FR 3146016 A1 20240823 FR 2301468 A 20230216 La présente invention concerne une interface (1) de préparation de matériel, notamment biologique, pour son transfert dans un spectromètre de masse, le matériel étant sous forme d’aérosol, l’interface comprenant un dispositif d’ionisation (2) pour générer un nébulisat ionisé, et une chambre d’ionisation (3) avec une entrée de matériel, une entrée de nébulisat afin de mettre en contact le matériel avec le nébulisat ionisé dans une zone de mélange, le dispositif d’ionisation étant configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange. La présente invention concerne également un procédé de préparation de matériel utilisant une telle interface. Figure de l’abrégé : Figure 1 Interface et procédé de préparation de matériel biologique pour son transfert dans un spectromètre de masse La présente divulgation relève du domaine des interfaces de spectromètre de masse. Plus particulièrement d’une interface et d’un procédé de préparation de matériel biologique pour son transfert dans un spectromètre de masse. Dans tout domaine de la biologie et de la médecine, l'identification de spécimens qu’ils soient dans un état physiologique ou physio-pathologique revêt une importance cruciale notamment dans le cadre du diagnostic, pronostic et le traitement des maladies. Par exemple, le cancer est diagnostiqué sur la base d’informations récoltées par des méthodes d’imagerie. Ces méthodes d’imagerie (e.g. tomodensitométrie, IRM) peuvent fournir des images à haute résolution, mais ces méthodes haute résolution ne permettent pas d’obtenir suffisamment d’informations notamment sur l’identification des proliférations malignes. À l’inverse, d’autres méthodes (e.g. techniques d’imagerie nucléaires) dont les images sont de plus basse résolution peuvent en revanche fournir des informations pertinentes sur la prolifération de la maladie. Généralement, une ou plusieurs de ces méthodes d’imagerie en combinaison doivent être utilisées pour identifier et localiser un cancer. Un diagnostic précis des tissus pathologiques ou anormaux est obtenu généralement par histologie, branche de la biologie concernant l’étude des tissus biologiques, ou par cytologie, branche de la biologie concernant l’étude des cellules. Ces méthodes d’imagerie et d’analyse permettent de diagnostiquer efficacement des tissus pathologiques ou présentant des anomalies. Cependant, ces méthodes ne permettent pas d’obtenir des informations sur la localisation des tissus malins durant l’action chirurgicale. Une manière de contourner ce problème est d’effectuer un examen histopathologique d’un tissu retiré durant l’opération. Il consiste à réaliser un diagnostic en extemporanée ainsi qu’à observer si les frontières du tissu malin sont bien définies dans le tissu prélevé. Ce procédé est très répandu malgré différents désavantages comme une demande en temps (20 à 50 minutes habituellement suivant les cas et les établissements) tout en gardant le patient en salle opératoire. D’autres méthodes sont utilisées, comme la sonographie ou la fluoroscopie par rayon X. Malgré des résultats utiles, ces méthodes ne sont pas assez sensibles pour permettre d’identifier la présence d’un nombre limité de cellules malignes. Les tissus malins, comme les tumeurs, se démarquent des tissus sains à plusieurs égards. Les tumeurs, en effet, présentent une composition moléculaire très différente, allant de la distribution de petits constituants métaboliques et lipides à l'expression de protéines différentes. Ces caractéristiques moléculaires peuvent être utilisées pour la visualisation des tumeurs, par différentes techniques d’imagerie dont l'imagerie moléculaire des tissus par spectrophotométrie infrarouge ou spectrométrie de masse. Parmi ces méthodes, la spectrométrie de masse peut servir de base à un outil d'identification tissulaire in situ , in vivo , en analysant les différentes compositions moléculaires des différents tissus. Les méthodes d'ionisation par spectrométrie de masse ont été initialement développées pour l'analyse des matières gazeuses ou volatiles. L'un des inconvénients de ces méthodes d'ionisation est qu'elles ne permettent pas d'analyser les composés non volatils qui représentent environ plus de 90 % des molécules pertinentes pour l’analyse des tissus pathologiques. A partir des années 1940, de nouvelles méthodes de production des ions ont été développées permettant la production d’ions en phase gazeuse directement à partir d’un échantillon solide. Ces méthodes pour la plupart font appel à un processus de désorption/ionisation. Les méthodes d'ionisation par désorption emploient un faisceau analytique pour promouvoir la désorption et l’ionisation. Le faisceau analytique comprend des entités de composition différente (atomes, molécules, ions atomiques ou moléculaires, photons, etc.) qui sont dirigées sur la surface de l'échantillon et envoyés avec un niveau d’énergie variable. Par exemple, la méthode de spectrométrie de masse d’ions secondaires ( Secondary Ions Mass Spectrometry (SIMS)) consiste à bombarder la surface de l'échantillon à analyser avec un faisceau d'ions hautement accéléré. L'échantillon est alors pulvérisé, et une partie de la matière pulvérisée est ionisée. Cette technique présente cependant le désavantage de nécessiter des conditions de vide poussé. Les échantillons sont donc introduits dans l’enceinte sous vide poussé des spectromètres de masse, ce qui implique de fortes restrictions sur la composition et la géométrie des échantillons, et nécessite également des systèmes spéciaux d'introduction de ceux-ci. La question du besoin de méthodes d'ionisation par désorption fonctionnant dans des conditions atmosphériques a été soulevée. Le fonctionnement à pression atmosphérique et plus spécifiquement en conditions ambiantes (Ambiant Ionization Mass Spectrometry (AIMS)) présente notamment les avantages d’une procédure d’analyse plus rapide et plus flexible, ainsi que l’absence de pré-traitements des échantillons comme une extraction de composés d’intérêt. De plus, les systèmes biologiques, y compris les organismes vivants, peuvent être étudiés de manière in vivo et in situ . Tout cela permet l'application de ces méthodes pour l'identification in situ des tissus. Parmi ces méthodes en conditions ambiantes, il est possible de citer par exemple la méthode de spectrométrie de masse à ionisation par évaporation rapide ( Rapid Evaporative Ionization Mass Spectrometry – REIMS) qui utilise une surface de collision chauffée pour assurer la production des ions à partir d’un aérosol ; la photoionisation extractive à pression atmosphérique ( Extractive Atmospheric Pressure Photo -I onisation – EAPPI) qui utilise un système de nébulisation par ultrasons pour nébuliser et vaporiser des échantillons qui sont alors mélangés avec un dopant gazeux et interagissent avec des photons en milieu ambiant pour permettre l’ionisation des analytes en phase gazeuse ; l’ionisation simple par pulvérisation ultrasonique en conditions ambiantes ( Easy Ambient Sonic spray Ionisation – EASI) qui utilise un flux de solvant nébulisé dirigé contre une surface, le solvant interagissant et emportant des analytes par une évaporation pendant laquelle l’analyte est ionisé et libéré en phase gazeuse ; et l’ionisation d’entrée assistée par gouttelettes ( Droplet Assisted Inlet Ionisation – DAII) qui met en contact des gouttelettes aqueuses et des particules en suspension dans l’air, à leur entrée dans le spectromètre de masse, ces gouttelettes étant chauffées, leur évaporation rapide conduit à la formation d’ions moléculaires. Plus récemment, la méthode de désorption-ionisation par électronébulisation ( Desorption Electrospray Ionisation (DESI)) a été développée. Cette méthode utilise des gouttelettes de solvant chargées comme faisceau d’analyse. La méthode DESI répond à toutes les attentes associées aux méthodes d'ionisation ambiante, et a ouvert ainsi la porte à l'analyse par spectrométrie de masse d'objets variés en termes de composition moléculaire, de taille et de géométrie. L'étude des tissus au moyen de la spectrométrie de masse a été poursuivie de deux manières fondamentalement différentes. La première approche était axée sur la caractérisation, longue, mais aussi exhaustive que possible, des molécules présentes dans les tissus par des stratégies basées sur l’extraction de famille particulière de composés (métabolites, lipides, protéines, etc.)et couplant la spectrométrie de masse à des méthodes séparatives ( e.g. la chromatographie gazeuse ou liquide), tandis que la seconde s'est concentrée sur une analyse rapide et sans extraction ni séparation, similaire à de la prise d'empreintes moléculaire rapide et directe. Les méthodes appartenant au premier groupe commencent généralement par l'homogénéisation et la lyse d'une certaine quantité de tissu, suivies d'une extraction sélective du groupe de composés d'intérêt. Les composés sont séparés par électrophorèse ou chromatographie, puis analysées par spectrométrie de masse. Bien que ces méthodes ne puissent pas être utilisées pour une identification instantanée des tissus, elles fournissent des informations précieuses sur les molécules marqueurs caractéristiques de tel ou tel type de tissu, les variations de leur abondance relatives et les voies de signalisation dans lesquelles ces molécules sont impliquées. La prise d'empreinte moléculaire rapide des tissus par spectrométrie de masse est généralement obtenue par les méthodes décrites ci-dessus et en particulier les méthodes de désoprtion/ionisation (SIMS, MALDI) et AIMS. La désorption et l'ionisation d'échantillons non-volatils en phase condensée par l’utilisation de lasers est recherchée depuis la fin des années 1960. La plupart des méthodes de désorption laser entraîne la formation d’agrégats de molécules de tailles variées, très majoritairement neutres ; c'est pourquoi ces méthodes ont souvent été associées à des techniques de post-ionisation. La post-ionisation a été traditionnellement effectuée par impact électronique ( Electron Impact (EI)) ou par ionisation chimique ( Chemical Ionization (CI)). Plus récemment, une approche utilisant la post-ionisation par électronébulisation ( Electrospray Ionisation (ESI)) des espèces gazeuses obtenues par ablation laser des échantillons ( Laser Ablation Electrospray Ionization (LAESI)) a été introduite. Ces méthodes présentent toutefois l’inconvénient soit de ne pas réussir à casser totalement les agrégats de molécules, soit de ne pas présenter de rendement d’ionisation permettant d’obtenir une meilleure sensibilité et la profondeur du signal analysable par le spectromètre de masse. Il existe ainsi toujours un besoin de fournir une interface appropriée pour préparer l’échantillon à l’analyse après son prélèvement et avant transfert dans un spectromètre de masse (notamment au analyseur de masse) permettant de casser les agrégats de molécules et d’améliorer l’ionisation des molécules des échantillons ( i.e. post-ionisation). Résumé La présente divulgation vise à apporter une solution à la situation. Il est proposé selon un premier aspect une interface de préparation de matériel, notamment biologique, pour son transfert dans un spectromètre de masse, le matériel étant sous forme d’aérosol (neutre ou partiellement ionisé), l’interface comprenant : - un dispositif d’ionisation pour générer un nébulisat ionisé, et - une chambre d’ionisation comprenant deux entrées et configurée pour recevoir le matériel sous forme d’aérosol par l’une de ses entrées et pour être connectée au dispositif d’ionisation par l’autre de ses entrées afin de mettre en contact le matériel sous forme d’aérosol avec le nébulisat ionisé dans une zone de mélange, la chambre d’ionisation comprenant une sortie pour le matériel ionisé ; caractérisée en ce que : - le dispositif d’ionisation est configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange. L’interface selon le premier aspect de l’invention permet de casser les agrégats de molécules de matériel, notamment biologique, provenant du site de prélèvement d’échantillons sous forme d’aérosol et d’ioniser où d’améliorer le rendement d’ionisation de ce matériel. Grâce à la chambre d’ionisation recevant le matériel et le nébulisat généré par le dispositif d’ionisation, le matériel se solvate dans les gouttelettes ionisées du nébulisat puis se désolvate. Cette solvatation désagrège le matériel permettant de séparer les molécules de matériel et de les ioniser par transfert de charge. Cette amélioration du rendement d’ionisation, c’est-à-dire l’augmentation du taux de conversion des molécules de matériel neutres en molécules chargées, permet d’augmenter la sensibilité de l’analyse réalisée par le spectromètre de masse. Il est proposé selon un second aspect un procédé de préparation de matériel pour son transfert dans un spectromètre de masse comprenant : - l’injection du matériel sous forme d’aérosol dans une chambre d’ionisation, - la génération d’un nébulisat ionisé, - le mélange du nébulisat ionisé dans une zone de mélange de la chambre d’ionisation avec le matériel conduisant à la solvatation et à l’ionisation du matériel , - l’aspiration du matériel ionisé dans un spectromètre de masse connecté à la sortie de la chambre d’ionisation, caractérisé en ce que : - le dispositif d’ionisation est configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange de la chambre d’ionisation. Les caractéristiques exposées dans les paragraphes suivants peuvent, optionnellement, être mises en œuvre, indépendamment les unes des autres ou en combinaison les unes avec les autres : D’autres caractéristiques, détails et avantages apparaîtront à la lecture de la description détaillée ci-après, et à l’analyse des dessins annexés, sur lesquels : Fig. 1 montre un schéma en coupe de l’interface selon le premier aspect de l’invention Fig. 2 montre une représentation schématique du procédé selon le second aspect de l’invention Interface 1 Il est maintenant fait référence à la . La présente invention propose selon un premier aspect une interface 1 de préparation de matériel, notamment biologique, pour son transfert dans un spectromètre de masse, le matériel étant sous forme d’aérosol, l’interface 1 comprenant : - un dispositif d’ionisation 2 pour générer un nébulisat ionisé, et - une chambre d’ionisation 3 comprenant deux entrées 31 , 32 et est configurée pour recevoir le matériel sous forme d’aérosol par l’une de ses entrées 31 , 32 et pour être connectée au dispositif d’ionisation 2 par l’autre de ses entrées 31 , 32 afin de mettre en contact le matériel sous forme d’aérosol avec le nébulisat ionisé dans une zone de mélange 30 , la chambre d’ionisation 3 comprenant une sortie 33 pour le matériel en aval de la zone de mélange; et caractérisée en ce que : - le dispositif d’ionisation 2 est configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange 30 . Cette interface 1 peut avantageusement remplacer la source habituelle du spectromètre de masse et être configurée pour s’insérer directement sur l’entrée de l’instrument (zone à partir de laquelle le spectromètre de masse est sous vide). Le nébulisat ionisé comprend notamment des gouttelettes de solvant chargées, dont la taille est suivant une distribution dépendante de la taille de l’orifice de sortie du système utilisé pour générer le nébulisat ionisé mais étant habituellement comprise entre 100 nm et 500 nm. Le matériel qui est ionisé dans l’interface 1 se présente sous la forme de particules, notamment de particules de tissus biologiques, désorbées ou ablatées. La désorption ou l’ablation peuvent notamment être réalisées par un laser. Les tissus biologiques à partir desquels le matériel biologique est prélevé peuvent être n’importe quel tissu d’origine biologique avec ou sans transformation comme des tissus végétaux (y compris des matériaux à base de cellulose), des tissus animaux y compris humains (par exemple : des tissus nerveux, des tissus musculaires, des tissus épithéliaux, des tissus cancéreux, ou des tissus conjonctifs), ou encore des microorganismes (par exemple : bactéries, virus, levures). Le matériel biologique est ainsi principalement constitué d’agrégats de biomolécules (protéines, métabolites, lipides, etc.). Ils contiennent en général très peu de charges. En ce qui concerne les matériels non biologiques, on peut citer des médicaments, des xénobiotiques, des matériaux inorganiques, des composés métalliques, organométalliques ou plastiques. Par la suite, la description fera référence à des matériels biologiques. Néanmoins, la description englobe également le cas des matériels non-biologiques. Lors de l’ablation ou de la désorption, un certain volume de matériel est éjecté en phase gazeuse. Ainsi, lorsque les échantillons à analyser sont prélevés, ils se trouvent sous la forme d’un aérosol comprenant des particules solides, notamment des agrégats de molécules de matériel biologique, dans un milieu gazeux. Ce milieu gazeux peut notamment être un mélange comprenant de l’air, de l’azote, du dioxyde de carbone, de l’hélium ou autre gaz rare et de la vapeur d’eau. Lors du fonctionnement, l’acheminement du matériel biologique peut-être réalisé par le vide du spectromètre de masse directement ou via un système de transfert dédié (un tube d’acheminement). La zone d’ablation étant à pression atmosphérique, le vide à l’intérieur du spectromètre de masse entraîne l’aspiration du matériel biologique de la zone d’ablation. L’interface 1 selon le premier aspect de l’invention comprend une chambre d’ionisation 3 . La chambre d’ionisation 3 peut être réalisée dans un bloc de matière, par exemple du métal (e.g. acier inoxydable, titane, laiton, aluminium, ou leurs alliages) ou du plastique (polyétheréthercétone (PEEK), polytétrafluoroéthylène (PTFE), perfluoroalkoxy (PFA), éthylène-propylène fluoré (FEP), acide polylactique (PLA), acrylonitrile butadiène styrène (ABS), polyéthylène téréphtalate glycol (PETG), ou leurs mélanges). Les entrées 31 , 32 et sortie 33 de la chambre d’ionisation 3 peuvent être réalisées sur une face, notamment latérale, du bloc de matière. Pour des raisons pratiques, ce bloc de matière peut présenter une forme cylindrique droite à base circulaire, la surface générée par la génératrice du cylindre formant la face latérale du bloc. Cependant, le bloc de matière peut présenter des formes variées, par exemple : parallélépipédique, prismatique, sphérique, etc. La chambre d’ionisation 3 peut présenter une forme de sorte que, en fonctionnement, le flux provenant du dispositif de prélèvement du matériel biologique et le flux provenant du dispositif d’ionisation 2 soient orthogonaux l’un par rapport à l’autre. L’orthogonalité des flux de matériel biologique et de nébulisat ionisé permet notamment une meilleure solvatation du matériel biologique par le nébulisat ionisé. En effet, le fait que les flux soient orthogonaux permet une bonne probabilité d’impact et de mélange des agrégats de matériel biologique avec les gouttelettes chargées du nébulisat ionisé permettant d’augmenter ainsi la séparation des agrégats de matériel biologique. Une plus grande proportion de molécules de matériel biologique solvatées dans les gouttelettes de nébulisat permet d’augmenter la proportion de molécules de matériel biologique isolées et ionisées. Ainsi, la chambre d’ionisation 3 peut avoir une forme en T. La forme en T se caractérise par deux axes principaux. La chambre d’ionisation 3 peut ainsi comprendre un canal longitudinal traversant 34 avec une entrée et une sortie correspondant respectivement à l’une des entrées 31 de la chambre d’ionisation 30 et à la sortie 33 de celle-ci et un deuxième canal 35 avec une entrée correspondant à l’autre entrée 32 de la chambre d’ionisation 3 et connecté au canal longitudinal traversant 34 . La zone de mélange 30 se situe à l’intersection du premier canal 34 et du deuxième canal 35 . Le canal longitudinal traversant 34 et le deuxième canal 35 pouvant être orthogonaux l’un par rapport à l’autre. Alternativement, la chambre d’ionisation 3 peut présenter une forme de sorte que, en fonctionnement, le flux provenant du dispositif de prélèvement du matériel biologique et le flux provenant du dispositif d’ionisation 2 soient transverses. Ainsi, Le deuxième canal 35 peut être transverse au canal longitudinal traversant 34 et notamment formé un angle compris entre 20° et 120°, de préférence entre 30° et 110, encore de préférence 80° et 100°, par exemple 90°, avec ce dernier. L’interface 1 selon le premier aspect comprend un dispositif d’ionisation 2 configuré pour générer le nébulisat ionisé. Par exemple, le dispositif d’ionisation 2 peut être un nébuliseur. Par nébuliseur, on comprend tout moyen permettant de mettre en suspension un liquide dans un gaz. Le nébuliseur peut être choisi parmi un nébuliseur pneumatique, un nébuliseur à membrane, un nébuliseur par pression, un nébuliseur à vapeur saturée et un nébuliseur à ultrasons. Un nébuliseur pneumatique est un nébuliseur utilisant un flux de gaz comprimé pour arracher des gouttelettes d’un liquide et former un nébulisat. Un nébuliseur à membrane est un nébuliseur utilisant une membrane perforée de petits orifices et vibrante, le nébulisat étant créé en forçant le liquide à passer à travers la membrane. Un nébuliseur par pression est un nébuliseur dans lequel un liquide sous pression est forcé à travers un orifice très réduit pour générer le nébulisat. Un nébuliseur à vapeur saturée est un nébuliseur dans lequel un gaz est passé à travers un liquide chauffé ou à température ambiante, le gaz se chargeant de vapeur et de gouttelettes de ce liquide sous la forme d’un nébulisat qui est ensuite emmené vers la sortie. Un nébuliseur à ultrasons est un nébuliseur appliquant des ultrasons à un liquide pour le faire vibrer à haute fréquence générant ainsi des gouttelettes de ce liquide et formant le nébulisat. Le dispositif d’ionisation 2 peut encore être un nano-électronébuliseur ou un micro-électronébuliseur. De préférence, le dispositif d’ionisation 2 est un nano-électronébuliseur. Un électronébuliseur est un appareil permettant de transformer des liquides en un nuage de gouttelettes chargées extrêmement fines. Il permet de décomposer les solutions et/ou les suspensions en un aérosol comprenant des gouttelettes chargées de la solution et/ou de la suspension. Cet aérosol est aussi appelé nébulisat ionisé, terme qui sera utilisé par la suite. Un électronébuliseur est considéré comme un nano-électronébuliseur quand le débit du solvant à travers cette aiguille est de l’ordre du nL/min, par exemple de 10 à 500 nL/min. Le débit peut être compris dans une plage plus restreinte, comme 100 à 500 nL/min ou 250 à 500 nL/min. Il est considéré comme un micro-électronébuliseur lorsque le débit du solvant à travers l’aiguille est de l’ordre du µL/min, par exemple de 10 à 500 µL/min. Le débit peut être compris dans une plage plus restreinte, comme 100 à 500 µL/min ou 250 à 500 µL/min. Le dispositif d’ionisation 2 peut en outre comprendre une source de courant alternatif ou continu 22 (non représenté sur la ) pour son alimentation afin de produire le nébulisat ionisé, notamment une tension absolue comprise entre 2 et 10 kV. Par la suite, un exemple de dispositif d’ionisation sous la forme d’un nano-électronébuliseur sera décrit plus en détails. Le nano-électronébuliseur 21 peut comprendre un émetteur 211 duquel est généré le nébulisat ionisé. Le nano-électronébuliseur 21 peut comprendre en outre un tube d’acheminement de solvant 212 . L’émetteur 211 présente typiquement la forme d’une aiguille creuse. Le tube d’acheminement de solvant 212 est relié fluidiquement à l’intérieur de l’aiguille creuse formant l’émetteur 211 . La pointe de l’aiguille creuse forment l’embout 213 du nano-électronébuliseur 21 par lequel le nébulisat ionisé est généré. Cet embout 213 peut être disposé dans la chambre d’ionisation 3 , en amont de la zone de mélange 30 . Plus le diamètre de l’émetteur 211 est petit plus la taille des gouttelettes du nébulisat ionisé est petite. Un nano-électronébuliseur se démarque des électronébuliseurs par son débit de pulvérisation de nébulisat ionisé, qui est de l’ordre du nL/min. Il présente généralement un diamètre à son extrémité compris entre 5 et 50 µm. La taille de l’émetteur 211 est configuré pour que le débit du nébulisat ionisé généré en sortie du nano-électronébuliseur 21 soit compris entre 10 nL/min et 500 µL/min. Ce faible débit de nébulisat ionisé permet notamment de réduire la quantité de solvant à apporter pour ioniser le matériel biologique sous forme d’aérosol. Le fait de pulvériser le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange 30 permet notamment d’éviter une pollution de l’émetteur 211 du nano-électronébuliseur 21 . En effet, les particules de matériel biologique peuvent s’adsorber sur l’émetteur 211 et détériorer la pulvérisation du nébulisat ionisé entraînant une altération de l’efficacité de l’ionisation. Cette disposition permet ainsi d’améliorer l’ionisation du matériel biologique. Le dispositif d’ionisation 2 peut en outre comprendre une source de courant alternatif ou continu 22 (non représenté sur la ) pour alimenter le nano-électronébuliseur 21 afin de produire le nébulisat ionisé, notamment une tension absolue comprise entre 2 et 10 kV. Le nébulisat ionisé généré par le nano-électronébuliseur 21 est envoyé dans la zone de mélange 30 de la chambre d’ionisation 3 . Il permet de casser les agrégats de matériel biologique afin d’isoler les différentes molécules. Ces molécules de matériel biologique se solvatent dans les gouttelettes chargées du nébulisat. En se solvatant dans les gouttelettes chargées, les molécules de matériel biologique s’ionisent. Après désolvatation, on obtient des molécules de matériel biologique isolées en phase gazeuse et en tout ou partie chargées. Le fait d’utiliser un nano-électronébuliseur 21 permet d’améliorer le mécanisme de désagrégation par solvatation du matériel biologique dans le nébulisat ionisé et donc permet d’augmenter la quantité de matériel biologique ionisé qui sera envoyée au spectromètre de masse. Le solvant acheminé par le tube d’acheminement 212 de solvant est choisi de telle manière à ce que la séparation des agrégats de matériel biologique ainsi que la solvatation des molécules de matériel biologique dans les gouttelettes de solvant soit efficace. De plus il est choisi de telle sorte à posséder une forte densité de charge afin d’ioniser les molécules de matériel biologique. Le solvant peut être neutre vis-à-vis des molécules de matériel biologique. Sa fonction principale étant la solvatation et l’ionisation des molécules de matériel biologique, il est nécessaire que le solvant n’altère pas leur structure afin ne pas altérer l’analyse postérieure réalisée par le spectromètre de masse. Néanmoins, il existe des cas où l’altération des molécules est souhaitée. Ainsi, le solvant peut être choisi de manière à altérer les molécules du matériel biologique et favoriser l’observation de certaines espèces. Le solvant peut être constitué d’un ou plusieurs composés qui peuvent être par exemple choisi parmi : un ou plusieurs solvants organiques ; un ou plusieurs composés volatils ; une ou plusieurs molécules polaires ; une ou plusieurs molécules non polaires ; de l'eau ; et leurs mélanges. Parmi les solvants organiques, on peut citer les alcools (e.g. le méthanol, l’éthanol, l’isopropanol, le propanol, le butanol, le pentanol), l'acétone, l'acétonitrile, le tétrahydrofurane, l’acétate d'éthyle, l’éthylène glycol, le diméthylsulfoxyde, le diméthylformamide, le méthyl-tert-butyl-éther, les aldéhydes, les cétones ; l’hexane, le chloroforme. Dans certains modes de réalisation, ce solvant peut être rendu acide ou basique ; inclure un agent de superchargement, un composé de mesure de masse (« lockmass ») ou d'étalonnage. La chambre d’ionisation 3 peut être reliée à un tube d’acheminement 5 du matériel biologique sous forme d’aérosol et connecté à l’entrée de la chambre d’ionisation. Ce tube d’acheminement 5 peut être compris dans la présente interface 1 . Alternativement, le tube d’acheminement 5 fait partie de l’équipement de prélèvement d’échantillon par laser. Le tube d’acheminement 5 peut présenter une forme cylindrique dont le diamètre interne est compris entre 0,1 et 12 mm, de préférence entre 1 et 8 mm, voire entre 1 et 5 mm. De préférence le tube d’acheminement 5 est assez long et flexible pour pouvoir permettre à l’opérateur d’aspirer le matériel biologique ablaté qu’importe la zone d’opération et sa difficulté d’accès et afin que l’interface 1 et le spectromètre de masse ne soient pas trop proche de la zone de prélèvement. Le tube d’acheminement 5 pouvant éventuellement être en contact avec une plaie chirurgicale ouverte, il est fait dans ce cas d’un matériau qui peut être rendu stérile et utilisé en salle d’opération. De préférence le tube d’acheminement 5 est fait d’un matériau polymère comme du plastique ou du thermoplastique choisi par exemple parmi du polycarbonate (PC), du polypropylène (PP), du polyéthylène (PE), du chlorure de polyvinyle (PVC), de l’acrylonitrile butadiène styrène (ABS) ou du polytétrafluoroéthylène (PTFE). Alternativement, la chambre d’ionisation 3 peut recevoir directement le matériel biologique. L’interface 1 selon le premier aspect peut comprendre un élément de transfert à un spectromètre de masse. Par exemple, l’élément de transfert peut être un tube de transfert 4 connectée à la sortie 33 de la chambre d’ionisation 3 et, en fonctionnement, au capillaire de transfert d’un spectromètre de masse ou s’insérant à l’intérieur de ce dernier à la place du capillaire de transfert. Le tube de transfert 4 permet de transférer le matériel biologique ionisé vers le spectromètre de masse. Le tube de transfert 4 est colinéaire au canal longitudinal traversant 34 de la chambre d’ionisation 3 . Le tube de transfert 4 peut comprendre un connecteur à l’entrée d’un spectromètre de masse. Le tube de transfert 4 peut avoir une forme cylindrique dont le diamètre interne s’adapte au diamètre externe du capillaire de transfert du spectromètre de masse. Si ce tube de transfert 4 est l’élément qui amène le matériel à l’intérieur du spectromètre de masse alors son diamètre interne est compris entre 200 µm et 3 mm, de préférence 400 µm et 1 mm, plus particulièrement de 500 µm. Il peut être fait d’un matériau choisi parmi du métal (acier inoxydable, du titane, du laiton), du verre (par exemple, verre borosilicaté ousilice fondue)ou un plastique résistant aux températures élevées telles que le polyéthylènecétone (PEEK) ou le polytétrafluoroéthylène (PTFE). Le tube de transfert 4 peut avoir une longueur variable, par exemple, sa longueur peut être comprise entre 5 mm et 10 cm, plus particulièrement 5 mm et 5 cm, plus particulièrement 3 cm. La chambre d’ionisation 3 peut alternativement comprendre un connecteur permettant de recevoir le capillaire de transfert du spectromètre de masse. Après solvatation, les molécules de matériel biologique ionisées peuvent être transférées vers le spectromètre de masse afin d’être analysées. L’amélioration de l’ionisation du matériel biologique par l’interface permet notamment d’améliorer le signal d’analyse du spectromètre masse permettant d’améliorer la performance du système et de plus facilement identifier les molécules qui sont analysées. Ainsi, l’opérateur analysant le signal est plus à même d’identifier la composition des tissus biologiques et la présence ou non d’éléments pathologiques ou anormaux. Procédé Il est maintenant fait référence à la . L’invention propose, selon un second aspect, un procédé de préparation de matériel, notamment biologique, pour son transfert dans un spectromètre de masse comprenant : - l’acheminement S1 du matériel sous forme d’aérosol dans la zone de mélange d’une chambre d’ionisation, - l’injection S2 d’un nébulisat ionisé généré par un dispositif d’ionisation comprenant des gouttelettes de solvant chargées dans la zone de mélange de la chambre d’ionisation, - la solvatation puis l’ionisation S3 du matériel sous forme d’aérosol par le nébulisat ionisé, - l’aspiration S4 du matériel au moins partiellement ionisé dans un spectromètre de masse connecté à la sortie de la chambre d’ionisation, caractérisé en ce que : - le dispositif d’ionisation est configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange de la chambre d’ionisation. Par la suite, la description fera référence à des matériels biologiques. Néanmoins, la description englobe également le cas des matériels non-biologiques. É tape S1 : L’étape S1 comprend l’acheminement du matériel biologique sous forme d’aérosol dans une chambre d’ionisation. Le tout ou une partie du matériel biologique se présente sous la forme d’agrégats de molécules comme expliqué ci-dessus. Le matériel biologique sous forme d’aérosol étant désorbé ou ablaté ou prélevé dans une zone à pression atmosphérique, la différence de pression générée par le vide à l’intérieur du spectromètre de masse peut être utilisée pour aspirer le matériel biologique sous forme d’aérosol vers la chambre d‘ionisation. É tape S2 : L’étape S2 comprend l’injection d’un nébulisat ionisé généré comprenant des gouttelettes de solvant chargées par un dispositif d’ionisation dans la zone de mélange de la chambre d’ionisation. L’étape S2 comprend, notamment, la génération du nébulisat ionisé amont de la zone de mélange de la chambre d’ionisation, préférablement de sorte que la direction de pulvérisation du nébulisat ionisé soit dirigé vers la zone de mélange de la chambre d’ionisation. L’étape S2 comprend ensuite l’injection du nébulisat ionisé dans la zone de mélange de la chambre d’ionisation. Le nébulisat ionisé peut être généré à un débit compris entre 10 nL/min et 500 µL/min. Dans certains cas, ce débit peut être de l’ordre du nL/min, par exemple de 10 à 500 nL/min. Le débit peut être compris dans une plage plus restreinte, comme 100 à 500 nL/min ou 250 à 500 nL/min. Alternativement, le débit peut être de l’ordre du µL/min, par exemple de 10 à 500 µL/min. Le débit peut être compris dans une plage plus restreinte, comme 100 à 500 µL/min ou 250 à 500 µL/min. Le fait que le débit soit de l’ordre du nL/min au µL/min permet un compromis équilibré entre la quantité de solvant utilisé et l’amélioration du processus de solvatation/désolvatation du matériel biologique dans les gouttelettes de solvant chargées. É tape S3 : L’étape S3 comprend l’ionisation du matériel biologique sous forme d’aérosol par le nébulisat ionisé dans la chambre d’ionisation. Cette ionisation peut être complète en sortie de la chambre d’ionisation ou se poursuivre hors de la chambre d’ionisation. Le flux du matériel biologique sous forme d’aérosol et le flux de nébulisat ionisé se rencontrent dans la zone de mélange de la chambre d’ionisation. Le mélange des deux flux conduit à la solvatation du matériel biologique dans les gouttelettes du solvant du nébulisat et permet, comme expliqué précédemment de casser les agrégats de matériel biologique afin d’isoler les molécules de matériel biologique. Les molécules isolées sont ensuite solvatées dans les gouttelettes de solvant chargées. Les molécules de matériel biologique s’ionisent dans les gouttelettes de solvant chargées puis se désolvatent afin de former des molécules de matériel biologique ionisées. L’étape S3 peut être réalisée de telle manière à ce que le flux du matériel biologique et le flux de nébulisat ionisé soient orthogonaux l’un par rapport à l’autre. De manière générale, le flux de nébulisat peut être transverse au flux du matériel biologique, notamment formant un angle compris entre 20 et 120°, de préférence entre 30° et 110, encore de préférence 80° et 100°, par exemple 90°, avec ce dernier. Comme expliqué précédemment, le fait que les deux flux soient orthogonaux permet d’améliorer la conversion des agrégats de matériel biologique en molécules de matériel biologique ionisées en améliorant la séparation des agrégats en molécules de matériel biologique isolées ainsi que leur solvatation dans les gouttelettes de solvant chargées. É tape S4 : L’étape S4 comprend l’aspiration du matériel biologique ionisé dans un spectromètre de masse. Le procédé selon le second aspect de l’invention permet d’améliorer l’ionisation des molécules de matériel biologique et par extension la quantité de signal analysable par le spectromètre de masse et donc la qualité de l’analyse. Interface (1) de préparation de matériel, notamment biologique, pour son transfert dans un spectromètre de masse, le matériel étant sous forme d’aérosol, l’interface comprenant : - un dispositif d’ionisation (2) pour générer un nébulisat ionisé, et - une chambre d’ionisation (3) comprenant deux entrées (31, 32) et configurée pour recevoir le matériel sous forme d’aérosol par l’une de ses entrées et pour être connectée au dispositif d’ionisation par l’autre de ses entrées afin de mettre en contact le matériel sous forme d’aérosol avec le nébulisat ionisé dans une zone de mélange, la chambre d’ionisation comprenant une sortie (33) pour le matériel ionisé en aval de la zone de mélange; caractérisée en ce que : - le dispositif d’ionisation est configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange. Interface selon la revendication 1, comprenant en outre un tube d’acheminement (5) du matériel biologique sous forme d’aérosol et connecté à l’entrée de la chambre d’ionisation. Interface selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle le nébulisat ionisé est pulvérisé à un débit compris entre 10 et 500 nL/min. Interface selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle le nébulisat ionisé comprend des gouttelettes de solvant chargées et dont la taille est comprise entre 100 nm et 500 nm. Interface selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle, en fonctionnement, le flux provenant du tube d’acheminement du matériel biologique et le flux provenant du dispositif d’ionisation sont orthogonaux ou transverses l’un par rapport à l’autre. Procédé de préparation de matériel, notamment biologique, pour son transfert dans un spectromètre de masse comprenant : - l’acheminement (S1) du matériel sous forme d’aérosol dans une zone de mélange d’une chambre d’ionisation, - l’injection (S2) d’un nébulisat ionisé généré par un dispositif d’ionisation comprenant des gouttelettes de solvant chargées dans la zone de mélange de la chambre d’ionisation, - la solvatation puis l’ionisation (S3) du matériel sous forme d’aérosol par le nébulisat ionisé, - l’aspiration (S4) du matériel au moins partiellement ionisé dans un spectromètre de masse connecté à la sortie de la chambre d’ionisation, caractérisé en ce que : - le dispositif d’ionisation est configuré pour générer le nébulisat ionisé en amont de la zone de mélange de la chambre d’ionisation. Procédé selon la revendication 6, dans lequel l’étape (S1) est réalisée au moyen d’une différence de pression générée par le vide à l’intérieur du spectromètre de masse. Procédé selon l’une quelconque des revendications 6 à 7, dans lequel le nébulisat ionisé est pulvérisé du nébuliseur à un débit compris entre 10 et 500 nL/min. Procédé selon l’une quelconque des revendications 6 à 8, dans lequel l’étape (S3) est réalisée de telle manière à ce que le flux du matériel biologique et le flux de nébulisat ionisé soient orthogonaux ou transverses l’un par rapport à l’autre.