FR 3149907 A1 20241220 FR 2306166 A 20230616 La présente invention porte sur un modèle d’épithélium intestinal reproduisant fidèlement les mécanismes physiopathologiques observés in vivo dans le cadre d’un état inflammatoire de la barrière intestinale. Le modèle selon la présente invention comprend deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable. Le premier compartiment, correspondant au pôle apical de l’épithélium intestinal, comprend une coculture de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes. Le deuxième compartiment, correspondant au pôle basolatéral de l’épithélium intestinal, comprend une culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages. Le modèle selon la présente invention est caractérisé par le fait que les cellules contenues dans le premier compartiment produisent de l’interleukine (IL-6) à une concentration supérieure à 100 pg/mL, et de l’interleukine 8 (IL-8) à une concentration supérieure à 150 pg/mL, et les cellules contenues dans le deuxième compartiment produisent du facteur de nécrose tumorale α (TNF-α) à une concentration supérieure à 40 pg/mL et de l’interleukine 1β (IL-1β) à une concentration supérieure à 90 pg/mL. La présente invention porte également sur le procédé permettant d’obtenir ce modèle ainsi que sur une méthode de sélection de composés candidats pour le traitement des maladies inflammatoires de l’intestin en vérifiant leur capacité à enrayer l’inflammation dès l’augmentation de la perméabilité ou de vérifier la restauration de la perméabilité et de la couche de mucus. Modèle in vitro de barrière intestinale inflammée La présente invention porte sur le domaine des modèles cellulaires et particulièrement sur un modèle in vitro de barrière intestinale inflammée. L’invention porte également sur la méthode permettant d’obtenir ce modèle ainsi que sur ses utilisations. L'épithélium intestinal forme une barrière protectrice et perméable qui joue un rôle majeur dans la défense de l'hôte contre le microenvironnement luminal, tout en conservant une perméabilité et une absorption sélectives des nutriments. L'épithélium est recouvert d'une monocouche composée de différentes cellules épithéliales intestinales, telles que les entérocytes, les cellules caliciformes, les cellules M ou encore les cellules de Paneth, et coopère avec les cellules immunitaires dans la lamina propria. Une bonne coopération entre toutes ces cellules maintient l'homéostasie intestinale et l'intégrité de la muqueuse, qui sont mises à l'épreuve quotidiennement par des facteurs externes dans l'environnement luminal. Les défauts de la fonction de barrière intestinale sont associés à des maladies du tractus gastro-intestinal, telles que les maladies inflammatoires chroniques de l'intestin (MICI). L'étiologie exacte des MICI est inconnue, bien que de multiples causes soient impliquées. Des études ont rapporté qu'au cours des MICI, le rôle de l'épithélium intestinal comme barrière physique et immunitaire peut être perturbé (Ramos et Papadakis, Mayo Clinic proceedings (2019), 94(1), 155–165). On observe notamment une réponse inflammatoire inappropriée qui peut être expliquée par une augmentation de la perméabilité de la barrière intestinale, une altération de la barrière immunitaire et une coopération anormale entre la microflore intestinale et la barrière intestinale (Rogler, The Lancet. Gastroenterology & Hepatology (2017), 2(7), 521–530). Plusieurs modèles in vitro , ex vivo et in vivo représentant les manifestations physiopathologiques de la maladie ont été développés pour l’étude et le développement de traitements médicamenteux. Bien que très intéressants pour étudier la physiologie d’un organisme dans son ensemble, les modèles in vivo présentent de nombreuses limites dues notamment aux différences inter-espèces qui rendent les extrapolations à l’homme difficile, ou encore à des questions d’éthique. Les modèles in vitro utilisant des cellules humaines ont l'avantage de réduire l'expérimentation animale et d’offrir la possibilité de tester des traitements de manière simple et reproductible. Utilisée à l'origine dans le cadre de la recherche sur le cancer, la monoculture de cellules Caco-2, une lignée immortalisée de cellules d’adénocarcinome colorectal humain, est maintenant reconnue comme un modèle valable d'épithélium de l'intestin grêle. Il a notamment été démontré que les cellules Caco-2 sont capables de produire des marqueurs inflammatoires en réponse à d'autres cytokines telles que l'interleukine IL1-β, le facteur de nécrose tumorale TNF-α et/ou l'interféron IFN-γ (Rodriguez-Ramiro et al., The British Journal of Nutrition (2013), 110(2), 206–215 ; Hollebeeck et al., Food & Function (2012), 3(8), 875–885) et/ou dans certains cas, en réponse à des stimuli externes comme le contact avec les lipopolysaccharides (LPS) présents sur les membranes des micro-organismes (Weglarz et al., Digestive Diseases and Sciences (2007), 52(1), 93–102). Malheureusement, l’utilisation d’une monoculture de Caco-2 comme seul type de cellules intestinales ne permet pas de reproduire fidèlement la composition complexe de la barrière intestinale. Une telle monoculture ne permet notamment pas d’obtenir une perméabilité similaire à la barrière intestinale ainsi qu’une couche de mucus du côté luminal, ce qui limite fortement les études d'absorption et de perméabilité. Dans ce cadre, plusieurs modèles basés sur des cocultures ont été développés pour mieux représenter la composition complexe de la barrière intestinale (Béduneau et al., European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics (2014), 87(2), 290–298). Parmi ceux-ci, nous pouvons notamment citer le modèle de coculture Caco-2/HT29-MTX, qui fournit un système plus pertinent sur le plan physiologique, puisqu’il inclut les cellules HT29-MTX productrices de mucus qui imitent la fonction des cellules caliciformes (Lesuffleur et al., Cancer Research (1990), 50(19), 6334–6343). Les modèles de coculture in vitro utilisent fréquemment des systèmes d'insertion composés de membranes poreuses rigides pour réaliser des études de perméabilité (Pan et al., International Journal of Food Sciences and Nutrition (2015), 66(6), 680–685). Par la suite, un modèle de tri-culture basé sur la combinaison du modèle de coculture Caco-2/HT29-MTX avec les cellules monocytaires humaines THP-1 différenciées en un phénotype adhérent de type macrophage a été développé. Un état correspondant à un état inflammatoire a été obtenu en stimulant les cellules THP-1 avec un cocktail d'activateurs inflammatoires comprenant du LPS et les cytokines pro-inflammatoires IL-1β et TNF-α (Kaulmann et al., Molecular Nutrition & Food Research (2016), 60(5), 992–1005). Néanmoins, ce type de modèle ne prend pas en compte la modification de la composition du mucus et de la perméabilité de la monocouche cellulaire, comme décrit dans les modèles in vivo (Michielan et D’Incà, Mediators of Inflammation (2015), 2015 628157) ou retrouvée chez les patients atteints de MICI (Söderholm et al., G astroenterology (1999), 117(1), 65–72). La barrière intestinale inflammée est caractérisée par diverses caractéristiques dont une modification de la composition du mucus, une modification des jonctions intercellulaires provoquant une augmentation de la perméabilité membranaire s’associant à une exposition aux antigènes bactériens qui entretient l’état inflammatoire, une modification de la composition du microbiote intestinal, et un recrutement de cellules inflammatoires sécrétant des chimiokines pro-inflammatoires qui alimentent la réaction immunitaire. Un « bon » modèle doit donc permettre de retrouver toutes ces caractéristiques. Malheureusement, il n’existe pas, à l’heure actuelle, de modèles in vitro permettant de modéliser fidèlement et dans son ensemble l'état de la barrière intestinale inflammée. Dans ce contexte, le développement de médicaments anti-inflammatoires pour le traitement des MICI et de l'inflammation des tissus intestinaux nécessite une évaluation chez l'animal afin de vérifier l'efficacité de ces substances. Il existe donc un réel besoin pour un modèle d’épithélium intestinal fiable permettant de reproduire fidèlement un état d’inflammation de la barrière intestinale. Un tel modèle doit notamment permettre d’observer une modification de la composition du mucus ainsi qu’une altération de la perméabilité de la monocouche cellulaire. Ceci permettrait de limiter le recours à l'expérimentation animale dans l’étude des maladies inflammatoires de l’intestin, notamment dans la recherche de potentiels candidats thérapeutiques pouvant être appliqués à ces maladies. Résumé L’invention est définie par les revendications. Les présents inventeurs sont parvenus à développer un modèle d’épithélium intestinal reproduisant fidèlement les mécanismes physiopathologiques observés in vivo dans le cadre d’un état inflammatoire de la barrière intestinale. Ce nouveau modèle permet de prendre en compte la modification de la composition du mucus, l’effet de la perméabilité de la muqueuse intestinale sur la capacité de passage des molécules à travers l’épithélium inflammé et leur capacité à interagir avec les cellules épithéliales, mais également de mimer la présence des cellules immunitaires infiltrées dans l’épithélium intestinal lors d’une inflammation. Le modèle selon la présente invention peut être utilisé afin d’identifier et de sélectionner des molécules ou des systèmes les véhiculant ayant un effet thérapeutique dans le cadre des maladies inflammatoires de l’intestin, et permet ainsi de limiter l’utilisation de modèles animaux. Les inventeurs ont démontré que le présent modèle est stable dans le temps et très facilement reproductible. On y retrouve les mécanismes physiopathologiques observés dans les MICI, dont la modification de la composition du mucus, l’augmentation de la perméabilité membranaire en lien avec la modification des jonctions intercellulaires et la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires. Le modèle d’épithélium intestinal inflammé selon la présente invention est basé sur une tri-culture de cellules Caco-2/HT29-MX/THP-1 qui ont été traitées avec différents composés. Les inventeurs ont démontré qu’un traitement d’une tri-culture de cellules Caco-2/HT29-MX/THP-1 par des composés tels que du DSS et du LPS permettait de récréer fidèlement les conditions observées dans une barrière intestinale inflammée. Bien qu’utilisé dans certains modèles pour induire des inflammations in vivo , le mécanisme par lequel le DSS agit sur la perméabilité intestinale reste flou. Les études utilisant du DSS afin d’induire une inflammation chez certaines souches de rongeurs comprennent plusieurs jours d’exposition au DSS. Or, dans le cadre de la présente invention, les inventeurs ont démontré qu’une courte application de DSS in vitro permettait d’obtenir un modèle fidèle d’épithélium intestinal inflammé. Le traitement de la tri-culture de cellules Caco-2/HT29-MX/THP-1 par des composés tels que du DSS et du LPS permet d’obtenir un modèle présentant des caractéristiques bien définies, notamment d’un point de vue de l’expression des cytokines pro-inflammatoires, de l’expression des mucines, et de la résistance électrique transépithéliale mesurée. Ainsi, selon un premier aspect, la présente invention porte sur un modèle d’épithélium intestinal comprenant deux compartiments séparés par une membrane semiperméable, ledit modèle comprenant : - dans le premier compartiment, correspondant au pôle apical de l’épithélium intestinal, une coculture de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes; et - dans le deuxième compartiment, correspondant au pôle basolatéral de l’épithélium intestinal, une culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages, ledit modèle étant caractérisé en ce que les cellules contenues dans le premier compartiment produisent de l’interleukine (IL-6) à une concentration supérieure à 100 pg/mL, et de l’interleukine 8 (IL-8) à une concentration supérieure à 150 pg/mL ; et les cellules contenues dans le deuxième compartiment produisent du facteur de nécrose tumorale α (TNF-α) à une concentration supérieure à 40 pg/mL et de l’interleukine 1β (IL-1β) à une concentration supérieure à 90 pg/mL. Le modèle selon la présente invention présente également une résistance électrique transépithéliale inférieure à 85% par rapport à la résistance électrique transépithéliale mesurée dans un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle, et une expression altérée des mucines. L’expression de la mucine MUC2 est notamment réduite d’au moins 30% par rapport à un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle, et l’expression de la mucine MUC5AC est augmentée d’au moins 50% par rapport à un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle. Selon un deuxième aspect, la présente invention porte également sur un procédé pour obtenir un modèle d’épithélium intestinal comprenant les étapes suivantes : - la culture, dans un support comprenant deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable, de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes dans le premier compartiment, et de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages dans le deuxième compartiment ; et - la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du sulfate de dextran sodique (DSS), de l’acide trinitrobenzènesulfonique (TNBS) et de l’acide dinitrobenzènesulfonique (DNBS) ; Puis - la mise en contact des cellules monocytaires THP-1 différenciées contenues dans le deuxième compartiment avec un composé choisi dans le groupe constitué des lipopolysaccharides (LPS), du TNF-α, de l’interféron-γ (IFN-γ) et de l’IL-1β ; ou - le remplacement dudit au moins un composé choisi parmi le DSS, le TNBS et le DNBS par du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Les inventeurs ont démontré que le modèle selon la présente invention, en reproduisant fidèlement l’état de l’épithélium inflammé, permet de sélectionner de manière fiable des composés ayant une activité thérapeutique dans le cadre des maladies inflammatoires de l’intestin. Les inventeurs ont en effet démontré que le modèle selon la présente invention permettait, par exemple, d’observer les effets de la bétaméthasone, un corticoïde synthétique utilisé principalement pour son effet anti-inflammatoire, dans le traitement des MICI. Aussi, selon un troisième aspect, la présente invention porte sur un procédé pour la sélection de composés candidats pour le traitement des maladies inflammatoires de l’intestin, ledit procédé comprenant les étapes de : A) mise en contact d’un composé candidat avec le modèle d’épithélium intestinal selon la présente invention; B) sélection du composé s’il permet d’obtenir, dans ledit modèle, au moins un des effets a) à e) suivants a) Une diminution d’au moins 10% du niveau d’IL-6 et/ou d’IL-8 dans le premier compartiment ; b) Une diminution d’au moins 10% du niveau de TNF-α et/ou d’IL-1β dans le deuxième compartiment ; c) Une augmentation de l’expression de MUC2 d’au moins 5% ; d) Une diminution de l’expression de MUC5AC d’au moins 5% ; e) Une augmentation de la résistance électrique transépithéliale d’au moins 10%. Fig. 1 : Effet d’une stimulation par DSS (5% m/V) au niveau apical et d’une exposition par LPS (100 ng/mL) au niveau basolatéral sur la synthèse des cytokines pro-inflammatoires TNF- α /IL-1 β synthétisées par les macrophages et IL-6/IL-8 par les cellules intestinales . Cette figure montre la synthèse des cytokines pro-inflammatoires TNF-α/IL-1β par les macrophages et IL-6/IL-8 par les cellules intestinales, après mise en contact des cellules Caco-2/HT29-MTX avec DSS et des cellules THP-1 avec LPS. Fig. 2 : Effet d’une stimulation par DSS (5% m/V) au niveau apical et d’une exposition par LPS (100 ng/mL) au niveau basolatéral sur l’expression de MUC2, MUC5AC, ZO-1 et Claudin-1 par des cellules Caco-2/HT29-MTX . Cette figure montre les niveaux d’expression des mucines MUC2 et MUC5AC et des jonctions serrées ZO-1 et Claudin-1, après mise en contact des cellules Caco-2/HT29-MTX avec DSS et des cellules THP-1 avec LPS. Fig. 3 : Effet de la bétaméthasone (100 μ M) au niveau apical sur la synthèse des cytokines pro-inflammatoires TNF- α /IL-1 β synthétisées par les macrophages et IL-6/IL-8 par les cellules intestinales, après induction de l’inflammation. Cette figure montre la synthèse des cytokines pro-inflammatoires TNF-α/IL-1β par les macrophages et IL-6/IL-8 par les cellules intestinales, après induction de l’inflammation et traitement au niveau apical par la bétaméthasone. Fig. 4 : Effet de la bétaméthasone (100 μ M) au niveau apical sur l’expression de MUC2, MUC5AC, ZO-1 et Claudin-1 par les cellules Caco-2/HT29-MTX, après induction de l’inflammation . Cette figure montre les niveaux d’expression des mucines MUC2 et MUC5AC et des jonctions serrées ZO-1 et Claudin-1, après induction de l’inflammation et traitement au niveau apical par la bétaméthasone. Description détaillée de l’invention Un premier aspect de la présente invention porte sur un modèle d’épithélium intestinal comprenant deux compartiments séparés par une membrane semiperméable, ledit modèle comprenant : - dans le premier compartiment, correspondant au pôle apical de l’épithélium intestinal, une coculture de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes; et - dans le deuxième compartiment, correspondant au pôle basolatéral de l’épithélium intestinal, une culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages, ledit modèle étant caractérisé en ce que les cellules contenues dans le premier compartiment produisent de l’interleukine (IL-6) à une concentration supérieure à 100 pg/mL, et de l’interleukine 8 (IL-8) à une concentration supérieure à 150 pg/mL ; et les cellules contenues dans le deuxième compartiment produisent du facteur de nécrose tumorale α (TNF-α) à une concentration supérieure à 40 pg/mL et de l’interleukine 1β (IL-1β) à une concentration supérieure à 90 pg/mL. La présente invention vise à fournir un modèle d’épithélium intestinal. Le modèle selon l’invention est de manière avantageuse un modèle d’épithélium intestinal de vertébré, particulièrement d’humain. Le modèle selon l’invention comprend donc deux compartiments. Chaque compartiment représente un pôle spécifique de l’épithélium intestinal. Comme le sait l’homme du métier, la paroi du tractus gastro intestinal des vertébrés comporte plusieurs couches caractéristiques et est donc orientée. La couche la plus interne est l’épithélium intestinal (et donc la partie reproduite dans le cadre du modèle selon la présente invention) qui borde l’intérieur du tractus, la lumière. La couche tissulaire sous-jacente, la sous-muqueuse, est faite de tissu conjonctif et est adossée à des couches de muscles lisses. Une autre couche, la séreuse, composée d’épithélium et de tissu conjonctif, recouvre la surface externe du tractus. Le pôle dit « apical » est le pôle qui est en contact avec la lumière, par opposition au pôle « basolatéral » qui correspond au pôle du côté de la surface externe du tractus digestif. Le modèle selon la présente invention vise à reproduire l’épithélium intestinal. Il comprend deux compartiments : l’un correspondant au pôle apical de l’épithélium intestinal, c’est-à-dire la partie en contact avec la lumière intestinale, et l’autre correspondant au pôle basolatéral, c’est-à-dire la partie en contact avec la sous-muqueuse. Chaque compartiment est un milieu de culture propre. Dans le cadre de la présente invention, les deux compartiments sont séparés par une " membrane semi-perméable ", c’est-à-dire par une membrane avec des pores de diamètre pouvant aller de 0,2 à 10 µm, de préférence de 0,4 à 8 µm. Un exemple de matériau de membrane pour la membrane semi-perméable comprend, sans s'y limiter, le polycarbonate (PC), le poly(chlorure de diallyldiméthylammonium) (PDDA), le polyamide (PA) ou le polyéthylène téréphtalate (PET). L’homme du métier connait de nombreux supports qui peuvent être utilisés dans le cadre de la présente invention. Selon un mode particulièrement avantageux, les compartiments utilisés sont des inserts de culture cellulaire. Une technologie particulièrement adaptée à cet effet est la technologie Transwell®. De tels inserts sont couramment utilisés comme supports dans le cadre de modèles d’épithéliums intestinaux (voir par exemple Rahman et al., International Journal of Molecular Sciences , 22 (24), 13472). Dans le cadre de la présente invention, le compartiment correspondant au pôle apical de l’épithélium intestinal (compartiment supérieur du Transwell® lorsque cette technologie est utilisée) comprend une coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX. Par « coculture » on entend ici une culture conjointe, dans le même milieu, de ces deux lignées cellulaires. Les « cell ules Caco -2 » correspondent à une lignée cellulaire immortalisée de cellules d'adénocarcinome colorectal humain. Les cellules Caco-2 sont capables de se différencier spontanément en entérocytes, et expriment après différenciation les principaux systèmes enzymatiques rencontrés dans les entérocytes de l’épithélium intestinal. Il s’agit de la lignée cellulaire la plus utilisée comme modèle intestinal pour les études d'absorption, de transport et de biodisponibilité. L’homme du métier peut aisément obtenir de telles cellules. Elles sont, par exemple, disponibles sous la référence HTB-37™ auprès de l’American Type Culture Collection (ATCC). Dans le cadre de la présente invention, les cellules Caco-2 utilisées dans le modèle d’épithélium intestinal sont différenciées en entérocytes. L’homme du métier sait parfaitement quelles conditions utiliser pour obtenir une différenciation complète d’une population de cellules Caco-2 en entérocytes. Une méthode pour ce faire est par exemple divulguée dans la partie expérimentale de la présente demande. Les « cellules HT29 -MTX » correspondent à une sous-population stable de cellules sécrétrices de mucus obtenues après avoir traité les cellules de cancer colorectal humaines HT29 au méthotrexate (Lesuffleur et al., Cancer research 50.19 (1990): 6334-6343). Les cellules HT29-MTX se différencient spontanément en cellules caliciformes. Elles ont la capacité de produire du mucus de type MUC2 qui est majoritairement produit dans l’intestin grêle et le côlon. Ces cellules sont largement utilisées dans les systèmes de coculture avec la lignée cellulaire Caco-2 pour imiter la barrière intestinale humaine dans les études d'absorption et de perméabilité. L’homme du métier peut très facilement se procurer ces cellules auprès de fournisseurs spécialisés dans le domaine. Dans le cadre de la présente invention, les cellules HT29-MTX utilisées dans le modèle d’épithélium intestinal sont différenciées en cellules caliciformes. L’homme du métier sait parfaitement quelles conditions utiliser pour obtenir une différenciation complète d’une population de cellules HT29-MTX en cellules caliciformes. Une méthode pour ce faire est par exemple divulguée dans la partie expérimentale de la présente demande. Selon un mode de réalisation préféré, la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX est sous la forme d’une monocouche de cellules polarisées, avec une distribution hétérogène des deux types cellulaires au niveau de la membrane. Dans le cadre de la présente invention, les cellules Caco-2 ont typiquement été ensemencées à une concentration deux fois moins élevée que les cellules HT29-MTX. Par exemple, les cellules Caco-2 ont été ensemencées à une concentration de 5 000 cellules par compartiment et les cellules HT29-MTX ont été ensemencées à une concentration de 10 000 cellules par compartiment. Typiquement, les cellules Caco-2 sont ensemencées à une concentration de 10 000 à 20 000 cellules par cm 2 , préférentiellement à une concentration de 14 000 et 16 000 cellules par cm 2 , de manière encore plus préférée à une concentration d’environ 15 000 cellules par cm 2 . Typiquement, les cellules HT29-MTX sont ensemencées à une concentration de 20 000 à 40 000 cellules par cm 2 , préférentiellement à une concentration de 28 000 et 32 000 cellules par cm 2 , de manière encore plus préférée à une concentration d’environ 30 000 cellules par cm 2 . Dans le cadre de la présente invention, le compartiment correspondant au pôle basolatéral de l’épithélium intestinal (compartiment inférieur du Transwell® lorsque cette technologie est utilisée) comprend une culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages. Les « cellules monocytaires THP-1 » correspondent à une lignée de monocytes d’origine humaine de leucémie monocytaire aigue. Cette lignée peut se différencier en macrophages sous traitement au phorbol-12-myristate-13- acétate (PMA). Il s’agit d’une lignée très utilisée dans les modèles inflammatoires. L’homme du métier peut aisément obtenir de telles cellules. Elles sont, par exemple, disponibles sous la référence TIB-202™ auprès de l’ATCC. L’homme du métier saura quelles conditions appliquer pour obtenir une population de macrophages différenciée à partir des cellules monocytaires THP-1. L’homme du métier pourra, par exemple traiter les cellules monocytaires THP-1 avec du PMA à une concentration de 200 ng/mL pendant 48 à 72 heures pour obtenir une population de macrophages complètement différenciée. Typiquement, les cellules monocytaires THP-1 sont ensemencées à une concentration de 10 000 à 20 000 cellules par cm 2 , préférentiellement à une concentration de 14 000 et 16 000 cellules par cm 2 , de manière encore plus préférée à une concentration d’environ 15 000 cellules par cm 2 . L’homme du métier sait quelles conditions et quel milieu utiliser pour la culture de ces différentes lignées cellulaires. Le milieu de culture peut être n’importe quel milieu physiologiquement acceptable permettant la croissance des lignées utilisées ici. Des milieux physiologiquement acceptables sont des milieux comprenant des électrolytes tels que les sels de sodium, de potassium, de magnésium et/ou de calcium, dont des anions comme le chlorure, le carbonate, l'hydroxyde ou le caprylate. Un milieu de culture approprié selon la présente invention peut comprendre du D-glucose, des acides aminés non essentiels, des vitamines, des sels inorganiques et de l'albumine. Un milieu de culture approprié qui peut être utilisé pour cultiver la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX est, par exemple, le DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium) GlutaMAX TM commercialisé par TermoFisher Scientific. Parallèlement, un milieu de culture approprié qui peut être utilisé pour cultiver les cellules monocytaires THP-1 différenciées est par exemple le milieu RPMI (Roswell Park Memorial Institute)/RPMI-1640 commercialisé par TermoFisher Scientific. Ces milieux peuvent être supplémentés en albumine, par exemple via l’ajout de sérum de veau fœtal et/ou en antibiotiques comme la pénicilline et/ou la streptomycine. Le modèle selon la présente invention est caractérisé en ce que les cellules contenues dans le premier compartiment produisent de l’interleukine (IL-6) à une concentration supérieure à 100 pg/mL, de manière préférée à une concentration supérieure à 300 pg/mL, de manière encore plus préférée à une concentration supérieure à 600 pg/mL ; et de l’interleukine 8 (IL-8) à une concentration supérieure à 150 pg/mL, de manière préférée à une concentration supérieure à 500 pg/mL, de manière encore plus préférée à une concentration supérieure à 1000 pg/mL . Le modèle selon la présente invention est caractérisé en ce que les cellules contenues dans le deuxième compartiment produisent du facteur de nécrose tumorale α (TNF-α) à une concentration supérieure à 40 pg/mL, de manière préférée à une concentration supérieure à 400 pg/mL, de manière encore plus préférée à une concentration supérieure à 700 pg/mL ; et de l’interleukine 1β (IL-1β) à une concentration supérieure à 90 pg/mL, de manière préférée à une concentration supérieure à 200 pg/mL, de manière encore plus préférée à une concentration supérieure à 250 pg/mL L’IL-6, l’IL-8, le TNF-α et l’IL-1β sont des cytokines inflammatoires bien connues de l’homme du métier. Leurs séquences chez l’humain sont accessibles dans la base de données UniProt sous les références P05231 pour l’interleukine 6, P10145 pour l’interleukine 8, P01375 pour le TNF-α et P01584 pour l’interleukine 1β. L’homme du métier sait par ailleurs parfaitement comment doser ces protéines et évaluer la concentration de ces cytokines produites dans un milieu de culture cellulaire. La partie expérimentale de la présente demande fournit un exemple de méthode permettant un tel dosage dans le cadre de la présente invention. Typiquement, la concentration des différentes cytokines peut être évaluée dans le surnageant de la culture cellulaire (dans le premier ou deuxième compartiment selon le cas) par dosage immuno-enzymatique, par exemple par ELISA. Le modèle selon la présente invention peut également être caractérisé selon la résistance électrique transépithéliale qui y est mesurée. La « résistance électrique transépithéliale » ou « TEER » est une mesure permettant d’évaluer le degré d'imperméabilité d’un tissu. Elle consiste à mesurer la résistance électrique à travers une couche cellulaire afin d’évaluer son intégrité et sa perméabilité. La mesure de la TEER est une technique bien connue et couramment utilisée par l’homme du métier, notamment dans le cadre de modèles in vitro (Srinivasan, Balaji, et al. Journal of laboratory automation 20.2 (2015): 107-126). Une méthode de mesure de la TEER est présentée dans la partie expérimentale de la présente invention. Dans le cadre du modèle selon la présente invention, la résistance électrique transépithéliale est inférieure à 85%, de préférence inférieure à 50%, de manière encore plus préférée inférieure à 35% par rapport à la résistance électrique transépithéliale mesurée dans un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle. Le modèle selon la présente invention peut également être caractérisé selon l’expression des mucines par les cultures cellulaires le constituant, et notamment par les cellules HT29-MTX contenues dans le premier compartiment. Les mucines sont des macromolécules entrant dans la composition de nombreux mucus. Elles recouvrent les épithéliums en contact avec le milieu extérieur et permettent leur protection contre de nombreuses agressions d’origine endogène ou exogène. Au moins 21 gènes codant pour des mucines ont été identifiés à ce jour chez l’être humain. Dans le cadre du modèle selon la présente invention l’expression de la mucine MUC2 (dont la séquence d’acides aminés est accessible via la référence Q02817 dans la base de données Uniprot) est réduite d’au moins 30%, de préférence d’au moins 40%, de manière encore plus préférée d’au moins 50% par rapport à un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle. De la même manière, dans le cadre du modèle selon la présente invention, l’expression de la mucine MUC5AC (dont la séquence d’acides aminés est accessible via la référence P98088 dans la base de données Uniprot) est augmentée d’au moins 50%, de préférence d’au moins 75%, de manière encore plus préférée d’au moins 100% par rapport à un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle. Par « modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle » on entend ici tout modèle de barrière intestinale reproduisant une barrière intestinale saine. Dans le cadre de la présente invention, ledit modèle contrôle correspond à la tri-culture décrite ci-dessus, mais dans laquelle les concentrations de cytokines inflammatoires sont inférieures aux seuils indiqués dans le cadre du modèle selon l’invention. Aussi, dans le modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle, les cellules contenues dans le premier compartiment peuvent produire de l’IL-6, mais à une concentration inférieure à 100 pg/mL, et/ou de l’IL-8, mais à une concentration inférieure à 150 pg/mL. Les cellules contenues dans le deuxième compartiment peuvent, elles, produire du TNF-α, mais à une concentration inférieure à 40 pg/mL et/ou de l’IL-1β, mais à une concentration inférieure à 90 pg/mL. Un tel modèle est typiquement obtenu par le même procédé que celui décrit ci-après, mais dans lequel les cultures cellulaires n’ont pas été mises en contact avec du DSS, du TNBS, du DNBS, du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Selon un autre aspect, la présente invention porte également sur le procédé permettant d’obtenir le modèle d’épithélium inflammé tel que décrit ci-dessus. Un tel procédé comprend typiquement les étapes suivantes : - la culture, dans un support comprenant deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable, de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes dans le premier compartiment, et de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages dans le deuxième compartiment ; et - la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du sulfate de dextran sodique (DSS), de l’acide trinitrobenzènesulfonique (TNBS) et de l’acide dinitrobenzènesulfonique (DNBS) ; Puis - la mise en contact des cellules monocytaires THP-1 différenciées contenues dans le deuxième compartiment avec un composé choisi dans le groupe constitué des lipopolysaccharides (LPS), du TNF-α, de l’interféron-γ (IFN-γ) et de l’IL-1β ; ou - le remplacement dudit au moins un composé choisi parmi le DSS, le TNBS et le DNBS par du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Les définitions et conditions mentionnées ci-dessus pour le modèle en lui-même s’appliquent également au procédé pour son obtention. Aussi, les milieux de culture utilisés dans le cadre de l’étape a) sont les mêmes que ceux mentionnés plus haut. De même, le support utilisé est avantageusement constitué d’inserts de culture cellulaire comme par exemple le système Transwell®. Le premier compartiment est le compartiment supérieur et correspond au pôle apical de l’épithélium intestinal. Le deuxième compartiment est le compartiment inférieur et correspond au pôle basolatéral de l’épithélium intestinal. La membrane semi-perméable est elle-aussi telle que définie plus haut. Le « DSS » ou « sulfate de dextran » sodique est un polysaccharide sulfaté dont l’administration in vivo est utilisée pour induire des modèles de rectocolite hémorragique chez la souris. Il peut être obtenu facilement auprès de fournisseurs spécialisés comme Sigma-Aldrich. Le « TNBS » ou « acide trinitrobenzènesulfonique » ainsi que le « DNBS » ou « acide dinitrobenzènesulfonique » sont tous deux des acides utilisés pour induire des modèles de rectocolite hémorragique et d’inflammation de l’intestin chez la souris. Ils peuvent être obtenus facilement auprès de fournisseurs spécialisés comme Sigma-Aldrich. Les « LPS » ou « lipopolysaccharides », également appelés lipoglycanes ou endotoxines, sont le composant majoritaire de la membrane externe des bactéries à Gram négatif. Le LPS est une molécule qui comprend trois parties : un lipide A, un core oligosaccharidique et un antigène O. Les LPS sont très couramment utilisés pour provoquer une inflammation sur des cellules ou des organes en culture. Ils peuvent être obtenus facilement auprès de fournisseurs spécialisés comme Sigma-Aldrich. L’ « interféron-γ » ou « IFN-γ » est une cytokine médiatrice de l’immunité innée bien connue. La séquence protéique de l’interféron-γ est accessible sous la référence P01579 dans la base de données UniProt. Il existe donc deux moyens différents pour obtenir le modèle selon la présente invention. Selon un premier mode de réalisation, le procédé comprend la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du DSS, du TNBS et du DNBS ; et la mise en contact des cellules monocytaires THP-1 différenciées contenues dans le deuxième compartiment avec un composé choisi dans le groupe constitué du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et de l’IL-1β. Selon ce mode de réalisation, le procédé comprend donc les étapes suivantes : i. la culture, dans un support comprenant deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable, de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes dans le premier compartiment, et de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages dans le deuxième compartiment ; ii. la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du DSS, du TNBS et du DNBS ; iii. la mise en contact des cellules monocytaires THP-1 différenciées contenues dans le deuxième compartiment avec un composé choisi dans le groupe constitué du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et de l’IL-1β. Ce mode de réalisation permet de recréer la phase aigüe et permet donc, par exemple de tester l’effet de composés sur un état déjà inflammé. Selon un mode de réalisation, la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX contenue dans le premier compartiment peut avantageusement être mise en contact avec le DSS, le TNBS ou le DNBS avant que la culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages contenue dans le deuxième compartiment n’ait été mise en contact avec le LPS, TNF-α, l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. En d’autres termes, l’étape ii. ci-dessus est réalisée avant l’étape iii. Selon ce mode de réalisation, la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX a donc été prétraitée avec le DSS. Alternativement, la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX contenue dans le premier compartiment peut être mise en contact avec le DSS, le TNBS ou le DNBS en même temps que la culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages contenue dans le deuxième compartiment est mise en contact avec le LPS, TNF-α, l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Dans ce cadre, l’étape ii. ci-dessus est réalisée en même temps que l’étape iii. Selon un autre mode de réalisation, le procédé selon la présente invention comprend la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du DSS, du TNBS et du DNBS puis le remplacement de ce composé par du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Selon ce mode de réalisation, le procédé comprend donc les étapes suivantes : i’) la culture, dans un support comprenant deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable, de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes dans le premier compartiment, et de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages dans le deuxième compartiment ; ii’) la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du DSS, du TNBS et du DNBS ; iii’) le remplacement dudit au moins un composé par du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Ce mode de réalisation permet de recréer les étapes de mise en place de l’inflammation et permet donc, par exemple de tester les effets préventifs de composés dans l’installation d’un état inflammé. Par remplacement on entend ici que l’on change le milieu de culture des cellules dans lesquelles elles avaient été mises en contact avec le DSS, TNBS ou DNBS, par un nouveau milieu de culture dans lequel on introduit, cette fois-ci, du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. De manière préférée, DSS, TNBS ou DNBS n’est donc pas éliminé par rinçage, mais simplement par remplacement de milieu. Dans le cadre de la présente invention, quel que soit le procédé utilisé, le DSS, TNBS et/ou DNBS est mis au contact de la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées à des concentrations allant de 1 à 10% en poids par unité de volume (w/V), préférentiellement à une concentration de 5% w/V. La coculture a typiquement été incubée avec le DSS, TNBS et/ou DNBS, pendant une durée de 6 à 72 heures, préférentiellement pendant une durée d’environ 12 heures. Dans le cadre de la présente invention, le LPS, TNF-α, IFN-γ et/ou IL-1β est mis au contact de la culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées ou au contact de la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées à des concentrations allant de 0,1 à 1 000 ng/mL, préférentiellement à une concentration de 100 ng/mL. La culture de cellules monocytaires THP-1 différenciée, ou, selon le mode de réalisation, la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées a typiquement été incubée avec le LPS, TNF-α, IFN-γ et/ou IL-1β pendant une durée de 12 à 72 heures, préférentiellement pendant une durée d’environ 24 heures. Une fois cette incubation terminée, le modèle épithélial est prêt à être utilisé. L’homme du métier sait comment obtenir les différentes cultures cellulaires mises en œuvre dans le cadre du procédé selon la présente invention. Typiquement, ces cultures cellulaires sont obtenues comme suit : - à J1 (jour 1), ensemencement des cellules Caco-2 à une concentration allant de 5000 à 100 000 cellules/cm 2 , préférentiellement de 15 000 cellules/cm 2 , dans le premier compartiment (compartiment apical) ; - entre les J1 et J7, préférentiellement à J5, ensemencement des cellules HT29-MTX à une concentration allant de 5000 à 100 000 cellules/cm 2 , préférentiellement de 30 000 cellules/cm 2 , dans le premier compartiment ; - entre les J18 et J30, préférentiellement à J18, ensemencement des cellules THP1 monocytaires à une concentration allant de 1000 à 1 000 000 cellules/cm 2 , préférentiellement de 800 000 cellules/cm 2 , dans le deuxième compartiment (compartiment basolatéral) en présence de phorbol-12-myristate-13- acétate (PMA) à une concentration allant de 100 à 300, préférentiellement de 200 ng/mL, pour obtenir une population complètement différenciée en macrophages; - incubation des différentes cultures jusqu’à obtenir une différenciation complète des Caco-2 en entérocytes (21 jours de culture sont généralement nécessaires) ; - mise en contact des deux compartiments à travers la membrane semi-perméable pour réaliser le procédé selon l’invention. Enfin, la présente invention porte également sur l’utilisation du modèle selon l’invention pour le criblage de composés candidats dans le cadre du traitement des maladies chroniques inflammatoires de l’intestin (MICI) ou des colites inflammatoires aigues. Les MICI regroupent la maladie de Crohn (MC) et la rectocolite hémorragique (RCH) qui se caractérisent par l’inflammation de la paroi d’une partie du tube digestif, due à une dérégulation du système immunitaire. Le modèle d’épithélium intestinal inflammé selon la présente invention représente fidèlement l’état de l’épithélium intestinal observé dans le cadre des MICI. Aussi, il permet d’observer les effets obtenus en appliquant un composé à tester ou composé « candidat » sur un épithélium intestinal de MICI. Il est ainsi possible de voir si ledit composé a des effets bénéfiques, anti-inflammatoires, dans le cadre des MICI et des inflammations des intestins de manière générale, et donc d’identifier des composés ayant une potentielle action thérapeutique dans le cadre de l’inflammation intestinale. Aussi, selon un autre aspect, la présente invention porte sur un procédé pour la sélection de composés candidats pour le traitement des maladies inflammatoires de l’intestin, ledit procédé comprenant les étapes de : A) mise en contact d’un composé candidat avec le modèle d’épithélium intestinal inflammé selon la présente invention ; et B) sélection du composé s’il permet d’obtenir, dans ledit modèle, au moins un des effets a) à e) suivants a) Une diminution d’au moins 10%, de préférence d’au moins 20%, de manière encore plus préférée d’au moins 50% du niveau d’IL-6 et/ou d’IL-8 dans le premier compartiment ; b) Une diminution d’au moins 10%, de préférence d’au moins 20%, de manière encore plus préférée d’au moins 50% du niveau de TNF-α et/ou d’IL-1β dans le deuxième compartiment ; c) Une augmentation de l’expression de MUC2 d’au moins 5%, de préférence d’au moins 20%, de manière encore plus préférée d’au moins 40% ; d) Une diminution de l’expression de MUC5AC d’au moins 5%, de préférence d’au moins 20%, de manière encore plus préférée d’au moins 40% ; e) Une augmentation de la résistance électrique transépithéliale d’au moins 10%, de préférence d’au moins 20%. Le composé testé ou composé « candidat » peut être de n’importe quel type. Il peut être d'origine naturelle ou avoir été produit par synthèse chimique. Il peut s'agir d'une bibliothèque de composés chimiques structurellement définis, de composés ou de substances non caractérisés, ou d'un mélange de composés. Le niveau d’expression et de synthèse des cytokines pro-inflammatoires, ainsi que l’étude de la perméabilité de la barrière intestinale par la mesure de la résistance transépithéliale et de l’expression des mucines permettent d’évaluer le niveau d’inflammation de l’épithélium. La présente invention est présentée de manière plus détaillée dans les exemples ci-dessous. Exemples Matériel et méthodes Cellules et réactifs Les cellules Caco-2 de type entérocyte et les cellules THP-1 de type monocyte humain ont été obtenues auprès de l'American Type Culture Collection (ATCC). Les cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes ont été aimablement fournies par un membre de l'INSERM UMR S 938 (Paris, France). Tous les réactifs de culture cellulaire et la bétaméthasone ont été achetés à Fisher Scientific (Illkirch, France). Le sulfate de dextran sodique (DSS) et les lipopolysaccharides (LPS) ont été obtenus auprès de Sigma-Aldrich (Saint Quentin-Fallavier, France). Le SuperMApo a été gracieusement fourni par un membre de Med'Inn'Pharma à Besançon, France. Méthodes de culture cellulair e Co-culture Caco-2 HT29-MTX Le milieu de culture des cellules Caco-2 et HT29-MTX était composé du Dulbecco's Modified Eagle Medium Gluta-Max™ contenant 15% de sérum bovin fœtal inactivé (SVF), 1% d'acides aminés non essentiels et 1% d'antibiotiques (100 µg/ml de streptomycine et 100 UI/ml de pénicilline). Les cellules ont été maintenues dans un incubateur (Binder, Tuttlingen, Allemagne) à 37°C et 5% CO 2 dans une atmosphère saturée en eau. Après décongélation, les cellules Caco-2 et HT29-MTX ont été ensemencées séparément dans des flacons de 25 cm 2 . Après 3 passages à l'aide de Trypsine-EDTA à 0,25%, les cellules Caco-2 et HT29-MTX ont été ensemencées respectivement à une densité de 5000 cellules et 10000 cellules par insert dans des plaques de support perméable Transwell ® -24 puits de 0,33 cm 2 avec une membrane en polycarbonate (pores de 0,4 µm, Corning Costar, Cambridge). Après 21 jours d'incubation, la co-culture est complètement différenciée. Culture de cellules THP-1 Le milieu de culture de la lignée cellulaire THP-1 était composé de milieu Roswell Park Memorial Institute contenant 10% de SVF inactivé et 1% d'antibiotiques (100 µg/mL de streptomycine et 100 UI/mL de pénicilline). Les cellules ont été maintenues dans un incubateur (Binder, Tuttlingen, Allemagne) à 37°C et 5% de CO2 dans une atmosphère saturée en eau. Après 6 passages dans des flacons de 75 cm 2 , les cellules ont ensuite été ensemencées dans des plaques de culture à 24 puits à une densité de 1,5 x10 6 cellules par puits. Les monocytes ont été différenciés en cellules de type macrophages après 3 jours d'incubation avec 100 ng/mL de phorbol 12-myristate 13-acétate (PMA). Tri-culture Caco-2, HT29-MTX, THP-1 L'insert contenant la co-culture Caco-2/HT29-MTX a été transféré, 21 jours après l'ensemencement, dans une plaque à 24 puits contenant des THP-1 différenciées (après 3 jours d'incubation au PMA). Le modèle de tri-culture combinant des cellules Caco-2/HT29-MTX différenciées (situées sur la membrane de l'insert) et des cellules THP-1 (adhérant à la surface des puits) était prêt à l'emploi. Modèle de tri-culture inflammé Stimulation des cellules THP-1 et Caco-2/HT29-MTX différenciées Pour la caractérisation de la tri-culture, les cellules THP-1 et les cellules Caco-2/HT29-MTX ont été stimulées avec 0,1, 1, 10, 100 et 1000 ng/mL de solution de LPS (24-48-72h) et 1, 3, 5, 7 et 10% m/v de DSS (24-48-72h) respectivement. Pour les études cinétiques, les cellules Caco-2/HT29-MTX ont été stimulées d'abord avec 5% m/v de DSS (6-12-24h) et ensuite, après élimination du milieu, avec 100 ng/mL de solution de LPS (24h). Après la stimulation, tous les surnageants ont été recueillis et conservés à -80 °C pour le dosage des cytokines. Les cellules THP-1 et les cellules en coculture (cellules Caco-2 et HT29-MTX) ont été récoltées séparément et conservées dans un tampon de lyse RLT à -80 °C pour l'isolement de l'ARN total, la transcription inverse (RT) et l'analyse quantitative par réaction en chaîne par polymérase (qPCR). Traitement s anti-inflammatoire s de la tri - culture i nflammée 100 µM de bétaméthasone (BTM) dans le milieu de culture ou des facteurs pro-résolutifs produits par les macrophages après efférocytose (SuperMApo) ont été ajoutés au compartiment apical pendant 24h après l'induction de l'inflammation, comme décrit ci-dessus. Après la stimulation et le traitement, tous les surnageants ont été recueillis et conservés à -80 °C pour le dosage des cytokines. Les cellules THP-1 et les cellules en coculture (cellules Caco-2 et HT29-MTX) ont été récoltées séparément et conservées dans un tampon de lyse RLT à -80 °C pour l'isolement de l'ARN total, la RT et l'analyse qPCR. Test de viabilité cellulaire L'activité métabolique des cellules épithéliales intestinales (CEI) a été testée à l'aide de l'essai MTS. Après élimination du surnageant, les cellules ont été incubées avec 200 µL de solution de MTS. La teneur en formazan a été quantifiée par spectrophotométrie à 450 nm à l'aide du spectrophotomètre FLUOstar Omega (BMG Labtech, Champigny-sur-Marne, France). Toutes les réactions ont été effectuées en trois exemplaires. Étude de perméabilité L'intégrité de la monocouche de coculture a été contrôlée par la mesure de la résistance électrique transépithéliale (TEER) et la pénétration du jaune lucifer (JL) à travers les CEI. La TEER a été évaluée à l'aide du système de résistance électrique Millicell (Millipore, États-Unis). Des mesures en trois exemplaires ont été effectuées et les valeurs ont été normalisées en soustrayant la valeur de résistance d'un insert vide (membrane) et exprimées comme suit : [Math. 1]: %TEER = TEER e est la valeur de résistance d'un insert sans cellules, TEER f est la valeur de résistance finale et TEER i est la valeur de résistance initiale. La perméabilité paracellulaire a été évaluée en mesurant le transport du jaune lucifer (JL) des compartiments apical à basolatéral. Les concentrations de JL ont été déterminées par fluorescence (ex : 405 nm et em : 535 nm) à l'aide du spectrophotomètre FLUOstar Omega (BMG Labtech, Champigny-sur-Marne, France). Des mesures en triplicata ont été effectuées et le coefficient de perméabilité P app (cm/s) a été estimé selon la formule suivante : [Math. 2]: P app = dQ/dt est le flux avec Q, la quantité de molécules transportées pendant le temps t de l'incubation, A est la surface de la membrane en polycarbonate (0,33 cm 2 ), et C 0 est la concentration initiale dans le compartiment donneur. Dosage des cytokines par dosage immuno-enzymatique Les concentrations de différentes cytokines pro-inflammatoires (interleukine (IL)-1β, IL-6, IL-8 et facteur de nécrose tumorale (TNF)-α) ont été évaluées dans les surnageants apicaux et basolatéraux. Le kit ELISA humain IL-1β (Life Technologies-ThermoFisher), le kit ELISA humain IL-6 (Diaclone), le kit ELISA humain IL-8 (Life Technologies-ThermoFisher) et le kit ELISA humain TNF-α (Diaclone) ont été utilisés conformément aux instructions du fabricant. Tous les dosages ont été effectués en trois exemplaires. Quantification de l'expression des protéines par PCR en temps réel L'ARN total a été isolé à partir des cellules cultivées à l'aide du RNeasy Mini Kit avec traitement DNase I sur colonne (Qiagen) selon les instructions du fabricant, et quantifié à l'aide du Nanodrop 2000 (Thermo Fisher Scientific, Waltham, USA). L'ADNc a été synthétisé par transcription inverse de quantités égales d'ARN total (2 µg) de chaque échantillon à l'aide d'un kit High-Capacity RNA-to-cDNA (Applied Biosystems) et mesuré par qRT-PCR à l'aide du kit TaqMan Universal Master Mis II (Applied Biosystems), conformément au protocole du fabricant. Les niveaux d'expression génique de chaque échantillon ont été quantifiés par la méthode comparative 2 -∆∆Ct et normalisés par rapport à l'expression génique endogène de la β-actine. Le niveau d'ARNm de la référence a été désigné comme 1 et les niveaux relatifs des transcriptions des gènes dans les échantillons ont été exprimés en tant que changement de pli. Toutes les quantifications ont été réalisées en trois exemplaires. Analyse statistique L'analyse statistique a été réalisée à l'aide du logiciel Graphpad Prism ® 8. Les données ont été exprimées en moyenne ± déviation standard (SD). Pour l'analyse de la signification statistique, l'ANOVA sur les rangs a été appliquée, suivie du test de Dunn pour toutes les comparaisons par paire. Dans tous les cas, P Résultats Effets du DSS et du LPS sur les CEI et THP-1 L'activité métabolique des CEI et THP-1 exposées à différentes concentrations de DSS (de 1 à 10% m/V) ou de LPS (de 0,1 à 1000 ng/mL) après 24 heures d'incubation a été étudiée. La viabilité cellulaire des CEI est restée stable à 100% et a diminué pour des concentrations supérieures à 5% m/V (respectivement 81,95 et 68,21% pour 7 et 10% m/V de DSS). En dessous de 7% m/V de DSS, l'activité métabolique de THP-1 n'est pas influencée. En dessous de 1000 ng/mL, le LPS ne modifie pas la viabilité des CEI et des THP-1. L'intégrité des CEI a été contrôlée par le TEER et n'a pas été influencée par la concentration de LPS testée. D'autre part, la TEER a été réduite à 68 % à une concentration de DSS de 1% m/V et a diminué jusqu'à atteindre un minimum de 19% à une concentration de DSS de 10% m/V. Ces résultats ont été confirmés par l'évaluation de la perméabilité apparente du jaune lucifer (Papp) dans les mêmes conditions afin de déterminer le transport paracellulaire des CEI. Après 24 h d'exposition, la Papp a été multipliée par 4 (2,22 x 10 -6 cm/s) avec 5% m/V de DSS par rapport au contrôle (0,51 x 10 -6 cm/s) ou au LPS à 100 ng/mL (0,57 x 10 -6 cm/s). La capacité du DSS 5% m/V à induire la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires par les CEI et THP-1 a été étudiée séparément. Une légère sécrétion d'IL-6 et d'IL-8 par les CEI et de TNF-α et d'IL-1β par les cellules THP-1 a été induite après 24 heures d'exposition directe de ces cellules au DSS. La sécrétion de ces cytokines inflammatoires n'a pas été modifiée lorsque les CEI ont été combinées avec les THP-1 dans la condition de tri-culture et que le DSS a été appliqué sur le côté apical (TNF-α : 41,09 pg/mL ; IL-1β : 101,02 pg/mL ; IL-6 : 84,91 pg/mL et IL-8 : 284,26 pg/mL). Néanmoins, si le DSS est déposé sur le côté basolatéral, la sécrétion d'IL-6 et d'IL-8 est légèrement mais significativement réduite (IL-6 : 32,24 pg/mL ; IL-8 : 197,62 pg/mL). Après 24 heures d'incubation avec le LPS, les sécrétions de cytokines inflammatoires étaient complètement différentes. Lorsque le LPS était en contact direct avec les THP-1, toutes les cytokines atteignaient les concentrations les plus élevées, 5 à 7 fois supérieures à celles obtenues avec le DSS apical/basolatéral et le LPS apical (TNF-α : 699,12 pg/mL ; IL-1β : 199,29 pg/mL ; IL-6 : 459,00 pg/mL et IL-8 : 861,86 pg/mL). Lorsque le LPS a été ajouté sur le côté apical, la concentration des cytokines était du même ordre que celles obtenues avec le DSS sur le côté apical. Perméabilité et sécrétion de cytokines inflammatoires dans un modèle de tri-culture après exposition à une combinaison de DSS et de LPS . Pour obtenir une augmentation de la perméabilité de la barrière épithéliale et une libération significative de cytokines pro-inflammatoires, la co-stimulation avec le DSS et le LPS a été étudiée. Le DSS a été fixé à 5% m/V pour induire une augmentation de la perméabilité des CEI et le LPS à 100 ng/mL pour induire la sécrétion de cytokines inflammatoires par les THP-1 et sans aucun changement dans la viabilité des cellules. La valeur du TEER obtenue avec le DSS n'a pas été modifiée par le dépôt de LPS (respectivement 37,84 % et 31,54 % pour les conditions DSS (A) + LPS (A) et DSS (A) + LPS (B) contre 33,84 % pour DSS (A) ; respectivement 97,20 % et 99,91 % pour les conditions DSS (B) + LPS (A) et DSS (B) + LPS (B) contre 96,99 % pour DSS (B)). Alors que le DSS apical est nécessaire pour augmenter la perméabilité des CEI, le TEER est indépendant de la localisation du dépôt de LPS dans cette condition. Ces résultats sont cohérents avec ceux obtenus avec la perméabilité apparente de JL. En effet, ce paramètre est également indépendant de la localisation des LPS mais largement augmenté par le DSS du côté apical (respectivement 2,21 et 2,00 *10 -6 cm/s pour l'induction par DSS (A) + LPS (A) et DSS (A) + LPS (B) vs 0,51*10 -6 cm/s par rapport au contrôle non stimulé, p Les concentrations de cytokines inflammatoires sécrétées par les cellules THP-1 (TNF-α et IL-1β) et par les CEI (IL-6 et IL-8) ont augmenté dans toutes les conditions. Lorsque le LPS était déposé sur la face apicale avec ou sans DSS, l'expression et la sécrétion de ces cytokines étaient légèrement accrues. D'autre part, le LPS dans le côté basolatéral a induit des sécrétions élevées et un maximum a été atteint pour le DSS apical et le LPS basolatéral (pour l'induction par DSS (A) + LPS (B) et du DSS (B) + LPS (B) : respectivement 802,12 et 789,25 pg/mL vs 10,17 pg/mL pour le TNF-α, p L'effet de la combinaison DSS apical/LPS basolatéral sur les CEI a été étudié. Tout d'abord, les LPS en apical et basolatéral n'ont pas induit de modification de l'expression des mucines (pour l’induction par LPS (A) et LPS (B) : respectivement 0,89 et 0,91 fois pour MUC2 ; respectivement 0,94 et 1,12 fois pour MUC5AC ) par rapport au contrôle. La combinaison DSS-A/LPS-B a induit une sous-expression de MUC2 et une surexpression de MUC5AC ( MUC2 : 0,44 fois, p MUC5AC : 2,01 fois, p . L'expression des protéines de jonction serrée a également été évaluée, et ZO-1 et Claudin-1 ont été sous-exprimées dans la condition DSS-A/LPS-B par rapport aux autres conditions ( ZO-1 : 0,10 fois, p Claudin-1 : 0,21 fois, p . L'occludine était également moins exprimée, mais de manière non significative par rapport au contrôle ( occludine : 0,96 fois). Perméabilité et sécrétion de cytokines inflammatoires dans un modèle de tri-culture après exposition à un prétraitement au DSS Pour reproduire la cinétique de l'inflammation aiguë caractérisée par une augmentation de la perméabilité de la couche épithéliale permettant le passage des endotoxines bactériennes, du DSS et du LPS ont été appliqués sur le côté apical de la tri-culture, et différentes séquences d'exposition ont été explorées. Le DSS à 5% m/V a conduit à une réduction significative du TEER après 6h (79,21% TEER) et à un minimum après 12 h d'incubation (46,15% à 12 h et 38,64% à 24 h TEER). L'élimination du DSS et le remplacement par un milieu de culture contenant du LPS pendant 24 h n'ont pas modifié ces valeurs TEER (pour DSS-6, 12 ou 24 h (A) + LPS-24h (A) : respectivement 72,81%, 42,84% et 33,93% TEER). La modification des valeurs TEER semble dépendre de la durée d'exposition au DSS et n'est pas influencée par le LPS. Après 6 h d'incubation DSS ou 24 h de co-incubation DSS/LPS, une très légère augmentation des cytokines inflammatoires sécrétées par les macrophages a été observée par rapport à la référence (sans DSS/LPS). La sécrétion d'IL-1β et de TNF-α est augmentée par la durée d'exposition au DSS (pour 12 h et 24 h : respectivement 549,01 et 773,92 pg/mL pour TNF-α ; respectivement 261,69 et 291,21 pg/mL pour IL-1β) pour atteindre le même niveau d'expression que le contrôle positif DSS (A) + LPS (B) - 24 h (802,12 pg/mL pour TNF-α ; 301,82 pg/mL pour IL-1β). 12 h de pré-incubation avec le DSS ont permis d’induire une sécrétion de médiateurs de l'inflammation (IL-6 et IL-8) par les CEI (669,99 pg/mL pour IL-6 ; 1100,01 pg/mL pour IL-8) au même niveau que le contrôle positif. Pour une durée d'exposition plus courte, la sécrétion de cytokines par les CEI est conforme à celle du DSS (A) + LPS (A) - 24 h (respectivement 289,12 et 111,03 pg/mL pour IL-6 ; respectivement 420,02 et 163,03 pg/mL pour IL-8). Effet de traitements anti-inflammatoires sur un modèle de tri-culture après exposition au DSS et au LPS Le glucocorticoïde BTM a été choisi comme médicament anti-inflammatoire de référence pour ses effets inhibiteurs bien connus sur la synthèse des cytokines. La BTM 100 µM a réduit de manière significative la libération de cytokines après 24 h à la fois par les macrophages activés (TNF-α : 314,52 pg/mL vs 802,12 pg/mL ; IL-1β : 160,90 pg/mL vs 301,82 pg/mL, p . Cet effet anti-inflammatoire s'est également manifesté après une exposition au DSS et au LPS pendant 48 heures ou après une pré-stimulation au DSS pendant 12 heures et une exposition au LPS pendant 24 heures. Les valeurs TEER (après DSS/LPS 24 ou 36 h d'exposition : respectivement 73,79 % et 69,98 % TEER vs 36,72 % TEER, p -6 et 0,92*10 -6 vs 2,23*10 -6 cm/s, p . Le traitement par BTM induit un effet de stabilisation de la barrière après stimulation par DSS et LPS pendant 24 h, 36 h ou 48 h. Le sécrétome, appelé SuperMApo, était composé de molécules de haut poids moléculaire appelées facteurs pro-résolutifs produits par les macrophages après l'induction de l'efferocytose (Bonnefoy F, Gauthier T, Vallion R, et al. Front. Immunol. 2018;9:2586). Ces facteurs pro-résolutifs exercent des effets thérapeutiques dans la colite expérimentale et ont été choisis ici pour évaluer la perméabilité aux médicaments de ce modèle. Le traitement par SuperMApo après stimulation par DSS/LPS pendant 24 h a diminué la sécrétion d'IL-6 et d'IL-8 (IL-6 : 222,17 pg/mL vs 684,91 pg/mL ; IL-8 : 581,16 pg/mL vs 1084,26 pg/mL, p -6 et 0,96*10 -6 cm/s). Ces résultats sont en accord avec la modification des expressions relatives des mucines et des protéines des jonctions serrées. Discussion La barrière intestinale des patients atteints de MICI, barrière physique formée par l'épithélium, le mucus et le système immunitaire sous-jacent de l'hôte, est altérée. L'altération de la fonction de la barrière intestinale a été impliquée dans la pathogenèse des MICI, comme l'a démontré le modèle de colite DSS (Ramos GP, Papadakis KA. Mayo Clin. Proc. 2019;94:155-165). Le développement d'un modèle in vitro imitant la perméabilité de l'épithélium inflammé et la sécrétion de cytokines observée chez l'homme et chez l'animal renforcera la pertinence des modèles in vitro de MICI. L'altération de la perméabilité intestinale peut être induite directement sur les CEI par un agent chimique (Wirtz S, Neufert C, Weigmann B, et al. Nat. Protoc. 2007;2:541-546) ou indirectement par l'intermédiaire d'un sécrétome inflammatoire stimulant la signalisation médiée par le récepteur 2 du TNF sur les CEI (Su L, Nalle SC, Shen L, et al. Gastroenterology 2013;145:407–415). Le LPS n'a pas montré d'effets directs ou indirects sur la perméabilité, probablement en raison du faible niveau d'expression du récepteur 2 du TNF dans les cellules Caco-2 (Vamadevan AS, Fukata M, Arnold ET, et al. Innate Immun. 2010;16:93-103). Contrairement au LPS, le DSS dans la gamme de 1 à 5% a induit une augmentation de la perméabilité des CEI par la réduction du TEER et l'augmentation de la Papp sans aucune modification de l'intégrité de la barrière. Cette action pourrait être une action physique directe sur la membrane. Chassaing et al émettent l'hypothèse que l'interaction du DSS avec les CEI pourrait s'expliquer par la charge négative du DSS, apportée par les groupes sulfates, qui endommagent les membranes cellulaires chargées négativement par des forces répulsives et augmentent la perméabilité de l'épithélium colique (Chassaing B, Aitken JD, Malleshappa M, et al. Curr. Protoc. Immunol. 2014;104:15.25.1-15.25.14). Cette interaction physique pourrait être adaptée aux conditions in vitro , mais reste incertaine in vivo lorsque le DSS est dilué dans les selles et à des concentrations souvent inférieures à celles de notre étude. L'effet du DSS sur la perméabilité pourrait également être attribué à un effet indirect via un complexe formé entre le DSS et les acides gras à chaîne moyenne (MCFA). Laroui et al suggèrent que ce complexe, qui est métabolisé par les CEI, déclenche des cascades de signalisation inflammatoire intestinale. Dans ce modèle in vitro , les acides gras à chaîne moyenne contenus dans le SVF du milieu cellulaire pourraient générer ce complexe et participer à la réduction des fonctions de la monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX (Laroui H, Ingersoll SA, Liu HC, et al. PloS One 2012;7:e32084). Ces résultats sont corrélés avec la faible expression obtenue après l'exposition au DSS sur les CEI des gènes codant pour les protéines des jonctions serrées (JS) ( ZO-1 , Claudin-1 , Occludin ), qui jouent un rôle important dans le maintien de la perméabilité intestinale et régulent la perméabilité paracellulaire (Suzuki T. Cell. Mol. Life Sci. CMLS 2013;70:631–659). La dérégulation des gènes codant pour les composants des JS (Bischoff SC, Barbara G, Buurman W, et al. BMC Gastroenterol. 2014;14:189) pourrait conduire à une altération à long terme de la structure des JS, comme cela a été observé dans les modèles murins et les MICI humaines (Poritz LS, Garver KI, Green C, et al. J. Surg. Res. 2007;140:12–19 ; Capaldo CT, Powell DN, Kalman D. J. Mol. Med. Berl. Ger. 2017;95:927–934; Shaoul R, Okada Y, Cutz E, et al. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2004;38:488–493), et pourrait donc être responsable de l'augmentation de la perméabilité de la monocouche de CEI en fonction de la concentration et du temps dans ce modèle de tri-culture. L'effet du DSS sur les CEI génère une modification de la perméabilité de la barrière intestinale, qui pourrait également être régulée par les mucines (Bischoff SC, Barbara G, Buurman W, et al. BMC Gastroenterol. 2014;14:189) comme cela a été démontré dans les MICI (Capaldo CT, Powell DN, Kalman D. J. Mol. Med. Berl. Ger. 2017;95:927–934). L'expression des gènes codant pour les mucines ( MUC2 et MUC5AC ) a été dérégulée dans la tri-culture, comme cela a été observé chez les patients atteints de MICI ou dans le modèle de colite in vivo , après une exposition directe au DSS sur les CEI. Une augmentation de l’expression de MUC5AC (Shaoul R, Okada Y, Cutz E, et al. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2004;38:488–493; Olli KE, Rapp C, O’Connell L, et al. Inflamm. Bowel Dis. 2020;26:1353–1367) et une diminution de MUC2 (Van der Sluis M, De Koning BAE, De Bruijn ACJM, et al. Gastroenterology 2006;131:117–129; Hansson GC, Johansson ME. Gut Microbes 2010;1:51–54) ont été observées et ces modifications du niveau d'expression ont été réversibles après traitement par BTM. A long terme, ces changements pourraient induire des modifications de la composition du mucus, de façon similaire à ce qui est observé dans les MICI (McGuckin MA, Eri R, Simms LA, et al. Inflamm. Bowel Dis. 2009;15:100–113). Contrairement au DSS, le LPS n'a pas modifié la perméabilité, mais a induit la sécrétion de cytokines inflammatoires à des niveaux plus élevés que le DSS. Le mécanisme d'action par lequel le LPS induit la libération de molécules inflammatoires, telles que le TNF-α, l'IL-1β, l'IL-6 et l'IL-8, est bien connu (Bryant CE, Spring DR, Gangloff M, et al. Nat. Rev. Microbiol. 2010;8:8–14). TLR4, exprimé sur la membrane cellulaire, est associé au corécepteur MD-2 par l'intermédiaire de son fragment extracellulaire. Cette combinaison est essentielle pour la reconnaissance et la liaison du LPS. L'interaction entre le LPS et son site de reconnaissance provoque la dimérisation du récepteur complexe, ce qui entraîne le recrutement de protéines adaptatrices dans le domaine intracellulaire du TLR4 et l'activation d'une cascade intracellulaire qui conduit à la translocation du facteur de transcription facteur nucléaire (NF)-κB dans le noyau et à la production de cytokines inflammatoires (Ciesielska A, Matyjek M, Kwiatkowska K. Cell. Mol. Life Sci. CMLS 2021;78:1233–1261). L'incubation de LPS avec des CEI seules ou en tri-culture a induit des cytokines inflammatoires à des niveaux relativement faibles dans la même gamme que les modèles in vitro avec des cellules Caco-2 ou la coculture Caco-2 et HT29-MTX décrits dans la littérature. Cette hyporéponse des CEI à la stimulation par le LPS est probablement due à l'expression limitée du corécepteur MD-2 (Vamadevan AS, Fukata M, Arnold ET, et al. Innate Immun. 2010;16:93–103.) impliqué dans la reconnaissance des LPS et essentiel pour l'activation de NF-κB et la sécrétion subséquente de cytokines inflammatoires (Shimazu R, Akashi S, Ogata H, et al. J. Exp. Med. 1999;189:1777–1782). Pour augmenter ces sécrétions, les cellules immunitaires peuvent être associées aux CEI pour renforcer la diaphonie cellulaire. En effet, l'effet du LPS en contact avec des macrophages a généré une sécrétion de cytokines (IL-6 et IL-8) significativement plus importante par les CEI. L'effet de sensibilisation sur les fonctions des cellules intestinales a probablement été médié par des médiateurs solubles. Le TNF-α est l'un des médiateurs impliqués dans l'initiation de la réponse immunitaire par les CEI et responsable de l'augmentation des niveaux de cytokines pro-inflammatoires (Haller D, Bode C, Hammes WP, et al. Gut 2000;47:79–87). L'exposition directe au DSS a légèrement augmenté l'expression et la synthèse des cytokines inflammatoires TNF-α et IL-1β par les THP-1 ainsi que IL-6 et IL-8 par les CIE ou en tri-culture. Cette légère augmentation de l'expression génique de ces cytokines pourrait suggérer une action intracellulaire du DSS et pas seulement une perturbation de la barrière intestinale. Le mécanisme d'action intracellulaire du DSS reste flou, mais la production de cytokines inflammatoires par les CIE et THP-1 pourrait s'expliquer par l'activation de l'inflammasome Nlrp3 par le DSS endocytosé, qui induit le clivage des cytokines en leurs formes biologiquement actives et leur sécrétion ultérieure, ce qui déclenche et entretient une cascade inflammatoire (Bauer C, Duewell P, Lehr H-A, et al. Dig. Dis. Basel Switz. 2012;30 Suppl 1:82–90). Cependant, contrairement au LPS, le DSS n'a pas produit une quantité suffisante de cytokines pour induire une inflammation suffisante sur les CEI, en particulier le TNF-α. Sa concentration est 10 fois inférieure à celle du LPS. Ainsi, le DSS à une dose non toxique a eu un faible effet sur la synthèse des cytokines par les CIE ou les macrophages et a été insuffisant pour générer une inflammation, alors que le LPS n'a pas modifié la perméabilité de la coculture. Pour retrouver les caractéristiques de la phase aiguë d'un modèle inflammatoire in vivo chez les patients, il serait nécessaire d'avoir une combinaison DSS/LPS. La combinaison d'une incubation basolatérale de LPS et apicale de DSS a été utile pour obtenir à la fois une modification de la perméabilité de la barrière épithéliale et une libération de cytokines pro-inflammatoires dans les surnageants cellulaires. De même, dans ces conditions, une altération de l'expression des mucines et des protéines des JS a été observée. Ce modèle de tri-culture pourrait imiter une phase inflammatoire aiguë des MICI qui peut être utilisée pour tester des traitements en vue d'une évaluation d'une action curative et est appelé modèle curatif (CU). Le DSS a été appliqué, dans différentes conditions, sur le côté apical afin d'étudier l'augmentation de la perméabilité de la couche de CEI lors de l'induction de l'inflammation. Le LPS a été déposé pendant 24 h pour induire une production maximale de cytokines inflammatoires comme indiqué (Shimba A, Ikuta K. 2020;42:669–680). Le DSS a induit une perméabilité membranaire et n'a permis l'ouverture des JS qu'après 6 h. Dans ces conditions, la sécrétion de cytokines inflammatoires par les CEI et les cellules THP-1 n'était pas du même ordre que celles obtenues dans le modèle CU. La quantité de LPS diffusée pendant 24 h était beaucoup plus faible que celle qui stimule les cellules THP-1 dans le modèle CU. Cette faible synthèse de cytokines pourrait s'expliquer par une faible concentration de LPS en contact avec les cellules THP-1 et donc probablement par une perméabilité insuffisante de la monocouche pour permettre un taux de diffusion suffisant du LPS. Une incubation plus longue (6-24 h) avec du DSS était nécessaire pour augmenter suffisamment la perméabilité de la co-culture et permettre au LPS de diffuser du compartiment apical au compartiment basolatéral en quantités suffisantes pour induire la sécrétion de cytokines inflammatoires par les cellules THP-1 après 24 heures. Le prétraitement au DSS a confirmé que la perméabilité maximale était atteinte entre 6 h et 12 h et que la quantité de LPS traversée et le temps d'exposition au contact des macrophages étaient suffisants pour induire un sécrétome inflammatoire permettant la sécrétion de médiateurs de l'inflammation (IL-6 et IL-8) par les CEI. Ce modèle intestinal en tri-culture, appelé modèle préventif (PR), pourrait également permettre d'évaluer la capacité de molécules actives à diffuser à travers les CEI, à restaurer la perméabilité intestinale et/ou à réduire le sécrétome inflammatoire. Ainsi, nous avons développé deux modèles in vitro , le modèle CU pour mimer un modèle inflammatoire aigu, et le modèle PR pour décomposer les différentes phases de l'inflammation, avec une augmentation de la perméabilité puis une sécrétion de cytokines. Le dysfonctionnement de la barrière constituant un facteur important dans la pathogenèse des MICI (Turner JR. Nat. Rev. Immunol. 2009;9:799–809), le développement de médicaments et la recherche de traitements visant à restaurer la barrière CIE constituent un défi majeur. Les glucocorticoïdes sont le pilier de l'induction de la rémission des MICI et du traitement de la colite collagénique (Baumgart DC, Sandborn WJ. Lancet Lond. Engl. 2007;369:1641–1657) et de la restauration de la perméabilité intestinale accrue chez les patients souffrant de la MC (Wild GE, Waschke KA, Bitton A, et al. Aliment. Pharmacol. Ther. 2003;18:309–317). La capacité du glucocorticoïde actif BTM a été utilisée pour évaluer la réversibilité du modèle in vitro . La BTM a réduit de manière significative la libération de cytokines par les macrophages activés (TNF-α et IL-1β) ou les CEI (IL-6 et IL-8), de la même manière après 24 h d'incubation (dans le modèle CU) ou 36 h (dans le modèle PR). En effet, les glucocorticoïdes sont connus pour supprimer plusieurs cytokines inflammatoires provenant des CEI et des macrophages, y compris IL-1, IL-6, IL-8, TNF-α (Shimba A, Ikuta K, Semin. Immunopathol. 2020;42:669–680). Ces effets sont médiés par la liaison des glucocorticoïdes au récepteur cytoplasmique des glucocorticoïdes (Auphan N, DiDonato JA, Rosette C, et al. Science 1995;270:286–290; Ramamoorthy S, Cidlowski JA. Rheum. Dis. Clin. North Am. 2016;42:15–31, vii; Jonat C, Rahmsdorf HJ, Park KK, et al. Cell 1990;62:1189–1204). Outre son activité anti-inflammatoire, la BTM exerce un effet stabilisateur de la barrière de CEI et rétablit la perméabilité de la barrière intestinale dans notre modèle in vitro , en corrélation avec la thérapie aux glucocorticoïdes qui rétablit la perméabilité intestinale accrue dans la MC, en induisant l'expression de l'inhibiteur cytosolique IκB pour entraver la translocation intestinale de NFκB vers le noyau et inhiber son activation in vivo et in vitro (Wild GE, Waschke KA, Bitton A, et al. Aliment. Pharmacol. Ther. 2003;18:309–317). L'effet anti-inflammatoire du complexe biologique, appelé SuperMApo, a également été étudié dans cette tri-culture. Ce médicament contient tous les facteurs pro-résolutifs libérés par les macrophages efférocytaires, impliqués dans la résolution de l'inflammation et dans la cicatrisation des tissus (Bonnefoy F, Gauthier T, Vallion R, et al. Front. Immunol. 2018;9:2586). Il a été démontré que SuperMApo exerce un effet thérapeutique en stimulant la cicatrisation, les propriétés prolifératives et migratoires des principaux types de cellules orchestrant le processus de réparation tissulaire, en particulier les CEI, et en favorisant la cicatrisation de la muqueuse intestinale dans un modèle de colite in vivo induite par le DSS (Martin-Rodriguez O, Gauthier T, Bonnefoy F, et al. Front. Immunol. 2021;12:754475). Le poids moléculaire des composants de SuperMApo étant très élevé (composé notamment de Transforming Growth Factor (GF)-beta ~ 28 kDa ; Vascular Endothelial GF ~ 40 kDa et Insulin-Like GF-1~ 8 kDa), ils ne peuvent certainement pas traverser une barrière intestinale intacte. En l'absence d'une perméabilité suffisante de la barrière, l'effet de SuperMApo sur les cellules THP-1 n'a pas été obtenu. Après incubation apicale, l'effet thérapeutique de SuperMApo a été confirmé dans les modèles PR et CU après 24 h (modèle CU) ou 36 h (modèle PR), ce qui suggère que la perméabilité de la monocouche des CEI par incubation DSS était suffisante pour permettre à ce complexe biologique de traverser la barrière et d'exercer son effet. Ces résultats sont en accord avec les propriétés in vivo de SuperMApo (Martin-Rodriguez O, et al (2021)). Cette étude suggère la pertinence de ces deux modèles pour la présélection d'agents thérapeutiques pour le traitement des MICI, en évaluant leurs effets anti-inflammatoires et pro-cicatrisants avant leur utilisation dans des modèles in vivo. Conclusion Un nouveau modèle de tri-culture, caractérisé par une modification de la composition de la couche de mucus et de l'expression de la jonction cellulaire et de la diaphonie inflammatoire entre les cellules immunitaires et épithéliales, a été mis au point pour accroître la pertinence des modèles in vitro dans le développement de traitements des MICI. L'effet anti-inflammatoire de deux agents anti-inflammatoires bien connus, la bétaméthasone et un cocktail de facteurs pro-résolutifs, a été confirmé dans ce modèle de tri-culture, réduisant la sécrétion de cytokines inflammatoires et restaurant partiellement la perméabilité de la monocouche intestinale, ce qui suggère son intérêt dans la sélection d'agents thérapeutiques pour le traitement des MICI. Un modèle d’épithélium intestinal comprenant deux compartiments séparés par une membrane semiperméable, ledit modèle comprenant : - dans le premier compartiment, correspondant au pôle apical de l’épithélium intestinal, une coculture de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes; et - dans le deuxième compartiment, correspondant au pôle basolatéral de l’épithélium intestinal, une culture de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages, ledit modèle étant caractérisé en ce que les cellules contenues dans le premier compartiment produisent de l’interleukine (IL-6) à une concentration supérieure à 100 pg/mL, et de l’interleukine 8 (IL-8) à une concentration supérieure à 150 pg/mL ; et les cellules contenues dans le deuxième compartiment produisent du facteur de nécrose tumorale α (TNF-α) à une concentration supérieure à 40 pg/mL et de l’interleukine 1β (IL-1β) à une concentration supérieure à 90 pg/mL. Modèle selon la revendication 1, dans lequel la résistance électrique transépithéliale est inférieure à 85% par rapport à la résistance électrique transépithéliale mesurée dans un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle. Modèle selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que l’expression de la mucine MUC2 est réduite d’au moins 30% par rapport à un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle, et/ou l’expression de la mucine MUC5AC est augmentée d’au moins 50% par rapport à un modèle d’épithélium intestinal non-inflammé contrôle. Procédé pour obtenir un modèle d’épithélium intestinal inflammé, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : i. la culture, dans un support comprenant deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable, de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes dans le premier compartiment, et de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages dans le deuxième compartiment ; ii. la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du sulfate de dextran sodique (DSS), de l’acide trinitrobenzènesulfonique (TNBS) et de l’acide dinitrobenzènesulfonique (DNBS) ; iii. la mise en contact des cellules monocytaires THP-1 différenciées contenues dans le deuxième compartiment avec un composé choisi dans le groupe constitué des lipopolysaccharides (LPS), du TNF-α, de l’interféron-γ (IFN-γ) et de l’IL-1β. Procédé pour obtenir un modèle d’épithélium intestinal inflammé, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : i’. la culture, dans un support comprenant deux compartiments séparés par une membrane semi-perméable, de cellules Caco-2 différenciées en entérocytes et de cellules HT29-MTX différenciées en cellules caliciformes dans le premier compartiment, et de cellules monocytaires THP-1 différenciées en macrophages dans le deuxième compartiment ; ii’. la mise en contact des cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées contenues dans le premier compartiment avec au moins un composé choisi parmi le groupe constitué du DSS, du TNBS et du DNBS ; iii’. le remplacement dudit au moins un composé par du LPS, du TNF-α, de l’IFN-γ et/ou de l’IL-1β. Procédé selon la revendication 4 ou 5, dans lequel les cellules Caco-2 ont été ensemencées à une concentration deux fois moins élevée que les cellules HT29-MTX. Procédé selon l’une quelconque des revendications 4 à 6, dans lequel les cellules Caco-2 ont été ensemencées à une concentration de 5 000 cellules par compartiment et les cellules HT29-MTX ont été ensemencées à une concentration de 10 000 cellules par compartiment. Procédé selon l’une quelconque des revendications 4 à 7, dans lequel le DSS, le TNBS et/ou le DNBS a été mis au contact de la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX différenciées à des concentrations allant de 1 à 10% en poids par unité de volume (w/V), préférentiellement à une concentration de 5% w/V. Procédé selon l’une quelconque des revendications 4 à 8, dans lequel le LPS, le TNF-α, l’IFN-γ et/ou l’IL-1β a été mis au contact de la culture de cellules monocytaires THP-1 ou au contact de la coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX à des concentrations allant de 0,1 à 1000 ng/mL, préférentiellement à une concentration de 100 ng/mL Procédé pour la sélection de composés candidats pour le traitement des maladies inflammatoires de l’intestin, ledit procédé comprenant les étapes de : A) mise en contact d’un composé candidat avec le modèle d’épithélium intestinal selon l’une quelconque des revendications 1 à 3; B) sélection du composé s’il permet d’obtenir, dans ledit modèle, au moins un des effets a) à e) suivants a) Une diminution d’au moins 10% du niveau d’IL-6 et/ou d’IL-8 dans le premier compartiment ; b) Une diminution d’au moins 10% du niveau de TNF-α et/ou d’IL-1β dans le deuxième compartiment ; c) Une augmentation de l’expression de MUC2 d’au moins 5% ; d) Une diminution de l’expression de MUC5AC d’au moins 5% ; e) Une augmentation de la résistance électrique transépithéliale d’au moins 10%.