FR 3108124 A1 20210917 FR 2002366 A 20200310 La présente invention concerne un procédé pour détecter et éventuellement quantifier un analyte éventuellement présent dans un échantillon liquide, ledit procédé mettant en œuvre un oligonucléotide à double structure tige-boucle et une amplification LAMP à deux amorces. La présente invention concerne également des oligonucléotides à double structure tige-boucle particuliers. PROCÉDÉ POUR DÉTECTER ET ÉVENTUELLEMENT QUANTIFIER UN ANALYTE AVEC UN OLIGONUCLÉOTIDE À DOUBLE STRUCTURE TIGE-BOUCLE ET LEDIT OLIGONUCLÉOTIDE La présente invention concerne le domaine des outils et procédés de détection de molécules d’intérêt. Plus particulièrement, la présente invention propose un procédé pour détecter et éventuellement quantifier un analyte d’intérêt dans un échantillon liquide mettant en œuvre un oligonucléotide à double structure tige-boucle et une amplification LAMP (pour «Loop-mediated isothermal AMPlification») à deux amorces. La présente invention concerne également des oligonucléotides à double structure tige-boucle particuliers et utilisables dans un tel procédé de détection et d’éventuelle quantification. ÉTAT DE LA TECHNIQUE ANTÉRIEURE De nombreux travaux et études dans des domaines englobant notamment la recherche académique; la recherche et les analyses, cliniques et diagnostiques, avec des essais réalisés sur des prélèvements de sang ou des biopsies cellulaires ou tissulaires; la surveillance environnementale; la surveillance civile; la sécurité alimentaire et notamment le contrôle qualité; les analyses criminelles sur traces… impliquent la détection de molécules d’intérêt dans un échantillon et notamment dans un échantillon liquide. Plusieurs techniques ont été mises au point à cet effet. Une première technique immuno-enzymatique de détection intitulée méthode ELISA (pour «Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay») a été développée au début des années 1970. Dans cette technique, un sandwich entre deux anticorps spécifiques et la cible peut être réalisé. Le premier anticorps est utilisé pour capturer la cible, par exemple, au fond d’un puits, alors que le deuxième anticorps sert à l’amplification enzymatique, directement ou via un anticorps secondaire couplé à une enzyme comme la HRP (pour «Horse Radish Peroxidase»). La méthode ELISA est spécifique d’un anticorps et permet une quantification de la cible au moyen d’une gamme de quantifications réalisée au préalable ou simultanément. Cette méthode est encore actuellement utilisée et de nombreuses variantes existent. En effet, un aptamère qui est une séquence oligonucléotidique sélectionnée spécifiquement pour son interaction avec un analyte ou toute autre séquence oligonucléotidique ayant une affinité spécifique envers un analyte peut être utilisé(e) à la place d’un anticorps. Les aptamères constituent une bonne alternative dans la mesure où ils peuvent détecter de petites molécules et où ils sont très spécifiques d’une cible, beaucoup plus faciles à produire et à manipuler, plus stables et moins coûteux. Cependant, lorsque la cible à détecter est présente en très faibles concentrations dans l’échantillon, la technique ELISA avec anticorps ou aptamères s’avère inefficace. Pour résoudre ce problème, l’amplification d’une sonde ADN est généralement nécessaire. C’est pourquoi, d’autres méthodes de détection ont été développées mettant en œuvre une amplification en chaîne par polymérase (ou PCR pour «Polymerase Chain Reaction»). A titre d’exemples particuliers de telles méthodes, on peut citer l’immuno-PCR et l’aptaméro-PCR. Dans l’immuno-PCR, l’amplification enzymatique de la technique ELISA est remplacée par une amplification d’ADN. Le second anticorps est alors couplé à une séquence ADN qui est exponentiellement amplifiée par PCR. Cette méthode est très spécifique et quantitative mais elle nécessite toujours la présence de deux anticorps spécifiques de la cible et notamment le développement d’un anticorps couplé à un ADN, ce qui rend cette méthode compliquée et coûteuse. L’aptaméro-PCR, quant à elle, permet de remplacer l’anticorps secondaire par un oligonucléotide contenant une séquence d’aptamère spécifique de la cible à détecter. La détection est obtenue par l’amplification directe de cette sonde par PCR. Cette méthode permet d’atteindre une limite de détection de quelques picomolaires. Cependant, l’immuno-PCR et l’aptaméro-PCR présentent, toutes deux, les inconvénients de la PCR à savoir la nécessité de cycles de températures longs et comportant différentes températures. Enfin, une autre méthode d’amplification a été développée pour remplacer la PCR dans le cadre de l’amplification de doubles brins d’ADN. Cette méthode appelée LAMP (pour «Loop-mediated isothermal AMPlification» et brevetée [1] présente l’avantage majeur d’être isotherme, l’amplification étant réalisée à une température constante typiquement comprise entre 60°C et 65°C. Ainsi, une méthode de détection de protéines avec amplification LAMP a été décrite par Pourhassan-Moghaddam et al , 2013 [2]. Elle met en œuvre, d’une part, un anticorps ou un aptamère fixé à une surface pour capturer la cible et, d’autre part, un oligonucléotide contenant une séquence aptamère qui reconnaît la cible. Cet oligonucléotide est, par la suite, amplifié par la méthode LAMP classique avec quatre amorces. Cependant, le design complexe des quatre amorces indispensables à la méthode d’amplification LAMP rend ce procédé complexe et coûteux à mettre en œuvre. Enfin, une méthode de détection de micro-ARNs (mi-ARNs) par une méthode LAMP avec deux amorces a été développée [3,4]. Cette méthode présente l’avantage d’être quantitative. Toutefois, elle ne permet de détecter que de l’ARN à partir duquel est formé un fragment d’ADN complémentaire (ADNc) au moyen d’une réaction de transcription inverse. Deux sondes d’ADN en épingle à cheveux désignées H1 et H2 dans Du et al , 2016 [4] sont conçues, la sonde H1 présentant à son extrémité 3’ une extension complémentaire à la moitié du fragment d’ADNc et la sonde H2 présentant à son extrémité 5’ une extension complémentaire à l’autre moitié du fragment d’ADNc. En présence du fragment d’ADNc, les sondes H1 et H2 s’hybrident sur ce dernier et, si aucun mésappariement n’existe entre les extensions des sondes H1 et H2 et le fragment d’ADNc, une liaison covalente entre les deux sondes d’ADN H1 et H2 peut être formée grâce à une ligase haute-fidélité comme la Taq DNA ligase. Il est donc clair que cette méthode de détection de mi-ARNs n’est pas générique puisqu’elle nécessite la préparation de deux sondes spécifiques de chaque mi-ARN à détecter. Par ailleurs, cette méthode implique plusieurs étapes avant la mise en œuvre de la technique LAMP avec une étape de transcription inverse et une étape de ligation, cette dernière pouvant être complexe avec un rendement possiblement faible et la nécessité d’utiliser une enzyme supplémentaire. Malgré ce, dans leur publication Du et al , 2016 [4], les auteurs insistent sur le fait que cette étape est primordiale notamment pour une meilleure discrimination des mutations dans les mi-ARNs (phrase pontant les colonnes de la page 12722). Il existe donc un réel besoin pour une méthode permettant de détecter des molécules d’intérêt de nature variée dans un échantillon qui ne présente pas les inconvénients des méthodes de l’état de la technique. Les inventeurs se sont donc fixé pour but de résoudre un tel problème technique. La présente invention permet de résoudre des problèmes techniques et inconvénients précédemment listés. En effet, les inventeurs ont proposé un procédé de détection et éventuellement de quantification d’un analyte mettant en œuvre un outil oligonucléotidique qui permet de profiter des avantages de l’amplification LAMP à deux amorces, à savoir méthode isotherme et quantifiable ne nécessitant que deux amorces. Ainsi, l’amplification LAMP du procédé de détection selon l’invention est plus rapide, moins complexe à réaliser et moins coûteuse en raison de la réduction du nombre d’amorces. Par ailleurs, le procédé selon la présente invention met en œuvre au plus un anticorps spécifique de l’analyte à détecter et peut même n’en mettre aucun en œuvre. L’outil oligonucléotidique utilisé dans le cadre de la présente invention est un oligonucléotide à double structure tige-boucle. Les expressions et terme «oligonucléotide à double structure tige-boucle», «oligonucléotide à deux structures tige-boucle», «oligonucléotide à structure d’haltère» et «haltère» sont équivalents et utilisables de façon interchangeable dans le cadre de la présente invention. Les inventeurs ont montré qu’il était possible d’introduire, dans l’une quelconque des portions de cet haltère, une séquence spécifique de l’analyte à détecter et ce, sans que l’amplification LAMP à deux amorces ne soit inhibée (voir point II de la partie expérimentale ci-après). Il est également possible d’introduire plusieurs séquences spécifiques, identiques ou différentes, de l’analyte à détecter dans une ou plusieurs des portions de cet haltère, moyennant quoi la sensibilité du procédé de détection est notablement améliorée. On peut également mettre en œuvre un haltère dans lequel sont présentes plusieurs séquences spécifiques de différents analytes à détecter permettant ainsi la détection d’un ou plusieurs de ces analytes dans un liquide d’intérêt. Dans cette forme de mise en œuvre, la spécificité de la détection, si souhaitée, est assurée par la sonde apte à lier un analyte donné et immobilisée à la surface d’un support solide. L’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre dans le cadre de la présente invention se distingue clairement des oligonucléotides à double structure tige-boucle de l’art antérieur. En effet, dans un procédé de détection tel que décrit par Pourhassan-Moghaddam et al , 2013 [2], un tel oligonucléotide est un des produits générés durant une amplification LAMP à quatre amorces. Au contraire, dans le cadre de la présente invention, cet oligonucléotide est un réactif synthétique présent avant la mise en contact de la surface sur laquelle sont éventuellement immobilisés l’analyte à détecter et les différents éléments nécessaires à une amplification LAMP comme des amorces et l’enzyme catalysant cette amplification. De même, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre dans le cadre de la présente invention se distingue clairement de l’oligonucléotide décrit dans [3,4]. Ce dernier est obligatoirement produit en présence de l’analyte à détecter puisque l’ADNc obtenu à partir de cet analyte sert de matrice lors de l’étape de ligation aboutissant à un oligonucléotide à double structure tige-boucle. Dans le cadre de la présente invention, l’oligonucléotide est synthétisé en l’absence de l’analyte à détecter. Par ailleurs, dans l’oligonucléotide décrit dans [3,4], la séquence comprise entre les tiges des deux structures tige-boucle ne correspond pas, à proprement parler, à une séquence de reconnaissance spécifique du mi-ARN à détecter puisque du fait de l’intermédiaire que constitue l’ADNc, cette séquence est la version ADN de la séquence du mi-ARN et de fait ne constitue pas une séquence de reconnaissance spécifique du mi-ARN à détecter apte à se lier spécifiquement au mi-ARN. Enfin, alors que la portion comprise entre les tiges des deux structures tige-boucle est essentielle au procédé décrit dans [3,4], les inventeurs de la présente ont montré qu’il était possible d’utiliser des oligonucléotides à double structure tige-boucle ne présentant pas une telle portion (voir point III de la partie expérimentale ci-après). Ainsi, la présente invention concerne un procédé pour détecter et éventuellement quantifier un analyte éventuellement présent dans un échantillon liquide, comprenant les étapes suivantes: i) mettre en contact ledit échantillon liquide avec la surface d’un support solide comprenant au moins une zone active sur laquelle au moins une sonde apte à lier ledit analyte est immobilisée; ii) mettre en contact ladite surface avec une solution contenant au moins un oligonucléotide à double structure tige-boucle, capable de se lier audit analyte, ledit oligonucléotide ayant été synthétisé préalablement à ladite mise en contact; iii) laver ladite surface; iv) mettre en contact ladite surface avec deux amorces d’amplification isotherme médiée par des boucles dans des conditions permettant l’amplification dudit oligonucléotide; v) détecter et éventuellement quantifier le produit de l’amplification dudit oligonucléotide (moyennant quoi ledit analyte est détecté et éventuellement quantifié). L’échantillon liquide mis en œuvre dans le cadre de la présente invention est un liquide susceptible de contenir l’analyte à détecter et éventuellement à quantifier. Il peut être de nature et d’origine très variées. Cet échantillon liquide est avantageusement choisi dans le groupe constitué par un fluide biologique; un fluide végétal tel que sève, nectar et exsudat racinaire; un prélèvement dans un milieu de culture ou dans un réacteur de culture biologique comme une culture cellulaire d’eucaryotes supérieurs, de levures, de champignons ou d’algues; un liquide obtenu à partir d’une (ou plusieurs) cellule(s) animale(s) ou végétale(s); un liquide obtenu à partir d’un tissu animal ou végétal; un prélèvement dans une matrice alimentaire; un prélèvement dans un réacteur chimique; de l’eau de ville, de rivière, de mer, de piscines, de tours aéro-réfrigérées ou d’origine souterraine; un prélèvement à partir d’un effluent industriel liquide ; de l’eau usée provenant notamment d’élevages intensifs ou d’industries du domaine chimique, pharmaceutique ou cosmétique; un prélèvement provenant d’une filtration d’air ou d’un revêtement; un prélèvement sur un objet tel qu’un fragment de tissu, un habit, une semelle, une chaussure, un outil ou une arme; un produit pharmaceutique; un produit cosmétique; un parfum; un échantillon de terre ou un de leurs mélanges. Dans le cadre de la présente invention, on entend par «prélèvement» tout type de collecte d’échantillons, par exemple, par contact, raclage, forage, découpage, poinçonnage, broyage, lavage, rinçage, aspiration ou pompage. Le fluide biologique est avantageusement choisi dans le groupe constitué par le sang tel que du sang entier ou du sang entier anti-coagulé, le sérum sanguin, le plasma sanguin, la lymphe, la salive, le crachat, les larmes, la sueur, le sperme, l'urine, les selles, le lait, le liquide céphalo-rachidien, le liquide interstitiel, un fluide isolé de moelle osseuse, un mucus ou fluide du tractus respiratoire, intestinal ou génito-urinaire, des extraits cellulaires, des extraits de tissus et des extraits d’organes. Ainsi, le fluide biologique peut être tout fluide naturellement sécrété ou excrété d’un corps humain ou animal ou tout fluide récupéré, à partir d’un corps humain ou animal, par toute technique connue de l’homme du métier telle qu’une extraction, un prélèvement ou un lavage. Les étapes de récupération et d’isolement de ces différents fluides à partir du corps humain ou animal sont réalisées préalablement à la mise en œuvre du procédé selon l’invention. De même, si un des prélèvements envisagés ne permet pas de mettre en œuvre le procédé de l’invention, par exemple du fait de sa nature gazeuse ou solide, de sa concentration ou des éléments qu’il contient tels que résidus solides, déchets, suspension ou molécules interférentes, le procédé de l’invention comprend en outre une étape préalable de préparation de l’échantillon liquide avec éventuellement une mise en solution du prélèvement par les techniques connues de l’homme du métier telles que filtration, précipitation, dilution, distillation, mélange, concentration, lyse, etc. L’analyte à détecter et éventuellement à quantifier dans l’échantillon liquide peut être choisi dans le groupe constitué par une molécule d’intérêt environnemental tel qu’un pesticide; une molécule d’intérêt biologique; une molécule d’intérêt pharmacologique; une toxine; un glucide tel que du glucose; un lipide tel que du cholestérol; un peptide; un antigène; un épitope; une protéine; une glycoprotéine; une enzyme; un substrat enzymatique; un récepteur nucléaire ou membranaire; un agoniste ou un antagoniste d’un récepteur nucléaire ou membranaire; une hormone; un anticorps polyclonal ou monoclonal; un fragment d’anticorps tel qu’un fragment Fab, F(ab’) 2 , Fv ou un domaine hypervariable (ou CDR pour «Complementarity Determining Region»); une molécule nucléotidique; des ions tels que des ions mercure ou des ions plomb; une cellule eucaryote; une cellule procaryote et un virus. L’expression «molécule nucléotidique» utilisée dans la présente est équivalente aux termes et expressions suivants: «acide nucléique», «polynucléotide», «séquence nucléotidique», «séquence polynucléotidique». Par «molécule nucléotidique», on entend, dans le cadre de la présente invention, un chromosome; un gène; un polynucléotide régulateur; un ADN, simple-brin ou double-brin, génomique, chromosomique, chloroplastique, plasmidique, mitochondrial, recombinant ou complémentaire; un ARN total; un ARN messager; un ARN ribosomal (ou ribozyme); un ARN de transfert; un micro-ARN; une séquence faisant office d’aptamère; une portion ou un fragment de ceux-ci. A noter que, dans certaines formes de mise en œuvre, l’analyte à détecter et éventuellement à quantifier dans l’échantillon liquide peut être défini comme une petite molécule i.e. une molécule dont le poids moléculaire est inférieur ou égal à 10000 daltons et notamment inférieur ou égal à 8000 daltons. Cette petite molécule peut appartenir à l’un quelconque des éléments des listes d’analytes ci-dessus. L’étape i) du procédé selon la présente invention met en œuvre une sonde apte à lier ledit analyte immobilisée sur la surface d’un support solide. La sonde utilisée pour fonctionnaliser une zone active de la surface du support solide est toute molécule capable de former avec l’analyte à détecter une paire de liaison, la sonde et l’analyte correspondant aux deux partenaires de cette paire de liaison. Les liaisons mises en œuvre dans la liaison analyte-sonde sont avantageusement soit des liaisons non covalentes et de faible énergie telles que des liaisons hydrogène ou des liaisons de Van der Waals, soit des liaisons de forte énergie de type liaisons covalentes. La sonde utilisée est donc dépendante de l’analyte à détecter. En fonction de cet analyte, l’homme du métier saura, sans effort inventif, choisir la sonde la plus adaptée. Elle peut être choisie dans le groupe constitué par un glucide; un peptide; un antigène; un épitope; une protéine; une glycoprotéine; une enzyme; un substrat enzymatique; un récepteur membranaire ou nucléaire; un agoniste ou un antagoniste d’un récepteur membranaire ou nucléaire; une toxine; un anticorps polyclonal ou monoclonal; un fragment d’anticorps tel qu’un fragment Fab, F(ab’) 2 , Fv ou un domaine hypervariable; une molécule nucléotidique telle que précédemment définie; un acide nucléique peptidique et un aptamère. Tout support solide permettant de mettre en œuvre la présente invention est utilisable. Il peut s’agir, par exemple, d’un support de biopuce tel que ceux classiquement utilisés en silicium, en verre, en métal, en polymère ou en plastique. Ce support solide peut également consister en des particules et notamment des particules de silice, des particules polymériques et/ou des particules magnétisables. La fonctionnalisation de la zone active de la surface du support solide par une sonde telle que précédemment définie peut être effectuée par toute technique adaptée permettant la fixation d’un composé sur un support solide. On peut en particulier envisager une simple adsorption, des liaisons ioniques, des liaisons hydrogène, des interactions électrostatiques, des interactions hydrophobes, des liaisons de Van der Waals ou un greffage covalent. Dans une forme de mise en œuvre particulière de la présente invention, la surface du support solide présente des groupements fonctionnels grâce auxquels la (ou les) sonde(s) est(sont) capable(s) de s’immobiliser. De façon avantageuse, ces groupements fonctionnels sont choisis parmi les groupements carboxyliques, des entités radicalaires, les fonctions alcools, amines, amides, époxy ou thiols. Ces groupements sont portés, de façon intrinsèque ou par fonctionnalisation, par la zone active de la surface du support solide. La (ou les) sonde(s) peuvent également présenter de tels groupements fonctionnels, de façon intrinsèque ou par fonctionnalisation. Dans une première variante de la présente invention, la (ou les) sonde(s) peu(ven)t être immobilisée(s) de façon directe au niveau de la surface fonctionnalisée ou non. Un support solide «coaté» avec une protéine telle que la streptavidine est un exemple d’immobilisation directe, dans lequel la sonde doit être fonctionnalisée par une biotine. Dans une seconde variante de la présente invention, la (ou les) sonde(s) peu(ven)t être immobilisée(s) de façon indirecte au niveau de la surface fonctionnalisée ou non. Cette immobilisation indirecte fait intervenir un bras espaceur (ou agent de jonction) lié, d’une part, à la surface et, d’autre part, à une sonde. A titre d’exemples illustratifs, on peut citer les réactifs silanes mis en œuvre pour le greffage de sonde(s) sur du verre, la complexation de produits thiolés sur des surfaces d'or et l'immobilisation de sonde(s) dans des matrices polymères. Les liaisons mises en œuvre au cours d’une immobilisation directe ou indirecte peuvent être toutes liaisons connues de l’homme du métier et notamment des liaisons covalentes, des liaisons ioniques, des liaisons hydrogène, des interactions électrostatiques, des interactions hydrophobes, des liaisons de Van der Waals ou une adsorption. Avantageusement, une étape de blocage de la surface peut être mise en œuvre préalablement à la fixation de la sonde. La solution de blocage mise en œuvre lors de cette étape de blocage peut comporter un ou plusieurs des composants suivants: albumine comme de la BSA (pour «Bovine Serum Albumin»), gélatine, caséine, protéine de lait, sérum, polyéthylène glycol et polymères du type polyvinylpyrrolidone. L’étape i) du procédé selon l’invention consiste à mettre en contact l’échantillon liquide tel que précédemment défini avec la surface d’un support solide fonctionnalisée par une ou plusieurs sonde(s) apte(s) à lier l’analyte à détecter moyennant quoi, si l’échantillon liquide contient cet analyte, ce dernier est capturé au niveau de la ou des sonde(s). Typiquement, l’étape i) de mise en contact peut durer entre 1min et 24h, entre 2min et 12h, entre 5min et 6h, entre 10min et 3h, entre 15min et 2h, entre 20min et 1h et, notamment, de l’ordre de 30min (i.e. 30min ± 5min). Par ailleurs, l’étape i) de mise en contact peut être réalisée à une température comprise entre 4°C et 100°C, notamment entre 10°C et 60°C, en particulier entre 15 et 45°C et, plus particulièrement, à température ambiante (i.e. 23°C±5°C) ou à température physiologique (i.e. 37°C±5°C). Suite à l’étape i) et préalablement à l’étape ii) du procédé selon la présente invention, la surface du support solide peut être lavée de façon à éliminer les éléments présents dans l’échantillon liquide et qui n’ont pas été capturés par la ou les sonde(s). Toutefois, cette étape de lavage additionnelle est optionnelle puisque ces éléments pourront être éliminés par la suite et notamment lors de l’étape iii) de lavage. Si cette étape optionnelle de lavage est mise en œuvre, la surface du support solide est soumise à au moins un rinçage de façon à éliminer toute trace de l’échantillon liquide. Ce rinçage est typiquement effectué avec une solution aqueuse de rinçage conservant l’interaction sonde/analyte ou liant irréversiblement l’analyte et la sonde. Cette solution peut également permettre d’éliminer les interactions non spécifiques. Elle peut comporter un ou plusieurs des composants suivants: un tampon comme un tampon Tris, phosphate, acétate ou borate; des sels comme KCl, NaCl, (NH 4 ) 2 SO 4 , MgCl 2 ou CaCl 2 ; des détergents ou agents tensioactifs comme Tween®, Triton® ou dodécylsulfate de sodium (ou SDS); des agents dénaturants comme formamide ou diméthylsulfoxyde; un solvant organique comme éthanol, méthanol ou acétonitrile; et des agents pontants comme formaldéhyde ou glutaraldéhyde. Ce rinçage peut être répété deux fois, trois fois, cinq fois, 10 fois et voire 50 fois en utilisant, à chaque rinçage, une solution de rinçage identique ou différente. Typiquement, le rinçage est répété trois fois avec une solution comprenant du tampon phosphate salin (ou PBS) et 0,1% de Tween® 0,1%. De plus, lorsque cette étape optionnelle de lavage est mise en œuvre, elle est réalisée à une température comprise entre 4°C et 100°C, notamment entre 10°C et 60°C, en particulier entre 15°C et 45°C et, plus particulièrement, à température ambiante ou à température physiologique. L’étape ii) du procédé selon la présente invention consiste à mettre en contact la surface du support solide sur laquelle l’analyte à détecter est éventuellement retenu via la ou les sonde(s) fonctionnalisant cette surface avec une solution contenant au moins un oligonucléotide à double structure tige-boucle, capable de se lier audit analyte, moyennant quoi, si cet analyte est présent à la surface du support solide, l’oligonucléotide se lie à ce dernier. En d’autres termes, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle est capable de former avec l’analyte à détecter une paire de liaison, l’oligonucléotide et l’analyte correspondant aux deux partenaires de cette paire de liaison. Les liaisons mises en œuvre dans la liaison oligonucléotide-analyte sont avantageusement des liaisons non covalentes et de faible énergie telles que des liaisons hydrogène ou des liaisons de Van der Waals. Comme précédemment expliqué, l’oligonucléotide a été synthétisé préalablement à la mise en contact de l’étape ii). En d’autres termes, cette synthèse n’est effectuée ni en présence de la surface du support solide fonctionnalisée par la ou les sonde(s) telle(s) que précédemment définie(s), ni en présence de l’analyte à détecter. Typiquement, la synthèse de cet oligonucléotide à double structure tige-boucle ne fait pas intervenir deux des amorces habituellement mises en œuvre dans une amplification LAMP à quatre amorces. Avantageusement, cette synthèse est une synthèse chimique classiquement utilisée pour préparer des oligonucléotides. L’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre lors de l’étape ii) répond à la formule (I) ou (II) ci-après: dans lesquelles: la portion F1c présente une séquence nucléotidique complémentaire à la séquence nucléotidique de la portion F1 moyennant quoi la portion F1c et la portion F1 s’hybrident pour former la tige de la première structure tige-boucle, la portion F2-F0’ forme la boucle de la première structure tige-boucle, désignée ci-après boucle F0, la portion B1 présente une séquence nucléotidique complémentaire à la séquence nucléotidique de la portion B1c moyennant quoi la portion B1 et la portion B1c s’hybrident pour former la tige de la seconde structure tige-boucle, la portion B0’-B2c forme la boucle de la seconde structure tige-boucle, désignée ci-après boucle B0, et la portion Int sépare la portion F1 et la portion B1c et comprend au moins un nucléotide. Dans le cadre de la présente invention, deux séquences nucléotidiques sont complémentaires l’une de l’autre, lorsqu'un nombre suffisant de nucléotides de la première séquence nucléotidique peut se lier, au moyen de liaisons hydrogène, avec les nucléotides correspondants de la deuxième séquence nucléotidique de telle sorte que l'appariement entre les deux séquences nucléotidiques peut se produire. La «complémentarité», telle qu'utilisée ici, se réfère à la capacité d'appariement entre les nucléotides d'une première séquence nucléotidique et d'une seconde séquence nucléotidique. Des nucléotides non complémentaires entre deux séquences nucléotidiques peuvent être tolérés à condition que les deux séquences nucléotidiques restent capables de s'hybrider spécifiquement l'une à l'autre. De plus, une première séquence nucléotidique peut s'hybrider sur un ou plusieurs segments d'une seconde séquence nucléotidique de telle sorte que les segments intermédiaires ou adjacents ne sont pas impliqués dans l'hybridation. Dans certaines formes de mise en œuvre de l’invention, une première séquence nucléotidique ou une partie spécifique de celle-ci, est au moins 70%, 80%, 85%, 86%, 87%, 88%, 89%, 90%, 91%, 92%, 93%, 94%, 95%, 96%, 97%, 98%, 99% ou 100% complémentaire à une deuxième séquence nucléotidique ou une partie spécifiée de celle-ci. Dans l’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre dans l’invention, le nucléotide à l’extrémité 5’ de la portion F1c est lié, au moyen de liaisons hydrogène, avec le nucléotide correspondant dans la portion F1 et le nucléotide à l’extrémité 3’ de la portion B1 est lié, au moyen de liaisons hydrogène, avec le nucléotide correspondant dans la portion B1c. Typiquement, dans l’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre dans l’invention, la portion F1 et la portion F1c comprennent, chacune, de 10 à 35 nucléotides, notamment entre 15 et 25 nucléotides et, à titre d’exemple particulier, 21 nucléotides. La température de fusion (Tm) de F1-F1c est notamment supérieure à la température utilisée lors de l’amplification et, en particulier, supérieure de 5°C à 7°C. L’homme du métier pourra trouver des informations additionnelles quant à ces portions dans [1]. Typiquement, la portion B1 et la portion B1c comprennent, chacune, de 10 à 35 nucléotides, notamment entre 15 et 30 nucléotides et, à titre d’exemple particulier, 25 nucléotides. La température Tm de B1-B1c est notamment supérieure à la température utilisée lors de l’amplification et, en particulier, supérieure de 5°C à 7°C. L’homme du métier pourra trouver des informations additionnelles quant à ces portions dans [1]. En particulier, la portion F2 comprend de 8 à 25 nucléotides et, à titre d’exemple particulier, 18 nucléotides et la portion F0’ est telle que la boucle F0 comprend de 10 à 70 nucléotides. De plus, la portion B2c comprend de 8 à 35 nucléotides, notamment entre 15 et 30 nucléotides et, à titre d’exemple particulier, 18 nucléotides et la portion B0’ est telle que la boucle B0 comprend de 10 à 70 nucléotides. Dans l’oligonucléotide de formule (I), la portion Int peut comprendre jusqu’à 70 nucléotides. Avantageusement, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre dans le procédé selon la présente invention comprend moins de 200 nucléotides, notamment moins de 180 nucléotides, en particulier moins de 170 nucléotides, plus particulièrement moins de 160 nucléotides et tout particulièrement moins de 150 nucléotides. Avec une telle taille, la synthèse chimique de cet oligonucléotide est facilitée et le coût de cette synthèse et, par conséquent, le coût du procédé selon l’invention sont moindres. L’oligonucléotide à double structure tige-boucle mis en œuvre dans le procédé selon la présente invention est capable de se lier à l’analyte à détecter. En d’autres termes, la séquence nucléotidique de cet oligonucléotide présente au moins une séquence spécifique de l’analyte à détecter, comme, par exemple, un aptamère ou un facteur de transcription ou au moins une séquence complémentaire à une partie de la séquence nucléotidique de l’analyte à détecter lorsque ce dernier est une molécule nucléotidique telle que précédemment définie. Cette séquence i.e. la séquence spécifique de l’analyte à détecter ou la séquence complémentaire à une partie de la séquence nucléotidique de l’analyte peut se trouver dans l’une quelconque des portions de l’oligonucléotide telles que précédemment définies ou dans plusieurs de ces portions. A titre d’exemples, cette séquence peut se trouver dans la portion F1, dans la portion F1c, dans la portion B1, dans la portion B1c, dans la portion F0’, dans la portion F2, dans la portion Int, dans la portion B2c, dans la portion B0, à la fois dans la portion F1c et la portion F2, à la fois dans la portion F2 et dans la portion F0’, à la fois dans la portion F0’ et dans la portion F1, à la fois dans la portion F1c et dans la portion Int (oligonucléotide de formule (I)), à la fois dans la portion F1c et dans la portion B1 (oligonucléotide de formule (II)), à la fois dans la portion Int et dans la portion B1c (oligonucléotide de formule (I)), à la fois dans la portion B1c et dans la portion B0’, à la fois dans la portion B0’ et dans la portion B2c, à la fois dans la portion B2c et dans la portion B1. Comme précédemment évoqué, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle peut comprendre plusieurs séquences spécifiques d’un ou plusieurs analyte(s) à détecter et/ou plusieurs séquences complémentaires à une partie de la séquence nucléotidique d’un ou plusieurs analyte(s) à détecter. Ces différentes séquences peuvent se trouver, dans l’oligonucléotide, dans une même portion ou dans des portions différentes telle(s) que précédemment définie(s). De plus, dans une forme de mise en œuvre particulière, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle peut comprendre au moins une séquence spécifique de la sonde utilisée pour lier l’analyte à détecter ou au moins une séquence complémentaire à une partie de la séquence nucléotidique de la sonde lorsque cette dernière est une molécule nucléotidique telle que précédemment définie. Dans cette forme de mise en œuvre notamment utilisable pour des miARN et des petites molécules, l’oligonucléotide se lie au couple analyte-sonde permettant de fait d’avoir une accroche spécifique plus forte. Il est évident que l’oligonucléotide ne doit pas, à la température choisie pour la mise en contact, seulement s’accrocher à la sonde et ce, pour éviter des faux positifs. De même, la ou les séquence(s) spécifique(s) de la sonde ou la ou les séquence(s) complémentaire(s) à une partie de la séquence nucléotidique de la sonde lorsque cette dernière est une molécule nucléotidique doi(ven)t être différente(s) de la ou des séquence(s) spécifique(s) de l’analyte à détecter et de la ou des séquence(s) complémentaire(s) à une partie de la séquence nucléotidique de l’analyte lorsque ce dernier est une molécule nucléotidique. Cette forme de mise en œuvre particulière est illustrée aux points V.2. et V.3. ci-après. Tout ce qui a été précédemment précisé pour les séquences spécifiques de l’analyte à détecter et les séquences complémentaires à une partie de la séquence nucléotidique de l’analyte et notamment leur localisation dans la séquence de l’oligonucléotide s’applique mutatis mutandis aux séquences spécifiques de la sonde et aux séquences complémentaires à une partie de la séquence nucléotidique de la sonde. Lors de l’étape ii) du procédé selon la présente invention, la surface du support solide sur laquelle est éventuellement maintenu au moins un analyte au moyen d’une sonde est mise en contact avec une solution contenant au moins un oligonucléotide à double structure tige-boucle tel que précédemment défini. Cette solution est avantageusement une solution aqueuse permettant l’interaction haltère/analyte. Elle peut comporter un ou plusieurs des composants suivants: un tampon comme un tampon Tris, phosphate, acétate ou borate; des sels comme KCl, NaCl, (NH 4 ) 2 SO 4 , MgCl 2 ou CaCl 2 ; des détergents ou agents tensioactifs comme Tween®, Triton® ou dodécylsulfate de sodium (ou SDS); des agents dénaturants comme formamide ou diméthylsulfoxyde; un solvant organique comme éthanol, méthanol ou acétonitrile; et des agents pontants comme formaldéhyde ou glutaraldéhyde. Avantageusement, lorsque l’oligonucléotide comprend une séquence aptamère pour la reconnaissance de l’analyte, la solution utilisée sera composée des éléments en totalité ou en partie constituant le tampon de sélection de l’aptamère. La solution utilisée lors de l’étape ii) peut, en outre, comprendre un ou plusieurs élément(s) choisi(s) parmi un ADN génomique, du sérum, de l’albumine, un polymère de synthèse et tout autre élément permettant de limiter l’adsorption non spécifique. Par ailleurs, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle est présent dans cette solution en une quantité comprise entre 1aM et 1mM, et notamment entre 100aM et 1µM. A titre d’exemples particuliers de concentrations utilisables, on peut citer une concentration de 10pM, de 100pM, de 1nM, ou de 10nM. Avantageusement, l’oligonucléotide à double structure tige-boucle est présent dans la solution mise en œuvre lors de l’étape ii) en une concentration de 100pM. Typiquement, l’étape ii) de mise en contact peut durer entre 1min et 24h, entre 2min et 12h, entre 5min et 6h, entre 10min et 3h, entre 15min et 2h, entre 20min et 1h et, notamment, de l’ordre de 30min (i.e. 30min ± 5min). De même, l’étape (ii) de mise en contact peut être réalisée à une température comprise entre 4°C et 100°C, notamment entre 10°C et 60°C, en particulier entre 15 et 30°C et, plus particulièrement, à température ambiante (i.e. 23°C±5°C) ou à température physiologique (i.e. 37°C±5°C). Suite à l’étape ii) et préalablement à l’amplification LAMP, la surface du support solide doit être lavée de façon à éliminer tous les éléments susceptibles de donner de faux positifs, comme, par exemple, des oligonucléotides à double structure tige-boucle non spécifiquement liés à l’analyte à détecter ou liés à des éléments non liés aux sondes fonctionnalisant la surface du support solide. Il s’agit là de l’étape iii) du procédé selon la présente invention. Durant cette dernière, la surface du support solide est soumise à au moins un rinçage qui est typiquement effectué avec une solution de rinçage qui est constituée d’une solution aqueuse conservant l’interaction haltère/analyte ou liant irréversiblement l’analyte et l’haltère. Cette solution peut également permettre d’éliminer les interactions non spécifiques. Elle peut comporter un ou plusieurs des composants suivants: un tampon comme un tampon Tris, phosphate, acétate ou borate; des sels comme KCl, NaCl, (NH 4 ) 2 SO 4 , MgCl 2 ou CaCl 2 ; des détergents ou agents tensioactifs comme Tween®, Triton® ou dodécylsulfate de sodium (ou SDS); des agents dénaturants comme formamide ou diméthylsulfoxyde; un solvant organique comme éthanol, méthanol ou acétonitrile; et des agents pontants comme formaldéhyde ou glutaraldéhyde. Ce rinçage peut être répété deux fois, trois fois, cinq fois, 10 fois et voire 50 fois en utilisant, à chaque rinçage, une solution de rinçage identique ou différente. Typiquement, le rinçage est répété trois fois avec une solution comprenant du PBS et 0,1% de Tween® 0,1%. De plus, l’étape iii) est réalisée à une température comprise entre 4°C et 100°C, notamment entre 15°C et 80°C, en particulier entre 30°C et 60°C et, plus particulièrement, à température de l’ordre de 40°C (i.e. 40°C ± 5°C). L’étape iv) du procédé selon l’invention est l’amplification LAMP à deux amorces à proprement parler. Les deux seules amorces mises en œuvre lors de cette étape répondent respectivement à la formule (III) et à la formule (IV) ci-après: La portion B2 présente une séquence nucléotidique complémentaire à la séquence nucléotidique de la portion B2c, les portions F1c, F2, B1c et B2c étant telles que précédemment définies. Les amorces de formule (III) ou de formule (IV) sont respectivement appelées, dans l’amplification LAMP à quatre amorces, amorce FIP (pour «Forward Inner Primer») et amorce BIP (pour «Backward Inner Primer»). La température Tm de B2-B2c est notamment supérieure à la température utilisée lors de l’amplification et, en particulier, supérieure de 5°C à 7°C. L’homme du métier pourra trouver des informations additionnelles quant à ces portions dans [1]. La température Tm de F2-F2c est notamment supérieure à la température utilisée lors de l’amplification et, en particulier, supérieure de 5°C à 7°C. L’homme du métier pourra trouver des informations additionnelles quant à ces portions dans [1]. Il convient de noter que, dans l’étape iv) du procédé selon la présente invention, l’analyte n’est pas utilisé comme une amorce de l’amplification LAMP. L’étape iv) du procédé selon la présente invention consiste à mettre en contact la surface sur laquelle est/sont immobilisée(s) une ou des sonde(s) spécifique(s) de l’analyte à détecter avec un mélange réactionnel comprenant les amorces FIP et BIP et tout élément nécessaire à la production d’un produit d’amplification si l’oligonucléotide à double structure tige-boucle est présent. Typiquement, le mélange réactionnel mis en œuvre lors de l’étape iv) comprend un tampon approprié, comme, par exemple, un tampon phosphate ou un tampon Tris; des désoxyribonucléosides (dNTP), comme, un mélange équimolaire de dATP, dCTP, dGTP et dTTP et une enzyme catalysant l’amplification LAMP. Une telle enzyme est une polymérase présentant une activité de déplacement de brin élevée en plus d’une activité de réplication. A titre d’exemples particuliers de telles enzymes, on peut utiliser l’une des enzymes listées ci-dessous: - Bst DNA polymerase, - Bca (exo-) DNA polymerase, - Klenow fragment of DNA polymerase I, - Vent DNA polymerase, - Vent(Exo-) DNA polymerase (exonuclease activity-free Vent DNA polymerase), - DeepVent DNA polymerase, - DeepVent(Exo-) DNA polymerase (DeepVent DNA polymerase sans activité exonucléase), - 29 phage DNA polymerase, - MS-2 phage DNA polymerase, - Z-Taq DNA polymerase (Takara Shuzo), et - KOD DNA polymerase (TOYOBO). Le milieu réactionnel peut comprendre, en outre, des sels comme des sels de magnésium, des sels de manganèse et/ou sels d’ammonium; des détergents et/ou des éléments utiles pour la détection et la quantification du produit d’amplification de l’oligonucléotide à double structure tige-boucle comme, par exemple, de la calcéine, un colorant intercalant comme, par exemple, iodure de propidium, SYTO 9, le vert SYBR et l’EvaGreen. L’étape iv) du procédé selon la présente invention est mise en œuvre pendant une période de temps et à une température suffisantes pour la production d’un produit d’amplification si l’oligonucléotide à double structure tige-boucle est présent. Avantageusement, cette étape est effectuée dans des conditions isothermes et notamment à une température comprise entre 15°C et 90°C, en particulier, comprise entre 50°C et 80°C et, plus particulièrement de l’ordre de 65°C (i.e. 65°C ± 5°C). La durée de l’étape iv) du procédé selon la présente invention est comprise entre 1min et 120min, notamment entre 5min et 90min et, en particulier, entre 15min et 60min. L’étape v) consiste à détecter et éventuellement à quantifier le produit d’amplification de l’oligonucléotide à double structure tige-boucle et donc à détecter et éventuellement à quantifier l’analyte auquel l’oligonucléotide à double structure tige-boucle est lié puisque l’accumulation du produit d’amplification est un indicateur de la présence de cet analyte immobilisé à la surface du support solide. L’étape v) peut être réalisée simultanément à l’étape iv) ou après cette dernière. L’homme du métier connaît différentes techniques pour réaliser cette détection. Le produit d’amplification peut être détecté, lors de l’étape v) par mesure de la turbidité causée par le pyrophosphate de magnésium précipité en solution comme sous-produit de l’amplification. Cette mesure peut être réalisée à l’œil nu ou via un turbidimètre. Le produit d’amplification peut être détecté, lors de l’étape v), par une sonde pH permettant de suivre l’acidification du mélange réactionnel lors de l’amplification LAMP. Le produit d’amplification peut être détecté, lors de l’étape v), via une électrophorèse sur gel. Le produit d’amplification peut également être détecté, lors de l’étape v), par un test colorimétrique ou par mesure de fluorescence notamment lorsque la calcéine ou un colorant intercalant fluorescent est présent dans le mélange réactionnel. Lorsque l’on souhaite réaliser une quantification de l’analyte lors de l’étape v) du procédé selon la présente invention, cette quantification est réalisée par une comparaison avec une gamme étalon d’analyte à des concentrations connues. Cette quantification est une étape classique de la méthode ELISA. La présente invention concerne également un oligonucléotide à double structure tige-boucle susceptible d’être mis en œuvre dans le procédé selon la présente invention, ledit oligonucléotide répond à la formule (II) ci-après: dans laquelle la portion F1, la portion F2, la portion F0’, la portion F1, la portion B1c, la portion B0’, la portion B2c et la portion B1 sont telles que précédemment définies. présente le schéma de principe de la détection d’un ADN conformément au procédé selon l’invention dans lequel le support solide est une bille magnétique. présente les courbes d’amplification de la cible ADN selon le protocole décrit au point II.1. Les solutions «réaction 1» et «réaction 2» sont des dupliquas contenant les billes, la sonde ADN à 100nM, la cible à 100nM et l'haltère à 100pM. Le contrôle négatif contient les billes et l'haltère à 100pM avec rinçage. Les contrôles positifs «100pM» et «1pM» contiennent les billes et l’haltère sans la cible, et aucun rinçage n’a été effectué. présente les courbes d’amplification de la cible ADN selon le protocole décrit au point II.1 avec une gamme d’amplification. Les courbes en traits pointillés dont l’intitulé comprend «Tro4cZip6» représentent les solutions contenant les billes, la sonde ADN, la cible ADN à des concentrations variant de 10nM à 1pM et l’haltère à 100pM. Le contrôle négatif «contrôle nég» contient les billes et l'haltère à 100pM sans la cible. Les contrôles positifs sont représentés par les courbes dont l’intitulé comprend «gamme». Ils contiennent les billes, une sonde complémentaire d’une partie de l’haltère et l’haltère. présente les courbes d’amplification de la cible ADN selon le protocole décrit au point II.2. Les solutions «réaction a» et «réaction b» sont des dupliquas contenant les billes, la sonde ADN à 100nM, la cible d’ADN à 100nM et l'haltère à 100pM. Le contrôle négatif contient les billes et l'haltère à 100pM avec rinçage. Les contrôles positifs «100pM» et «100fM» contiennent les billes et l’haltère sans la cible 3, et aucun rinçage n’a été effectué. présente les courbes d’amplification de la cible ADN avec une gamme d’amplification selon le protocole III. Les courbes en traits pointillés dont l’intitulé comprend «Tro4cZip6» représentent les solutions contenant les billes, la sonde ADN, la cible ADN à des concentrations variant de 1nM à 100fM et l’haltère ne contenant aucun nucléotide dans la portion Int à 100pM. Le contrôle négatif contient les billes et l’haltère à 100pM sans la cible. Les contrôles positifs sont représentés par les courbes dont l’intitulé comprend «gamme». Ils contiennent les billes, une sonde complémentaire d’une partie de l’haltère et l’haltère. présente la variation du logarithme de la concentration d’ADN cible en fonction du cycle de seuil (Ct). En noir sont représentés les points expérimentaux des contrôles positifs de la Figure 5. En gris sont représentés les points expérimentaux de la gamme de détection contenant l’ADN cible Tro4cZip6. présente le schéma de principe de la détection d’une protéine conformément au procédé selon l’invention dans lequel le support solide est une bille magnétique. présente les courbes d'amplification de la détection de la troponine. Les solutions «troponine 100nM» et «troponine 10nM» contiennent les billes, la sonde anticorps à 100nM, la troponine à 100nM et 10nM respectivement et l'haltère à 100 pM. Le contrôle négatif contient les billes et l'haltère à 100pM avec rinçage. présente le schéma de principe de la détection d’une protéine conformément au procédé selon l’invention dans lequel le support solide est une bille magnétique et deux aptamères spécifiques de la protéine sont utilisées. présente le schéma de principe de la détection d’un mi-ARN conformément au procédé selon l’invention dans lequel le support solide est une bille magnétique. présente le schéma de principe de la détection d’une petite molécule conformément au procédé selon l’invention dans lequel le support solide est une bille magnétique. EXPOSÉ DÉTAILLÉ DE MODES DE RÉALISATION PARTICULIERS I. Expériences préliminaires. Les inventeurs ont réalisé une première expérience comparant l’amplification LAMP à 4 amorces d’un brin d’ADN linéaire de 200 bases et l’amplification à 2 ou 4 amorces d’un oligonucléotide à deux structures tige-boucle. Les résultats ont montré, d’une part, l’absence de quantification possible par une amplification LAMP à quatre amorces d’un brin d’ADN linéaire de 200 bases et, d’autre part, la rapidité de l’amplification LAMP à deux amorces d’un oligonucléotide à deux structures tige-boucle comparée à une amplification LAMP à quatre amorces. De plus, les inventeurs ont étudié l’amplification LAMP à deux amorces de solutions d’un même oligonucléotide à deux structures tige-boucle à différentes concentrations (100pM, 10pM, 1pM, 100fM, 10fM, 1fM et 100aM). Par ce travail, il a été montré que l’amplification LAMP à deux amorces fonctionne jusqu’à une concentration d’ADN de 100aM en moins de 60min. II. Procédé de détection d’un ADN selon la présente invention avec un oligonucléotide de formule (I) . II.1. Site de reconnaissance dans boucle F 0 dudit oligonucléotide . L’ADN cible à détecter désigné Tro4cZip6 correspond à la séquence TAAGAGGGGCAGCGCATGAGAAAGGTTGGCGTACTGCACGGACCGGTATGCGACCTGGTATGC (SEQ ID NO: 1 dans le listage de séquences en annexe). Le schéma de principe de la détection d’ADN selon le procédé de l’invention tel que mis en œuvre pour détecter cet ADN cible est présenté à la Figure 1. Des séquences d’ADN sondes biotinylées, désignées Zip6cbio, complémentaires d’une partie de la séquence de l’ADN cible et de séquence CGCATACCAGGTCGCATACCGGTC (SEQ ID NO: 2 dans le listage de séquences en annexe) à 100nM sont incubées avec 200picogrammes de microbilles magnétiques recouvertes de streptavidine à 25°C pendant 30min pour les immobiliser sur les microbilles. Puis, les microbilles sont agrégées au moyen d’un aimant et rincées trois fois avec une solution comprenant du PBS et 0,1% de Tween® 0,1%. Ensuite, l’ADN cible à 100nM est incubé dans la solution contenant les microbilles à 37°C pendant 30min, et trois rinçages sont effectués comme précédemment. La troisième étape consiste à incuber, à 37°C, pendant 30min, 100pM d’un oligonucléotide à deux structures tige-boucle contenant, dans sa boucle F0, une sonde complémentaire d’une partie de l’ADN cible à détecter. Cet oligonucléotide est de séquence CGGATCCAAGACGCGGTTTATCGTGCAGTACGCCAACCTTTCTCATGCGCTGCCCCTCTTAATAAACCGCGTCTTGGATCCGTGACATCTCTGAGTTATATCTTTCCCCCCCTCACTGACCCTCCTTCGGGGGAAAGATATAACTCAGAGATG (SEQ ID NO: 3 dans le listage de séquences en annexe). Puis, les microbilles sont agrégées au moyen d’un aimant et rincées trois fois avec une solution comprenant du PBS et 0,1% de Tween® 0,1%, à 40°C. Finalement, après la dernière étape de rinçage, les deux amorces FIP et BIP et l’enzyme Bst 2.0 DNA Polymerase (New England Biolabs) nécessaires à l’amplification LAMP sont ajoutées. L’amorce FIP est de séquence CGGATCCAAGACGCGGTTTATCGTGCAGTACGCCAACCTTTCTCA (SEQ ID NO: 4 dans le listage de séquences en annexe) et l’amorce BIP est de séquence CATCTCTGAGTTATATCTTTCCCCCGAAGGAGGGTCAGTGAGG (SEQ ID NO: 5 dans le listage de séquences en annexe). L’amplification est réalisée à une température de 65°C. Les résultats de cette amplification sont présentés à la Figure 2. Les courbes intitulées «réaction 1» et «réaction 2» montrent que la détection de la cible ADN est possible en une vingtaine de minutes. En effet, ces courbes sont superposées à la courbe de contrôle positif contenant 100pM d’haltère, tandis que le contrôle négatif est amplifié à partir de 30minutes seulement. L’amplification du contrôle négatif est due à des résidus d’haltères qui n’ont pas été entièrement éliminés lors des rinçages. L’écart significatif (plus de 10 minutes) entre les Ct des courbes «réaction» et du contrôle négatif permet d’affirmer que la méthode utilisée permet de détecter une cible ADN dans un milieu tampon. Cette expérimentation permet donc de valider la détection d’ADN par amplification à deux amorces conformément au procédé selon l’invention. Des expériences complémentaires ont été réalisées par les inventeurs. Ainsi, une gamme de quantifications a été réalisée pour définir la limite de sensibilité de la méthode. Les courbes d’amplification obtenues sont présentées à la Figure 3. Les courbes expérimentales présentées en Figure 3 mettent en évidence l’aspect quantitatif de la méthode, d’une part, et la limite de détection atteinte jusqu’à présent, d’autre part. En effet, les courbes obtenues de la gamme réalisée entre 10nM et 1pM de cible montrent qu’il est possible de quantifier une cible ADN dans un échantillon à partir d’une gamme étalon simultanément établie, selon le même principe que la gamme étalon d’un test ELISA. La limite de détection atteinte lors de cette expérience est de 100pM d’ADN cible. Cependant, différentes optimisations ont été réalisées depuis permettant d’atteindre une limite de détection de 10pM dans un milieu complexe. De même, des expériences mettant en œuvre d’autres sondes et d’autres cibles d’ADN à détecter ont été effectuées afin de valider le caractère générique du procédé. Enfin, des expériences identiques aux précédentes mais réalisées dans un milieu de type plasma sanguin ont permis de valider la méthode de détection dans un milieu complexe. II.2. Site de reconnaissance dans boucle B 0 d udit oligonucléotide . Cette expérience est similaire à l’expérience du point II.1 ci-dessus même sonde d’ADN, même oligonucléotide à double structure tige-boucle et même mode opératoire mais une nouvelle cible d’ADN reconnue par une autre partie de l’oligonucléotide est détectée. Cette cible est de séquence GAAGGAGGGTCAGTGAGGGACCGGTATGCGACCTGGTATGCG (SEQ ID NO: 6 dans le listage de séquences en annexe). Son site de reconnaissance dans l’oligonucléotide se trouve dans la boucle B0. Les résultats obtenus et présentés à la Figure 4 montrent que la position de la sonde complémentaire de la cible dans l’oligomère n’inhibe pas l’amplification à deux amorces. I I I. Procédé de détection d’un ADN selon la présente invention avec un oligonucléotide de formule (I I ) . Un haltère de formule (II), c’est-à-dire ne contenant pas d’oligonucléotide dans la portion Int, et donc plus court que celui utilisé précédemment de formule (I) a été synthétisé chimiquement. Cet oligonucléotide est de séquence CGGATCCAAGACGCGGTTTATCGTGCAGTACGCCAACCTTTCTCAATAAACCGCGTCTTGGATCCGCATCTCTGAGTTATATCTTTCCCCCCCTCACTGACCCTCCTTCGGGGGAAAGATATAACTCAGAGATG (SEQ ID NO: 7 dans le listage de séquences en annexe). Le procédé de détection réalisé est identique à celui décrit au point II.1. L’ADN sonde est la séquence nommée SEQ ID NO: 2 dans le listage de séquences en annexe. Les amorces FIP et BIP sont identiques à celles décrites au point II.1. La cible à détecter est de séquence nommée SEQ ID NO: 6 dans le listage de séquences en annexe. L’haltère utilisé est celui décrit ci-dessus. Le mode opératoire est identique à celui décrit au point II.1. Les courbes d’amplification obtenues sont présentées en Figure 5. Les résultats des Figures 5 et 6 prouvent tout d’abord que l’amplification d’un haltère de formule (II) est fonctionnelle. Ensuite, ils montrent que l’amplification est accélérée du fait de la longueur réduite de l’haltère. La limite de détection atteinte est de 100pM. Cette expérimentation permet donc de valider l’affirmation selon laquelle la portion Int est optionnelle dans l’haltère. I V . Procédé de détection d’une protéine selon la présente invention avec un oligonucléotide de formule (I) . Dans cette expérience, le procédé selon la présente invention est utilisé pour détecter une protéine, la troponine dans un format de type sandwich par amplification LAMP à deux amorces comme schématisé à la Figure 7. Le même protocole que celui décrit au point II.1 est utilisé mais la première sonde ADN est remplacée par un anticorps anti-troponine biotinylé Anti-h cTnI 9701 SPRN-5 (Medix Biochemica). La cible à détecter est maintenant la troponine et non plus une séquence d’ADN. L’haltère de séquence SEQ ID NO: 3 dans le listage de séquences en annexe contient une sonde aptamère spécifique de la troponine. Les résultats obtenus et présentés à la Figure 8 témoignent de la possibilité de la détection de la troponine par le procédé selon la présente invention. V. Autres formes de mise en œuvre du procédé selon la présente invention . V.1. Détection de protéines avec deux aptamères . Le procédé de détection selon l’invention peut également être utilisé pour détecter une protéine dans un format de type sandwich avec deux aptamères spécifiques de la cible. Aussi, la sonde anticorps de l’expérience présentée au point IV ci-dessus est remplacée pour un aptamère biotinylé selon le schéma de principe présenté à la Figure 9. V.2. Détection de miARNs . Une autre cible peut être envisagée: les oligonucléotides ARNs courts ou micro-ARNs (miARNs) comme par exemple les miARNs cardiaques. Comme exposé par Wang et al , 2010 [5], ces séquences ARN semblent être des biomarqueurs intéressants pour le diagnostic des infarctus du myocarde. Le principe est similaire à la détection d’un ADN mais légèrement plus complexe dans la mesure où il s’agit de séquences oligonucléotidiques courtes (entre 20 et 22 nucléotides). Il faut donc établir un sandwich ADN/ARN où le nombre de bases hybridées entre la cible et les sondes est suffisamment important pour garantir la stabilité du complexe. La sonde ADN est donc conçue pour être complémentaire d’une partie de la séquence cible ARN (entre 12 et 16 bases) pour que le complexe formé soit suffisamment stable à température ambiante et puisse subir les rinçages. De même, la sonde haltère contient une séquence de 6 à 10 bases complémentaires de la cible ARN (celles non comprises dans la sonde ADN). La sonde ADN est également complémentaire d’une partie de la sonde haltère (entre 4 et 8 nucléotides complémentaires) ce qui augmente la formation du complexe sonde ADN-miRNA-haltère. Le schéma de principe de la détection des miARNs selon le procédé de la présente invention est présenté à la Figure 10. V.3. Détection de petites molécules . Un autre type de cible qui peut être visé par le procédé de détection selon l’invention est la catégorie des petites molécules. En effet, les petites molécules sont difficilement détectables en raison de leur petite taille et de leur présence en faibles concentrations. Les anticorps ne peuvent pas être utilisés comme sonde. Le modèle de détection de l’adénosine décrit par Melaine et al , 2016 [6], peut être utilisé. Le schéma de principe de détection de petites molécules selon le procédé de la présente invention est présenté à la Figure 11. Références [1] Brevet US6,410,278 publié le 25 juin 2002. [2] Pourhassan-Moghaddam et al , 2013, «Protein detection through different platforms of immuno-loop-mediated isothermal amplification», Nanoscale Research Letters, vol. 8:485, pages 1-11. [3] Du et al , 2016, «A ligation-based loop-mediated isothermal amplification (ligation-LAMP) strategy for highly selective microRNA detection», Chem. Commun., vol. 52, pages 12721-12724. [4] Demande de brevet CN106148549 publiée le 23 novembre 2016. [5] Wang et al , 2010, «Circulating microRNA: a novel potential biomarker for early diagnosis of acute myocardial infarction in humans», Clinical Research, vol. 31, pages 659-666. [6] Melaine et al , 2016, «A nanoparticle-based thermo-dynamic aptasensor for small molecule detection», Nanoscale, vol. 8, page 16947-16954. Procédé pour détecter et éventuellement quantifier un analyte éventuellement présent dans un échantillon liquide, comprenant les étapes suivantes: i) mettre en contact ledit échantillon liquide avec la surface d’un support solide comprenant au moins une zone active sur laquelle au moins une sonde apte à lier ledit analyte est immobilisée; ii) mettre en contact ladite surface avec une solution contenant au moins un oligonucléotide à double structure tige-boucle, capable de se lier audit analyte, ledit oligonucléotide ayant été synthétisé préalablement à ladite mise en contact; iii) laver ladite surface; iv) mettre en contact ladite surface avec deux amorces d’amplification isotherme médiée par des boucles dans des conditions permettant l’amplification dudit oligonucléotide; v) détecter et éventuellement quantifier le produit de l’amplification dudit oligonucléotide. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que ledit oligonucléotide à double structure tige-boucle répond à la formule (I) ou (II) ci-après: dans lesquelles: la portion F1c présente une séquence nucléotidique complémentaire à la séquence nucléotidique de la portion F1 moyennant quoi la portion F1c et la portion F1 s’hybrident pour former la tige de la première structure tige-boucle, la portion F2-F0’ forme la boucle de la première structure tige-boucle, la portion B1 présente une séquence nucléotidique complémentaire à la séquence nucléotidique de la portion B1c moyennant quoi la portion B1 et la portion B1c s’hybrident pour former la tige de la seconde structure tige-boucle, la portion B0’-B2c forme la boucle de la seconde structure tige-boucle, et la portion Int sépare la portion F1 et la portion B1c et comprend au moins un nucléotide. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce que, dans ledit oligonucléotide à double structure tige-boucle de formule (I) ou (II), ladite portion F1 et ladite portion F1c comprennent, chacune, de 10 à 35 nucléotides; ladite portion B1 et ladite portion B1c comprennent, chacune, de 10 à 35 nucléotides; ladite portion F2 comprend de 8 à 25 nucléotides et ladite portion F0’ est telle que la boucle de la première structure tige-boucle comprend de 10 à 70 nucléotides; et/ou ladite portion B2c comprend de 8 à 35 nucléotides et ladite portion B0’ est telle que la boucle de la seconde structure tige-boucle comprend de 10 à 70 nucléotides. Procédé selon la revendication 2 ou 3, caractérisé en ce que, dans ledit oligonucléotide à double structure tige-boucle de formule (I) ou (II), ladite portion F1 et ladite portion F1c comprennent, chacune, 21 nucléotides; ladite portion B1 et ladite portion B1c comprennent, chacune, 25 nucléotides; ladite portion F2 comprend 18 nucléotides; et/ou ladite portion B2c comprend 18 nucléotides. Procédé selon l’une quelconque des revendications 2 à 4, caractérisé en que ledit oligonucléotide à double structure tige-boucle présente au moins une séquence spécifique de l’analyte à détecter ou au moins une séquence complémentaire à une partie de la séquence nucléotidique de l’analyte à détecter lorsque ce dernier est une molécule nucléotidique. Procédé selon la revendication 5, caractérisé en ce que ladite séquence spécifique de l’analyte à détecter ou ladite séquence complémentaire à une partie de la séquence nucléotidique de l’analyte se trouve dans la portion F1, dans la portion F1c, dans la portion B1, dans la portion B1c, dans la portion F0’, dans la portion F2, dans la portion Int, dans la portion B2c, dans la portion B0’, à la fois dans la portion F1c et la portion F2, à la fois dans la portion F2 et dans la portion F0’, à la fois dans la portion F0’ et dans la portion F1, à la fois dans la portion F1c et dans la portion Int pour un oligonucléotide de formule (I), à la fois dans la portion F1c et dans la portion B1 pour un oligonucléotide de formule (II), à la fois dans la portion Int et dans la portion B1c pour un oligonucléotide de formule (I), à la fois dans la portion B1c et dans la portion B0’, à la fois dans la portion B0’ et dans la portion B2c, à la fois dans la portion B2c et dans la portion B1. Procédé selon l’une quelconque des revendications 2 à 6, caractérisé en que ledit oligonucléotide à double structure tige-boucle présente au moins une séquence spécifique de ladite sonde ou une séquence complémentaire à une partie de la séquence nucléotidique de la sonde lorsque cette dernière est une molécule nucléotidique. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que les deux amorces mises en œuvre lors de ladite étape iv) répondent respectivement à la formule (III) et à la formule (IV) ci-après: La portion B2 présente une séquence nucléotidique complémentaire à la séquence nucléotidique de la portion B2c, les portions F1c, F2, B1c et B2c étant telles que définies dans l’une quelconque des revendications 2 à 4. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 8, caractérisé en ce que ledit produit d’amplification est détecté, lors de ladite étape v), par mesure de la turbidité, par une sonde pH, via une électrophorèse sur gel, par un test colorimétrique ou par mesure de fluorescence. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 9, caractérisé en ce que, suite à ladite étape i) et préalablement à ladite étape ii), la surface du support solide est lavée. Oligonucléotide à double structure tige-boucle susceptible d’être mis en œuvre dans le procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 10, ledit oligonucléotide répond à la formule (II) ci-après: dans laquelle la portion F1, la portion F2, la portion F0’, la portion F1, la portion B1c, la portion B0’, la portion B2c et la portion B1 sont telles que définies dans l’une quelconque des revendications 2 à 4.