FR 3118060 A1 20220624 FR 2013717 A 20201218 La présente invention se rapporte à une utilisation de vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm à la surface d’un matériau. La présente invention se rapporte également à un procédé de traitement d’une surface d’un matériau pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm sur ladite surface, ledit procédé comprenant une étape de mise en contact de vésicules membranaires extracellulaires provenant d’au moins un probiotique avec ladite surface. La présente invention se rapport en outre à un matériau comprenant à sa surface des vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique, ou dans lequel sont incorporées des vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique. Figure 2 UTILISATION ANTI-BIOFILM DE VESICULES MEMBRANAIRES EXTRACELLULAIRES La présente invention se rapporte à l’utilisation d’outils biologiques pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm à la surface d’un matériau. La présente invention trouve des applications dans de nombreux domaines de l’industrie, comme par exemple dans l’industrie agroalimentaire, l’industrie de la tuyauterie ou du traitement de surfaces ou encore dans le secteur médical. Dans la description ci-dessous, les références entre crochets ([ ]) renvoient à la liste des références présentée à la fin du texte. Etat de la technique Les biofilms se présentent sous forme d’une pellicule visqueuse constituée de micro-organismes, souvent des bactéries, des levures, des champignons ou des algues. Ils adhèrent aux surfaces des équipements industriels et colonisent toutes les surfaces industrielles, comme les canalisations, ou les filtres à membrane. Plusieurs études ont mis en évidence que lors de certaines opérations, notamment dans les échangeurs à plaques, des biofilms peuvent se former si les industriels ne se montrent pas particulièrement vigilants. Ils sont ainsi responsables, régulièrement, de graves contaminations de produits finis et de nombreuses toxi-infections alimentaires. Les biofilms sont par exemple une préoccupation majeure dans l’industrie de la transformation laitière. Les biofilms bactériens peuvent également se développer sur des implants ou lors d’infections chroniques ; ils constituent des réservoirs de pathogènes et peuvent être à l’origine d’infections nosocomiales. Les biofilms résistent à la plupart des méthodes classiques de nettoyage, et ont tendance à se développer davantage dans l’eau ou dans les milieux aqueux. Toutefois, d’autres facteurs entrent en ligne de compte dans la formation des biofilms, comme les propriétés nutritionnelles ou la température. Les stratégies actuelles permettant de limiter la formation d’un biofilm sont diverses (Rendueles O & Ghigo JM ([1]) ; Venkatesan N, Perumal G & Doble M ([2]) ; Rao PK & Sreenivasa MY ([3])). Certaines de ces stratégies sont préventives et visent à empêcher l’adhésion et la formation du biofilm. Une de ces stratégies est l’utilisation de molécules de signalisation synthétiques, qui brouillent le système de communication de cellules à cellules, essentiel à la formation du biofilm. Cette dernière application en est encore au stade de l’exploration. La prévention de la formation de biofilms fait appel à ce jour aux nanotechnologies, avec l’incorporation d’agents anti-bactériens dans les supports inertes. Le relargage de nanoparticules est néanmoins à prendre en compte selon les applications. D’autres stratégies sont curatives et visent à éradiquer les biofilms. Il s’agit de méthodes bactéricides, ou de méthodes de dispersion et de désagrégation d’un biofilm déjà formé. Parmi les méthodes bactéricides, on peut distinguer les approches physiques, chimiques ou biologiques. Des traitements physiques et mécaniques, comme les radiations ionisantes, les radiations UV et les ultrasons, ont été expérimentés par le passé. Leur efficacité est partielle, mais il est possible de cumuler ces méthodes pour en potentialiser l’effet anti-biofilm. Dans le cas des traitements par ultrasons, de nombreux effets délétères ont été rapportés sur la qualité de l’aliment, sa composition physique et sa flaveur. L’utilisation de désinfectant, notamment pour les produits frais, est fréquente. Ceux-ci sont cependant beaucoup plus actifs sur les cellules planctoniques. Par leur structure et en particulier la matrice EPS (substances exopolymériques), les bactéries dans le biofilm sont plus résistantes. Dans les industries alimentaires, les surfaces sont nettoyées avec des dérivés chlorés, du peroxide d’hydrogène, de l’iode, des isothiazolinones, l’ozone, l’acide peracétique, les composes acides, les biocides à base d’aldéhyde, les phénols, les biguanides, les surfactants, les halogens et les ammoniums quaternaires. En général, ces agents n’éradiquent pas totalement le biofilm, ne sont pas éco-responsables et sont à l’origine dans de nombreux cas de la corrosion des surfaces. L’effet des huiles essentielles sur la destruction des biofilms est également à l’étude. L’utilisation de bactériophages est actuellement développée pour leur propriété bactéricide. Récemment, il a été proposé l’incorporation de biosurfactants dans des liposomes avec une activité antibiofilm. Il s’agit dans ce cas de vésicules artificielles reconstituées. Des effets ont été mis en évidence contre un biofilm de S. aureus , pour des applications potentielles relatives à des maladies de peau. Par ailleurs, des enzymes sont utilisées pour disperser le biofilm. Il s’agit majoritairement d’hydrolases (α-amylases, protéases, ribonucléases par exemple), d’oxydo-réductases (comme les glucose-oxydases ou les haloperoxidases), de transférases (comme la transaminase) ou de lyases (comme l’alginate lyase). Ces enzymes ne tuant pas les bactéries, elles sont généralement combinées avec des méthodes bactéricides. Il existe donc un réel besoin d’outils palliant ces défauts, inconvénients et obstacles de l’art antérieur, en particulier d’un outil permettant de prévenir ou réduire la formation d’un biofilm à la surface d’un matériau. Description de l’invention Aux termes d’importantes recherches, la Demanderesse a réussi à démontrer que l’utilisation de vésicules membranaires, naturellement produites par des probiotiques, empêche la formation de biofilm par des micro-organismes pathogènes ou indésirables sur des surfaces biotiques et abiotiques. De manière très avantageuse, les vésicules sont issues de probiotiques, ce qui confère un avantage pour leur utilisation, notamment pour la santé. Cette origine garantit un produit sûr, naturel, éco-responsable, non polluant, ayant un spectre d’action large, pouvant même constituer un film protecteur, avec une action préventive. Avantageusement, plusieurs effets sont envisageables, dont l’effet antibiofilm et immunomodulateur, selon la souche probiotique utilisée pour isoler les vésicules. Ainsi, un premier objet de l’invention se rapporte à l’utilisation de vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm à la surface d’un matériau. On entend par « vésicules membranaires extracellulaires », au sens de la présente invention, toute vésicule de nature lipidique, libérée spontanément ou de manière induite (par les conditions de culture ou par des traitements physico-chimiques) dans le milieu par le probiotique, et renfermant au moins un principe actif appartenant à cette bactérie productrice. Avantageusement, il est envisageable de produire des vésicules chargées en principes actifs pouvant être des lipides, des protéines, des acides nucléiques ou des exopolysaccharides. On entend par « probiotique », au sens de la présente invention, tout micro-organisme vivant qui, lorsqu’il est ingéré en quantité suffisante, a un effet bénéfique sur la santé de l’hôte. Il peut s’agir notamment de bactéries ou de levures probiotiques, notamment une bactérie telle qu’un lactobacille, une bifidobactérie, un entérocoque, une propionibactérie, un streptocoque et une bactérie du genre Bacillus, ou une levure telle que Saccharomyces cerevisiae et Saccharomyces boulardi ou un de leurs mélanges. Les bactéries probiotiques peuvent être choisies parmi : L. acidophilus, L. crispatus , L. gasseri , L. delbrueckii , L. salivarius , L. casei , L. paracasei , L. plantarum, L. rhamnosus , L. reuteri , L. brevis, L. buchneri , L. fermentum, B. adolescentis , B. angulation, B. bifidum, B. breve, B. catenulatum , B. infantis , B. lactis, B. longum, B. pseudocatenulatum , S. thermophiles , ou un de leurs mélanges , de préférence les bactéries probiotiques sont L. casei , L. paracasei et L. plantarum ou un de leurs mélanges. Les levures probiotiques convenant pour la présente invention peuvent être choisies parmi : Saccharomyces cerevisiae et Saccharomyces boulardii ou un de leurs mélanges. Selon l’invention, des combinaisons de différents types de vésicules, provenant par exemple de différents types de bactéries probiotiques, peuvent être réalisées. On peut par exemple utiliser des vésicules provenant d’une ou plusieurs espèces bactériennes différentes, le nombre d’espèces différentes n’étant pas limité. Il peut s’agir par exemple d’un mélange de L. casei et L. paracasei . Eventuellement, les vésicules peuvent être utilisées en association avec au moins un antimicrobien, que l’homme du métier pourra choisir parmi les antimicrobiens connus en fonction de l’application visée. On entend par « biofilm », au sens de la présente invention, une communauté multicelluaire de micro-organismes adhérant entre eux et à une surface, et sécrétant une matrice adhésive et protectrice. Selon l’invention, le biofilm peut être un biofilm bactérien, un biofilm levurien ou un biofilm mixte. On entend par « biofilm bactérien », au sens de la présente invention, un biofilm dont la communauté multicellulaire de micro-organismes est constituée essentiellement de bactéries. On entend par « biofilm levurien », au sens de la présente invention, un biofilm dont la communauté multicellulaire de micro-organismes est constituée essentiellement de levures. Par exemple, le biofilm bactérien peut être formé par au moins une espèce bactérienne choisie parmi la famille des entérobactéries, notamment Salmonella enterica Enteritidis, Hafnia alvei et/ou Citrobacter freundii , le genre Staphylococcus , notamment Staphylococcus aureus ou Staphylococcus epidermidis , le genre Bacillus , notamment Bacillus cereus ou Bacillus subtilis , le genre Pseudomonas , notamment Pseudomonas aeruginosa et le genre Enterococcus , notamment Enterococcus faecalis . Par exemple, le biofilm levurien peut être formé par l’espèce levurienne Candida albicans. On entend par « biofilm mixte », au sens de la présente invention, un biofilm composé d’une communauté de différents types de micro-organismes, pouvant comprendre notamment des bactéries, des levures et/ou des phages. Par exemple, le biofilm mixte peut comprendre un mélange d’au moins une bactérie choisie parmi la famille des entérobactéries, notamment Salmonella enterica Enteritidis, Hafnia alvei et/ou Citrobacter freundii , le genre Staphylococcus , notamment Staphylococcus aureus ou Staphylococcus epidermidis , le genre Bacillus , notamment Bacillus cereus ou Bacillus subtilis , le genre Pseudomonas , notamment Pseudomonas aeruginosa et le genre Enterococcus , notamment Enterococcus faecalis, et de l’espèce levurienne Candida albicans. On entend par « prévenir la formation d’un biofilm », au sens de la présente invention, l’action d’empêcher totalement, sur une surface dépourvue de biofilm, la formation de celui-ci. En particulier, les vésicules empêchent l’adhésion des bactéries sur la surface traitée. L’effet préventif des vésicules membranaires extracellulaires peut avoir lieu pendant une durée pouvant atteindre plusieurs semaines à plusieurs mois après le traitement de la surface, notamment si on conditionne la surface avec les vésicules et qu’on stabilise le matériau, par séchage par exemple. On entend par « réduire la formation d’un biofilm », au sens de la présente invention, l’action d’empêcher en partie, sur une surface dépourvue de biofilm, la formation de celui-ci. La réduction peut être une réduction d’au moins 20% de la formation d’un biofilm, par rapport à une surface identique et conservée dans les mêmes conditions, en l’absence de traitement. L’effet de réduction de la formation d’un biofilm des vésicules membranaires extracellulaires peut avoir lieu pendant une durée pouvant atteindre plusieurs semaines à plusieurs mois après le traitement de la surface, notamment si on conditionne la surface avec les vésicules et qu’on stabilise le matériau, par séchage par exemple. Les vésicules membranaires extracellulaires peuvent être produites selon tout procédé connu de l’homme du métier. Le procédé de production peut par exemple comprendre les étapes suivantes : (a) culture d’au moins un probiotique dans des conditions adaptées à la production de vésicules membranaires extracellulaires, (b) séparation de l’au moins un probiotique et des vésicules membranaires extracellulaires produites à l’étape (a) et, (c) purification et concentration des vésicules membranaires extracellulaires. L’étape (a) de culture peut être réalisée dans des conditions standard connues de l’homme du métier, en fonction de la nature du probiotique. Par exemple, dans le cas des lactobacilles, la culture peut être réalisée dans le milieu MRS, à 37°C, pendant 24 h. L’étape (b) de séparation peut être elle aussi réalisée dans des conditions standard connues de l’homme du métier, en fonction de la nature du probiotique. Il peut s’agir par exemple d’une étape de filtration. Par exemple, dans le cas des lactobacilles, la centrifugation peut être réalisée à 4000 g pendant 20 min et la filtration peut être réalisée avec un filtre ayant une taille de pores d’environ 0,22 µm. L’étape (c) de purification et de concentration peut être réalisée dans des conditions standard connues de l’homme du métier, en fonction de la nature du probiotique. L’étape de purification et de concentration peut comprendre au moins une technique connue de l’homme du métier, comme par exemple la centrifugation différentielle, illustrée par Zaborowska et al. ([4]), le gradient de densité, illustré par Kim et al. ([5]) ou Dean et al. ([6]), la chromatographie d’exclusion, illustré par Kuhn et al. ([7]), l’ultrafiltration, illustrée par Mata Forsberg et al. ([8]), Domínguez Rubio et al. ([9]), Choi et al., 2020 ([10]) ou Kim et al. ([5]), l’immunocapture (IC), illustrée par Wubbolts et al. ([11]), comme par exemple l’IC sur colonne, par billes magnétiques couplées à des anticorps ou tout autre surface couplée à un anticorps spécifique, ou encore la précipitation, comme illustré par Bäuerl et al. ([12]) cette liste n’étant pas limitative. Dans le cas des lactobacilles, l’ultrafiltration peut être une filtration d’exclusion à environ 100 kDa. Avantageusement, l’étape (c) peut permettre d’obtenir une solution de vésicules d’une concentration d’environ 10 11 particules / mL, ce nombre étant donné à titre indicatif et pouvant varier selon les conditions de mise en œuvre des différentes étapes du protocole c). La stabilisation et la conservation des vésicules membranaires extracellulaires peuvent être réalisées dans des conditions standard connues de l’homme du métier. Par exemple, l’étape de stabilisation et de conservation peut comprendre une étape de séchage et/ou de congélation. Le matériau sur lequel sont utilisées les vésicules membranaires extracellulaires peut être tout matériau sur lequel un biofilm est susceptible de se former. Il peut s’agir notamment d’un matériau choisi parmi les métaux, les alliages de métaux, les polymères, le verre, la céramique, et les aliments. Les vésicules membranaires extracellulaires peuvent être incorporées dans des produits permettant de traiter ces matériaux. Il peut s’agir par exemple d’un spray, ou d’un produit de couverture du type peinture, laque ou vernis. Dans le cadre du traitement d’une surface selon l’invention, l’utilisation s’entend d’une utilisation ex vivo, non théraeutique. Un autre objet de l’invention se rapporte à un procédé de traitement d’une surface d’un matériau pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm sur ladite surface, ledit procédé comprenant une étape de mise en contact de vésicules membranaires extracellulaires provenant d’au moins un probiotique avec ladite surface. On entend par « traitement », au sens de la présente invention, l’application d’une couche de vésicules membranaires extracellulaires à la surface du matériau. L’application a notamment lieu dans des conditions normales d’utilisation du matériau, par exemple à température ambiante et à pression atmosphérique. La quantité de vésicules appliquée sur la surface peut être déterminée par l’homme du métier, en fonction du matériau et du type de vésicule. Un autre objet de l’invention se rapporte à un matériau comprenant à sa surface des vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique. Selon l’invention, les vésicules recouvrent au moins en partie, et de préférence totalement, la surface du matériau. Elles peuvent ainsi former une couche, d’une épaisseur pouvant être comprise entre 10 et 500 nm. L’épaisseur sera déterminée par l’homme du métier en fonctions des applications. Le matériau peut être un matériau d’emballage, notamment d’emballage alimentaire, une conduite d’eau, un échangeur thermique, un pipeline, ou un cathéter. Le matériau peut également être un matériau utilisé dans le secteur médical, car en complément de l’activité anti-biofilm, les vésicules peuvent apporter une activité anti-inflammatoire (Mata Forsberg et al. ([8]), Kim et al. ([13]), Ñahui Palomino et al. ([14]), Yamasaki-Yashiki et al. ([12]), (Bäuerl et al. ([12]), Choi et al. ([10]), Kuhn et al. ([7]). Ainsi, les vésicules peuvent être incorporées dans des pansements, des crèmes ou recouvrir certains dispositifs médicaux. D’autres avantages pourront encore apparaître à l’homme du métier à la lecture des exemples ci-dessous, illustrés par les figures annexées, donnés à titre illustratif. Brève description des figures La représente le schéma illustrant les étapes du protocole réalisé dans les exemples 1 et 2. La figure 2 représente une partie du spectre d’action de l’effet antibiofilm des vésicules de L. casei BL23 et L. paracasei ATCC334. Les pathogènes S aureus ( ), S.epidermis ( ), H. alvei ( ), S. enterica ( ), E. faecalis ( ), P. Aeruginosa ( ) et B. subtilis ( ) ont été traités par 0,04 µg/µl de vésicules. Un contrôle est réalisé avec les vésicules purifiées à partir du milieu de culture MRS. La formation du biofilm par les pathogènes après 24h à 37°C est quantifiée par coloration au Cristal violet. EXEMPLES Exemple 1 : Isolement des vésicules membranaires Matériel: -Milieu de culture MRS (Man, Rogosa, Sharpe) -Filtres 0,22 µm PES (Polyethersulfone) -Seringues 10 ml -Bouteilles pyrex 250 ml (stérile) -Tube à centrifuger de 15 ml et de 50 ml (stérile) -Système d’ultrafiltration (100-kDa-exclusion filter) : Amicon® Ultra (ref. UFC510008) Centricon Plus-70 (ref. UFC710008) -Centrifugeuse Heraeus Multifuge X3R -Adaptateur Rotor swing-out BIOLiner (11646190) Adaptateur pour tubes à centrifuger de 50 ml Adaptateur pour flacons de 250 ml -Ultracentrifugeuse OPTIMA L séries 90K (NS COL 96J32) -Beckman SW41 Ti Swinging-Bucket Rotor (ref. 331362) -Thin-wall polypropylene tube 13.2 mL, 14 x 89 mm (ref. 33137) -Phosphate Buffered Saline (stérile) Protocole Etape 1 : Mise en culture des lactobacilles Un protocole de mise en culture des lactobacilles avec des paramètres standards est proposé ci-dessous. -Inoculer 15 ml de MRS avec environ 50 µl d’un lactobacille conservé dans 20% glycérol à 80°C (Sortie de cryotube) -Incuber à 37°C, 24 h -Inoculer 15 ml de MRS avec la sortie de cryotube. Diluer pour obtenir une densité optique à 600 nm de 0,05 (DO600nm=0,05) (Pré-culture) -Incuber à 37°C, 24 h -Inoculer 250 ml de MRS à DO600nm=0,05 avec la pré-culture (Culture de travail) -Incuber à 37°C pendant 24 h Etape 2 : Concentration et isolement des vésicules par filtration et ultrafiltration Le matériel biologique est maintenu à 4°C dans des conditions d’asepsie au cours de l’étape 2 -Centrifuger les 250 ml à 4 000 g pendant 20 min pour précipiter les cellules -Recueillir le surnageant clarifié dans une bouteille stérile de 250 ml -Filtrer le surnageant clarifié à travers un filtre de 0,22 µm -Concentrer le surnageant en utilisant un système d'ultrafiltration (100-kDa-exclusion filter) (ref. UFC710008) -Concentrer les 250 ml jusqu’à obtenir un volume de 10-15 ml de liquide -Filtrer à travers un filtre de 0,22 µm (afin d'éliminer les matières agrégées) -Ultracentrifuger le surnageant concentré à 110 000g pendant 2 h à 4°C -Eliminer le surnageant et resuspendre le culot avec 500 µl de PBS à 4°C (fraction de vésicules concentrée) -Réaliser un dosage protéique (dosage de Bradford) de la fraction vésiculaire concentrée ainsi obtenue -Conserver la fraction vésiculaire au froid. Exemple 2 : Activité antibiofilm de la faction vésiculaire des lactobacilles Matériel -Milieu de culture TSB -Plaque de culture 96 puits fond plat avec couvercle 1 GREINER 2515432 -Pro-Lab Diagnostics™ Solution cristal violet (ref. 12926287) Protocole Etape 1 : Formation d'un biofilm sur des microplaques de polystyrène et traitement avec la fraction de vésicules concentrée -Inoculer 15 ml de TSB avec environ 50 µl de bactéries conservés dans 20% glycérol à 80°C (Sortie de cryotube) -Incuber à 37°C, 24 h (± agitation, ± aérobie selon la bactérie étudiée) -Inoculer 15 ml de TSB avec la sortie de cryotube. Diluer pour obtenir une densité optique à 600nm de 0,05 (DO600nm=0,05) (Pré-culture) -Incuber à 37°C, 24 h (± agitation, ± aérobie selon la bactérie étudiée) -Inoculer 20 ml de TSB à DO600nm=0,05 avec la pré-culture (Culture de travail) -Répartir la culture de travail dans les puits d’une plaque de polystyrène et ajouter la fraction vésiculaire à une concentration finale de 0,04 µg/µl dans 100 µl de volume final. -Incuber à 37°C, 24 h (± agitation, ± aérobie selon la bactérie étudiée) Etape 2 : Quantification de la formation du biofilm par coloration au cristal violet -Retirer les bactéries en suspension présentes dans chacun des puits de la plaque de polystyrène -Laver 2 fois avec 200 µl d’eau distillée chaque puit de la plaque de polystyrène -Ajouter 150 µl de cristal violet à 0.5% (dilution dans de l’eau distillée) dans chaque puit -Incuber 1 h sans agitation -Laver 2 fois avec 200 µl d’eau distillée chaque puit de la plaque de polystyrène -Ajouter 150 µl d’éthanol 95% (dilution dans de l’eau distillée) dans chaque puit -Mesurer l’absorbance à 595 nm LISTE DES REFERENCES 1. Rendueles O & Ghigo JM, Multi-species biofilms: how to avoid unfriendly neighbors FEMS Microbiol Rev 2012; 36: 972–989. DOI: 10.1111/j.1574-6976.2012.00328.x 2. Venkatesan N, Perumal G & Doble M, Bacterial resistance in biofilm-associated Bacteria Future Microbiol 2015;10(11):1743-50. DOI: 10.2217/fmb.15.69 3. Rao PK & Sreenivasa MY, Probiotic Lactobacillus Strains and Their Antimicrobial Peptides to Counteract Biofilm- Associated Infections- A Promising Biological Approach SM J Bioinform Proteomics. 2016; 1(2): 1009. 4. Zaborowska, M., Taulé Flores, C., Vazirisani, F., Shah, F.A., Thomsen, P., Trobos, M., 2020. Extracellular Vesicles Influence the Growth and Adhesion of Staphylococcus epidermidis Under Antimicrobial Selective Pressure. Front. Microbiol. 11, 1132. 5 . Kim, H., Kim, M., Myoung, K., Kim, W., Ko, J., Kim, K.P., Cho, E.-G., 2020. Comparative Lipidomic Analysis of Extracellular Vesicles Derived from Lactobacillus plantarum APsulloc 331261 Living in Green Tea Leaves Using Liquid Chromatography-Mass Spectrometry. Int. J. Mol. Sci. 21, 8076. 6 . Dean, S.N., Rimmer, M.A., Turner, K.B., Phillips, D.A., Caruana, J.C., Hervey, W.J., Leary, D.H., Walper, S.A., 2020. Lactobacillus acidophilus Membrane Vesicles as a Vehicle of Bacteriocin Delivery. Front. Microbiol. 11, 710. 7 . Kuhn, T., Koch, M., Fuhrmann, G., 2020. Probiomimetics—Novel Lactobacillus ‐Mimicking Microparticles Show Anti‐Inflammatory and Barrier‐Protecting Effects in Gastrointestinal Models. Small 16, 2003158. 8 . Mata Forsberg, M., Björkander, S., Pang, Y., Lundqvist, L., Ndi, M., Ott, M., Escribá, I.B., Jaeger, M.-C., Roos, S., Sverremark-Ekström, E., 2019. Extracellular Membrane Vesicles from Lactobacilli Dampen IFN-γ Responses in a Monocyte-Dependent Manner. Sci. Rep. 9, 17109. 9 . Domínguez Rubio, A.P., Martínez, J.H., Martínez Casillas, D.C., Coluccio Leskow, F., Piuri, M., Pérez, O.E., 2017. Lactobacillus casei BL23 Produces Microvesicles Carrying Proteins That Have Been Associated with Its Probiotic Effect. Front. Microbiol. 8, 1783. 10 . Choi, J.H., Moon, C.M., Shin, T.-S., Kim, E.K., McDowell, A., Jo, M.-K., Joo, Y.H., Kim, S.-E., Jung, H.-K., Shim, K.-N., Jung, S.-A., Kim, Y.-K., 2020. Lactobacillus paracasei-derived extracellular vesicles attenuate the intestinal inflammatory response by augmenting the endoplasmic reticulum stress pathway. Exp. Mol. Med. 52, 423–437. 11 . Wubbolts, R., Leckie, R.S., Veenhuizen, P.T.M., Schwarzmann, G., Möbius, W., Hoernschemeyer, J., Slot, J.-W., Geuze, H.J., Stoorvogel, W., 2003. Proteomic and Biochemical Analyses of Human B Cell-derived Exosomes: POTENTIAL IMPLICATIONS FOR THEIR FUNCTION AND MULTIVESICULAR BODY FORMATION. J. Biol. Chem. 278, 10963–10972. 12 . Bäuerl, C., Coll-Marqués, J.M., Tarazona-González, C., Pérez-Martínez, G., 2020. Lactobacillus casei extracellular vesicles stimulate EGFR pathway likely due to the presence of proteins P40 and P75 bound to their surface. Sci. Rep. 10, 19237. 13 . Kim, W., Lee, E.J., Bae, I.-H., Myoung, K., Kim, S.T., Park, P.J., Lee, K.-H., Pham, A.V.Q., Ko, J., Oh, S.H., Cho, E.-G., 2020. Lactobacillus plantarum -derived extracellular vesicles induce anti-inflammatory M2 macrophage polarization in vitro. J. Extracell. Vesicles 9, 1793514. 14 . Ñahui Palomino, R.A., Vanpouille, C., Laghi, L., Parolin, C., Melikov, K., Backlund, P., Vitali, B., Margolis, L., 2019. Extracellular vesicles from symbiotic vaginal lactobacilli inhibit HIV-1 infection of human tissues. Nat. Commun. 10, 5656. 15 . Yamasaki-Yashiki, S., Miyoshi, Y., Nakayama, T., Kunisawa, J., Katakura, Y., 2019. IgA-enhancing effects of membrane vesicles derived from Lactobacillus sakei subsp. sakei NBRC15893. Biosci. Microbiota Food Health 38, 23–29. Utilisation de vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm à la surface d’un matériau. Utilisation selon la revendication 1, dans laquelle l’au moins un probiotique est choisi parmi une bactérie probiotique telle qu’un lactobacille, une bifidobactérie, un entérocoque, une propionibactérie, un streptocoque et une bactérie du genre Bacillus, ou une levure telle que Saccharomyces cerevisiae et Saccharomyces boulardi ou un de leurs mélanges. Utilisation selon la revendication 1 ou 2, dans laquelle le biofilm est un biofilm bactérien, un biofilm levurien ou un biofilm mixte. Utilisation selon la revendication 3, dans laquelle : - ledit biofilm bactérien comprend au moins une bactérie choisie parmi la famille des entérobactéries, notamment Salmonella enterica Enteritidis , Hafnia alvei et/ou Citrobacter freundii , le genre Staphylococcus, notamment Staphylococcus aureus ou Staphylococcus epidermidis , le genre Bacillus, notamment Bacillus cereus ou Bacillus subtilis , le genre Pseudomonas, notamment Pseudomonas aeruginosa et le genre Enterococcus, notamment Enterococcus faecalis ; - ledit biofilm levurien comprend l’espèce levurienne Candida albicans - ledit biofilm mixte comprend un mélange d’au moins une bactérie choisie parmi la famille des entérobactéries, notamment Salmonella enterica Enteritidis , Hafnia alvei et/ou Citrobacter freundii , le genre Staphylococcus, notamment Staphylococcus aureus ou Staphylococcus epidermidis , le genre Bacillus, notamment Bacillus cereus ou Bacillus subtilis , le genre Pseudomonas, notamment Pseudomonas aeruginosa et le genre Enterococcus, notamment Enterococcus faecalis , et de l’espèce levurienne Candida albicans . Utilisation selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle les vésicules membranaires extracellulaires sont produites par un procédé comprenant les étapes suivantes: (a) culture d’au moins un probiotique dans des conditions adaptées à la production de vésicules membranaires extracellulaires, (b) séparation de l’au moins un probiotique et des vésicules membranaires extracellulaires produites à l’étape (a) et, (c) purification et concentration des vésicules membranaires extracellulaires. Utilisation selon la revendication 5, dans laquelle ladite étape de purification et de concentration comprend au moins une étape choisie parmi la centrifugation différentielle, le gradient de densité, la chromatographie d’exclusion, l’ultrafiltration, l’immunocapture et la précipitation. Utilisation selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle ledit matériau est choisi parmi les métaux, les alliages de métaux, les polymères, le verre, la céramique, et les aliments. Procédé de traitement d’une surface d’un matériau pour prévenir ou réduire la formation d’un biofilm sur ladite surface, ledit procédé comprenant une étape de mise en contact de vésicules membranaires extracellulaires provenant d’au moins un probiotique avec ladite surface. Matériau comprenant à sa surface des vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique, ou dans lequel sont incorporées des vésicules membranaires extracellulaires d’au moins un probiotique, ledit matériau étant choisi parmi les métaux, les alliages de métaux, les polymères, le verre, la céramique, et les aliments. Matériau selon la revendication 9, dans lequel lesdites vésicules forment une couche d’une épaisseur comprise entre 10 et 500 nm sur ladite surface. Matériau selon la revendication 9, choisi parmi un matériau d’emballage, notamment d’emballage alimentaire, une conduite d’eau, un échangeur thermique, un pipeline, un cathéter, un pansement, une crème et un dispositif médical.