INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Les produits recherchés sont ensuite isolés par simple décantation et séparation des deux phases, séchage éventuel de la phase organique et élimination du solvant. L'élimination du solvant peut être réalisée par évaporation, de préférence sous vide, mais aussi par d'autres méthodes permettant de récupérer le produit sous forme solide, et en particulier par atomisation du mélange si la nature du solvant organique le permet. La phase aqueuse contenant éventuellement du carbohydrate n'ayant pas réagi ou des produits à faible degré de substitution peut être recyclée, avant ou après récupération de sels formés, dans une nouvelle opération de synthèse.
Le carbohydrate de départ est choisi parmi les mono-, di-, tri- et oligosaccharides et les itols dérivés à l'exclusion des polysaccharides tels l'amidon, l'inuline et la cellulose.
Les dérivés acylés de l'invention peuvent être des acétates ou des dérivés des esters propionique ou butyriques, modifiés ou non, saturés ou non.
Les produits ont été obtenus sous forme de mélanges de régiooisomères ayant un degré de substitution variable qui est déterminé essentiellement grâce à la Résonnance Magnétique Nucléaire du proton, à l'analyse centésimale ou au dosage de l'acide acétique libéré après saponification et acidification du mélange.
Exemple 1 100 g de saccharose (0.29 mole) sont dissous dans 430 ml d'eau dans un réacteur de 2 litres. 400 ml de dichlorométhane sont ensuite ajoutés dans le réacteur. La température est maintenue à 200C et l'agitation est assurée par un agitateur mécanique.
L'anhydride acétique (245 g, 2,4 moles) est additionné en 15 mn et le pH maintenu constant à une valeur de 8 t 0,2 à l'aide d'un système de pHstat qui ajoute de la soude concentrée (12 N). Quand l'addition est terminée, on laisse stabiliser le pH pendant 30 mn avant d'arrêter l'agitation. Une fois les deux phases décantées, on sépare la phase organique qui, après séchage sur sulfate de sodium, est évaporée sous vide. Le solide amorphe obtenu (162 g) est maintenu sous vide pour éliminer les traces de solvants.
Les rétinoIdes.
Toutefois, les méthodes existant actuellement pour l'isolement des protéines à partir de cellules ou microorganismes, en vue notamment de leur obtention, détruisent ces structures oligomériques pour donner naissance à des formes monomériques dont l'utilisation ne permet pas toujours de conclure de façon certaine à une infection, ni d'obtenir une vaccination efficace contre ces infections.
Or la présente invention a précisément pour but de fournir un procédé d'isolement de protéines à partir de cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires infectés par ces micro-organismes, qui présente l'avantage de permettre le maintien sous forme oligomérique de celles des protéines existant sous une telle forme dans ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires infectés par ces micro-organismes.
L'invention a également pour but de mettre à la disposition du public des méthodes de diagnostic in vitra, notamment chez l'Homme, d'infections causées par ces micro-organismes, et plus particulièrement des tests de diagnostic et de confirmation, notamment dans le cadre de l'infection par HIV, qui soient plus performants et plus fiables que les méthodes de diagnostic ou tests de confirmation actuels.
L'invention a également pour but de fournir de nouvelles compositions vaccinantes à base de protéines oligomériques, notamment dans le cadre de la vaccination contre les infections par HIV.
L'invention a également pour but de fournir des compositions pour la mise en oeuvre d'un tel procédé d'isolement de protéines sous forme oligomérique.
L'invention a pour objet un procédé de lyse de cellules ou de micro-organismes, notamment de virus, ou d'hôtes cellulaires infectés par ces micro-organismes, aux génomes modifiés ou non, ce procédé permettant de maintenir sous forme oligomérique celles des protéines susceptibles d'être présentes sous une telle forme dans les cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires susmentionnés, tout en détruisant l'activité biologique des protéines (présentes dans le milieu soumis à ce procédé de lyse), lequel procédé est caractérisé en ce qu'il comprend une étape de traitement de ces cellules, microorganismes ou hôtes cellulaires à l'aide d'une composition contenant une association d'au moins deux molécules différentes au caractère amphipathique, chacune de ces molécules comprenant une partie hydrophobe et une partie hydrophile.
L'invention vise plus particulièrement l'application d'un tel procédé de lyse aux fins de séparation des protéines oligomériques à localisation membranaire dans les cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires susmentionnés, aux fins d'obtention et, le cas échéant de purification de ces protéines.
Par séparation des protéines membranaires ci-dessus, il faut entendre la possibilité de séparer l'ensemble des différentes protéines oligomériques présentes dans le milieu sur lequel est appliqué le procédé de lyse susmentionné, des autres constituants, protéiques ou non, de ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires, et, le cas échéant, la possibilité de séparer ces différentes protéines oligomériques entre elles.
Une des caractéristiques particulièrement avantageuses du procédé de l'invention est que l'activité biologique de l'ensemble des protéines présentes dans ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires, est détruite, tout en permettant le maintien des structures oligomériques des protéines qui sont sous une telle forme.
Une autre caractéristique particulièrement avantageuse de l'invention est que le procédé de lyse sus-mentionné est réalisable à température ambiante.
L'association des deux molécules amphipathiques utilisées dans le procédé de l'invention permet à la fois la solubilisation des protéines susceptibles d'être présentes sous forme oligomérique dans les cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires infectés par ces micro-organismes, et la reconstitution d'un environnement analogue à celui trouvé dans la membrane de ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires, cet environnement étant nécessaire au maintien de ces structures oligomériques. Un des mécanismes possibles à l'origine de la reconstitution d'un tel environnement serait que l'une de ces deux molécules soit un composé (ci-après désigné par premier composé) se substituant aux phospholipides et glycolipides membranaires, tandis que l'autre soit un composé (ci-après désigné par second composé) se substituant au cholestérol membranaire.
Le procédé de lyse de l'invention est davantage caractérisé en ce que l'une au moins des deux molécules de la composition utilisée pour le traitement des cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires, à savoir le premier composé sus-mentionné, posséde la propriété, lorsqu'il est utilisé en dehors de l'association définie ci-dessus avec le second composé, de détruire l'activité biologique des protéines présentes dans ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires et de dissocier les protéines qui sont sous forme oligomérique (ce qui conduit aux stuctures monomériques de ces protéines), ce composé étant utilisé dans l'association définie cidessus avec le second composé dans des proportions telles qu'il conserve la propriété de détruire l'activité biologique des protéines présentes dans ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires tout en autorisant le maintien sous forme oligomérique de celles des protéines susceptibles d'être sous une telle forme dans ces cellules, micro-organismes ou hôtes cellulaires.
Avantageusement, le premier composé défini ci-dessus est constitué d'une ou plusieurs chaînes hydrocarbonées -(CH2)n-, avec n > 4, hydrophobes saturées ou insaturées, ramifiées ou non, et d'une tête polaire reliant entre elles ou non ces chaînes hydrophobes. De préférence le premier composé est choisi parmi les sels de dodécyl sulfate, notamment le dodécyl sulfate de sodium (SDS) ou de lithium. A titre illustratif, le premier composé peut également être choisi parmi les sels de dioctyl sulfosuccinate (de sodium par exemple), les sels de cétyltriméthylammonium (de brome par exemple), les sels de cétylpyridinium (de chlore par exemple), les Ndodécyl- ou N-tétradécyl-sulfobétaïne, l'octylglucoside, le lauryl maltoside, l'oxyde de lauryldiméthylamine, le décanoyl-N-méthylglucamide, et les polyéthylène glycol (n) lauryl éther.
Avantageusement le second composé utilisé dans l'association définie ci-dessus avec le premier composé, possède la propriété de solubiliser les protéines oligomériques membranaires en les maintenant sous forme oligomérique, sans détruire nécessairement leur activité biologique.
Un second composé particulièrement avantageux a pour structure de base hydrophobe le noyau gonane, constitué de 4 noyaux cycliques A, B, C et D, à 17 atomes de carbone, constituant la structure de base du cholestérol, portant ou non des groupements hydrocarbonés branchés en 10 ou en 13, ainsi que des groupements hydrophiles sur certains des 17 atomes de carbone, en alpha ou béta, principalement en 3, 7, 12, estérifiés ou non, cette structure de base étant associée ou non à une autre tête polaire branchée sur le noyau cyclique D en 15, 16 ou 17, directement ou non par l'intermédiaire d'une chaîne hydrocarbonée.
Un second composé préféré est représenté par le 3 [(3-cholamidopropyl) -diméthylamino-1-propane sulfonate] (ou CHAPS). A titre illustratif le second composé peut également être choisi parmi les sels des acides biliaires, cholique et désoxycholique, chénodésoxycholique ou lithocholique (de sodium par exemple), les sels des acides biliaires conjugués taurocholique ou glycocholique (de sodium par exemple), et la digitonine.
Le produit est recristallisé dans un mélange acétate d'éthyle/hexane (1/1).
Caractéristiques physiques * pF = 264,50C (décomposition).
* RMN 1H (200 MHz, DMSO d6) 2,81 ppm (d, 1H, J = 16,3 Hz); 2,86 ppm (d, 1H, J = 16,3 Hz); 3,64 ppm (d, 1H, J = 11,8 Hz); 3,82 ppm (d, îHr J = 11,8 Hz); 3,88 ppm (s, 1H); 5,36 ppm (s, 1H); 5,91 ppm (s, 1H); 5,93 ppm (s, 1H); 6,18 ppm (d, 1H, J = 2,4 Hz); 6,40 ppm (dd, 1H, J = 2,4-8,2 Hz); 6,74 ppm (s, 1H); 6,87 ppm (s, 1H); 7,22 ppm (d, 1H, J = 8,20 Hz); 9,26 ppm (s, 1H).
* SM (IE, 70eV) : 298(100), 280(62), 279(79), 241(28), 149(58).
Synthèse de la 7-O-méthyl-5',6 '-0-méthylènebraziline: A une solution de 5',6'-O-méthylènebraziline (79 mg, 0,27 mmole) dans 2 ml d'acétone sont ajoutés du carbonate de potassium (183 mg, 1,33 mmoles, OSI) et de l'iodure de méthyle (35 Fl, 0,53 mmole, LANCASTER). Le mélange est chauffé au reflux sous azote pendant 24 heures sous agitation. Puis, après retour à température ambiante, la suspension est filtrée. Le filtrat est évaporé à sec et le produit désiré est obtenu après purification par chromatographie sur colonne de silice MERCK F254 (éluant = acétate d'éthyle/hexane; 1/4).Rendement = 65 %.
Caractéristiques physiques * RMN 1H (200 MHz, CDC13) 2,58 ppm (s, 1H); 2,80 ppm (d, 1H, J = 16,45 Hz); 3,17 ppm (d, 1H, J = 16,45 Hz); 3,76 ppm (s, 3H); 3,79 ppm (d, 1H, J = 11,8 Hz); 4,00 ppm (d, 1H, J = 16,45 Hz); 4,04 ppm (s, 1H); 5,86 ppm (m, 2H); 6,48 ppm (d, 1H, J = 2,4 Hz); 6,62 ppm (dd, 1H, J = 2,4-8,2 Hz); 6,68 ppm (s, 1H); 6,72 ppm (s, 1H); 7,24 ppm (d, 1H, J = 8,20 Hz).
Synthèse de la 7-O-méthylbraziline A une solution de 7-O-méthyl-5',6'-O-méthylènebraziline (50 mg, 0,16 mmole) dans 2 ml de chlorure de méthylène est additionnée goutte à goutte, sous azote et agitation, une solution de trichlorure de bore (0,25 ml d'une solution 1M dans le chlorure de méthylène 0,25 mmole) . Le mélange réactionnel est agité à température ambiante pendant 20 heures. Du méthanol absolu (60 Fl) est ajouté lentement puis le solvant est évaporé sous vide. Le résidu est repris par de l'acétate d'éthyle (5 ml) et lavé à l'eau. La phase organique est séchée sur Na2SO4 et le solvant est évaporé sous vide. Le produit désiré est obtenu après purification par chromatographie sur colonne de silice MERCK F254 (éluant = acétate d'éthyle/hexane : 1/1).
Rendement = 44 %.
Caractéristiques physiques * RMN 1H (200 MHz, CD3COCD3) 2,80 ppm (d, lHr J = 16,5 Hz); 3,00 ppm (d, îHr J = 16,50 Hz); 3,70 ppm (s et d, 4H); 3,93 ppm (d, 1H, J = 11,30 Hz); 3,98 ppm (s, 1H); 4,48 ppm (s, 1H); 6,37 ppm (d, 1H, J = 2,4 Hz); 6,56 ppm (dd, 1H, J = 2,4-8,30 Hz); 6,63 ppm (s, 1H); 6,77 ppm (s, 1H); 7,26 ppm (d, 1H, J = 8,30 Hz); 7,59 ppm (s, 1H); 7,64 ppm (s, 1H).
* SM (IE, 70eV) : 300(100), 282(59), 281(63), 243(45), 176(13), 165(10), 141(20).
II. Préparation de "piégeurs de mercaptans" Exemple 6 : Préparation du tétrafluoroborate de 1,4,6-triméthyl-2-vinylpyridinium Synthèse de la 4,6-diméthyl-2-vinylpyridine A une solution de 2,4-diméthylpydirine (20 g; 0,186 mole; LANCASTER), dans 200 ml de THF fraîchement distillé, refroidie à -200C et sous atmosphère inerte, on ajoute du chlorure de benzoyle (29,12 g; 0,186 mole; JANSSEN) dans 100 ml de THF. Le mélange réactionnel est agité à cette température pendant 20 minutes. Puis du bromure de vinylmagnésium (186 ml d'une solution 1,0 M dans le THF) est additionné et la solution est agitée à température ambiante pendant 0,5 h. Le solvant est évaporé sous pression réduite et le résidu est repris par 300 ml d'éther terbutylméthylique.Après lavage du milieu réactionnel avec une solution saturée de NH4Cl, la phase organique est séchée sur MgSO4 et le produit désiré est purifié par chromatographie sur colonne de silice MERCK F254 (éluant = hexane/AcOEt, 9/1).
Le produit précédent est repris par 500 ml de toluène et additionné de p-chloranil(tétrachloro-l,4- benzoquinone) (41,7 g; 0,169 mole), puis chauffé à reflux pendant 2 h. Le milieu réactionnel est concentré sous pression réduite, puis additionné d'une solution de soude (260 ml, 2N) . Le produit est extrait par de l'éther terbutylméthylique (300 ml) et purifié par chromatographie sur colonne de silice MERCK F254 (éluant = hexane/AcOEt, 9/1) Rendement = 11,1 g (54,2 %), huile jaune pâle.
Le gène étranger est en général un gène hétérologue, c'est-à-dire qui provient d'un organisme d'une espèce différente que la cellule hôte, le gène codant pour un polypeptide ordinairement non produit par la plante dans le génome de laquelle il est introduit.
Le gène étranger introduit dans le génome de la plante peut aussi être un gène homologue au gène endogène c'est-à-dire dont l'expression produit la Nitrate Réductase ordinairement produite par la plante.
Par "conditions permettant son expression", on entend que le gène codant la Nitrate Réductase est placé sous le contrôle d'éléments assurant son expression.
En particulier, la séquence d'ADN codant pour la Nitrate Réductase est associée à une séquence régulatrice appropriée pour sa transcription et sa traduction (ci-après régulon) tels que des promoteurs, y compris des codons start et stop, des "enhancer", des opérateurs. Les moyens et méthodes pour identifier et sélectionner ces promoteurs sont bien connus de l'homme du métier.
Selon un autre mode de réalisation, on peut se contenter d'agir sur la régulation du gène endogène de la Nitrate Réductase en modifiant les gènes de régulation qui contribuent à son expression de manière à ce qu'ils induisent une surexpression de Nitrate Réductase endogène du fait de ces modifications, en particulier, on place le gène de la Nitrate Réductase sous le contrôle d'un promoteur hétérologue fort fonctionnel dans la plante transformée.
Par ailleurs, on a découvert selon la présente invention que le promoteur endogène des gènes de Nitrates Réductases de plante nécessite la présence de sucre pour être activé et induire l'expression de la Nitrate Réductase, la teneur en sucre dans la plante constitue dès lors un facteur limitant, en particulier aux faibles intensités lumineuses.
C'est pourquoi, avantageusement, lorsqu'on place le gène de la Nitrate Réductase endogène ou étranger sous le contrôle d'un promoteur hétérologue, de préférence, le promoteur hétérologue utilisé ne sera pas dépendant de la teneur en sucres.
Ainsi, le promoteur 355 du CaMV (Kay, Chan, Daly et McPherson, 1987), ou le promoteur du gène codant pour le facteur d'élongation de la traduction (Curie et coll. 1991), ou tout autre promoteur dont le fonctionnement ne dépend pas de la présence de sucre sont-ils utilisés avantageusement à cet effet. De même, de façon appropriée, des promoteurs inductibles par une carence en assimilats carbonés dérivés de la photosynthèse pourront être employés.
C'est pourquoi également, selon un autre mode de réalisation du procédé de.l'invention, on se contente d'augmenter la teneur en sucre dans la plante pour favoriser l'expression de la Nitrate Réductase endogène sans introduire de gène étranger.
Comme gène hétérologue codant pour une Nitrate Réductase, on peut citer en particulier des gènes de plantes, notamment dicotylédones, comme le tabac (Vaucheret et coll. 1989), la tomate (Daniel-Vedele et coll.
1989), Arabidopsis (Crawford et coll. 1988), le haricot (Hoff, Stummann, et Henningssen, 1991) ou monocotylédones comme l'orge (Kleinhofs et coll.
1988) et le riz (Chol, Kleinhofs et An, 1989).
Il doit donc être bien entendu que l'invention implique non seulement l'utilisation des ADNc codant la Nitrate Réductase provenant notamment de plantes, mais aussi toute séquence d'ADN équivalente, c'est-à-dire qui diffère de la séquence d'ADNc seulement par une ou plusieurs mutations neutres, c'est-à-dire dont le changement ou la substitution de nucléotides en cause n'affecte pas la séquence primaire de la protéine résultante.
La présente invention implique aussi l'utilisation de séquences d'ADN complémentaires aux séquences mentionnées ci-dessus, en particulier qui présentent une homologie suffisante avec une séquence d'ADNc complémentaire de l'ARNm d'une Nitrate Réductase, de telle sorte qu'elles s'hybrident avec ladite séquence d'ADNc à 80% dans des conditions stringentes.
En fait, les Nitrates Réductases des différentes espèces dicotylédones présentent une grande homologie. Ainsi, la Nitrate Réductase de tomate présente environ 90% d'homologie avec la Nitrate Réductase de tabac et la séquence d'ADN codant la Nitrate Réductase de tomate présente une homologie de plus 80% (environ 81%) avec la séquence d'ADN codant la Nitrate Réductase de tabac.
Les Nitrates Réductases sont caractérisées en particulier par la présence des acides aminés invariants suivants (Daniel-Vedele, Dorbe, Caboche, et Rouzé, 1989) dans la séquence codante de l'enzyme (positions fournies par rapport à la séquence en acides aminés de la Nitrate Réductase de tabac): - Séquence CAGNRRKE des acides aminés 180 à 187 du domaine de fixation du cofacteur à molybdène de l'enzyme, - Séquence HPGG des acides aminés 564 à 567 du domaine cytochrome b5 de l'enzyme, - Séquence GLP des acides aminés 677 à 679 du domaine cytochrome b5 réductase de l'enzyme.
Préparation du suc pancréatique Le suc pancréatique lyophilisé de porc (S) est préparé extemporanément à raison de 2 gIlOOmI de PBS 0,01 M. Il est utilisé filtré à 0,45 pm.
Fabrication de l'antibiotique Les hémolysats décongelés sont dilués au 1/10 dans le suc pancréatique préparé comme indiqué ci-dessus. Les mélanges sont incubés en aérobiose, à 37"C, pendant 24 heures. Après incubation, ils sont filtrés à 0,45 pm. Ils sont utilisés extemporanément ou conservés congelés ou lyophilisés.
EXEMPLE 2 : COMPARAISON DES ACTIVITES SUR BACILLUS SUBTILIS, DES PRODUITS OBTENUS AVEC DIFFERENTS SUBSTRATS On utilise les substrats sanguins obtenus à partir de cinq donneurs - le sang total, - le sérum issu de la coagulation, - le plasma des sangs héparinés séparé par centrifugation à 2000 t, 10 mn à +40 C, - les globules rouges lavés en PBS (culot des sangs héparinés), - le contenu érythrocytaire, - les parois obtenues après hémolyse dans l'eau distillée des globules rouges lavés centrifugés (13000 t, 10 mn à +4 C).
Ces substrats sanguins sont incubés après dilution au l/10è et au 1/20è dans les préparations enzymatiques.
Les préparations enzymatiques : on utilise le surnageant de fèces de souris axéniques (sans germes) diluées au 1/10è.
Le suc pancréatique lyophilisé de porc est dilué à 2 S, la trypsine purifiée de bovins (Sigma) à 5 mg/ml. Toutes les dilutions sont effectuées en PBS.
Les substrats sanguins sont incubés avec les préparations enzymatiques pendant 24 heures à 37 C.
Le test de bactéricide est réalisé de la façon suivante 108 cellules viables d'une souche de Bacillus subtilis sont ensemencées en masse dans le milieu coeur-cervelle gélosé (Difco) et coulées en boite de Pétri. Des puits ouverts dans l'épaisseur de la gélose sont remplis avec 40 pl des divers substrats sanguins préparés ci-dessus.
Après 18 heures d'incubation à l'air et à température ambiante, l'activité bactéricide est mesurée par le rayon en millimètre de la plage de lyse développée autour des puits. Ces résultats sont indiqués dans le tableau 1, dans lequel les nombres représentent le rayon moyen, en millimètres, de la zone d'inhibition de croissance de Bacillus subtilis, les traits l'absence de zone, entre parenthèse le nombre de réponse positives dans le cas de reponses différentes dans le groupe 5 donneurs.
TABLEAU 1 EFFET BACTERICIDE SUR BACILLUS SUBTILIS DES SUBSTRATS SANGUINS INCUBES AVEC DES ENZYMES DIGESTIVES SUBSTRATS SANGUINS
Sang sérum Globules plasma Parol de Contenus total rouges globules érythro lavés rouges cytaires 1/10 1/20 1/10 1/20 1/10 1/20 1/10 1/20 1/10 1/20 1/10 1/20 Surnageant 0,4 1,7 - - 3,4 3,6 - - - - 4,9 3,6 de féces d'axéniques (3/5) (4/5) Suc pancréatique - 0,5 - - 3,5 3,1 - - - - 5,1 3,5 (2/5) Trypaine - - - - 0,7 0,5 - - - - 2,8 2,5 (4/5)(1/5) L'incubation de sang humain total, d'un culot de globules rouges lavés ou de la fraction soluble de globules rouges hémolysés avec les enzymes pancréatiques, génère in vitro une activité sur des espèces aérobies et anaérobies strictes de genre différent.
La production des susbtances inhibitrices est le résultat d'un processus enzymatique : les témoins substrats sanguins et enzymes seules sont sans effet.
Les substrats ne sont pas les constituants du sérum et du plasma. L'activité enzymatique s exerce sur les globules rouges, non pas sur la paroi, mais sur le contenu érythrocytaire.
L'effet bactéricide est moins fort avec le sang total ; ceci est sans doute lié à la présence d'inhibiteurs trypsiques. L'activité bactéricide est plus forte après l'action de mélanges enzymatiques comme ceux présents dans les féces des animaux axéniques ou dans le suc pancréatique qu avec la trypsine seule.
EXEMPLE 3 : TEST DE BACTERICIDIE SUR BACILLUS FR Des hémolysats préparés comme dans l'exemple I sont dilués au l/10è dans le suc pancréatique préparé comme précédemment.
Ces hémolysats appelés HI, H2, H3, proviennent de différents donneurs.
La douille 20 est en pratique solidaire d'une tête 40 enfermant cette douille et comportant un prolongement axial 42 recouvrant le col 1. Par ailleurs, pour des raisons de verrouillage du bouchon 10 une collerette radiale 12 vient en butée contre le col 1. Cette collerette comporte des doigts s'étendant axialement 44 destinés à agripper la paroi externe du col 1 lors de la mise en place des composantes du capot.
Pour obtenir le mouvement de translation axiale permettant de fermer de façon étanche le capot dans la première position pendant un voyage du flacon, on prévoit de façon avantageuse de transformer une rotation imprimée à la douille 20 en une translation axiale de cette dernière.
Pour ce faire, et comme on le verra mieux Figure 2 une rampe hélicoïdale 46 est ménagée sur la collerette 12 solidarisée au bouchon 10, deux ergots 18 et 50 étant solidaires du prolongement axial 42 de la tête 40. Ainsi la coopération de ces ergots 48, 50 et de la rampe hélicoïdale 46 transforme une rotation imprimée à la tête 40 en un mouvement de translation axiale imprimé à la douille 20.
Dans l'exemple représenté sur les -Figures, le bouchon 10 et la collerette 12 forment deux pièces séparées, il est toutefois évident qu'elles pourraient ne former qu'une seule pièce.