FR 3128291 A1 20230421 FR 2111065 A 20211018 L’invention se rapporte à une méthode d’analyse des propriétés de membranes biomédicales, notamment à l’élimination de substances substances actives au cours du temps par adsorption, dialyse, filtration, ou diafiltration. Méthode d’analyse des propriétés de membranes biomédicales L’invention se rapporte au domaine de l’analyse des propriétés de membranes biomédicales, notamment de membranes de dialyse, de filtration ou de diafiltration. Elle se rapporte notamment à l’étude de la pharmacocinétique des médicaments (et notamment l’élimination des substances actives au cours du temps) en méthodes de suppléance continu telles que l’épuration extrarénale continue, l’assistance cardio-pulmonaire, la suppléance hépatique, l’adsorption spécifique et non spécifique de substances présentes dans le sang. Depuis les années 50, un certain nombre de dispositifs médicaux nécessitant une circulation extracorporelle (MDEC) ont été développés et les progrès technologiques ont permis d'étendre leur utilisation aux unités de soins intensifs. Les MDEC comprennent la thérapie de remplacement rénal continue, l'oxygénation par membrane extracorporelle, l'assistance hépatique en cas de défaillance aiguë et l'hémoperfusion spécifique et non spécifique. Les MDECs peuvent induire des complications et des effets indésirables potentiellement dangereux. En particulier, l'adsorption des médicaments nécessaires aux patients gravement malades est un effet indésirable attendu qui peut entraîner un échec thérapeutique, qui est relativement peu étudié et peu documenté. La connaissance de l'adsorption de médicaments induite par les MDECs a été fournie principalement par des rapports de cas. La méthode décrite ici propose une méthode d'évaluation des propriétés d’adsorption de membranes utilisées dans les dispositifs MDECs, par un procédé in vitro , parfaitement contrôlé, qui permet de simuler avec précision différentes méthodes de suppléance, avec différentes substances actives. Cette méthode présente de l’intérêt pour les médecins urgentistes ou exerçant en soins intensifs, qui doivent être conscients que l'adsorption de médicaments dans les MDECs peut avoir un impact majeur sur l’évolution clinique des patients, mais également pour les industries pharmaceutique et de fabrication de MDECs, qui doivent être en mesure de caractériser leurs produits. Les méthodes décrites ici sont susceptibles d’optimiser et réduire les coûts de traitements pharmacologiques dans les unités de soins intensifs, en améliorant l’évolution des patients. Parmi les méthodes extracorporelles utilisées, on peut citer : La dialyse, traitement de suppléance en cas de fonction rénale dégradée. Le principe est de débarrasser le sang des déchets ou toxines et de l'eau accumulés en excès dans le corps. Par effet de diffusion, les petites molécules traverseront la membrane, tandis que les grosses molécules (souvent macromolécules) seront retenues d'un côté. Cette méthode utilise les gradients de concentration entre la solution initiale (sang), et l’effluent. La filtration ou hémofiltration, méthode d'épuration extra-rénale par transport convectif (gradient de pression hydrostatique). Dans cette méthode, le sang est ultrafiltré et le produit recueilli (l'ultrafiltrat) est jeté avec les déchets qu'il contient. Un liquide de réinjection compense la partie du plasma retiré. Cette méthode permet de concentrer certains solutés, notamment si le volume du liquide de réinjection est inférieur au volume de sang extrait. L’hémodialyse, qui combine la dialyse et l’hémofiltration et fait appel à la diffusion et à la convection. La dialyse hépatique, pour les sujets présentant une insuffisance hépatique et visant à débarrasser le sang des toxines qui s'y accumulent du fait du mauvais fonctionnement du foie. L’oxygénation par membrane extracorporelle (acronyme ECMO en anglais), dans laquelle le sang passe par un compartiment d’échange dans lequel le CO 2 dissous dans le sang en est extrait, et de l’O 2 y est apporté. On peut citer l’ECMO par voie veino-artérielle (VA) ou par voie veino-veineuse (VV). Dans les deux cas, le sang extrait du système veineux est oxygéné à l'extérieur du corps, mais dans le cas de VA, l’ECMO apporte un soutien cardiorespiratoire, alors qu’elle apporte uniquement un soutien respiratoire dans la VV. Les différents systèmes peuvent être associés entre eux lors d’une utilisation simultanée chez le patient en utilisant deux modes : en série (même circulation sanguine qui traverse différents dispositifs mis à la suite) ou en parallèle (chaque dispositif possède sa circulation extracorporelle). Pour l’épuration extrarénale continue (EERC) (filtration dialyse adsorption), le débit sanguin peut aller de 50 ml/min à 250 ml/min), et les débits de diafiltration vont de 500 à 8000 ml/h, la surface d’échange étant adaptée au patient (enfant vs adulte) : 0,5 à 1,5 m 2 Pour l’ECMO, les débits sont de l’ordre de 3 à 5 l / mn, avec une surface d’échange de 1 à 4 m 2 . Ainsi, l’ECMO possède une surface d’échange identique à celle de l’EERC mais pouvant atteindre environ 3 fois celle-ci, et un débit de sang 20 fois supérieur à ceux de l’EERC. Dans ces différentes méthodes, le sang du patient est envoyé vers un compartiment d’échange et passe d’un côté d’une membrane, un fluide (liquide pour dialyse ou filtration, gaz dans le cas de l’ECMO) passant de l’autre côté de la membrane. Les substances passent d’un côté ou de l’autre de la membrane selon la méthode de suppléance considérée. Un problème peut se poser lorsque le patient a été traité avec un médicament (substance active), car la membrane est susceptible d’adsorber une partie du médicament et donc de réduire sa concentration rapidement, et de fausser les prédictions des fabricants et médecins quant à l’élimination du produit, pouvant mener à des sous-dosages sanguins du médicament et une mauvaise évolution clinique. Il est donc important de mettre en œuvre une méthode permettant d’évaluer ou mesurer les propriétés d’adsorption des membranes utilisées, ce qui permettra au clinicien un meilleur suivi des traitements. Certains auteurs ont proposé des méthodes utilisant du sang en tant que liquide vecteur ; toutefois, ces méthodes présentent l’inconvénient de ne pouvoir être mises en œuvre que pour des durées courtes (et ne reflétant pas les durées de mise en œuvre en clinique) en raison des problèmes de coagulation du sang dans ces modèles in vitro . Par ailleurs, l’utilisation de sang peut mener à la complexation du principe actif avec des protéines sanguines ou la pénétration du principe actif dans les érythrocytes. Ceci peut poser des problèmes de mesure des capacités spécifiques d’une membrane donnée. Par ailleurs, les modèles décrits ne s’intéressent généralement pas à l’adsorption, et n’ont pas été développés pour permettre de mesurer ce paramètre de façon fiable et reproductible. En particulier, la mesure de l’adsorption dans la mise en œuvre de l’ECMO (dans cette technique, la baisse de quantité des médicaments (en particulier de la forme libre, qui est la forme active chez le patient) est uniquement due à l’adsorption, car il n’y a pas d’effluent) n’a pas réellement été étudiée. C’est l’objet de l’invention que de proposer une méthode générique qui puisse permettre de mesurer l’adsorption d’une substance active par une membrane donnée, qu’il y ait ou non présence d’un perméat (terme désignant les effluents, fluides éliminant les impuretés dans les systèmes de dialyse, filtration ou diafiltration). Dans cette méthode, différentes concentrations sont mesurées au cours du temps, les volumes sont très précisément mesurés et contrôlés. En particulier, on tient compte de l’ajout ou pas de diluant frais (avec ou sans soluté) pour remplacer les pertes de diluant dues à la filtration ou aux prélèvements au fil du temps. Par ce contrôle des conditions de mise en œuvre, les inventeurs ont pu mettre en évidence des effets sous-estimés de membranes du fait de leur charge propre et de la charge des médicaments (par exemple les aminoglycosides chargées positivement). En particulier, la méthode proposée est caractérisée par une méthodologie identique quel que soit le dispositif ou le principe actif étudié. 1) on prépare le compartiment central (récipient / sac de diluant contenant le principe actif) en contrôlant exactement à la fois le volume du diluant et la concentration du principe actif. Pour ce faire, on peut peser le récipient de diluant et le principe actif avant ajout au compartiment central. Un tel contrôle initial permet de connaître avec précision la quantité exacte de principe actif qui sera présent dans le circuit. On obtient ainsi une première solution (ou solution centrale), qui circulera dans le compartiment central. 2) Le récipient central est ensuite relié à une pompe par un cathéter, puis envoyé dans le compartiment d’échange à un débit contrôlé en permanence, le débit étant déterminé pour refléter les conditions observées en milieu clinique (voir ci-dessus). 3) le compartiment d’échange contient une membrane séparant le compartiment d’échange en deux sous-compartiments. La première solution circule dans un sous-compartiment. Un fluide (gaz en cas de simulation d’ECMO, liquide en cas de simulation de dialyse, filtration, diafiltration) passe dans l’autre sous compartiment. Le sens de passage (même sens ou sens inverse de la première solution) dépend de la méthode de circulation extracorporelle simulée. Lorsque le fluide est un liquide, on récupère le perméat (les effluents) à la sortie du compartiment d’échange, et ils sont envoyés dans un compartiment de rejet. Celui-ci a préférentiellement été pesé vide avant le début de l’expérience, afin de connaître la masse exacte d’effluent récupéré (de laquelle on peut calculer le volume). 4) on est donc en présence d’un second circuit associé au fluide d’échange (le premier circuit étant celui du compartiment central) comprenant un premier réservoir contenant le fluide d’échange, une pompe pour envoyer le fluide d’échange dans le compartiment d’échange, et envoyer le perméat vers le compartiment de rejet. En cas de simulation d’échange gazeux, aucun perméat n’et obtenu. Afin d’éviter les problèmes liés à l’utilisation de sang, on utilise une solution physiologique de cristalloïdes, en tant que première solution, dans laquelle on dissout le principe actif, dans le compartiment central, ainsi qu’en tant que fluide d’échange (si celui-ci est liquide, [cette seconde solution de cristalloïde (fluide d’échange) ne contenant pas de substance active pour permettre un échange entre la première solution de cristalloïde et la seconde solution de cristalloïde à travers la membrane). L’utilisation d’une solution de cristalloïdes permet de s’affranchir des risques d’introduction des médicaments dans les érythrocytes, et d’éviter les liaisons médicaments / protéines. Une solution physiologique de cristalloïdes signifie que la solution de cristalloïdes : - a une même osmolarité que le plasma (soit environ 300 mosmol/l). Cette solution est donc isotonique avec le sang. Elle peut contenir tous les solutés dits physiologiques. On peut utiliser une solution cristalloïde de type Ringer lactate, ou une solution cristalloïde électrolytique isotonique. Toutefois, une solution de sérum salé isotonique (0,9 g/L de NaCl) peut être adaptée pour la mise en œuvre des méthodes décrites ici, voire une solution de glucose isotonique. On peut aussi utiliser, au sein de la solution de cristalloïdes, du chlorure de potassium (KCl), du chlorure de calcium (CaCl 2 ), et/ou du sulfate de magnésium (MgSO 4 ) dans la solution. - a une éventuellement une composition proche de celle de l’ultrafiltrat plasmatique. Ainsi, la composition ionique du plasma inclut : Na + (142 mmol/l), K + (5 mmol/l), Cl - (103 mmol/l), Ca 2+ (2,5 mmol/l), Mg 2+ (1 mmol/l), HCO 3 - (27 mmol/l), lactate (2 mmol/l). Elle est préférentiellement balancée (ion chlorure à concentration de 100 à 112 mmol/l). - ne contient préférentiellement pas de colloïdes. En particulier, on souhaite éviter l’albumine, dont il est connu qu’elle fixe les médicaments ou d’autres colloïdes susceptibles de moduler la capacité de transport des médicaments à travers la membrane (dextrans, hydroxy-éthyl-amidons). De fait, la méthode cherche à déterminer les propriétés intrinsèques des membranes vis-à-vis d’une substance active, et on veut ainsi réduire les risques externes de perturbation de la relation entre la membrane et la substance active. Dans certains modes de réalisation, toutefois, on peut ajouter des colloïdes (notamment de l’albumine), afin de simuler la dynamique pouvant exister chez un patient. Le choix de la composition de la solution de cristalloïdes est dicté par les restrictions de solubilité/stabilité rapportées dans le RCP du médicament. En tant qu’illustration, on évitera une solution contenant du bicarbonate pour tester les propriétés d’une membrane vis-à-vis de la pipéracilline, qui est dégradée en présence de bicarbonate. La mise en œuvre de la méthode se fait avec des grands volumes (de l’ordre de 5 litres pour le compartiment central et plus pour le fluide d’échange et le compartiment de rejet, notamment en diafiltration). Il est parfaitement adapté d’utiliser des préparations de grade pharmaceutiques, qui sont déjà commercialisées par divers fabricants (Praxisdienst, Baxter, Fresenius…). D’une façon générale, on préfère utiliser la même base pour la solution de cristalloïdes dans tous les compartiments (compartiment central et fluide d’échange), afin d’éviter un effet Gibbs-Donnan. Signification des abréviations et concepts utilisés Nomenclature Perméat ou effluents : liquide éliminé à la sortie du compartiment d’échange. Dans les conditions cliniques, il s’agit du liquide de dialyse ou de filtration qui est chargé en toxines ou déchets, ou en liquide diafiltré et éliminé. Rétentat : liquide étant réinjecté à la sortie du compartiment d’échange. Dans les conditions cliniques, il s’agit du sang qui est réinjecté dans le patient. Concentrations (généralement exprimées en moles/litre) C inlet : concentration de la substance active dans le circuit du compartiment central à l’entrée du compartiment d’échange (concentration instantanée, mesurée à chaque moment différent) C outlet : concentration de la substance active à la sortie du compartiment d’échange (concentration instantanée, mesurée à chaque moment différent), avant réinjection vers le compartiment central C effl instant : concentration de la substance active à la sortie du compartiment d’échange (concentration instantanée, mesurée à chaque moment différent), avant injection vers le compartiment de rejet (concentration dans les effluents ou le perméat) C cumul efflu : concentration de substance active dans le compartiment de rejet à l’issue de la période prédéterminé. Quantités (généralement exprimées en millimoles (substances biologiques) ou milligrammes (médicaments, molécules)) Q CCinitial : quantité de substance active introduite dans le compartiment central au début de l’expérience Q CCfinal : quantité de substance active présente dans le compartiment central à la fin de l’expérimentation (après la durée prédéterminée) Q CCéliminée : quantité totale de substance active éliminée du compartiment central Q cumul efflu : quantité totale de substance active présente dans le perméat à l’issue de la période prédéterminée Q dia : quantité de substance active éliminée par dialyse Q filtr : quantité de substance active éliminée par filtration Q adsor : quantité de substance active éliminée par adsorption sur la membrane AUC Cinlet : aire sous la courbe représentant la variation de C inlet au cours du temps (report des valeurs pour chaque moment différent) AUC Coutlet : aire sous la courbe représentant la variation de C outlet au cours du temps (report des valeurs pour chaque moment différent) Autres abréviations (rapports, pourcentages, par d’unité) Coefficient de tamisage : SC = rapport de la concentration instantanée dans le perméat (effluent) à la concentration instantanée à l’entrée : (C effl instant ) / (C inlet ). Ce paramètre est essentiellement lié à la forme libre du médicament (si la membrane n’a pas d’autres propriétés (adsorption)). Il permet également de décrire certaines propriétés électrostatiques de la membrane par rapport aux propriétés ioniques de la substance. Coefficient d’extraction (exprimé en pourcentage) : CE = rapport de la différence entre la concentration instantanée à l’entrée et la concentration instantanée à la sortie (vers le compartiment central), à la concentration instantanée à l’entrée : CE = [(C inlet – C outlet ) / C inlet ] x 100. Ce coefficient mesure la diminution de quantité de médicament due au gradient de concentration entre le circuit patient (compartiment central) et le circuit de dialyse. L’invention se rapporte ainsi à une méthode de détermination des propriétés d’adsorption d’une membrane biomédicale, cette membrane pouvant être utilisée dans un dispositif médical de circulation extracorporelle (membrane de dialyse, filtration, diafiltration et/ou d’échange gazeux ECMO), pour une substance active donnée après une durée prédéterminée, comprenant La mise en œuvre, durant la durée prédéterminée, d’étapes consistant à : Faire passer une première solution de cristalloïde contenant la substance active d’un compartiment central à un compartiment d’échange contenant la membrane biomédicale, et dans lequel est injecté un fluide d’échange, afin d’obtenir un rétentat et un perméat, lorsque le fluide d’échange est un liquide, et mesurer la concentration instantanée C inlet de la substance active dans la solution à l’entrée du compartiment d’échange à différents moments choisis durant la durée prédéterminée, Réinjecter le rétentat dans le compartiment central, et mesurer la concentration instantanée C outlet de la substance active dans le rétentat, à la sortie du compartiment d’échange, et avant de compléter optionnellement la première solution avec un soluté de compensation des pertes, aux différents moments choisis durant la durée prédéterminée Si un perméat est obtenu, rejeter le perméat dans un compartiment de rejet, et mesurer la concentration instantanée C effl instant de la substance active dans le perméat, à la sortie du compartiment d’échange, avant injection dans le compartiment de rejet aux différents moments choisis durant la durée prédéterminée (on adapte la fréquence d’échantillonnage à la durée du phénomène étudié) Après la durée prédéterminée, et pour chaque moment choisi Déterminer la quantité globale de substance active éliminée dans le système : Q CCéliminée = Q CCinitial - Q CCfinal Si un perméat est obtenu, déterminer le coefficient de tamisage SC ; Déterminer le coefficient d’extraction CE Si un perméat est obtenu, déterminer la quantité de substance active Q cumul efflu éliminée par dialyse et/ou filtration Déterminer la quantité de substance active adsorbée sur la membrane par la formule Q adsor = Q éliminée CC - Q cumul eff Déterminer l’adsorption de la membrane par la formule (Q adsor / Q CCéliminée ) x 100. Dans un mode de réalisation particulier, la méthode comprend, avant le a), la mise en œuvre de la méthode de préparation d’un circuit de circulation extracorporelle telle que décrite plus bas. Le dispositif expérimental contient donc deux circuit : un circuit appelé compartiment central, simulant le circuit extracorporel issu du patient (sang simulé), avec un débit correspondant au débit sanguin simulé, et un second circuit dédié au fluide d’échange, avec un débit correspondant au type de circulation extracorporelle que l’on souhaite simuler. Le compartiment d’échange est le lieu dans lequel les deux circuits passent, séparés par la membrane que l’on souhaite tester. Le sens du fluide d’échange dans le compartiment d’échange (même sens que celui du sang simulé ou sens inverse) dépend du type de type de circulation extracorporelle que l’on souhaite simuler. La durée prédéterminée dépend du type de circulation extracorporelle que l’on souhaite simuler. Pour les dispositifs médicaux visant à éliminer le médicament (effet attendu), tels que les dispositifs de dialyse ou diafiltration, la durée doit permettre d’obtenir l’élimination de 90% et plus de la quantité initiale pour décrire correctement les phénomènes pharmacocinétiques. À cette phase initiale d’élimination peut succéder une phase d’étude de relargage. La durée totale d’une étude est ainsi généralement de 8 h ou moins pour étude de l’élimination et rarement plus de 24 h en étudiant élimination et relargage. Pour les dispositifs médicaux ne visant pas à éliminer les médicaments (pour lesquels l’adsorption est un effet adverse (en particulier l’ECMO ou certains dispositifs de filtration), l’adsorption sera étudiée sur une période d’environ 6 h suivie d’une étude de relargage sur une période d’environ 18 h aboutissant à une durée d’étude d’environ 24 h. Une durée prédéterminée de 24h constitue ainsi un cycle ayant une pertinence clinique qui peut être répété autant qu’il le faut pour déterminer l’adsorption sur toute la durée de vie du dispositif : 24h pour les colonnes adsorbantes, 72 h pour les filtres d’épuration extrarénale, 14 jours pour les membranes d’ECMO. On mesure donc différentes concentrations à des moments choisis durant la durée déterminée, généralement de façon régulière (par exemple toutes les 15 minutes, ou toutes les 20 minutes, ou toutes les 30 minutes, ou toutes les heures). À titre d’illustration, pour une durée prédéterminée d’expérimentation de 24 h, on peut effectuer des mesures au début de l’expérimentation, puis toutes les 15 minutes pendant la première heure ou les deux premières heures, puis toutes les heures. Il est intéressant que les moments choisis soient plus rapprochés au début de l’expérimentation, lorsque la concentration de la substance active dans le circuit central est la plus importante, et lorsque l’adsorption sur la membrane risque d’être la plus importante. Pour chaque moment choisi, on aura donc 2 à 4 concentrations qui pourront être mesurées. On peut toutefois effectuer les prélèvements aux différents endroits (compartiment central (entrée et sortie du compartiment d’échange), fluide d’échange (sortie du compartiment d’échange) à des moments différents, mais cela ne permet alors pas de calculer les coefficients de tamisage et d’extraction au cours du temps, ceux-ci étant calculés sur des concentrations mesurées au même moment. On peut ainsi tracer la courbe des concentrations au cours du temps. L’intérêt de la méthode est qu’elle permet de refléter la situation en clinique, notamment le nombre et la durée de passage du principe actif sur la membrane. La mesure de concentration s’effectue par prélèvement d’un petit volume (préférentiellement inférieur ou égal à 3ml, mais suffisant pour être analysé et pouvoir mesurer la concentration). Afin de compenser cette perte de volume dans le compartiment central, on peut compléter par ajout du volume prélevé d’une solution de cristalloïde à la sortie du compartiment d’échange, après le prélèvement effectué pour mesurer la concentration C outlet . Cette solution de complément ne contient pas le principe actif étudié. Cet ajustement de volume est notamment justifié en cas de réduction du volume du réservoir central pour s’adapter à des conditions pédiatriques, dans lesquelles un volume du réservoir central de 500 mL peut être utilisé au lieu des 5000 mL chez l’adulte. En effet dans ce cas d’une étude sur 8 heures où seraient réalisés 12 prélèvements de 2 mL d’un réservoir central de 500 mL ce qui correspondraient à environ 5% du compartiment central, valeur au-dessus de la variabilité de la méthode et donc justifiant la correction de volume. Par contre en situation d’adultes, 12 prélèvements de 3 mL ne représentent qu’une diminution de 0,7% du réservoir central, variation non significative qui peut être acceptée. Ainsi, la quantité de principe actif reste constante (ou est considérée comme telle) dans le circuit global (premier et second circuits) et est celle déterminée en début d’expérimentation. À l’issue de l’expérimentation, après la durée prédéterminée, on peut calculer la quantité globale de substance active éliminée Q CCéliminée du système (compartiment central). On obtient cette valeur par la différence entre la quantité initiale de substance active apportée au système dans le compartiment central (Q CCinitial ) et la quantité de substance active restant dans le système (compartiment central) après la durée prédéterminée (Q CCfinal ). Ainsi, Q CCéliminée = Q CCinitial - Q CCfinal . Ces quantités peuvent être calculées avec précision du fait du contrôle maintenu durant toute l’expérimentation sur les paramètres du système (et notamment le suivi des variations de volume). Les quantités sont calculées en multipliant les concentrations par les volumes. S’il est clair que la quantité initiale (Q CCinitial ) est parfaitement définie (on peut contrôler exactement la quantité de substance active apportée, en la pesant avant dissolution dans le compartiment central), il est nécessaire de connaître la concentration de substance active à l’issue de l’expérimentation (elle est mesurée par des méthodes connues dans l’art dans un échantillon prélevé du compartiment central), mais également le volume du compartiment central. Pour ce faire, on préfère procéder de la façon suivante : On mesure exactement le volume initial du compartiment central (par exemple en pesant le compartiment central, car la précision des balances est généralement meilleure que la précision des appareils mesurant le volume, ou plus facile à mettre en œuvre). Généralement, le volume initial est de l’ordre de cinq litres, correspondant au volume sanguin moyen chez un patient adulte. Il peut être inférieur si l’on veut simuler les conditions observées en pédiatrie, ou si le médicament est rare ou extrêmement couteux ; ainsi, on peut utiliser un CC d’un volume de l’ordre de 0,5 à 1 L. On explique plus bas une procédure spécifique (par pesée) pour déterminer le volume exact. On mesure exactement les volumes prélevés aux moments choisis (ces volumes sont de l’ordre de 3 ml), à l’entrée et à la sortie du compartiment d’échange (pour mesurer les concentrations instantanées C inlet et C outlet ). Éventuellement, on complète (juste en aval de la position de prélèvement pour calcul de C outlet ) la solution du compartiment central par un volume de solution cristalloïde sans principe actif identique à celui prélevé en entrée et en sortie du compartiment d’échange pour le moment choisi considéré, afin de maintenir constant le volume dans le compartiment central On calcule le volume final du compartiment central à l’issue de l’expérimentation par Volume final = Volume initial - (somme des volumes prélevés) + (somme des volumes éventuellement ajoutés). On peut ainsi obtenir la quantité de substance active à l’issue de l’expérimentation Q CCfinal , en multipliant la concentration finale par le volume final. La quantité de substance éliminée l’a été par adsorption sur la membrane, filtration et/ou dialyse. La méthode permet également de déterminer la part de chacune de ces voies d’élimination, étant rappelé que la seule voie d’élimination est l’adsorption, lorsque l’on simule les dispositifs médicaux sans effluat liquide comme l’ECMO. Lorsque l’on utilise des membranes de filtration, dialyse ou diafiltration, la méthode permet ainsi également de déterminer les propriétés de diffusion, dialyse et/ou diafiltration de la membrane. Dans ces éventualités, on peut calculer un certain nombre de paramètres : - Le coefficient de tamisage ( Sieving coefficient en anglais) SC, est essentiellement lié à la traversée de la membrane par la forme libre du médicament, si la membrane n’a pas d’autres propriétés (telles que l’adsorption) qui mènent à une interaction de celle-ci avec le médicament. En utilisant le coefficient de tamisage, on peut obtenir des informations sur certaines propriétés électrostatiques de la membrane par rapport aux propriétés ioniques de la substance active. On calcule le coefficient de tamisage à chaque moment choisi en faisant le rapport de la concentration instantanée dans le perméat par la concentration instantanée à l’entrée du compartiment d’échange. SC = C effl instant / C inlet . - Le coefficient d’extraction CE, mesure la diminution de quantité de médicament dû au gradient de concentration entre le circuit patient (compartiment central) et le circuit de dialyse. Il est exprimé en pourcentage et représente le rapport de la différence de concentration du principe actif dans le circuit central, entre l’entrée et la sortie du compartiment d’échange par la concentration à l’entrée. CE = (C inlet - C outlet ) / C inlet (éventuellement multiplié par 100 pour obtenir le pourcentage). - La quantité de substance active Q cumul efflu éliminée par dialyse et/ou filtration. Cette quantité peut être calculée de différentes manières : a) à partir de la courbe représentant les concentrations dans les effluents instantanés (C effl instant ), pris aux différents moments choisis. On peut effectuer une intégration de cette courbe, par toute méthode connue dans l’art, et en utilisant des logiciels appropriés. En bonne approximation, on peut mesurer cette aire sous la courbe par la méthode des trapèzes, connue dans l’art, et qui s’appuie sur une interpolation linéaire par intervalles (les moments choisis). Cette aire est alors également à la somme des aires de chaque trapèze entre deux moments choisis consécutifs. On comprend aisément que l’on peut augmenter le nombre de prélèvements pour améliorer la précision. La quantité de substance active Q cumul efflu est alors calculée par la formule Q cumul efflu = Somme (AUC C effl instant ) x débit du fluide d’échange (généralement le débit de diafiltration). b) à partir du volume final de perméat, et de la concentration finale de la substance active dans ce perméat final. Ainsi, Q cumul efflu = C cumul efflu x Volume du compartiment de rejet. Dans la pratique, on rejette les effluents dans plusieurs poches. En effet, les poches commerciales ont un volume de 5 L (Baxter Gambro) ou 10 L (Fresenius). Compte-tenu du débit de diafiltration prescrit (par exemple 4 l/h), une poche de 5 L est remplie en 74 minutes, et on a donc besoin de plusieurs poches pour une expérimentation durant quelques heures. On peut calculer précisément le débit du fluide d’échange par les méthodes décrites plus bas. On calcule alors, pour chaque poche, la quantité de substance active dans la poche, et on obtient la quantité totale de substance active éliminée par dialyse et/ou filtration par la formule Q cumul efflu = somme pour l’ensemble des poches de rejet (C cumul efflu dans une poche de rejet x Volume de la poche de rejet) (ou Q cumul efflu = Σ (C cumul efflu x Volume du compartiment de rejet)). On peut alors déterminer la quantité de substance active adsorbée sur la membrane par la formule Q adsor = Q éliminée CC - Q cumul eff (différence entre la quantité de substance éliminée dans le compartiment central et la quantité de substance active éliminée par dialyse et filtration, présente dans les effluents). On peut aussi déterminer les quantités de substance active éliminées par dialyse ou filtration. i) D’une façon générale, la quantité de substance active éliminée par dialyse est déterminée par mesure de la différence des aires sous la courbe (AUC) des concentrations instantanées à l’entrée ou la sortie du compartiment d’échange, multipliée par le débit de sang simulé Q dia = (AUC C inlet - AUC C outlet ) x débit de sang simulé (débit du compartiment central). Les aires sous la courbe des concentrations instantanées à l’entrée ou la sortie du compartiment d’échange sont calculées notamment par la méthode des trapèzes. Le débit de sang simulé est un paramètre déterminé par l’expérimentateur au début de l’expérimentation. ii) dans un modèle de filtration pure, la quantité de substance active éliminée par filtration est la quantité totale de substance active présente dans les effluents. Ainsi, Q filtr = Q cumul efflu . iii) dans un modèle de diafiltration, la quantité de substance active éliminée par dialyse est déterminée par la formule indiquée plus haut : Q dia = (AUC C inlet - AUC C outlet ) x débit de sang simulé (débit du compartiment central), et la quantité de substance active éliminée par filtration est déterminée par Q filtr = Q cumul efflu - Q dia . On peut alors calculer les parts respectives de la dialyse, filtration et de l’adsorption dans l’élimination de la substance active : - Part de la dialyse = (Q dia / Q CCéliminée ) x 100 - Part filtration = (Q filtr / Q CCéliminée ) x 100 - Part d’adsorption = (Q adsor / Q CCéliminée ) x 100). On peut vérifier que la somme est égale à 100 %. Cette méthode est mise en œuvre avec les membranes utilisées pour les circulations extracorporelles. Ainsi, dans un mode de réalisation, la membrane est une membrane de dialyse. Dans ce mode de réalisation, on utilise, en tant que fluide d’échange, une seconde solution de cristalloïde (de composition identique à la première solution de cristalloïde, mais sans substance active). Dans ce mode de réalisation, on peut déterminer la quantité de substance active éliminée par dialyse. Dans un autre mode de réalisation, la membrane est une membrane de filtration (c’est-à-dire que l’on simule une filtration pure). Dans ce mode de réalisation, le fluide d’échange est préférentiellement une seconde solution de cristalloïde (de composition identique à la première solution de cristalloïde, mais sans substance active), et l’on peut la méthode peut également également inclure la détermination de la quantité de substance active éliminée par filtration. Dans un autre mode de réalisation, la membrane est une membrane de diafiltration. Dans ce mode de réalisation, on préfère que le fluide d’échange soit une seconde solution de cristalloïde (de composition identique à la première solution de cristalloïde, mais sans substance active), et que la méthode comprenne également la détermination de la quantité de substance active éliminée par dialyse et la détermination de la quantité de substance active éliminée par filtration. Dans un autre mode de réalisation, la membrane est une membrane d’oxygénation extracorporelle (on simule l’ECMO). Le fluide d’échange est alors un gaz (gaz médical de type air ou mélange enrichi en oxygène) contenant de l’oxygène. Aucun perméat liquide n’est obtenu par cette méthode et on ne calcule que l’adsorption de la membrane. Dans un mode de réalisation particulier, le dispositif mis en œuvre reflète le dispositif mis en opération pour les épurations extra-rénales continues (EERC). La méthode simule donc une EERC. On peut aussi calculer le pourcentage de substance active éliminée du compartiment central pendant la durée de l’étude (la durée prédéterminée) en condition normale de débit de diafiltration. Ce pourcentage est calculé par la formule : % substance éliminée du CC = (Qcc éliminée / Q CCinitial ) x 100. Cette évaluation peut être utilisée pour vérifier la qualité du travail dans la mesure où la pharmacocinétique est considérée comme bien décrite lorsque 90% et plus du médicament ont été éliminés du réservoir central dans les conditions usuelles d’usage du dispositif. L’invention se rapporte également à une méthode de préparation d’un circuit de circulation extracorporelle pour la mise en œuvre d’une méthode telle que décrite ci-dessus, comprenant : La mise à disposition d’une poche contenant une solution de cristalloïde en solution physiologique de préférence balancée, d’un volume compris entre 4,5 et 5, litres La mesure du volume exact de la solution comprise dans la poche, de préférence par pesage de la poche (poche vide et poche remplie), et prise en considération des solutés présents dans la solution de cristalloïdes et du poids de la poche vide (en particulier tel qu’expliqué dans la présente demande). Ainsi, étant donné la précision des balances (par rapport à celles des instruments classiques de mesure de volumes), on peut obtenir une précision inférieure à 0,05%. La mise à disposition d’une quantité de substance active à tester (médicament), et la dilution de cette substance active dans la proche de cristalloïde, en utilisant un volume défini de la solution de cristalloïde (de préférence provenant de la poche) ; on préfère obtenir une concentration de la substance active dans la poche correspondant à la concentration cliniquement pertinente pour cette substance active. La mise à disposition d’un dispositif de circulation extracorporelle comprenant Un premier circuit sur lequel est branché la poche ci-dessus (appelé aussi circuit central), ledit premier circuit contenant une pompe permettant la circulation en boucle de la solution de cristalloïde dans le circuit central, la solution de cristalloïde passant dans un compartiment d’échange contenant la membrane à tester pour la substance active, des sites de prélèvements étant situés (par rapport au flux de la solution de cristalloïde) à l’entrée (en amont) et à la sortie (en aval) du compartiment d’échange. On peut donc effectuer des prélèvements (de l’ordre de 3 mL) de la solution de cristalloïde du premier circuit aux sites de prélèvements à tout moment choisi. Un second circuit dans lequel passe un fluide d’échange (gaz en cas d’ECMO ou solution de cristalloïde identique à la solution de la poche ci-dessus en cas de dialyse, filtration ou diafiltration), ledit second circuit contenant une pompe permettant la circulation du fluide d’échange dans le compartiment d’échange. Dans le cas d’un fluide d’échange liquide, le second circuit présente également un site de prélèvement à la sortie du compartiment d’échange afin de prélever un volume du fluide d’échange (de l’ordre de 3 mL), et une ou plusieurs poches de recueil pour récupérer le fluide d’échange après passage dans le compartiment d’échange. Dans le cas où le fluide d’échange est un gaz, on préfère lorsque le dispositif contient en outre une seconde poche d’un même volume que la poche contenant la solution de cristalloïde et la substance active (la première poche). Cette seconde poche contient une solution de cristalloïde de composition similaire, mais ne contenant pas de principe actif. Le principe est de brancher la seconde proche sur le premier circuit lorsque la première poche contenant la solution de cristalloïde et la substance active en est débranchée. Ceci permet d’étudier le relargage de la substance active par la membrane en cas d’adsorption. Ainsi, la première poche P1 contient le médicament à étudier. La méthode est mise en œuvre avec P1 branchée sur le premier circuit. Au bout d’un certain temps (6 heures est une durée acceptable, car on peut considérer que la majeure partie de l’adsorption aura eu lieu, ceci pouvant être confirmé a posteriori par la disparition de différences de concentrations du médicament entre les sites de prélèvements à l’entrée et à la sortie du premier circuit), on débranche P1 du premier circuit (on « clampe » la pche P1) et on branche la seconde poche P2 au premier circuit pour faire circuler la solution de cristalloïde de P2 dans le premier circuit. Ainsi qu’indiqué, ceci permet d’étudier le relargage du médicament durant une durée adéquate (on peut le faire pendant les 18 h qui suivent), en partant de l’hypothèse (généralement confirmée) que le temps de relargage est toujours plus long que le temps d’adsorption. Ces cycles de 24 heures avec exposition quotidienne de la membrane peuvent être répétés pour mimer une exposition réelle telle qu’elle résulterait d’un usage normal du dispositif Dans un mode de réalisation, cette méthode comprend le réglage du débit dans le premier circuit de 50 ml/min à 250 ml/min, de préférence autour de 200 ml/min, et le réglage du second circuit entre 500 à 8000 ml/h, de préférence autour de 2500 ml/h. Ceci permet de simuler une épuration extrarénale continue (EERC, filtration dialyse adsorption). Dans un autre mode de réalisation, cette méthode comprend le réglage du débit dans le premier circuit de 3 à 5 l / mn, le second fluide étant de l’air. Ceci permet de simuler l’ECMO. L’invention se rapporte également à un produit programme d’ordinateur, comprenant un jeu d’instructions qui, lorsqu’il est exécuté par des moyens de traitement, est propre à mettre en œuvre une méthode telle que décrite ci-dessus, pour fournir l’adsorption d’une substance active donnée sur une membrane après une durée prédéterminée. L’invention se rapporte également à un support de stockage lisible par ordinateur non transitoire, sur lequel est stocké un programme informatique comprenant des instructions de programme, le programme informatique pouvant être chargé dans une unité de traitement de données et étant adapté pour amener l'unité de traitement de données à exécuter un procédé et une méthode tels que décrits ci-dessus. Dans un autre mode de réalisation, l'invention concerne un microprocesseur comprenant un algorithme informatique pour exécuter un procédé de détermination des propriétés d’adsorption d’une membrane, vis-à-vis d’une substance active (médicament) dans lequel on fournit les valeurs relevées telles qu’indiquées ci-dessus, et qui exécute les calculs tels que mentionnés pour fournir l’adsorption de la membrane, ainsi que les différents autres valeurs mentionnées ci-dessus. En particulier, on fournit Les éléments relatifs à la concentration initiale du médicament (notamment le volume de la poche du compartiment central, la masse initiale de médicament) Les différentes concentrations instantanées mesurées au cours du temps, ainsi que les temps de mesure Les débits (ou éléments permettant le calcul des débits) du compartiment central et du circuit de dialyse (effluat) Les résultats obtenus sont notamment Les coefficients d’extraction au cours du temps Les coefficients de tamisage au cours du temps La quantité de médicament éliminée du compartiment central La quantité de médicament éliminée par filtration La quantité de médicament éliminée par dialyse La quantité de médicament éliminée par adsorption Les parts relatives de dialyse, filtration, adsorption DESCRIPTION DES FIGURES : stabilité de la vancomycine dans une solution de cristalloïdes : cinétique d’élimination de la vancomycine lors d’une session de dialyse. Les courbes représentées sont les concentrations dans le compartiment central (CC), à l’entrée (inlet) et à la sortie (outlet) du compartiment d’échange. : courbes d’élimination de la gentamicine dans un modèle de diafiltration, Les concentrations sont mesurées dans le compartiment central (CC), à l’entrée et à la sortie du compartiment d’échange. : courbes d’élimination de l’amikacine dans un modèle de diafiltration, Les concentrations sont mesurées dans le compartiment central (CC), à l’entrée et à la sortie du compartiment d’échange. EXEMPLES Les exemples ci-dessus présentent des modes de réalisation particuliers de mise en œuvre. Exemple 1. Mise en place du système Cet exemple décrit des éléments génériques à prendre en compte pour la mise en œuvre des méthodes telles que décrites. 1. Conditions génériques, et éléments particuliers. Compartiment central : Le compartiment central (CC) est un l’élément principal du système, simulant le patient. Les fluides du compartiment central simulent donc le système sanguin du patient. Ainsi, les fluides du compartiment central circulent en milieu fermé, étant réinjectés dans le compartiment central après passage dans le compartiment d’échange contenant la membrane à tester. On utilise préférentiellement, pour le compartiment central, 5 litres d’une solution de cristalloïdes en solution physiologique balancée. Le terme physiologique se réfère à l’isotonicité des solutions par rapport au plasma (300 mosmol/L), le terme balancé se réfère à la concentration en ion chlorure d’une valeur comparable à celle du plasma (95-105 mmol/L). Il existe une gamme de solutés cristalloïdes de grade pharmaceutique ayant ces propriétés. Ainsi qu’expliqué plus haut, un élément important dans le choix de la solution cristalloïde vient de la stabilité du médicament (de la molécule à tester) dans celle-ci pendant la durée de l’étude (une étude préliminaire est préférentiellement réalisée, et on peut choisir, comme critère d’acceptation, une stabilité correspondant une variation de moins de 10% pendant la durée de l’étude est acceptée, soit une durée de 8 h pour l’hémodiafiltration continue (CRRT, Continuous Renal Replacement Therapy) et 24 h pour l’ECMO) ( pour l’étude de la stabilité de la vancomycine). Dose de médicament : Pour chaque molécule d’intérêt, on peut effectuer une étude en chargeant le CC à la concentration thérapeutique maximale recommandée. Ce mode d’exposition mime une administration en bolus. Ce mode de mise en œuvre est préféré, car harmonisant le mode d’exposition du médicament au filtre et facilitant les comparaisons entre médicaments, entre membranes et entre manipulations. La méthode peut toutefois être mise en œuvre en simulant une administration en perfusion. Ainsi, l’administration des aminosides (gentamicine, tobramycine, amikacine) peut être effectuée au pousse seringue électrique pendant 30 min, afin de simuler les conditions réelles d’administration de ces principes actifs en clinique. Débit de d’effluat : on peut sélectionner différents débits d’effluat (aussi désigné effluent) : Faible : 1 L/h moyen et recommandé : 2,5 L/h (correspondant à une dose de dialyse ou de filtration ou de diafiltration de 35 mL/kg/h chez un homme de 70 Kg) haut : 4 L/h très haut : 6 à 8 L/h. Débit de sang simulé : on utilise un débit constant, préférentiellement fixé à 200 mL/min. Lieu et temps de prélèvements sur la totalité du circuit en simultané : Dans le CC : à l’entrée (C inlet ) et à la sortie (C outlet ) du compartiment d’échange Dans l’effluat : à la sortie du compartiment d’échange (C effl instant ). On effectue les prélèvements de façon simultanée aux différents sites. On choisit généralement toujours les mêmes moments, déterminés pour faciliter l’étude de l’adsorption : T0 (avant départ de la session) puis après son départ à +15, +30 , +45, +60 minutes et ensuite toutes les heures pendant 6 à 8 heures pour étudier le plus complètement possible les phénomènes d’adsorption, de dialyse et filtration puis après pendant 18 à 16 h le relargage des médicaments en cas d’adsorption significative. Collection des effluents cumulés : ceci est fait dans des poches dédiées à ce recueil : on peut citer les poches de 5 L chez Baxter-Gambro et de 10 L chez Fresenius. 2. Étalonnage La méthode a d’abord été mise en œuvre en utilisant des substances connues pour n’être adsorbés par aucune membrane (urée, créatinine ou potassium). Les taux de recouvrement de l’urée et de la créatinine durant 10 sessions regroupant dialyse, filtration et diafiltration était de 104 + 19 et 105 + 15 %, respectivement. Comme attendu, en mode de filtration pure, le coefficient de tamisage moyen de l’urée était de 1,01 + 0,01 and 0,99 + 0,02, respectivement. Le taux de recouvrement du potassium dans l’effluat était de 100+ 2%. On peut donc montrer qu’il existe une corrélation entre les débits de dia/filtration et les clairances de la créatinine et l’urée, en régression linéaire avec des R 2 de 0.968 pour l’urée et de 0.959 pour la créatinine. Une étude des effets des débits de liquide d’échange a été effectuée, pour les dialyse et filtration. En effet il existe un très large éventail de débits pouvant être délivrés par ces dispositifs médicaux allant chez l’adulte de 0,5-0,8 L/h valeurs minimales trouvées dans la littérature mais pouvant atteindre 6 voire 8 L/h dans les épurations à très haut débit. On a pu montrer une corrélation linéaire étroite entre clairance du potassium et débit de diafiltration (notamment pour des débits de 1 à 4 L/h), qui commence à diverger (pour urée, créatinine et potassium) pour le très fort débit de 8 L/h. Ainsi, la mise en œuvre de la méthode a permis de révéler un phénomène de résistance de transfert de masse par dialyse, par lequel le fluide circule dans les capillaires (chaque circuit) qui sont à plus faible résistance, ce qui limite les échanges sang-dialysat à plus forte résistance. Ce phénomène de résistance de transfert de masse, mis en évidence par la méthode in vitro , n’est jamais pris en compte dans les études cliniques utilisant des hauts (50 mL/Kg/h) voire très hauts débits d’hémofiltration (100 mL/Kg/h). 3. Contrôle des paramètres Il est important de contrôler précisément les paramètres mis en œuvre lors de l’expérimentation. Afin de mesurer précisément les volumes et concentration de principe actif (médicament) dans le compartiment central, on préfère effectuer une mesure pondérale, plus précise (imprécision de 2 g pour une mesure de 5000 à 10 000 g sur balance Stadler) que la mesure volumétrique (pour des volumes de l’ordre de 5L). On peut ainsi observer une bonne reproductibilité : masse des poches pleines (n = 23) = 5260 + 24 g (CV = 0,45%), masse des poches vides (n = 17) = 60,35 + 0,79 g (CV = 1,3%), avec une précision et reproductibilité qu’on ne peut atteindre par les méthodes de mesure des volumes. On obtient le volume de solution en i) enlevant le poids du contenant (mesure du poids des poches vides) ii) tenant compte de la densité de la solution de cristalloïdes. On utilise préférentiellement des poches de grade pharmaceutique, dont la composition est connue (on peut donc connaître les quantités des substances ajoutées pour obtenir une solution physiologique (iso-osmotique) balancé (avec une concentration en chlore proche de celle du plasma)). On dilue et injecte des médicaments dans la poche en utilisant le soluté de la poche, afin d’éviter tout ajout ou retrait de fluide. Exemple 2. Étude d’un modèle de dialyse La vancomycine de poids moléculaire (PM) de 1450 Da environ est une molécule de taille moyenne proche du coefficient de tamisage des anciennes membranes (vitamine B12 de PM de 1355 Da environ) et de la membrane Prismaflex ST150® (Baxter-Gambro) qui possède un coefficient de tamisage pour la vitamine B12 de 1, alors que celui de l’inuline (PM 6179 Da environ) n’est plus que de 0,96. Aussi l’élimination de la vancomycine par filtration paraît plus efficace que par la dialyse. On a étudié l’élimination de la vancomycine par le filtre ST150® en mode dialyse pure sur une période de 6 h à un débit de de dialysat de 2,5 L/h avec un débit de sang simulé de 200 mL/min. Deux sessions ont été réalisés les résultats ont été calculés par la moyenne des deux sessions. Dans un premier temps, on a vérifié la stabilité de la substance étudiée dans la solution cristalloïde et dans les conditions de température et de lumière dans lesquelles les sessions de dialyse vont s’effectuer ( ). Une étude de stabilité dans les tubes de prélèvements est ensuite effectuée dans les conditions opératoires : Heures 0 2 4 6 8 24 Conc (mg/l) 50,1 50,2 48,9 50,4 50,8 50 Ainsi, la stabilité de la molécule dans les conditions opératoires permet son étude. La durée de la session a été limitée à 6 h et non 8 h (car 90% ou plus de la vancomycine du CC est éliminée après 6h). Cette durée est donc acceptable pour décrire l’élimination de la quasi-totalité de la dose sous forme de fraction libre du médicament. Le tableau ci- après donne les résultats détaillés des voies d’élimination de la vancomycine par le filtre ST150® lors de deux sessions en dialyse pure au débit de dialyse de 2,5 L/h sans débit propre de filtration Manip Clairance totale mesurée du CC (L/h) Part dialyse (%) Part adsorption (%) Manip 1 2,18 100 0 Manip 2 2,05 99 1 Ainsi, la fraction libre de la vancomycine (dont on rappelle qu’elle est fixée à 50% sur les protéines plasmatiques dans le sang en conditions cliniques) est facilement éliminée par dialyse avec la ST150® comme l’atteste le taux d’élimination de la vancomycine du CC et la valeur de la clairance de la forme libre du CC qui a une valeur proche de celle du débit de dialyse. La montre la cinétique d’élimination de la vancomycine lors d’une session de dialyse. Les courbes des concentrations dans le CC sont en points et traits discontinus noirs. Les courbes des concentrations mesurées à l’entrée de la membrane sont en points et traits discontinus rouges. Les courbes des concentrations à la sortie de la membrane sont en points et traits discontinus bleus. Durant toute la session la valeur moyenne du CE (C inlet -C outlet )/C inlet ) est restée stable (15 + 1%), confirmant une cinétique de premier ordre avec une clairance totale du CC calculées à partir des données de débit de sang simulé de 1,8 L/h à comparer à 2,2 L/h mesurée à partir des effluents. En conclusion, la méthode a permis de montrer : Que la vancomycine est éliminée efficacement par dialyse lors d’une session de 6 h. Qu’il n’existe pas d’adsorption détectable de la fraction libre de la vancomycine par le filtre ST150®. Ainsi, la démonstration, par la méthode ici décrite, de l’absence d’interaction entre la forme libre de la vancomycine et le filtre ST150® pourrait être ajouté tel quel en tant que propriété du produite, dans le Résumé des Caractéristiques du Produit (RCP) de la vancomycine, spécifiquement par rapport au filtre testé ST150®. Ainsi, si des variations de concentrations à la baisse de la vancomycine sont observées avec ce filtre, elles relèvent d’autres mécanismes à élucider que les propriétés du filtre. Cette étude donne en effet des résultats en désaccord avec ceux rapportés précédemment. Tian et al (Artif Organs. 2008;32(1):81-4) ont rapporté une quantité de vancomycine adsorbée par un filtre en polyacrylonitrile (PAN) de 10 mg pour une dose initiale de 36 mg soit environ 25%. Toutefois, on peut noter que les auteurs ont utilisé un système clos, sans pertinence clinique car sans dialyse ni filtration simultanée ce qui conduit à surestimer le rôle réel de l’adsorption. L’utilisation d’un modèle de sang total ne donne pas d’éclairage sur la forme libre, seule forme active pour les phénomènes de diffusion tissulaire et d’élimination physiologique ou provoquée notamment par l’EERC. Une hypothèse possible serait que la différence d’adsorption résulte de l’utilisation, par Tian et al, d’une membrane de polyacrylonitrile pur avec un coefficient de tamisage faible, mesuré par la clairance de la vitamine B12 (poids moléculaire 1355 Da) alors que celui de la vancomycine est de 1450 Da. On peut noter que le coefficient de tamisage de la ST150® est de 40 000 Da, ce qui explique la dialyse sans problème de la vancomycine avec ces membranes à haute perméabilité. Onichimowski et al (J Artif Organs. 2021 Mar;24(1):65-73) ont étudié l’élimination de la vancomycine dans un système utilisant la même membrane ST150®, dans un modèle au sang de porcin. La CRRT était en mode filtration pure et en post-dilution. Le débit de filtration était de 0,6 L/h avec un débit de sang de 100 mL/min Min. La concentration de vancomycine étudiée par les auteurs, de 1000 mg/L, est sans rapport avec la limite supérieure des concentrations thérapeutiques de 50 mg/L. La publication montre aussi une très grande variabilité des concentrations dans l’étude de stabilité de la vancomycine qui questionne sur la stabilité du modèle. De plus les auteurs n’ont mesuré les concentrations de vancomycine qu’à l’entrée du filtre et non pas aussi à sa sortie. Ils concluent à un taux d’adsorption de 33% de la vancomycine, mais avec un écart-type considérable ( de ce document) et qui présente un chevauchement avec les écart-types des contrôles suggérant des différences statistiquement non significatives. Exemple 3. Étude de la filtration Une étude a été faite en filtration pure avec le fluconazole. On a observé l’élimination de plus de 90% de la quantité initiale du CC, pour des sessions en mode filtration pure. La totalité de la dose éliminée a été retrouvée dans les effluents amenant à conclure à l’absence d’adsorption. Les courbes concentration dans le CC concentration mesurée à l’entrée du compartiment d’échange concentration à la sortie du compartiment d’échange concentration dans l’effluent instantané ont été tracées et se superposent. Cette superposition des courbes en mode filtration sans adsorption est très caractéristique de ce mode d’élimination. En effet les échanges sont ceux d’un ultrafiltrat par gradient de pression. Il est alors normal d’avoir les mêmes concentrations dans le CC et le C inlet , le C outlet . La concentration dans l’effluant reflète la fraction libre du médicament, étudiée dans le modèle. Ainsi, la concentration dans l’effluent est identique à celle de la concentration entrante, ce qui est observé. Exemple 4. Mise en évidence de l’adsorption et quantification relative par rapport à la dialyse, la filtration ou la diafiltration pratiquées de façon simultanée. On a effectué les travaux suivants : Membrane : ST®150, dérivée du PAN et recouverte de PEI réputée très adsorbante Médicaments : trois médicaments d’une même classe pharmacologique, les aminosides, ont été comparés dans des conditions expérimentales identiques : la gentamicine et la tobramycine à la concentration initiale recommandée de 40 mg/L et l’amikacine de à la concentration initiale recommandée de 80 mg/L Taille du compartiment central : 5 litres d’Hemosol®, soluté cristalloïde isotonique et balancé Débit du compartiment central : 200 ml / h Débit de diafiltration : débit total de 4 L/h réparti en 2,5 L/h de dialyse et 1,5 L/h de filtration Débit de l’effluat: dans la mesure où la perte nette a été fixée à 0 L/h, le débit d’effluat était de 4 L/h. Durée de l’expérimentation : 6 h dans la mesure où des études précédentes avaient monté que durant cette période de temps 90% et plus de la dose initiale était éliminée Les échantillons ont été prélevés à : t0, t0+15 min, +30, +45 min, +1 h, +2 , +3 ,+4 , +5 et +6 h. Le tableau synthétique montre les principaux résultats tirés de cette étude. Amikacine Tobramycine Gentamicine % de médicament éliminé du CC durant les 6h 94 ± 1 95 ± 1 97 ± 1 Clairance du CC (L/h) 4.1 ± 0.2 7 ± 1 10 ± 1 % éliminé par filtration 43 ± 4 19 ± 3 0 ± 0 % éliminé par dialyse 40 ± 3 38 ± 1 34 ± 3 % éliminé par adsorption 18 ± 3 43 ± 4 66 ± 2 Ces résultats montrent qu’au sein d’une même classe pharmacologique, les voies d’élimination sont spécifiques de la molécule. La part la plus stable étant celle liée à la dialyse, les parts les plus variables étant la filtration et l’adsorption. En remarquant que l’adsorption se fait aux dépens de la filtration. Mais les valeurs très élevées des clairances du CC montrent que l’adsorption fait plus que remplacer la filtration et ajoute un terme propre de clairance d’une valeur très supérieure à la valeur maximale théorique délivrée le système qui aurait dû au maximum être identique au débit total de diafiltration, soit 4 L/h. On remarque que pour le médicament le moins adsorbé, l’amikacine, la valeur de la clairance est quasi-identique à la valeur théorique attendue. Exemple 5. Exemple d’ECMO. Étude in vitro de l’adsorption de concentrations thérapeutiques de Gentamicine et d’Amikacine par le circuit et le bloc filtre-pompe HLS Advanced 7.0, GETINGE. La littérature fait état de problèmes d’adsorption de médicaments administrés par voie veineuse en réanimation dans les circuits de dispositifs médicaux avec assistance circulatoire périphérique artério-veineuse et veino-veineuse (ECMO). L’adsorption peut être d’une importance telle qu’elle diminue et même supprime l’efficacité des médicaments adsorbés sur la membrane d’ECMO. Toutefois, la question de l’adsorption, par les circuits d’ECMO, d’aminoglycosides et notamment d’amikacine et de gentamicine qui sont les deux aminosides les plus prescrits en réanimation adulte, n’a jamais été abordée, à la connaissance des inventeurs. On a mis en œuvre la méthode décrite ci-dessus en utilisant une solution cristalloïde, Phoxilium®, Baxter-Gambro. Le débit de sang simulé avait été fixé à une valeur théorique de 3 L/min. Il a été de 3,1 ± 0,2 L/min. On a montré, par égalité des aires sous la courbe des concentrations à l’entrée et à la sortie du bloc filtre-pompe, l’absence de rétention et donc l’absence d’adsorption détectable dans ce bloc. Étude des capacités adsorptives du bloc filtre-pompe Comparaison des concentrations mesurées à l’entrée et à la sortie du bloc Conclusion 1: L’analyse par test t de Student pour mesures par paires ne révèle aucune différence significative des concentrations de gentamicine et d’amikacine entre l’entrée et la sortie du bloc. Calcul du coefficient d’extraction instantané (CE inst ) et de sa valeur moyenne dans le bloc filtre-pompe : Pendant la durée de la session les valeurs moyennes (+/- écart-type) des CE inst pour la gentamicine et l’amikacine était de Gentamicine = 1,2 ± 5% Amikacine : = - 0,2 ± 4% Conclusion 2 : ces coefficients d’extraction de la gentamicine et de l’amikacine peuvent être qualifiés de négligeables. Calcul des aires sous la courbe des concentrations à l’entrée (AUC in ) et à la sortie (AUC out ) du système : Amikacine AUC C inlet = 25388 mg.min/L AUC C outlet = 25670 mg.min/L Gentamicine AUC C inlet = 24843 mg.min/L AUC C outlet = 25127 mg.min/L Conclusion 3 : Les différences des AUC C inlet et AUC C outlet de l’amikacine et de la gentamicine sont de l’ordre de 1% et sont donc négligeables. Calcul de la clairance du bloc filtre pompe La clairance du bloc filtre pompe est le produit du coefficient d’extraction par le débit de solution cristalloïde selon l’équation : Amikacine : clairance du bloc filtre pompe = 3,1 x 0,011= 0,034 L/h Gentamicine : clairance du bloc filtre pompe = 3,1 x 0,011= 0,034 L/h Conclusion 4 : les valeurs de clairance sont négligeables par rapport au débit de la pompe. Clairance du circuit complet : tubulure et bloc filtre-pompe Le calcul de la clairance à partir du compartiment central permet d’évaluer la clairance apportée par la totalité du système : cathéters-tubulures-bloc filtre pompe. La clairance est donnée par le rapport de la dose initiale dans le CC divisée par l’AUCcc. Amikacine Clair CC = 410 mg / 25863 mg.min/L = 0,9 L/h Gentamicine: Clair CC = 244 mg / 15078 mg.min/L = 1,0 L/h On peut comparer ces clairances au débit de solution cristalloïde délivrée dans le même temps : 3,1 x 60 = 186 L/h Les clairances du compartiment central pour l’amikacine et la gentamicine ne représentent que moins de 1% du débit total et sont donc négligeables. Conclusion générale: L’analyse effectuée en ECMO selon la méthode décrite ici permet de conclure qu’aucun élément ne montre une adsorption significative (> 10%) de la gentamicine et de l’amikacine dans le circuit comportant le bloc filtre-pompe HLS Advanced 7.0, GETINGE. Exemple 6. Avantages de la méthode L’utilisation d’une solution de cristalloïdes permet d’étudier spécifiquement la fraction libre du médicament, qui est l’élément déterminant du devenir de celui-ci dans l’organisme tant en ce qui concerne ses effets thérapeutiques que son élimination. Par ailleurs, les essais peuvent être réalisés dans diverses conditions d’utilisation, permettant des comparaisons lorsque toutes les choses sont égales par ailleurs. La méthode permet de déterminer l’importance de l’adsorption, qui commence dès l’administration d’un médicament apporté par voie veineuse, et induit une diminution de la valeur du pic de concentration. Cette méthode permet de déterminer les rôles respectifs de la filtration, de la dialyse et de l’adsorption qui peuvent être exprimés à la fois en mg et % de la dose éliminée du CC dans le temps de l’étude (choisi pour correspondre à l’élimination de 90% de la dose initiale) et permet ainsi une description complète du phénomène, ce qu’il n’est pas possible de faire avec des études de 1 h à 3 h. ainsi, on a pu utiliser la méthode pendant 72 h avec le même médicament et le même filtre. La méthode décrite ici a ainsi permis de montrer l’absence d’adsorption détectable pour de très nombreuses molécules : phénobarbital, salicylate, vancomycine, lithium. Elle a aussi permis de montrer l’inactivation rapide et complète d’une classe médicamenteuse, les échinocandines, qui sont très fortement liée aux protéines plasmatiques mais dont la forme libre disparaît en moins de 2 h pour des médicaments à administration intraveineuse à dose unique journalière. Les résultats ont été ultérieurement confirmés en clinique. La méthode a également permis de mettre en évidence deux phénomènes qui n’avaient jamais été décrits. a. Dialyse induite par l’adsorption en mode de filtration pure L’exemple 3 a montré qu’en filtration pure, avec bilan hydro-sodé nul (pas de perte hydro-sodée induisant une hémoconcentration), on observe une superposition étroite des courbes dans les différents sites de prélèvements. Toutefois, en présence d’une adsorption, on a observé un gradient artério-veineux qui permet le calcul d’un coefficient d’extraction très élevé et diminuant très rapidement au cours du temps dans l’heure qui suit le début de l’exposition du médicament au filtre. On peut émettre l’hypothèse que l’adsorption est un processus interne dans la membrane aboutissant à une diminution instantanée des concentrations du médicament dans l’effluat. Il en résulte la création d’un flux de médicament visant à compenser ce gradient de concentration entre la solution de cristalloïde et l’effluat (principe de la dialyse). Ainsi, l’étude de l’élimination des échinocandines incluant caspofungine et micafungine montre un taux d’adsorption de 100% en moins de deux heures de ces deux antifongiques, la création d’un gradient artério-veineux décroissant au cours du temps et des concentrations dans les effluats cumulés en-dessous de la limite de quantification. Ainsi, l’adsorption peut être d’une importance telle qu’elle empêche l’apparition de concentrations détectables dans les effluats. b. Limitation de l’élimination de médicaments ionisés par identité de charge avec le filtre L’étude de l’élimination des aminosides suggère un tel mécanisme, qui n’avait jamais été décrit. Les aminosides étudiés sont des médicaments très hydrophiles et ionisés à pH physiologique sous forme de cation. Le filtre ST® Baxter-Gambro est constitué d’un support de polyacrylonitrile (PAN) naturellement ionisé électronégatif, ce qui a des conséquences biologiques. Ainsi, pour modifier la charge de cette membrane une fine couche de polyéthylèneimmine (PEI) est déposée sur la structure PAN. Les polyéthylèneimmines (PEI), ou polyaziridines (polymères organiques de formule chimique H[CH 2 –CH 2 –NH–] n H) présentent des amines (primaires, secondaires, et/ou tertiaires en fonction de leur structure linéaire ou ramifiée) et sont donc de nature polycationique. Ainsi, les membranes ST® Baxter-Gambro utilisées sont fortement électropositives, et cationiques. On a donc une identité de charge du médicament et de la membrane lors de l’utilisation de cette membrane avec des aminosides. On a donc effectué une étude avec un aminoside très cationique, la gentamicine. L’analyse visuelle des courbes d’élimination que ce soit en filtration ou en diafiltration de la gentamicine montre une élimination rapide précoce suivie d’une longue phase de plateau qui représente les 2/3 du temps total de la session. À 120 min, 84% de la dose a été éliminée ( ). Cette analyse visuelle de l’absence d’élimination induite par la gentamicine en phase tardive contraste avec la diminution progressive de l’amikacine avec superposition des courbes indiquant une élimination par filtration pure ( ). L’analyse des résultats a permis de mettre en évidence un coefficient de tamisage supérieur à 1, ce qui est normalement impossible, car la concentration dans l’effluent devrait au maximum être égale à la concentration à l’entrée du filtre. Une telle valeur supérieure à 1 nécessite qu’une énergie ait été fournie, ce que le modèle, utilisant des mécanismes passifs (dialyse, filtration et adsorption) ne fournit pas. En revanche, on sait qu’une énergie proportionnelle à l’inverse du carré de la distance est générée lorsque deux charges positives s’approchent l’une de l’autre. On peut donc émettre l’hypothèse que les anomalies des courbes d’élimination de substances ionisées avec des valeurs supérieures à 1 du SC résultent d’un effet d’identité de charge du médicament et du filtre. La méthode ainsi mise en œuvre a donc permis de mettre en évidence les conséquences de la charge des filtres sur l’élimination de certains médicaments. On peut ainsi penser que l’identité de charge membrane/médicament promeut une extrusion précoce et transitoire du médicament à fortes concentrations (SC > 1) tandis qu’elle empêche son élimination à faibles concentrations (plateau de concentrations lors de la phase secondaire d’élimination de la gentamicine. Méthode de détermination des propriétés d’adsorption d’une membrane biomédicale pour une substance active donnée après une durée prédéterminée, comprenant : La mise en œuvre, durant la durée prédéterminée, d’étapes consistant à : Faire passer une première solution de cristalloïde contenant la substance active d’un compartiment central à un compartiment d’échange compartiment de filtration contenant la membrane biomédicale et dans lequel est injecté un fluide d’échange afin d’obtenir un rétentat et potentiellement un perméat, et mesurer la concentration instantanée C inlet de la substance active dans la solution à l’entrée du compartiment d’échange à différents moments choisis durant la durée prédéterminée, Réinjecter le rétentat dans le compartiment central, et mesurer la concentration instantanée de la substance active dans le rétentat avant réinjection (C outlet ) du soluté de compensation des pertes et dans le compartiment central aux différents moments choisis durant la durée prédéterminée Si un perméat est obtenu, rejeter le perméat dans un compartiment de rejet, et mesurer la concentration instantanée C effl instant de la substance active dans le perméat avant réinjection dans le compartiment de rejet aux moments différents choisis durant la durée prédéterminée Après la durée prédéterminée, Déterminer la quantité globale de substance active éliminée dans le système : Q CCéliminée = Q CCinitial - Q CCfinal par la différence entre la quantité de substance active initialement apportée dans le compartiment central (Q CCinitial ) et la quantité de substance active présente dans le compartiment central à l’issue de la durée prédéterminée (Q CCfinal ) Si un perméat est obtenu, déterminer, pour chaque moment, le coefficient de tamisage SC, en particulier par la formule SC = (C effl instant ) /(C inlet ) mesurant le rapport de la concentration dans le perméat à chaque instant / concentration à l’entrée: Déterminer le coefficient d’extraction, exprimé en pourcentage, en calculant le rapport de la différence de la concentration à l’entrée du compartiment d’échange et de la concentration à la sortie (vers le compartiment central)) à la concentration à l’entrée du compartiment d’échange) ; Si un perméat est obtenu, déterminer la quantité de substance active Q cumul efflu éliminée par dialyse et/ou filtration Déterminer la quantité de substance active adsorbée sur la membrane par la formule Q adsor = Q éliminée CC - Q cumul eff lu Déterminer l’adsorption de la membrane par la formule Q adsor / Q CC éliminée x 100. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que la membrane est une membrane de dialyse, et que le fluide d’échange est une seconde solution de cristalloïde sans substance active, la méthode comprenant également la détermination de la quantité de substance active éliminée par dialyse. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que la membrane est une membrane de filtration, et que le fluide d’échange est une seconde solution de cristalloïde sans substance active, la méthode comprenant également la détermination de la quantité de substance active éliminée par filtration. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que la membrane est une membrane de diafiltration, et que le fluide d’échange est une seconde solution de cristalloïde sans substance active, la méthode comprenant également la détermination de la quantité de substance active éliminée par dialyse et la détermination de la quantité de substance active éliminée par filtration. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que la membrane est une membrane d’oxygénation extracorporelle, et que le fluide d’échange est un gaz contenant de l’oxygène [ladite méthode ne comprenant pas l’obtention d’un perméat liquide]. Méthode selon la revendication 2, dans laquelle la quantité de substance active éliminée par dialyse est déterminée par mesure de la différence des aires sous la courbe (AUC) des concentrations instantanées à l’entrée ou la sortie du compartiment d’échange, multipliée par le débit de sang simulé Q dia = (AUC C inlet -AUC C outlet ) x débit de sang simulé. Méthode selon la revendication 3, dans laquelle la quantité de substance active éliminée par filtration est déterminée par Q filtr = Q cumul efflu . Méthode selon la revendication 4, dans laquelle la quantité de substance active éliminée par dialyse est déterminée par Q dia = (AUC C inlet -AUC C outlet ) x débit de sang simulé et la quantité de substance active éliminée par filtration est déterminée par Q filtr = Q cumul efflu - Q dia . Méthode selon l’une des revendication 1 à 4 et 6 à 8, dans laquelle la quantité de substance active Q cumul efflu éliminée par dialyse et/ou filtration est calculée par mesure de l’aire sous la courbe (AUC) représentant les concentrations dans les effluents instantanés (C effl instant ), Q cumul efflu = Somme (AUC C effl instant ) x débit du fluide d’échange. Méthode selon l’une des revendication 1 à 4 et 6 à 8, dans laquelle la quantité de substance active Q cumul efflu éliminée par dialyse et/ou filtration est calculée par mesure de la concentration finale (C cumul efflu ) dans le compartiment de rejet Q cumul efflu = Σ (C cumul efflu x Volume du compartiment de rejet). Méthode selon l’une des revendications 1 à 4, et 6 à 10, dans laquelle la méthode simule une épuration extra-rénale continue (EERC), et que l’on calcule le pourcentage éliminée du compartiment central pendant la durée de l’étude en condition normale de débit de diafiltration, % éliminée du CC = (Qcc éliminée / Q CCinitial ) x 100. Méthode selon l’une des revendications 1 à 11, dans laquelle on calcule les parts respectives de la dialyse, filtration et de l’adsorption dans l’élimination de la substance active : - Part de la dialyse = (Q dia / Q CC é limin ée ) x 100 - Part filtration = (Q filtr / Q CC é limin ée ) x 100 - Part d’adsorption = (Q adsor / Q CC é limin ée ) x 100). Produit programme d’ordinateur, comprenant un jeu d’instructions qui, lorsqu’il est exécuté par des moyens de traitement, est propre à mettre en œuvre le procédé selon l’une des revendications 1 à 12, pour fournir l’adsorption d’une substance active donnée sur une membrane après une durée prédéterminée. Support de stockage non transitoire lisible par ordinateur, sur lequel est stocké un programme informatique comprenant des instructions de programme, le programme informatique pouvant être chargé dans une unité de traitement de données et étant adapté pour amener l'unité de traitement de données à exécuter un procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 12. Méthode de préparation d’un circuit de circulation extracorporelle pour la mise en œuvre d’une méthode selon l’une des revendications 1 à 12, comprenant : La mise à disposition d’une poche contenant une solution de cristalloïde en solution physiologique, d’un volume compris entre 4,5 et 5 litres La mesure du volume exact de la solution comprise dans la poche La mise à disposition d’une quantité de substance active à tester (médicament), et la dilution de cette substance active dans la proche de cristalloïde, en utilisant un volume défini de la solution de cristalloïde (de préférence provenant de la poche), afin de déterminer la concentration de la substance active dans la poche. La mise à disposition d’un dispositif de circulation extracorporelle comprenant un premier circuit sur lequel est branché la poche contenant la solution de cristalloïde et la substance active, ledit premier circuit contenant une pompe permettant la circulation en boucle de la solution de cristalloïde dans le premier circuit, la solution de cristalloïde passant dans un compartiment d’échange contenant la membrane à tester pour la substance active, des sites de prélèvements étant situés à l’entrée et à la sortie du compartiment d’échange. Un second circuit dans lequel passe un fluide d’échange, ledit second circuit contenant une pompe permettant la circulation du fluide d’échange à travers le compartiment d’échange. Méthode selon la revendication 15, dans laquelle le fluide d’échange est un liquide et le second circuit présente un site de prélèvement à la sortie du compartiment d’échange, et une ou plusieurs poches de recueil du fluide d’échange après passage dans le compartiment d’échange. Méthode selon la revendication 15, dans laquelle le fluide d’échange est un gaz et le dispositif contient en outre une seconde poche d’un même volume que la poche contenant la solution de cristalloïde et la substance active, contenant une solution de cristalloïde de composition similaire, mais ne contenant pas de principe actif, ladite seconde poche pouvant être branchée sur le premier circuit lorsque la poche contenant la solution de cristalloïde et la substance active en est débranchée.