FR 3163166 A1 20251212 FR 2406033 A 20240607 La présente invention concerne des méthodes non invasives de diagnostic des dermatoses inflammatoires et leur application à l’identification de produits cosmétiques et dermatologiques. METHODE DE DIAGNOSTIC NON INVASIF DES DERMATOSES INFLAMMATOIRES ETAT DE LA TECHNIQUE La peau constitue une barrière contre les agressions extérieures notamment chimiques, mécaniques ou infectieuses. La peau est constituée de trois parties principales, l’une superficielle, l’épiderme, la partie interne, le derme et une couche plus profonde, l’hypoderme, qui interagissent. L’épiderme humain naturel est composé principalement de trois types de cellules qui sont les kératinocytes, très majoritaires, les mélanocytes et les cellules de Langherans. Chacun de ces types cellulaires contribue par ses fonctions propres au rôle essentiel joué dans l’organisme par la peau, notamment le rôle de protection de l’organisme des agressions extérieures. Le derme fournit à l’épiderme un support solide. C’est également son élément nourricier. Il est principalement constitué de fibroblastes au sein d’une matrice extracellulaire composée majoritairement d’une substance, dite substance fondamentale, contenant également le collagène et l’élastine. Ces composants sont synthétisés par les fibroblastes. On y trouve aussi des leucocytes, des mastocytes ou encore des macrophages tissulaires. Enfin, le derme est traversé par des vaisseaux sanguins et des fibres nerveuses, notamment des fibres sensorielles libres ou reliées à des capteurs. Enfin l’hypoderme est la couche la plus profonde et la plus épaisse de la peau. Il s’inscrit dans la continuité du derme sans réelle séparation entre les deux tissus. L’hypoderme constitue un coussin amortisseur qui fait office de protection mécanique pour les structures sous-jacentes. Cette couche graisseuse permet également d’isoler le corps de variations thermiques. Si le derme peut être considéré comme une réserve d’eau, les graisses stockées au sein des adipocytes de l’hypoderme constituent une réserve d’énergie. Un dysfonctionnement de l’organisation structurelle cellulaire épidermique, ou un défaut de la fonction barrière chimique de l’épiderme, peut se traduire par un état inflammatoire cutané. Les dermatoses inflammatoires sont des affections de la peau et des muqueuses, souvent douloureuses, qui se caractérisent par des manifestations inesthétiques comme des rougeurs et des plaques de desquamation. Plusieurs pathologies sont regroupées sous la dénomination de dermatoses inflammatoires. On peut citer à titre d’exemples non limitatifs : la dermatite atopique, l’eczéma, le psoriasis, la rosacée, le lichen plan, les prurigos, les dermites séborrhéiques ou encore l’acné. Ces pathologies cutanées, même si elles sont bien connues, restent complexes. En effet, elles peuvent se présenter sous des formes plus ou moins sévères, elles peuvent être continues ou au contraire évoluer par poussée entrecoupée de rémission spontanée. Le choix d’un traitement topique n’est donc pas si évident que l’on pense. Pour une efficacité maximale, il faudrait qu’il soit parfaitement adapté au sujet et même au stade précis de la pathologie. Pour ce faire, une étude précise de l’organisation structurelle de la peau des patients serait un avantage pour aider à choisir un traitement adapté. Aujourd’hui, l’évaluation d’agents cosmétiques et pharmacologiques peut notamment être fait sur des modèles de peaux humaines reconstruites in vitro. Ces modèles peuvent même contenir une barrière épidermique différenciée et refléter au mieux les conditions morphologiques d’une peau humaine in vivo. Mais ces modèles mêmes sophistiqués restent des modèles et ne reflètent pas les conditions réelles de notre peau. D’autre technologies existent pour analyser en détail les structures de la peau et sa composition moléculaire. Parmi les outils qui permettent d’étudier la composition cutanée sont retrouvées les techniques spectroscopiques et notamment la spectrométrie de masse. La spectrométrie de masse est une technologie reconnue depuis de nombreuses années pour sa sensibilité, sa rapidité d’analyse, sa reproductibilité et sa polyvalence. Par ailleurs, comme elle permet de séparer les composés en fonction de leur rapport masse sur charge (et donc indirectement leur poids moléculaire) elle est particulièrement bien adaptée pour l’analyse d’échantillons complexes. Enfin, elle offre l’avantage via l’étude de la fragmentation en phase gazeuse (mode MS/MS) de permettre d’identifier les composés et d’obtenir des informations sur leur structure. Cependant, la spectrométrie de masse conventionnelle est adaptée et a été développée pour l’analyse d’échantillons après extraction et ne permet donc pas de réaliser des analyses directement chez l’homme. Au cours de ces 20 dernières années, le développement des sources dites ambiantes (ambient ionization mass spectrometry AIMS) a contribué à l’essor de l’analyse in situ et en temps réel des systèmes biologiques bruts sans échantillonnage ni extraction et avec une préparation d’échantillon extrêmement limitée. Ces avancées techniques ont permis de rapprocher la spectrométrie de masse de l’analyse in situ . Alternativement, les biopsies cutanées obtenues par poinçonnage peuvent être utilisées pour l’extraction ou fixées dans du formol et de la paraffine afin de pouvoir être coloré et analysé plus sélectivement par l’utilisation de la microdissection par capture laser. L’analyse peut également être effectuée sur des couches de peau obtenues par des bulles de succion, des squames collectés par du ruban adhésif, où les cellules peuvent être purifiées par cytométrie de flux. Mais même si la plupart des méthodes de prélèvement sont intéressantes pour les analyses de routine, elles ne permettent pas de mesures in vivo. Par ailleurs, les méthodes dites classiques d’analyse des métabolites dont les lipides de la peau, nécessitent des étapes de préparation, telle que la solubilisation de l’échantillon et l’utilisation de méthodes chromatographiques. Or, certains lipides de la peau sont difficiles à solubiliser. De plus, les méthodes de préparation sont optimisées pour mesurer une typologie de molécules, en termes de taille de molécules et de leur hydrophobicité, ce qui ne permet donc pas de détecter tous les types de lipides/métabolites en une seule mesure. Par conséquent, il existe toujours un besoin de nouveaux outils qui permettraient de connaître en temps réel l’organisation structurelle de la peau des patients souffrant de dermatoses inflammatoires afin de proposer des traitements parfaitement adaptés au stade de leurs affections cutanées. Similairement, l’efficacité d’un traitement local pourrait ainsi être facilement évalué par un dermatologue, qui pourrait ainsi en fonction des résultats, décider de poursuivre le traitement, l’adapter ou même l’arrêter. DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION La présente description a ainsi pour objet une nouvelle méthode permettant de détecter et de mesurer en temps réel et de manière simultanée des molécules chimiques de la peau très différentes. Cette technique est particulièrement avantageuse en ce qu’elle permet d’identifier et de mesurer in vivo en temps-réel les molécules ou classes de molécules qui sont modulées dans les dermatoses inflammatoires par rapport à la peau normale et ce, de façon à la fois sûre, rapide et reproductible. En effet, la méthode décrite ici est une méthode micro-invasive qui permet d’identifier les défauts dans les constituants essentiels de la fonction barrière tout en détectant les activations biologiques, comme par exemple les signaux inflammatoires, dans les dermatoses inflammatoires et de les comparer à la peau saine. Une telle signature moléculaire est particulièrement utile parce qu’elle est spécifique d’une dermatose inflammatoire et pourrait ainsi, par exemple, permettre à un médecin d’établir un diagnostic. Dans un premier aspect, la présente description a pour objet une méthode pour identifier une signature moléculaire chez un sujet atteint de dermatose inflammatoire, ladite méthode comprenant une étape d’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau du sujet par spectrométrie de masse in-vivo et en temps réel. L’analyse des marqueurs biologiques se fait préférentiellement à l’aide d’une technologie choisie parmi les spectroscopies Raman, IR, de fluorescence, ou la spectrométrie de masse. De façon plus préférée, les marqueurs biologiques sont analysés par spectrométrie de masse. Par « spectrométrie de masse », on entend ici une technique basée sur la mesure du rapport masse sur charge ( m/z ) des ions créés en phase gazeuse et qui permet de déduire le poids moléculaire des espèces dans un échantillon organique, par exemple un échantillon de peau. Dans une première étape, les différentes espèces de l’échantillon passent de leur état initial sous forme d’ions en phase gazeuse via la source de production d'ions du spectromètre de masse. Dans un mode ionique négatif (aussi appelé « mode négatif »), les différentes espèces de l’échantillon sont chargées négativement, majoritairement par déprotonation, tandis qu’elles sont chargées positivement, majoritairement par protonation en mode ionique positif (aussi appelé « mode positif ») ; les espèces formées étant dépendantes du type de source utilisé. Les ions formés sont ensuite séparés dans l’analyseur de masse puis détectés et mesurés en fonction du rapport m/z . La spectrométrie de masse est couramment mise en œuvre à l’aide de spectromètres de masse. Un spectromètre de masse comprend de manière classique et dans l’ordre suivant : une source d'ions ou chambre d'ionisation, un système de transfert ou de focalisation des ions, et un ou plusieurs analyseurs qui séparent les ions en fonction de leur masse et de leur charge. Il comprend également un détecteur qui détecte les ions sortant de l'analyseur. De manière non limitative, on peut citer à titre d'exemples de systèmes de focalisation et/ou de transfert des ions, un capillaire de transfert, un écrémeur, une lentille de focalisation (comme, par exemple, une lentille unipotentielle dite de Einzel), un système de transfert à champs multipolaires, un ion funnel, une lentille électrostatique. Le spectromètre de masse peut également comporter des éléments visant à améliorer ses performances tels que par exemple un système de mobilité ionique. Par exemple, certains spectromètres sont également équipés d’une cellule de mobilité qui permet d’ajouter une dimension de séparation, très utile pour les mélanges complexes, en permettant une séparation en fonction de la conformation des molécules en phase gazeuse via la mesure de leur section efficace. L'analyseur de masse employé peut-être de tout type qu'il soit simple (par exemple, Secteur magnétique simple (B) ou à double focalisation (BE, EB), Quadripôle (Q), Trappe ionique (Tl), temps de vol (TOF), résonance d'ions cyclotronique (ICR), orbitrappe), combiné (par exemple, Triple Quadripole) ou hybride (eg Q- orbitrappe, Q-TOF). En variante, l'analyseur de masse employé peut être un autre système de séparation des ions (e.g. mobilité ionique). L’analyseur de masse peut être couplé de manière séquentielle à un ou plusieurs analyseurs. Certains spectromètres, pour permettre, en plus de la détermination du poids moléculaire, des études structurales sont ainsi équipés de plusieurs analyseurs pour permettre la sélection de l’ion précurseur, sa fragmentation puis la mesure des m/z des fragments générés non neutres. En particulier, la spectrométrie de masse en tandem (MS/MS) combine deux analyseurs séquentiellement. La spectrométrie de masse en tandem MS/MS se différencie de la MS par une fragmentation des ions pour permettre une meilleure identification. Les ions séparés lors d’une simple MS sont sélectionnés dans un premier analyseur et sont fragmentés. Les fragments sont analysés dans un deuxième analyseur (fragments MS). L’identification obtenue est plus fine et plus exacte. Les sources de productions d'ions les plus couramment utilisées car compatibles dans ce domaine sont, par exemple, l'ionisation électronique (EI), l'ionisation chimique (CI) et la désorption-ionisation chimique (DCI), le bombardement par atomes rapides (FAB), par atomes métastables (MAB) ou ions (SIMS, LSIMS), le couplage plasma inductif (ICP), et notamment couplage inductif par ablation au laser (LA-ICP), l'ionisation chimique à pression atmosphérique (APCI) et la photoionisation à pression atmosphérique (APPI), l'électronébulisation ou électrospray (ESI), la désorption-ionisation par électrospray (DESI), l'ionisation-désorption laser assistée par matrice (MALDI), activée par une surface (SELDI) ou sur silicium (DIOS), l'ionisation-désorption par interaction avec espèces métastables (DART), etc. Il est aussi possible d’utiliser la désorption/ionisation laser assistée par l'eau (WALDI), qui est à la base de la technologie SpiderMass. La méthode décrite ici peut être mise en œuvre à l’aide de n’importe laquelle de ces techniques de spectrométrie de masse. Toutefois, il est particulièrement avantageux d’utiliser la technique SpiderMass dans le cadre des méthodes décrites dans la présente description. Selon ce mode de réalisation préféré, la méthode pour identifier une signature moléculaire chez un sujet atteint de dermatose inflammatoire décrite ici comprend une étape d’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technologie SpiderMass. SpiderMass est une technique d’ionisation ambiante non destructive récemment développée pour l’analyse in vivo utilisant une sonde laser émettant dans l’infrarouge, permettant de balayer un tissu cible, et reliée à un spectromètre de masse. La technique SpiderMass comprend ainsi, dans une première étape, un processus de désorption/ionisation laser qui permet d'échantillonner le matériel biologique (par exemple, un échantillon de peau) à analyser. Le faisceau laser excite les molécules d’eau présentes dans le matériel biologique, ce qui conduit à l'éjection de particules en phase gazeuse (chargées ou non). Le laser ablate uniquement une épaisseur de quelques microns du stratum corneum par tir. La matière ablatée est transmise en temps réel au spectromètre de masse via une ligne de transfert qui se présente sous la forme d’un tube d’un diamètre de quelques millimètres maximum et qui peut attendre plusieurs mètres de long, permettant au spectromètre d’être déporté par rapport à l’opération du laser. Le transfert est obtenu grâce à la différence de vide entre l’intérieur du spectromètre et l’extérieur par simple aspiration. L’aérosol transféré au spectromètre via le tube permet une analyse temps-réel et permet de collecter des profils moléculaires (signaux provenant de l'analyse du matériel biologique correspondant à des biomolécules de type composés organiques, acides aminés, métabolites, lipides, peptides...) caractéristiques de la zone analysée. Avantageusement, ces profils sont comparés à une banque de données de profils moléculaires obtenus par la même technique SpiderMass. SpiderMass est notamment mis en œuvre à l’aide d’un dispositif comprenant 4 parties : un laser infrarouge (2940 nm) utilisé via une fibre optique pour le micro-prélèvement de matière in vivo et potentiellement la production d’ions ; une ligne de transfert qui permet d’aspirer les particules ablatées, de les amener jusqu’à l’instrument et de les y introduire ; un spectromètre de masse permettant en temps réel d’analyser les molécules et de générer des profils moléculaires caractéristiques, celui-ci pouvant notamment être un spectromètre de masse en tandem (MS/MS) ; et un outil de traitement des données générées reposant sur des banques de données et des outils d’analyse statistique. La technique SpiderMass et le dispositif associé sont bien connus dans l’art. Ils sont décrits dans, par exemple, la demande internationale WO 2016/046748, Fatou et al. SPIDERMASS : A Novel in vivo Real-Time Mass Spectrometry Based Instrument of Low Invasiveness for Guided Surgery Applications. 2016. Sci Rep . 6 :25919; Fatou et al. Remote Atmospheric Pressure Infrared Matrix-Assisted Laser Desorption-Ionization Mass Spectrometry of Proteins. Mol Cell Proteomics . 2018. 17 (8):1637-1649; Saudemont et al. Real-Time Molecular Diagnosis of Tumors Using Water-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Technology. Cancer Cell . 2018. 34 (5):840-851.e4; Fatou et al. Real time human micro-organisms biotyping using SpiderMass technology based on WALDI processes. Eur. J. Biotech 2019. 3 (2), 97-104; Cameron et al. Utilisation of Ambient Laser Desorption Ionisation Mass Spectrometry (ALDI-MS) Improves Lipid- Based Microbial Species Level Identification. Sci Rep . 2019. 9 (1):3006; Ogrinc et al. SpiderMass for in-vivo and real-time analysis. Nat Protoc . 2019. 14 (11):3162-3182; Ogrinc et al. Robot-Assisted SpiderMass for In Vivo Real-Time Topography Mass Spectrometry Imaging. Anal Chem . 2021. 93 (43):14383-14391; Ogrinc et al. Direct Water-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Lipidomic Analysis and Classification of Formalin-Fixed Paraffin-Embedded Sarcoma Tissues without Dewaxing. Clin Chem . 2021. 67 (11):1513-1523; et Ogrinc et al. Cancer Surgery 2.0: Guidance by Real-Time Molecular Technologies. 27 (6) :602-615. Dans un mode de réalisation préféré, la présente description a pour objet une méthode pour identifier une signature moléculaire chez un sujet atteint de dermatose inflammatoire, ladite méthode comprenant une étape d’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass. Par « dermatose inflammatoire », on entend ici une condition ou pathologie inflammatoire de la peau. Une dermatose inflammatoire une inflammation des couches superficielles de la peau qui est communément (mais pas toujours) caractérisée par un prurit, des cloques, un érythème (rougeur), un œdème et souvent un suintement, des croûtes et une desquamation. Plusieurs pathologies sont regroupées sous la dénomination de dermatoses inflammatoires. On peut citer, à titre d’exemples, le psoriasis, la dermatite atopique, l’eczéma, l’acné, la rosacée, le lichen plan, les prurigos, ou encore les dermites séborrhéiques. Ces dermatoses résultent bien souvent de phénomènes inflammatoires et/ou de désordres immunitaires. D’une façon préférée, les dermatoses inflammatoires sont choisies parmi le psoriasis, la dermatite atopique, l’eczéma, l’acné, la rosacée, le lichen plan, les prurigos et les dermites séborrhéiques. De préférence une dermatose inflammatoire de la méthode décrite ici est une dermite séborrhéique. Par « signature moléculaire » ou « profil moléculaire », on entend ici un groupe de marqueurs biologiques dont l’expression est spécifique de l’échantillon analysé, par exemple un échantillon de peau de dermatose inflammatoire. Par « marqueur biologique », on entend au sens de la présente demande une caractéristique qui est objectivement mesurée et évaluée comme indicateur de processus biologiques normaux, de processus pathogéniques, ou de réponses pharmacologiques à une intervention thérapeutique. Un marqueur biologique désigne donc toute une gamme de substances, d’activités et de paramètre divers. Par exemple, un marqueur biologique peut être une substance dont la détection indique un état pathologique particulier ou au contraire une substance dont la détection indique un état physiologique spécifique. Un marqueur biologique tel qu’entendu ici peut notamment être n’importe quel type de molécule cellulaire, comme des métabolites, des protéines, des lipides, des acides nucléiques, etc. Dans un mode de réalisation préféré, un marqueur moléculaire peut en particulier être un métabolite, comme par exemple, un dipeptide, un acide aminé et analogues, un imidazole, un indole, une amine, un carbonyle, etc. De préférence, les métabolites comprennent l’urocanante, l’andrenochrome o-semiquinone, l’acide indolactique, le 2-hydroxy benzyldéhyde, l’acide pyroglutamique, l’acide glutamique, l’histidine, la citrulline, le dipeptide His-Pro et l’histamine. Dans un autre mode de réalisation préféré, un marqueur moléculaire peut en particulier être un lipide choisi parmi les acides gras libres et leurs conjugués ; les prostaglandines ; les aldéhydes gras ; les esters gras (esters d’acides gras ramifiés par un acide gras hydroxylé) ; les cérides ; les squalènes ; les glycérolipides ; les sphingolipides, les oxylipines et les cholestérol et/ou esters de cholestérol. De préférence, le marqueur moléculaire est choisi parmi les acides gras libres, les aldéhydes gras, les esters gras, les cérides, les glycérolipides et/ou les oxylipines. De préférence, les acides gras libres comprennent des acides gras saturés et/ou des acides gras insaturés. De préférence, les acides gras saturés comprennent C8 :0, C12 :0, C14 :0, C15 :0, C16 :0, C17 :0, C18 :0, C24 :0 et/ou C26 :0. De préférence, les acides gras insaturés comprennent C6 :1, C8 :1, C9 :1, C10 :1, C10 :2, C11 :1, C11 :2, C11 :3, C12 :1, C12 :2, C13 :1, C13 :2, C14 :3, C17 :2, C18 :1, C18 :2, C19 :1, C19 :2, C20 :1, C20 :2, C20 :3 C20 :4, C22 :1, C26 :1 et C30 :1. De préférence, les aldéhydes gras comprennent C23 :0, C24 :0, C26 :0, C26 :1 et C28 :0. De préférence, les esters gras comprennent C18 :2/30-O-C30 :0, C18 :2/32-O-C30 :0 et C18 :2/30-O-30 :0. De préférence, les cérides comprennent C1 :0/C7 :0, C2 :0/C12 :0 et C16 :0/C21 :0. De préférence, les glycérolipides comprennent le monoacylglycérol (MG) MG 18 :1 ; MG 24 :0, le diacylglycérol (DG) 18 :1/18 :1, DG O-26 :0, DG 30 :1, DG 30 :0, DG 15 :0/16 :0, DG 16 :0/16 :1, DG 16 :1/17 :0, le triglycéride (TG) 16 :0/18 :1/18 :1, TG 18 :1/18 :1/18 :2, TG 18 :1/18 :1/18 :1, TG 16 :1/18 :1/20 :1 et TG 18 :0/18 :1/18 :1. De préférence, les sphingolipides comprennent la sphingosine, la base sphingoïde 20 :0 ;O3, la base sphingoïde 22 :0 ;O3, la base sphingoïde 20 :1 ;O3, la base sphingoïde 25 :0 ;O3, la base sphingoïde 24 :0 ;O2, la base sphingoïde 24 :1 ;O2, la base sphingoïde 25 :0 ;O2, la base sphingoïde 25 :1 ;O2, la base sphingoïde 26 :0 ;O2, la base sphingoïde 26 :1 ;O2, , la base sphingoïde 27 :0 ;O2, la base sphingoïde 27 :1 ;O2, la base sphingoïde 28 :0 ;O2, la phytosphingosine et des céramides. De façon plus préférée, les céramides comprennent Cer 38 :1 ;O3, Cer 17 :0 ;O3/24 :0 ; (2OH), Cer 18 :0 ;O3/25 :0 ;O, Cer 17 :0 ; O3/26 :0 ;O, Cer :21 :0 ;O3/24 :0 ;O, Cer 22 :0 ;O3/25 :0 ;O, Cer 24 :0 ;O2/24 :0, Cer 23 :0 ; O2/25 :0, Cer 24 :0 ;O2/26 :0, Cer 26 :0 ; O2/24 :0, Cer 24 :0 ;O2/25 :0, Cer 22 :1 ;O3/28 :0, Cer 20 :1 ; O3/30 :0, Cer 20 :1 ;O3/28 :0, Cer 20 :1 ;O3/27 :0, Cer 21 :1 ; O3/26 :0, Cer 21 :1 ;O3/28 :0, Cer 18 :1 ;O3/27 :0, Cer (20 :1 ; O3/25 :0, Cer 20 :1 ;O3/26 :0, Cer 18 :1 ; O3/28 :0, Cer 18 :1 ;O3/26 :0, Cer 17 :0 ;O3/26 :0, Cer 18 :0 ;O3/24 :0, Cer 20 :0 ;O3/25 :0, Cer 18 :0 ; O3/27 :0, Cer 17 :0 ;O3/24 :0, Cer 22 :0 ;O3/24 :0, Cer 20 :0 ; O3/26 :0, Cer 22 :0 ;O3/25 :0, Cer 18 :0 ;O3/26 :0, Cer 20 :0 ; O3/24 :0, Cer 22 :0 ;O3/26 :0, Cer 22 :0 ;O3/27 :0, Cer 16 :0 ;O3/24 :0, Cer 18 :0 ; O3/22 :0, Cer 22 :0 ;O3/28 :0, Cer 24 :0 ; O3/26 :0, Cer (24 :1 ;O2/27 :0, Cer 16 :1 ;O2/26 :0, Cer 18 :1 ; O2/24 :0, Cer 17 :1 ;O2/26 :0, Cer 18 :1 ; O2/25 :0, Cer 20 :1 ;O2/24 :0, Cer 18 :1 ; O2/26 :0 et Cer :18 :1 ;O2/16 :0. De préférence, les oxylipines comprennent la 13-HODE et la 13-HOTE. De façon préférée, l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass comprend la détection des molécules présentes dans le matériel biologique analysé. De façon plus préférée, l’analyse des marqueurs biologiques comprend l’identification des molécules présentes. Les molécules sont notamment identifiées par spectrométrie de masse en mode tandem (MS/MS), en mode positif ou en mode négatif. De façon encore plus préférée, cette analyse comprend en outre la quantification de ces molécules. Cette quantification permet ainsi de déterminer, et donc de mesurer, le niveau d’expression de chaque marqueur biologique présent dans la signature. Par ailleurs, les inventeurs ont développé des méthodes d’évaluation de l’efficacité d’actifs et de formulations cosmétiques ou dermatologiques sur la prévention et le traitement de tous les aspects d’une dermatose inflammatoire. De tels procédés n’avaient jamais été décrits jusqu’ici. En effet, l’utilisation de la spectrométrie de masse in-vivo et en temps réel, notamment de la technologie SpiderMass, permet d’analyser directement les variations des composants moléculaires de la peau malade qui est traitée avec des actifs ou des formulations cosmétiques ou dermatologiques particulières. Il est ainsi possible d’identifier les actifs ou formulations cosmétiques ou dermatologiques, topiques ou per os , qui permettent de restaurer une signature moléculaire caractéristique de la peau saine. Dans un autre aspect, la description porte donc sur une méthode d’identification d’actifs ou de formulations cosmétiques ou dermatologiques permettant de prévenir et/ou améliorer les effets d’une dermatose inflammatoire ou d’évaluer l’efficacité des actifs ou des formulations cosmétiques ou dermatologiques permettant de prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire. L’invention permet en particulier de distinguer les actifs ou les formulations cosmétiques ou dermatologiques selon leur activité pour prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire. Cette méthode d’identification d’actifs ou de formulations cosmétiques ou dermatologiques comprend notamment une étape de détermination de la signature moléculaire de la peau de dermatose inflammatoire traitée avec l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée, selon la méthode décrite plus haut. Dans un mode de réalisation préférée, la méthode comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée selon la méthode décrite plus haut ; et l’identification dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique comme permettant de prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction de la signature moléculaire de l’étape b). En d’autres termes, la méthode d’identification d’actifs ou de formulations cosmétiques ou dermatologiques comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée, ladite détermination comprenant l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass ;et l’identification dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique comme permettant de prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction de la signature moléculaire de l’étape b). De façon préférée, l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass comprend la détection des molécules présentes dans le matériel biologique analysé. De façon plus préférée, l’analyse des marqueurs biologiques comprend l’identification des molécules présentes. Les molécules sont notamment identifiées par spectrométrie de masse en mode tandem (MS/MS), par exemple par interprétation de novo des spectres ou par comparaison à des bases de données ou des standards. De façon encore plus préférée, cette analyse comprend en outre la quantification de ces molécules. Cette quantification permet ainsi de déterminer, et donc de mesurer, le niveau d’expression de chaque marqueur biologique présent dans la signature. Selon ce mode de réalisation préféré, la méthode d’identification d’actifs ou de formulations cosmétiques ou dermatologiques permettant de prévenir et/ou améliorer les effets d’une dermatose inflammatoire comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée, ladite détermination comprenant la mesure de l’expression des marqueurs biologiques d’un échantillon de par la technique SpiderMass ; et l’identification dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique comme permettant de prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction de l’expression des marqueurs biologiques de l’étape b). Les méthodes décrites ici permettent ainsi de déterminer de façon précise quels actifs cosmétiques ont un effet avantageux sur la prévention et/ou le traitement des effets d’une dermatose inflammatoire. Les méthodes de l’invention sont aussi adaptées à l’évaluation de l’activité de formulations. Les inventeurs ont ainsi pu montrer que certaines formulations étaient plus efficaces que d’autres pour prévenir et/ou limiter les effets d’une dermatose inflammatoire, démontrant ainsi l’utilité de l’approche entreprise. Selon un autre aspect, la description a donc pour objet une méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique pour traiter et/ou prévenir une dermatose inflammatoire. Cette méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique comprend notamment une étape de détermination de la signature moléculaire de la peau de dermatose inflammatoire traitée avec l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée, selon la méthode décrite plus haut. Dans un mode de réalisation préférée, la méthode comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée selon la méthode décrite plus haut ; et l’évaluation de l’efficacité dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique pour prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction de la signature moléculaire de l’étape b). En d’autres termes, la méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée, ladite détermination comprenant l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass ; et l’évaluation de l’efficacité dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique pour prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction de la signature moléculaire de l’étape b). De façon préférée, l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass comprend la détection des molécules présentes dans le matériel biologique analysé. De façon plus préférée, l’analyse des marqueurs biologiques comprend l’identification des molécules présentes. Les molécules sont notamment identifiées par spectrométrie de masse en mode tandem (MS/MS). De façon encore plus préférée, cette analyse comprend en outre la quantification de ces molécules. Cette quantification permet ainsi de déterminer, et donc de mesurer, le niveau d’expression de chaque marqueur biologique présent dans la signature. Selon ce mode de réalisation préféré, la méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée, ladite détermination comprenant la mesure de l’expression des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass ; et l’évaluation de l’efficacité dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique pour prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction l’expression des marqueurs biologiques de l’étape b). L’application de l’actif d’intérêt sur la peau peut être faite directement. Alternativement, il pourra être avantageux de formuler l’actif d’intérêt, par exemple de façon à obtenir une composition liquide, afin de faciliter son application sur la peau. Ainsi, selon un mode de réalisation de l’invention, le procédé comprend en outre une étape de formulation de l’actif, notamment sous forme d’une solution liquide, en particulier aqueuse, préalablement à l’étape d’application dudit actif sur la peau. L’actif candidat est un actif pour la prévention et/ou le traitement des effets d’une dermatose inflammatoire si ledit actif candidat permet de moduler l’expression d’au moins un marqueur biologique de la signature moléculaire. Cette modulation peut correspondre, selon les cas, et en particulier selon la nature du marqueur biologique, à une augmentation ou à une diminution de l’expression dudit marqueur. De la même façon, la formulation candidate est une formulation pour la prévention et/ou le traitement des effets d’une dermatose inflammatoire, si ladite formulation candidate permet de moduler l’expression d’au moins un marqueur biologique de la signature biologique. Cette modulation peut correspondre, selon les cas, et en particulier selon la nature du marqueur biologique, à une augmentation ou à une diminution de l’expression dudit marqueur. Par « l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique pour prévenir et/ou traiter au moins les effets d’une dermatose inflammatoire », on entend ici la capacité de la formulation ou de l’actif à annuler ou diminuer les effets liés à une dermatose inflammatoire. La prévention s’entend dans le cas présent d’un traitement qui est administré avant le développement d’une dermatose inflammatoire, tandis que la réduction correspond à un traitement qui est administré une fois que les effets d’une dermatose inflammatoire sont apparus. Il est important de vérifier que les actifs et les formulations cosmétiques ou dermatologiques utilisées pour la prévention et/ou le traitement d’une dermatose inflammatoire sont bien tolérés. Par exemple, certains produits actuellement commercialisés pourraient entraîner des irritations s’ils sont employés régulièrement. Un tel effet ne peut qu’empirer un état de dermatose inflammatoire en développement ou déjà présent. Il est donc nécessaire de vérifier si un actif ou une formulation cosmétique ou dermatologique module l’expression d’un ou plusieurs marqueurs biologiques de la peau saine avant d’utiliser cet actif ou cette formulation pour prévenir ou traiter une dermatose inflammatoire. Dans ce cadre, les méthodes décrites plus haut de détermination d’une signature moléculaire sont particulièrement utiles. Selon un autre aspect, l'invention a donc pour objet une méthode d'évaluation de la tolérance d’un actif ou d’une formulation destinée à prévenir ou traiter une dermatose inflammatoire. Cette méthode d’évaluation de la tolérance d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique comprend notamment une étape de détermination de la signature moléculaire de la peau de dermatose inflammatoire traitée avec l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée, selon la méthode décrite plus haut. Dans un mode de réalisation préférée, la méthode comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée selon la méthode décrite plus haut ; et l’évaluation de la tolérance dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique en fonction de la signature moléculaire de l’étape b). En d’autres termes, la méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée, ladite détermination comprenant l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass ; et l’évaluation de la tolérance dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique en fonction de la signature moléculaire de l’étape b). De façon préférée, l’analyse des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass comprend la détection des molécules présentes dans le matériel biologique analysé. De façon plus préférée, l’analyse des marqueurs biologiques comprend l’identification des molécules présentes. Les molécules sont notamment identifiées par spectrométrie de masse en mode tandem (MS/MS). De façon encore plus préféré, cette analyse comprend en outre la quantification de ces molécules. Cette quantification permet ainsi de déterminer, et donc de mesurer, le niveau d’expression de chaque marqueur biologique présent dans la signature. Selon ce mode de réalisation préféré, la méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique comprend : l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée, ladite détermination comprenant la mesure de l’expression des marqueurs biologiques d’un échantillon de peau par la technique SpiderMass ; et l’évaluation de la tolérance dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique en fonction l’expression des marqueurs biologiques de l’étape b). L’application de l’actif d’intérêt sur la peau peut être faite directement. Alternativement, il pourra être avantageux de formuler l’actif d’intérêt, par exemple de façon à obtenir une composition liquide, afin de faciliter son application sur la peau. Ainsi, selon un mode de réalisation de l’invention, le procédé comprend en outre une étape de formulation de l’actif, notamment sous forme d’une solution liquide, en particulier aqueuse, préalablement à l’étape d’application dudit actif sur la peau. L'actif est un actif qui est bien toléré par la peau si ledit actif ne module pas l'expression du marqueur biologique de façon significative. De la même façon, la formulation cosmétique ou dermatologique est bien tolérée si l’expression du marqueur biologique n’est pas modulée par son addition sur la peau de façon significative. Par « significative » on entend un résultat obtenu par la mise en œuvre d'un test statistique, tel qu’un test Wilcoxon univarié, et ayant une valeur p inférieure à 0,05, préférentiellement une valeur p inférieure à 0,01, plus préférentiellement un valeur p inférieure à 0,001. Les tests statistiques appropriés sont bien connus de la personne du métier. Ladite modulation peut correspondre, selon les cas, et en particulier selon la nature du marqueur biologique, à une augmentation ou à une diminution de l'expression dudit marqueur. En particulier, l'expression des marqueurs de l'inflammation est connue pour être augmentée dans la peau de dermatose atopique. Dans un mode de réalisation préféré, le marqueur biologique de l’étape b) est un marqueur de l'inflammation. Le terme « augmenté », tel qu'il est utilisé ici, signifie une plus grande quantité, par exemple, une quantité légèrement supérieure à la quantité d'origine, ou par exemple une quantité en grand excès par rapport à la quantité d'origine, et notamment toutes les quantités dans l'intervalle. En variante, « augmentation » peut faire référence à une quantité ou une activité qui est au moins 1 %, 2 %, 3 %, 4 %, 5 %, 6 %, 7 %, 8 %, 9 %, 10 %, 11 %, 12 %, 13 %, 14 %, 15 %, 16 %, 17 %, 18 %, 19 % ou 20 % de plus que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité accrue est comparé, ou encore au moins 30 %, 40 %, 50 %, 60 %, 70 %, 80 %, 90 %, 100 %, 110 %, 120 %, 130 %, 140 %, 150 %, 160 %, 170 %, 180 %, 190 %, 200 %, 250 %, 300 %, 350 %, 400 %, 450 %, 500 %, 550 %, 600 %, 650 %, 700 %, 750 %, 800 %, 900 %, 950 %, 1 000 %, 1 100 %, 1 200 %, 1 300 %, 1 400 %, 1 500 %, 1 600 %, 1 700 %, 1 800 %, 1 900 % ou 2 000 % de plus que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité accrue est comparé. Les termes « augmenté », « plus grand que », et « accru » sont utilisés ici de manière interchangeable. Le terme « diminué », tel qu'il est utilisé ici, signifie une moins grande quantité, par exemple, une quantité légèrement inférieure à la quantité d'origine, ou par exemple une quantité fortement réduite par rapport à la quantité d'origine, et notamment toutes les quantités dans l'intervalle. En variante, « diminution » peut faire référence à une quantité ou une activité qui est au moins 1 %, 2 %, 3 %, 4 %, 5 %, 6 %, 7 %, 8 %, 9 %, 10 %, 11 %, 12 %, 13 %, 14 %, 15 %, 16 %, 17 %, 18 %, 19 % ou 20 % de moins que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité diminuée est comparé, ou encore au moins 30 %, 40 %, 50 %, 60 %, 70 %, 80 %, 90 %, 100 %, 110 %, 120 %, 130 %, 140 %, 150 %, 160 %, 170 %, 180 %, 190 %, 200 %, 250 %, 300 %, 350 %, 400 %, 450 %, 500 %, 550 %, 600 %, 650 %, 700 %, 750 %, 800 %, 900 %, 950 %, 1 000 %, 1 100 %, 1 200 %, 1 300 %, 1 400 %, 1 500 %, 1 600 %, 1 700 %, 1 800 %, 1 900 % ou 2 000 % de moins que la quantité ou de l'activité pour laquelle la quantité ou de l'activité diminuée est comparé. Les termes « diminué », « plus petit que », et « réduit » sont utilisés ici de manière interchangeable. Afin de déterminer si l’expression d’un marqueur est accrue ou diminuée dans la peau traitée avec l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée, le niveau d’expression dudit marqueur pourra être comparé avec un niveau d’expression de référence. Selon ce mode de réalisation préféré, l’étape c) des méthodes ci-dessus peut comprendre une comparaison du niveau d’expression du marqueur biologique de l’étape b) avec un niveau d’expression de référence. Par « un niveau d’expression de référence d’un marqueur biologique », on entend au sens de la présente demande tout niveau d’expression dudit marqueur utilisé à titre de référence. Par exemple, un niveau d’expression de référence peut être obtenu en mesurant le niveau d’expression du marqueur d’intérêt dans un échantillon de peau saine. Un tel échantillon de peau saine peut, par exemple, correspondre à la peau d’un sujet sain ou sans pathologie apparente. On peut aussi utiliser échantillon de peau ne présentant pas de pathologie apparente, mais provenant du sujet atteint de dermatose inflammatoire. Dans d’autres modes de réalisation, le niveau d’expression de référence d’un marqueur biologique correspond au niveau d’expression dudit marqueur dans un échantillon de peau en absence ou en présence d’un traitement particulier. Par exemple, dans un mode de réalisation particulier, le niveau d’expression de référence d’un marqueur biologique est obtenu en mesurant l’expression dudit marqueur dans un échantillon de peau du sujet qui n’a pas été mis en contact avec un actif ou une formulation. Dans un autre mode de réalisation particulier, l’expression dudit marqueur est mesurée dans l’échantillon de peau traité avec un actif ou une formulation connue pour être efficaces contre au moins un effet d’une dermatose inflammatoire. La personne du métier comprendra aisément que la comparaison du niveau d’expression du marqueur biologique avec un niveau d’expression de référence sera d’autant plus pertinente que le niveau d’expression du marqueur et le niveau d’expression de référence auront été mesurés par la même technique de spectrométrie de masse in vivo et en temps réel. Préférablement, le niveau d’expression du marqueur et le niveau d’expression de référence sont tous deux mesurés par la technique SpiderMass. Cette technique permet d’analyser des échantillons de taille et de volume uniforme, grâce à l’étape d’ablation par le laser. EXEMPLES Les exemples suivants sont fournis ici à titre d'illustration et ne sont pas, sauf indication contraire, destinés à être limitatifs. Exemple 1 : étude exploratoire utilisant la spectrométrie de masse en temps réel (Analyse SpiderMass) pour l’analyse des profils moléculaires de l’épiderme de sujets atteints de dermatose inflammatoire chronique : groupe dermatite atopique versus groupe contrôle Le but de cette étude est de caractériser les signaux moléculaires, notamment lipidiques de sujets avec ou sans dermatose. Il s’agit d’une étude exploratoire, monocentrique et comparative réalisée chez un groupe contrôle et un groupe de sujets atteints de dermatite atopique des membres supérieurs. Les deux groupes sont inclus en parallèle. Ils appartiennent à la même tranche d’âge et sont le plus équilibré possible selon le genre. Les prélèvements et mesures effectuées sur les zones à l’étude sont : Pour le groupe dermatose : zone lésionnelle, zone péri-lésionnelle et zone de référence, ainsi que : des mesures IH (indice d’hydratation) et PIE (perte insensible en eau) sur les membres supérieurs (mains exclues) mesures SpiderMass sur les membres supérieurs pour la zone lésionnelle et la zone péri-lésionnelle et sur la face interne de l’avant-bras pour la zone de référence. Pour le groupe contrôle : mêmes zones correspondantes à celles du groupe dermatose. 43 sujets sont inclus, 21 dans le groupe pathologique et 22 dans le groupe contrôle. Les données sont des spectres MS acquis par la technologie SpiderMass du stratum corneum , en mode positif. Une analyse différentielle est effectuée pour identifier les pics avec des changements significatifs en comparant les combinaisons de données suivantes : Inter-groupe : Comparaison des zones références entre les sujets dermatite atopique et les sujets contrôles, Comparaison des zones lésionnelles entre les sujets dermatite atopique et les sujets contrôles. Intra-groupe : Comparaison chez les sujets dermatite atopique des zones lésionnelles avec les zones péri-lésionnelles, Comparaison chez les sujets dermatite atopique des zones lésionnelles avec les zones références. Un prétraitement des données est effectué par un programme développé dans l’environnement Matlab Mathworks. Au cours de l’analyse exploratoire, les spectres moyens sont calculés. Lors de cette analyse, un effet TIC est observé donc l’analyse différentielle sera faite avec un ajustement sur le Log2 (TIC). Et enfin, pour toutes les comparaisons, un modèle est utilisé, où pour chaque masse, il est appliqué un modèle linéaire mixte expliquant les modifications de l’intensité. Une correction de tests multiples par Benjamini-Hochberg (BH) est réalisée sur l’ensemble des pics. Résultats Le descriptif des masses significativement modulées sur les 4 comparaisons sont données dans le Tableau 1. Comme il y a un grand nombre de signaux modulés dans chacune des comparaisons, les inventeurs se sont focalisés sur les signaux qui ont un facteur de changement absolu (FCabs pour « Fold Change absolu ») absolu d’au moins 2.0. Tableau 1 : Détail des signaux modulés significativement comprenant les signaux surproduits et les signaux sous-produits pour chacune des comparaisons étudiées dans l’étude ainsi que les signaux après filtrage avec un facteur de changement absolu (FCabs pour « Fold Change absolu ») ≥2. ZR DA vs CTL ZL DA vs CTL DA ZL vs ZR DA ZL vs ZPL Signaux modulés significativement 106 377 337 191 Surproduits / Sousproduits 1 / 105 72 / 305 137 / 200 62 / 129 Signaux après filtrage (FCabs ≥ 2) 16 243 49 8 Surproduits / Sousproduits 1 /15 41 / 202 8 / 41 0 / 8 ZR : zone de référence ; ZL : zone lésionnelle ; ZPL : zone péri-lésionnelle ; DA : dermatite atopique, CTL : contrôle. Parmi les masses modulées significativement et avec un FCabs ≥ 2, les inventeurs retrouvent 2 niveaux de confiance : le niveau 2 correspond à une identification avec des fragmentations MS/MS et le niveau 3 correspond à une identification avec des logiciels, des banques de données et la littérature mais uniquement sur la masse de l’ion parent donc aucune fragmentation n’est faite pour ce niveau de confiance. Le détail du nombre de masses identifiées dans chacun des niveaux pour les 3 comparaisons est présenté dans le tableau 2. Tableau 2 : Détail des signaux modulés significativement avec un FCabs ≥ 2 avec leur répartition dans les différents niveaux d’identification. ZR DA vs CTL ZL DA vs CTL DA ZL vs ZR DA ZL vs ZPL Signaux après filtrage avec un FCabs ≥ 2 16 243 49 8 Surproduits / Sousproduits 1 / 15 41 / 202 8 / 41 0 / 8 Signaux identifiés en niveau 1/ équivalent en molécules 0 0 0 0 Signaux identifiés en niveau 2/ équivalent en molécules 7 / 6 138 / 71 35 / 23 6 / 5 Signaux identifiés en niveau 3 équivalent en molécules 4 / 3 60 / 45 9 / 7 0 Isotopes (niveaux 2 et 3) 2 73 13 1 ZR : zone de référence ; ZL : zone lésionnelle ; ZPL : zone péri-lésionnelle ; DA : dermatite atopique, CTL : contrôle. Les masses qui ne sont pas identifiées sont principalement des masses avec de trop faibles intensités pour être fragmentées, cela représente 90,2% des masses non identifiées, les autres masses n’ont pas pu être identifiées car possédant une m/z trop faible ou enfin parce que l’interprétation de la fragmentation n’a pas été réussie. Identification des masses communes et différentes entre les 3 comparaisons En comparant les masses significativement modulées et avec un FCabs ≥ 2 entre les comparaisons ZR DA vs CTL et ZL DA vs CTL, seulement 3 masses sont communes et ne sont pas retrouvées significativement modulées sur les deux autres comparaisons. Ces trois masses correspondent à l’alpha-tocophérol acétate (niveau 2) et une HexCéramide (niveau 3), la dernière masse est un isotope. Ensuite les 8 masses de la comparaison DA ZL vs ZPL sont retrouvées dans les deux autres comparaisons impliquant la zone lésée. Enfin 43 masses sont retrouvées en commun entre les comparaisons ZL DA vs CTL et DA ZL vs ZR. Ces résultats sont résumés dans le Tableau 3. Tableau 3 : Masses communes entre les différentes comparaisons deux à deux ZR DA vs CTL ZL DA vs CTL DA ZL vs ZR DA ZL vs ZPL ZR DA vs CTL 16 - - - ZL DA vs CTL 3 243 - - DA ZL vs ZR 0 43 - - DA ZL vs ZPL 0 8 8 8 ZR : zone de référence ; ZL : zone lésionnelle ; ZPL : zone péri-lésionnelle ; DA : dermatite atopique, CTL : contrôle. Identification par fragmentation : niveau 2 107 molécules ont été identifiées dans l’ensemble des comparaisons, mais certaines d’entre elles étaient communes à plusieurs comparaisons. Au total 81 molécules ont donc été identifiées par fragmentation. Les 72 molécules de ZL DA vs CTL sont réparties en 7 super classes (acyles gras ; glycérolipides ; sphingolipides ; lipides prénols ; composés organohétérocycliques, composés d’oxygène organique ; acides organiques) et 15 classes principales (acides gras et conjugués ; eicosanoïdes ; aldéhydes gras ; esters gras ; amides gras ; monoacylglycérols ; diacylglycérols ; triacylglycérols ; bases sphingoïdes ; céramides ; quinones et hydroquinones ; azoles ; indoles et dérivés ; composés organooxygène ; acides carboxyliques et dérivés). Dans la comparaison ZR DA vs CTL, les 6 molécules sont réparties en deux super classes (glycérolipides et lipides prénols) et deux classes principales (diacylglycérols et quinones et hydroquinones). Ensuite les 24 molécules de la comparaison DA ZL vs ZR sont réparties en 4 super classes (acyls gras ; sphingolipides ; composés organohétérocycliques ; acides organiques et dérivés) et 8 classes principales (acides gras et conjugués ; aldéhydes gras ; esters gras ; bases sphingoïdes ; céramides ; azoles ; indoles et dérivés ; acides carboxyliques et dérivés). Enfin dans DA ZL vs ZPL, 5 molécules sont réparties en 3 super classes (acyls gras ; sphingolipides ; composés organohétérocycliques) et 4 classes principales (esters gras ; bases sphingoïdes ; céramides ; azoles). Acyles gras : 17 molécules Au total 17 molécules d’acyles gras sont identifiées par fragmentation, réparties en 5 groupes : 8 acides gras, 3 aldéhydes gras, 2 prostaglandines, 2 cérides et 2 esters d’acide gras ramifié par un acide gras hydroxylé. Huit acides gras sont identifiés et sont modulés dans ZL DA vs CTL, on retrouve également 2 qui sont modulés avec un FCabs ≥ 2 dans DA ZL vs ZR, présentés dans le Tableau 4. Tableau 4 : Liste des acides gras surproduits et sous-produits de manière significative avec un FCabs ≥ 2 dans les 3 comparaisons. Nom Famille Formule FC : ZR DA vs CTL FC : ZL DA vs CTL FC : DA ZL vs ZR FC : DA ZL vs ZPL AG 8 :0 Saturé C8H16O2 NS 2,56 NS NS AG 12 :0 Saturé C12H24O2 NS 2,63 NS NS AG 18 :0 Saturé C18H36O2 NS 2,36 NS NS AG 24 :0 Saturé C24H48O2 NS -3,26 -1,94 -1,58 AG 26 :0 Saturé C26H52O2 NS -4,89 -2,63 -1,84 AG 20 :4 Insaturé C20H32O2 NS 3,19 2,03 1,51 AG 26 :1 Insaturé C26H50O2 NS -2,22 -1,31 NS AG 30 :1 Insaturé C30H58O2 NS -2,7 -1,73 -1,35 FC : Fold change ; NS : non significatif. Les acides gras libres font partie intégrante de la matrice lipidique du stratum corneum puisque leur groupement COOH en bout de chaine participe au maintien de l’acidité de la peau. Les acides gras C24 :0 et en C26 :0 représentent 50% du poids des acides gras libres du stratum corneum. Trois aldéhydes gras (ALG) sont identifiés dans cette étude ALG 23 :0 (FCm = -2,2 dans ZL DA vs CTL et FCm = -2,09 dans DA ZL vs ZR ; ALG 24 :0 (FCm = -2,4 dans ZL DA vs CTL) ; ALG 28 :0 (FCm = -3,4 dans ZL DA vs CTL et FCm = -2,19 dans DA ZL vs ZR). Il y a donc toujours une sous expression de cette famille de molécules dans les zones lésionnelles comparé aux zones non lésionnelles et chez les sujets DA versus les sujets CTL. Deux prostaglandines sont identifiées comme significativement modulées entre les zones lésionnelles chez les sujets DA et les contrôles. Ces deux molécules sont des dérivés de la prostaglandine F2a, le Dinor PGF2alpha méthyl éther et le PGF2alpha méthyl éther (FCm = 5,91 et FC = 5,94 pour ZL DA vs CTL). Lors de cette étude, 4 molécules d’esters gras apparaissent significativement modulées : Ester gras 18 :2/30O (AG 30 :0), FCm = -6 dans ZL DA vs CTL ; FCm = -2,87 dans DA ZL vs ZR et FCm = -2,05 dans DA ZL vs ZPL Ester gras 18 :2/32O (AG 32 :0), FCm = -3,5 dans ZL DA vs CTL Les 2 autres esters gras identifiés sont des cérides, ils sont uniquement modulés dans ZL DA vs CTL avec des FCm = 4,36 pour la céride (1:0/7:0 et FCm = 2,09 pour la céride (2:0/12:0). Les 3 familles de glycérolipides sont identifiées dans cette étude on retrouve dans la comparaison ZL DA vs CTL une augmentation d’un monoacylglycérol chez les sujets DA, le MG 18 :1 (FCm = 2,74) et une augmentation d’un diacylglycérol, le DG (18 :1/18 :1), avec un FCm = 2,51 et une augmentation de 4 triacylglycérols, représentés dans le Tableau 5. Tableau 5 : Liste des glycérolipides surproduits et sous-produits de manière significative avec un FCabs ≥ 2 dans les 2 comparaisons. Nom Formule brute FC : ZR DA vs CTL FC : ZL DA vs CTL DG 30 :1 C33H62O5 -2,17 -1,77 DG 30 :0 C33H64O5 -2,03 -1,6 DG 31 :0 : DG (15:0/16:0) C34H66O5 -2 NS DG 32 :1 : DG (16:0/16:1) C35H66O5 -2,08 -1,54 DG 33 :1 : DG (16:1/17:0) C36H68O5 -2,07 NS TG 52 :2 : TG (16:0/18:1/18:1) C55H102O6 NS 2,23 TG 54 :4 : TG (18:1/18:1/18:2) C57H102O6 NS 2,97 TG 54 :3 : TG (18:1/18:1/18:1) C57H104O6 NS 3,2 TG 54 :2 : TG (16:1/18:1/20:1) ; TG (18:0/18:1/18:1) C57H106O6 NS 2,37 FC : fold change ; NS : non significatif. Les sphingolipides sont la classe des lipides la plus modulée (42 molécules) chez les sujets DA. Ils sont également les lipides les plus représentés dans le stratum corneum . Parmi ces sphingolipides, 12 molécules à bases sphingoïdes (BSP) et 30 céramides. 12 bases sphingoïdes sont identifiées comme modulées significativement réparties dans 3 comparaisons sur les 4 étudiées. Toutes ces molécules sont modulées dans la comparaison ZL DA vs CTL, parmi ces 12 molécules, 7 sont significativement modulées dans la comparaison DA ZL vs ZR et 3 dans la comparaison DA ZL vs ZPL. Parmi ces bases sphingoïdes, on retrouve 3 sous-classes, les sphingosines, les sphinganines et les phytosphingosines. Ces résultats sont détaillés dans le Tableau 6. Tableau 6 : Liste des bases sphingoïdes sous-produites de manière significative avec un FCabs ≥ 2 dans les 3 comparaisons. Nom Formule brute FC : ZL DA vs CTL FC : DA ZL vs ZR FC : DA ZL vs ZPL Phytosphingosine C18H39NO3 -2,06 -1,57 -1,34 BSP 20:0 ; O3 C20H43NO3 -2,15 -1,73 -1,51 BSP 22:0 ; O3 C22H47NO3 -2,22 -1,74 -1,49 BSP 20:1 ; O3 C20H43NO3 -2,54 -2,04 -1,53 BSP 25:0 ; O3 C25H53NO3 -3,02 -2,42 -1,7 BSP 26:1 ; O2 C26H53NO2 -2,9 -1,84 -1,52 BSP 27:1 ; O2 C27H55NO2 -2,64 -2,23 -1,65 BSP 24:0 ; O2 C24H51NO2 -2,5 -1,86 -1,61 BSP 25:0 ; O2 C25H53NO2 -3,36 -2,57 -2,03 BSP 26:0 ; O2 C26H55NO2 -3,73 -2,79 -2,13 BSP 27:0 ; O2 C27H57NO2 -3,82 -2,4 -1,98 BSP 28:0 ; O2 C28H59NO2 -4,19 -2,8 -2,09 FC : fold change. Trente céramides (sur la base de la formule brute ; cf. Tableau 7 ci-dessous) sont modulées significativement entre les zones lésionnelles et les zones non lésionnelles, visible sur 2 comparaisons, ZL DA vs CTL, comprenant 26 des 30 céramides modulées et la comparaison DA ZL vs ZR comprenant les 4 autres céramides modulés de l’étude. Plusieurs familles de céramides sont modulées. Tous ces résultats sont détaillés dans le Tableau 7. Tableau 7 : Liste des céramides surproduits et sous-produits de manière significative avec un FCabs ≥ 2 dans les 2 comparaisons. Nom Formule brute FC :ZL DA vs CTL FC :DA ZL vs ZR Cer 41:0 ;O4 : Cer (17:0 ;O3/24:0 ; (2OH)) C41H83NO5 -2,28 -1,43 Cer 43:0 ;O4 : Cer (18:0 ;O3/25:0 ;O) ; Cer (17:0 ; O3/26:0 ;O) C43H87NO5 -2,46 -1,38 Cer 45:0 ;O4 : Cer (21:0 ;O3/24:0 ;O) C45H91NO5 -2,13 NS Cer 47:0 ;O4 : Cer (22:0 ;O3/25:0 ;O) C47H95NO5 -2,09 NS Cer 48:0 ;O2 : Cer (24:0 ;O2/24:0) ; Cer (23:0 ; O2/25:0) C48H97NO3 -2,61 -1,46 Cer 50:0 ;O2 : Cer (24:0 ;O2/26:0) ; Cer (26:0 ; O2/24:0) C50H101NO3 -2,56 -1,63 Cer 49:0 ;O2 : Cer (24:0 ;O2/25:0) C49H99NO3 -2,05 -1,27 Cer 50:1 ;O3 : Cer (22:1 ;O3/28:0) ; Cer (20:1 ; O3/30:0) C50H99NO4 -3,22 -1,63 Cer 48:1 ;O3 : Cer (20:1 ;O3/28:0) C48H95NO4 -3,19 -1,69 Cer 47:1 ;O3 : Cer (20:1 ;O3/27:0) ; Cer (21:1 ; O3/26:0) C47H93NO4 -2,87 NS Cer 49:1 ;O3 : Cer (21:1 ;O3/28:0) C49H97NO5 -2,77 -1,58 Cer 45:1 ;O3 : Cer (18:1 ;O3/27:0) ; Cer (20:1 ; O3/25:0) C45H89NO4 -2,26 NS Cer 46:1 ;O3 : Cer (20:1 ;O3/26:0) ; Cer (18:1 ; O3/28:0) C46H91NO4 -2,25 NS Cer 44:1 ;O3 : Cer (18:1 ;O3/26:0) C44H87NO4 -2,21 NS Cer 43:0 ;O3 : Cer (17:0 ;O3/26:0) C43H87NO4 -3,95 -1,68 Cer 42:0 ;O3 : Cer (18:0 ;O3/24:0) C42H85NO4 -3,63 -1,56 Cer 45:0 ;O3 : Cer (20:0 ;O3/25:0) ; Cer (18:0 ; O3/27:0) C45H91NO4 -3,38 -1,69 Cer 41:0 ;O3 : Cer (17:0 ;O3/24:0) C41H83NO4 -3,24 -1,57 Cer 46:0 ;O3 : Cer (22:0 ;O3/24:0) ; Cer (20:0 ; O3/26:0) C46H93NO4 -3,17 -1,67 Cer 47:0 ;O3 : Cer (22:0 ;O3/25:0) C47H95NO4 -3,14 -1,7 Cer 44:0 ;O3 : Cer (18:0 ;O3/26:0) ; Cer (20:0 ; O3/24:0) C44H89NO4 -3,05 -1,46 Cer 48:0 ;O3 : Cer (22:0 ;O3/26:0) C48H87NO4 -2,86 -1,61 Cer 49:0 ;O3 : Cer (22:0 ;O3/27:0) C49H99NO4 -2,56 -1,55 Cer 40:0 ;O3 : Cer (16:0 ;O3/24:0) ; Cer (18:0 ; O3/22:0) C40H81NO4 -2,24 NS Cer 50:0 ;O3 : Cer (22:0 ;O3/28:0) ; Cer (24:0 ; O3/26:0) C50H101NO4 -2,21 -1,56 Cer 52:1 ;O2 : Cer (24:1 ;O2/27:0) C52H103NO3 -2,26 NS Cer 42:1 ;O2 : Cer (16:1 ;O2/26:0) ; Cer (18:1 ; O2/24:0) C42H83NO3 NS 2,19 Cer 43:1 ;O2 : Cer (17:1 ;O2/26:0) ; Cer (18:1 ; O2/25:0) C43H85NO3 NS 2,02 Cer 44:1 ;O2 : Cer (20:1 ;O2/24:0) ; Cer (18:1 ; O2/26:0) C44H87NO3 NS 2,09 Cer 34:1 ;O2 : Cer (18:1 ;O2/16:0) C34H67NO3 1,7 2,55 FC : fold change Un seul prénol est modulé dans cette étude, il s’agit de l’alpha-tocophérol acétate (FCm = 3,6 pour ZL DA vs CTL). Enfin 9 molécules métabolites sont modulées dans 3 des 4 comparaisons de l’étude, on retrouve 1 dipeptide et 4 acides aminés et analogues, les données sont retrouvées dans le Tableau 8 ci-dessous. On retrouve également un imidazole, l’urocanate (FCm = -6,02 dans ZL DA vs CTL, FCm = -3,93 dans DA ZL vs ZR et FCm = -2,09 dans DA ZL vs ZPL), et deux indoles, à savoir l’andrenochrome o-semiquinone (FCm = -3,62 dans ZL DA vs CTL et FCm = 2,37 dans DA ZL vs ZR) et l’acide indolactique (FCm = -2,43 dans ZL DA vs CTL). Enfin un carbonyle, le 2-hydroxy benzyldéhyde (FCm = 3,44 dans ZL DA vs CTL). Tableau 8 : Liste des molécules du groupe acides aminés, peptides et analogues modulés de manière significative dans 2 comparaisons. Nom Formule brute FC : ZL DA vs CTL FC : DA ZL vs ZR Acide pyroglutamique C5H7NO3 -3,59 -2,1 Acide glutamique C5H9NO4 -3,56 NS Histidine C6H9N3O2 -3,53 NS Citrulline C6H13N3O3 -7,73 -2,53 His-Pro C11H16N4O3 -5,67 -2,37 FC : fold change. La fonction barrière de la peau est en grande partie assurée par son système de brique et de mortier. Ce système est composé de 2 parties, la première la « brique » correspond aux protéines telles que la kératine et la filaggrine et la seconde partie, le « mortier » correspond aux lipides entourant ces protéines tels que les céramides, les acides gras libres et les esters cholestérol. Une perturbation d’une des 2 parties entraine un défaut au sein du stratum corneum et donc une altération de la fonction barrière. Dans la dermatite atopique les deux parties sont perturbées. La perturbation de la partie « mortier » se fait via une diminution des acides gras libres à très longue chaine causé par une diminution d’expression d’élongases comme les comme les ELOVL1 et ELOVL4. D’autres molécules très impliquées dans la partie « mortier » sont les céramides. Ce sont des composants majeurs du stratum corneum puisque représentant 50% de la masse lipidique totale et jouent un rôle essentiel au sein de cette couche épidermique. Ces lipides sont constitués d’une chaine d’acides gras hydrophobes liées à une base sphingoïde contenant une amine. Dans le stratum corneum humain, on retrouve 15 classes de céramides. Les céramides comme les acides gras libres sont impactées par la diminution d’expression des élongases ce qui entraine une diminution des céramides à longues chaines et une augmentation des céramides à courtes chaines chez les sujets atteints de dermatite atopique dans cette étude, ces résultats sont en accord avec la littérature (Janssens et al., 2012 Journal of Lipid Research 53, 2755-2766). En règle générale, la quantité de céramides diminue sur les zones lésionnelles. Malgré cette diminution générale des céramides, certaines familles de céramides voient leur rapport augmenter comme les céramides [NS]. Au contraire les céramides des familles [NP], [AP] et [NH] ainsi que les [NDS] à longues chaines voient leur quantité baisser dans les lésions. La diminution des céramides à longues chaines entraine une diminution de la fonction barrière car plus les chaines sont courtes moins les interactions sont possibles pour garder la fonction « mortier » du stratum corneum . Enfin les phytocéramides [NP] et [AP] sont connus pour avoir une fonction de capteur d’eau et de fort maintien de la structure du stratum corneum car ils possèdent plus de fonctions OH sur leur squelette entrainant des liaisons hydrogènes plus fortes, donc une diminution de ces molécules entraine inévitablement une perte en eau de la peau. Tous les résultats sur ces céramides corrèlent parfaitement avec les résultats d’autres études de la littérature (Shen et al., 2018 Dermatitis 29, 219-222). Pour les bases sphingoïdes, c’est leur longueur de chaine qui va déterminer si elles sont sur ou sous-exprimées. En effets les bases sphingoïdes avec des chaines de 18 carbones et moins seront augmentées dans les zones lésionnelles comparé aux zones non-lésionnelles, ce qui est cohérent avec ce qui est annoncé dans la littérature (Toncic et al., 2020, International Journal of Molecular Sciences 21, 1958). Un troisième type de lipides est impliqué dans la dérégulation de la fonction barrière dans la dermatite atopique, ce sont les esters gras. Ces sont des molécules sécrétées par les kératinocytes. Dans la dermatite atopique, les élongases agissent sur ces esters gras, entrainant une diminution des esters gras à très longues chaines, réduisant également la fonction barrière. La molécule la plus représentative de l’état inflammatoire chez les sujets atteints de dermatite atopique est l’acide arachidonique. En effet l’acide arachidonique est un eicosanoïde et comme tous les eicosanoïdes, il est produit par tous les types de cellules cutanées et contribuent aux processus homéostatiques et aux réponses inflammatoires. C’est un médiateur lipidique et précurseur de plusieurs prostaglandines et d’oxylipines. Depuis longtemps on observe une augmentation de la concentration de cet acide gras dans les peaux lésionnelles, dans cette étude, les inventeurs observent les mêmes conclusions avec une augmentation marquée de l’acide arachidonique dans la peau lésionnelle comparée aux sujets contrôle ou à la peau non lésionnelle des sujets atteints de dermatite atopique. L’alpha-tocophérol ou vitamine E est normalement connu pour son action anti-inflammatoire cependant encore aujourd’hui la quantification de l'alpha-tocophérol chez les patients atteints de dermatite atopique donne des résultats contradictoires. Cela démontre qu’aujourd’hui nous ne connaissons pas exactement les processus et le métabolisme de la vitamine E dans la dermatite atopique. Dans cette présente étude, seul l’alpha-tocophérol acétate est modulé significativement, cette molécule est largement utilisée dans le mode cosmétique car c’est une forme plus stable de la vitamine E, mais il existe peu de littérature sur la présence de cette molécule de façon endogène dans la peau. Comme pour la vitamine E, les prostaglandines sont une famille de molécules jouant un rôle important dans l’inflammation puisqu’elles sont impliquées dans le stress oxydatif comme dans le vitiligo ou dans la dermatite atopique (Töröcsik et al., 2019 Experimental Dermatology 28, 177-189). Le stress oxydatif est un déséquilibre entre la production de radicaux libres et la capacité d'un système biologique à détoxifier les intermédiaires réactifs ou à réparer les dommages qui en résultent. Les deux prostaglandines identifiées dans cette étude sont des dérivés de la Prostaglandine F2α, elle-même décrite dans la littérature pour avoir une capacité à induire des démangeaisons courantes chez les sujets atteints de dermatite atopique. L’augmentation des prostaglandines est donc corrélée avec l’augmentation de la biosynthèse des cyclooxygénases qui sont les principales enzymes de la synthèse des prostaglandines, qui sont elles-mêmes augmentées en cas de dermatite atopique. L’augmentation notable de ces molécules montre bien le côté inflammatoire de la dermatite atopique. Enfin le glutamate est un dénominateur commun entre plusieurs maladies avec un état inflammatoire comme la polyarthrite rhumatoïde, l’obésité et la maladie d'Alzheimer, où on le retrouve à des concentrations plus importantes chez les patients atteints des pathologies par rapport aux sujets sains. Dans notre étude, les niveaux élevés de glutamate dans la peau lésionnelle pourraient être liés au besoin accru de glutamine, qui, est une source d'énergie importante pour les cellules immunitaires. En effet dans les lymphocytes le glutamate est le principal intermédiaire dans le métabolisme de la glutamine. Le stress oxydatif correspond à l’oxydation des composés biologiques de notre corps via des radicaux libres. Ce stress oxydatif joue un rôle pathogène important dans la dermatite atopique. L’adrénochrome o-semiquinone est l’une des molécules influant sur le stress oxydatif et modulée significativement dans cette étude. En effet, on la retrouve diminuée dans la zone lésionnelle par rapport à la zone non lésionnelle des sujets atteints de dermatite atopique, comme par rapport aux sujets contrôles. L’adrénochrome correspond à la forme oxydée de l’adrénaline, l’hormone du stress par excellence, c’est également le précurseur de la mélanine qui est le pigment principal de la peau. Ce pigment étant également une espèce plutôt réactive au stress oxydatif comme lors d’exposition intense aux UV comme lors de coups de soleil. L’adrénochrome o-semiquinone correspond à un agent réducteur qui réagit rapidement en présence d’oxygène. Une diminution de cette molécule dans les zones lésionnelles induit une accumulation des espèces réactives de l'oxygène et donc une augmentation du stress oxydatif. La filaggrine est une des protéines impliquées dans le système de formation de l’épiderme, « brique et mortier ». En plus de son rôle structurel, la filaggrine est dégradée lentement par les protéases pour libérer des acides aminés hygroscopiques tels que l'acide trans-urocanique et l'acide pyroglutamique. Ensembles ils forment les facteurs naturels d'hydratation essentiels à l'intégrité de la barrière épidermique, à l'équilibre du pH et aident à maintenir l'hydratation de l'épiderme (Riethmuller et al., 2015 Journal of Allergy and Clinical Immunology 136, 1573-1580e2). Dans cette présente étude, il est bien montré que ces acides aminés hygroscopiques sont fortement diminués dans la peau lésionnelle par rapport à la peau non lésionnelle, pouvant aller jusqu’à une diminution d’un facteur de 2. En plus de l'acide trans-urocanique et l'acide pyroglutamique la dégradation de la filaggrine entraine la libération de citrulline. Cet acide aminé provient d’une modification post-traductionnelle de la filaggrine sur les arginines, la citrullination. Dans l’étude de Winget et al., (J Invest Dermatol 136, 1732-1735, 2016), les auteurs ont montré une diminution de la citrullination des résidus d’arginine de la filaggrine, ces résultats expliquant la diminution de citrulline que l’on observe dans notre étude, lorsque nous comparons les zones lésionnelles avec les zones non lésionnelles. En conclusion, les inventeurs ont mis en avant un changement significatif du profil moléculaire de la peau grâce au système SpiderMass entre les zones lésionnelles et les zones non lésionnelles de sujets atteints de dermatite atopique et entre les zones lésionnelles et péri-lésionnelles. Ces modifications affectent plusieurs familles de molécules et particulièrement les sphingolipides car ils sont très impliqués dans le maintien de la fonction barrière qui est elle-même fortement altérée lors la dermatite atopique. Ce n’est pas seulement la quantité de lipides qui est corrélée avec la fonction barrière, mais la nature de ces lipides, leur longueur de chaines, car une partie du métabolisme d’élongation des lipides est inhibé chez les sujets atteints de DA. Ce système SpiderMass est suffisamment sensible, il permet de caractériser toutes ces modifications moléculaires au sein même du stratum corneum . En plus de la composante fonction barrière, la dermatite atopique induit un fort bouleversement au sein des fonctions inflammatoire. Plusieurs molécules et familles de molécules sont impliquées dans ce mécanisme, comme les prostaglandines, certains acides gras ou encore le glutamate. Ces modifications sur ces molécules montrent la forte composante inflammatoire dans la dermatite atopique, de manière constante. Enfin des modifications de certaines protéines cutanées, comme la filaggrine, entrainent une diminution importante des acides aminés hygroscopiques et donc une diminution de l’hydratation de la peau. L’ensemble de ces résultats est non seulement cohérent avec les études déjà publiées qui montrent des modulations moléculaires dans la peau de sujets atteints de dermatite atopique, mais démontre une avancée technologique importante, car tous ces résultats sont obtenus sans aucun geste invasif. C’est un avantage pour le patient, mais également pour le praticien qui obtient des résultats plus précis et plus nombreux pour évaluer l’état de la pathologie cutanée. Exemple 2 : évaluation de l’efficacité d’un traitement Le but de cette étude est d’évaluer et quantifier le rétablissement d’une peau pathologique lors d’un traitement cosmétique. Les mesures par laser selon l’invention doivent permettre de suivre sur plusieurs jours et de quantifier le rétablissement ou non d’une peau pathologique lors d’un traitement cosmétique quotidien. Cette technique selon l’invention semble en effet être très appropriée aux études cliniques. Le profil lipidique de 63 sujets présentant une dermite séborrhéique au niveau du cuir chevelu est ainsi évalué avant et après un traitement de deux semaines, ce traitement consiste en une application locale d’un shampoing antifongique sur l’ensemble du cuir chevelu et surtout sur les zones touchées par la dermite. Ce shampoing est le produit vendu par Ducray sous le nom KELUAL DS contenant 2 antifongiques, la Ciclopiroxolamine et la Piroctone olamine. Cette étude, réalisée sur 63 sujets, inclut 2 visites, une première pour inclure les sujets, à J0, c’est le début du traitement ; et une seconde visite 15 jours après (J15) pour clôture la fin de ce traitement. Les données sont des spectres MS acquis par la technologie SpiderMass en mode positif. Ces analyses sont effectuées sur des échantillons de sébum sur des papiers à cigarettes. Pour l’échantillon de papier absorbant, de l’analyse SpiderMass, une analyse différentielle est effectuée pour étudier les pics avec des changements significativement différents entre J0 et J15. Résultats Pour la comparaison entre J0 et J15, il apparait 1211 masses significativement modulées, avec 315 masses apparaissent surexprimées à J15 et 896 sont sous-exprimées à J15. Au vu des résultats très nombreux, l’analyse sera faite sur les masses modulées de manière significative, donc avec un Fold Change absolu (FC ABS ) supérieur à 1,5. Avec le filtrage, il est obtenu 460 masses modulées (247 masses surexprimées à J15 et 213 masses sous-exprimées à J15) sans les masses de produit. Tableau 9 : Distribution des signaux significatifs Fold change absolu Nombre de masses 1,5 182 2 112 3 55 4 49 5 27 6 16 7 6 FCabs >8 12 Au total, sur les 460 masses significativement modulées, 413 masses sont attribuées. Parmi ces masses on retrouve 2 niveaux de confiance : le niveau 2 correspond à une identification avec des fragmentations dans MS/MS et le niveau 3 correspond à une identification avec différents logiciels mais uniquement sur les masses de l'ion parent donc aucune fragmentation n'est faite pour ce niveau de confiance. Sur les 460 masses significativement modulées, 117 sont des isotopes et 150 sont identifiées comme lipides ou métabolites par fragmentation, représentant 133 molécules. Ces molécules sont divisées en 7 superclasses (acyles gras, glycérolipides, sphingolipides, lipides prénols, composés organohétérocycliques et acides organiques et dérivés) et 11 classes principales (acides gras et conjugués, octadécanoïdes, esters gras, monoacylglycérols, diacylglycérols, triacylglycérols, céramides, acylcéramides, quinones et hydroquinones, et enfin amines et imidazoles). Acyles gras Un total de 30 molécules d’acyles gras est identifié par fragmentation, formant 4 groupes : 22 acides gras insaturés, 5 acides gras saturés, 2 oxylipines et une céride. Le tableau 10 ci-dessous décrit l’ensemble des molécules d’acides gras insaturés identifiées. Tableau 10 : Liste des molécules d’acides gras insaturés surexprimées et sous-exprimées de manière significative avec un FCm ≥ 1,5. FCm Nom Formule FCm Nom Formule -1,72 AG 8:1 C8H14O2 -3,55 AG 14:3 C14H22O2 -1,59 AG 9:1 C9H16O2 -3,71 AG 17:2 C17H30O2 -1,70 AG 10:1 C10H18O2 -1,72 AG 18:1 C18H34O2 -2,37 AG 10:2 C10H16O2 -1,57 AG 18:2 C18H32O2 -1,59 AG 11:1 C11H20O2 -2,00 AG 19:1 C19H36O2 -1,64 AG 11:2 C11H18O2 -1,67 AG 19:2 C19H34O2 -2,73 AG 11:3 C11H16O2 -1,97 AG 20:1 C20H38O2 -1,65 AG 12:1 C12H22O2 -1,53 AG 20:2 C20H36O2 -1,64 AG 12:2 C12H20O2 -1,83 AG 20:3 C20H34O2 -2,07 AG 13:1 C13H24O2 -1,57 AG 20:4 C20H32O2 -1,75 AG 13:2 C13H22O2 -1,55 AG 22:1 C22H42O2 22 acides gras insaturés sont identifiés entre J0 et J15. Tous ces acides gras sont sous-exprimés après 2 semaines de traitement. Les acides gras insaturés peuvent être considérés comme des métabolites de Malassezia furfur (une levure commensale impliquée dans la dermatite séborrhéique) qui consomme les monoacylglycérols, diacylglycérols, triacylglycérols du sébum. La plupart de ces molécules ont une activité irritante, comme par exemple l’acide oléique (AG 18 :1) et l’acide arachidonique (AG 20 :4). Cette diminution des acides gras insaturés à J15, montre donc l’efficacité du traitement. 5 acides gras saturés sont identifiés entre J0 et J15. Tous ces acides gras sont surproduits après 2 semaines de traitement. En cas de dermite séborrhéique, ces lipides sont consommés par Malassezia . Après le traitement, Malassezia est réduit, donc son métabolisme est également réduit, ce qui explique cette augmentation des acides gras saturés à J15. Le tableau 11 ci-dessous décrit l’ensemble des molécules d’acides gras saturés. Tableau 11 : Liste des molécules d’acides gras saturés surexprimées et sous-exprimées de manière significative avec un FCm ≥ 1,5. FCm Nom 1,71 AG 14 :0, acide myristique 1,66 AG 15 :0 2,35 AG 16 :0, acide palmitique 1,81 AG17 :0, acide margarique 1,57 AG18 :0, acide stéarique Deux oxylipines sont identifiées entre J0 et J15. Les oxylipines sont une famille de produits naturels oxygénés qui sont formés à partir d'acides gras et plus particulièrement d'acides gras polyinsaturés. Les oxylipines sont fabriquées par des organismes tels que les plantes, les animaux et les champignons. Ces lipides permettent à ces espèces de communiquer avec leur hôte, diminuant la réponse inflammatoire de l'hôte et augmentant donc leur virulence. Les 2 oxylipines identifiées sont 13-HODE (FCm : -1,58), qui participent au maintien de la prolifération des kératinocytes et à la libération de cytokines inflammatoires, la seconde oxylipine identifiée est la 13-HOTE avec FCm de -1,73, cette dernière aurait un rôle dans l’activation de la réponse inflammatoire. Les oxylipines identifiées dans cette étude diminuent après le traitement, en corrélation avec la diminution de Malassezia, l’état inflammatoire et l’hyperprolifération des kératinocytes. Une céride est identifié entre J0 et J15. Les cérides sont des marqueurs du sébum puisque ces lipides se trouvent presque exclusivement dans cette matrice. La molécule est WE 37 :0 avec un FCm de -1,62. Glycérolipides A l’issu de ces 2 semaines de traitement, un très grand nombre de glycérolipides sont surproduits. Au total, 93 glycérolipides sont surproduits, dont 13 monoglycérols, 43 diacylglycérols et 37 triacylglycérols. Cette augmentation des glycérolipides, qui peut être très élevée pour certains (FCm jusqu’à 10) s’explique par l’activité lipase de Malassezia qui est réduite car le traitement entraine une réduction substantielle de la quantité de Malassezia via les actifs antifongiques. Sphingolipides Au cours de ces 2 semaines de traitement, 5 sphingolipides sont identifiés par fragmentation. Les 5 molécules sont présentées ci-dessous. Une diminution de deux céramides et de deux acylcéramides, ainsi que l’augmentation d’un acylcéramide sont observées. Ces modifications sont cohérentes avec la diminution de certains symptômes de la pathologie entre J0 et J15. En fait, une réduction de l’hyperprolifération et de la desquamation dans lesquelles ces molécules sont impliquées est observée. Tableau 12 : Liste des molécules de sphingolipides surexprimées et sous-exprimées de manière significative avec un FCm ≥ 1,5 FCm Nom Catégorie de lipides Classe principale Sous-classe 2,34 Acer 51 :0 ; O4 Sphingolipides Céramides Acylcéramides -1,52 Cer 54 :1 ; O4 [AH] Sphingolipides Céramides N-acylsphingosines -2,54 Acer 58 :2 ; O2 Sphingolipides Céramides Acylcéramides -1.73 Cer 50:1;O3 : Cer(24:1;O3/26:0) Sphingolipides Céramides N-acylsphingosines -1.63 ACer 60:1;O3 Sphingolipides Céramides Acylcéramides Il reste 4 molécules qui ont été identifiées par fragmentation et qui sont l’urocanate, l’indolelactate, l’acide pyroglutamique et l’histamine. L’urocanate est un métabolite de la cascade de synthèse de l’histamine, qui est une molécule marqueur du prurit. Entre J0 et J15, une diminution de l’urocanate est observée (FCm = -1,61), qui est corrélée à la diminution de la quantité de Malassezia et à la diminution d’autres marqueurs du prurit tels que la cathepsine. Au cours de cette étude, il est également trouvé que l’histamine est sous-exprimée après 2 semaines de traitement (FCm = -2,50). C’est également un marqueur du prurit comme son métabolite mentionné ci-dessus. Au cours de cette étude, les inventeurs observent une diminution qui peut être parfois très importante (FCm entre -1,5 et -3,7) de 22 acides gras insaturés ainsi qu’une augmentation qui peut également être très importante (FCm entre 1,5 et 10,1) pour 93 glycérolipides. Ces résultats sont confirmés par l’analyse de fragmentation, mais il est également constaté une diminution de 12 acides gras insaturés et une augmentation de 19 glycérolipides identifiés par une base de données. Cela pourrait être interprété par la réduction de l’activité de la lipase dans la peau. Ces résultats sont cohérents avec des études précédentes qui ont révélé l’augmentation des niveaux d’acides gras insaturés chez les patients atteints de dermite séborrhéique par rapport aux sujets sains en raison de l’activité lipase de Malassezia (Gordon et al., 2013 Int. J. Cosmet Sci. 35, 169-175). Ainsi, la mesure SpiderMass permet de suivre une activité enzymatique, en particulier causée par une dysbiose du microbiote. L’association entre la dermite séborrhéique et l’augmentation des niveaux d’acides gras libres insaturés est bien élucidée. Dans la dermite séborrhéique, l’activité de la lipase est augmentée. Les lipases décomposent les glycérolipides tels que les triglycérides ou les diglycérides dans le sébum en acides gras libres insaturés, qui peuvent être irritants pour la peau et contribuer à l’inflammation. La plupart des groupes de sphingolipides identifiés dans cette étude ont été significativement diminués. Entre J0 et J15, une diminution générale des sphingolipides (céramides et acylcéramides) est observée. Cette diminution peut être mis en parallèle avec la diminution de la desquamation observée au cours de cette même période. Une grande partie des sphingolipides identifiés par la base de données sont des acylcéramides de type 1-O-acylcéramide, cette famille a récemment été découverte dans l’épiderme humain et plus particulièrement dans le stratum corneum (Rabionet et al., 2013, J. Lipid Res. 54, 3312-3321). Ces molécules ont une origine épidermique et plus précisément issue du kératinocyte en cours de maturation. En effet, même si aujourd’hui l’implication de ces céramides dans l’effet barrière de la peau n’est pas encore élucidé, une étude a montré qu’il y avait une augmentation continue des céramides 1-O-acylcéramides au cours de la maturation des kératinocytes, indiquant une synthèse préférée en différenciant les kératinocytes (Rabionet et al., 2022, Lipids 57, 183-195). Cependant, les sujets atteints de dermite séborrhéique ont une hyperprolifération kératolytique, provoquant une desquamation. En conclusion, au cours de cette étude, les inventeurs ont constaté un changement significatif dans le profil moléculaire de la peau grâce au système SpiderMass en seulement deux semaines de traitement quotidien par le shampoing Kelual DS. Ces modifications affectent plusieurs familles de molécules et notamment les glycérolipides qui tendent à retrouver un profil sain puisqu’ils sont moins consommés par la levure Malassezia qui se retrouve en quantité beaucoup plus faible après traitement. En effet, la quantité de Malassezia diminuant après deux semaines de traitement, l’activité de la lipase est également réduite. La barrière épidermique retrouve un profil plus sain en raison d’une diminution des acides gras libres insaturés et des sphingolipides et d’une augmentation des glycérolipides. Cette diminution des acides gras libres et des sphingolipides est corrélée aux paramètres cliniques observés durant cette même période, une diminution très significative entre J0 et J15 des scores cliniques, de l’état irritatif et de l’érythème (p L’augmentation des glycérolipides et la diminution des acides aminés et de leurs dérivés après deux semaines de traitement quotidien sont corrélées à une diminution de la quantité de Malassezia et donc de leur activité lipase et protéase. Ainsi après 2 semaines de traitement consistant en une application quotidienne d’un shampoing antifongique, une modification intense des profils moléculaires des sujets est observée avec une forte corrélation avec d’autres paramètres cliniques et biométrologiques. Les inventeurs mettent ainsi clairement en évidence que ce système SpiderMass en utilisant la spectrométrie de masse en temps réel, permet de caractériser les profils moléculaires au sein même de l’épiderme. Ce système est suffisamment sensible pour voir des différences significatives de profils moléculaire en cas de dermatoses inflammatoires cutanées. Il permet également de mettre en évidence une amélioration d’une dermatose inflammatoire par un traitement, en mesurant ces profils moléculaires. Il est capable de caractériser des molécules de familles chimiques très différentes, comme de petites molécules polaires à de grandes molécules apolaires. Ce système SpiderMass est donc très polyvalent et présente donc un grand intérêt pour les applications en dermatologie, en raison des possibilités offertes par le système pour effectuer une analyse directe in vivo de la peau humaine. En effet, l'instrument permet une caractérisation in situ sans avoir besoin de biopsie ou de préparation d'échantillons et avec un caractère invasif très limité par un micro-prélèvement totalement indolore. Méthode d’évaluation de l’efficacité d’un actif ou d’une formulation cosmétique ou dermatologique pour traiter et/ou prévenir une dermatose inflammatoire, la méthode comprenant : a) l’application de l’actif ou la formulation cosmétique ou dermatologique testée sur un échantillon de peau ; b) la détermination de la signature moléculaire de l’échantillon de peau traitée par spectrométrie de masse en temps-réel ; et c) l’évaluation de l’efficacité dudit actif ou formulation cosmétique ou dermatologique pour prévenir et/ou améliorer au moins un effet d’une dermatose inflammatoire en fonction de la signature moléculaire de l’étape b) , ladite signature moléculaire comprenant un métabolite choisi parmi les dipeptides, les acides aminés et leurs analogues, les imidazoles, les indoles, les amines, les carbonyles, les acides gras libres et leurs conjugués ; les prostaglandines ; les aldéhydes gras ; les esters gras ; les cérides ; les squalènes ; les glycérolipides ; les sphingolipides, les oxylipines et les cholestérol et/ou esters de cholestérol. La méthode de l’une quelconque de la revendication 1, dans laquelle la détermination de l’étape b) comprend la mesure du niveau d’’expression du métabolite de l’échantillon de peau de l’étape a) par spectrométrie de masse en temps-réel. La méthode de la revendication 2, dans laquelle l’étape c) comprend la comparaison du niveau d’expression de l’étape b) avec un niveau d’expression de référence. La méthode de la revendication 3, dans laquelle le niveau d’expression de référence est le niveau d’expression du métabolite de l’échantillon de peau avant l’application de l’actif ou de la formulation cosmétique ou dermatologique. La méthode de l’une quelconque des revendications 1 à 4, dans laquelle la spectrométrie de masse en temps réel est la technologie SpiderMass. La méthode de l’une quelconque des revendications 1 à 5, dans laquelle la dermatose inflammatoire est choisie parmi le psoriasis, la dermatite atopique, l’eczéma, l’acné, la rosacée, le lichen plan, les prurigos et les dermites séborrhéiques.