FR 3159254 A1 20250815 FR 2401353 A 20240212 La présente divulgation décrit un procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques de peptides comprenant entre 2 et 6 acides aminés présents dans un échantillon, le procédé étant mis en œuvre par un dispositif comprenant un circuit et une mémoire, la mémoire comprenant au moins une librairie de peptides prédéterminés comprenant entre 2 et 6 acides aminés, chaque peptide prédéterminé est défini par une séquence peptidique, et des ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon, dits peptides mesurés, les peptides mesurés et les peptides prédéterminés étant marqués à la même extrémité par le même marqueur d’extrémité, et une méthode d’analyse des peptides ayant entre 2 et 6 acides aminés d’un échantillon comprenant une étape de traitement de données mettant en œuvre ledit procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques. Figure de l’abrégé : Figure 1 Procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques La présente invention concerne un procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques de peptides comprenant entre 2 et 6 acides aminés présents dans un échantillon, le procédé étant mis en œuvre par un dispositif comprenant un circuit et une mémoire, ainsi qu’une méthode d’analyse des peptides d’un échantillon. La présente invention concerne également une méthode d’analyse des peptides ayant entre 2 et 6 acides aminés d’un échantillon mettant en œuvre le procédé d’identification de l’invention. Étant donné leurs propriétés physico-chimiques et activités potentielles, les petits peptides issus de protéines présentent un grand intérêt pour les industries alimentaires, pharmaceutiques et cosmétiques. Cependant, l’hydrolyse enzymatique des protéines conduit à des mélanges complexes de peptides de tailles et propriétés variées. L’analyse du contenu peptidique/protéique global et l'analyse des acides aminés libres d’un échantillon est bien établie. L’analyse des protéines par protéomique est également connue. Toutefois, les petits peptides ne sont pas couverts par les méthodes classiques d’analyse protéomique ou peptidique, et une caractérisation plus fine des petits peptides en mélange complexe reste un défi en raison de leur petite taille et de leurs caractéristiques physico-chimiques extrêmement différentes, qui rendent difficile leur séparation par chromatographie liquide (LC) et leur détection par spectrométrie de masse (MS). Typiquement, la société Demanderesse développe des extraits de levure, matrices alimentaires obtenues par l’hydrolyse de crème de levures. Lors de l’étape d’hydrolyse, les protéines de la crème de levure sont fragmentées en des mélanges complexes comprenant des peptides ayant entre 2 et 35 acides aminés et des acides aminés libres. Les protéines de la crème de levure peuvent être analysées par des méthodes d’analyse protéomique. Il existe également des techniques d’analyse peptidomique permettant de caractériser les peptides comprenant au moins 5 ou 6 acides aminés. Toutefois, les techniques actuelles ne permettent pas d’accéder à une caractérisation rapide de l’ensemble des peptides courts ou petits peptides d’un échantillon d’extrait de levure, alors que ces petits peptides constituent un constituant majoritaire de la plupart des extraits de levure. Il existe donc un besoin pour une méthode permettant une identification systématique et non ciblée de l’ensemble des petits peptides dans un échantillon. Résumé Il est proposé un procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques de peptides comprenant entre 2 et 6 acides aminés présents dans un échantillon, le procédé étant mis en œuvre par un dispositif comprenant un circuit et une mémoire, la mémoire comprenant : - au moins une librairie de peptides prédéterminés comprenant entre 2 et 6 acides aminés, chaque peptide prédéterminé est défini par une séquence peptidique, la librairie comprenant pour chaque peptide prédéterminé : ● les acides aminés constituant la séquence peptidique avec au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité, et un rapport masse/charge ( m/z ) total pour la séquence peptidique, ● des ions fragments calculés à partir de la séquence peptidique, lesdits ions fragments calculés étant associés respectivement à des rapports masse/charge, au moins un ou une pluralité d’ions fragments calculés comprennent le marqueur d’extrémité, - des ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon, dits peptides mesurés, mesurés par un spectromètre de masse, chaque peptide mesuré comporte une séquence peptidique ayant au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité, chaque ensemble d’informations d’un peptide mesuré comporte au moins un spectre MS/MS comprenant un rapport masse/charge total du peptide mesuré et un ou une pluralité de rapports masse/charge des ions fragments mesurés, les peptides mesurés et les peptides prédéterminés étant marqués à la même extrémité par le même marqueur d’extrémité, pour chaque ensemble d’informations d’un peptide mesuré, le procédé comprend : /a/ une détermination d’une sélection de peptides prédéterminés à partir de la librairie et dudit au moins un spectre MS/MS, chaque peptide prédéterminé de la sélection ayant un rapport masse/charge total égal au rapport masse/charge total du peptide mesuré selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée, /b/ une détermination de l’acide aminé d’extrémité marqué du peptide mesuré par comparaison des rapports masse/charge des ions fragments mesurés avec les rapports masse/charge des ions fragments calculés des peptides prédéterminés de la sélection selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée, /c/ une détermination d’au moins une séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré à partir des ions fragments calculés de la sélection, de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé et des ions fragments mesurés, - un rendu d’une liste d’identification de peptides mesurés dans ledit échantillon dans laquelle chaque peptide mesuré de la liste est défini par une séquence peptidique reconstruite. Avantageusement, il est ainsi possible d’obtenir en sortie du procédé une liste d’identification qui comprend tous les peptides de l’échantillon ayant une séquence peptique présentant une longueur (ou un nombre d’acides aminés) comprise entre 2 et 6 acides aminés, typiquement entre 2 et 4 acides aminés, sans qu’il y ait (eu) au préalable des hypothèses a priori sur la structure et la teneur des différents peptides contenus dans l’échantillon. Comme il sera détaillé ci-dessous, les peptides présents dans l’échantillon peuvent comprendre des acides aminés modifiés, notamment des acides aminés modifiés contenant des chaînes latérales modifiées, la modification pouvant être d’origine naturelle ou synthétique. Chaque ion fragment mesuré peut être représentatif de la présence d’un ou d’une pluralité d’acides aminés liés dans la séquence peptidique du peptide mesuré. Par rapport masse/charge total, il peut être entendu le rapport masse/charge du peptide mesuré entier, c’est-à-dire comprenant tous les acides aminés constituant la séquence peptidique du peptide mesuré marqué avec un marqueur d’extrémité. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la librairie peut être déclinée en deux librairies distinctes ou une pluralité de librairies distinctes. Plus spécifiquement, les données de la librairie peuvent être réparties dans une ou pluralité de librairies distinctes. Selon un ou plusieurs exemples, la comparaison en /b/ peut concerner les rapports masse/charge des ions fragments mesurés présentant le marqueur d’extrémité (détectés dans le spectre MS/MS du peptide mesuré) qui sont comparés avec les rapports masse/charge des ions fragments de la sélection, et/ou avec les rapports masse/charge des ions fragments de la sélection présentant le marqueur d’extrémité. Cette comparaison peut être effectuée selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les ions fragments calculés peuvent être calculés à partir de la séquence peptidique en appliquant une méthode de fragmentation sur la séquence peptidique. Selon un ou plusieurs modes de réalisations, la méthode de fragmentation peut être définie par une ou une pluralité de règles de fragmentations, qui peuvent être comprises dans une librairie de règles de fragmentation. Les ions fragments calculés peuvent être calculés à partir d’un peptide prédéterminé en appliquant la ou les règles de fragmentation de la librairie. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la méthode de fragmentation peut être identique à la méthode de fragmentation du spectromètre de masse. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les ions fragments calculés (ou un ensemble d’ions fragments calculés) peuvent être calculés à partir d’un peptide prédéterminé en appliquant une pluralité de méthodes de fragmentation, par exemple définies dans la librairie de règles de fragmentation. Plus spécifiquement, des ensembles d’ions fragments calculés peuvent être calculés à partir d’un peptide prédéterminé sur lequel est appliquée respectivement une pluralité de méthodes de fragmentation, chaque ensemble d’ions fragments calculés est obtenu à partir d’une méthode de fragmentation respective. Ainsi, de manière avantageuse, une même librairie peut être utilisée pour identifier des séquences peptidiques dans un échantillon qui aurait été mesuré par différents spectromètres de masses ou un même spectromètre de masse comprenant une pluralité d’analyseurs de masse, de préférence par des spectromètres de masse capable de réaliser une analyse en tandem utilisant une méthode de fragmentation spécifique ou pouvant utiliser différentes méthodes de fragmentation. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la librairie de peptides prédéterminés comprend toutes les séquences peptidiques possibles de 2 à 6 acides aminés obtenues à partir d’un groupe de N acides aminés, chaque séquence de la librairie prédéterminée définit un peptide prédéterminé de la librairie et comprend en outre un acide aminé d’extrémité qui est marqué avec le marqueur d’extrémité. Par toutes les séquences peptidiques possibles, il peut être entendu toutes les combinaisons possibles formant des séquences peptidiques d’une longueur comprise entre 2 et 6 acides aminés obtenues à partir d’un groupe de N acides aminés, et pour lesquelles un acide aminé d’extrémité est marqué avec le marqueur d’extrémité. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, N peut comprendre au moins 22 acides aminés protéinogènes et un ou une pluralité d’acides aminés modifiés. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, un acide aminé modifié peut être modifié à partir d’un acide aminé protéinogène. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, N peut être supérieur à 2, de préférence supérieur à 20. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, N peut être inférieur à 500, 400, 300 ou 200. N peut être typiquement compris entre 2 et 100, par exemple entre 2 et 50. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la librairie comprend au moins un peptide prédéterminé qui est décliné en une pluralité de peptides prédéterminés chargés, chaque peptide prédéterminé chargé présentant la même séquence peptidique que ledit au moins un peptide prédéterminé et une charge respective. Par peptide prédéterminé chargé, il peut être entendu un peptide prédéterminé présentant une ou plusieurs charge(s), choisies parmi une ou plusieurs charge(s) positive (s) (par ex. +1, +2, ou +3) ou une ou plusieurs charge(s) négative(s) (par ex. -1, -2, -3). Ainsi avantageusement, il est possible de déterminer une séquence peptidique d’un peptide mesuré qui comprend une ou plusieurs charges, par exemple qui est monochargé, dichargé, ou trichargé. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’extrémité marquée avec le marqueur d’extrémité est la même pour toutes les séquences peptidiques de la librairie prédéterminée. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’extrémité marquée de l’acide aminé d’extrémité marqué est de type N -terminale et/ou de type C -terminale, de préférence, de type N -terminale. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, le rapport masse/charge ( m/z ) total d’un peptide prédéterminé est déterminé à partir des rapports masse/charge des résidus d’acides aminés constituant la séquence du peptide prédéterminé. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, le spectromètre de masse est un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), de préférence couplé à une chromatographie en phase liquide (LC). Dans un ou plusieurs modes de réalisations, en /c/, ladite au moins une séquence peptidique d’un peptide mesuré est reconstruite à partir : - de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé, - des comparaisons entre les rapports masse/charge des ions fragments mesurés et des ions fragments calculés. Les comparaisons entre les rapports masse/charge des ions fragments mesurés et les ions fragments calculés peuvent être effectuées en prenant en compte une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la mémoire comprend au moins une première librairie et une deuxième librairie, la première librairie comprenant les acides aminés constituant la séquence peptidique avec au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec le marqueur d’extrémité, et le rapport masse/charge ( m/z ) total pour la séquence peptidique, et la deuxième librairie étant déterminée seulement pour les peptides prédéterminés de la sélection, la deuxième librairie comprenant au moins les peptides prédéterminés de la sélection, et comprenant des ions fragments calculés respectivement à partir des séquences peptidiques des peptides prédéterminés de la sélection, les ions fragments calculés étant associés respectivement à des rapports masse/charge, au moins un ou une pluralité d’ions fragments calculés comprennent le marqueur d’extrémité. Ainsi, de manière avantageuse, il est possible de réduire le temps de calcul pour déterminer une séquence peptidique reconstruite. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la deuxième librairie peut être déterminée à partir d’au moins une méthode de fragmentation appliquée sur les peptides prédéterminés de la sélection. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, chaque ensemble d’informations relatif à un peptide mesuré peut aussi comprendre des informations de spectre de masse (dit spectre MS), les informations de spectre MS pouvant comprendre un rapport masse/charge du peptide mesuré (c’est-à-dire de l’ion parent), un temps de rétention, et une intensité du peptide mesuré (c’est-à-dire une intensité de l’ion parent). Le temps de rétention compris dans le spectre MS (ou ensemble d’informations) d’un peptide mesuré peut être obtenu à partir de la mesure effectuée à la suite de la séparation par la chromatographie en phase liquide. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la sélection peut être alternativement déterminée à partir des informations du spectre MS du peptide mesuré et de la librairie. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la ou la pluralité de séquences peptidiques reconstruites pour chaque peptide mesuré peut être déterminée utilisant une méthode de séquençage dérivée des méthodes utilisées dans le séquençage dit « de novo ». La séquence peptidique d’un peptide mesuré est reconstruite en utilisant les principes des méthodes utilisées dans le séquençage dit « d e novo » en utilisant les informations de spectre MS/MS du peptide mesuré, l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé, et les ions fragments calculés des peptides prédéterminés de la sélection. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, lorsqu’une pluralité de séquences peptidiques reconstruites est déterminée pour un même peptide mesuré en /c/, le procédé comprend en outre : /d/ calculer, pour chaque séquence peptidique reconstruite, un score à partir de l’ensemble d’informations associé au peptide mesuré et de la séquence peptique reconstruite, /e/ sélectionner la séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré à partir d’une comparaison des scores des séquences peptidiques reconstruites, la séquence peptidique présentant le score le plus élevé étant sélectionnée. Ainsi, avantageusement, l’utilisation de comparaison de scores en cas de co-élution de peptides permet de s’assurer que la séquence peptidique déterminée pour un peptide mesuré correspondant bien au peptide mesuré et à l’ensemble d’informations obtenu pour ce peptide mesuré. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, chaque rapport masse/charge des ions fragmentés mesurés est respectivement associé à une intensité dans le spectre MS/MS, et dans lequel le score de chaque séquence peptidique reconstruite pour un même peptide mesuré est déterminé à partir de l’équation suivante : Dans un ou plusieurs modes de réalisations, seuls les ions fragments mesurés présentant ledit marqueur d’extrémité sont utilisés pour calculer un score d’une séquence peptidique. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, en /b/ un ou une pluralité d’acides aminés d’extrémité marqués est déterminée, et en /c/, pour chaque acide aminé d’extrémité marqué déterminé, au moins une séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré est déterminée à partir des ions fragments calculés de la sélection, de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé et des ions fragments mesurés. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la valeur prédéterminée de la plage d’erreur est inférieure à 20 ppm, de préférence inférieure à 15 ppm, de préférence inférieure à 10 ppm, et encore plus préférentiellement inférieure à 5 ppm. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la liste peut comprendre des temps de rétentions respectivement associés aux peptides mesurés, chaque temps de rétention étant obtenu à partir de l’ensemble d’informations, en particulier du spectre MS par exemple, utilisé pour déterminer une séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré. Chaque peptide mesuré de la liste peut être associé à un temps de rétention respectif obtenu à partir de l’ensemble d’informations (e.g. spectre MS) utilisé pour déterminer la séquence peptidique reconstruite du peptide mesuré. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, chaque peptide mesuré de la liste est associé, par un moyen d’identification, à l’ensemble d’informations utilisé pour déterminer la séquence peptidique reconstruite du peptide mesuré. Avantageusement, l’utilisation d’un moyen d’identification permet d’ordonner rapidement les ensembles d’informations et de s’assurer qu’un ensemble d’informations (e.g. spectre(s) MS/MS et/ou spectre MS) est correctement associé à la séquence peptidique reconstruite pour laquelle il a été utilisé. En outre, cela facilite le post-traitement des données (e.g. liste d’identification, ensembles d’informations, etc.) obtenues. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la liste comprend des intensités respectivement associées aux peptides mesurés, chaque intensité étant obtenue à partir de l’ensemble d’informations (e.g. spectre MS) utilisé pour déterminer une séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré, et chaque peptide mesuré de la liste comprend une valeur de proportion du peptide dans le mélange, la valeur de proportion « Qp », pour chaque peptide mesuré de la liste, est calculée à partir de : Avantageusement, il est ainsi possible d’obtenir des valeurs de proportions relatives des peptides du mélange. L’intensité de chaque peptide mesuré de la liste peut avoir été obtenue à partir du spectre MS du peptide mesuré qui est compris dans l’ensemble d’informations. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les peptides sont des peptides naturels et/ou des peptides synthétiques. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les peptides contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué et un ou plusieurs acides aminés choisis parmi des acides aminés protéinogènes ou des acides aminés modifiés Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’acide aminé d’extrémité marqué est un acide aminé d’extrémité N -terminale marqué par un marqueur d’extrémité N -terminale sélectionné parmi le dansyl, le dabsyl, le 1-naphtyl isocyanate (IsoC), ou le 1-naphtyl isothiocyanate, chacun de ces marqueurs d’extrémité pouvant optionnellement être marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), d’azote 15 ( 15 N), et/ou de soufre 34 ( 34 S). Le marquage permet de rendre différenciables lesdits marqueurs d’extrémités. Le marqueur d’extrémité N -terminale peut par exemple être choisi parmi le dansyl, le dansyl marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), le dansyl marqué par le deutérium (D), le dabsyl, le 1-naphtyl isocyanate (IsoC), ou le 1-naphtyl isothiocyanate. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’acide aminé d’extrémité marqué est un acide aminé d’extrémité C -terminale marqué par un marqueur d’extrémité C -terminale sélectionné parmi la 2-( N,N ’ -diméthylamino)-1-éthylamine (DMED) ou la 3-( N,N’ -diméthylamino)-1-propylamine (DMAPA), chacun de ces marqueurs d’extrémité pouvant optionnellement être marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), et/ou d’azote 15 ( 15 N). Le marquage permet de rendre différenciables lesdits marqueurs d’extrémités. Le marqueur d’extrémité C -terminale peut par exemple être choisi parmi la DMED ou la DMAPA. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les peptides ont été soumis à un traitement protecteur des acides aminés contenant un groupe thiol libre tels que la cystéine, typiquement un traitement d’alkylation, les rapports masse/charge des peptides prédéterminés de la librairie prenant en compte le traitement protecteur du groupe thiol libre de la cystéine. Ce traitement protecteur est communément réalisé par carbamidométhylation en utilisant typiquement le chloroacétamide ou l’iodoacétamide. Ce traitement protecteur peut être réalisé aussi par d’autre réactifs connu par l’homme de l’art comme le 4-hydroxyphényl)éthyl iodoacétamide, l’acide iodoacétique and N- éthyl maléimide. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la chromatographie liquide est une chromatographie liquide en phase inverse, en mettant de préférence en œuvre avec un gradient d’au moins une heure. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, le spectromètre de masse est équipé d’un analyseur de masse de préférence choisi parmi un analyseur de masse à trappe quadrupolaire et un analyseur de masse à triple quadrupole, de préférence encore est équipé d’un analyseur de masse à haute résolution choisi parmi un analyseur à trappe orbitale, un analyseur Q-TOF, un analyseur TIMS-TOF et un analyseur FT-ICR. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les peptides présents dans l’échantillon sont des peptides naturels et/ou des peptides synthétiques. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’échantillon est un mélange de petits peptides naturels ou un mélange de peptides issus de la synthèse peptidique. L’échantillon est de préférence un hydrolysat de protéines, par exemple un hydrolysat de protéines de levure, un hydrolysat de protéines végétales, ou un hydrolysat de protéines animales. Selon un autre aspect, il est proposé un programme informatique comportant des instructions pour la mise en œuvre du procédé selon la présente divulgation lorsque ce programme est exécuté par un processeur. Selon un autre aspect, il est proposé un support d’enregistrement non transitoire lisible par un ordinateur sur lequel est enregistré un programme pour la mise en œuvre du procédé selon la présente divulgation lorsque ce programme est exécuté par un processeur. Selon un autre aspect, il est proposé une méthode d’analyse des peptides ayant entre 2 et 6 acides aminés d’un échantillon comprenant : i) une étape de traitement de l’échantillon comprenant au moins une étape i1) de marquage d’une extrémité des peptides de l’échantillon par mise en contact de l’échantillon avec un marqueur d’extrémité, ii) une étape d’analyse par chromatographie liquide couplée à un spectromètre de masse, de préférence à un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), iii) une étape de traitement de données mettant en œuvre un procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques tel que décrit dans le présent document. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’étape de traitement de l’échantillon comprend en outre une étape d’alkylation des peptides de l’échantillon par mise en contact avec un agent d’alkylation, et dans laquelle l’étape d’alkylation précède de préférence l’étape de traitement de l’échantillon. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, la chromatographie liquide est une chromatographie liquide en phase inverse, en mettant de préférence en œuvre avec un gradient d’au moins une heure. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, le spectromètre de masse est équipé d’un analyseur de masse qui est de préférence un analyseur de masse à trappe quadrupolaire ou un analyseur de masse à triple quadrupole, de préférence un analyseur de masse à haute résolution choisi parmi un analyseur à trappe orbitale, un analyseur Q-TOF, un analyseur TIMS-TOF, et un analyseur FT-ICR. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’échantillon contient un hydrolysat de protéines, par exemple un hydrolysat de protéines de levure, un hydrolysat de protéines végétales, ou un hydrolysat de protéines animales. D’autres caractéristiques, détails et avantages apparaîtront à la lecture de la description détaillée ci-après, et à l’analyse des dessins annexés, sur lesquels : Fig. 1 FIG. 1 illustre un diagramme du procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques de peptides d’un échantillon. Fig. 2 FIG. 2 illustre schématiquement un exemple de librairie de peptides prédéterminés. Fig. 3 FIG. 3 illustre schématiquement le phénomène de co-élution de deux peptides. Fig. 4 FIG. 4 illustre un dispositif pour mettre en œuvre le procédé de la présente divulgation. Les termes « pic » et « raie » peuvent être interprétés de la même manière et sont interchangeables dans la présente divulgation. De même les termes « intensité » et « amplitude » peuvent être interprétés de la même manière et sont interchangeables dans la présente divulgation. La FIG. 1 illustre un diagramme du procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques de peptides d’un échantillon. Dans le présent document, on entend par « échantillon » une portion représentative d'une population plus large, sélectionnée dans le but d'effectuer des observations, des mesures ou des analyses pour en tirer des conclusions sur la population d'origine. Dans le cadre de l’invention, l’échantillon contient plusieurs peptides, qui peuvent présenter différentes longueurs de séquences d’acides aminés, et pour une même longueur de séquence d’acides aminés, des séquences d'acides aminés différentes. Les peptides peuvent être des peptides naturels et/ou des peptides synthétiques. Lorsque l’échantillon est une portion d’une source naturelle ou une portion du produit d’une ou plusieurs réaction(s) chimique(s) ou biochimique(s) appliquée(s) à une source naturelle, les peptides sont dits « peptides naturels ». Dans un ou plusieurs modes réalisation, l’échantillon contient des peptides naturels. Lorsque l’échantillon est une portion d’une population de peptides fabriqués artificiellement en laboratoire par des méthodes de synthèse chimique ou biotechnologique, telles que la synthèse de peptides en phase solide (SPPS), la synthèse peptidique en phase liquide ou la synthèse enzymatique, les peptides sont dits « peptides synthétiques » ou « peptides de synthèse ». Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’échantillon contient des peptides synthétiques. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’échantillon contenant des peptides naturels est un hydrolysat de protéines. Dans le présent document, on entend par hydrolysat de protéines ou plus simplement hydrolysat, un produit dérivé de la décomposition des protéines en peptides plus petits, voire en acides aminés, par un processus appelé hydrolyse. L’hydrolyse est une réaction chimique qui implique l’ajout d’eau pour rompre les liaisons peptidiques entre les acides aminés constitutifs des protéines. Ce processus de fragmentation des protéines conduit à la formation de molécules plus petites, plus facilement digestibles et absorbables par l’organisme. L’objectif de la production d’hydrolysats de protéines est souvent d’obtenir des produits qui peuvent être rapidement assimilés par le corps, car les peptides et les acides aminés résultants de l’hydrolyse sont généralement plus solubles et plus faciles à absorber que les protéines intactes. Ces hydrolysats sont couramment utilisés dans l’industrie alimentaire, les compléments alimentaires et les préparations médicales, en particulier pour les personnes ayant des besoins spécifiques en matière de digestion ou d’absorption des protéines. Ils peuvent également être utilisés dans l’industrie cosmétique. L’hydrolyse des protéines peut être réalisée par diverses méthodes, généralement en utilisant des agents chimiques, des enzymes ou une combinaison des deux. Les principales méthodes d’hydrolyse utilisées dans l’industrie, en particulier l’industrie alimentaire sont l’hydrolyse acide et l’hydrolyse enzymatique. L’hydrolysat peut être préparé à partir de diverses sources qui sont de préférence naturelles. L’hydrolysat peut ainsi être un hydrolysat de protéines microbiennes, de protéines végétales, de protéines animales. L’hydrolysat de protéines peut par exemple être un hydrolysat de protéines de levures ou d’autres microorganismes, un hydrolysat de protéines de lactosérum (« whey hydrolysate »), un hydrolysat de protéines de caséine (« casein hydrolysate »), un hydrolysat de protéines de soja, un hydrolysat de protéines de poisson, un hydrolysat de collagène, un hydrolysat de protéines de blé, un hydrolysat de protéines de riz. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’échantillon de peptides synthétiques, est un échantillon de peptides issus d’une synthèse chimique, de préférence issus d’une synthèse en phase solide (SPPS) ou en phase liquide. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, un ou plusieurs peptides présents dans l’échantillon sont bioactifs. Dans le présent document, on entend par « petits peptides bioactifs » des petits peptides présentant des activités biologiques spécifiques. Ces peptides peuvent être d’origine naturelle ou synthétique et sont capables de moduler différents processus biologiques lorsqu’ils interagissent avec des récepteurs, des enzymes ou d’autres molécules cibles dans un organisme vivant. Ces peptides peuvent par exemple présenter des propriétés antimicrobiennes, anti-inflammatoires, ou antioxydantes (tels que le tripeptide glutathion). Les peptides identifiés par la méthode de l’invention sont avantageusement des peptides courts (ou autrement dit des petits peptides) ayant entre 2 et 6 acides aminés, typiquement entre 2 et 5 acides aminés, ou encore entre 2 et 4 acides aminés. Les peptides identifiés par la méthode de l’invention peuvent ainsi être choisis parmi les dipeptides, les tripeptides, les tétrapeptides, les pentapeptides, et les hexapeptides, et leurs mélanges. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’échantillon contient des peptides courts ayant entre 2 et 6 acides aminés, dont au moins une extrémité est marquée par un marqueur d’extrémité. De préférence, l’échantillon contient un grand nombre de peptides courts ayant des séquences différentes, de préférence comprend au moins 100 peptides courts ayant des séquences différentes, au moins 200 peptides courts ayant des séquences différentes, au moins 300 peptides courts ayant des séquences différentes, ou au moins 500 peptides courts ayant des séquences différentes. Dans certains modes de réalisations, l’échantillon contient au plus 10 000 peptides courts ayant des séquences différentes, au plus 5 000 peptides courts ayant des séquences différentes, au plus 2 000 peptides courts ayant des séquences différentes ou au plus 1 000 peptides courts ayant des séquences différentes. Dans certains modes de réalisations, l’échantillon contient entre 100 et 2 000 peptides courts ayant des séquences différentes, entre 100 et 1 500 peptides courts ayant des séquences différentes, ou entre 100 et 1 000 peptides courts ayant des séquences différentes. Dans certains modes de réalisation, l’échantillon contient entre 150 et 2 000 peptides courts ayant des séquences différentes, entre 200 et 2 000 peptides courts ayant des séquences différentes, entre 250 et 2 000 peptides courts ayant des séquences différentes, entre 150 et 1 000 peptides courts ayant des séquences différentes, entre 200 et 1 000 peptides courts ayant des séquences différentes, ou entre 250 et 1 000 peptides courts ayant des séquences différentes. Un hydrolysat de soja contient typiquement de l’ordre de 150 peptides courts ayant des séquences différentes. Un hydrolysat de caséine contient typiquement de l’ordre de 300 peptides. Un hydrolysat de levure contient typiquement de l’ordre de 500 peptides. Comme détaillé ci-dessous, les peptides présents dans l’échantillon peuvent comprendre des acides aminés modifiés, quelle que soit l’origine et la nature de la modification. Les acides aminés modifiés peuvent notamment présenter des chaînes latérales modifiées. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’extrémité marquée de l’acide aminé d’extrémité marqué, par exemple d’un ou une pluralité de peptides de l’échantillon, peut-être l’extrémité N -terminale et/ou de C -terminale. De préférence, l’extrémité marquée est l’extrémité N -terminale. Procédé d’identification Le procédé est de préférence un procédé d’identification non ciblée. L’expression « non ciblée », relative au procédé d’identification, signifie que le procédé est mené sans hypothèse a priori sur la séquence et la teneur des différents peptides contenus dans l’échantillon. La nature et la teneur des différents peptides contenus dans l’échantillon ne sont pas connues à l’avance. En d’autres termes, il n’est pas connu à l’avance la composition de l’échantillon en peptides et de leurs séquences peptidiques. Le procédé peut être mis en œuvre par un dispositif qui comprend une mémoire et un processeur. La mémoire peut comprendre au moins une librairie de peptides prédéterminés comprenant entre 2 et 6 acides aminés, typiquement entre 2 et 5 acides aminés, ou encore entre 2 et 4 acides aminés. Chaque peptide prédéterminé peut être défini par une séquence peptidique, et la librairie peut comprendre pour chaque peptide prédéterminé : ● les acides aminés constituant la séquence peptidique avec au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité, et un rapport masse/charge ( m/z ) total pour la séquence peptidique, ● des ions fragments calculés à partir de la séquence peptidique, lesdits ions fragments calculés étant associés respectivement à des rapports masse/charge, au moins un ou une pluralité d’ions fragments calculés comprennent le marqueur d’extrémité. Le rapport masse/charge ( m/z ) total d’un peptide prédéterminé peut être déterminé à partir de la séquence des acides aminés du peptide prédéterminé. En effet, la somme de tous les rapports masse/charge des résidus d’acides aminés d’une séquence peptidique de la librairie peut correspondre au rapport masse/charge total du peptide prédéterminé défini par cette séquence peptidique. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les ions fragments (ou ensemble d’ions fragments) peuvent être calculés à partir de la séquence peptidique en appliquant une méthode de fragmentation sur la séquence peptidique. A noter que, dans un ou plusieurs modes de réalisations, la librairie peut être déclinée en deux librairies distinctes ou en une pluralité de librairies distinctes. Par exemple, une première librairie peut comprendre les acides aminés constituant les séquences peptidiques avec au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité, et les rapports masse/charge ( m/z ) total pour les séquence peptidiques, et une deuxième librairie peut comprendre les peptides prédéterminés de la première librairie, les rapports masse/charge totaux des peptides prédéterminés ainsi que des ions fragments calculés pour chaque peptide prédéterminé à partir de leur séquence peptidique, les ions fragments étant associés respectivement à des rapports masse/charge, et au moins un ou une pluralité d’ions fragments calculés comprennent le marqueur d’extrémité. Cette deuxième libraire peut être ainsi déterminée à partir de la première librairie. Dans une telle configuration, le procédé selon la présente demande peut utiliser les deux librairies ou la pluralité de librairies. Dans le présent document, « séquence peptidique » ou « séquence d’acides aminés » ou « séquence de résidus d’acides aminés », désigne la description de l’enchaînement des acides aminés (monomères) qui constituent un peptide. Les peptides sont en effet des polymères linéaires ordonnés, constitués d’acides aminés. La séquence est généralement représentée sous forme d’une chaîne de caractères qui est stockée dans un fichier informatique au format texte. Dans le présent document, « acide aminé » désigne un résidu comprenant un atome de carbone central, le carbone α, sur lequel s’articulent le groupe carboxyl (-COOH), le groupe aminé (-NH 2 ), un atome d’hydrogène (-H) et un groupement latéral (noté -R). C’est la nature de ce groupement latéral (également appelé chaîne latérale) qui différencie les acides aminés entre eux. Le carbone α central est asymétrique dans tous les cas mis à part celui de la glycine (parce que la glycine a un hydrogène à la place d’une chaîne latérale). Il est possible d’avoir deux conformations différentes d’un même acide aminé, conformations qu’il est impossible d’interconvertir sans briser et réassembler de liens covalents. On désigne ces conformations L et D. Bien que les deux puissent être synthétisées dans une même réaction chimique, seule la forme L est utilisée pour la synthèse des protéines (protéinogènes), alors que la forme D non protéinogène est intégrée dans la synthèse des carbohydrates ou des lipides dans les organismes vivants. Les acides aminés peuvent notamment être des acides aminés protéinogènes ou des acides aminés modifiés. Par acide aminé protéinogène, ou « acide aminé non modifié » on désigne les acides aminés qui sont les unités de base de construction des protéines. Les acides aminés protéinogènes sont les unités de base de construction des protéines. Ils polymérisent en formant des polypeptides linéaires dans lesquels les résidus d’acides aminés sont unis par des liaisons peptidiques. La biosynthèse des protéines se déroule sur les ribosomes, qui réalisent la traduction des ARN messagers en protéines. L’ordre dans lequel les acides aminés sont liés à la chaîne polypeptidique est spécifié par la succession des codons portés par la séquence de l’ARN messager, lequel est une copie de l’ADN du noyau cellulaire ; ces codons, qui sont des triplets de nucléotides, sont traduits en acides aminés par des ARN de transfert selon le code génétique. Celui-ci spécifie directement 20 acides aminés protéinogènes standards (A, R, N, D, C, Q, E, G, H, I, L, K, M, F, P, S, T, W, Y, V) auxquels s’ajoutent deux autres acides aminés à travers un mécanisme plus complexe faisant intervenir, pour la sélénocystéine (U), un élément SECIS qui recode le codon-stop UGA et, pour la pyrrolysine (O), un élément PYLIS qui recode le codon-stop UAG. Il existe donc en tout 22 acides aminés protéinogènes. La pyrrolysine n’est présente que dans les protéines de certaines archées méthanogènes, de sorte que les eucaryotes et les bactéries n’utilisent que 21 acides aminés protéinogènes. Les acides aminés les plus courants sont représentés par un code à 1 ou 3 lettres comme représentés dans le tableau ci-dessous. Les symboles B, Z et J sont utilisés lorsque l’acide aminé n’est pas complètement déterminé (acide aminé ambigu). Symbole Code de trois lettres Définition A Ala Alanine R Arg Arginine N Asn Asparagine D Asp Acide aspartique (aspartate) C Cys Cystéine Q Gln Glutamine E Glu Acide glutamique (glutamate) G Gly Glycine H His Histidine I Ile Isoleucine L Leu Leucine K Lys Lysine M Met Méthionine F Phe Phénylalanine P Pro Proline O Pyl Pyrrolysine S Ser Sérine U Sec Sélénocystéine T Thr Thréonine W Trp Tryptophane [Tableau 1] : acides aminés – symboles, code de trois lettres, et définitions Dans le présent document, le terme « peptide » se réfère indifféremment à un peptide présent dans l’échantillon, autrement dit à un peptide mesuré, ou à un peptide de la librairie, autrement dit à un peptide prédéterminé. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, les peptides contiennent des acides aminés choisis parmi des acides protéinogènes et des acides aminés modifiés. Les peptides contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué par un marqueur d’extrémité. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, les peptides contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué et un ou plusieurs acides aminés choisis parmi des acides aminés protéinogènes et des acides aminés modifiés. Dans un ou plusieurs modes réalisation, l’acide aminé d’extrémité marqué peut être un acide aminé protéinogène ou un acide aminé modifié. Par exemple, l’acide aminé d’extrémité marqué peut être un acide aminé dont la chaine latérale est modifiée. Par acide aminé modifié, on entend tout acide aminé non protéinogène. L’acide aminé modifié peut être le produit d’une modification chimique d’origine endogène ou exogène appliquée à un acide aminé protéinogène. L’acide aminé modifié peut également être un acide aminé synthétique. Dans le présent document, une réaction endogène est une réaction qui se produit naturellement à l’intérieur d’un organisme ou d’un système biologique, par exemple une réaction de type modification post-traductionnelle, alors qu’une réaction exogène est une réaction qui est déclenchée ou provoquée par des facteurs externes à l’organisme ou au système biologique. Des exemples de réactions exogènes sont l’oxydation de peptides qui se produit en dehors de l’organisme, dans des conditions de laboratoire ou industrielles (e.g. oxydation chimique ou photochimique), ou une réaction de protection avec un groupe protecteur, par exemple pour protéger un acide aminé de l’oxydation. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’acide aminé modifié est un acide aminé dont la chaine latérale, le groupe carboxyle, ou le groupe aminé est modifié. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’acide aminé modifié est un acide aminé contenant une chaîne latérale modifiée. La chaîne latérale modifiée peut par exemple être le produit d’une modification chimique endogène telle qu’une modification post-traductionnelle, le produit d’une ou plusieurs réaction(s) chimique(s) ou biochimique(s) exogène(s), tel que le produit d’une réaction avec un groupe protecteur de chaîne latérale. L’acide aminé modifié peut également être le produit d’une réaction de remplacement d’un atome de la chaine latérale par un atome isovalent, par exemple le remplacement d’un atome d’hydrogène par un atome de fluor, ou d’un atome de soufre par un atome de sélénium ou d’un atome d’azote par un atome de phosphore. Toute modification chimique des acides aminés, notamment des chaines latérales d’acides aminés, quelle qu’en soit l’origine, peut être détectée par la méthode de l’invention à condition qu’elle soit implémentée dans la librairie. Des exemples de modification des chaines latérales de la cystéine, de la lysine et de la méthionine sont détaillés ci-dessous. La cystéine est un acide aminé qui contient un groupe thiol (-SH), ce qui la rend réactive. Il peut s’avérer nécessaire de protéger la cystéine contre l’oxydation ou d’autres réactions indésirables. La protection de la cystéine implique généralement la formation d’un dérivé qui la rend moins réactive. Dans certains modes de réalisation, l’acide aminé contenant une chaîne latérale modifiée est une cystéine dont la chaîne latérale est modifiée par une réaction chimique pour la rendre non réactive. Par exemple, la cystéine peut être carbamidométhylée. La carbadométhylation de la cystéine peut être réalisée par mise en contact de l’échantillon avec un agent alkylant, tel que l’iodoacétamide, typiquement dans le but de protéger le groupe thiol libre de la cystéine de l’oxydation. La cystéine peut être protégée avec d’autres types de groupes protecteurs, tel que par exemple le N -ethyl maleimide (Schilling, D., Barayeu, U., Steimbach, R. R., Talwar, D., Miller, A. K., & Dick, T. P. (2022). Commonly used alkylating agents limit persulfide detection by converting protein persulfides into thioethers. Angewandte Chemie, 134(30), e202203684. DOI : 10.1002/anie.202203684. PMID : 35506673). Dans certains modes de réalisation, l’acide aminé contenant une chaîne latérale modifiée est une lysine dont la chaîne latérale est acétylée, typiquement est une acétyllysine. L’acétyllysine peut se former de manière endogène dans certaines protéines par modification post-traductionnelle d’un résidu lysine. Cet acide aminé peut ainsi se retrouver dans les peptides de l’échantillon bien que n’étant pas un acide protéinogène. Dans certains modes de réalisation, l’acide aminé contenant une chaîne latérale modifiée est une méthionine dont la chaîne latérale est oxydée, typiquement est une méthionine sulfoxyde (aussi appelé sulfoxyde de méthionine). La méthionine sulfoxyde peut se former dans certaines protéines par modification post-traductionnelle d’un résidu méthionine. Cet acide aminé peut ainsi se retrouver dans les peptides de l’échantillon bien que n’étant pas un acide protéinogène. Dans certains modes de réalisation, l’acide aminé est un acide aminé sélénié. Les acides aminés séléniés sont des analogues des acides aminés standards qui contiennent du sélénium à la place du soufre dans leur structure. Ces acides aminés séléniés peuvent être incorporés dans les protéines lors de la biosynthèse protéique, à la place des acides aminés soufrés correspondants. Les principaux acides aminés séléniés sont la sélénométhionine (Sem) et la sélénocystéine (Sec), qui sont les équivalents séléniés de la méthionine et de la cystéine respectivement. Des peptides comprenant des acides aminés séléniés peuvent être préparés par synthèse peptidique chimique, par expression recombinante, par biocatalyse, ou via des techniques de modification post-synthèse. De manière importante pour la méthode de l’invention, les peptides contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué par un marqueur d’extrémité. L’acide aminé marqué par un marqueur d’extrémité peut être un acide aminé dont le groupe amine (-NH 2 ) ou le groupe carboxyle (-COOH) est modifié pour marquer le peptide dont il constitue respectivement l’extrémité N- terminale ou C -terminale. Dans le présent document, on entend par marqueur d’extrémité des agents ou des groupes chimiques spécifiquement utilisés pour marquer ou étiqueter la terminaison N -terminale ou C -terminale des protéines ou des peptides. On distingue donc les marqueurs d’extrémité N -terminale des marqueurs d’extrémité C -terminale. De tels marqueurs d’extrémité sont connus dans les domaines de la recherche en biologie moléculaire, de la protéomique, et dans les domaines de l’identification, la purification et l’analyse des protéines. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’acide aminé est un acide aminé d’extrémité N -terminale dont le groupe amine (-NH 2 ) est modifié par un marqueur d’extrémité N -terminale. Le marqueur d’extrémité N- terminale peut notamment être sélectionné parmi le dansyl, le dabsyl, le 1-naphtyl isocyanate (IsoC), ou le 1-naphtyl isothiocyanate, chacun de ces marqueurs d’extrémité pouvant optionnellement être marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), d’azote 15 ( 15 N), et/ou de soufre 34 ( 34 S). Le dansyl optionnellement marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), d’azote 15 ( 15 N), et/ou de soufre 34 ( 34 S) est préféré. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’acide aminé d’extrémité est un acide aminé d’extrémité C -terminale dont le groupe carboxyl (-COOH) est modifié par un marqueur d’extrémité C -terminale. Le marqueur d’extrémité C -terminale peut notamment être sélectionné parmi parmi la 2-( N,N ’ -diméthylamino)-1-éthylamine (DMED) et la 3-( N,N’ -diméthylamino)-1-propylamine (DMAPA), chacun de ces marqueurs d’extrémité pouvant optionnellement être marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), et/ou d’azote 15 ( 15 N). Dans un ou plusieurs modes réalisation, les peptides présents dans l’échantillon sont des peptides dont un seul acide aminé d’extrémité est marqué par un marqueur d’extrémité, autrement dit sont des peptides dont une seule extrémité est marquée par un marqueur d’extrémité. Dans un ou plusieurs modes réalisation, les peptides sont des peptides dont les deux acides aminés d’extrémité sont marqués par un marqueur d’extrémité, autrement dit sont des peptides dont les deux extrémités sont marquées. La librairie peut être calculée (ou générée) de sorte que les peptides prédéterminés contiennent des acides aminés choisis parmi les acides aminés protéinogènes, les acides aminés modifiés, en particulier les acides aminés contenant une chaîne latérale modifiée, et leurs mélanges, étant entendu que les peptides prédéterminés contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité. La librairie de peptides prédéterminés (ou les librairies) peut être générée avant chaque mesure d’un échantillon par le dispositif permettant de mettre en œuvre le procédé, ou peut être reçue par tout moyen de communication. Par exemple, la librairie peut être générée sur un dispositif tiers et transmise par celui-ci au dispositif mettant en œuvre le procédé. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, la librairie de peptides prédéterminés peut comprendre toutes les séquences peptidiques possibles de 2 à 6 acides aminés obtenues à partir d’un groupe de N acides aminés. Par toutes les séquences peptidiques possibles, il peut être entendu toutes les combinaisons possibles formant des séquences peptidiques d’une longueur comprise entre 2 et 6 acides aminés, par exemple comprise entre 2 et 4 acides aminés, obtenues à partir d’un groupe de N acides aminés. Par exemple, N peut être compris dans une plage de 2 à 50 acides aminés. Il n’y a qu’une vingtaine d’acides aminés naturels. Toutefois, comme il est détaillé ci-dessous, la librairie peut être construite de manière à tenir compte de la présence d’acides aminés modifiés, dans les peptides mesurés qu’il s’agisse d’acides aminés modifiés d’origine naturelle ou synthétique. Ainsi, dans un ou plusieurs modes de réalisation, N peut comprendre de préférence au moins les 22 acides aminés protéinogènes et des acides aminés modifiés desdits acides aminés protéinogènes. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, N peut être supérieur à 2, de préférence supérieur à 20. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, N peut être inférieur à 500, 400, 300 ou 200. N peut être typiquement compris entre 2 et 100, par exemple entre 2 et 50. Ainsi, chaque séquence de la librairie prédéterminée peut définir un peptide prédéterminé de la librairie et peut comprendre en outre un acide aminé d’extrémité qui est marqué avec le marqueur. Par ailleurs, dans un ou plusieurs modes de réalisation, la mémoire peut comprendre des ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon, dits peptides mesurés, mesurés par un spectromètre de masse, chaque peptide mesuré peut comporter une séquence peptidique ayant au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité. Chaque ensemble d’informations d’un peptide mesuré peut comporter au moins un spectre MS/MS comprenant un rapport masse/charge total du peptide mesuré et un ou une pluralité de rapports masse/charge des ions fragments mesurés. Chaque ion fragment peut être représentatif de la présence d’un ou d’une pluralité d’acides aminés (ou résidus d’acides aminés) liés dans la séquence peptidique du peptide mesuré. Par ailleurs, selon un ou plusieurs modes de réalisation, chaque ensemble d’informations relatif à un peptide mesuré peut aussi comprendre des informations de spectre de masse (dit spectre MS), les informations de spectre MS pouvant comprendre un rapport masse/charge du peptide mesuré (c’est-à-dire de l’ion parent), un temps de rétention, et une intensité du peptide mesuré (c’est-à-dire une intensité de l’ion parent). En outre, les peptides mesurés et au moins une pluralité de peptides prédéterminés de la librairie de peptides prédéterminés peuvent être marqués à la même extrémité par le même marqueur d’extrémité. Selon un ou plusieurs exemples, le spectromètre de masse peut être un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), de préférence couplé à une chromatographie en phase liquide (LC), par exemple utilisant une colonne chromatographique en phase liquide. Un tel spectromètre de masse, optionnellement couplé à une chromatographie en phase liquide, permet d’obtenir des ensembles d’informations sur des peptides mesurés dans un échantillon tels que des spectres de masse (MS) du peptide (appelé aussi ion parent), et/ou des spectres de fragmentation MS/MS donnant des informations de la structure du peptide (ou ion parent) à partir des ions fragments présents dans les spectres MS/MS. Par exemple, les ensembles d’informations relatifs à ces spectres (MS et MS/MS) peuvent comprendre des rapports masse/charge et des intensités de pics relatifs à des ions fragments et/ou ions parents constituants les peptides mesurés, ainsi que des temps de rétention des peptides mesurés. En outre, un ensemble d’informations d’un peptide mesuré peut comprendre un spectre MS et un ou une pluralité de spectres MS/MS, généralement proches dans leur contenu. Dans ces cas-là, il peut être décidé d’utiliser un seul spectre MS/MS (par exemple celui de l’ion parent avec l’intensité la plus élevée) ou la pluralité des spectres MS/MS. La chromatographie en phase liquide (LC), en utilisant une colonne chromatographique par exemple, peut être utilisée pour séparer les peptides avant leur mesure par le spectromètre de masse, et permet également de déterminer un temps de rétention. Ce temps de rétention fait référence à la durée pendant laquelle un peptide de l’échantillon reste dans la colonne chromatographique (du chromatographe) avant d’être élué, c’est-à-dire jusqu’au moment où le peptide atteint le spectromètre de masse. Ce temps de rétention (pour chaque peptide) peut donc être mesuré à partir du moment de l’injection de l’échantillon dans le chromatographe jusqu’au moment où un peptide atteint le spectromètre de masse. La FIG. 2 illustre schématiquement un exemple de librairie de peptides prédéterminés. Dans cet exemple schématique, la librairie générée peut comprendre toutes les séquences peptides (SEQ_PEP) possibles (douze dans le cas présent) comprenant 2 à 3 acides aminés pouvant être obtenues à partir d’un groupe de N=3 acides aminés (A, B, C), et où chaque séquence peptidique de la librairie peut comprendre un acide aminé d’extrémité qui est marqué par un marqueur d’extrémité. Comme décrit précédemment pour les peptides de l’échantillon, l’extrémité marquée de l’acide aminé d’extrémité des séquences peptidiques de la librairie peut être l’extrémité N -terminale et/ou C -terminale. De préférence, l’extrémité marquée est de l’extrémité N -terminale (ou de type N -terminal). Par exemple, dans le cas de la librairie de la FIG. 2 , l’extrémité marquée est l’extrémité N -terminale. Ainsi, l’acide aminé d’extrémité marqué avec le marqueur d’extrémité * pour le peptide prédéterminé PP2 est l’acide aminé B, l’acide aminé d’extrémité marqué avec le marqueur d’extrémité * pour le peptide prédéterminé PP8 est l’acide aminé A, etc. Chaque séquence peptidique (SEQ_PEP) peut définir respectivement un peptide prédéterminé PP1…PP12 de la librairie et peut être utilisé pour déterminer ou calculer le rapport masse/charge total ( m/z ) m1…m12 du peptide prédéterminé comme décrit précédemment (R_seq_pep). Par exemple, le rapport masse/charge (m/z ) m7 peut être calculé (par la somme par exemple) à partir de la séquence peptidique A*-B-C du peptide PP7 avec A* l’acide aminé d’extrémité marqué (c’est-à-dire par la somme des rapports masse/charge des résidus d’acide aminé constituant la séquence peptidique). A noter également que dans cet exemple de la FIG. 2 , les rapports m1 et m2 sont égaux, puisque les séquences peptidiques des peptides prédéterminés PP1 et PP2 comprennent les mêmes acides aminés et suivant le même nombre. Ce raisonnement peut être aussi appliqué dans le cas des peptides prédéterminés PP3 et PP4, des peptides prédéterminés PP5 et PP6, aussi bien que les peptides prédéterminés PP7 à PP12. A noter que le rapport masse/charge d’un acide aminé d’extrémité marqué prend en compte dans son rapport masse/charge le marqueur d’extrémité. En effet, un acide aminé A ne présente pas le même rapport masse/charge qu’un acide aminé marqué A* avec le marqueur d’extrémité *. Bien entendu, dans l’exemple de la FIG. 2 , l’extrémité marquée est N -terminale (ou de type N -terminal) mais elle peut aussi être C -terminale (ou de type C -terminal). Par exemple, la librairie prédéterminée peut comprendre à la fois des peptides prédéterminés ayant une extrémité marquée de type N -terminale et des peptides prédéterminés ayant une extrémité marquée de type C -terminale, et/ou des peptides prédéterminés ayant une extrémité marquée de type C -terminale et une extrémité marquée de type N -terminale. Selon un ou plusieurs exemples, les peptides mesurés et les peptides prédéterminés de la librairie de peptides prédéterminés peuvent être marqués à la même extrémité par le même marqueur d’extrémité. Par exemple, les peptides mesurés peuvent présenter tous une extrémité marquée N -terminale (ou de type N -terminale), et la librairie de peptides prédéterminés comprend au moins une pluralité de peptides prédéterminés ayant une extrémité marquée N -terminale parmi des peptides prédéterminés ayant une extrémité marquée N -terminale, et/ou C -terminale, et/ou une combinaison des deux. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les séquences peptidiques de la librairie peuvent toutes présenter la même extrémité marquée, par exemple N -terminale ou C -terminale. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, les acides aminés d’un groupe de N acides aminés peuvent être des acides aminés protéinogènes ou des acides aminés modifiés. Par exemple, les acides aminés modifiés peuvent être des acides aminés dont la chaine latérale est modifiée. Ainsi, les peptides prédéterminés peuvent comprendre un acide aminé d’extrémité N -terminale ou C -terminale marqué, des acides aminés protéinogènes et des acides aminés dont la chaine latérale est modifiée. De préférence, les acides aminés dont la chaine latérale est modifiée sont choisis dans le groupe constitué par cystéine, lysine et méthionine. Selon un ou plusieurs modes de réalisation, la cystéine des peptides prédéterminés est une cystéine dont la chaine latérale est modifiée, de préférence par carbamidométhylation. Cette modification permet notamment d’éviter la formation non désirée de liaisons disulfure pendant la préparation et l’analyse de l’échantillon. En outre, selon un ou plusieurs exemples, la librairie peut comprendre au moins un peptide prédéterminé de la librairie qui est décliné en une pluralité de peptides prédéterminés chargés, chaque peptide prédéterminé chargé présentant la même séquence peptidique que ledit au moins un peptide prédéterminé et une charge respective. Par peptide prédéterminé chargé, il peut être entendu un peptide prédéterminé présentant une ou plusieurs charges positives ou négatives. Ainsi, par exemple, il est possible de décliner un ou plusieurs peptides prédéterminés de la libraire en une multitude de versions chargées, chaque version chargée présentant sa propre charge (ou charge respective) mais ayant la même séquence peptidique du peptide prédéterminé duquel elle décline. Ainsi avantageusement, il est possible de déterminer une séquence peptidique d’un peptide mesuré qui comprend une ou plusieurs charges, par exemple qui est monochargé, dichargé, ou trichargé. En référence à la FIG. 2 , il est également illustré les ions fragments (ou un ensemble d’ions fragments) qui peuvent être calculés à partir de la séquence des acides aminés du peptide prédéterminé. Chaque ion fragment (ou fragment ou ion fragment peptidique) des ions fragments (Ions_Frag) peut être associé à un rapport masse/charge respectif (R_ion_frag). Par exemple, le peptide prédéterminé PP1 peut comprendre une séquence peptidique (Seq-pep) A* - B, où A* est l’acide d’extrémité marqué avec le marqueur d’extrémité *, et les ions fragments de la séquence (ou ensemble d’ions fragments) A*, B ainsi que d’autres fragments calculés (ou obtenus) à partir de la séquence A* - B (par une méthode de fragmentation). Les ions fragments (ou ensemble d’ions fragments) calculés pour le peptide prédéterminé PP2 peuvent comprendre l’ion fragment B*, l’ion fragment A et d’autres fragments de la séquence B* - A, l’ion fragment B* comprend le marqueur d’extrémité *. Selon un ou plusieurs exemples, la méthode de fragmentation peut être identique à la méthode de fragmentation du spectromètre de masse ou un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS) (ou système de spectrométrie de masse en tandem couplé à la chromatographie en phase liquide). En effet, les ions fragments dans la librairie de peptides prédéterminés et qui sont obtenus (ou calculés) à partir d’une séquence peptidique respective peuvent être équivalents à un peptide (ou ion parent) qui serait fragmenté par spectrométrie de masse en tandem pour donner des ions fragments mesurés. Selon un exemple, les méthodes de fragmentations peuvent être : - Dissociation par Activation Collisionnelle (CID), - Dissociation induite par transfert d’électron (ETD), - Dissociation induite par capture d’électron (ECD), - Fragmentation induite par impact d’électrons (EID), - Dissociation induite par absorption multiphotonique infrarouge (IRMPD), - Photodissociation induite par UV (UVPD). En outre, selon un ou plusieurs exemples, les ions fragments peuvent être calculés à partir d’un peptide prédéterminé en appliquant une pluralité de méthodes de fragmentation. Par exemple, chaque méthode de fragmentation peut être propre à un type de spectromètre de masse (ou un système de spectrométrie de masse en tandem) utilisant une méthode de fragmentation spécifique. Selon un exemple, dans la librairie de peptides prédéterminés, une séquence peptidique peut comprendre des fragments (ou ions fragments), par exemple regroupés sous forme d’ensembles d’ions fragments, un premier ensemble d’ions fragments étant obtenu selon une méthode de fragmentation de dissociation par activation collisionnelle (CID), et un deuxième ensemble d’ions fragments peut être obtenu selon une méthode de dissociation par transfert d’électron (voir exemple de liste précédente). Ainsi de manière avantageuse, une même librairie peut être utilisée pour identifier des peptides dans un échantillon qui auraient été mesurés par différents spectromètres de masses (ou systèmes de spectrométrie de masse en tandem) utilisant respectivement une méthode de fragmentation spécifique ou pouvant utiliser différentes méthodes de fragmentation (voir liste précédente). En référence à la FIG. 1 , le procédé peut comprendre une détermination 110 d’une sélection de peptides prédéterminés à partir de la librairie et dudit au moins un spectre MS/MS. Chaque peptide prédéterminé de la sélection peut présenter un rapport masse/charge total égal au rapport masse/charge total du peptide mesuré selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée. Ainsi, par exemple, la détermination de la sélection pour un peptide mesuré peut consister à comparer le rapport masse/charge total du peptide mesuré, c’est-à-dire le rapport masse/charge de l’ion parent dans le spectre MS/MS du peptide mesuré, avec chaque rapport masse/charge total de peptide prédéterminé présent dans la librairie, et sélectionner un peptide prédéterminé de la librairie chaque fois que le rapport masse/charge total présent dans la librairie est égal (ou au voisinage) au rapport masse/charge total (rapport masse/charge de l’ion parent ) du peptide mesuré selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée. Selon un exemple, et en référence à la FIG. 2 , si le rapport masse/charge du peptide mesuré est égal ou proche du rapport m1, alors la sélection (partie grisée en FIG. 2 ) comprendra le peptide prédéterminé PP1, mais également le peptide prédéterminé PP2, puisque le rapport m2 est égal au rapport m1. En effet, les peptides prédéterminés PP1 et PP2 comprennent les mêmes acides aminés ainsi que le même nombre d’acides aminés et le même marqueur d’extrémité. Selon un ou plusieurs exemples, la valeur prédéterminée de la plage d’erreur peut être inférieure à 20 ppm (partie par million), de préférence inférieure à 15 ppm, de préférence inférieure à 10 ppm, et encore plus préférentiellement inférieure 5 ppm. Une fois qu’une sélection est déterminée pour un peptide mesuré, le procédé peut comprendre une détermination 120 de l’acide aminé d’extrémité marqué du peptide mesuré par comparaison des rapports masse/charge des ions fragments mesurés avec les rapports masse/charge des ions fragments calculés des peptides prédéterminés de la sélection (c’est-à-dire des ions fragments de la partie grisée dans l’exemple de la FIG. 2 ) selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée. Selon un ou plusieurs exemples, la comparaison peut concerner les rapports masse/charge des ions fragments mesurés présentant le marqueur d’extrémité (détectés dans le spectre MS/MS du peptide mesuré) qui sont comparés avec les rapports masse/charge des ions fragments de la sélection, et/ou avec les rapports masse/charge des ions fragments de la sélection présentant le marqueur d’extrémité. Ainsi, la détermination de l’acide aminé d’extrémité marqué, avant toute reconstruction de la séquence, peut permettre de déterminer l’acide aminé d’extrémité de la séquence qui peut ensuite être utilisé comme point de départ pour la reconstruction de la séquence peptidique du peptide mesuré. Le procédé peut ensuite comprendre 130 une détermination d’au moins une séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré à partir des ions fragments calculés de la sélection (c’est-à-dire des ions fragments de la partie grisée dans l’exemple de la FIG. 2 ), de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé et des ions fragments mesurés. Le procédé peut ensuite comprendre un rendu 140 d’une liste d’identification de peptides mesurés dans ledit échantillon dans laquelle chaque peptide mesuré de la liste est défini par la séquence peptidique reconstruite. Selon un ou plusieurs exemples, chaque peptide mesuré de la liste peut être associé, par un moyen d’identification, à l’ensemble d’informations, par exemple au spectre MS/MS, utilisé pour déterminer la séquence peptidique reconstruite du peptide mesuré. Par exemple, le moyen d’identification peut correspondre à une numérotation de chaque ensemble d’informations, et chaque peptide mesuré de la liste peut être associé à un numéro respectif qui correspond au numéro de l’ensemble d’informations utilisé pour déterminer la séquence peptidique reconstruite du peptide mesuré. A noter que lorsqu’une pluralité de librairie est utilisée, par exemple deux librairies comme décrites précédemment, une première librairie peut être utilisée pour déterminer la sélection, et la deuxième librairie peut être utilisée pour reconstruire la séquence, les peptides prédéterminés de la première librairie (et donc de la sélection) pouvant également être présents dans la deuxième librairie. Selon un ou plusieurs exemples, de manière préférentielle, il est également possible d’utiliser une première librairie telle que décrite précédemment, et calculer une deuxième librairie, telle que décrite précédemment, qui ne contient que les peptides prédéterminés de la sélection (ainsi que les ions fragments calculés et les rapports masse/charge des ions fragments calculés). Selon un ou plusieurs modes de réalisations, la séquence peptidique (c’est-à-dire au moins une séquence peptidique) d’un peptide mesuré peut ainsi être reconstruite à partir : - de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé, - des comparaisons entre les rapports masse/charge des ions fragments mesurés et des ions fragments calculés. Lors de la reconstruction d’une séquence peptidique pour un peptide mesuré, c’est-à-dire après la détermination de l’acide aminé d’extrémité marqué (point de départ), des comparaisons sont opérées entre les ions fragments mesurés et les ions fragments calculés (de la sélection), afin de déterminer la séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré. Par exemple, les comparaisons peuvent impliquer les différents rapports masse/charge des ions fragmentés disponibles, c’est-à-dire les ions fragments mesurés et/ou calculés. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, la séquence peptidique de chaque peptide mesuré peut être reconstruite en utilisant une méthode dérivée des méthodes utilisées dans le séquençage dit « de novo ». Brièvement, la reconstruction de séquence « de novo » repose sur l’assemblage de séquences de fragments de séquences qui se chevauchent pour en déduire des séquences complètes. La méthode de reconstruction peut être basée sur les articles suivants : - Biemann, K. (1992). Mass spectrometry of peptides and proteins. Annual review of biochemistry, 61(1), 977-1010, DOI: 10.1146/annurev.bi.61.070192.004553. PMID: 1497328. - Wysocki, V. H., Resing, K. A., Zhang, Q., & Cheng, G. (2005). Mass spectrometry of peptides and proteins. Methods, 35(3), 211-222. DOI: 10.1016/j.ymeth.2004.08.013. PMID: 15722218. - Seidler J, Zinn N, Boehm ME, Lehmann WD. De novo sequencing of peptides by MS/MS. Proteomics. 2010 Feb ;10(4) :634-49. Doi : 10.1002/pmic.200900459. PMID : 19953542. La séquence peptidique d’un peptide mesuré peut être reconstruite en utilisant les principes de séquençage « de novo » à partir des informations de spectre(s) MS/MS du peptide mesuré, de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé, et des ions fragments des peptides prédéterminés de la sélection. Dans le processus de mesure d’un peptide par spectrométrie de masse, il peut se produire que les données recueillies incluent des éléments non pertinents. Ces données parasites peuvent être dues à des artefacts générés par le spectromètre de masse ou par la présence simultanée d’un autre peptide (différent du peptide à mesurer). Cette dernière situation peut survenir, notamment, lorsque deux peptides ayant des temps de rétention similaires co-éluent dans le spectromètre. La FIG. 3 illustre schématiquement ce phénomène de co-élution de deux peptides. A noter que la co-élution peut comprendre plus de deux peptides, par exemple trois ou quatre peptides, voire plus, qui peuvent présenter des séquences peptidiques différentes, et/ou peuvent présenter des séquences peptidiques identiques mais sont chargés différemment. Comme représenté en FIG. 3 , chaque temps de rétention RT1 et RT2 peut correspondre au temps de rétention d’un peptide de l’échantillon ayant migré dans la colonne chromatographique jusqu’au spectromètre de masse (ou système de spectrométrie de masse en tandem). Comme, il peut être constaté sur la FIG. 3 , en cas de co-élution, les pics chromatographiques des deux peptides peuvent se chevaucher par exemple, partiellement ou totalement, à cause de leurs temps de rétention qui sont très proches. Lors d’une telle situation, le spectromètre de masse en tandem peut alors enregistrer un ensemble d’informations, c’est-à-dire un spectre combiné, appelé aussi chimérique, des peptides co-élués. Une telle situation peut rendre difficile la détermination de la séquence peptidique correspondant véritablement au peptide mesuré, puisqu’une pluralité de séquences peptidiques peut être comprise dans l’ensemble d’informations (e.g. spectre(s) MS/MS) du peptide mesuré, et chaque séquence peptidique peut correspondre potentiellement à la séquence peptidique du peptide mesuré. Ainsi, dans un ou plusieurs modes de réalisations, lorsqu’une pluralité de séquences peptidiques reconstruites est déterminée pour un même peptide mesuré, par exemple en présence de données parasites du fait d’une co-élution d’un ou plusieurs peptides, le procédé peut comprendre en outre : - calculer, pour chaque séquence peptidique reconstruite, un score à partir de l’ensemble d’informations associé au peptide mesuré et de la séquence peptique reconstruite, - sélectionner la séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré à partir d’une comparaison des scores des séquences peptidiques reconstruites, la séquence peptidique présentant le score le plus élevé étant sélectionnée La séquence peptidique reconstruire présentant le score le plus élevé peut alors correspondre véritablement au peptide mesuré, et peut être rendue (fournie) dans la liste d’identification avec le score obtenu. Seule la séquence peptidique avec le score le plus élevé est retenue dans la liste d’identifications. Cependant, la ou les séquences reconstruites pour un peptide mesuré ayant présentées un score moins élevé, et qui correspondent à un ou plusieurs peptides élués, peuvent aussi correspondre à des peptides du mélange nécessitant d’être mesurés et identifiés, par exemple parce qu’ils présentent également des séquences peptidiques avec un nombre d’acides aminés compris entre 2 et 6 acides aminés. Ces peptides élués (par exemple de même séquence peptidique mais chargés différemment et/ou de séquences peptidiques différentes) avec un peptide mesuré peuvent donc également correspondre à des peptides mesurés, et peuvent être généralement déterminés avant ou après en fonction de la résolution temporelle du spectromètre de masse (ou système de spectrométrie de masse en tandem). Par exemple, en référence à la FIG. 3 , la séquence peptidique du peptide mesuré PP1 qui élue au temps de rétention RT1 (proche du temps de rétention RT2), et la séquence peptidique qui élue au temps de rétention RT2 peuvent être déterminées dans les mêmes deux temps de rétention. Dans ce cas, c’est-à-dire en présence de co-élution, la séquence reconstruite présentant le score le plus élevé correspondra au peptide PP1 au temps de rétention RT1, alors qu’elle correspondra à PP2 au temps de rétention RT2. Les deux séquences peptidiques seront comprises dans la liste d’identification avec le même temps de rétention. Lors d’une co-élution, qui peut se traduire par la présence d’une pluralité de peptides mesurés de la liste d’identification ayant des temps de rétention proches ou égaux, une alerte peut être notifiée, e.g. à un utilisateur ou inscrit dans la liste d’identifications, et un post-traitement (par exemple une vérification des résultats) de la liste d’identification peut être réalisée. Par exemple, les données pour un temps de rétention d’un peptide mesuré obtenu à partir des différentes sources de données (chromatogramme LC, spectre MS etc.) peuvent être comparées afin de déterminer que le temps de rétention correspond bien à ce peptide mesuré (par exemple en utilisant un chromatogramme d’ion extrait, XIC, avec la détection MS et comparant les intensités de pics et/ les temps de rétention dans les spectres MS et MS/MS). Selon un autre exemple, lorsqu’il y a plusieurs peptides de même séquence mais chargés différemment, le post-traitement peut consister à ne garder que le peptide de la liste présentant l’intensité la plus élevée par exemple. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, chaque rapport masse/charge des ions fragmentés mesurés peut être respectivement associé à une intensité dans le spectre MS/MS, et le score de chaque séquence peptidique reconstruite pour un même peptide mesuré peut être déterminé à partir de l’équation suivante : Par intensité d’un ion fragment, il peut être aussi entendu l’intensité du pic de l’ion fragment. Selon un ou plusieurs exemples, seuls les ions fragments présentant le marqueur d’extrémité peuvent être utilisés pour calculer le score d’une séquence peptidique. Ainsi, par exemple, en référence à la FIG. 2 , si les ions fragments du spectre MS/MS d’un peptide mesuré correspondent aux peptides prédéterminés PP1 et PP2 de la librairie (c’est-à-dire de la sélection, partie grisée dans l’exemple de la FIG. 2 ), seuls les fragments A* - A*B et B* - B*A de PP1 et PP2 peuvent être utilisés pour calculer les scores de chacun. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, un ou une pluralité d’acides aminés d’extrémité marqué peut être déterminée, et pour chaque acide aminé d’extrémité marqué déterminé, au moins une séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré peut être déterminée à partir des ions fragments calculés de la sélection, de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé et des ions fragments mesurés. En effet, comme décrit précédemment, en présence d’une co-élution d’un ou plusieurs peptides (par exemple de même séquence peptidique mais chargés différemment et/ou de séquences peptidiques différentes), une pluralité de séquences peptidiques reconstruites peut être déterminée. Ces séquences peptidiques reconstruites peuvent avoir en commun le même acide aminé d’extrémité marqué déterminé ou présenter des acides aminés d’extrémité marqués déterminés différents. Par exemple, dans les séquences peptidiques A* - B - C et A* - C - B ayant le même rapport masse/charge (ou très proche), A* est l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé qui est commun aux deux séquences. Selon un autre exemple, dans les séquences A* - B - C et B* - A - C ayant le même rapport masse/charge (ou très proche), A* et B* sont les acides aminés d’extrémité marqués déterminés qui sont différents entre les deux séquences. Dans ce dernier cas, lors de la reconstruction des séquences peptidiques, chaque acide aminé d’extrémité marqué déterminé est considéré comme un point départ pour au moins une séquence peptidique à reconstruire. En outre, dans un ou plusieurs modes de réalisations, la liste peut comprendre des temps de rétention respectivement associés aux peptides mesurés, chaque temps de rétention étant obtenu à partir de l’ensemble d’informations, en particulier à partir du spectre MS (et/ou également du spectre MS/MS) par exemple, utilisé pour déterminer une séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré. Chaque peptide mesuré de la liste peut être associé à un temps de rétention respectif obtenu à partir de l’ensemble d’informations (e.g. spectre MS) utilisé pour déterminer la séquence peptidique reconstruite du peptide mesuré. Selon un ou plusieurs exemples, le temps de rétention pour chaque peptide mesuré peut être obtenu à la suite de la chromatographie en phase liquide (LC) couplée à une détection par spectrométrie de masse tel qu’un système de spectrométrie de masse en tandem (MS/MS). Comme décrit précédemment, le temps de rétention peut être obtenu à partir de la mesure effectuée par la chromatographie en phase liquide, et retranscrit (ou indiqué) dans le spectre MS de l’ion parent (et/ou le(s) spectre(s) MS/MS issu(s) de l’ion parent). Selon un ou plusieurs exemples, la liste peut comprendre en outre des intensités respectivement associées aux peptides mesurés, chaque intensité étant obtenue à partir de l’ensemble d’informations (par exemple dans le spectre MS du peptide mesuré) utilisé pour déterminer une séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré. Chaque peptide mesuré de la liste peut comprendre une valeur de proportion du peptide dans le mélange, la valeur de proportion « Qp », pour chaque peptide mesuré de la liste, peut être calculée à partir de : Avantageusement, il est ainsi possible d’obtenir des valeurs de proportions relatives des peptides du mélange. La FIG. 4 illustre un dispositif pour mettre en œuvre le procédé de la présente divulgation. Dans ce mode de réalisation, le dispositif 400 peut comprendre un circuit 403 et une mémoire 402 pour stocker des instructions de programme pouvant être chargées dans le circuit, et aptes à amener le circuit 403 à exécuter le procédé de la présente divulgation lorsque les instructions de programme sont gérées par le circuit 403. La mémoire 402 peut également stocker des données et des informations utiles pour réaliser le procédé de la présente description telles que décrites ci-dessus. Le circuit 403 peut être par exemple: - un processeur ou une unité de traitement apte à interpréter des instructions dans un langage informatique, le processeur ou l'unité de traitement peut comprendre, être associé ou être attaché à une mémoire comprenant les instructions, ou - l'association d'un processeur / unité de traitement et d'une mémoire, le processeur ou l'unité de traitement adaptés pour interpréter des instructions dans un langage informatique, la mémoire comprenant lesdites instructions, ou - une carte électronique dans laquelle l’enchaînement du procédé est décrit dans du silicium, ou - une puce électronique programmable telle qu'une puce FPGA (pour «Field-Programmable Gate Array»), - un processeur graphique, ou dit GPU (de l'anglais Graphics Processing Unit). Ce dispositif peut comprendre une interface d'entrée 405 pour la réception de données d'entrée et une interface de sortie 407 pour fournir un ensemble de données utiles et/ou piloter un système de caractérisation par exemple, tel qu’un système de spectrométrie de masse en tandem couplé à une chromatographie en phase liquide. À titre d’exemple, l’interface d’entrée 405 peut recevoir des données d’entrée telles qu’une librairie ou une pluralité de librairies (telles que décrites précédemment par exemple) de peptides prédéterminés ou des paramètres pour générer une librairie de peptides prédéterminés, ou encore des ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon mesuré par un spectromètre de masse. En outre, optionnellement, l’interface d’entrée 405 peut être connectée à un spectromètre de masse tel qu’un système de spectrométrie de masse en tandem (spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), couplé à une chromatographie en phase liquide de sorte à permettre la mesure de l’échantillon et recevoir les ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon directement du spectromètre de masse. À titre d’exemple, l’interface de sortie 407 peut fournir, par exemple, une librairie ou une pluralité de librairies (par exemple telles que décrites précédemment) générée de peptides prédéterminés, ou encore une liste d’identification de peptides mesurés dans un échantillon. En outre, optionnellement, l’interface de sortie peut être connectée à un spectromètre de masse tel qu’un système de spectrométrie de masse en tandem couplé à un chromatographie en phase liquide de sorte à permettre le pilotage du spectromètre de masse par exemple, ou de fournir les ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon directement du spectromètre de masse, par exemple les envoyer à un dispositif tiers tel qu’un ordinateur. Selon un exemple, le dispositif 400 peut être un ordinateur 401 comprenant le circuit 403 et la mémoire 402. Selon un autre exemple, le dispositif peut être l’ordinateur du spectromètre de masse. L’ordinateur du spectromètre de masse (MS ou LC-MS/MS) peut être utilisé, par exemple, pour piloter le spectromètre de masse pour effectuer des mesures sur un échantillon, pour générer ou recevoir une ou plusieurs librairies, ou encore pour mettre en œuvre le procédé de la présente divulgation. Pour faciliter l'interaction avec le dispositif 400 ou l'ordinateur 401, un écran 411, un clavier 412, et une souris 413 peuvent être prévus et connectés au circuit informatique 403. Méthode d’analyse La divulgation concerne également une méthode d’analyse des peptides ayant entre 2 et 6 acides aminés d’un échantillon comprenant : i) une étape de traitement de l’échantillon comprenant au moins une étape i 1 ) de marquage d’une extrémité des peptides de l’échantillon par mise en contact de l’échantillon avec un marqueur d’extrémité, ii) une étape d’analyse par chromatographie liquide couplée à un spectromètre de masse, de préférence à un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), iii) une étape de traitement de données mettant en œuvre un procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques tel que décrit dans le présent document. Les peptides, acides aminés, marqueurs d’extrémité, et échantillons analysés sont tels que décrits dans l’aspect ci-dessus. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, les peptides sont des peptides naturels et/ou synthétiques. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, les peptides analysés ont entre 2 et 4 acides aminés. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, les peptides soumis à l’étape ii) contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué et un ou plusieurs acides aminés choisis parmi des acides aminés protéinogènes et des acides aminés modifiés. Dans un ou plusieurs modes de réalisations, l’échantillon est un mélange de petits peptides naturels ou un mélange de peptides issus de la synthèse peptidique. L’échantillon est de préférence un hydrolysat de protéines, par exemple un hydrolysat de protéines de levure, un hydrolysat de protéines végétales, ou un hydrolysat de protéines animales. Dans un ou plusieurs modes de réalisation, l’étape i) de traitement de l’échantillon comprend en outre une étape i 2 ) d’alkylation des peptides de l’échantillon par mise en contact avec un agent d’alkylation, et l’étape i 2 ) précédant de préférence l’étape i 1 ). Cette étape d’alkylation optionnelle est réalisée pour protéger les acides aminés porteurs d’un groupe thiol libre (-SH), tels que la cystéine, de réactions chimiques indésirables pouvant se réaliser lors des étapes suivantes de la méthode telles que des oxydations. La personne du métier sait sélectionner des techniques de chromatographie liquide compatibles pour un couplage avec la spectrométrie de masse. Dans certains modes de réalisation, la chromatographie liquide est une chromatographie liquide en phase inverse, de préférence mise en œuvre avec un gradient d’au moins une heure. Dans certains modes de réalisation, la chromatographie liquide (LC) mise en œuvre est une chromatographie liquide à nanoéchelle (Nano LC) ou une chromatographie liquide à microéchelle (Micro LC). La nano LC est une technique de chromatographie liquide à haute performance (HPLC) utilisée pour séparer et analyser des échantillons avec des débits de l’ordre de centaines de nanoLitres/min (nL/min). Elle partage des principes similaires avec la chromatographie liquide conventionnelle, mais elle opère avec des débits de flux et des volumes d'échantillon beaucoup plus faibles, typiquement à l'échelle des nanoLitres. La micro LC, ou chromatographie liquide à micro-échelle ou LC capillaire, est une technique de chromatographie liquide (LC) qui utilise des colonnes de plus petite taille et des débits de flux réduits de l’ordre de la centaine de microLitres/min (µL/min) par rapport à la chromatographie liquide conventionnelle (HPLC). La micro LC se situe entre la HPLC classique et la nano LC en termes de débits de flux et de taille de colonne. Dans certains modes de réalisation, le spectromètre de masse est équipé d’un analyseur de masse de préférence choisi parmi un analyseur de masse à trappe quadrupolaire et un analyseur de masse à triple quadrupole, de préférence encore est équipé d’un analyseur de masse à haute résolution choisi parmi un analyseur de masse à trappe orbitale, un analyseur de masse à temps de vol (Q-TOF), un analyseur de masse TIMS-TOF (« Trapped Ion Mobility Spectrometry » – « Time-of-Flight ») et un analyseur de masse à résonance cyclotronique à Transformée de Fourier (FT-ICR). La présente divulgation est illustrée de façon non limitative par les exemples suivants. Exemples Exemple 1 : Méthode de détection des peptides courts dans des hydrolysats de protéines. Objectifs Dans cet exemple, on cherche à caractériser les peptides courts présents dans un extrait de levure obtenu par hydrolyse d’une crème de levure. Lors de l’hydrolyse, les protéines de la crème de levure sont fragmentées en peptides qui peuvent être décomposés comme suit : - oligopeptides comprenant entre 5 et 35 acides aminés, - peptides courts ayant entre 2 et 5 acides aminés, - acides aminés libres. Les peptides courts et les acides aminés libres forment les composants majoritaires. Les protéines et les oligopeptides peuvent être analysés par des analyses de protéomique et de peptidomique classiques. Dans une première étape, le mélange peptidique est décomplexifié à l’aide de techniques chromatographiques (chromatographie liquide notamment) ou par électrophorèse capillaire, détectés puis soumis à fragmentation dans le spectromètre de masse afin d’obtenir les informations de séquences en acides aminés. Les données sont typiquement obtenues par une analyse par chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse en tandem (LC-MS/MS). Les données MS et MS/MS sont alors exploitées à l’aide d’un logiciel pour l’identification des peptides par recherche par homologie de masses ( m/z ) et de séquences dans des catalogues de données protéiques. Toutefois, ces techniques ne sont pas fiables pour des peptides de petite taille, c’est pourquoi la plupart des logiciels ne permettent pas l’analyse de peptides comprenant moins de 5 ou 6 acides aminés. Il est ici proposé une méthode permettant d’analyser le contenu protéique d’extrait de levures hydrolysés. Nous avons identifié que les peptides courts, qui sont parmi les composants majoritaires des extraits de levure, présentent des difficultés analytiques par LC-MS/MS liés à leurs propriétés physicochimiques que cela soit en termes de séparation et récupération ou en détection par spectrométrie de masse (les peptides courts ne rentrent pas dans les fenêtres de détection de spectromètre). En outre, leur petite taille diminue la fiabilité de leur identification par homologie de séquence. Nous avons mis au point une méthode systématique et non ciblée permettant l’identification d’un grand nombre de peptides courts dans des mélanges complexes telles que des matrices alimentaires, des hydrolysats de protéines. La méthode mise au point repose sur deux volets : la mise en œuvre d’une méthode analytique comprenant un traitement de l’échantillon visant à marquer les peptides courts par dansylation, et une analyse instrumentale par LC-MS/MS, suivie d’un traitement de données visant à identifier la séquence des peptides courts dansylés dans l’échantillon à partir du jeu de données générant les peptides courts dansylés sur leur partie N -terminale. L’étape de dansylation est de préférence précédée d’une étape d’alkylation car sans cette étape, nous avons constaté qu’il était difficile de détecter les acides aminés comprenant des groupes thiols libres sensibles à l’oxydation, en particulier la cystéine. Cette étape d’alkylation permet de protéger le groupe thiol libre et de mieux le détecter après le marquage. L’étape de traitement de données repose sur l’utilisation d’un catalogue de peptides courts adapté et calculé, qui ne correspond pas à un catalogue comprenant un ensemble des peptides issus de la digestion de protéines endogènes ou encore non marquées (directement accessible en ligne ou bien généré par digestion in silico à partir de protéines contenues dans une base de données) comme c’est classiquement le cas, mais à un catalogue comprenant toutes les combinaisons possibles des acides aminés naturels et modifiés menant à des dipeptides, tripeptides, et tétrapeptides, dansylés en leur extrémité N -terminale, soit un catalogue comprenant environ 6 250 000 peptides prédéterminés pour N=50. Matériels et méthodes Traitement de l’échantillon Les peptides dans un échantillon donné, typiquement un hydrolysat de protéines de levure sont alkylés puis dansylés. Alkylation Les peptides sont alkylés pour protéger les peptides comprenant des groupes thiol libres. Le protocole est le suivant : L’échantillon est incubé pendant 1 h à température ambiante et à l’obscurité avec 5 mM d’iodoacétamide dans 100 mM ammonium bicarbonate (ABC) à pH 8,8. Marquage de l’extrémité N-terminale au chlorure de dansyl Le protocole est le suivant : . Suspendre 1 mg de l’échantillon dans 1 mL de tampon ammonium bicarbonate (ABC) 100 mM pH 8,8. . Suspendre 1 mg de l’échantillon dans 1 mL de tampon ammonium bicarbonate (ABC) 100 mM pH 8,8. . Prendre un aliquot de 25 µL de l’échantillon suspendu et mélanger avec 12,5 µL d’acétonitrile (ACN) et 12,5 µL de tampon ABC 100 mM pH 8,8. . Vortexer le mélange. . Ajouter 25 µL d’une solution de 18 mg/mL de chlorure de dansyl solubilisé dans l’ACN et homogénéiser au vortex. . Incuber pendant 1 h à 40 °C. . Arrêter la réaction en ajoutant 5 µL de NaOH 250 mM (pour enlever l’excès du chlorure de dansyl) (étape de quench) et homogénéiser au vortex. . Réchauffer le mélange pendant 10 min à 40 °C. . Ajouter 25 µL d’acide formique (AF) 425 mM (dilué dans une solution 50/50 ACN/eau) et homogénéiser au vortex. . Evaporer au SpeedVac. . Reconstituer le produit sec dans 100 µL d’eau. . Filtrer l’échantillon sur une plaque de 96 puits munie de membrane PVDF (pore 0,45 µm) (après avoir mouillé les puits avec 100 µL de 70% EtOH et les lavé 2 fois avec 200 µL d’eau milliQ), afin d’enlever les agrégats. Ne pas sécher. . Lancer l’analyse instrumentale par LC-MS/MS en diluant le filtrat à 1/10 dans de l’eau + 0.1% AF et en injectant 1 µL de la dilution dans l’instrument. Analyse instrumentale par LC-MS/MS Les peptides dansylés sont analysés par chromatographie en phase liquide couplée à la spectrométrie de masse en tandem. Les étapes de cette analyse sont : a. Séparation des peptides dansylés par chromatographie liquide b. Détection des ions de peptides dansylés (parents) par MS (spectre ion parent) c. Fragmentation en MS/MS (spectre ions fragments issus d’un ion parent). Chromatographie liquide La chromatographie liquide réalisée est une chromatographie nanoéchelle liquide (nano-LC) avec une colonne C18 (Acclaim™ PepMap™ 100 C18) classiquement utilisée en protéomique. Le gradient est de plus d’une heure par exemple de deux heures pour améliorer la résolution de la chromatographie. Détection La détection est réalisée par spectrométrie de masse en tandem. Les ions précurseurs sont détectés en MS et fragmentés en MS/MS. Un analyseur de masse de haute résolution à trappe orbitale en mode ion positif est utilisé. Le détecteur permet d’obtenir des ensembles d’informations pour chaque peptide mesuré, tels que les ensembles d’informations décrits précédemment. Traitement des données Le procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques précédemment présenté peut être mis en œuvre, par exemple par un dispositif tel que présenté en FIG. 4 , en utilisant les ensembles d’informations obtenus ci-dessus. Résultats Le contenu protéique en peptides courts au sein de l’échantillon a été caractérisé. Les séquences de tous les peptides courts présents dans l’échantillon (entre 350 et 500 peptides courts de séquences différentes) ont été identifiées. La mise en œuvre de la méthode permet de caractériser les peptides courts en mélange complexe, et leurs effets en termes de propriétés technologiques et organoleptiques des hydrolysats ou matrices alimentaires dans lesquels ils sont présents. Les expressions telles que "comprendre", "inclure", "incorporer", "contenir", "être" et "avoir" doivent être interprétées de manière non exclusive lors de l'interprétation de la description et de ses revendications associées. Le procédé ne se limite pas aux exemples de modes de réalisation décrits ci-avant, seulement à titre d’exemple, mais elle englobe toutes les variantes que pourra envisager l’homme de l’art dans le cadre des revendications ci-après. Bien que décrits à travers un certain nombre d’exemples de réalisation détaillés, le procédé proposé et le dispositif pour la mise en œuvre d’un mode de réalisation du procédé comprennent différentes variantes, modifications et perfectionnements qui apparaîtront de façon évidente à l’homme de l’art, étant entendu que ces différentes variantes, modifications et perfectionnements font partie de la portée de la présente divulgation, telle que définie par les revendications qui suivent. De plus, différents aspects et caractéristiques décrits ci-dessus peuvent être mis en œuvre ensemble, ou séparément, ou bien substitués les uns aux autres, et l’ensemble des différentes combinaisons et sous-combinaisons des aspects et caractéristiques font partie de la portée de la présente divulgation. En outre, il se peut que certains systèmes et équipements décrits ci-dessus n’incorporent pas la totalité des modules et fonctions décrits pour les modes de réalisation préférés. Procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques de peptides comprenant entre 2 et 6 acides aminés présents dans un échantillon, le procédé étant mis en œuvre par un ordinateur comprenant un circuit et une mémoire, la mémoire comprenant : - au moins une librairie de peptides prédéterminés comprenant entre 2 et 6 acides aminés, chaque peptide prédéterminé est défini par une séquence peptidique, la librairie comprenant pour chaque peptide prédéterminé : ● les acides aminés constituant la séquence peptidique avec au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité, et un rapport masse/charge ( m/z ) total pour la séquence peptidique, ● des ions fragments calculés à partir de la séquence peptidique, lesdits ions fragments calculés étant associés respectivement à des rapports masse/charge, au moins un ou une pluralité d’ions fragments calculés comprennent le marqueur d’extrémité, - des ensembles d’informations associés respectivement à des peptides présents dans l’échantillon, dits peptides mesurés, mesurés par un spectromètre de masse, chaque peptide mesuré comporte une séquence peptidique ayant au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec un marqueur d’extrémité, chaque ensemble d’informations d’un peptide mesuré comporte au moins un spectre MS/MS comprenant un rapport masse/charge total du peptide mesuré et un ou une pluralité de rapports masse/charge des ions fragments mesurés, les peptides mesurés et les peptides prédéterminés étant marqués à la même extrémité par le même marqueur d’extrémité, pour chaque ensemble d’informations d’un peptide mesuré, le procédé comprend : /a/ une détermination (110) d’une sélection de peptides prédéterminés à partir de la librairie et dudit au moins un spectre MS/MS, chaque peptide prédéterminé de la sélection ayant un rapport masse/charge total égal au rapport masse/charge total du peptide mesuré selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée, /b/ une détermination (120) de l’acide aminé d’extrémité marqué du peptide mesuré par comparaison des rapports masse/charge des ions fragments mesurés avec les rapports masse/charge des ions fragments calculés des peptides prédéterminés de la sélection selon une plage d’erreur inférieure à une valeur prédéterminée, /c/ une détermination (130) d’au moins une séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré à partir des ions fragments calculés de la sélection, de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé et des ions fragments mesurés, - un rendu (140) d’une liste d’identification de peptides mesurés dans ledit échantillon dans laquelle chaque peptide mesuré de la liste est défini par une séquence peptidique reconstruite. Procédé selon la revendication précédente, les ions fragments calculés sont calculés à partir de la séquence peptidique en appliquant une méthode de fragmentation sur la séquence peptidique, de préférence, la méthode de fragmentation est identique à la méthode de fragmentation du spectromètre de masse. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel la librairie de peptides prédéterminés comprend toutes les séquences peptidiques possibles de 2 à 6 acides aminés obtenues à partir d’un groupe de N acides aminés, chaque séquence de la librairie prédéterminée définit un peptide prédéterminé de la librairie et comprend en outre un acide aminé d’extrémité qui est marqué avec le marqueur d’extrémité, de préférence la librairie comprend au moins un peptide prédéterminé qui est décliné en une pluralité de peptides prédéterminés chargés, chaque peptide prédéterminé chargé présentant la même séquence peptidique que ledit au moins un peptide prédéterminé et une charge respective. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel l’extrémité marquée de l’acide aminé d’extrémité marqué est N -terminale et/ou C -terminale, de préférence N -terminale. Procédé selon l’une quelconque des revendications, dans lequel le rapport masse/charge ( m/z ) total d’un peptide prédéterminé est déterminé à partir des rapports masse/charge des résidus d’acides aminés constituant la séquence du peptide prédéterminé. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le spectromètre de masse est un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), de préférence couplé à une chromatographie en phase liquide (LC). Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel en /c/, ladite au moins une séquence peptidique d’un peptide mesuré est reconstruite à partir : - de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé, - des comparaisons entre les rapports masse/charge des ions fragments mesurés et des ions fragments calculés. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel la mémoire comprend au moins une première librairie et une deuxième librairie, la première librairie comprenant les acides aminés constituant la séquence peptidique avec au moins un acide aminé d’extrémité marqué avec le marqueur d’extrémité, et le rapport masse/charge ( m/z ) total pour la séquence peptidique, et la deuxième librairie étant déterminée seulement pour les peptides prédéterminés de la sélection, la deuxième librairie comprenant au moins les peptides prédéterminés de la sélection, et comprenant des ions fragments calculés respectivement à partir des séquences peptidiques des peptides prédéterminés de la sélection, les ions fragments calculés étant associés respectivement à des rapports masse/charge, au moins un ou une pluralité d’ions fragments calculés comprennent le marqueur d’extrémité. Procédé selon la revendication précédente en combinaison avec l’une des revendications 2 et 3, dans lequel la deuxième librairie est déterminée à partir d’au moins une méthode de fragmentation appliquée sur les peptides prédéterminés de la sélection. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel lorsqu’une pluralité de séquences peptidiques reconstruites est déterminée pour un même peptide mesuré en /c/, le procédé comprend en outre : /d/ calculer, pour chaque séquence peptidique reconstruite, un score à partir de l’ensemble d’informations associé au peptide mesuré et de la séquence peptique reconstruite, /e/ sélectionner la séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré à partir d’une comparaison des scores des séquences peptidiques reconstruites, la séquence peptidique présentant le score le plus élevé étant sélectionnée. Procédé selon la revendication précédente, chaque rapport masse/charge des ions fragmentés mesurés est respectivement associé à une intensité dans le spectre MS/MS, et dans lequel le score de chaque séquence peptidique reconstruite pour un même peptide mesuré est déterminé à partir de l’équation suivante : de préférence, seuls les ions fragments mesurés présentant ledit marqueur d’extrémité sont utilisés pour calculer un score d’une séquence peptidique. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel en /b/ un ou une pluralité d’acides aminés d’extrémité marqués est déterminée, et dans lequel en /c/, pour chaque acide aminé d’extrémité marqué déterminé, au moins une séquence peptidique reconstruite pour le peptide mesuré est déterminée à partir des ions fragments calculés de la sélection, de l’acide aminé d’extrémité marqué déterminé et des ions fragments mesurés. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel la liste comprend des temps de rétention respectivement associés aux peptides mesurés, chaque temps de rétention étant obtenu à partir de l’ensemble d’informations utilisé pour déterminer une séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel chaque peptide mesuré de la liste est associé, par un moyen d’identification, à l’ensemble d’informations utilisé pour déterminer la séquence peptidique reconstruite du peptide mesuré. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel la liste comprend des intensités respectivement associées aux peptides mesurés, chaque intensité étant obtenue à partir de l’ensemble d’informations utilisé pour déterminer une séquence peptidique reconstruite d’un peptide mesuré, et chaque peptide mesuré de la liste comprend une valeur de proportion du peptide dans le mélange, la valeur de proportion « Qp », pour chaque peptide mesuré de la liste, est calculée à partir de : Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel les peptides sont des peptides naturels et/ou des peptides synthétiques. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel les peptides contiennent au moins un acide aminé d’extrémité marqué et un ou plusieurs acides aminés choisis parmi des acides aminés protéinogènes ou des acides aminés modifiés. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel l’échantillon est un hydrolysat de protéines, de préférence est un hydrolysat de protéines de levure, un hydrolysat de protéines végétales, ou un hydrolysat de protéines animales. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel l’acide aminé d’extrémité marqué est un acide aminé d’extrémité N -terminale marqué par un marqueur d’extrémité N -terminale sélectionné parmi le dansyl, le dabsyl, le 1-naphtyl isocyanate (IsoC), ou le 1-naphtyl isothiocyanate, chacun de ces marqueurs d’extrémité pouvant optionnellement être marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), d’azote 15 ( 15 N), et/ou de soufre 34 ( 34 S). Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel l’acide aminé d’extrémité marqué est un acide aminé d’extrémité C -terminale marqué par un marqueur d’extrémité C -terminale sélectionné parmi la 2-( N,N ’ -diméthylamino)-1-éthylamine (DMED) et la 3-( N,N’ -diméthylamino)-1-propylamine (DMAPA), chacun de ces marqueurs d’extrémité pouvant optionnellement être marqué par un ou plusieurs atomes de carbone 13 ( 13 C), de deutérium (D), et/ou d’azote 15 ( 15 N). Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel les peptides ont été soumis à un traitement protecteur du groupe thiol libre, typiquement un traitement d’alkylation, les rapports masse/charge des peptides prédéterminés de la librairie prenant en compte le traitement protecteur du groupe thiol libre de la cystéine. Méthode d’analyse des peptides ayant entre 2 et 6 acides aminés d’un échantillon comprenant : i) une étape de traitement de l’échantillon comprenant au moins une étape i 1 ) de marquage d’une extrémité des peptides de l’échantillon par mise en contact de l’échantillon avec un marqueur d’extrémité, ii) une étape d’analyse par chromatographie liquide couplée à un spectromètre de masse, de préférence à un spectromètre de masse avec une capacité d’analyse en tandem (MS/MS), iii) une étape de traitement de données mettant en œuvre un procédé d’identification non ciblée de séquences peptidiques tel que défini dans l’une quelconque des revendications précédentes. Méthode selon la revendication précédente, dans laquelle l’étape i) de traitement de l’échantillon comprend en outre une étape i 2 ) d’alkylation des peptides de l’échantillon par mise en contact avec un agent d’alkylation, et dans laquelle l’étape i 2 ) précède de préférence l’étape i 1 ). Méthode selon l’une quelconque des revendications 22 ou 23, dans laquelle la chromatographie liquide est une chromatographie liquide en phase inverse, de préférence mise en œuvre avec un gradient d’au moins une heure. Méthode selon l’une quelconque des revendications 23 à 24, dans lequel le spectromètre de masse est équipé d’un analyseur de masse de préférence choisi parmi un analyseur de masse à trappe quadrupolaire ou un analyseur de masse à triple quadrupole, de préférence encore est équipé d’un analyseur de masse à haute résolution choisi parmi un analyseur de masse à trappe orbitale, un analyseur de masse Q-TOF, un analyseur de masse TIMS-TOF, et un analyseur de masse FT-ICR. Programme informatique comportant des instructions pour la mise en œuvre du procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 21 lorsque ce programme est exécuté par un processeur. Support d’enregistrement non transitoire lisible par un ordinateur sur lequel est enregistré un programme pour la mise en œuvre du procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 21 lorsque ce programme est exécuté par un processeur.