutées conformément au protocole standard (les conjugués biotinylés et la streptavidine péroxydase provenaient de chez Amersham et le substrat OPD de chez Sigma). Les plaques étaient enduites d'extraits H. pylori (5 g/ml) dans du tampon carbonate. Un sérum de contrôle de souris dirigé contre l'extrait d'H. pylori a été introduit dans chaque expérience. Le titre correspond à l'inverse de la dilution donnant une DO de 1,5 à 490 nm.
3B- Résultats Avant tout commentaires au sujet des Figures 4 à 7, on note que ces figures présentent les résultats obtenus avec l'antigène utilisé adjuvanté par de la LT et administré par voie intragastrique. Cette expérience est dite expérience de référence standard dans la mesure où l'association de l'art antérieur LT I IG est celle qui donne les meilleurs résultats à ce jour.
Réponse sérique Comme montré dans la Figure 4, après trois immunisations, toutes les souris immunisées par voie sous-cutanée présentent une réponse sérique importante en IgG.
Sur la base des rapports IgGl:IgG2a, on remarque que le PCPP induit une réponse prédominante de type Th2 (fort taux IgG1, faible taux IgG2a). Le Bay R1005 et le DC-chol induisent une réponse plus équilibrée de type Thl / Th2. Enfin le QS-21 induit une réponse prédominante de type Thl. En fait, la différence principale entre les quatre groupes de souris Al à A4 réside dans leurs titres IgG2a, les titres IgGI étant tous similaires.
Protection après épreuve Les Figures 5 à 7 montrent que le niveau de protection dans les groupes Al et A2 est similaire à ou même meilleur que celui observé dans le groupe de référence (LT). ILs s'agit des groupes ayant reçues les doses d'uréase en présence du QS-21 et du Bay R1005 respectivement. Le groupe A3 (DC-chol) présente un niveau de protection légèrement moindre. Par contre, dans le groupe A4 (PCPP), il n'est pas possible de mettre en évidence un effet protecteur important. On note que les résultats présentés dans les Figures 5 à 7 sont consistents entre eux.
Lorsque l'on met en parallèle les résultats présentés dans la Figure 4 d'une part et les Figures 5 à 7 d'autre part, on est en droit de conclure que l'usage d'un adjuvant capable d'induire une réponse Thl ou Thl I Th2 (QS-21, Bay R1005 ou DC-chol) favorise la mise en place d'un effet protecteur ; contrairement à l'usage d'un adjuvant de type Th2 (PCPP).
L'INVENTION CONCERNE L'ADAPTATION D'UN OU PLUSTEUPS RESSORTS, EN FORME DE G , EN MATERIEZ FERREUX OU COMPOSITE, CREVANT UN SYSTEME DE SUSPEN SION COMPENSEEFREINEE AVEC ACTION DOUBLE DIFFEREE LORS DE LA MISE EN CHARGE.
LE SYSTEME MECANIQUE PRESENTE CONCERNE UN MODE DE SUSPENSION POUR MA TERIEL ROULANT APPLICABLE A DIVERS MATERNELS AUTONOMES TRACTES OU NON.
CE SYSTEME PEUT NOTAMMENT ETRE ADAPTE SUR UNE BROUETTE OU UNE REMORQUE, AU NIVEAU DE LA TRANSMISSION DES CHARGES PAR LA OU LES ROUES.
DANS LE CAS DE LA BROUETTE, L'ORGANE MOTEUR DU DEPLACEMENT EST L'ETRE HUMAIN. IL ENCAISSE LA TOTALTTE DES EFFORTS TRANSMIS PAR LA ROUE LORS DU TRANS PORT DES CHARGES ET DES CHOCS,DÛ NOTAMMENT A L'ETAT DU TERRAIN (CAILLOUX, DENI VELES, ETC...).
COMME CHACUN LE SAINT L 'ANATOMIE HUMAINE EST PAR DEFINITION FRAGILES COMPTE-TENU DES CADENCES ET DES EFFORTS SOUTENUS QUE NOUS LUI DEMANDONS JOURNEL LEMENT.
LES MUSCLES DES BRAS SONT LES PREMIERS A ENCAISSER LES VARIATIONS D'EF FORTS TPANSMIS, ET LES VEHICULENT ENSUITE AUX ORGANES PRINCIPAUX ET EN PARTICU LIER A LA COLONNE VERTEBRALE.
II - Conservatlon des souches originales La conservation des souches originales est réalisée à partir de souches dites de garde , sélectionnées et conservées de la manière suivante a) Milieu Zarrouk liquide de culture aseptique ayant sensiblement la composition chimique citée dans le tableau 4 ci-après; b) Température du milieu de culture d'environ 20 - 22 C ; c) Milieu de culture de réaction alcaline ou basique correspondant à un pH environ égal à 8,5; d) Eclairement dc la culture relativement faible (de l'ordre de 50 à 75 E/m/s) ; e) Eclairement dispensé pendant des plages d'environ 16 h alternant avec des plages d'obscurité d'cnviron 8 h par 24 h; f) Bouillon de précultures préliminaires maintenu en aération et turbulence générale par barbotage d'air stérile, enrichi en gaz carbonique (CO2) à une teneur de 1 % en volume environ, au débit d'environ 20-30 litres d'air enrichi en CO2/ litre de culture / heure dans le cas de préparation d'inoculum pour la production cn masse.
Grâce à la lente croissance de la souche de garde dans le milieu Zarrouck liquide à 22 C, sous éclairement de 50 à 75 E/m/s, on peut repiquer régulièremcnt tous les 15-20 jours afin de toujours réserver une quantité suffisante de l'inoculum; g) Dans le cas de conservation des souches originales, on n'a pas besoin d'aération pendant 2-3 mois, à environ 22 C, sous l'éclairement de 50 à 75 E/m/s; h) Le pH du milieu Zarrouk est ajusté à 8,5 avant la stérilisation à 1200C pendant 20 min.
Tableau 4 : Composition chimique du milieu dc Zarrouk (1966) NaHCO3 16,8 g K,HPO4 0,5 g NaNO3 2,5 g MgSO4,7H2O 0,2g K2SO4 1,0 g NaCI 1,0 g CaCl2 40 mg FeSO4 10 mg EDTA 80 mg Solution A5* 1 ml Solution B6** 1 ml H2O 1 litre * 1 litre de solution A5 contient H3BO3 2,86 g MnCl2, 4H2O 1,81 g ZaSO4, 7H2O 0,2 g CuSO4, 5H2O 79 mg MoO3 15 mg (ou NaMoO4) 21 mg ** 1 litre de solution B6 contient NH4VO3 23 mg K2Cr2(SO4)4, 24H2O 96 mg NiSO4, 7H2O 48 mg Na2WO4, 2H2O 18 mg Tio(S04)3 40 mg Co(NO3)2, 6H2O 44 mg III - Production en masse Dans la suite de la description, le nombrc d'étapes ou de phases de préculture ou de culture, ainsi que leur durée, est indiqué à titrc puremcnt indicatif, étant donné qu'il peut bien sûr varier selon les conditions utilisées, notamment selon la concentration cellulaire initiale.
Pour la production mixotrophiquc de biomasse de spirulines riche en acides gras polyinsaturés # 6, en particulier en acide y-linolénique, ct/ou en sulfolipides en bassin, la phase de préparation des préculturcs pour l'ensemencement, également appelée préparation de l'inoculum (multiplication des souchcs) peut par exemple être réalisée en 7 étapes successives qui sont détaillées dans la figure 1.
On notera que cette phase de préparation de l'inoculum n'est effectuée dans sa totalité qu'une seule fois au début du procédé de production. Pour préparer l'inoculum final, on peut ensuite réensemencer le milieu à un stade antérieur soit avec l'inoculum obtenu aux dernières étapes de préculturc (6ème ou 7ème étapc), soit avec une partie des souches dc spirulines obtenues en fin de production, ce qui représente un gain de temps et de faisabilité important à l'échelle industrielle.
Un paramètre important, indépendamment du nombrc de phases, est la mesure de la concentration cellulaire, mesurée par la densité optique (D.O.) à 560 nm, qui permet une estimation du poids sec cellulaire.
La mesure de la D.O. permet de mesurer la concentration cellulaire initiale et d'optimiser les conditions de culture: en utilisant une concentration cellulaire initiale élevée, on peut diminuer la durée de culture tout en augmentant le rendement de production, ce qui est particulièrement avantageux pour une production à l'échelle industrielle.
Cette mesure permet également de définir le stade de croissance de la souche, et donc de déterminer le moment où le linoléate d'ammonium est ajouté dans le milieu de culture (la D.O. à ce moment est de l'ordre de 2).
La biomasse s'évalue à cette longueur d'onde située dans un creux du spectre d'absorption et qui ne corrcspond donc à aucun pigment particulier. L'absorbance à cette longueur d'onde, pour autant qu'elle ne dépasse pas une valeur de 2, varie de manière linéaire avec la concentration de culture. La courbc d'étalonnage montre que la D.O. à 560 nm, qui varie avec la concentration et les volumes cellulaires, est linéairement proportionnellc au poids sec cellulaire : D.O. = 1 0,7 g sec /1.
Lorsque la multiplication initiale des souches (préparation des précultures) est réalisée cn 7 étapes, il est possiblc, à partir dc la Suent étape, d'utiliser les milieux neufs stériles ZK dont les compositions sont données ci-après dans le tableau 5, à la place du milieu Zarrouk.
Les milieux ZK (1) à (4) sont des milieux dc culture nouveaux particulièrement adaptés à la mise en oeuvre du procédé dc culture des spirulines décrit ci-dcssus, notamment à l'échelle industrielle, et représentent un objet ultérieur dc l'invention. Le milieu ZK (1) est particulièrement préféré.
Tableau 5 : Composition chimique des milieux ZK (1) à (4) ZK (1) ZK (2) NaHCO3 8,4 g NaHCO3 8,4 g NaCl 5,0 g NaCI 4,5 g K2HPO4 0,2 g K2HPO4 0,2 g MgSO4, 7H2O 0,2 g NaNO3 3,0 g KNO3 2,5 g MgSO4, 7H2O 0,2 g FeSO4 0,01 g FeSO4 0,01 g ou FeSO4, 7H2O 0,018 g H2O 1 litre H2O 1 litre ZK (3) ZK (4) NaHCO3 8,4 g NaHCO3 8,4 g NaCl 5,5 g NaCI 5,5 g K2HPO4 0,3 g (NH )2CO ou (NH4)2SO4 0,1 g MgSO4, 7H2O 0,2 g NH4H2PO4 0,1 g (NH2)2CO ou (NH4)2SO4 0,2 g K2SO4 0,2 g FeSO4 0,01 g MgSO4, 7H2O 0,2 g H2O 1 litre FeSO4 0,01 g H2O 1 litre Des conditions dc culture particulièrement avantageuses pour la production d'une biomasse de spirulines riche cn acides gras polyinsaturés co 6, en particulier en acide y-linolénique et/ou en sulfolipides consistent à: - faire barboter 60 à 80 I d'air enrichi à 1 % (en volume) CO2/l dc milieu/h dans les précultures; - maintenir le pH du milieu de culture pendant la croissance entre 8,5 et 10,5, de préférence dc 9 à 10, pour éviter les contaminations par d'autres microorganismes qui ne peuvent pas se développer dans un milieu très basique; - maintenir les concentrations minimales en ions bicarbonate, phosphate et nitrate, adaptées aux besoins de la souche de spiruline au cours de la croissance; - maintenir la température de culture à 30"C en assurant un éclairement de 100 à 125,uE/m2/s à raison d'environ 8 à 12 h de lumière et environ 12 à 16 h dans l'obscurité par 24 h pendant la croissance, puis abaisser l'éclairement à 75100 ;È/m2/s pendant la dernière phase de la production.
Dans un aspect avantageux, les concentrations en ions bicarbonate, phosphate et nitrate couvrant les besoins des souches de spirulines au cours de la croissance sont les suivantes * conccntration de bicarbonate de sodium d'environ 8 à 10 g/l au début dc la phase exponentielle de croissance et environ 0,8 à 0,9 g/l en phase stationnaire; * concentration en hydrogenophosphate d'environ 0,2 g/l au début de la phase exponentielle et d'cnviron 0,02 g/l en phase stationnaire; * concentration en nitrate de sodium ou nitrate de potassium d'cnviron 2,5 g/l et celle de nitrate NO3 est d'environ 0,45 à 1 g/l; Inti.1 - Production de biomasse en bassin a) Production de biomasse riche en acide y-linolénique La production de biomasse de spirulines riche en acide y-linolénique en bassin peut par exemple être réalisée en 5 phases successives dans chacune desquelles on effectue un repiquage d'une quantité donnée de culture de la phase précédente dans une quantité donnée de milieu neuf (milieu Zarrouk ou milieu ZK), à partir d'un inoculum préparé lors d'une phase préalable (phase 0). la croissance est mesurée par la densité optique (D.O.) à 560 nm.
De manière avantageuse, on effectue une supplémentation de linoléate d'ammonium durant la phase de croissance exponentielle, par exemple au milieu de cette phase de croissance, sous éclairement de 75 à 10OE/m2/s. Cette phase est de préférence réalisée dans un nouveau bassin de 10 m3 alors que les 4 premières ont cu lieu dans un premier bassin de 45 m3. Le bassin est de préférence équipé d'un système de circulation, par exemple une rouc à aubes, pour assurer la circulation du milieu de culture. On utilise l'éclairement altemé d'cnviron 8-12 h de lumière blanche ct environ 16-12 h dans l'obscurité par 24 h pendant 72 à 96 h, de préférence environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité, en maintenant la température à environ 30"C, pour stimuler la synthèse d'acide y-linolénique dans les cellules de spirulines. En outre, après la supplémentation en linoléate, on abaisse le barbotage d'air enrichi à 1 % de CO, si nécessairc pour le mainticn du pH, et on le mainticnt au débit de 30-40 1/1 dc culture pendant 24 h pour éviter la formation de mousses, puis au débit plus fort de 50 à 70 de culture/h. b) Production dc biomasse riche en sulfolipides la production de biomasse de spirulines riche cn sulfolipides en bassin peut, par exemple, être réalisée dans un bassin dc 45 m3 en 6 phases successives dont les 4 premières sont effectuccs de la mcme manière que pour l'obtention dc biomasse dc spirulines riche cn acide y-linoléniquc. Lors de la phase de croissance exponentielle, réalisée dc préférence dans un second bassin de 12 m3, la culture est de préférence maintenue à environ 30 C sous éclairement de 75 à 100 E/m/s pendant 48 h, puis à environ 24 C sous éclairement plus élevé de 100 à 125 E/m/s pendant 48 à 72 heurcs. Simultanément, le cycle d'éclairement par 24 h doit être de préférence réglé à environ 8-12 h de lumière blanche /16-12 h dans l'obscurité, de préférence 12 h de lumière blanche et 12 h dans l'obscurité, afin de stimuler la synthèse de sulfolipidcs dans les cellules de spirulines.
On mainticnt ensuite dc préférence la culture à une température de 20 à 22 C, sous un éclairement de 100 à 125 E/m/s, avec un cycle d'éclairement alterné d'environ 8-12 h de lumière blanche / environ 16-12 h dans l'obscurité pendant 72 à 96 h avant de récolter la biomasse.
En outre, le barbotage d'air enrichi en 1 % de CO2 est avantageusement abaissé et maintenu au débit de 25 1/1 dc culture / heure pendant 24-48 h, puis au débit plus fort de 40-60 l / l de culture / h pendant 48-96 h après la supplémentation en linoléate d'ammonium, si nécessaire pour le maintien du pH.
Bol., 48, 181-238.
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Jusqu'à aujourd'hui, aucune solution n'avait été trouvée pour répondre simultanément à l'ensemble de ces critères.
La présente invention vise précisément à proposer un procédé de fabrication rendu possible grâce à l'utilisation d'une résine qui sera détaillée plus loin.
A cet effet, et conformément à l'invention, il est proposé un procédé de fabrication en grand nombre de coquilles artificielles pour recevoir, conserver jusqu'à 50"C et cuire de manière traditionnelle à des températures voisinant +250"C, des chairs de gastéropodes, en conservant néanmoins les caractéristiques dimentionnelles au moins externes, l'aspect et les qualités mécaniques d'une coquille naturelle d'escargot ; le procédé se caractérise en ce que l'on procède par moulage par injection d'une résine alimentaire à partir d'au moins une empreinte reproduisant la géométrie visible de la coquille naturelle.
Naturellement sous réserve de préciser le type de résine alimentaire utilisable, il est clair qu'un tel procédé procure de nombreux avantages venant solutionner tous les inconvénients cités en préambule.
En effet, pour réaliser les quelques 500.000 unités que demande journellement le marché actuel, il ne peut pas être procédé autrement que par moulage par injection à partir d'empreintes reproduisant aussi fidèlement que possible la coquille naturelle au moins dans sa forme externe. Ce type de moulage permet aujourd'hui d'obtenir à très haute cadence des moulages volumétriques reproduisant convenablement la géométrie externe d'une coquille naturelle.
D'un autre côté, cette technique de moulage par injection, permet d'obtenir une bonne régularité et surtout une bonne répétitivité des formes notamment de la cavité interne de la coquille avec l'avantage supplémentaire de pouvoir automatiser quasi-totalement le garnissage des chairs préparées par exemple avec du beurre, à l'intérieur de telles coquilles présentant toujours la même configuration tant à l'intérieur qu'à l'extérieur assurant une totale répétitivité des automatismes. Ce procédé constitue donc une source considérable d'économie permettant d'offrir sur le marché, des coquilles dont le coût est parfaitement acceptable en comparaison des produits directement présentés en coquilles naturelles, nécessitant de nombreuses interventions manuelles par un personnel relativement expert.
Conformément à une caractéristique essentielle de l'invention, il sera maintenant décrit une résine alimentaire permettant d'obtenir le résultat escompté.
On ne connaîssait à ce jour aucune substance qui puisse à la fois résister à des variations de température très importantes (-50 à +2500C) tout en étant utilisée dans des presses à injection et en présentant enfin le nécessaire caractère d'alimentarité requis par les normes françaises et par la plupart des pays consommateurs. Après de très longues et nombreuses recherches, on a trouvé qu'il était possible d'utiliser pour parvenir au résultat une résine appartenant à la catégorie particulière des polymères à cristaux liquides (LCP). De telles résines, qui résistent à des températures relativement élevées, ne trouvent néanmoins leurs caractéristiques mécaniques qu'en raison de leur charge fibres de verre qui, du coup, leur font perdre le caractère d'alimentarité requis en l'espèce.
Il a donc été proposé de remplacer dans ces résines, les fibres de verre par une charge à base de silicate de magnésium, c'est-à-dire à base de talc. On obtient alors une résine compatible avec les exigences d'alimentarité conformes aux arrêtés du 14 septembre 1992 et du 20 janvier 1994 en France et à la directive européenne 90/128 EEC.
Il sera maintenant donné un exemple concret de résine alimentaire directement utilisable par le procédé de fabrication décrit ci-dessus afin d'obtenir par moulage/injection des coquilles artificielles d'escargot présentant outre le caractère nécessaire d'alimentarité, les caractéristiques mécaniques suffisantes pour se substituer aux coquilles naturelles.
Pour cela il a été élaboré une résine entrant dans la catégorie des LPC connue sous la dénomination commerciale XYDAR dénommée dans sa phase expérimentale XYDAR PXM 94086 dont les caractéristiques techniques correspondent exactement à l'application ; elles sont d'ailleurs reproduites dans le tableau qui suit