INPI-France/Brevets-Francais-2024-Chunked huggingface dataset:
Les Figures 1 à 5 représentent les différentes étapes d'tin procédé de fabrication d'une matrice pour les gradins réfléchissants 7, 7, ... Une vue en coupe d'un gradin réfléchissant 7 (obtenue lorsque le gradin réfléchissant est coupé par un plan contenant l'axe optique x-x) a une forme triangulaire. On en déduit qu'une matrice est produite en formant par usinage à commande numérique, une rainure en forme de V qui correspond au gradin réfléchissant.
Le marquage du réactif immunologique constitué par des particules sensibilisées par le second matériau immunologique concerne ici soit ledit second matériau immunologique (marquage notamment par couplage avec un moyen fluorescent), soit lesdites particules (marquage résultant notamment de l'utilisation de particules colorées ou fluorescentes).
De plus, comme indiqué ci-dessus l'utilisation de particules colorées ou fluorescentes pour les particules sensibilisées par le second matériau immunologique, notamment des microbilles de latex colorées, fluorescentes, phosphorescentes, luminescentes ou chemiluminescentes améliore la sensibilité du dosage selon le procédé de l'invention.
Comme les milieux biologiques liquides contenant la substance immunologique à tester peuvent contenir le RF, notamment dans le cadre d'un dosage sur plasma d'un produit intervenant dans les mécanismes de l'hémostase, il est parfois utile et avantageux de remplacer l'anticorps des premier et second matériaux immunologiques par l'un des fragments (dépourvu de la branche c sensible audit RF) tels que F(ab) ou mieux F(ab')2.
La figure 1 illustre schématiquement les mécanismes de mise en oeuvre d'un dosage en retour. Selon la portion la, on met en contact et laisse réagir (pendant une durée inférieure ou égale à 1 h, de préférence pendant une durée inférieure ou égale à 0,75 h, et mieux pendant une durée de 5 à 30 minutes ; on arrive dans la majorité des cas à une durée de dosage de 10-15 minutes voire inférieure à 10 minutes) dans un réacteur (ici une cuvette ou microcuvette) une substance immunologique 11, à doser qui est un antigène, des particules de latex para-magnétiques 12 sensibilisées par un premier anticorps monoclonal 13 dirigé spécifiquement contre ladite substance immunologique, et des particules de latex non-magnétiques 14 (de préférence colorées ou fluorescentes) sensibilisées par un second anticorps monoclonal 15 dirigé spécifiquement contre ladite substance immunologique.
Après incubation (i.e. réaction) à une température appropriée (notamment comprise entre RT et <RTI mes, sous l'action du champ magnétique, les particules de latex magnétiques entraînent et rassemblent les produits réactionnels qui résultent de l'agglutination, alors que les particules non-magnétiques en excès et non incluses dans lesdits produits réactionnels permettent une mesure de OD par l'intermédiaire d'une portion transparente 21 prévue sur la paroi latérale du récipient réactionnel 10, puis d'en déduire la concentration de ladite substance immunologique contenue dans l'échan- tillon à doser. Cette concentration peut être déterminée à partir d'une courbe d'étalonnage ou encore, le cas échéant, à partir d'un ou deux essais de contrôle. Pendant la mesure de OD, on maintient le champ magnétique.
D'une manière générale, une durée d'incubation de 5 minutes à 30 minutes est suffisante pour permettre une évaluation très précise : on arrive à un seuil de sensibilité de l'ordre de 1-10 ng/ml, notamment pour le dosage de la Protéine C, identique ou analogue au seuil inférieur (1 ng/ml) des techniques EIA et RIA actuellement utilisées. Dans le dosage du PAl-i, avec des latex fluorescents, on obtient également une sensibilité identique voire même inférieure au seuil desdites techniques EIA et RIA.
De façon similaire, le dosage "en retour" de la figure 1, peut être modifié en dosage "direct" en remplaçant l'anticorps monoclonal 15 fixé sur des particules 14, par la substance immunologique utilisée selon une quantité connue et fixée sur des particules 14 appropriées. On a alors un dosage dans lequel les matériaux 11 et 15 réagissent en compétition avec le premier matériau immunologique 13 fixé sur les particules de latex paramagnétiques 12.
L'intérêt du procédé selon l'invention réside essentiellement dans la rapidité et la simplicité de sa mise en oeuvre au sein d'un même milieu liquide dans le même récipient réactionnel. Si la quantité d'un des premier et second matériaux immunologiques est insuffisante, il est possible de rajouter ce produit dans le même récipient réactionnel et de procéder après réaction à une nouvelle évaluation de OD. Ainsi, la solution technique préconisée selon l'invention permet de réaliser un dosage en retour "en un temps" (même microcuvette, mêmes réactifs, même milieu réactionnel, sans filtrations ni lavages intermédiaires).
Comme le réactif immunologique constitué par des particules de latex magnétiques sensibilisées par le premier matériau immunologique et le réactif immunologique constitué par des particules non-magnétiques sensibilisées par le second matériau immunologique sont chacun fournis en suspension dans un tampon biologique, on peut éviter de préparer spécialement un milieu tampon particulier pour la réaction immunologique d'agglutination selon le procédé de l'invention. Il suffit d'introduire l'échantillon contenant la substance immunologique à doser dans le milieu du premier matériau immunologique ou du second matériau immunologique avec lequel elle ne réagit pas, ou dans le mélange des milieux des deux si elle réagit avec chacun d'eux.
D'autres avantages et caractéristiques de l'invention seront mieux compris à la lecture qui va suivre d'exemples de réalisation nullement limitatifs mais donnés à titre d'illustration.
Exemple 1 Dosage du DDi On met en contact au sein d'un tampon liquide disposé dans une microcuvette un échantillon de DDi, des particules de latex paramagnétiques ayant un diamètre d'environ 650 nm et sensibilisées par un anticorps monoclonal anti-DDi (9C3) et des particules de latex nonmagnétiques ayant un diamètre d'environ 300 nm et sensibilisées soit par le même anticorps monoclonal (9C3), soit par un second anticorps monoclonal anti-DDi (2F7) différent du premier anticorps monoclonal, le tampon liquide pouvant être ici le mélange des milieux de chaque anticorps.
On laisse réagir (i.e. incuber) pendant 0,25 h à RT. On crée un champ magnétique au moyen d'un aimant appliqué au niveau du fond extérieur de la microcuvette, puis maintient ce champ magnétique pendant la mesure de OD. Cette mesure est effectuée notamment par turbidimètrie à travers une portion transparente de la paroi latérale de la microcuvette disposée en regard du surnageant.
Avec des échantillons renfermant des quantités croissantes de DDi, on a établi la courbe d'étalonnage de la figure 2 selon le diagramme OD en fonction de la concentration en DDi ; la concentration en DDi figure en abscisses (en gug/ml) et la OD mesurée à 450 nm est donnée en ordonnées.
La courbe de la figure 2 est une courbe exponentielle du type y = a + be-xZc (1) dans laquelle, l'expérimentation montre que l'on a pour le dosage du DDi : a = 0,20557265 b = 0,97343085 c = 0,60269355 Avec la courbe d'étalonnage de la figure 2, l'on peut déterminer la teneur en DDi d'un échantillon à tester Pour comparaison, on a procédé à l'établissement de la courbe d'étalonnage de DDi par une technique EIA selon les réactifs et le protocole opératoire de la trousse "ASSERACHROMR D-DIMERE" (commercialisée par la société dite DIAGNOSTICA STAGO). La courbe obtenue est donnée dans la figure 3 selon le même système de coor données que la courbe de la figure 2. La courbe de la figure 3 est une courbe exponentielle selon l'équation (1) ci-dessus, avec a = 0,25361282 b = 0,98641938 c = 0,49755979 La corrélation des résultats des mesures selon le procédé de dosage en retour de l'invention et le dosage en retour selon la technique EIA précitée est une droite comme représentée dans la figure 4. Le coefficient de corrélation (r2) est supérieure à 0,9.
Exemple 2 Dosage du PAI-1 On procède selon le protocole opératoire décrit à l'exemple 1 et illustré par la figure 1, au dosage en retour du PAI-1 contenu dans un échantillon au moyen d'un réactif immunologique constitué par des particules de latex paramagnétiques (diamètre : 600 nm) sensibilisées par un premier anticorps monoclonal anti(PAI-l) (7F5) et d'un réactif immunologique constitué par des particules de latex non-magnétiques (diamètre : 250 nm) sensibilisées par un second anticorps monoclonal anti( PAI-1) (7D4).
La courbe d'étalonnnage du PAI-1 peut être représentée par une courbe exponentielle selon l'équation (1), ou une courbe hyperbolique sensiblement équivalente à ladite courbe exponentielle.
Le mélange (S) est maintenu à -20iC pendant 12 h.
Après précipitation, le surnageant est filtré.
Le précipité est rincé par plusieurs volumes d'acétone (à froid). Le filtrat est alors séché après évaporation sous vide du solvant, puis pesé.
Le tableau I donne les résultats de cet essai.
L'analyse du résidu (I) montre que cette fraction insoluble à chaud représente des constituants insaponifiables fortement apolaires du type gommes, latex, contenant entre autres le karitène. Cette fraction insoluble à chaud est mélangée avec la fraction soluble à froid.
b)Essai2: On opère comme dans l'essai 1, mais à partir de 100 g de beurre de karité dissous dans 500 ml d'acétone.
Les résultats sont consignés dans le tableau I.
c) Essai 3: On opère comme dans l'essai 1, mais la cristallisation est effectuée à -10 C Les résultats sont consignés dans le tableau I.
TABLEAU r
Rendement Teneur en insa- Poids Poids total Rendement en en fraction ponifiable de la d'insapo- théorique insaponifiable n' essai soluble dans fraction soluble nifiable d'insapo- (PllP2xlO0) % l'acétone dans l'acétone obtenu (Pi) nifiable (P2) (pureté) 1 18,2 % 22,95 % 2,1 g 3,5 g 60,0 % 2 14,7 % 23,60 % 3,5 g 7 g 49,6 % 3 24,5 % 16,30 % 2,0 g 3,5 g 57,1 % Exemple 2 On procède comme dans l'exemple 1 et on réalise les 3 essais ci-dessous notés 4, 5, 6 montrant l'effet de la dilution du beurre de karité dans l'acétone. Dans ces essais, la phase de fractionnement par le froid de la fraction soluble à chaud est réalisée à -20iC.
Les résultats sont consignés dans le tableau II ci-dessous où les pourcentages sont donnés en poids.
TABLEAU II Choix de la dilution (Acétone, température: -20iC)
Rendement en Teneur en Rendement en n' essai Dilution (%) fraction insaponifiable de la insaponifiable soluble (%) fraction soluble (%) (*) 4 5 16,0 20,6 47,1 5 10 18,2 23,0 59,8 6 20 14,7 23,6 49,6 (*) : (poids obtenu/poids théorique x 100) % Exemple 3 On procède comme dans les exemples précédents, et on réalise les essais ci-dessous (7, 8, 9) destinés à montrer l'influence de la température de fractionnement par le froid sur le rendement en fraction insaponifiable soluble à froid (F), la teneur en insaponifiable de cette fraction soluble et le rendement en insaponifiable de cette étape.
Rendement en Teneur en insapo- Rendement en n essai Température fraction nifiable de la fraction insaponifiable ( C) soluble (9to) soluble % (*) 7 -10'C 24,5 16,3 57,1 8 -20'C 13,1 22,5 42,1 9 -30'C 7,7 37,2 40,9 (*) : (poids obtenu/poids théorique x 100) % La température de cristallisation est un facteur très influent sur l'efficacité du fractionnement.
L'abaissement de la température à -30'C permet d'obtenir une fraction à plus de 35 % de pureté en matières insaponifiables. Soit, ici, un enrichissement d'un facteur 5 par rapport au beurre brut de départ.
Les résultats sont présentés sur la figure 6.
Les courbes font apparaitre - d'une part les résultats du test NUIT exprimés en DO - et d'autre par les valeurs (en cpm) de l'activité enzymatique en présence du composé testé aux différentes concentrations indiquées.
4) Evaluation de l'activité anti VIH-1 de différents composés sur les cellules MT4 Principe La multiplication du VIH-1 (souche HTLV IIIB) dans les cellules MT4 (cellules T4 transformées par le HTLV-1) est suivie par l'effet cytopathogène induit parle virus. Les cellules sont infectées avec une dose de VIH-1 produisant, après 5 jours de culture, une diminution de 90% de nombre de cellules vivantes. Les composés testés sont ajoutés après l'adsorption du virus dans le milieu de culture à différentes concentrations.
La viabilité des cellules est mesurée par la réaction colorimétrique (Ml r) basée sur la capacité des cellules vivantes à réduire le 3-(4,5 diméthylthiazol-2-yl ) -2,5 diphényl-tétrazolium bromide en formazan, propriété due aux déshydrogénases mitochondriales. La quantité de formazan produite (DO à 540 nm) est proportionnelle au nombre de cellules vivantes.
Le pourcentage de protection () des cellules infectées par le traitement avec les composés est calculé en appliquant la formule proposée par Pauwels et col.
D0540 des cellules infectées traitées (T) - DOS40 des cellules infectées To (S2) DOs40 des cellules non infectées (S1) - DO540 des cellules infectées Témoin (S2) L'effet toxique des composés sur les cellules MT4 non infectées est mesuré par la même réaction colorimétrique.
La concentration cytotoxique 50% (CC 50) est la concentration de composé provoquant une diminution de moitié de la DO540 par rapport à celle des cellules témoins.
S'il y a lieu, la concentration du composé conférant une protection de 50% (IC = 50 = concentration inhibant la réplication virale de 50 %) est calculée.
Résultats La feuille de résultat représente, pour chaque produit, - d'une part le plan de la plaque de culture (96 puits) avec les résultats du test MTT (exprimés en DO) des cellules infectées et non infectées, en présence et en absence du composé, - et d'autre part, exprimées sur le graphique, la protection (A) et la toxicité (I) du composé en fonction de sa concentration.
Exemple 4 : Effets immunomodulateurs in vitro du SPV 30 MATERIEL ET MéTHODES Réactifs La solution stock de la fraction SPV30 a été préparée par dissolution de la fraction désséchée dans un milieu aqueux (milieu de culture, PBS ou NaCl 0,9%) à la concentration de 100 mg/ml, filtrée sur membrane 0,45 ym puis sur membrane 0,2 Fm et conservée à 4" C dans un tube stérile. Dans ces conditions, elle maintient ses propriétés biologiques pendant au moins deux mois. Le(s) principe(s) actif(s) de SPV30 est (sont) dialysable(s) (membrane de dialyse avec cut off de poids moléculaire égal à 10 KDa).
Un deuxième lot de la fraction préparé par le LCBO, désigné SPV30.1, a également été testé ; utilisés dans les mêmes conditions, SPV30 et SPV30.
ont manifesté les mêmes propriétés biologiques. Les autres réactifs ont été préparés et stockés comme suit : PMA, solution dans EtOH absolu 1 mg/ml, -20" C ; ciclosporine A, solution dans EtOH absolu 1 mg/ml, -20" C; PHA, solution dans PBS 1 mg/ml, -20" C ; anticorps monoclonal CD3, solution dans PBS 1 mg/ml, -20" C; LPS, solution dans PBS 10 mg/ml, 4" C. Le milieu de culture RPMI 1640 a été supplémenté avec 10% (mesure de la prolifération cellulaire) ou 5% (mesures de la synthèse des cytokines) du sérum de veau foetal (SVF) inactivé par la chaleur (30 min à 56" C), le glutamate de sodium 2 mM, la pénicilline 100 UI/ml et la streptomycine 100 UI/ml.
Cellules et conditions de culture Les cellules mononucléées du sang périphérique de donneurs sains ont été obtenues par centrifugation sur milieu de séparation des lymphocytes (soit le sang total mélangé à du NaCl 0,9% (2:1), soit les poches de "buffy coat" mélangées à du NaCl 0,9%, resuspendues dans le milieu de culture complet à la densité de 106 cellules/ml, ensemencées dans des plaques de culture de 24 ou 48 puits (mesures de la synthèse des cytokines, 106 cellules/puits) ou 96 puits (mesures de la prolifération cellulaire et de la cytotoxicité, 105 cellules/puits) et laissées à 37 C (humidité 5%) en absence de tout effecteur pendant 14 à 18 heures. Les cellules ont ensuite été incubées avec le SPV30 (SPV30.1) à différentes concentrations testées en absence, ou en présence, des concentrations optimales ou suboptimales d'activateurs. Les cellules des lignées humaines T (Jurkat) et monocytaire (THP-1) ont été maintenues en culture continue dans le même milieu (5% SVF) et utilisées à la même densité et dans les mêmes conditions.
Mesure de la synthèse des cytokines : IL-le, TNFa, IL-6, GM-CSF, IL-2.
Les effets sur la production des cytokines ont été testés pour des concentrations de SPV30 de 2 ng/ml à 4 mg/ml. Au terme de l'incubation, les plaques de culture contenant les différentes conditions expérimentales ont été rapidement congelées et décongelées. Les quantités de cytokines produites par les cellules mononucléées ont été déterminées en utilisant des immunodosages spécifiques et quantitatifs (ELISA) ; les performances de ces tests ainsi que les détails techniques précis de mesure ont été publiés. Il a été vérifié que la présence de SPV30 n'interférait pas avec la quantification des cytokines par ELISA.
Détermination de la prolifération cellulaire Les effets sur la prolifération cellulaire ont été testés pour des concentrations de SPV30 de 2 ng/ml à 4 mg/ml. La prolifération lymphocytaire, basale et induite par des mitogènes, a été quantifiée en mesurant l'incorporation de la thymidine tritiée par les cellules en culture, selon les techniques déjà décrites.
Comme on le voit sur la figure 2, chaque joue 38 comprend une partie 40, de forme générale rectangulaire, soudée à l'âme 36, et à laquelle se rattache une partie 42 de forme générale trapézoïdale destinée à la fixation de la joue sur une pièce intercalaire 44 prenant appui sur la boîte à eau 16 ou la boîte à eau 18. La partie 42 de chaque joue 38 comporte deux trous oblongs 46 (figures 2 et 4) dont la plus grande dimension s'étend dans la direction longitudinale des montants 34, c'est-à-dire dans la direction des tubes 12 du faisceau.
Dans chacun des trous oblongs 46 est introduite une vis 48 à tête hexagonale (figure 1) venant s'engager dans un alésage 50 (figures 2 et 3) de la pièce intercalaire 44.
Chacune des pièces intercalaires 44, dont la structure sera décrite plus loin, est avantageusement réalisée en matière plastique moulée. Les vis 48 peuvent être avantageusement des vis auto-taraudeuses comme décrit dans la Demande de brevet français 91 02981 déjà citée.
Comme montré à la figure 1, les boîtes à eau 16 et 18 sont ainsi reliées par deux montants 36 et cela par l'intermédiaire de quatre paires de joues 38. Les deux joues opposés 38 fixées à une même extrémité d'un montant 36 encadrent une pièce intercalaire 44 et sont fixées sur deux faces opposées de celle-ci, à chaque fois par deux vis 48.
Chacune des boîtes à eau 16 et 18 comprend, au voisinage de chacune de ses extrémités, une face d'extrémité 52 dirigée inclinée par rapport au plan général de la plaque collectrice 20 ou 30 correspondante (figure 2). Chaque face d'extrémité 52 est reliée à deux faces latérales 54 (figure 2) de la boîte à eau correspondante.
La pièce intercalaire 44 possède, comme vu en coupe transversale, une section en forme générale de U lui permettant de coiffer la boîte à eau 16 ou 18 dans la région de sa face d'extrémité 52. La pièce intercalaire 44 est réalisée monobloc et comprend une face d'appui 56 de forme adaptée à la face d'extrémité 52 de la boîte à eau. Cette face d'appui comporte une nervure transversale 58 (figures 2 et 3) propre à s'emboîter au montage dans une rainure transversale 60 (figure 2) formée par emboutissage de la boîte à eau.
La pièce intercalaire comporte en outre deux faces latérales 62 se prolongeant pour recouvrir respectivement les deux faces latérales 54 de la boîte à eau correspondante. Les deux faces latérales 62 et la face d'appui 56 forment ainsi une coiffe venant s'adapter étroitement sur l'extrémité de la boîte à eau au niveau de la face d'extrémité 52.
Comme montré à la figure 2, une cale élastique 64 de faible épaisseur, constituée par exemple par un matelas en matière plastique moulée, est interposée au montage entre la pièce intercalaire 44 et la boîte à eau, au moins dans la région comprise entre la face d'appui 56 et la face d'extrémité 52.
Comme on le voit plus particulièrement à la figure 3, les alésages 50 de la pièce intercalaire 44 sont avantageusement formés dans des bossages respectifs 66. La pièce intercalaire 54 comporte en outre deux nervures de renforcement 68 et 70 en forme de U et un voile de matière 72 reliant les deux bossages 66 et la nervure 68 et s'étendant dans un plan parallèle au dessin (figures 2 et 3).
Les trous 46 des joues 38 sont disposés en des endroits choisis pour permettre la mise en place des vis de fixation 48 dans les alésages correspondants 50 de chaque pièce intercalaire 44.
L'invention permet ainsi de relier les deux boîtes à eau par les montants 34 sans réaliser une fixation directe des joues 38 sur les boîtes à eau proprement dites. Il n'est donc plus nécessaire de réaliser des fourreaux ou autres passages pour la mise en place de vis de fixation ou analogues.
Les endroits des trous 46 sont choisis pour permettre aussi d'utiliser les mêmes montants 34 pour relier des botes à eau en matière plastique moulée, comme enseigné par exemple par la Demande de brevet français No 91 02981 déjà citée.
Dans ce cas, les vis 48 s'engagent dans des alésages prévus directement dans la boîte à eau en matière plastique moulée.
Ainsi, un même type de montant peut être utilisé aussi bien pour des boîtes à eau métalliques que pour des boîtes à eau en matière plastique.
Quel que soit le type de boîte à eau, la fixation des montants s'effectue de manière particulièrement simple permettant un montage rapide de l'échangeur de chaleur et, le cas échéant, un démontage rapide de celui-ci, par exemple lors d'une réparation.
L'invention permet de réaliser des échangeurs de chaleurs de grandes dimensions, en particulier des radiateurs de refroidissement pour moteurs de poids lourds.
Plus précisément, selon l'un de ses aspects, l'invention a pour objet un procédé de dosage colorimétrique des énaldéhydes totaux ou du dialdéhyde malonique seul, en tant qu t indices de peroxydation lipidique dans un milieu, notamment biologique, caractérisé en ce qu'il comprend essentiellement a) l'addition au dit milieu d'un réactif choisi parmi les composés de formule générale I ci-dessous et leurs sels d'addition éventuels à des bases organiques ou inorganiques, ou à des acides organiques ou inorganiques formule dans laquelle - A et C qui peuvent être identiques ou différents, représentent chacun H, étant entendu que A et C ne peuvent représenter simultanément H, avec - R1 = H; alkyle; aralkyle; aralkyle substitué sur le noyau aryle; alkylsulfonate, Y+; alkylphosphonate, Y+; ou alkyl carboxylate, Y+; - R2 = H; -OR4; F;Cl; Br; I; -N02; -SO3- Y+; -CN; -COOR4; ou -CONR5R6; - R3 = H; -OR4; -NR5R6; -SR4; F; Cl; Br; I; -NO2; -SO3- Y+; -CN; -COR5; -COOR4; ou -CONR5R6; - R4 = H; alkyle; aralkyle; ou aralkyle substitué sur le noyau aryle; - R5 = H; alkyle; aralkyle; ou aralkyle substitué sur le noyau aryle; - R6 = H; aryle; aralkyle; ou aralkyle substitué sur le noyau aryle; - Y+ = cation d'une base organique ou inorganique; étant entendu que - alkyle représente un groupement linéaire ou ramifié comprenant 1 à 6 C; - aralkyle substitué sur le noyau aryle signifie que celui ci est substitué par un ou plusieurs groupements, identiques ou différents, choisis parmi alkyle (1 à 6 C), alcoxy (1 à 6 C), hydroxy, amino et carboxyle; b) l'acidification du milieu ainsi additionné, soit par un acide choisi dans le groupe constitué par les acides carboxyliques forts, les acides sulfoniques forts et l'acide perchlorique, soit par l'acide chlorhydrique, l'acide bromhydrique ou l'acide sulfurique; c) l'incubation du milieu ainsi acidifié à une température comprise entre 25 et 600C, pendant une durée suffisante pour obtenir une coloration stable due à la formation d t un produit d'addition chromophorique du réactif avec tous les énaldéhydes présents dans le milieu ou avec le dialdéhyde malonique seul, selon la nature de l'acide utilisé; d) la mesure de l'absorbance du milieu coloré à la longueur d'onde d'absorption qui est spécifique du produit addition chromophorique du réactif utilisé, et son utilisation pour déterminer la concentration en énaldéhydes totaux, ou en dialdéhyde malonique seul, selon le cas.