INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Dans ce cas, si le substrat et/ou le matériau de couverture absorbent plus particulièrement l'eau, et si le désoxydant de la présente invention est laminé sur ce substrat, ou si une couche absorbant l'eau est laminée en plus sur le substrat, et que le désoxydant de la présente invention est laminé sur la couche absorbant l'eau et recouvert par le matériau de couverture, la totalité ou une partie du désoxydant est alors fixée plus aisément sur le substrat absorbant l'eau et/ou le matériau de couverture, ou sur la couche absorbant l'eau qui est formée sur le dessus. I1 en résulte que le déplacement et la répartition irrégulière du désoxydant peuvent être empêchés.
En outre, étant donné que le désoxydant utilisé dans le premier procédé de la présente invention a la forme d'un liquide visqueux, on obtient les avantages exposés ci-dessus. Plus particulièrement, si le rapport de la teneur en eau est rendu excessif pendant la fabrication du désoxydant, le transfert ou le laminage par impression ou revêtement peut alors être effectué assez facilement, et on peut fabriquer les fines feuilles désoxydantes à une cadence élevée. En outre, étant donné que la teneur en eau en surplus sert de couche barrière, la fourniture d'air est réduite et la réaction de dés oxydation peut être stoppée avec plus de sûreté. I1 en résulte que la perte de la capacité de désoxydation, la détérioration de la qualité du désoxydant, et la coagulation des réactifs d'oxydation sont plus sûrement empêchées.
Dans le premier procédé de la présente invention, si le rapport de la teneur en eau est élevé, et que la teneur en eau en surplus agit en couche barrière, en faisant en sorte qu'une partie de la teneur en eau du désoxydant soit absorbée par le substrat et/ou le matériau de couverture, la couche barrière peut alors être éliminée, et divers problèmes associés à la teneur en eau en excès peuvent être résolus.
Dans le cas où un aliment doit éviter l'humidité, si le désoxydant de la présente invention est séché après avoir été laminé sur le substrat, cet aliment ne devient pas alors humide, et on peut avoir l'effet que l'oxygène de l'air situé à l'intérieur du conteneur des aliments peut être effectivement absorbé.
Un autre objet de la présente invention est de fournir un procédé pour fabriquer une feuille désoxydante comprenant les étapes consistant à fournir un substrat analogue à un film ou analogue à une feuille, et un matériau de couverture analogue à un film ou analogue à une feuille, dont au moins l'un absorbe l'eau ou est traité pour absorber l'eau, laminer un désoxydant liquide visqueux sur un substrat analogue à un film ou analogue à une feuille, recouvrir le désoxydant avec un matériau de couverture analogue à un film ou analogue à une feuille, et placer ensemble le substrat et le matériau de couverture sous l'effet de la viscosité du désoxydant liquide visqueux, et découper le stratifié obtenu suivant une forme prédéterminée. On obtient les effets suivants éviter une perte de la capacité de désoxydation et la détérioration de la qualité du désoxydant, et diverses difficultés associées à la coagulation du désoxydant due à une réaction d'oxydation indésirée pendant la fabrication ; produire une fine feuille désoxydante éviter le déplacement ou la répartition irrégulière du désoxydant ; et avoir une réaction d'oxydation uniforme dans la totalité du désoxydant présent dans la feuille désoxydante, d'où l'obtention d'un excellent effet de désoxydation.
Dans le but d'atteindre l'objectif venant d'être mentionné, un second procédé de la présente invention pour la fabrication d'une feuille désoxydante comprend les étapes consistant à : laminer le désoxydant liquide visqueux sur un substrat analogue à un film ou analogue à une feuille, placer un matériau de couverture analogue à un film ou analogue à une feuille sur le désoxydant, mettre ensemble le substrat et le matériau de couverture sous l'effet de la viscosité du désoxydant liquide visqueux, et découper le stratifié obtenu suivant une forme prédéterminée. Dans le second procédé de la présente invention, au moins l'un ou une partie du substrat et du matériau de couverture est perméable aux gaz.
Par conséquent, on peut fabriquer un fin film désoxydant. En outre, étant donné que l'on utilise le désoxydant liquide visqueux, une couche barrière est formée par la teneur en eau en excès, qui empêche la réaction d'oxydation et évite une perte de la capacité de désoxydation pendant la fabrication, la détérioration de la qualité du désoxydant, et les diverses difficultés associées à la coagulation des réactifs d'oxydation. En outre, en répartissant uniformément et fixant le désoxydant à l'intérieur d'un sachet, on peut éviter le déplacement et une répartition irrégulière. En conséquence, on peut éviter la réaction d'oxydation irrégulière due à la répartition irrégulière du désoxydant, et obtenir l'effet que la feuille désoxydante ayant un effet de désoxydation efficace peut être fabriquée à faible coût.
Dans le cas où un aliment doit éviter l'humidité, si le désoxydant de la présente invention est séché après laminage sur le substrat, l'aliment ne s'humidifie pas, et l'effet que l'oxygène de l'air se trouvant à l'intérieur d'aliments peut être absorbé efficacement peut être obtenu.
PREPARATION 1 : 2,3,,6-tétrahpdro-8,9,10-triilydroxy-be azulen-4(1H)-one Stade A : Acide-3,4,5-triméthoxy-benzènepropanoïqu On ajoute 6,8 g de carbonate de potassium à une solution de 21,44 g d'acide 3,4,5-triméthoxyphénylepropénoïque et 45 ml d'eau puis on hydrogène pendant une heure sous une pression de 1200-1300 mbar en présence de 1,8 g de charbon actif à 10 % de palladium, on absorbe ainsi 2,1 1 d'hydrogène. On filtre, lave à l'eau et acidifie avec 50 ml d'acide chlorhydrique (2N). On essore, lave à l'eau et sèche sous pression réduite à température ambiante. On obtient ainsi 19,8 g du produit attendu (P.F. = 102-1030C).
Spectre I.R. (CHCl3) Carbonyle : {1712 cm-l (max) aromatique: C1592 cm-l {1740 cm-l (ép) C1510 cm-l Spectre R.M.N. (CDC13) 2,69(t)} =C-CH2-CH2-CO 3,83(s)} 3 H3CO-C2,91(t)} | 3,85(s)} 6,43(s) 2H aromatiques 10,50(m) 1H mobile Stade B : Chlorure de 3,4,5-triméthoxy-benzenepropanoyle On sèche avec 1,5 g de sulfate de magnésium une solution de 6 g du produit obtenu au stade A dans 21 ml de chlorure de méthylène, après filtration on refroidit à 50C et ajoute 2,2 ml de chlorure de thionyle puis agite la solution 20 heures à température ambiante. On évapore à sec sous pression réduite en procédant à deux entraînements avec du cyclohexane on recueille ainsi 6,46 g du produit recherché. (P.F. = 600C) Stade C : 2-[3-(3,4,5-triméthoxyphényl)-1-oxopropyl]-cyclo- pentanone A une solution refroidie à 50C de 2,4 ml de 1-(N-morpholinyl)cyclopentène obtenu comme décrit ci-après, 2,31 ml de triéthylamine et 15 ml de chlorure de méthylène on ajoute en 1 heure 30 à +50C une solution de 4,27 g du produit obtenu au stade B dans 15 ml de chlorure de méthylène. On agite 1 heure à +50C puis en laissant la température remonter on ajoute 10 ml d'acide chlorhydrique 2 N, agite 1 heure à température ambiante, décante, lave à l'eau puis avec une solution saturée de bicarbonate de sodium, sèche, filtre et évapore à sec sous pression réduite. On obtient 5 g du produit attendu. On purifie le produit brut par dissolution dans 10 volumes d'acétate d'éthyle, extrait avec une solution de soude N, lave la phase alcaline avec de l'acétate d'éthyle, on acidifie à pH 1 avec de l'acide chlorhydrique concentré, extrait avec du chlorure de méthylène, sèche et évapore à sec sous pression réduite. On recueille 2,75 g de produit purifié.
Spectre I.R. (CHCl3) Carbonyle: (1741 cm 1 aromatique: (1592 cm-l C1709 cm-l (1509 cm-1 Carbonyle: {1658 cm 1 + C=C C-1610 cm 1 avec OH sous forme chélatée Spectre R.M.N. (CDC13) 6,41(s) 2H arom. (base d'intégration) 3,81(s) 3,82(s)} 9H en tout 3,83(s) 3,85(s)} 4 types de CH30-C= 1,86(m) CH2-CH2-CH2 -1,5H 1,95 à 2,95(m) -7,5H en tout dont C-CH2 de plusieurs types 3,26(t) -0,4H 11,2(m large) H mobile Préparation de 1-(N-morDholinyl)-cyclopentène utilisé au stade C On agite pendant 4 heures 30 au reflux, en éliminant l'eau formée, une solution de 100 ml de cyclohexane, 20 ml de cyclopentanone, 50 ml de morpholine et 100 mg d'acide paratoluène sulfonique. Après évaporation du solvant sous pression réduite, on distille sous 12 - 13 mbar de pression et recueille 27,44 g de produit recherché (Eb. = 830C).
Stade D : l-(2-chloro-1-cyclopenten-1-yl) -3-(3,4, 5-trimé- thoxyphényl)-propan-l-one A une solution de 23 g de produit obtenu au stade C et 230 ml de chloroforme, on ajoute à température ambiante 13 ml de chlorure d'oxalyle. On agite trois heures à température ambiante, on concentre à pression réduite en procédant à deux entraînements au cyclohexane. On obtient 28 g de produit brut que l'on recristallise dans un mélange de 50 ml de cyclohexane et 50 ml d'éther diisopropylique après concentration partielle. On essore, lave avec de l'éther diisopropylique et sèche sous pression réduite. On obtient 16,24 g du produit attendu. (P.F. = 930C) Spectre I.R. (CHCl3) 1659 cm 1 : Carbonyle 1599 cm-l 1586 cm'l : C=C + aromatique 1508 cm-l Spectre R.M.N. CDCl3 1,93(m) : CH2 central 2,69(m)-2,81(m) : C-CH2-C= du cyclopentène 2,85(t,j=7,5) - 3,08(t,j=7,5) : les autres =C-CH2-C 2,44 : CH3-C= 3,68 - 3,81 : les OCH3 6,59-6,68(d,j=2) : les CH= aromatiques couplés méta 7,31-7,80(d,j=8) : les aromatiques.
Stade E : 2,3,5,6-tétrahydro-8,9,10-triméthoxy-benz[e]azulèn- 4(1H)-one On agite 20 heures à température ambiante 900 mg du produit obtenu au stade D, 9 ml de 1,2-dichloroéthane et 0,9 ml de chlorure stannique. On ajoute ensuite 9 ml d'eau et glace et décante, lave à l'eau, réextrait une fois avec du chlorure de méthylène, sèche sur sulfate de magnésium, filtre et évapore à sec sous pression réduite, pour obtenir 1 g du produit attendu (brut) que l'on purifie par chromatographie sur silice en éluant avec du cyclohexane à 10 % d'acétate d'éthyle, puis à 25 % d'acétate d'éthyle. Après concentration on recueille 700 mg de produit que l'on cristallise dans 5 ml de n-hexane, puis refroidit à 0 C, essore, lave avec le minimum de n-hexane, sèche sous pression réduite à température ambiante pour obtenir 630 mg de produit attendu.
(P. F. = 101-1020C).
Spectre RMN (CDCl3) 1,86(m) le CH2 central 2,65(dd) 2H } 3,84} 2,72(t) 2H } les autres CH2 3,86} Les OMe 2,84(dd) 2H } 3,90) 3,06 2H } 6,59(s) H aromatique Stade F : 2,3,5,6-tétrahydro-8,9,10-trihydroxy-benz[e]azulèn- 4(1H)-one En opérant comme au stade B de la préparation lbis, on obtient le produit déméthylé attendu.
PREPARATION ibis : 2,3,5,6-tétrahydro-8,9,10-trihydroxybenz[e]azulen-4(1H)-one Stade A : 2,3,5,6-tétrahydro-8,9,10-triméthoxy-benz[e]azulèn- 4(1H)-one On agite pendant 2 heures 30 à 200C, 60 g du produit obtenu à la préparation 2, 600 ml de 1,2-dichloroéthane, 342 ml de soude 2N, 1,2 g de bromure de tétrabutylammonium et 33 ml du sulfate diméthylique. On introduit alors, 39 ml de triéthylamine afin de détruire l'excès de sulfate diméthylique et agite une heure à 200C + 20C. On ajoute 342 ml d'eau déminéralisée, agite 15 minutes à 200C + 20C, décante, réextrait la phase aqueuse deux fois avec à chaque fois 120 ml de 1,2-dichloroéthane. Les phases 1,2-dichloroéthane sont réunies et lavées par 4 x 240 ml d'eau déminéralisée, puis par 1 x 300 ml d'acide chlorhydrique N, puis par 3 x 240 ml d'eau déminéralisée (jusqu'à la neutralité). Les phases organiques réunies sont séchées sur sulfate de sodium, filtrées et concentrées à pression ordinaire à 83"C jusqu'à un volume résiduel de 480 ml.
Stade B : : 2,3,5,6-tétrahydro-8,9,10-trihydroxy-benz[e]azulèn- 4(1H)-one On chauffe au reflux, pendant une heure, 480 ml de la solution obtenue en (A) avec 102,3 g de chlorure d'aluminium anhydre. On refroidit le milieu à 0 C + 20C puis ajoute en deux heures un mélange de 600 ml d'eau déminéralisée et 192 ml d'acide sulfurique pur (concentré) préalablement refroidi vers 0 C en maintenant la température du milieu réactionnel inférieure à 20"C. On introduit, en 5 minutes à 200C + 20C, 300 ml d'eau déminéralisée et agite 16 heures à 200C + 20C, essore, lave deux fois avec à chaque fois 60 ml de 1,2-dichloroéthane, puis à l'eau déminéralisée, sèche sous pression réduite et obtient 52,2 g du produit recherché.
PREPARATION 2 : 8,9-dimethoxy-10-hydroxy-2,3,5,6-tétrahydro- benzEe]azulen-4 (1K) -on.
Stade A : Acide 3,4-diméthoxy 5-[[(4-méthylphényl)-sulfonyl]oxy]-benzenepropanoïque On opère comme au stade A de la préparation 1 en utilisant 29,76 g de l'acide 3,4-diméthoxy-5-[[[(4-méthylphényl)sulfonyl]oxy]phényl]-cinnamique dont la préparation est donnée ci-après, 43,5 g de carbonate de potassium, 60 ml de méthanol et 1,48 g de charbon actif palladié à 10 %. On obtient ainsi 28,23 g du produit recherché sous forme de cristaux incolores (P. F. = 148-149 C).</RT utilisant 1,9 g du produit obtenu au stade A, 9,5 ml de chlorure de méthylène et 0,7 ml de chlorure de thionyle. On obtient 2,24 g du produit recherché utilisé tel quel pour le stade suivant.
Stade C : 2-[3-[3,4-diméthoxy-5-[(4-méthylphényl)- sulfonyl]oxy]-phényl]-1-oxopropyl]-cyclopentanone On opère comme au stade C de la préparation 1 à partir de 2,24 g du chlorure d'acide obtenu au stade B et en utilisant 770 mg de 1-(N-morpholinyl)-cyclopentène (préparé au stade C de la préparation 1), 6 ml de chlorure de méthylène et 0,77 ml de triéthylamine. Après recristallisation dans l'éther diisopropylique on obtient 1,27 g du produit recherché (P. F. = 840C).
Spectre I.R. (CHCl3) Carbonyle : {1742 cm 1 O-SO2 {1374 cm 1 {1709 cm-l 1178 cm-l 1658 cm-1 C=C + aromatique {1608 cm 1 1599 cm 1 1586 cm'l 1508 cm- Spectre R.M.N (CDCl3) 2,44(s) CH3-O 3,67 (s) } 2 OCH3 3,79(s) 3,81(s)} 6,59 à 6,65(m) 2H arom. en ortho des O.
7,32(dl) H3 H5 7,89(dl) H2 H6 13,58(m large) OH forme énol 1,8 à 3,4(m) 10 à 11 H autres protons Spectre U.V.
1 - EtOH (+ dioxane) pour M = 446,52 max 225nm E= 23000 max 282nm e 7900 infl 270, 277, 290, 300, 313 nm 2 - EtOH (NaOH 0,1N) max 310 nm E 21600 infl 268, 272, 276 nm Stade D : 1-(2-chloro-1-cyclopenten-1-yl)-3-[3,4-diméthoxy-5- [[(4-méthylphényl)sulfonyl]oxy]-phényl]-propan-1-one On opère comme au stade D de la préparation 1 en utili sant 8,7 g du produit obtenu au stade C, 70 ml de chloroforme et 3,5 ml de chlorure d'oxalyle. Après cristallisation dans l'éther diisopropylique on obtient 7,75 g du produit recherché (P. F. = 730C). Ce produit est utilisé tel quel pour le stade suivant.
Un échantillon analytique a été obtenu par recristallisation dans 2,5 volumes de chlorure de méthylène et 5 volumes d'éther diisopropylique suivie par concentration à 3 volumes, essorage, lavage à l'éther diisopropylique et séchage sous pression réduite à température ambiante (P.F. = 77 - 780C).
Mutant Jour 7 Jour 11 Ws WT 3 4 nim1-1 3 4,5 nim1-2 3 4 nim1-3 3 4 nim1-4 4 5 nim1-5 3 3 nim1-6 4 4,5 NahG 4 5 Gravité de l'infection - Emwa/INA
Mutant Jour 7 Jour 11 Wn WT O O nim1-1 2,5 4 nim1-2 4 4 nim1-3 3 3,5 nim1-4 4 5 nim1-5 1 2 3 4,5 NahG 3 3 Gravité de l'infection - Emwa/BTH
Mutant Jour 7 Jour 11 Ws WT O O nirni-1 2,5 4 niai-2 3,5 4 ni=i-3 3 3,5 nim1-4 4 5 nim1-5 1,5 2 nîmi-6 3 4 NahG o O On peut voir sur le Tableau 2 que les allèles niml-4 et niml-6 sont soit ceux qui présentent l'infection la plus sévère par Peronospora parasitica ; on peut l'observer le plus aisément dans les premières phases. En outre, l'allèle niml-5 est celui qui présente la réponse la plus grande tant à l'INA qu'au BTH, de sorte qu'il est réputé être l'allèle niml le plus faible. Les plants NahG présentent une très bonne réponse tant à l'INA qu'au BTH, et ont un aspect très analogue à l'allèle niml. Cependant, à des instants plus tardifs, par exemple au jour 11 du tableau, la résistance à la maladie, induite dans les plants NahG, commence à diminuer, et il y a une grande différence entre 1'INA et le BTH, en ce sens que la résistance induite par 1'INA disparaît beaucoup plus rapidement et beaucoup plus fortement que la résistance induite dans les plants NahG par le BTH. On voit aussi dans ces expériences que 1'INA et le BTH conduisent à une très bonne résistance du Ws à Emwa, et que les allèles niml-l, niml-2 et les autres allèles niml-l ne présentent pour ainsi dire aucune réponse au SA ou à 1'INA pour ce qui est de la résistance aux maladies.
L'absence de réponse des plants niml aux produits chimiques inducteurs de SAR que sont le SA, 1'INA et le BTH, implique que la mutation se fait en aval du ou des points d'entrée de ces produits chimiques dans la cascade de transduction du signal conduisant à la résistance systémique acquise.
Exemple 4 : analyse de Northern de l'expression du gène de la SAR Comme le SA, 1'INA et le BTH ne provoquent pas la SAR, ou encore l'expression du gène de la SAR dans l'un quelconque des plants niml, il est intéressant d'étudier si l'infection par un micro-organisme pathogène pourrait induire l'expression du gène de la SAR dans ces végétaux, comme dans les plants de type sauvage. Ainsi, on utilise aussi l'accumulation de 1'ARNm du gène de la SAR en tant que critère pour caractériser les différents allèles niai.</R que transparent pour maintenir l'humidité élevée requise pour la réussite de l'infection par P. parasitica, et on les place dans une chambre de croissance à 19"C pendant le jour et 17"C pendant la nuit, avec des cycles de 8 heures de lumière et 16 heures d'obscurité. L'ARN est extrait des plants 3 jours après traitement par l'eau ou les produits chimiques, ou 14 jours après inoculation par l'isolat Emwa compatible de P. parasitica. L'ARN est soumis à un fractionnement en fonction de sa taille par électrophorèse sur gel d'agarose et transféré sur des membranes GeneScreenPlus (DuPont).
Les Figures 1 à 3 présentent différents transferts sur gel d'ARN qui indiquent que le SA, 1'INA et le BTH ne provoquent ni SAR, ni expression du gène de la SAR dans les plants niml. Sur la Figure 1, des transferts répliques sont hybridés aux sondes géniques d'Arabidopsis PR1, PR-2 et PR-5, comme décrit dans Uknes et al. (1992).
Par contraste avec les plants de type sauvage, les produits chimiques n'induisent aucune accumulation d'ARN à partir de l'un quelconque des trois gènes de la SAR dans les plants niml-l.
Comme on le voit sur la Figure 2, l'infection par un micro-organisme pathogène (Emwa) de plant Ws-O de type sauvage provoque l'expression du gène PR-1 dans les quatre jours suivant l'infection. Dans les plants niml-l, l'expression du gène PR-1 n'est pas induite avant 6 jours avant l'infection, et le niveau est réduit par rapport à celui du type sauvage à la même date. Ainsi, après infection par un micro-organisme pathogène, l'expression du gène PR-1 dans les plants niml-l est retardé, et est réduite par rapport au type sauvage.
L'empreinte de l'ARN sur gel (gel blot) de la Figure 3 montre que l'ARNm du PR-l s'accumule en des quantités élevées après traitement des plants de type sauvage avec le SA, l'INA ou le BTH, ou après infection par P. parasi tica. Dans les plants niml-l, nimi-2 et niml-3, 1 'accumu- lation de l'ARNm du PR-1 subit une forte réduction par rapport au type sauvage après traitement chimique. L'ARNm du PR-1 subit aussi une réduction après infection par P. parasitica, mais il y a encore une certaine accumulation dans ces mutants. Dans les plants niml-4 et nimi-6, l'accumulation de l'ARNrn du PR-l subit une réduction plus importante que dans les autres allèles après traitement chimique (ce qui se manifeste par des expositions plus longues) et la quantité d'ARNm du PR-1 qui s'accumule après infection par P. parasitica est significativement plus faible, ce qui étaye l'idée selon laquelle il s'agit d'allèles niml particulièrement forts. L'accumulation de l'ARNm du PR-1 est élevée dans le mutant niml-5, mais n'est que légèrement induite après traitement chimique ou infection par P. parasitica. Sur la base de l'accumulation de l'ARNm du PR-1 et d'une infection fongique, les mutants se révèlent entrer dans trois classes : les allèles fortement compromis (niml-4 et niml-6), les allèles moyennement compromis (niml-l, niml-2, niml-3) ; et un allèle légèrement compromis (niml-5).
Exemple 5 : Détermination de l'accumulation du SA dans les plants niml L'accumulation de plants de type sauvage par des micro-organismes pathogènes provoquant une réaction nécrotique conduit à l'accumulation de SA dans les tissus infectés. Le SA endogène est nécessaire pour la transduction du signal dans la voie de la SAR, car une rupture de la SA endogène conduit à une diminution de la résistance aux maladies. Cela définit l'accumulation du SA en tant que marqueur dans la voie de la SAR (Gaffney et al., 1993, Science 261, 754-756). Le phénotype des plants niml indique une rupture d'un composant de la voie de la SAR en aval du SA et en amont de l'induction du gène de la SAR.
On soumet des plants niml à des essais pour déterminer leur aptitude à accumuler le SA après infection par un micro-organisme pathogène. On injecte dans des feuilles de plant niml de quatre semaines la souche d'essai 30 de Pseudomonas syringae de la tomate, portant le gène avrRpt2. Les feuilles sont récoltées deux jours plus tard pour permettre une analyse du SA comme décrit par Delaney et al., 1995, PNAS 92,6602-6606. Cette analyse montre que les plants nimi accumulent des quantités élevées de SA dans les feuilles infectées, comme on le voit sur la Figure 4. Les feuilles non infectées accumulent aussi le SA, mais pas dans les mêmes quantités que les feuilles infectées, ce qui est analogue à ce que l'on observe avec Arabidopsis de type sauvage. Ce résultat indique que la mutation nim se trouve sur la carte en aval du marqueur de SA dans la voie de transduction du signal. En outre, 1'INA et le BTH (inactifs dans les plants niml) se révèlent stimuler un composant de la voie de la SAR en aval du SA (Venooij et al. (1995) ; Friedrich et al. (1996) et Lawton et al. (1996)). En outre, comme on l'a dit cidessus, le SA appliqué par voie exogène ne protège pas les plants niml d'une infection par Emwa.
Exemple 6 : Analyse génétique Pour déterminer la dominance des différents mutants qui présentent le phénotype niml, un pollen provenant de plants de type sauvage est transféré sur les stigmates de nimi-i, -2, -3, -4, -5, -6. Si la mutation est dominante, alors le phénotype niml va être observé dans les plants F1 résultants. Si la mutation est récessive, alors les plants F1 obtenus vont présenter un phénotype de type sauvage.
Les données présentées sur le Tableau 3 montrent que, quand niml-l, -2, -3, -4 et -6 sont croisés avec le type sauvage, les plants F1 obtenus présentent le phénotype de type sauvage. Ainsi, ces mutations sont récessi ves. Par contraste, les descendants mutants F1 niml-5 X de type sauvage présentent tous le phénotype niml, ce qui indique qu'il s'agit d'une mutation dominante. Après traitement par l'INA, aucune sporulation de P. parasitica n'est observée sur les plants de type sauvage, tandis que les plants F1 favorisent la prolifération et une certaine sporulation de P. parasitica. Cependant, le phénotype niml de ces plants F1 est moins grave que celui qui est observé quand niml-l est homozygote.
Pour déterminer l'allélisme, du pollen provenant des plants mutants niml-l résistant à la kanamycine est transféré sur les stigmates de niml-2, -3, -4, -5, f6.
Les semences provenant du croisement sont plaquées sur des plaques Murashige-Skoog B5 contenant de la kanamycine à raison de 25 ug/ml, pour vérifier l'origine hybride de la semence. Les plants F1 résistant à la kanamycine sont transférés sur un sol, et on détermine leur phénotype niml. Comme les descendants F1 du croisement du mutant niml-5 avec le type sauvage Ws présentent un phénotype niml, on procède aussi à une analyse du descendant F2 niml-5 X niml-l.
Comme il ressort du Tableau 3, tous les plants F1 obtenus présentent le phénotype niml. Ainsi, la mutation dans niml-2, -3, -4, -5, -6 n'est pas complétée par niml1 ; ces plants entrent tous dans le même groupe de complémentation et sont donc alléliques. Les descendants F2 du croisement niml-5 X niml-l présentent aussi le phénotype niml, ce qui confirme que niml-5 est un allèle niml.
Le clapet de compression CLl, CL1' et la valve de détente V1, V1' sont montés en parallèle.
Lel clapet de détente CL2, CL2' et la valve de compression V2, V2' sont montés en parallèle.