FR 3145167 A1 20240726 FR 2300675 A 20230125 La présente invention concerne un procédé de culture de microorganismes photosynthétiques dans un réacteur biologique comprenant un milieu de culture dans lequel la source de carbone comprend au moins un carbone inorganique, ledit carbone inorganique étant totalement sous forme d’ions bicarbonate (HCO 3 - ) ou sous forme d’ions HCO 3 - et de dioxyde de carbone. En particulier, le procédé selon l’invention comprend une étape de conversion enzymatique du CO 2 en HCO 3 - au moyen d’enzymes immobilisées sur un support. PROCEDE DE CULTURE DE MICROORGANISMES PHOTOSYNTHETIQUES ET DISPOSITIF ASSOCIÉ DOMAINE DE L'INVENTION La présente invention concerne un procédé de culture de microorganismes photosynthétiques dans un réacteur biologique comprenant un milieu de culture dans lequel la source de carbone comprend au moins un carbone inorganique, ledit carbone inorganique étant totalement sous forme d’ions bicarbonate (HCO 3 - ) ou sous forme d’ions HCO 3 - et de dioxyde de carbone. En particulier, le procédé selon l’invention comprend une étape de conversion enzymatique du CO 2 en HCO 3 - au moyen d’enzymes immobilisées sur un support. ARRIERE PLAN DE L'INVENTION Les procédés de culture des microorganismes sont bien connus de l’homme du métier. La culture peut se faire à l’échelle du laboratoire dans des boites de Petri ou en Erlen mais aussi à une plus grande échelle industrielle dans des réacteurs biologiques de 50 000 litres et plus. De nombreux microorganismes photosynthétiques, notamment des microalgues, sont ainsi cultivés pour les propriétés intrinsèques des biomasses obtenues. Par exemple, la culture des algues ou de certaines microalgues permet de produire des biomasses riches en lipides et/ou en protéines. Ces biomasses sont ensuite employées pour la préparation de compositions nutritives, cosmétiques et pharmaceutiques, ou encore pour la préparation de biocarburant ou biofertilisant. Ces microorganismes photosynthétiques utilisent du carbone inorganique, en particulier sous la forme de dioxyde de carbone (CO 2 ) et d’ions bicarbonates (HCO 3 - ) pour croitre et se multiplier. Toutefois, la capacité à développer des réacteurs permettant une culture industrielle de microorganismes photosynthétiques avec une absorption efficace de carbone inorganique apporté dans le milieu de culture, en particulier, la capacité à apporter une quantité suffisante de carbone inorganique assimilable par les microorganismes photosynthétiques sans affecter les conditions de culture (notamment les variations de pH), reste à améliorer. La présente invention a pour objet de répondre à ce besoin. BREVE DESCRIPTION DE L'INVENTION La présente invention concerne un procédé de culture de microorganismes photosynthétiques avec des ions bicarbonates (HCO 3 - ) comme principale source de carbone dans système de culture comprenant un réacteur biologique, un dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions HCO 3 - couplé au réacteur, ledit procédé comprenant les étapes de : enrichissement du milieu de culture en CO 2 par l’intermédiaire du dispositif d’alimentation en CO 2 , pour obtenir un milieu de culture enrichi en CO 2 , et mise en contact du milieu de culture enrichi en CO 2 obtenu avec des enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - dans le module de conversion pour obtenir un milieu de culture enrichi en ions HCO 3 - , dans lequel module de conversion les enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - sont immobilisées sur un support. L’invention concerne également un système de culture de microorganismes photosynthétiques comprenant un réacteur biologique, un dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions bicarbonate (HCO 3 - ) couplé au réacteur, ledit module de conversion comprenant des enzymes de conversion du CO 2 en ions HCO 3 - immobilisées sur un support. : Mode de culture des microorganismes avec un réacteur (1), un dispositif d’alimentation en CO 2 (2) disposé entre le réacteur et le module de conversion enzymatique (3). : Contacteur membranaire (figure 2B) et vue en coupe d’une membrane du contacteur membranaire (figure 2A). [Fig. 3A] : Module de conversion enzymatique selon un mode de réalisation de l’invention dans lequel les enzymes sont immobilisées sur un support sous forme de plaques enrobées d’enzymes. [Fig. 3B] : Mode de réalisation plus spécifique de l’invention, dans lequel les plaques enrobées d’enzymes sont intégrées dans un tube. : Mode de réalisation de l’invention dans lequel les enzymes sont immobilisées sur un support placé dans une enceinte indépendante (53), l’enceinte étant disposée entre le dispositif d’alimentation en CO 2 (52) et le réacteur biologique (51). DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION La présente invention concerne un procédé de culture de microorganismes photosynthétiques avec des ions HCO 3 - comme principale source de carbone dans un système de culture comprenant un réacteur biologique, un dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions HCO 3 - couplé au réacteur, ledit procédé comprenant les étapes de : enrichissement du milieu de culture en CO 2 par l’intermédiaire du dispositif d’alimentation en CO 2 , pour obtenir un milieu de culture enrichi en CO 2 , et mise en contact du milieu de culture enrichi en CO 2 obtenu avec des enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - dans le module de conversion pour obtenir un milieu de culture enrichi en ions HCO 3 - , dans lequel module de conversion les enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - sont immobilisées sur un support. Définitions On entend par « source de carbone » un nutriment apporté dans le milieu de culture et fournissant le carbone nécessaire à la constitution de nouvelles molécules organiques et aux réactions chimiques de synthèse moléculaire du microorganisme mis en culture. Cette source de carbone peut être inorganique (CO 2 , HCO 3 -) ou organique (sucres, acides gras). On entend par « principale source de carbone » une source de carbone représentant plus de 50% de la source de carbone dans le milieu de culture, en particulier, plus de 60%, plus de 70%, plus de 80%, plus de 90%, voire environ 100%. On entend par « ions HCO 3 - comme principale source de carbone » le fait que dans le milieu de culture, plus de 50% de la source de carbone soit sous la forme d’ions HCO 3 - , en particulier, plus de 60%, plus de 70%, plus de 80%, plus de 90%, voire environ 100%. On entend par « réacteur biologique », un réacteur au sein duquel se développent des phénomènes biologiques, tels que la croissance d’un seul type de microorganisme ou d’un consortium de microorganismes (notamment des microalgues), dans des domaines très variés tels que le traitement d'effluents, la production de biomasse contenant des biomolécules d'intérêt (c'est-à-dire des biomolécules que l'on sait valoriser) et/ou de produits métabolites. Au sens de la présente invention, un dispositif est dit « couplé » au réacteur biologique lorsqu’il constitue un élément distinct du réacteur mais qu’il est connecté à ce réacteur au moyen d’un réseau fluidique dans lequel peut circuler le milieu de culture compris dans le réacteur. Par « milieu de culture », on entend un milieu liquide comprenant les nutriments essentiels au développement, à la croissance et/ou à la multiplication des microorganismes cultivés. Les nutriments essentiels au développement des microorganismes photosynthétiques sont bien connus de l’homme du métier, qui saura en déterminer et en adapter la quantité et la nature en fonction notamment du (ou des) microorganisme(s) cultivés, de la taille du réacteur, de la quantité de biomasse désirée. Parmi ces nutriments, on retrouve par exemple les sources de carbone, d’azote, d’oxygène, de phosphore, etc ; les minéraux, tels que le calcium, le fer, magnésium, le potassium, le sodium, le souffre, etc ; les oligo-éléments (bore, zinc, cuivre, cobalt, etc). Par « milieu de culture enrichi en CO 2 » on entend un milieu de culture dont la teneur en CO 2 dissout est comprise entre 200 et 600 mg/L. Par « milieu de culture enrichi en HCO 3 - » on entend un milieu de culture dont la teneur en HCO 3 - dissout est comprise entre 200 et 600 mg/L. Par « microorganismes photosynthétiques » on entend les microorganismes eucaryotes ou procaryotes qui utilisent la lumière comme source d’énergie et le carbone inorganique, sous forme de CO 2 ou HCO 3 - , comme source principale de carbone. Il s’agit notamment de bactéries, de protistes tels que les levures ou microalgues. Par « protiste », on entend tous les microorganismes unicellulaires eucaryotes incluant les microalgues, les levures et les protozoaires. Par « conditions de culture autotrophe » on entend un milieu de culture comprenant à la fois de l’eau, une source de carbone inorganique et de la lumière. Est entendu par « carbone inorganique » les espèces de carbone incluant le dioxyde de carbone, l'acide carbonique ainsi que les anions bicarbonate et carbonate. On entend par « hydrogel » une matrice comprenant un réseau de polymères qui gonfle au contact de l’eau et qui comprend entre 75 et 90% d’eau en poids. Microorganismes Les microorganismes cultivés selon l’invention sont des microorganismes photosynthétiques, eucaryotes tels que des protistes ou procaryotes telles que des bactéries. Dans un mode de réalisation, les microorganismes cultivés sont des bactéries notamment des cyanobactéries et en particulier les cyanobactéries des genres Anabaena, Nostoc, Microcistis, Arthrospira et Spirulina. Selon un mode préféré de réalisation, les microorganismes cultivés sont des protistes, encore plus préférentiellement des microalgues. Dans un mode de réalisation, les microorganismes selon l’invention sont des microalgues appartenant préférentiellement aux divisions des Chlorophytes, des Rodophytes, des Bigyra et des Haptophytes. Lorsque les microorganismes appartiennent à la division des Chlorophytes, ceux-ci sont choisis parmi les microorganismes appartenant à la classe des Chlorophyceae, Ulvophyceae, Trebouxiophyceae, Prasinophyceae, Pedinophyceae et Charophyceae. Dans un mode de réalisation, les microorganismes appartiennent à la classe des Chlorophyceae, et plus particulièrement à l’ordre des Sphaeropleales. Les microorganismes sont alors préférentiellement du genre Scenedesmus. Lorsque les microalgues sont du genre Scenedesmus, elles pourront être choisies parmi les espèces S. abundans, S. aciculatus, S. aculeolatus, S. aculeotatus, S. acuminatus, S. acutiformis, S. acutus, S. aldavei, S. alternans, S. ambuehlii, S. anhuiensis, S. anomalus, S. antennatus, S. antillarum, S. apicaudatus, S. apiculatus, S. arcuatus, S. aristatus, S. armatus, S. arthrodesmiformis, S. arvernensis, S. asymmetricus, S. bacillaris, S. baculiformis, S. bajacalifornicus, S. balatonicus, S. basiliensis, S. bernardii, S. bicaudatus, S. bicellularis, S. bidentatus, S. bijuga, S. bijugatus, S. bijugus, S. brasiliensis, S. breviaculeatus, S. brevispina, S. caribeanus, S. carinatus, S. caudato-aculeolatus, S. caudatus, S. chlorelloides, S. circumfusus, S. coalitus, S. costatogranulatus, S. crassidentatus, S. curvatus, S. decorus, S. denticulatus, S. deserticola, S. diagonalis, S. dileticus, S. dimorphus, S. disciformis, S. dispar, S. distentus, S. ecornis, S. ellipsoideus, S. ellipticus, S. falcatus, S. fenestratus, S. flavescens, S. flexuosus, S. furcosus, S. fuscus, S. fusiformis, S. gracilis, S. graevenitzii, S. grahneisii, S. granulatus, S. gujaratensis, S. gutwinskii, S. hanleyi, S. helveticus, S. heteracanthus, S. hindakii, S. hirsutus, S. hortobagyi, S. houlensis, S. huangshanensis, S. hystrix, S. incrassatulus, S. indianensis, S. indicus, S. inermis, S. insignis, S. intermedius, S. javanensis, S. jovais, S. jugalis, S. kerguelensis, S. kissii, S. komarekii, S. lefevrei, S. linearis, S. littoralis, S. longispina, S. longus, S. luna, S. lunatus, S. magnus, S. maximus, S. microspina, S. minutus, S. mirus, S. morzinensis, S. multicauda, S. multiformis, S. multispina, S. multistriatus, S. naegelii, S. nanus, S. notatus, S. nygaardii, S. oahuensis, S. obliquus, S. obtusiusculus, S. obtusus, S. olvalternus, S. oocystiformis, S. opoliensis, S. ornatus, S. ovalternus, S. pannonicus, S. papillosum, S. parisiensis, S. parvus, S. pecsensis, S. pectinatus, S. perforatus, S. planctonicus, S. plarydiscus, S. platydiscus, S. pleiomorphus, S. polessicus, S. polydenticulatus, S. polyglobulus, S. polyspinosus, S. praetervisus, S. prismaticus, S. producto-capitatus, S. protuberans, S. pseudoarmatus, S. pseudobernardii, S. pseudodenticulatus, S. pseudogranulatus, S. pseudohystrix, S. pyrus, S. quadrialatus, S. quadricauda, S. quadricaudata, S. quadricaudus, S. quadrispina, S. raciborskii, S. ralfsii, S. reginae, S. regularis, S. reniformis, S. rostrato-spinosus, S. rotundus, S. rubescens, S. scenedesmoides, S. schnepfii, S. schroeteri, S. securiformis, S. semicristatus, S. semipulcher, S. sempervirens, S. senilis, S. serrato-perforatus, S. serratus, S. serrulatus, S. setiferus, S. sihensis, S. smithii, S. soli, S. sooi, S. spicatus, S. spinoso-aculeolatus, S. spinosus, S. spinulatus, S. striatus., S. subspicatus, S. tenuispina, S. terrestris, S. tetradesmiformis, S. transilvanicus, S. tricostatus, S. tropicus, S. tschudyi, S. vacuolatus, S. variabilis, S. velitaris, S. verrucosus, S. vesiculosus, S. westii, S. weberi, S. wisconsinensis, S. wuhanensis, S. wuhuensis . Avantageusement selon l’invention les algues du genre Scenedesmus pourront être des algues choisies parmi les espèces S. obliquus ou S. abundans . Dans un autre mode de réalisation, les microorganismes appartiennent à la classe des Chlorophyceae, et plus particulièrement à l’ordre des Chlamydomonadales. Les microorganismes sont alors préférentiellement du genre Haematococcus. Lorsque les microalgues sont du genre Haematococcus, elles pourront être choisies parmi les espèces : H. buetschlii, H. capensis, H.carocellus, H. droebakensis, H. grevilei, H. insignis, H. lacustris, H. murorum, H. pluvialis, H. salinus, H. sanguineis, H. thermalis, H. zimbabwiensis . Dans un autre mode de réalisation, les microorganismes appartiennent à la classe des Trebouxiophyceae, et plus particulièrement à l’ordre des Chlorellales. Les microorganismes sont préférentiellement du genre Chlorella. Lorsque les microalgues sont du genre Chlorella, elles pourront être choisies parmi les espèces C. acuminata, C. angustoellipsoidea, C. anitrata, C. antarctica, C. aureoviridis, C. autotrophica, C. botryoides, C. caldaria, C. candida, C. capsulata, C. chlorelloides, C. cladoniae, C. coelastroides, C. colonialis, C. communis, C. conductrix, C. conglomerata, C. desiccata, C. ellipsoidea, C. elongata, C. emersonii, C. faginea, C. fusca, C. glucotropha, C. homosphaera, C. infusionum, C. kessleri, C. koettlitzii, C. lacustris, C. lewinii, C. lichina, C. lobophora, C. luteo-viridis, C. marina, C. miniata, C. minor, C. minutissima, C. mirabilis, C. mucosa, C. mutabilis, C. nocturna, C. nordstedtii, C. oblonga, C. oocystoides, C. ovalis, C. paramecii, C. parasitica, C. parva, C. peruviana, C. photophila, C. pituita, C. pringsheimii, C. protothecoides, C. pulchelloides, C. pyrenoidosa, C. regularis, C. reisiglii, C. reniformis, C. rotunda, C. rubescens, C. rugosa, C. saccharophila, C. salina, C. simplex, C. singularis, C. sorokiniana, C. spaerckii, C. sphaerica, C. stigmatophora, C. subsphaerica, C. terricola, C. trebouxioides, C. vannielii, C. variabilis, C. viscosa, C. volutis, C. vulgaris, C. zopfingiensis . Avantageusement selon l’invention du genre Chlorella pourront être des choisies parmi les espèces C. sorokiniana ou C. vulgaris . Dans un autre mode de réalisation, les microorganismes appartiennent à la division des Chlorophytes, mais à la classe des Chlorodendrophyceae. Dans ce mode de réalisation, les microorganismes sont du genre Tetraselmis, et sont choisis parmi les espèces : T. alacris, T. apiculata, T. arnoldii, T. ascus, T. astigmatica, T. bichlora, T. bilobata, T. bolosiana, T. chui, T. contracta, T. convolutae, T. cordiformis, T. desikacharyi, T. elliptica, T. fontiana, T. gracilis, T. hazenii, T. helgolandica, T. impellucida, T. incisa, T. inconspicua, T. indica, T. levis, T. maculata, T. marina, T. mediterranea, T. micropapillata, T. rubens, T. striata, T. subcordiformis, T. suecica, T. tetrabrachia, T. tetrathele, T. verrucosa, T. viridis, T. wettsteinii . Lorsque les microorganismes appartiennent à la division des Rhodophytes, ceux-ci sont préférentiellement choisis parmi les microorganismes appartenant à la classe des Cyaniophyceae. On peut notamment citer les microalgues appartenant à l’ordre des Cyanidiales et plus particulièrement à la famille des Cyanidiaceae et à la famille des Galdieriaceae. Des exemples de microorganismes sont les microorganismes du genre Cyanidioschyzon comme Cyandidioschyzon merolae , Cyanidium tels que Cyanidium caldarium , Cyanidium daedalum , Cyanidium maximum , Cyanidium partitum et Cyanidium rumpens , Galdieria tels que Galdieria daedala , Galdieria maxima , Galdieria partita et Galdieria sulphuraria , Pluto dont Pluto calderium . Les microorganismes peuvent par ailleurs être choisis par les microorganismes appartenant à la super-classe des Dinoflagellés. Parmi ces microorganismes, on peut notamment citer les microorganismes du genre Amphidinium, comme les espèces Amphidinium acutum, Amphidinium aloxalocium ,Amphidinium asymmetricum ,Amphidinium bipes ,Amphidinium carbunculus , Amphidinium carterae ,Amphidinium carteri,Amphidinium celestinum,Amphidinium coeruleum ,Amphidinium conradi , Amphidinium corallinum ,Amphidinium crassum ,Amphidinium cyaneoturba ,Amphidinium dubium ,Amphidinium elegans , Amphidinium extensum ,Amphidinium flagellans ,Amphidinium flexum ,Amphidinium fusiforme ,Amphidinium glaucum , Amphidinium globosum ,Amphidinium hoefleri ,Amphidinium hyalinum ,Amphidinium incoloratum ,Amphidinium inflatum Amphidinium kesslitzi ,Amphidinium klebsii ,Amphidinium lacustre ,Amphidinium lanceolatum ,Amphidinium latum ,Amphidinium lilloense Amphidinium longum Amphidinium luteum Amphidinium machapungarum ,Amphidinium macrocephalum ,Amphidinium mammillatum ,Amphidinium massartii ,Amphidinium microcephalum ,Amphidinium operculatum ,Amphidinium ornithocephalum , Amphidinium ovoideum ,Amphidinium ovum ,Amphidinium pellucidum ,Amphidinium phthartum Skuja, ,Amphidinium psammophilum ,Amphidinium pseudogalbanum ,Amphidinium purpureum ,Amphidinium salinum Ruinen,Amphidinium schroederi , Amphidinium scissoides ,Amphidinium sphenoides ,Amphidinium steini ,Amphidinium stellatum ,Amphidinium subsalsum , Amphidinium tortum ,Amphidinium trochodinoides , Amphidinium turbo, Amphidinium vasculum, Amphidinium vittatum, et Amphidinium wislouchii. Dans un autre mode de réalisation, les microorganismes sont choisis parmi la classe des Euglenoidea, et plus particulièrement parmi les microalgues du genre Euglena. Elles pourront être choisies entre autres parmi les espèces E. viridis, E. gracilis, E. limosa, E. globosa, E. prowsei, E. polomorpha . Lorsque les microalgues sont des diatomées, elles pourront être choisies notamment parmi les genres Nitzschia, Navicula, Gyrosigma, Phaeodactylum, Thalassiosira. Lorsque les microalgues sont du genre Nitzschia, elles pourront être choisies notamment parmi les espèces N. abbreviata, N. abonuensis, N. abridia, N. accedens, N. accommodata, N. aciculariformis, N. acicularioides, N. acicularis (comprenant toutes ces variétés), N. acidoclinata, N. actinastroides, N. actydrophila, N. acula, N. acuminata (comprenant toutes ces variétés), N. acuta, N. adamata, N. adamatoides, N. adapta, N. adducta, N. adductoides, N. admissa, N. admissoides, N. aequalis, N. aequatorialis, N. aequora, N. aequorea, N. aerophila, N. aerophiloides, N. aestuari, N. affinis, N. africana, N. agnewii, N. agnita, N. alba, N. albicostalis, N. alexandrina, N. alicae, N. allanssonii, N. alpina, N. alpinobacillum, N. amabilis, N. ambigua, N. americana, N. amisaensis, N. amphibia, N. amphibia (comprenant toutes ces variétés), N. amphibioides, N. amphicephala, N. amphilepta, N. amphioxoides, N. amphioxys (comprenant toutes ces variétés), N. amphiplectans, N. amphiprora, N. amplectens, N. amundonii, N. anassae, N. andicola, N. angularis (comprenant toutes ces variétés), N. angulata, N. angustata (comprenant toutes ces variétés), N. angustatula, N. angustiforaminata, N. aniae, N. antarctica, N. antillarum, N. apiceconica, N. apiculata, N. archibaldii, N. arcuata, N. arcula, N. arcus, N. ardua, N. aremonica, N. arenosa, N. areolata, N. armoricana, N. asperula, N. astridiae, N. atomus, N. attenuata, N. aurantiaca, N. aurariae, N. aurica, N. auricula, N. australis, N. austriaca, N. bacata (comprenant toutes ces variétés), N. bacillariaeformis, N. bacilliformis, N. bacillum, N. balatonis, N. balcanica, N. baltica, N. barbieri (comprenant toutes ces variétés), N. barkleyi, N. barronii, N. barrowiana, N. bartholomei, N. bathurstensis, N. bavarica, N. behrei, N. bergii, N. beyeri, N. biacrula, N. bicapitata (comprenant toutes ces variétés), . bicuneata, N. bifurcata, N. bilobata (comprenant toutes ces variétés), N. birostrata, N. bisculpta, N. bita, N. bizertensis, N. blankaartensis, N. bombiformis, N. borealis, N. bosumtwiensis, N. braarudii, N. brebissonii (comprenant toutes ces variétés), N. bremensis (comprenant toutes ces variétés), N. brevior, N. brevirostris, N. brevissima (comprenant toutes ces variétés), N. brevistriata, N. brightwellii, N. brittonii, N. brunoi, N. bryophila, N. buceros, N. bukensis, N. bulnheimiana, N. buschbeckii, N. calcicola, N. caledonensis, N. calida (comprenant toutes ces variétés), N. californica, N. campechiana, N. capensis, N. capitata, N. capitellata (comprenant toutes ces variétés), N. capuluspalae, N. carnicobarica, N. carnico-barica, N. challengeri, N. chalonii, N. chandolensis, N. chardezii, N. chasei, N. chauhanii, N. chungara, N. chutteri, N. circumsuta, N. clarissima, N. clausii, N. clementei, N. clementia, N. clevei, N. closterium (comprenant toutes ces variétés), N. coarctata, N. cocconeiformis, N. communis (comprenant toutes ces variétés), N. commutata, N. commutatoides, N. compacta, N. compressa (comprenant toutes ces variétés), N. concordia, N. confinis, N. conformata, N. confusa, N. congolensis, N. constricta (comprenant toutes ces variétés), N. consummata, N. corpulenta, N. costei, N. coutei, N. creticola, N. cucumis, N. cursoria, N. curta, N. curvata, N. curvilineata, N. curvipunctata, N. curvirostris (comprenant toutes ces variétés), N. curvula (comprenant toutes ces variétés), N. cuspidata, N. cylindriformis, N. cylindrus, N. dakariensis, N. davidsonii, N. dealpina, N. debilis, N. decipiens, N. delauneyi, N. delicatissima, N. delicatula, N. delognei, N. denticula (comprenant toutes ces variétés), N. denticuloides, N. desertorum, N. dianae, N. diaphana, N. diducta, N. didyma, N. dietrichii, N. dilatata, N. diluviana, N. dippelii, N. directa, N. diserta, N. disputata, N. dissipata (comprenant toutes ces variétés), N. dissipatoides, N. distans (comprenant toutes ces variétés), N. distantoides, N. divaricata, N. divergens, N. diversa, N. diversecostata, N. doljensis, N. draveillensis, N. droebakensis, N. dubia (comprenant toutes ces variétés), N. dubiformis, N. dubioides, N. ebroicensis, N. eglei, N. elegans, N. elegantula, N. elegens, N. elliptica, N. elongata, N. entomon, N. epiphytica, N. epiphyticoides, N. epithemiformis, N. epithemioides, N. epithemoides (comprenant toutes ces variétés), N. epsilon, N. erlandssonii, N. erosa, N. etoshensis, N. examinanda, N. eximia, N. famelica, N. fasciculata, N. febigeri, N. ferox, N. ferrazae, N. fibula-fissa, N. filiformis (comprenant toutes ces variétés), N. flexa, N. flexoides, N. fluminensis, N. fluorescens, N. fluvialis, N. fogedii, N. fonticola (comprenant toutes ces variétés), N. fonticoloides, N. fonticula, N. fontifuga, N. forfica, N. formosa, N. fossalis, N. fossilis, N. fragilariiformis, N. franconica, N. fraudulenta, N. frauenfeldii, N. frequens, N. frickei, N. frigida (comprenant toutes ces variétés), N. frustuloides, N. frustulum (comprenant toutes ces variétés), N. fruticosa, N. fundi, N. fusiformis, N. gaarderi, N. gaertnerae, N. gandersheimiensis, N. garrensis, N. gazellae, N. geitleri, N. geitlerii, N. gelida (comprenant toutes ces variétés), N. geniculata, N. gessneri, N. gieskesii, N. gigantea, N. gisela, N. glabra, N. glacialis (comprenant toutes ces variétés), N. glandiformis, N. goetzeana (comprenant toutes ces variétés), N. gotlandica, N. graciliformis, N. gracilis (comprenant toutes ces variétés), N. gracillima, N. graciloides, N. gradifera, N. graeffii, N. grana, N. grandis, N. granii (comprenant toutes ces variétés), N. granulata (comprenant toutes ces variétés), N. granulosa, N. groenlandica, N. grossestriata, N. grovei, N. gruendleri, N. grunowii, N. guadalupensis, N. guineensis, N. guttula, N. gyrosigma, N. habirshawii, N. habishawii, N. hadriatica, N. halteriformis, N. hamburgiensis, N. hantzschiana (comprenant toutes ces variétés), N. harderi, N. harrissonii, N. hassiaca, N. heidenii, N. heimii, N. hemistriata, N. heteropolica, N. heuflerania, N. heufleriana (comprenant toutes ces variétés), N. hiemalis, N. hiengheneana, N. hierosolymitana, N. hoehnkii, N. holastica, N. hollerupensis, N. holsatica, N. homburgiensis, N. hudsonii, N. hummii, N. hungarica (comprenant toutes ces variétés), N. hustedti, N. hustedtiana, N. hyalina, N. hybrida (comprenant toutes ces variétés), N. hybridaeformis, N. ignorata (comprenant toutes ces variétés), N. iltisii, N. impressa, N. improvisa, N. incerta, N. incognita, N. inconspicua, N. incrustans, N. incurva (comprenant toutes ces variétés), N. indica, N. indistincta, N. inducta, N. inflatula, N. ingenua, N. inimasta, N. innominata, N. insecta, N. insignis (comprenant toutes ces variétés), N. intermedia (comprenant toutes ces variétés), N. intermissa, N. interrupta, N. interruptestriata, N. invicta (comprenant toutes ces variétés), N. invisa, N. invisitata, N. iranica, N. irregularis, N. irremissa, N. irrepta, N. irresoluta, N. irritans, N. italica, N. janischii, N. jelineckii, N. johnmartinii, N. juba, N. jucunda, N. jugata (comprenant toutes ces variétés), N. jugiformis, N. kahlii, N. kanakarum, N. kanayae, N. kavirondoensis, N. kerguelensis, N. kimberliensis, N. kittlii, N. kittonii, N. knysnensis, N. kolaczeckii, N. kotschyi, N. kowiensis, N. krachiensis, N. krenicola, N. kuetzingiana (comprenant toutes ces variétés), N. kuetzingii, N. kuetzingioides, N. kurzeana, N. kurzii, N. kützingiana (comprenant toutes ces variétés), N. labella, N. labuensis, N. lacrima, N. lacunarum, N. lacunicola, N. lacus-karluki, N. lacustris, N. lacuum, N. laevis, N. laevissima, N. lagunae, N. lagunensis, N. lamprocampa (comprenant toutes ces variétés), N. lanceola (comprenant toutes ces variétés), N. lanceolata (comprenant toutes ces variétés), N. lancettula, N. lancettuloides, N. lange-bertalotii, N. latens, N. latestriata, N. latiuscula, N. lauenbergiana, N. lauenburgiana, N. lecointei, N. leehyi, N. legleri, N. lehyi, N. leistikowii, N. lesbia, N. lesinensis, N. lesothensis, N. leucosigma, N. levidensis (comprenant toutes ces variétés), N. liebetruthii (comprenant toutes ces variétés), N. ligowskii, N. limicola, N. limulus, N. linearis (comprenant toutes ces variétés), N. lineata, N. lineola, N. linkei, N. lionella, N. littoralis (comprenant toutes ces variétés), N. littorea, N. longa, N. longicollum, N. longirostris, N. longissima (comprenant toutes ces variétés), N. lorenziana (comprenant toutes ces variétés), N. lucisensibilis, N. lunaris, N. lunata, N. lurida, N. luzonensis, N. macaronesica, N. macedonica, N. macera, N. machardyae, N. macilenta (comprenant toutes ces variétés), N. magnacarina, N. mahihaensis, N. mahoodii, N. maillardii, N. major, N. majuscula (comprenant toutes ces variétés), N. makarovae, N. manca, N. mancoides, N. manguini, N. marginata, N. marginulata (comprenant toutes ces variétés), N. marina, N. martiana, N. maxima, N. media, N. medioconstricta, N. mediocris, N. mediterranea, N. metzeltinii, N. microcephala (comprenant toutes ces variétés), N. migrans, N. minuta, N. minutissima, N. minutula, N. miramarensis, N. miserabilis, N. mitchelliana, N. modesta, N. moissacensis (comprenant toutes ces variétés), N. mollis, N. monachorum, N. monoensis, N. montanestris, N. morosa, N. multistriata, N. nana, N. natalensis, N. natans, N. nathorsti, N. navicularis, N. navis-varingica, N. navrongensis, N. neglecta, N. nelsonii, N. neocaledonica, N. neoconstricta, N. neofrigida, N. neogena, N. neotropica, N. nereidis, N. nicobarica, N. nienhuisii, N. normannii, N. notabilis, N. nova, N. novae-guineaensis, N. novae-guineensis, N. novaehollandiae, N. nova-zealandia, N. nyassensis, N. oberheimiana, N. obesa, N. obliquecostata, N. obscura, N. obscurepunctata, N. obsidialis, N. obsoleta, N. obsoletiformis, N. obtusa (comprenant toutes ces variétés), N. obtusangula, N. oceanica, N. ocellata, N. oliffi, N. omega, N. osmophila, N. ossiformis, N. ostenfeldii, N. ovalis, N. paaschei, N. pacifica, N. palacea, N. palea (comprenant toutes ces variétés), N. paleacea, N. paleaeformis, N. paleoides, N. palustris, N. pamirensis, N. panduriformis (comprenant toutes ces variétés), N. pantocsekii, N. paradoxa (comprenant toutes ces variétés), N. parallela, N. pararostrata, N. partita, N. parvula (comprenant toutes ces variétés), N. parvuloides, N. paxillifer, N. peisonis, N. pelagica, N. pellucida, N. pennata, N. peragallii, N. perindistincta, N. perminuta, N. perpusilla (comprenant toutes ces variétés), N. perspicua, N. persuadens, N. pertica, N. perversa, N. petitiana, N. philippinarum, N. pilum, N. pinguescens, N. piscinarum, N. plana (comprenant toutes ces variétés), N. planctonica, N. plicatula, N. plioveterana, N. polaris, N. polymorpha, N. ponciensis, N. praecurta, N. praefossilis, N. praereinholdii, N. princeps, N. procera, N. prolongata (comprenant toutes ces variétés), N. prolongatoides, N. promare, N. propinqua, N. pseudepiphytica, N. pseudoamphioxoides, N. pseudoamphioxys, N. pseudoamphyoxys, N. pseudoatomus, N. pseudobacata, N. pseudocapitata, N. pseudocarinata, N. pseudocommunis, N. pseudocylindrica, N. pseudodelicatissima, N. pseudofonticola, N. pseudohungarica, N. pseudohybrida, N. pseudonana, N. pseudoseriata, N. pseudosigma, N. pseudosinuata, N. pseudostagnorum, N. pubens, N. pulcherrima, N. pumila, N. punctata (comprenant toutes ces variétés), N. pungens (comprenant toutes ces variétés), N. pungiformis, N. pura, N. puriformis, N. pusilla (comprenant toutes ces variétés), N. putrida, N. quadrangula, N. quickiana, N. rabenhorstii, N. radicula (comprenant toutes ces variétés), N. rautenbachiae, N. recta (comprenant toutes ces variétés), N. rectiformis, N. rectilonga, N. rectirobusta, N. rectissima, N. regula, N. reimeri, N. reimerii, N. reimersenii, N. retusa, N. reversa, N. rhombica, N. rhombiformis, N. rhopalodioides, N. richterae, N. rigida (comprenant toutes ces variétés), N. ritscheri, N. robusta, N. rochensis, N. rolandii, N. romana, N. romanoides, N. romanowiana, N. rorida, N. rosenstockii, N. rostellata, N. rostrata, N. ruda, N. rugosa, N. rupestris, N. rusingae, N. ruttneri, N. salinarum, N. salinicola, N. salpaespinosae, N. salvadoriana, N. sansimoni, N. sarcophagum, N. scabra, N. scalaris, N. scaligera, N. scalpelliformis, N. schoenfeldii, N. schwabei, N. schweikertii, N. scutellum, N. sellingii, N. semicostata, N. semirobusta, N. separanda, N. seriata (comprenant toutes ces variétés), N. serpenticola, N. serpentiraphe, N. serrata, N. sibula (comprenant toutes ces variétés), N. sigma (comprenant toutes ces variétés), N. sigmaformis, N. sigmatella, N. sigmoidea (comprenant toutes ces variétés), N. silica, N. silicula (comprenant toutes ces variétés), N. siliqua, N. similis, N. simplex, N. simpliciformis, N. sinensis, N. sinuata (comprenant toutes ces variétés), N. smithii, N. sociabilis, N. socialis (comprenant toutes ces variétés), N. solgensis, N. solida, N. solita, N. soratensis, N. sp. , N. spathulata (comprenant toutes ces variétés), N. speciosa, N. spectabilis (comprenant toutes ces variétés), N. sphaerophora, N. spiculoides, N. spiculum, N. spinarum, N. spinifera, N. stagnorum, N. steenbergensis, N. stellata, N. steynii, N. stimulus, N. stoliczkiana, N. stompsii (comprenant toutes ces variétés), N. strelnikovae, N. stricta, N. strigillata, N. striolata, N. subaccommodata, N. subacicularis, N. subacuta, N. subamphioxioides, N. subapiculata, N. subbacata, N. subcapitata, N. subcapitellata, N. subcohaerens (comprenant toutes ces variétés), N. subcommunis, N. subconstricta, N. subcurvata, N. subdenticula, N. subfalcata, N. subfraudulenta, N. subfrequens, N. subfrustulum, N. subgraciloides, N. subinflata, N. subinvicta, N. sublaevis, N. sublanceolata, N. sublica, N. sublinearis, N. sublongirostris, N. submarina, N. submediocris, N. subodiosa, N. subpacifica, N. subpunctata, N. subromana, N. subrostrata, N. subrostratoides, N. subrostroides, N. subsalsa, N. subtilioides, N. subtilis (comprenant toutes ces variétés), N. subtubicola, N. subvitrea, N. suchlandtii, N. sulcata, N. sundaensis, N. supralitorea, N. tabellaria, N. taenia, N. taeniiformis, N. tantata, N. tarda, N. taylorii, N. temperei, N. tenella, N. tenerifa, N. tenuiarcuata, N. tenuirostris, N. tenuis (comprenant toutes ces variétés), N. tenuissima, N. tergestina, N. terrestris, N. terricola, N. thermalis (comprenant toutes ces variétés), N. thermaloides, N. tibetana, N. tirstrupensis, N. tonoensis, N. towutensis, N. translucida, N. tropica, N. tryblionella (comprenant toutes ces variétés), N. tsarenkoi, N. tubicola, N. tumida, N. turgidula, N. turgiduloides, N. umaoiensis, N. umbilicata, N. umbonata, N. vacillata, N. vacua, N. valdecostata, N. valdestriata, N. valens, N. valga, N. valida (comprenant toutes ces variétés), N. vanheurckii, N. vanoyei, N. vasta, N. ventricosa, N. vermicularioides, N. vermicularis (comprenant toutes ces variétés), N. vermicularoides, N. vexans, N. victoriae, N. vidovichii, N. vildaryana, N. villarealii, N. virgata, N. visurgis, N. vitrea (comprenant toutes ces variétés), N. vivax (comprenant toutes ces variétés), N. vixnegligenda, N. vonhauseniae, N. vulga, N. weaveri, N. weissflogii, N. westii, N. williamsiii, N. wipplingeri, N. witkowskii, N. wodensis, N. woltereckii, N. woltereckoides, N. wuellerstorfii, N. wunsamiae, N. yunchengensis, N. zebuana, N. zululandica. Selon un mode particulier de réalisation de l’invention, les protistes sont choisis parmi les genres Chlorella, Galdieria et Euglena ou les cyanobactéries et les diatomées. Réacteur biologique Les réacteurs biologiques sont bien connus de l’homme du métier, et sont généralement constitués d’une cuve dans laquelle est éventuellement monté un élément de brassage ou d’agitation (par exemple une ou plusieurs pale(s)) destiné à favoriser l’homogénéisation du contenu de la cuve. L’homogénéisation du contenu de la cuve peut également se faire via une pompe liquide induisant un flux de circulation du milieu de culture à l’intérieur de la cuve. Le réacteur biologique selon l’invention est adapté pour la culture de microorganismes photosynthétiques, en particulier pour une culture comprenant au moins une étape de culture dans des conditions de culture autotrophe comprenant à la fois de l’eau, une source de carbone inorganique et une source de lumière. L’invention est particulièrement adaptée pour une culture comprenant au moins une étape dans des conditions de culture autotrophe comprenant de l’eau, une source de carbone inorganique et une source de lumière. Dans le cadre de l’invention, le réacteur biologique comprend des moyens d’illumination. L’apport de lumière peut se faire en continu ou de manière cyclique (WO2019/034792, WO2021/160776). Il est entendu dans le cadre de la présente invention que l’homme du métier saura adapter la vitesse d’agitation et la quantité de lumière ainsi que le mode d’éclairage pour obtenir des conditions optimales de culture en fonction de la géométrie du réacteur et du ou des microorganisme(s) cultivés. Il est à noter que le réacteur selon l’invention peut être équipé d’autres dispositifs ou appareillages utilisés pour le contrôle et la régulation des conditions de culture des microorganismes. On peut notamment citer l’emploi de sondes ou capteurs pour la mesure des différents paramètres de culture comme la température, le pH, la pression à l’entrée et à la sortie du réacteur. Module de conversion enzymatique Par conversion enzymatique on entend la transformation du dioxyde de carbone (CO 2 ) en ions bicarbonate (HCO 3 - ) par une enzyme ayant la capacité de réaliser une telle transformation, dites enzymes de conversion. Le module de conversion est un dispositif couplé au réacteur biologique et comprenant des enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - immobilisées sur un support. Avantageusement, le contrôle de la proportion de CO 2 dissout sous forme d’ions HCO 3 - permet de maitriser le pH du milieu de réaction. Le module de conversion est couplé au réacteur biologique par tout moyen approprié permettant la circulation du milieu de culture enrichi en CO 2 dans le module de conversion puis vers le réacteur, une fois le milieu de culture enrichi en HCO 3 - . Le réacteur et le module de conversion forment un circuit dans lequel le milieu de culture enrichi en CO 2 circule dans le module de conversion où le CO 2 est converti en HCO 3 - puis du module de conversion vers le réacteur. Selon un mode de réalisation préféré, le réacteur et le module de conversion forment un circuit dans lequel le milieu de culture enrichi en CO 2 circule du réacteur vers le module de conversion où le CO 2 est converti en HCO 3 - puis du module de conversion vers le réacteur une fois le CO 2 converti en HCO 3 - . Selon un mode de réalisation encore préféré, le réacteur, le module de conversion et le dispositif d’alimentation en CO 2 forment un circuit dans lequel le milieu de culture circule du réacteur vers le dispositif d’alimentation en CO 2 , puis une fois enrichi en CO 2 circule du réacteur vers le module de conversion où le CO 2 est converti en HCO 3 - et enfin une fois enrichi en HCO 3 - circule du module de conversion vers le réacteur une fois le CO 2 converti en HCO 3 - . Le module de conversion enzymatique (53) correspond à une enceinte fermée comprenant au moins une entrée et une sortie pour la circulation du fluide de réception du CO 2 , ou dans un mode de réalisation du milieu de culture, dans laquelle les enzymes de conversion sont immobilisées sur un support. Il est entendu que l’enceinte peut comprendre un ou plusieurs supports comprenant lesdites enzymes immobilisées, lesdits supports étant alors agencés de manière aléatoire ou selon une organisation particulière dans l’enceinte. L’homme du métier saura déterminer les dimensions du module de conversion enzymatique, et notamment la quantité d’enzyme nécessaire à l’obtention d’un milieu de culture enrichi en ions HCO 3 - , en fonction des paramètres du procédé dont l’activité enzymatique des enzymes employées, la teneur en CO 2 du milieu de culture enrichi en CO 2 et la vitesse de circulation du milieu de culture. Enzymes de conversion enzymatique Des enzymes de conversion sont connues, notamment les anhydrases carboniques (AC), et plus particulièrement les anhydrases carboniques à cadmium (cadmium-anhydrase carbonique ou CDCA, en anglais) et les tyrosine phosphatases de type récepteur (TPTR) β et γ. Les anhydrases carboniques sont des enzymes connues pour leur capacité à catalyser la réaction d’hydratation du dioxyde de carbone (CO 2 ) en ions bicarbonate (HCO 3 - ) de manière réversible. Il en existe 7 classes : α-AC, β-AC, γ-AC, δ-AC, ζ-AC, η-AC, θ-AC et les ι-AC. Les anhydrases carboniques employées dans l’invention sont préférentiellement des anhydrases carboniques de la famille des α-anhydrases carboniques. De tels enzymes de conversion sont notamment décrites dans la demande WO 2013/022348. Dans le cadre de la présente demande, les enzymes employées selon l’invention sont choisies parmi les anhydrases carboniques cytoplasmiques et membranaires. Certaines anhydrases carboniques sont disponibles dans le commerce telles que les anhydrases carboniques d’érythrocyte de bovin commercialisées par Sigma-Aldrich® (CAS 9001-03-0) ou les anhydrases carboniques de souris commercialisées par Acrobiosystems® (mouse carbonic anhydrase IX). Comme la majorité des enzymes, les anhydrases carboniques ont une durée de vie limitée. Afin d’augmenter leur durée de vie, ces enzymes peuvent, selon un mode préféré de l’invention, être utilisées en association avec Un accepteur de proton. Un accepteur de proton permet la régénération d’une anhydrase carbonique via la formation d’un complexe ainsi, l’anhydrase carbonique peut libérer un proton de son site actif et effectuer un nouveau cycle de conversion du CO 2 en HCO 3 - . Ledit accepteur de proton est préférentiellement choisi parmi l’asparagine, la glutamine, l’histidine, la sérine, la thréonine la tyrosine, l’acide aspartique et l’acide glutamique, encore plus préférentiellement, ledit accepteur de protons est l’acide aspartique ou l’acide glutamique. L’homme du métier saura adapter la quantité d’accepteur de protons à utiliser, en particulier pour que les proportions d’accepteurs de protons et d’enzymes soit stœchiométriques. Immobilisation des enzymes de conversion Les techniques d’immobilisation des enzymes sont bien connues de l’homme du métier et sont notamment l’adsorption, les liaisons covalentes, l’emprisonnement ou encore le confinement membranaire. Plusieurs types de supports sont appropriés pour immobiliser les enzymes. On citera en particulier les polymères, notamment sous la forme d’un hydrogel ou de fibres, tels que le polymère renforcé de fibres de carbone (PRFC), le polyfluorure de vinylidène (PVDF), le polypropylène (PP), le polyacrylonitrile (PAN), le silicone et ses dérivés, la cellulose et ses dérivés, tel que l’acétate de cellulose, ainsi que les composés inorganiques comme l’oxyde d’aluminium (Al 2 O 3 ) ou le verre ou encore des nanotubes de carbone. Dans un mode de réalisation particulier, les enzymes sont immobilisées sous la forme d’un précipité d’enzymes sur un support de type fibres, et plus précisément sur des nanofibres. Les nanofibres peuvent être d’origine naturelle comme des nanofibres à base de collagène, de cellulose, de kératine ou de gélatine, ou d’origine artificielle comme des nanofibres à base d’acide poly(lactique-co-glycolique) (PLGA), de poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) (PHBV) ou de poly(éthylène co-vinylacétate). Dans un autre mode de réalisation, le support sur lequel sont immobilisées les enzymes est un support inorganique, de préférence du verre. Le support peut se présenter sous diverses formes géométriques : carré, rectangule, cercle, triangle, polygone ou encore hélice hélicoïdales. Le support est possiblement une plaque rectangulaire en verre. Dans le cas d’un support en verre, comme une plaque de verre, les enzymes peuvent être immobilisées par des liaisons disulfure, notamment via des molécules de cystéine à l’aide d’un processus de silanisation. Du triméthoxysilane est alors déposé sur la surface du verre et des nanoparticules d'argent coiffées de cystéine sont ajoutées pour former une couche de cystéine capable de se lie aux enzymes. Le module de conversion enzymatique peut alors comprendre une ou plusieurs plaques, en particulier en verre, sur lesquelles sont immobilisées les enzymes. Les plaques sont préférentiellement agencées parallèlement les unes aux autres et placées à l’intérieur de l’enceinte. L’enceinte peut comprendre un ou plusieurs supports comprenant lesdites enzymes immobilisées. En référence à la [Fig. 3B], les plaques en verre peuvent notamment être agencées de manière parallèle les unes autres au sein de l’enceinte du module de conversion. Dispositif d’alimentation en CO 2 Le dispositif d’alimentation en CO 2 permet l’apport de CO 2 dans le milieu de culture. Le dispositif d’alimentation en CO 2 peut être disposé dans le réacteur, ou en dehors du réacteur sur le circuit de circulation du milieu de culture, en amont ou en aval du module de conversion dans le sens de circulation. Selon un mode préféré, le dispositif d’alimentation en CO 2 est disposé entre le réacteur et le module de conversion enzymatique, en amont du module de conversion dans le sens de circulation du milieu de culture ( ). De nombreux dispositifs d’alimentation en CO 2 existent notamment les membranes, les bulleurs à membrane ou colonnes à bulles, les bulleurs en céramique, ou encore les pierres de diffuseurs de bulles. Selon un mode particulier de réalisation, le dispositif d’alimentation en CO 2 est un contacteur membranaire. Selon un mode préféré de l’invention, lorsque le dispositif d’alimentation en CO 2 est un contacteur membranaire celui-ci est agencé, dans le sens de circulation du milieu de culture, après le réacteur et avant le module de conversion. L’homme du métier saura déterminer les paramètres de mise en œuvre du dispositif d’alimentation en CO 2 nécessaires à l’obtention d’un milieu de culture enrichi en CO 2 en fonction des paramètres du procédé dont la teneur en CO 2 du milieu de culture avant enrichissement, la cinétique de conversion du CO 2 en HCO 3 - et la vitesse de circulation du milieu de culture. Contacteur membranaire Un contacteur membranaire est un dispositif comprenant au moins deux circuits de circulation de fluides séparés par une membrane de transfert. Les fluides circulants dans ledit contacteur membranaire sont aussi désignés sous le nom de fluide(s) de circulation. Le contacteur membranaire comprend ainsi un premier circuit de circulation d’un premier fluide de circulation pour l’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ), appelé fluide d’alimentation en CO 2 en contact avec une première face de la membrane de transfert, et un deuxième circuit de circulation d’un deuxième fluide de circulation pour la réception du CO 2 , appelé fluide de réception en CO 2 , en contact avec la deuxième face de la membrane de transfert. Chaque circuit de circulation de fluide est indépendant l’un de l’autre, et peut être fermé ou ouvert. Dans un mode de réalisation, le circuit de circulation du fluide de réception de CO 2 est un circuit fermé. Dans une autre mode de réalisation, le circuit de circulation du fluide de réception de CO 2 et le circuit de circulation du fluide d’alimentation en CO 2 sont des circuits fermés afin d’assurer des conditions optimales de croissance des microorganismes. Dans un mode de réalisation, le fluide d’alimentation en CO 2 est sous la forme de gaz, préférentiellement un mélange air/CO 2 comprenant au moins 5% de CO 2 , voir au moins 25% de CO 2 , plus préférentiellement au moins 50% de CO 2 et toujours plus préférentiellement au moins 75% de CO 2 . Avantageusement, le fluide d’alimentation est du CO 2 gazeux dont la teneur est de 100% de CO 2 . Dans un autre mode de réalisation, le fluide d’alimentation en CO 2 est sous la forme de liquide comprenant un solvant absorbant le CO 2 dans lequel le CO 2 est dissout. On entend par solvant absorbant de CO 2 , des solvants dont la composition chimique permet l’absorption des molécules de CO 2 . Ces solvants sont généralement des solutions comprenant des ions carbonates (CO 3 2- ), des ions bicarbonate (HCO 3 - ), des amines primaire, secondaire ou tertiaire ou encore des acides aminés. De tels solvants sont par exemple des solutions comprenant la β-alanine, la sarcosine, la taurine, l’acide 6-aminohexanoïque, la monoéthanolamine (MEA), la diéthanolamine (DEA), la méthyl diéthanolamine (MDEA), ou des composés carbonate comme le carbonate de potassium (K 2 CO 3 ), le carbonate de sodium (Na 2 CO 3 ) ou encore le bicarbonate d’ammonium (NH 4 HCO 3 ) Ces composés sont préférentiellement présents dans les solutions absorbant le CO 2 à des concentrations comprises entre 0.1 et 1.0 M. Le fluide de réception du CO 2 est le milieu de culture. Ledit fluide de réception du CO 2 peut également comprendre les microorganismes photosynthétiques cultivés et les nutriments nécessaires à leur croissance. Ainsi, selon l’invention, le contacteur membranaire permet d’assurer l’échange de molécules de CO 2 entre un fluide d’alimentation en CO 2 , de préférence sous forme de gaz, et le fluide de réception de CO 2 , qui est le milieu de culture, à travers une membrane, aussi appelée membrane de transfert. Au sein du contacteur membranaire, les deux fluides, le fluide d’alimentation en CO 2 et le fluide de réception du CO 2 , sont en circulation. La circulation du fluide d’alimentation en CO 2 peut être assurée par tous les moyens connus de l’homme du métier, notamment en utilisant une source de CO 2 déjà sous pression ou grâce à un compresseur à gaz qui permet d’assurer un flux régulier dans le contacteur membranaire. En parallèle, la circulation du fluide de réception de CO 2 , i.e. du milieu de culture, est permise grâce à un élément de brassage ou d’agitation dans le réacteur biologique (par exemple grâce à la rotation de pales dans le réacteur biologique) ou via le pompage du milieu de culture qui est ensuite réinjecté dans le réacteur biologique grâce à une pompe. On utilisera alors préférentiellement une pompe à vide. Avantageusement, l’utilisation d’un contacteur membranaire selon l’invention permet un processus d’injection du CO 2 qui ne génère pas de contraintes de cisaillements délétères dans le réacteur ce qui évite la formation de mousse dans la culture. Dans un mode de réalisation, les flux du fluide d’alimentation en CO 2 et du fluide de réception du CO 2 sont parallèles. Dans un autre mode de réalisation les flux sont perpendiculaires. Encore, dans un autre mode de réalisation, les flux sont croisés. Les flux du fluide d’alimentation en CO 2 et du fluide de réception en CO 2 peuvent être croisés, c’est-à-dire que le fluide d’alimentation en CO 2 et le fluide de réception en CO 2 circulent dans des directions opposées. En référence à la , le contacteur membranaire comprend ainsi une entrée (210) ou (211) et une sortie (210) ou (211) pour un premier fluide de circulation, ainsi qu’une entrée (220) ou (221) et une sortie (220) ou (221) pour un deuxième fluide de circulation. Ces deux fluides sont séparés par une membrane de transfert (20). Le contacteur membranaire comprend donc aussi deux circuits de circulation : un premier circuit de circulation d’un premier fluide de circulation en contact avec une première face de la membrane et un deuxième circuit de circulation du deuxième fluide de circulation en contact avec une deuxième face de la membrane. La membrane permet ainsi de promouvoir le contact entre les deux fluides de circulation sans avoir un contact physique direct. Les propriétés de la membrane déterminent la nature et les caractéristiques des échanges entre les deux fluides de circulation. Les contacteurs membranaires sont ainsi définis comme des systèmes comprenant une ou plusieurs membranes de transfert et dont l’objectif est de promouvoir le contact entre deux fluides en circulation, et cela sans avoir un contact direct entre les deux fluides en circulation. La membrane peut être une membrane poreuse ou non poreuse aussi appelée membrane dense ou de pervaporation. Les membranes denses sont des membranes sans porosité créée. Elles se divisent en deux catégories : les membranes hydrophiles et les membranes organophiles. Les membranes hydrophiles permettent le passage de l’eau et donc, par exemple, la déshydratation d’un solvant. Typiquement, ces membranes sont en matériau polymère (alcool polyvinylique) déposé sur un support poreux. Leurs caractéristiques géométriques sont identiques à celles de membranes d’ultrafiltration, par exemple. La mise en œuvre de ces membranes se fait dans des modules plans essentiellement, le compartiment « perméat » étant mis en relation avec une enceinte sous vide partiel, de manière à maintenir la force agissante et à évacuer les produits de la séparation. Les membranes organophiles sont essentiellement à base de silicones (PDMS polydiméthylseloxane) et, dans ce cas, c’est l’affinité du matériau silicone pour l’un ou plusieurs des composés du mélange qui permet un transfert sélectif à travers la membrane. On obtient ainsi des sélectivités très élevées, les flux de transfert demeurant en général faibles. Les contacteurs membranaires se caractérisent par les membranes de transfert qui les composent, plus particulièrement par la configuration géométrique et la structure de ces membranes. Les membranes peuvent être de configuration géométrique plane, spiralée, tubulaire ou de fibre creuses ( i.e. tuyaux ou tubes). Selon un mode préféré, la ou les membranes ont une configuration géométrique de fibres creuses. Avantageusement, le contacteur membranaire comprend plusieurs fibres dispersées en faisceaux de tubes. Le diamètre externe des membranes est supérieur à 50 μm, préférentiellement supérieur à 60 μm, encore plus préférentiellement supérieur à 70 μm. Dans un autre mode de réalisation, les membranes avec une configuration de fibres creuses ont un diamètre externe d’au moins 100 μm. Dans un autre mode de réalisation, le diamètre externe des membranes est inférieur à 2 mm, préférentiellement inférieur à 1,5 mm, plus préférentiellement inférieur à 1 mm. Avantageusement, le diamètre externe des membranes avec une configuration de fibres creuses est compris entre 100 μm et 1 mm. Le diamètre interne des membranes selon l’invention est préférentiellement inférieur à 900 μm, voire même inférieur à 850 μm. dans un mode de réalisation préféré, le diamètre externe des membranes avec une configuration de fibres creuses est compris entre 100 et 800 μm. Le diamètre interne des membranes avec une configuration de fibres creuses est généralement inférieur à 1 mm, préférentiellement inférieur à 900 μm, inférieur à 800 μm, inférieur à 700 μm, inférieur à 600 μm, inférieur à 500 μm, inférieur à 400 μm, inférieur à 300 μm, inférieur à 200 μm, voire même inférieur à 100 μm. Dans un mode de réalisation, le diamètre interne des membranes avec une configuration de fibres creuses selon l’invention est compris entre 1 et 100 μm. Dans un autre mode de réalisation, le diamètre interne est compris entre 5 et 100 μm, préférentiellement entre 7 et 100 μm, encore plus préférentiellement entre 10 et 100 μm. Avantageusement, le diamètre interne des membranes avec une configuration de fibres creuses selon l’invention est compris entre 20 et 90 μm. En référence à la figure 2B et selon un mode de réalisation, le contacteur membranaire comprend une membrane de transfert en configuration de fibres creuses, celles-ci étant dispersées sous la forme d’un faisceau de tubes. En référence à la figure 2A, la membrane (20) est dans une configuration de fibre creuse (ou tube) avec un diamètre interne et un diamètre externe. On peut ainsi définir une face interne et une face externe de la membrane correspondant respectivement à la face l’intérieur de la fibre (ou tube) (21) et à la face extérieure de la fibre (ou tube) (22). Dans un mode de réalisation, le fluide d’alimentation en CO 2 circule à l’intérieur des fibres constituant la membrane et se trouve donc en contact avec la face interne de la membrane, tandis que le fluide de circulation de réception du CO 2 est en contact avec la face externe de la membrane. Dans un deuxième mode de réalisation préféré, le fluide de circulation d’alimentation en CO 2 est en contact avec la face externe de la membrane et le fluide de circulation de réception du CO 2 est à l’intérieur des fibres et est en contact avec la face interne de la membrane. Dans la cadre de la présente demande, les membranes de transfert avec une configuration de fibres creuses sont des membranes microporeuses ou des membranes non-poreuses. Dans un mode de réalisation la membrane de transfert du contacteur membranaire est une membrane poreuse, et comprend des pores dont le diamètre est inférieur à 10 μm. Avantageusement, la membrane poreuse est microporeuse, et présente des pores avec un diamètre inférieur à 8 μm, préférentiellement inférieur à 5 μm, voire même inférieur à 3 μm, plus préférentiellement inférieur à 2 μm. Dans un autre mode de réalisation, la membrane microporeuse comprend des pores dont le diamètre est supérieur à 0,001 μm, 0,002 μm, 0,003 μm, 0,004 μm, voire même supérieur à 0,005 μm. Avantageusement, le diamètre des pores de la membrane est ainsi compris entre 0,005 et 2 μm. Dans un mode de réalisation, le diamètre des pores est inférieur à 1 μm, voire inférieur à 0,5 μm et préférentiellement inférieur à 0,2 μm ou même inférieur à 0,1 μm. Dans un autre mode de réalisation, le diamètre des pores de la membrane est compris entre 0,005 et 0,1 μm. Encore, dans un autre mode de réalisation, le diamètre des pores est compris entre 0,008 et 0,09 μm, préférentiellement entre 0,009 et 0,07 μm, voire préférentiellement entre 0,01 et 0,06 μm, et plus préférentiellement entre 0,01 et 0,05 μm. Avantageusement, le diamètre des pores de la membrane est d’environ 0,01 μm, 0,02 μm, 0,03 μm, 0,04 μm ou 0,05 μm. Dans un mode de réalisation préféré, la membrane de transfert du contacteur membranaire est une membrane dense. La diffusion des molécules se caractérise alors par un phénomène de diffusion à travers la membrane via l’adsorption des molécules ayant une forte affinité avec la membrane. Ce mode de réalisation présente l’avantage de diminuer voire d’empêcher le colmatage de la membrane du contacteur membranaire avec les différents éléments transportés dans le milieu liquide (comme par exemple les débris cellulaires) par rapport à une membrane poreuse qui présente des zones d’accroche potentielles sur sa structure et permet ainsi de maintenir la même performance d’échanges gazeux au travers de la membrane sur toute la durée du procédé de culture. Selon un mode de réalisation, la membrane de transfert est une membrane non poreuse de diamètre interne de 150 à 450 µm et de diamètre externe de 250 à 550 µm. Selon un mode de réalisation, la membrane de transfert est une membrane poreuse de diamètre interne de 150 à 250 µm et de diamètre externe de 250 à 350 µm et comprenant des pores avec un diamètre de 20 à 40 µm. Selon un autre mode de réalisation, la membrane de transfert est une membrane dense de diamètre interne de 350 à 450 µm et de diamètre externe de 5 à 100 mm. Avantageusement, la membrane de transfert, poreuse ou dense, en particulier dense, a une épaisseur inférieure à 1000 µm, préférentiellement de 100 µm à 1000 µm. L’utilisation d’un contacteur membranaire selon l’invention permet notamment d’assurer tout ou une partie des échanges entre deux fluides en circulation via la présence d’une membrane de transfert telle que définie ci-dessus. Le contacteur membranaire peut donc aussi être caractérisé par la surface d’échange entre les deux fluides en circulation. Selon un mode de réalisation de l’invention, le contacteur membranaire présente une surface d’échange entre les deux fluides de circulation d’au moins 0.003 m 2 /L de fluide de circulation de réception de CO 2 , de préférence d’au moins 0.006 m 2 /L. En parallèle, la surface d’échange entre les deux fluides en circulation est inférieure ou égale à 0.020 m 2 /L par litre de fluide de circulation de réception de CO 2 , de préférence inférieure ou égale à 0.017, voir même inférieure ou égale à 0.015 et préférentiellement inférieure ou égale à 0.012 m 2 /L de fluide de circulation de réception de CO 2 . Dans un autre mode de réalisation, le contacteur membranaire présente une surface d’échange comprise entre 0.003 et 0.012 m 2 /L de fluide de circulation de réception de CO 2 , préférentiellement entre 0.006 et 0.012 m 2 /L de fluide de circulation de réception de CO 2 . Les matériaux utilisés pour la production des membranes de transfert sont généralement des polymères, comme par exemple le polyéthylène (PE), le polypropylène (PP), le polysulfone (PSu), le polyéther sulfone (PES), le polyfluorure de vinylidène (PVDF), le polytetrafluoroethylène (PTFE), le polyimide (PI), le polyamide (PA), le polycarbonate (PC), le polyacrylonitrile (PAN), et l’acétate de cellulose (CA). Les membranes de transfert peuvent aussi être fabriquées à partir de silicone ou dérivés de silicone. Dans le cadre de la présente demande, le terme silicone comprend les composés inorganiques formés d’une chaine d’atomes de silicium et d’oxygène et dont les atomes de silicium peuvent porter des groupements. On citera notamment les polymères appartenant à la famille des siloxanes, et plus particulièrement le polydiméthylsiloxane (PDMS) ou des compositions comprenant du polydiméthylsiloxane (PDMS), notamment un système ternaire composé de PDMS, d’eau et de tétrahydrofurane (THF). Avantageusement, les membranes de transfert de la présente demande sont fabriquées à partir de silicone, préférentiellement de PDMS, notamment lesdites membranes sont des membranes fines en PDMS d’épaisseur comprise entre 0.01 et 1.00 cm en feuille ou rouleau. Des exemples de membranes de transfert commerciales sont les membranes fines en silicone de type SSP-M823 chez SSP® ou PDMS de Saint-Gobain. De tels contacteurs membranaires et leurs principes de fonctionnement sont connus de l’homme du métier pour d’autres applications. Ils sont disponibles dans le commerce, notamment sous les références pervélys et 3M TM liqui-Cel. La combinaison de l’utilisation d’une enzyme de conversion et d’un contacteur membranaire permet de diminuer la concentration en CO 2 , voire de conduire à l’absence de molécules de CO 2 , dans le milieu de culture accentuant ainsi les différences de concentrations en CO 2 et de pression entre le milieu de culture constituant le fluide de réception du CO 2 et le fluide d’alimentation en CO 2 . De cette façon la diffusion des molécules de CO 2 depuis le fluide d’alimentation en CO 2 vers le milieu de culture est favorisée. Dispositif d’évacuation du dioxygène (O 2 ) Dans un mode préféré de réalisation de l’invention, le réacteur est inclus dans un circuit fermé de manière à isoler la culture des aléas environnementaux extérieurs à la réaction, comme les variations de température ou les variations de la composition en gaz de l’atmosphère ambiant. Dans ce cas, il est nécessaire d’évacuer le dioxygène (O 2 ) produit lors de la photosynthèse au moyen d’un dispositif d’évacuation du dioxygène pour favoriser la croissance des microorganismes photosynthétiques et éviter d’éventuelles surpressions dans l’enceinte du réacteur. Il peut s’agir d’une ou plusieurs valve(s) associée(s) au réacteur pour permettre l’évacuation des gaz en surpression. Dans le cas où le moyen d’alimentation en CO 2 est un contacteur membranaire, et en particulier lorsque le fluide d’alimentation en CO 2 est un gaz, l’évacuation du dioxygène se fait au niveau de la membrane du contacteur membranaire, par un cheminement inverse à celui du CO 2 . Dans le cas où le moyen d’alimentation en CO 2 est un contacteur membranaire, et en particulier lorsque le fluide d’alimentation en CO 2 est un liquide, l’évacuation du dioxygène se fera par un moyen approprié, indépendant dudit contacteur membranaire d’alimentation en CO 2 , par exemple à l’aide d’une ou plusieurs valve(s) ou avec un autre contacteur membranaire adapté à l’évacuation du dioxygène à partir du milieu de culture. Un contacteur membranaire adapté à l’évacuation de l’O 2 comprend la même structure qu’un contacteur membranaire d’alimentation en CO 2 tel que décrit ci-dessus mais avec un fluide de circulation d’évacuation de l’O 2 , i.e. un fluide dans lequel la concentration en O 2 à l’entrée du contacteur est inférieure à celle dans le milieu de culture, en lieu et place du liquide d’alimentation en CO 2 . Dispositif de régénération des enzymes de conversion Dans un mode de réalisation particulier, le système de culture comprend en outre un dispositif de régénération des enzymes (531). Ce dispositif de régénération, placé en dérivation du circuit principal du milieu de culture, consiste en un module d’apport d’un accepteur de proton, ledit accepteur de protonest préférentiellement choisi parmi l’asparagine, la glutamine, l’histidine, la serine, la thréonine la tyrosine, l’acide aspartique et l’acide glutamique, encore plus préférentiellement, ledit accepteur de protactivon est l’acide aspartique ou l’acide glutamique. Grâce à des vannes (55), la circulation du milieu de culture est interrompue tandis que la circulation de la solution accepteuse de protons (531), est activée. La solution traverse alors le module de conversion enzymatique (53) afin de régénérer les enzymes de conversion. Le cycle de circulation de solution accepteuse de protons peut être répété plusieurs fois dans le module de conversion enzymatique à la place du milieu de culture. L’homme du métier saura déterminer le nombre de cycles de régénération à appliquer en fonction des différents paramètres de culture et des caractéristiques des enzymes employées. La circulation de la solution accepteuse de proton est permise grâce à une pompe (54) placée, dans le sens de circulation de la solution, entre le module de conversion enzymatique (53) et le module d’apport de la solution accepteuse de protons (531) ou entre le module d’apport de la solution accepteuse de protons (531) et le module de conversion enzymatique (53). Dispositif de nettoyage Dans un autre mode de réalisation particulier, le système de culture comprend en outre un dispositif de nettoyage (56) du circuit de circulation du milieu de culture. Ce dispositif est placé en dérivation du circuit principal du milieu de culture et consiste en un ensemble d’opération de nettoyage comprenant un ou plusieurs lavages avec de l’eau, un lavage avec une solution alcaline et un lavage avec une solution acide. La solution alcaline est préférentiellement une solution à base de soude, comprenant de 0,5 à 5% de soude. La solution acide est quant à elle une solution aqueuse à base d’acide nitrique permettant d’éliminer les dépôts de calcaire et de soude dans le circuit. Dans un mode de réalisation, le nettoyage du dispositif consiste à injecter premièrement de l’eau, puis une solution alcaline et rincer le dispositif avec de l’eau, avant d’injecter une solution acide et de nouveau rincer le dispositif avec de l’eau. Il est entendu que les opérations peuvent être répétées plusieurs fois au besoin de manière individuelle ou séquentielle. Les solutions de nettoyage circulent à travers les différents éléments du système de culture, tels que le réacteur biologique (51), le dispositif d’alimentation en CO 2 (52) ou le module de conversion enzymatique (53), notamment au moyen de pompes (54) et de vannes (55). Une disposition appropriée de vannes et de pompes au sein du système de culture peut ainsi permettre le nettoyage d’un ou plusieurs éléments de manière indépendantes ou combinée. L’homme du métier saura agencer les éléments du système de manière optimale en fonction des objectifs visés. Système de culture L’invention concerne également un système de culture de microorganismes photosynthétiques comprenant système de culture comprenant un réacteur biologique, un dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions HCO 3 - couplé au réacteur, ledit module de conversion comprenant des enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - immobilisés sur un support. Dans un mode de réalisation, le milieu de culture est premièrement alimenté en CO 2 au niveau du dispositif d’alimentation en CO 2 avant de passer à travers le module de conversion enzymatique où se produit la catalyse du CO 2 en ions HCO 3 - . Notamment, en référence à la , le système de culture selon l’invention comprend un réacteur biologique (1), un dispositif d’alimentation en CO 2 (2), ledit dispositif d’alimentation en CO2 étant préférentiellement un contacteur membranaire, et un module de conversion enzymatique (3) dans lequel les enzymes sont immobilisées sur un support. Le dispositif d’alimentation en CO 2 est avantageusement un contacteur membranaire. En référence à la et selon un mode de réalisation, le contacteur membranaire comprend une membrane de transfert (20) en configuration de fibres creuses, celles-ci étant dispersées sous la forme d’un faisceau de tubes dans le contacteur membranaire. Selon un mode de réalisation, le fluide d’alimentation en CO 2 circule dans un premier espace (21) correspondant à l’intérieur des fibres creuses, le fluide circulant selon un flux entre l’entrée (210) ou (211) et la sortie (210) ou (211) du faisceau de fibres creuses. Selon ce mode de réalisation, le fluide de réception du CO 2 circule dans un deuxième espace (22) délimité par les parois étanches à l’eau du contacteur membranaire, le fluide circulant selon un flux entre l’entrée (220) ou (221) et la sortie (220) ou (221) du contacteur membranaire. Dans un autre mode de réalisation, le fluide d’alimentation en CO 2 circule dans le contacteur membranaire, c’est-à-dire dans un espace (22) délimité par les parois étanches à l’eau du contacteur membranaire, le fluide d’alimentation en CO 2 circulant alors entre l’entrée (220) ou (221) et la sorite (220) ou (221) du contacteur membranaire. En parallèle, selon ce mode de réalisation, le fluide de réception du CO 2 circule à l’intérieur des fibres creuses (21) depuis l’entrée (210) ou (211) vers la sortie (210) ou (211). En référence au mode de réalisation de l’invention illustré à la , le système de culture de microorganismes selon l’invention comprend un réacteur biologique (51), un contacteur membranaire comme dispositif d’alimentation en CO 2 (52) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions HCO 3 - (53). Le système présenté est préférentiellement un circuit fermé. Préférentiellement, les différents éléments du dispositif sont agencés tel que représenté en , de sorte que le milieu de culture traverse premièrement le dispositif d’alimentation en CO 2 (52) et ensuite le module de conversion enzymatique (53). Selon un mode de réalisation, le milieu de culture circule ainsi depuis le réacteur biologique vers le contacteur membranaire (52) où se fait l’apport en CO 2 , puis le milieu de culture enrichi en CO 2 passe à travers le module de conversion enzymatique (53) où se produit la catalyse des molécules de CO 2 en ions HCO 3 - , avant que le milieu de culture retourne dans le réacteur biologique (51). Préférentiellement, le système peut en outre comprendre une ou plusieurs pompes (54) afin d’assurer la circulation en continu des fluides ainsi que des vannes (55). Il est entendu que des sondes, des capteurs et d’autres éléments de mesure des paramètres de culture ou des systèmes de sécurité peuvent être ajoutés au système. A noter que les modes de réalisations ci-dessus caractérisés par la présence d’un dispositif de nettoyage et d’un dispositif de régénération d’enzyme peuvent être combinés l’un à l’autre et être associés à différents dispositifs d’alimentation en CO 2 notamment mais pas seulement un contacteur membranaire. En particulier, la représente un mode de réalisation spécifique comprenant comme dispositif d’alimentation en CO 2 un contacteur membranaire, un dispositif de nettoyage et un dispositif de régénération d’enzyme. Il est compris que le système de culture selon l’invention comprenant un réacteur biologique (1), un dispositif d’alimentation en CO 2 (2) et un module de conversion enzymatique (3) est employé pour la culture de microorganismes photosynthétiques comprenant au moins une étape dans des conditions de culture autotrophes, préférentiellement, uniquement des étapes dans des conditions de culture autotrophes. EXEMPLES 5 cultures distinctes de Chlorella sorokiniana sont réalisées dans un photobioréacteur de 2.5 L, sous éclairage artificiel de longueur d’onde entre 400 et 460 nm et entre 620 et 700 nm et d’intensité de 350 µmol/m2/s. Ces cultures diffèrent entre elle par l’utilisation de différents dispositifs d’alimentation en CO 2 (bulleur ou contacteur membranaire couplé au réacteur) et par l’utilisation ou non d’une enzyme de conversion anhydrase carbonique de type alpha de chez Sigma, CAS: 9001-03-0 avec un dosage de 0.1 g/l). L’anhydrase carbonique est libre dans le milieu de culture ou immobilisée sur un support dans un module de conversion enzymatique couplé au réacteur biologique. Les différentes conditions sont récapitulées dans le tableau 1 ci-dessous. Culture Dispositif d’alimentation en CO2 Anhydrase Carbonique A Bulleur Non B Contacteur membranaire Non C Bulleur Oui, libre dans le milieu de culture D Bulleur Oui, apportée via l’utilisation de module de conversion E Contacteur membranaire Oui, apportée via l’utilisation de module de conversion Lorsqu’un dispositif couplé au réacteur est utilisé (module de conversion ou contacteur membranaire, i.e. expériences B, D et E) et qu’il existe donc un circuit dans lequel le milieu de culture circule, le flux du milieu de culture est induit par un agitateur à pales avec une vitesse de 500 tours par minute (tpm). A noter que l’homogénéisation du milieu est assurée à l’aide de la même pâle d’agitation à 500 tpm. Des mesures de densité optique (DO) sont faites en duplicat à 750 nm avec un spectrophotomètre (7315, JENWAY). En outre, La productivité journalière est calculée à partir de la DO et d’un coefficient de corrélation (CC) spécifique au microorganisme cultivé selon la formule suivante en particulier lorsque la concentration en biomasse est trop faible pour avoir une valeur précise de la masse sèche. Productivité (DO) (g.L -1 .jour -1 ) = ((DO(jour J)-DO (jour J-1))× 0.6)/(temps (jour J)-temps (jour J-1))×24 Soit pour la présente culture de Chlorella sorokinina : Productivité (DO) (g.L -1 .jour -1 ) = ((DO(jour J)-DO (jour J-1))× 0.6)/(temps (jour J)-temps (jour J-1))×24. Procédé de culture de microorganismes photosynthétiques avec des ions HCO 3 - comme principale source de carbone dans un système de culture comprenant un réacteur biologique, un dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions HCO 3 - couplé au réacteur, ledit procédé comprenant les étapes de enrichissement du milieu de culture en CO 2 par l’intermédiaire du dispositif d’alimentation en CO 2 , pour obtenir un milieu de culture enrichi en CO 2 , et mise en contact du milieu de culture enrichi en CO 2 obtenu avec des enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - dans le module de conversion pour obtenir un milieu de culture enrichi en ions HCO 3 - , dans lequel module de conversion les enzymes de conversion du CO 2 en HCO 3 - sont immobilisés sur un support. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que les enzymes de conversion sont des anhydrases carboniques. Procédé selon l’une des revendications 1 ou 2, caractérisé en ce que le support est une plaque en verre. Procédé selon l’une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que le dispositif d’alimentation en CO 2 est un contacteur membranaire. Procédé selon l’une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que le milieu de culture réunit les conditions de culture autotrophe. Système de culture de microorganismes photosynthétiques comprenant un réacteur biologique, un dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) et un module de conversion enzymatique du CO 2 en ions HCO 3 - couplé au réacteur, ledit module de conversion comprenant des enzymes de conversion du CO 2 en HCO3- immobilisés sur un support. Système selon la revendication 6, caractérisé en ce que les enzymes sont des anhydrases carboniques. Système selon l’une des revendications 6 à 7, caractérisé en ce que le flux du milieu de culture est orienté depuis le réacteur biologique vers le dispositif d’alimentation en CO 2 , puis du dispositif d’alimentation en CO 2 vers le module de conversion enzymatique. Système selon l’une des revendications 6 à 8, caractérisé en ce que le dispositif d’alimentation en dioxyde de carbone (CO 2 ) est un contacteur membranaire. Système selon l’une des revendications 6 à 9, caractérisé en ce que le dispositif comprend en outre un dispositif de régénération des enzymes et/ou un dispositif de nettoyage.