FR 3143030 A1 20240614 FR 2213029 A 20221208 La présente invention concerne un procédé de séparation d’enzymes bêta-xylosidases à partir d’un mélange d’enzymes comprenant des enzymes bêta-xylosidases et d’autres enzymes, tel que les enzymes bêta-xylosidases à séparer sont dépourvues de groupement histidine, et tel qu’on sépare lesdites enzymes bêta-xylosidases du reste du mélange d’enzymes par chromatographie d’affinité sur ions métalliques immobilisés IMAC. Figure pour l’abrégé : Fig. 1 Procédé de séparation de l’enzyme bêta-xylosidase à partir d’un mélange d’enzymes La présente invention concerne la production d’enzymes, de type cellulolytique et/ou hémicellulolytiques, notamment dans le cadre de la production de sucres à partir de matériaux cellulosiques ou lignocellulosiques faisant intervenir une hydrolyse enzymatique de ces matériaux. Les sucres peuvent être utilisés/valorisés tels quels, ou poursuivre leur conversion en alcool, notamment en éthanol, par fermentation. Depuis les années 1970, la transformation de matériaux lignocellulosique en éthanol, après hydrolyse des polysaccharides constitutifs en sucres fermentescibles, a fait l'objet de très nombreux travaux. On peut citer par exemple les travaux de référence du National Renewable Energy Laboratory (Process Design and Economics for Biochemical Conversion of Lignocellulosic Biomass to Ethanol, Humbird et al., NREL/TP-5100-57764, May 2011). Les matériaux lignocellulosiques sont des matériaux cellulosiques, c'est-à-dire constitués de cellulose, d’hémicellulose, qui sont des polysaccharides essentiellement constitués de pentoses et d'hexoses, ainsi que de lignine, qui est une macromolécule de structure complexe et de haut poids moléculaire à base de composés phénoliques. Par souci de concision, on pourra dans le présent texte les regrouper sous le terme générique de biomasse. Le bois, les pailles, les rafles de maïs sont les matériaux lignocellulosiques les plus utilisés, mais d'autres ressources, cultures forestières dédiées, résidus de plantes alcooligènes, sucrières et céréalières, produits et résidus de l'industrie papetière et des produits de transformation des matériaux lignocellulosiques sont utilisables. Ils sont constitués pour la plupart d'environ 35 à 50 % de cellulose, de 20 à 30 % d'hémicellulose et de 15 à 25 % de lignine. Le procédé de transformation biochimique des matériaux lignocellulosiques en sucres, puis éventuellement en alcool de type éthanol, comprend une étape de prétraitement physico-chimique, suivie d'une étape d'hydrolyse enzymatique utilisant un cocktail enzymatique. Il peut se poursuivre par une étape de fermentation éthanolique des sucres libérés, la fermentation éthanolique et l’hydrolyse enzymatique pouvant être conduites simultanément, puis par une étape de purification de l'éthanol. Un exemple d’un tel procédé convertissant de la biomasse en éthanol est décrit dans le brevet EP 3 484 945, auquel on pourra se reporter pour plus de détails. Le cocktail enzymatique utilisé pour l’hydrolyse est un mélange d’enzymes cellulolytiques (également appelées cellulases) et/ou hémicellulolytiques. Les enzymes cellulolytiques présentent trois grands types d'activités : endoglucanases, exoglucanases et cellobiases, ces dernières étant également appelées β glucosidases. Les enzymes hémicellulolytiques présentent notamment des activités xylanases. Le microorganisme cellulolytique le plus utilisé pour la production industrielle du cocktail enzymatique est le champignon Trichoderma reesei . Les souches sauvages ont la faculté de sécréter, en présence d'un substrat carboné inducteur, la cellulose par exemple, le cocktail enzymatique considéré comme le mieux adapté à l'hydrolyse de la cellulose. D'autres protéines possédant des propriétés indispensables à l'hydrolyse des matériaux lignocellulosiques sont également produites par Trichoderma reesei , les xylanases par exemple. La présence d'un substrat carboné inducteur est indispensable à l'expression des enzymes cellulolytiques et/ou hémicellulolytiques. La nature du substrat carboné exerce une forte influence sur la composition du cocktail enzymatique. C'est le cas du xylose, qui, associé à un substrat carboné inducteur comme la cellulose ou le lactose, permet d'améliorer significativement l'activité dite xylanase. Plus spécifiquement, dans le cadre de la production de bioéthanol dit de seconde génération (2G) à partir de biomasse lignocellulosique, l’un des enjeux principaux est de dégrader les fibres de cellulose et d’hémicellulose grâce à un prétraitement de la biomasse (traitement, par exemple avec une liqueur acide ou basique, puis cuisson ou explosion à la vapeur) puis par l’action d’enzymes cellulolytiques et hémicellulolytiques, qui dépolymérisent les fibres. Les cellobiohydrolases (CBH1 et CBH2) permettent de produire des oligomères de sucre comme le cellobiose, le cellotriose et autres oligomères de glucose produits à partir de cellulose. La β-glucosidase permet de dégrader le cellobiose (et aussi les autres oligomères) en glucose directement assimilable par une levure pour la production de bioéthanol. La dégradation des hémicelluloses est réalisée par les xylanases ou xylobiohydrolases, et permet la formation d’oligomères de xylose (xylobiose, xylotriose, et autres oligomères de xylose). L’action de la β-xylosidase permet de dégrader ces oligomères de xylose pour produire du xylose. Les xylanases sont généralement inhibées par le xylobiose et les xyloligosaccharides courts, et le manque de β-xylosidases est alors responsable de l'étape limitant la vitesse de l'hydrolyse du xylane. De la demande de brevet WO 2011/079048, on apprend que, dans un procédé d’hydrolyse et fermentation simultanées de biomasse (acronyme anglais SSF pour « Simultaneous Saccarification and Fermentation »), l’augmentation de l’activité bêta-xylosidase du cocktail enzymatique utilisé pour l’hydrolyse enzymatique a un effet bénéfique sur l’hydrolyse enzymatique de certaines biomasses, puisqu’elle permet de réduire la quantité d’enzymes nécessaire. Elle permet aussi d’hydrolyser les alkyl-xylosides. Il est donc intéressant d’isoler les béta-xylosidases présentes dans des mélanges d’enzymes produits par des microorganismes, par exemple pour enrichir en béta-xylosidases un cocktail enzymatique donné. Et pour ce faire, différentes techniques ont déjà été proposées, notamment pour tout d’abord séparer, dans le milieu de culture, le champignon des enzymes qu’il a produites. Ainsi, le brevet US-3,398,055 enseigne la séparation et la purification de cellulases produites par le champignon Trichoderma reesei : Le champignon est séparé des enzymes par filtration avec un filtre rotatif sous vide. Les enzymes sont ensuite séparées en les faisant s’écouler dans une colonne utilisant du coton, et en les éluant avec une solution basique. Le brevet WO 2018/015228 propose de séparer les enzymes du champignon par une succession d’étapes de traitement d’un milieu de culture, dont une étape de filtration du milieu de culture par un filtre-presse, puis une étape de microfiltration tangentielle de la phase liquide obtenue. Il est par ailleurs connu de séparer la bêta-xylosidase d’un mélange d’enzymes par précipitation fractionnaire à l’éthanol, comme décrit dans la publication de V. CORTEZ and Al.« Xylanase and β-xylosidase separation by fractional precipitation », Process Biochemistry, Volume 35, Issues 3-4, 1999, Pages 277-283. C’est une technique intéressante, mais qui n’est pas dénuée d’inconvénients, dans la mesure où elle nécessite l’utilisation d’un solvant, et qu’elle impose de nombreuses étapes, ce qui la rend coûteuse et complexe à mettre en œuvre. L’invention a alors pour but de mettre au point une technique améliorée de séparation des enzymes d’un mélange d’enzymes, et plus particulièrement, une technique de séparation des béta-xylosidases dans un mélange contenant des béta-xylosidases et d’autres types d’enzymes. Elle vise plus particulièrement une technique de séparation qui soit performante, et déployable à l’échelle industrielle. L’invention a tout d’abord pour objet un procédé de séparation d’enzymes bêta-xylosidases à partir d’un mélange d’enzymes comprenant des enzymes bêta-xylosidases et d’autres enzymes, tel que : - les enzymes bêta-xylosidases à séparer sont dépourvues de groupement histidine, - et tel qu’on sépare lesdites enzymes bêta-xylosidases du reste du mélange d’enzymes par chromatographie d’affinité sur ions métalliques immobilisés (ci-après également désignée par son acronyme IMAC pour le terme anglo-saxon « Immobilized Metal Affinity Chromatography »). La chromatographie de type IMAC est connue pour séparer des protéines qui possèdent des groupes d’histidine exposés à leur surface, soit naturellement, soit par modification génétique, on parle dans ce dernier cas de « tag » (étiquette en français) histidine ou de «cluster» histidine ajouté à la protéine. On pourra notamment se reporter à la publication de V. GABERC-POREKAR and Al « Perspectives of immobilized-metal affinity chromatography » J Biochem. Biophys. Methods. 2001 Oct. 30 ; 49 (1-3) 335-60. Or, de façon tout-à-fait surprenante, il a été découvert dans le contexte de la présente invention que cette technique de chromatographie était malgré tout capable de séparer des enzymes dépourvues de groupement histidine, et tout particulièrement les bêta-xylosidases que les inventeurs cherchaient à séparer dans un cocktail enzymatique produit par des microorganismes. Et cela est très avantageux à plusieurs titres : - on peut isoler des enzymes bêta-xylosidases par cette technique sans les avoir, au préalable, modifiées pour qu’elles aient ces « tags » ou « clusters » histidine . En évitant de les modifier, on simplifie leur mode d’obtention/de séparation, bien sûr, en supprimant une étape de modification génétique. Mais on limite également tout risque de perte de performance par modification de leur comportement/altération de leur activité du fait de la présence de ces groupes histidine (il a été décrit dans la littérature de nombreux cas d’enzymes qui ont eu leur activité altérée suite à l’ajout d’un « tag » histidine, notamment dans le cas de métalloenzymes et d’enzymes multimérique), - la technique de séparation par chromatographie de type IMAC est très performante : on peut la déployer à l’échelle industrielle, les matériaux nécessaires pour opérer ce type de chromatographie sont stables et peuvent donc être stockés sans risque de dégradation, les conditions d’élution ne sont généralement pas sévères, les réactifs employés sont généralement réutilisables, ce qui la rend économiquement intéressante, et ses résultats en termes de sélectivité dans les enzymes séparées, notamment ici les bêta-xylosidases, sont excellents. - la séparation peut être réalisée en une seule étape, d’où un procédé de mise en œuvre facilitée, plus rapide. Généralement, les autres enzymes dudit mélange peuvent comprendre au moins une enzyme choisie parmi les cellulases, les hémicellulases, et/ou parmi les hémicellulases. Généralement, les autres enzymes dudit mélange peuvent comprendre des bêta-glucosidases, des endoglucanases, et éventuellement des cellobiohydrolases. Les bêta-xylosidases peuvent constituer au moins 1% poids, notamment entre 2 et 15% poids ou entre 3 et 8% poids, de l’ensemble des enzymes présentes dans le mélange. C’est la teneur généralement rencontrée dans les cocktails enzymatiques produits par Trichoderma Reseei , mais, naturellement, l’invention s’applique de la même manière à des mélanges d’enzymes contenant une plus forte proportion de béta-xylosidases. De préférence, la chromatographie d’affinité sur ions métalliques immobilisés IMAC utilise : - une phase immobile solide qui comprend une matrice sur laquelle sont fixés des ions métalliques par des agents chélatants, - et une phase mobile liquide appelée éluant. La matrice de la phase immobile peut avantageusement être choisie parmi au moins un des composés suivants : gel d’agarose, gel de dextrane réticulé, silice. Les agents chélatants peuvent avantageusement être choisis parmi au moins un des composés suivants: l’acide iminodiacétique IDA, l’acide nitrolotriacétique NTA, le tris [carboxymethyl] éthylène diamine TED. Les ions métalliques peuvent avantageusement être choisis parmi : les ions métalliques de métaux de transition, notamment choisis parmi - les ions divalents de Cu (II), Ni (II), Zn (II), Co (II), - les ions métalliques trivalents de métaux, notamment choisis parmi les ions trivalents de Fe (III), Al (III), Ga (III), - ou les ions métalliques tétravalents, notamment l’ion métallique de Zr (IV). Selon un mode de réalisation préféré de l’invention, le mélange d’enzymes est issu d’une production d’enzymes par un microorganisme, notamment par un champignon filamenteux, par exemple du genre Trichoderma , de préférence de l’espèce Trichoderma reesei . Le procédé de séparation selon l’invention peut comprendre une étape préliminaire de séparation d’un milieu de culture comprenant le mélange d’enzymes et un micro-organisme ayant produit ledit mélange, ladite étape préliminaire visant à séparer le microorganisme dudit mélange d’enzymes et comprenant notamment une filtration ou plusieurs filtrations successives du milieu de culture. Cette séparation préliminaire peut par exemple être réalisée comme décrit dans le brevet WO 2018/015228. On obtient ainsi, après séparation solide/liquide, le microorganisme ayant produit les enzymes (qu’on appelle aussi moût) sous forme solide/semi-solide d’une part, et les enzymes solubles en phase liquide (aqueuse) d’autre part. Cette phase liquide peut être éventuellement concentrée, puis elle va pouvoir être traitée selon l’invention. Le procédé de séparation selon l’invention peut comprendre également une étape de traitement du moût, ayant été séparé ou non du reste du milieu de culture, ledit traitement comprenant un refroidissement du moût puis une séparation du moût et d’une phase liquide dite supplémentaire contenant une quantité supplémentaire de mélange d’enzymes, comme enseigné dans le brevet EP 3 174 979. Si on procède à cette séparation supplémentaire sur le moût déjà séparé, on peut alors mélanger la phase liquide obtenue après la séparation solide/liquide décrite plus haut, avec cette phase liquide supplémentaire, et opérer le procédé selon l’invention sur le mélange de ces deux phases liquides. Le procédé selon l’invention peut naturellement être opéré sur une phase liquide contenant le mélange d’enzymes qui a été préalablement concentrée. Selon une première variante du procédé de séparation de l’invention, la chromatographie est réalisée en continu dans une colonne de chromatographie contenant une phase immobile, solide et apte à être traversée en continu par une phase mobile liquide appelée éluant. Selon une autre variante, la séparation par chromatographie selon l’invention est réalisée par batch, en mettant en contact une phase immobile de chromatographie avec le mélange comprenant des enzymes bêta-xylosidases et d’autres enzymes, en milieu liquide, pour constituer un milieu réactionnel dans un contenant pendant une durée donnée, puis en éluant la partie solide dudit milieu réactionnel afin d’en extraire les bêta-xylosidases. Dans cette variante, la séparation peut comprendre une étape de mélange de la phase immobile avec le mélange d’enzymes en solution, puis une étape de décantation optionnelle, puis une étape d’isolation de la phase solide du milieu réactionnel, puis une étape optionnelle de lavage, puis une étape d’élution de la phase solide isolée pour en extraire les bêta-xylosidases. La séparation par chromatographie selon l’invention fixe les bêta-xylosidases sur la phase immobile de préférence à un pH compris entre 6,5 et 9, et les bêta-xylosidases sont de préférence éluées en changeant la nature, la composition ou la concentration de l’éluant, ce qui permet, notamment, de changer le pH de la phase immobile. L’invention a également pour objet l’enzyme bêta-xylosidase, notamment produite par un champignon comme Aspergillus ou Trichoderma , et notamment obtenue par le procédé de séparation tel que décrit plus haut, et qui présente une activité spécifique d’au moins 10 µmoles de p-nitrophenol.min -1 . mg -1 d’enzyme, notamment d’au moins 20 ou au moins 30 ou au moins 35 µmoles de p-nitrophenol.min -1 . mg -1 d’enzyme. C’est une activité spécifique élevée, qui démontre une séparation efficace résultant d’une pureté élevée de l’enzyme bêta-xylosidase ainsi séparée. La méthode de mesure de l’activité spécifique, connue de l’homme de l’art, consiste à mettre l’enzyme purifiée en présence de PNP-Xylose (p-nitrophényl-β-D-xylopyranoside). Sous l’action de la bêta-xylosidase, le PNP libéré est suivi par spectroscopie et l’activité spécifique est calculée en utilisant une gamme étalon de PNP. Un exemple de bêta-xylosidase vise par la présente invention est une protéine Xylan 1,4 bêta-xylosidase obtenue à partir de Trichoderma reesei de référence XP_006964075.1 dans NCBI (acronyme pour National Center for Biotechnology Information) et décrite dans la base Uniprot sous la référence Q92458_HYPJE (EC : 3.2.1.37 ; identifiant taxonomique 51453 NCBI ; séquence version 2 du 01/06/1998, : Gene :bxl1 , - Organisme: Hypocrea jecorina ( Trichoderma reesei )). Sont également visées toutes les bêta-xylosidases avec des séquences ayant au moins 50% d’identité avec cette bêta-xylosidase, notamment au moins 60 % ou au moins 65% ou au moins 80% ou au moins 85% ou au moins 90% ou au moins 95% ou au moins 98 ou 99% avec cette bêta-xylosidase. L’invention vise de manière plus générale toute bêta-xylosidase, pouvant être notamment obtenue avec un champignon de genre Trichoderma , notamment l’espèce Trichoderma reesei ou citrinoviride ou orientale ou longibrachiatum ou arundinaceum , ou avec un champignon de genre Aspergillu s, notamment l’espèce Aspergillus niger, japonicus, oryzae, clavatus,aculeatus,awamori, flavus. L’invention a également pour objet que l'enzyme bêta-xylosidase, notamment obtenue par le procédé de séparation décrit plus haut, et qui présente une pureté supérieure ou égale à 90 %, généralement supérieure ou égale à 95 % ou 97 %. La pureté a été évaluée, de façon connue, par électrophorèse sur gel SDS-PAGE (un gel de polyacrylamide contenant du dodécylsulfate de sodium), puis analysée avec le logiciel Image-Lab, disponible auprès de la société BIO-RAD. On obtient donc une enzyme très pure, ce qui la rend hautement valorisable. C’est un résultat d’autant plus remarquable que la séparation selon l’invention peut être opérée sur des cocktails enzymatiques pouvant contenir des dizaines, voire une centaine, d’enzymes différentes, comme ceux produits par des microorganismes comme Trichoderma par exemple. L’invention a également pour objet l’utilisation des enzymes bêta-xylosidases, notamment obtenues selon le procédé décrit plus haut, pour enrichir en enzymes bêta-xylosidases un mélange d’enzymes produit par un micro-organisme. On peut ainsi les ajouter, de façon contrôlée, dans un procédé de conversion de différents types de biomasse lignocellulosique en sucre(s) (saccharification incluant une hydrolyse enzymatique de la biomasse) ou en alcool (saccharification et fermentation) ayant des récalcitrances différentes en sucres ou en alcool (type éthanol). Une autre utilisation consiste à valoriser ces enzymes bêta-xylosidases en tant que telles, pour des applications qui font spécifiquement appel à une activité bêta-xylosidase. La bêta-xylosidase peut être purifiée et vendue pure pour des applications biotechnologiques, que ce soit pour dégrader ou pour produire des xylo-oligosacharides. La bêta-xylosidase peut être supplémentée à un cocktail enzymatique pauvre en bêta-xylosidase pour des applications industrielles dans le domaine de la dégradation de la biomasse lignocellulosique dans le but de produire des sucres valorisables dans des bioproduits ou pour la production d’alcools dont notamment le bioéthanol. Liste des figures La représente le profil FPLC (acronyme de l’expression anglo-saxonne « Fast Protein Liquid Chromatography », qui est une technique connue de chromatographie rapide de protéines en phase liquide) de la séparation de la bêta-xylosidase à partir d’un mélange d’enzymes selon un exemple de réalisation de l’invention. La représente un résultat d’électrophorèse avec un gel SDS-PAGE de la bêta-xylosidase après purification FPLC (décrite plus loin). La représente un graphe des activités des bêta-xylosidases séparées selon 2 exemples de réalisation de l’invention, sous forme d’histogrammes, avec en abscisse l’identification des exemples1 et 2, et en ordonnés leurs activités exprimées en µmoles de p-nitrophenol.min -1 . mg -1 d’enzyme. L’invention sera ci-après décrite en détails, à l’aide des figures et d’exemples donnés à titre d’illustration et qui ne sont donc nullement limitatifs. L’invention propose un procédé permettant de séparer une enzyme particulière dans un mélange d’enzymes : l’enzyme bêta-xylosidase. Elle s’intéresse plus particulièrement à séparer cette enzyme d’un cocktail enzymatique produit par un microorganisme, plus particulièrement par le champignon Trichoderma , notamment Trichoderma reesei , et sur lequel portent les exemples et les descriptifs détaillés qui suivent. Mais l’invention s’applique de façon analogue à la séparation de cette enzyme à partir de tout mélange d’enzymes la contenant, et notamment de tout cocktail enzymatique produit par des microorganismes qui contiennent cette enzyme dans des proportions variables. Le procédé selon l’invention permet de purifier de manière simple et rapide la β-xylosidase de T. reesei quel que soit le type de souche de T. reesei utilisé. Il s’agit d’un procédé de purification d’une enzyme d’intérêt (béta-xylosidase) à partir d’un mélange d’enzymes complexe (une centaine d’enzymes) réalisé en une seule étape. Cela nécessite au préalable de produire les enzymes et de séparer le mycélium. La description ci-dessous détaille la variante de l’invention utilisant une colonne de chromatographie, fonctionnant en continu. Mais l’invention peut être mise en œuvre sans colonne, de façon analogue, par batch. Etapes préalables Pour mettre en œuvre le procédé de séparation selon l’invention, on opère d’abord une séparation préliminaire du milieu de culture, comprenant le cocktail enzymatique et le champignon Trichoderma reesei . Pour cela, le milieu de culture est soumis, dans un délai inférieur à 24 heures, à partir de l’arrêt de la production, à une séparation sur filtre presse garni d’une toile ayant une porosité de 3-20µm , de façon à obtenir un filtrat ayant une densité optique DO 600nm corrigée inférieure à 2,5. La phase liquide obtenue est soumise à une microfiltration tangentielle sur membrane céramique ayant un seuil de coupure compris entre 0,5 et 1,4µm, de façon à ce que la densité optique DO 600nm corrigée ne dépasse pas 0,1.La séparation sur filtre presse et la microfiltration sont réalisées à 20-30°C, de préférence 22-27°C. A l’issue de la séparation sur filtre presse, on obtient généralement 5-10% poids de résidu solide (dit « gâteau »), et 90-95% pds de filtrat. De façon avantageuse, la microfiltration du filtrat obtenu à l’issue du filtre presse est réalisée dans un délai de 30 heures maximum , et de préférence 24 heures maximum. De préférence, la microfiltration tangentielle est réalisée sur une membrane céramique ayant un seuil de coupure compris entre 0,8 et 1,4µm. La phase liquide obtenue après microfiltration peut être soumise à une ultrafiltration, de préférence sur une membrane céramique, et de façon encore plus préférée sur membrane céramique ayant un seuil de coupure compris entre 5 et 15kDa. Le mode de filtration ici décrit reprend l’enseignement du brevet WO 2018/015228 auquel on se rapportera pour plus de détails. Le rétentat obtenu est ensuite passé sur une colonne d’affinité IMAC permettant de séparer les enzymes ayant une étiquette (« tag ») poly-histidine (appelée aussi « His-tag »). Il s’agit d’un motif d'acides aminés dans une protéine constitué d'au moins six résidus histidine, souvent insérés à l’extrémité N- ou C- terminale de la protéine. On la désigne parfois par les noms « hexa-histidine tag » (en anglais), « 6xHis-tag ». On note bien, cependant, que la bêta-xylosidase purifiée à partir du cocktail ne comprend pas d’étiquette histidine (ni aucune des autres enzymes du mélange d’enzymes ici). Purification sur colonne IMAC Le surnageant contenant les enzymes (perméat de la microfiltration ou rétentat de l’ultrafiltration), c’est-à-dire les cellulases produites par Trichoderma reesei , est conservé entre 4°C et 30°C, mais de préférence en dessous de 10°C. Le surnageant obtenu est chargé sur une colonne par chromatographie d'affinité sur ions métalliques immobilisés, appelée aussi IMAC (acronyme pour le terme anglais correspondant « Immobilized Metal Affinity Chromatography »). Ce type de chromatographie par d'affinité repose sur le mécanisme de la chélation de cations métalliques immobilisés. Elle permet généralement de purifier des protéines possédant un « tag » histidine à partir du surnageant contenant un mélange complexe de différentes protéines d’origine biologique. La chélation de l’ion métallique (généralement divalent) est un processus qui permet la formation d’un complexe entre un cation métallique et un ligand fixé sur une phase solide. Grâce à cette chélation, les ions métalliques restent immobilisés dans une colonne, dans laquelle on écoule le mélange d’enzymes que l’on souhaite fractionner ou purifier. Les liaisons entre l’ion métallique et le ligand se forment généralement dans une gamme de pH comprise entre 7 et 8. Afin de maintenir ce pH, la colonne est préalablement équilibrée à l’aide d’une solution tampon. La solution dans laquelle l’échantillon peut être solvaté présente idéalement une grande force ionique pour réduire les interactions électrostatiques non spécifiques, mais ces ions ne doivent pas eux-mêmes se lier avec les métaux. La solution est également de préférence neutre ou légèrement alcaline, puisque les interactions entre les groupements histidines et les métaux se désactivent en présence de protons qui viennent occuper les sites de liaisons sur l’acide aminé. Des exemples de ce genre de solution sont le Tris-acétate (tris(hydroxyméthyl)aminométhane acétate (CH3COO - ), 50 mM ou le sodium phosphate 20 à 50 mM. Le Tris-HCl (tris(hydroxyméthyl)aminométhane HCl) permet de purifier des enzymes dont les interactions entre la protéine et les métaux sont assez fortes. Pour l’éluant, on peut choisir une solution acide avec un gradient de pH de 7 à 4, afin de protoner les acides aminés interagissant avec la matrice IMAC ce qui induit une diminution drastique de l’affinité de l’enzyme pour la résin . Alternativement, on peut également utiliser une solution d’imidazole pour remplacer les protéines sur les sites de liaisons (pour échanger les ligands). Finalement, on peut également extraire l’ion métallique avec un agent chélatant puissant comme l’acide éthylène diamine tétra acétique EDTA, (souvent utilisé pour régénérer la colonne). Etape de production Le cocktail enzymatique sur lequel on opère le procédé de séparation selon l’invention est produit par Trichoderma reesei dans une chaîne de production conventionnelle, par fermentation aérée. Des exemples de procédé de production de cocktail enzymatique par ce champignon sont décrits dans les brevets FR 3 024 463, FR 3 049 957, FR 3 085 961, FR 3 088 934. Une amélioration du procédé pour augmenter le taux de beta-glucosidase et/ou de béta-xylosidase par refroidissement du moût obtenu en fin de production est décrite dans le brevet EP 3 174 979. Le procédé de production du cocktail enzymatique débute par une phase de propagation, en général mise en œuvre dans de petits réacteurs de taille croissante, dans le but de multiplier le champignon filamenteux, et de limiter la durée de la phase de latence et les risques de contamination. Lorsque cette production est jugée suffisante (concentration en champignon supérieure ou égale à 10 g/L, de préférence supérieure ou égale à 15 g/L), on transfert le milieu de culture dans le réacteur final de grand volume. Le procédé de production d’enzymes comporte deux phases, ainsi détaillées selon un mode de réalisation préféré : - une phase a) de croissance dudit microorganisme en présence d'au moins un substrat carboné de croissance en réacteur fermé aéré, ladite phase de croissance étant réalisée avec une concentration en substrat carboné de croissance comprise entre 10 et 90 g/L, - une phase b) de production du cocktail enzymatique, dans laquelle au moins un substrat carboné inducteur est introduit, ledit substrat carboné inducteur étant choisi dans le groupe formé par le lactose, le cellobiose, le sophorose, les résidus obtenus après fermentation éthanolique des sucres monomères des hydrolysats enzymatiques de biomasse cellulosique, et/ou un extrait brut de pentoses hydrosolubles provenant du prétraitement d'une biomasse cellulosique, ladite phase de production étant réalisée avec une concentration en substrat carboné de production comprise entre 150 et 400 g/L. Les microorganismes mis en œuvre dans le procédé de production d’un cocktail enzymatique selon l’invention sont des souches de champignons appartenant à l'espèce Trichoderma reesei . Les souches industrielles les plus performantes sont les souches appartenant à l'espèce Trichoderma reesei , modifiées pour améliorer le cocktail enzymatique par les procédés de mutation-sélection. Les souches améliorées par les techniques de recombinaison génétique peuvent être également utilisées. Ces souches sont cultivées en réacteurs agités et aérés dans des conditions compatibles avec leur croissance et la production des enzymes. A titre d’exemples de souches et de modes d’obtention de celles-ci, on peut ainsi rappeler que les techniques de génétique classique par mutation ont permis la sélection de souches de Trichoderma reesei hyperproductrices de cellulases telles que les souches MCG77 (Gallo - brevet US 4275 167), MCG 80 (Allen, A.L. et Andreotti, R.E., Biotechnol-Bioengi 1982, 12, 451-459 1982), RUT C30 (Montenecourt, B.S. et Eveleigh, D.E., Appl. Environ. Microbiol. 1977, 34, 777-782) et CL847 (Durand et al, 1984, Proc. Colloque SFM "Génétique des microorganismes industriels". Paris. H. HESLOT Ed, pp 39-50). Les améliorations ont permis d'obtenir des souches hyperproductrices, moins sensibles à la répression catabolique sur sucres monomères notamment, glucose par exemple, par rapport aux souches sauvages. Des souches recombinantes ont également été obtenues à partir des souches de Trichoderma reesei comme Qm9414, RutC30, CL847, en clonant des gènes hétérologues, par exemple l'invertase d'Aspergillus niger permettant à Trichoderma reesei d'utiliser le saccharose comme source de carbone. Ces souches ont conservé leur hyperproductivité et leur aptitude à être cultivées en fermenteur. Le substrat carboné de croissance dudit microorganisme utilisé dans ladite phase a) de croissance du procédé selon l’invention est avantageusement choisi parmi les sucres solubles industriels, et de préférence parmi le glucose, le lactose, le xylose, les résidus liquides obtenus après fermentation éthanolique des sucres monomères des hydrolysats enzymatiques de matériaux lignocellulosique et les extraits de la fraction hémicellulosique sous forme de monomères provenant de substrat lignocellulosique prétraité, utilisé seul ou en mélange. Selon sa nature, ledit substrat carboné de croissance est introduit dans le réacteur fermé avant stérilisation, ou est stérilisé séparément et introduit dans le réacteur fermé après stérilisation de ce dernier. Ledit substrat carboné de croissance est utilisé dans ladite phase a) de croissance à une concentration initiale comprise le plus souvent entre 20 et 90 g de substrat carboné par litre de volume réactionnel. De préférence, ladite phase a) de croissance est réalisée sur une durée comprise entre 30 et 70 h, de préférence entre 30 et 40 h. De préférence, ladite phase a) de croissance opère à un pH de 4,8 et à une température de 20-30°C, généralement 22-27°C, de préférence de l’ordre de 27°C. Ledit substrat carboné inducteur utilisé dans ladite phase b) de production est avantageusement alimenté en phase fed-batch avec un flux limitant compris entre 30 et 80 mg par gramme de cellules et par heure. La température est généralement la même que dans l’étape a). A l’issue de l’étape de production d’enzymes, on obtient généralement un milieu contenant une concentration en matière sèche comprise entre 10 et 45 g/L (correspondant au champignon sec), les enzymes sont toutes solubles dans l’eau. Le culot mesuré après centrifugation (4000 tours/minute, 5 minutes) est supérieur à 15% et souvent de l’ordre de 30%, et même jusqu’à 60 %. Il correspond au pourcentage du volume occupé par le solide par rapport au volume total de l’échantillon. Le but de l’invention est de séparer les enzymes du champignon, puis de purifier la béta-xylosidase, pour la commercialiser ou pour l’ ajouter spécifiquement dans un mélange d’enzymes, dans un procédé biochimique faisant intervenir des enzymes, si elles sont limitantes. L’invention peut s’appliquer à tout mélange d’enzymes produit par un microorganisme, appelé cocktail enzymatique, y compris les cocktails enzymatiques issus d’un milieu réactionnel contenant le microorganismes qui a été traité, notamment par refroidissement, comme décrit dans le brevet EP3174979. Etapes de séparation solide/liquide dans laquelle le champignon est séparé du liquide. Le liquide contient les enzymes et les sels résiduels. - Une fois les enzymes séparées du mycélium, le pH du surnageant (contenant les enzymes) doit être ajusté dans une gamme de pH de 6,5-9, préférentiellement à un pH 8 (changement de tampon par une colonne de dessalage, par filtration, par ultrafiltration, sous pression (cellule à agitation disponible commercialement sous la dénomination Amicon auprès de la société Merck, ou cellule d’ultrafiltration, disponible commercialement sous la dénomination Pellicon avec membrane Ultracel 10kD auprès de la société Merck également) - Une fois le cocktail de cellulases tamponné, une colonne de type IMAC décrite précédemment est utilisée. Il est à noter que les mélanges d’enzymes testés présentent une composition de type (les teneurs indiquées sont exprimées en abondance et sont des données approximatives mais qui donnent une idée de la répartition des enzymes dans le mélange): - teneur en CEL7A = CBH1 environ 35 % , - teneur en CEL6A = CBH2 : environ 30 %, - teneur en BGL1 = Beta-glucosidase 1 : environ 5% - teneur en Endoglucanase I = Cel7B : environ 10% - teneur en Endoglucanase II = Cel5A : environ 10% - teneur en Autres (enzymes et/ou autres composé) : environ 10% Pour des exemples d’analyses de secrétomes de souches de Trichoderma reesei modifiées, RUT-C30 et CL847, on peut se reporter à la publication « Comparative secrétome analyses of two Trichoderma reesei RUT-C30 and CL847 hypersecretrory strains », de I ; HERPOEL-GIMBERT and al. Biotechnology for biofuels, article number 18(2008) publié le 23 décembre 2008, et notamment à sa table I. La colonne HisTrap Crude (Cytiva, 5mL), préchargée avec l’ion nickel Ni 2+ , est équilibrée à un pH compris entre 6,5 et 9, préférentiellement à pH 8. Ce type de colonne est disponible auprès de la société Cytiva sous la dénomination complète« HisTrap FF crude histidine-tagged protein purification colum ». Le tampon d’équilibration peut être du Tris, Bis-Tris, Phosphate, l’acide 4(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazine éthane sulfonique appelé aussi HEPES, ou tout autre solution tampon étant dans la gamme de pH entre 6,5 et 9. La solution tampon peut contenir des sels (NaCl, KCl) entre 0- 500 mM mais de préférence à 50 mM. - Une fois la colonne équilibrée, le surnageant clarifié peut être filtré puis chargé sur la colonne par une pompe péristaltique, par un système dit « Fast Protein Liquid Chromatography System », un système qui comprend généralement une pompe, un détecteur UV, un dispositif de mesure de conductivité, un collecteur de fraction et des valves permettant notamment de passer d’une colonne à une autre. Un tel système est notamment commercialement disponible auprès de la société BIO-RAD. Un autre système chromatographique est également disponible auprès de la société Cytiva sous l’appellation « AKTA pure protein purification system ». Des techniques de séparation par gravité peuvent aussi être utilisées. Le lavage de la colonne s’effectue en présence de 0 à 40 mM d’imidazole, généralement avec 20 mM d’imidazole. De manière surprenante, et cela n’avait jamais été observé auparavant, la bêta-xylosidase de T. reesei se fixe sur la phase solide de l’IMAC, et peut être purifiée facilement sur ce type de résine, alors qu’elle ne présente aucun « tag » d’histidine. Pour éluer la bêta- xylosidase de T. reesei , il faut faire un gradient ou une élution en présence de 500 mM d’imidazole, ou diminuer le pH pour réduire l’affinité de l’enzyme avec la phase solide. L’enzyme bêta-xylosidase de T. reesei purifiée dans ces conditions est de haute pureté (la vérification a été faite par spectrométrie de masse), et elle est active (le test d’activité montre que l’enzyme est active sur 4-nitrophenyl-β-D-xylopyranoside (4-NPX) et libère du para-nitrophénol pNP ). L’activité spécifique de la béta-Xylosidase est évaluée avec du 4-Nitrophenyl β-D-Xylopyranoside (4-NPX) comme substrat avec des activités à 50°C comprises entre 10 et 100 µmoles p-nitrophenol.min -1 .mg enzymes-1 et généralement d’au moins 20 et d’environ 35 µmoles p-nitrophenol.min -1 .mg enzymes-1 (ou plus). On utilise le même protocole que pour mesurer une activité beta glucosidase. On change juste le substrat (para-nitrophenyl-b-D-Xylopyranoside (pNP) et on utilise la bêta- xylosidase. Le principe de la mesure de l’activité spécifique avec ce type de réactif est bien connu de la littérature. Exemples Exemple 1 Les expériences ont été réalisées en laboratoire, sur des cocktails enzymatiques produits par Trichoderma reesei selon le mode opératoire décrit plus haut, à partir de la souche CL847, déjà citée et également décrite dans la publication Jourdier E. et Al., « A newstoichiometric miniaturization strategy for screening of industrial microbial strains: application to cellulase hyper-producing Trichoderma reesei strains » (Microb Cell Fact. 2012 May 30;11:70. doi: 10.1186/1475-2859-11-70. PMID:22646695; PMCID: PMC3434075.). Exemple 2 Les expériences ont été réalisées en laboratoire, sur des cocktails enzymatiques produits par Trichoderma reesei selon le mode opératoire décrit plus haut, à partir de la souche, décrite dans le tableau 1 du brevet EP 3 174 979 (SEQ Id n0 : 7 en acide nucléique, SEQ Id n0 : 8 en polypeptide) sous la référence130G9. La description qui suit concerne le traitement du milieu de culture obtenu dans chacun des deux exemples : Le milieu extracellulaire a été séparé du mycélium par filtration. Le milieu extracellulaire contenant les enzymes sécrétées par Trichoderma reesei a été éliminé par filtration sur membrane Péllicon (10 kDa) puis dilué trois fois dans du tampon A Tris-Cl 50 mM pH8, NaCl 50mM. Cette étape a le double avantage d’enlever les molécules de faible poids moléculaire présentes dans le milieu de culture et de ramener le pH à 8. L’extrait protéique est ensuite centrifugé pendant 10min à 5000 rpm et filtré à 0,2 µm (filtre PES, VWR, 514-2073) avec une seringue. La solution protéique est ensuite chargée sur la colonne HisTrap (Cytiva,HisTrap™ FF et HisTrap Crude, 5 mL) identifiée plus haut, qui présente une phase immobile à base de sépharose réticulée et couplée à des ions Nickel via des groupes chélatants. La colonne est préalablement équilibrée avec 7 volumes de colonne dans du tampon A Tris-Cl 50 mM pH8, NaCl 50mM. Un gradient linéaire est ensuite appliqué pendant 10 volumes de colonne vers la solution de tampon B Tris-Cl 50 mM pH8, NaCl 50mM, Imidazole 500 mM. La protéine est éluée en un pic homogène et symétrique. Elle est ensuite concentrée et lavée trois fois dans du tampon A par centrifugation à 5000 rpm avec des unités d’ultrafiltration disponibles commercialement sous l’appellation Vivaspin (10kDa) auprès de la société Sartorius. afin d’éliminer l’imidazole. La protéine pure a ensuite été analysée sur gel SDS-PAGE et par spectrométrie de masse. Ces analyses ont permis de démontrer sans ambigüité que la protéine purifiée/séparée du reste des enzymes du cocktail de départ est la béta-xylosidase. A noter que, en revanche, on n’a pas séparé les CBH2 qui, pourtant, avec un « tag » histidine, ce qui est doublement surprenant. La représente le profile FPLC (Fast Protein Liquid Chromatography) de la purification de la béta-xylosidase, corrélée au gel d’électrophorèse de polyacrylamide contenant du dodécysulfate de sodium (SDS PAGE, BIO-RAD , Mini Protean TGX Strain-Free Precast gel 10%- 456-8035), selon l’exemple 1. On y voit la bande 1 correspondant à l’enzyme purifiée par cette technique chromatographique, qui a été découpée du gel puis analysée par spectrométrie de masse. La protéine identifiée par spectroscopie de masse correspond à la protéine XP_006964075.1 dans NCBI et de Référence UniProtKB : Q92458_HYPJE déjà citée plus haut. Le même type de résultat est obtenu avec l’exemple 2. La est une image du gel SDS-PAGE , pour l’exemple 1. qui permet de séparer les protéines en fonction de leurs masses moléculaires après avoir dénaturé les protéines. Afin d’avoir une indication de la masse moléculaire, la bande de gauche présente des marqueurs de différentes tailles moléculaires : 15 kDa, 20 kDa, 25 kDa, 37 kDa, 50 kDa,75 kDa, 100 kDa, 150 kDa et 250 kDa. Sur la bande de droite, on a chargé puis analysé la bêta -xylosidase purifiée. Le résultat de l’électrophorèse avec un gel SDS-PAGE de la bêta-xylosidase montre que la masse moléculaire 1 correspond à celle prédite par la séquence ADN c’est-à-dire entre 75 kDa et 100 kDa. De plus, on constate que la protéine est pure. Le même type de résultat est obtenu avec l’exemple 2. A la suite des différentes purifications, l’activité a été mesurée sur différents lots d’enzymes purifiées, et les résultats d’activité sont indiqués dans l’histogramme de la . On y voit que l’enzyme bêta- xylosidase purifiée à partir des exemples 1 et 2 possède une activité spécifique d’environ 35 à 38 µmoles de p-nitrophenol.min-1. mg -1 d’enzyme. En conclusion, cette technique de purification IMAC de la bêta-xylosidase permet d’obtenir cette enzyme de manière rapide, simple et très efficace, et sans utiliser de « tag » histidine. L’affinité de la béta-xylosidase pour la colonne de type IMAC est une découverte à laquelle on ne pouvait pas s’attendre. La bêta- xylosidase séparée selon l’invention a été identifiée par spectrométrie de masse, et l’activité spécifique celle-ci, évaluée avec du para-nitrophenyl-b-D-Xylopyranoside (pNPX) comme substrat, varient entre au moins 15 ou 20 et 35 µmoles de p-nitrophenol.min-1. mg -1 d’enzyme ou plus. Cette enzyme a un intérêt industriel pour stimuler la dégradation de xylane ou des oligomères de xylose avec différents degrés de Polymérisation (DP) comme le xylobiose, le xylotriose ou avec DP de xylose plus élevée. Elle peut être valorisée seule, ou associée à d’autres mélanges/cocktails enzymatiques selon les besoins et les applications. Procédé de séparation d’enzymes bêta-xylosidases (1) à partir d’un mélange d’enzymes comprenant des enzymes bêta-xylosidases et d’autres enzymes, caractérisé en ce que les enzymes bêta-xylosidases à séparer sont dépourvues de groupement histidine, et en ce qu’on sépare lesdites enzymes bêta-xylosidases du reste du mélange d’enzymes par chromatographie d’affinité sur ions métalliques immobilisés IMAC. Procédé de séparation selon la revendication précédente, caractérisé en ce que les autres enzymes dudit mélange comprennent au moins une enzyme choisie parmi les cellulases et/ou parmi les hémicellulases. Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que les autres enzymes dudit mélange comprennent des bêta-glucosidases, des endoglucanases, des hémicellulases et éventuellement des cellobiohydrolases. Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que les bêta-xylosidases (1) constituent au moins 1% poids, notamment entre 2 et 15% poids ou entre 3 et 8% poids, de l’ensemble des enzymes présentes dans le mélange. Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que la chromatographie d’affinité sur ions métalliques immobilisés IMAC utilise : - une phase immobile solide qui comprend une matrice sur laquelle sont fixés des ions métalliques par des agents chélatants, - et une phase mobile liquide appelée éluant. Procédé de séparation selon la revendication précédente, caractérisé en ce que la matrice de la phase immobile est choisie parmi au moins un des composés suivants : gel d’agarose, gel de dextrane réticulé, silice. Procédé de séparation selon l’une des revendications 5 ou 6, caractérisé en ce que les agents chélatants sont choisis parmi au moins un des composés suivants: l’acide iminodiacétique IDA, l’acide nitrolotriacétique NTA, le tris [carboxymethyl] éthylène diamine TED. Procédé de séparation selon l’une des revendications 5 à 7, caractérisé en ce que les ions métalliques sont choisis parmi : les ions métalliques de métaux de transition, notamment choisis parmi les ions divalents de Cu (II), Ni (II), Zn (II), Co (II), les ions métalliques trivalents de métaux, notamment choisis parmi les ions trivalents de Fe (III), Al (III), Ga (III) ou les ions métalliques tétravalents, notamment l’ion métallique de Zr (IV). Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que le mélange d’enzymes est issu d’une production d’enzymes par un microorganisme, notamment par un champignon filamenteux, par exemple du genre Trichoderma , notamment l’espèce Trichoderma reesei ou citrinoviride ou orientale ou longibrachiatum ou arundinaceum , ou de genre Aspergillu s, notamment l’espèce Aspergillus niger, japonicus, oryzae, clavatus,aculeatus,awamori, flavus. Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce qu’il comprend une étape préliminaire de séparation d’un milieu de culture comprenant le mélange d’enzymes et un micro-organisme appelé moût ayant produit ledit mélange, ladite étape préliminaire visant à séparer le moût dudit mélange d’enzymes liquide et comprenant notamment une filtration ou plusieurs filtrations successives du milieu de culture. Procédé de séparation selon la revendication précédente, caractérisé en ce qu’il comprend également une étape de traitement du moût, ayant été séparé ou non du reste du milieu de culture, ledit traitement comprenant un refroidissement du moût puis une séparation du moût et d’un liquide contenant une quantité supplémentaire de mélange d’enzymes. Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que la chromatographie est réalisée en continu dans une colonne de chromatographie contenant une phase immobile solide et apte à être traversée en continu par une phase mobile liquide appelée éluant. Procédé de séparation selon l’une des revendications 1 à 11, caractérisé en ce que la séparation par chromatographie est réalisée par batch, en mettant en contact une phase immobile de chromatographie avec le mélange comprenant des enzymes bêta-xylosidases et d’autres enzymes, en milieu liquide, pour constituer un milieu réactionnel dans un contenant pendant une durée donnée, puis en éluant la partie solide dudit milieu réactionnel afin d’en extraire les bêta-xylosidases. Procédé de séparation selon la revendication précédente, caractérisé en ce que la séparation comprend une étape de mélange de la phase immobile avec le mélange d’enzymes en solution, puis une étape de décantation optionnelle, puis une étape d’isolation de la phase solide du milieu réactionnel, puis une étape optionnelle de lavage, puis une étape d’élution de la phase solide isolée pour en extraire les béta-xylosidases. Procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que la séparation par chromatographie fixe les bêta-xylosidases (1) sur la phase immobile à un pH compris entre 6,5 et 9, et en ce que les bêta-xylosidases (1) sont éluées en changeant la nature, la composition ou la concentration de l’éluant. Enzymes bêta-xylosidases (1) obtenues par le procédé de séparation selon l’une des revendications précédentes, caractérisées en ce qu’elles présentent une activité spécifique d’au moins 10 µmoles de p-nitrophenol.min -1 . mg -1 d’enzyme, notamment d’au moins 20 ou au moins 30 µmoles de p-nitrophenol.min -1 . mg -1 d’enzyme. Enzymes bêta-xylosidases (1) obtenues par le procédé de séparation selon l’une des revendications 1 à 15, caractérisées en ce qu’elles présentent une pureté supérieure ou égale à 90 %, notamment supérieure ou égale à 95 % ou 97 %. Utilisation des enzymes bêta-xylosidases (1) obtenues selon le procédé conforme à l’une des revendications 1 à 15 pour enrichir en enzymes bêta-xylosidases un cocktail enzymatique produit par un micro-organisme.