FR 3106141 A1 20210716 FR 2000158 A 20200109 Procédé de formation de microporteurs (1), comportant : formation de gouttes liquides (12) à partir d'une solution sol-gel (2); dépôts des gouttes, sous forme de liquide, sur un premier support (10), de préférence hydrophobe; déformation des gouttes déposées sur le premier support (10) ; solidification des gouttes par gélification et séchage, de façon à former des microporteurs solides ; e) extraction des microporteurs solidifiés du premier support (10). Figure 1A Microporteurs pour culture cellulaire et procédé de fabrication de microporteurs Le domaine technique de l'invention est la réalisation de microporteurs de taille micrométrique ou millimétriques, propices à l'adhésion et au développement de cellules. ART ANTERIEUR Certains procédés de culture biologique mettent en œuvre des supports de culture, portant des cellules. Les supports sont usuellement désignés par le terme microporteur. Les microporteurs sont disposés en suspension, dans un milieu de culture, l'objectif étant de faire croître les cellules en dehors de leur milieu d'origine. Le milieu de culture est usuellement soumis à une agitation modérée. Cela permet un renouvellement régulier du milieu de culture auquel les cellules sont exposées. Les microporteurs destinés à être placés en suspension dans un milieu de culture prennent souvent la forme de microbilles, réalisées en verre, ou en plastique ou un composé organique, par exemple un polymère (par exemple polystyrène ou un polysaccharide). Généralement, les microbilles ont préalablement fait l'objet d'un traitement de surface, dit fonctionnalisation de surface, de façon à favoriser un greffage des cellules. Il s'agit de favoriser une accroche ou une adhérence de cellules. Les microporteurs sont fréquemment utilisés pour la culture de cellules adhérentes. Ils font alors office de supports, sur lesquels les cellules peuvent se développer et se multiplier. La fonctionnalisation permet d'appliquer un composé propice au greffage de cellules. Il peut s'agir d'un composé biologique (par exemple collagène, gélatine, élastine, Poly D-Lysine, fibronectrine), ou une molécule permettant un apport de charges positives ou négatives en surface (par exemple trimétyl ammonium cationique ou diéthylaminoéthyle). Lorsque les cellules sont mises en suspension dans le milieu de culture, elles se développent à la surface des microporteurs. Elles forment fréquemment, à la surface de ces derniers, des édifices tridimensionnels, usuellement désignés "agglomérats" constitués par une superposition de plusieurs couches de cellules. Il apparaît alors des conglomérats, sous l'effet d'un regroupement d'agglomérats. Il en résulte certains inconvénients : lyse cellulaire : les cellules qui sont au centre des agglomérats ont un accès réduit au milieu de culture, et en particulier à l'oxygène ou aux nutriments présents dans ce dernier. Certaines peuvent subir une lyse, ce qui diminue le rendement de la culture. différenciation cellulaire : dans le cas de la culture de cellules souches pluripotentes, la formation d'agglomérats peut favoriser une différenciation cellulaire non contrôlée. Or, il est généralement souhaitable de conserver les cellules à l'état de cellule souche, ou d'obtenir une différenciation, en un type cellulaire prédéterminé, de façon contrôlée. inhibition de contact : lorsque l'on recherche une synthèse de molécules par culture cellulaire, par exemple des protéines, des facteurs de croissance, des anticorps, la formation d'agglomérats réduit la production. difficulté de décrochage : dans certaines applications, par exemple les applications liées à la thérapie cellulaire, la récupération des cellules est primordiale. Il s'agit de décrocher les cellules des microporteurs, de façon à obtenir des cellules unitaires (cellules isolées les unes des autres), et viables. La formation d'agglomérats rend le décrochage difficile, les cellules récupérées n'étant pas unitaires. De plus, le recours à de tels microporteurs peut engendrer d'autres inconvénients. la fonctionnalisation de surface fait appel à des composés chimiques, pouvant avoir un effet sur le développement des cellules ; la nécessité de recourir à agitation relativement importante dans le milieu de culture, de façon à maintenir les microporteurs en suspension, ce qui peut entraîner un stress cellulaire. L'inventeur a développé un nouveau type de microporteurs, ne comportant pas les désavantages des microporteurs en forme de bille. Les microporteurs conçus par l'inventeur présentent, de plus, des avantages significatifs comme décrit par la suite. Un premier objet de l'invention est un procédé de formation de microporteurs, comportant : formation de gouttes liquides à partir d'une solution sol-gel; dépôt des gouttes liquides sur un premier support, de préférence plan, de préférence hydrophobe; déformation des gouttes déposées sur le premier support; solidification des gouttes par gélification et séchage, de façon à former des microporteurs solides ; extraction des microporteurs solidifiés du premier support. Selon un mode de réalisation, le premier support est hydrophobe. Le premier support est de préférence plan. Le premier support est de préférence rigide. Lors de l'étape b), les gouttes liquides sont de préférence espacées les unes des autres. Selon un mode de réalisation, lors de l'étape c), la déformation des gouttes est un aplatissement. Le procédé peut être tel que l'étape c) comporte un aplatissement des gouttes sur le premier support, l'aplatissement étant obtenu spontanément, au cours du séchage, lors de l'étape d). Selon un mode de réalisation, l'étape c) comporte une application d'un deuxième support, de préférence hydrophobe, sur les gouttes, à distance du premier support, de telle sorte que les gouttes sont interposées entre le premier support et le deuxième support, l'application du deuxième support résultant en un aplatissement des gouttes entre les deux supports, l'espacement entre le premier support et le deuxième support conditionnant l'épaisseur des microporteurs formés lors de l'étape d). De préférence, le diamètre des gouttes formées lors de l'étape a) et l'espacement entre le premier support et le deuxième support prise en compte lors de l'étape c) sont ajustés en fonction d'un diamètre ou d'une plus grande diagonale, parallèlement au premier support, des microporteurs résultant de l'étape e). L'étape d) peut comporter une disposition d'un ensemble, formé au moins par le premier support, les gouttes en cours de gélification et le deuxième support, dans une étuve, de façon à favoriser le séchage. La température de l'étuve peut être comprise entre 30°C et 70°C. L'étuve peut être placée sous vide partiel. De préférence, lors de l'étape c), l'espacement entre le premier support et le deuxième support est compris entre 30 µm et 5 mm. De préférence, le deuxième support est un support plan. De préférence, le deuxième support est hydrophobe. Le deuxième support est de préférence rigide. Lors de l'étape a), les gouttes peuvent être formées à distance du premier support, la distance étant de préférence inférieure à 10 mm. Lors de l'étape a), les gouttes peuvent être formées au contact du premier support. Lors de l'étape a), les gouttes formées peuvent présenter un diamètre compris entre 100 nm et 2 mm. Selon un mode de réalisation, le premier support comporte des premières parties et au moins une deuxième partie, les premières parties étant moins hydrophobes que chaque deuxième partie, chaque première partie étant contournée par une deuxième partie, la deuxième partie formant un contour fermé autour de ladite première partie, de telle sorte que lors de l'étape a), les gouttes sont déposées sur chaque première partie, et s'étendent, le long de chaque première partie, jusqu'au contour de ladite première partie. Selon une possibilité, chaque deuxième partie est hydrophobe et chaque première partie est moins hydrophobe que chaque la deuxième partie qui la contourne. Selon une possibilité, chaque deuxième partie est hydrophobe et chaque première partie est hydrophile. Selon un mode de réalisation, le premier support comporte des premières parties et au moins une deuxième partie, les premières parties étant creuses par rapport à chaque deuxième partie, chaque première partie étant contournée par une deuxième partie, ladite deuxième partie formant un contour, prenant la forme d'une arête, fermée autour de ladite première partie, de telle sorte que lors de l'étape a), les gouttes sont déposées sur chaque première partie, et s'étendent, le long de chaque première partie, jusqu'au contour de ladite première partie. La solution sol-gel peut comporter un composé de fonctionnalisation, propice à une formation d'un agent de greffage à la surface des microporteurs, l'agent de greffage favorisant un greffage avec une espèce biologique prédéterminée ou une espèce chimique prédéterminée. L'espèce chimique prédéterminée peut être une molécule. L'espèce biologique prédéterminée peut être une cellule, ou une protéine, ou un anticorps. Le composé de fonctionnalisation peut être minéral ou organique. La solution sol-gel peut comporter différents composés de fonctionnalisation. Un deuxième objet de l'invention est un microporteur, notamment obtenu par une mise en œuvre d'un procédé selon le premier objet de l'invention. Le microporteur peut comporter une première surface plane et une deuxième surface, la première surface plane et la deuxième surface étant reliées l'une à l'autre par une surface latérale formant une bordure du microporteur. La deuxième surface peut être plane, et parallèle à la première surface. La deuxième surface peut être bombée, et s'étendre face à la première surface. Le diamètre, ou la plus grande diagonale, de la première surface plane et/ou de la deuxième surface est de préférence inférieur à 5 mm ou inférieur à 1 mm, et de préférence supérieur à 5 µm. De préférence, l'épaisseur du microporteur, correspondant à la distance entre la première surface plane et la deuxième surface, est inférieure à 1 mm. Un troisième objet de l'invention est une utilisation d'un microporteur selon le deuxième objet de l'invention pour la culture de cellules, le microporteur étant destiné à être placé en suspension dans un milieu biologique, par exemple un milieu de culture. L'invention sera mieux comprise à la lecture de l'exposé des exemples de réalisation présentés, dans la suite de la description, en lien avec les figures listées ci-dessous. FIGURES La figure 1A représente un exemple de microporteur selon l'invention. La figure 1B montre un autre exemple de microporteur selon l'invention. La figure 1C montre un autre exemple de microporteur selon l'invention. La figure 2A illustre une étape de formation de gouttes sur un premier support, de prférence hydrophobe. La figure 2B schématise une apposition d'un deuxième support, de préférence hydrophobe, face au premier support. La figure 2C est un schéma illustrant la définition d'un angle de contact. La figure 2D schématise un aplatissement d'une goutte au cours d'un séchage. La figure 3 schématise les principales étapes d'un procédé de formation de microporteurs. Les figures 4A à 4C montrent une déformation d'une goutte selon un mode de réalisation particulier. La figure 4D montre des exemples de microporteurs obtenus par le mode de réalisation schématisé sur les figures 4A à 4C. La figure 4E schématise un premier substrat structuré entre des parties hydrophobes délimitées par des zones fortement hydrophobes. La figure 5 montre un exemple de cellules s'étant développées sur des microporteurs. EXPOSE DE MODES DE REALISATION PARTICULIERS On a représenté, sur la figure 1A, un exemple de microporteur selon l'invention. Le microporteur comporte deux surfaces planes, ou considérée comme telles, opposées l'une de l'autre. Ainsi, le microporteur présente une première surface plane, ou sensiblement plane S 1 et une deuxième surface plane, ou sensiblement plane, S 2 . La première surface plane et la deuxième surface plane sont parallèles l'une à l'autre, ou sensiblement parallèle l'une à l'autre. Par sensiblement parallèle, on entend parallèle en prenant en compte une tolérance angulaire, par exemple inférieure ou égale à ± 20°, et de préférence inférieure ou égale à ± 10°. Par surface sensiblement plane, on entend plane, en admettant des éléments de surface présentant un défaut de planéité local, dans une limite de ± 10° par rapport au reste de la surface. La première surface S 1 présente un diamètre Φ, ou une plus grande diagonale, inférieur ou égale à 20 mm, et de préférence inférieur ou égale à 10 mm, et de préférence inférieur ou égale à 1 mm. Il en est de même de la deuxième surface S 2 . Le diamètre Φ est de préférence supérieur à 5 µm ou à 10 µm. Le diamètre Φ est de préférence compris entre 50 µm et 1 mm, et encore de préférence entre 100 µm et 1 mm. La première surface S 1 et la deuxième surface S 2 s'étendent parallèlement à un plan principal P XY . Le microporteur 1 comporte une surface latérale S 3 , s'étendant entre la première surface S 1 et la deuxième surface S 2 . La surface latérale S 3 s'étend selon une épaisseur e autour d'un axe transversal Z perpendiculaire au plan principal P XY . La figure 1A correspond à un mode préféré de réalisation, selon lequel le microporteur 1 présente une géométrie cylindrique de révolution. La première surface S 1 et la deuxième surface S 2 ont une forme circulaire, de révolution, la surface latérale S 3 étant une surface annulaire. D'autres configurations cylindriques sont possibles, par exemple un cylindre de base polygonale, par exemple en forme de quadrilatère, comme représenté sur la figure 1B. Quelle que soit la configuration, l'épaisseur e du microporteur 1 est de préférence : inférieure au cinquième du diamètre (ou de la plus grande diagonale) et de préférence supérieure au dixième, et de préférence au vingtième du diamètre (ou de la plus grande diagonale) Φ. Lorsque le microporteur est cylindrique de révolution, du fait de cette faible épaisseur, un tel microporteur prend la forme d'un disque de faible épaisseur. L'épaisseur et le diamètre sont ajustés de façon à éviter une casse des microporteurs. Ainsi, quelle que soit la configuration, le microporteur se présente essentiellement sous la forme de deux surfaces S 1 et S 2 , s'étendant l'une face à l'autre, l'aire de la surface latérale S 3 étant négligeable. Les deux surfaces S 1 et S 2 peuvent notamment être planes ou sensiblement planes. De préférence, le microporteur est transparent. L'inventeur a fait le choix d'une telle géométrie en raison d'avantages qu'elle confère : une surface spécifique augmentée, par rapport aux microporteurs billes usuellement utilisés dans l'art antérieur. La surface spécifique correspond à la surface disponible par unité de masse : Pour un microporteur sphérique, en verre, dont le diamètre est compris entre 160 µm et 180 µm, la surface spécifique varie entre 340 cm²/g et 360 cm²/g. Pour un microporteur cylindrique de révolution, en verre, la surface spécifique dépend de l'épaisseur e. Pour des épaisseurs de 5 µm, 10 µm et 20 µm, la surface spécifique atteint respectivement 3338 cm²/g, 1722 cm²/g et 888 cm²/g. Sur ce type de microporteur, la surface disponible correspond à l'aire cumulée les surfaces planes S 1 et S 2 . Plus la surface spécifique est élevée, plus la quantité de cellules pouvant être cultivées, par unité de masse de microporteur, l'est également. une meilleure aptitude à la flottaison, du fait de la surface spécifique élevée, conférant une portance élevée. Une conséquence est qu'avec des microporteurs selon l'invention, l'obtention d'une suspension dans le milieu de culture ne nécessite pas autant d'agitation qu'en utilisant des microporteurs billes. Cela réduit significativement le stress des cellules se développant à la surface des microporteurs, du fait d'une portance accrue. En effet, l'impact de l'agitation sur le développement cellulaire a déjà été décrit, par exemple dans la publication Wang. Y "Cell adhesion and mechanical stimulation in the regulation of mesenchymal stem cell differentiation, J. Cell. Mol. Med 17(7), pp 823-832 ou dans la publication Yeats, A. "Bioreactors to influence stem cell fate : augmentation of mesenchymal stem cell signaling pathways via dynamic culture systems", Biochim Biophys Acta, 1830(2), pp 2470-2480. L'inventeur a estimé qu'une agitation plus lente permet une meilleure stabilité de l'environnement cellulaire. Une réduction de l'agitation limite également le risque de choc entre plusieurs microporteurs en suspension dans un même milieu de culture. Cela limite également le stress hydrodynamique auquel sont soumis les cellules. D'autres avantages seront décrits en lien avec les essais expérimentaux réalisés et décrits par la suite. Les microporteurs selon l'invention peuvent être obtenus en mettant en œuvre un procédé de type sol-gel, abréviation de solution-gélification. Il s'agit d'un procédé chimique connu de l'homme du métier, permettant de fabriquer, à basse température, des verres ou des céramiques. Un tel procédé comporte l'utilisation d'une solution sol-gel, formée : d'un précurseur moléculaire de métal ou de métalloïde, par exemple un composé organométallique ou un sel métallique ; d'un solvant organique ; d'eau ; d'un catalyseur acide ou basique. En présence d'eau, un réseau d'oxydes se forme, par le biais de réactions d'hydrolyse-condensation, emprisonnant le solvant organique, de façon à former un gel. Ce dernier subit ensuite un séchage, pour éliminer le solvant organique présent dans le gel. Le séchage peut être de type évaporatif, à une pression inférieure ou égale à la pression atmosphérique, de façon à former un gel sec, usuellement désigné par le terme xérogel, se présentant sous la forme d'un solide monolithique. Le précurseur moléculaire peut par exemple être un composé organométallique de métal ou de métalloïde, par exemple un alcoxyde métallique de formule M(OR)n, où M est un métal ou un métallloïde, et R est un groupe organique. Le métal M peut être par exemple un métal de transition, un lanthanide : il peut s'agir de Ti, V, Cr, Mn, Fe, Co, Ni, Cu, Zn, Y, Zr, Nb, Mo, Ru, Rh, Pd, Ag, Cd, Hf, Ra, W, Re, Os, Ir, Pt, La, Ce, Pr, Nd, Sm, Eu, Gd, Tb, Dy, Er, Yb, Al, Ga, In, Ge, Sn, Pb. L'élément métalloïde peut être choisi parmi Si, Se, Te. R peut être un groupe alkyle, comportant par exemple entre 1 et 10 atomes de carbone, ou un groupe phényle. n est un entier naturel correspondant au nombre de ligands liés à M, qui correspond à la valence de M. Le précurseur moléculaire est placé dans une solution organique, par exemple une solution alcoolique. Le solvant organique peut être un monoalcool aliphatique ou aromatique, ou un diol. La solution sol-gel peut également comporter un catalyseur, et/ou de l'eau, ou des composés permettant d'agir sur la porosité, par exemple un tensioactif. Selon un mode de réalisation, la solution sol-gel comporte un composé de fonctionnalisation, notamment un composé organique, dont la fonction est de former un agent de greffage. Par agent de greffage, on entend une molécule ou un groupe fonctionnel apte à favoriser une accroche, par greffage, d'un élément chimique ou biologique à la surface du xérogel résultant de la mise en œuvre du procédé sol-gel. L'élément chimique ou biologique est prédéterminé. Il peut s'agir d'une molécule, d'une cellule, ou d'une protéine ou d'un autre composé organique, par exemple un facteur de croissance ou un anticorps. Pour les applications liées à la culture cellulaire, l'agent de greffage favorise un greffage d'une cellule, de type prédéterminé. L'agent de greffage peut alors être du collagène, ou de la polylysine, ou une protéine de lait. Cependant, du fait de contraintes réglementaires ou de contrôle qualité, il est parfois préférable d'éviter des molécules d'origine animale. On peut alors utiliser un composé de fonctionnalisation comportant une fonction époxy, cette dernière étant propice à la formation de liaisons chimiques avec des fonctions amines, ces dernières étant présentes dans la plupart des membranes cellulaires. L'incorporation d'une fonction epoxy peut être effectuée par un composé de type glycidoxypropyltrimethoxysilane, usuellement désigné par l'acronyme GPTM. Une fonction amine peut également être intégrée dans le sol-gel, par le biais d'un composé de type APTES (3-aminopropyl-triethoxysilane). Un tel composé permet une formation de charges positives à la surface des microporteurs, ce qui favorise une accroche de cellules présentant des charges négatives surfaciques. Une fonction amine est propice à la formation de liaisons peptidiques avec les acides aminés de la paroi cellulaire. La possibilité d'ajouter un composé de fonctionnalisation dans la solution sol-gel constitue un avantage intéressant, car cela évite de réaliser une fonctionnalisation post fabrication, comme dans les billes de l'art antérieur. Cela permet de fabriquer des microporteurs spécifiques à une application prédéfinie, prenant en compte l'élément chimique ou biologique destiné à se fixer sur les microporteurs, et/ou le milieu dans lequel le microporteur est destiné à être disposé. Un premier exemple de procédé de fabrication d'un microporteur, par procédé sol-gel, est à présent décrit, en lien avec les figures 2A à 2B. Les principales étapes sont représentées sur la figure 3. Etape 100 : formation des gouttes Une solution sol-gel 2, telle que précédemment décrite, est introduite dans un distributeur 3, permettant de former des gouttes 12, et de préférence des gouttes calibrées. Les gouttes sont de préférence de microgouttes, dont le volume est compris entre 5.10 -10 nl et 15 µl. Le diamètre des gouttes formées est de préférence compris entre 100 nm et 5 mm, ou entre 100 nm et 1 mm. Le distributeur 3 est disposé à distance ou au contact d'un premier support. Le premier support 10 est de préférence plan et de préférence hydrophobe. Dans cet exemple, le premier support est un support plan, ce qui correspond à un mode de réalisation préféré : il s'agit d'une plaque rigide. Le caractère hydrophobe d'un matériau peut être caractérisé par un angle de contact θ, tel que représenté sur la figure 2C. L'angle de contact θ est mesuré en présence d'une goutte de la solution sol-gel mise en oeuvre. De préférence, l'angle de contact θ est compris entre 70° et 150°. Cela permet d'éviter un étalement excessif des gouttes sur le premier support. Le matériau formant le premier support 10 peut par exemple être du verre, ou du polypropylène, ou du téflon, ou du silicium. De préférence, le premier support 10 est hydrophobe ou a préalablement subi un traitement hydrophobe. La distance d entre le distributeur et le premier support 10 est de préférence inférieure à 10 cm. Les gouttes peuvent être formées au contact du premier support 10. Plus la distance est proche, meilleure est la précision quant à la localisation des gouttes. Au cours de l'étape 100, les gouttes formées sur le premier support 10 sont espacées les unes des autres. L'espacement entre deux gouttes adjacentes est dimensionné de telle sorte que lors de l'aplatissement des gouttes, résultant de la mise en œuvre de l'étape 110, ces dernières restent espacées les unes des autres. Le fait que le premier support 10 soit hydrophobe permet d'éviter un étalement trop important des gouttes 12. Etape 110 : aplatissement des gouttes Suite à la formation des gouttes, un deuxième support 20, de préférence hydrophobe, est appliqué parallèlement au premier support 10. Le deuxième support 20 est de préférence plan et de préférence rigide. Le deuxième support 20 est appliqué face au premier support 10, en étant espacé de ce dernier d'un espacement ε dépendant de l'épaisseur e des microporteurs que l'on souhaite former. Compte tenu d'un rétreint intervenant au cours d'un séchage (cf. étape 120), l'espacement ε entre le premier support 10 et le deuxième support 20 est supérieur l'épaisseur e des microporteurs 1 résultant de la mise en œuvre du procédé. L'espacement ε entre le premier support 10 et le deuxième support 20 peut être assuré en disposant des espaceurs 30 entre le premier support 10 et le deuxième support 20. L'espacement ε entre le premier support 10 et le deuxième support 20 peut être compris entre quelques µm, par exemple 5 µm, et 5 mm ou, de préférence, entre 50 µm et 2 mm ou 1 mm. L'application du deuxième support 20 conduit à un aplatissement des gouttes 12. Après leur application sur le premier support 10, les gouttes 12 forment rapidement un gel. Il est donc préférable que l'aplatissement soit effectué avant que la gélification ne soit pas trop avancée, dès que l'ensemble des gouttes 12 ont été formées. Aussi, l'étape 110 est mise en œuvre le plus rapidement possible après l'étape 100. Le solvant utilisé dans la composition sol-gel peut être choisi peu volatil, de façon à pouvoir différer l'application du deuxième support 20. On évite ainsi un séchage et une gélification précoce des gouttes qui interviendrait avant l'application du deuxième support 20. Il est également possible d'abaisser la température ou augmenter la pression pour pouvoir retarder la gélification des gouttes déposées sur le premier support 10. Etape 120 : gélification et séchage Au cours de la gélification et du séchage, l'ensemble 40 formé par le premier support 10 et le deuxième support 20 est de préférence placé dans une étuve, de façon à finaliser la gélification et faciliter un séchage du gel. La température de l'étuve peut être par exemple comprise entre 30°C et 80°C. L'étuve peut être placée à une pression inférieure à la pression atmosphérique, par exemple à une pression comprise entre -200 mbar et – 970 mbar par rapport à la pression atmosphérique. Cela accélère significativement le séchage. La durée du passage dans l'étuve peut être comprise entre 10 minutes et 24 heures. Au cours du séchage, le gel résultant de chaque goutte se solidifie, de façon à former un microporteur monolithique solide 1. Ainsi, chaque goutte 12 déposée lors de l'étape 100 entraîne une formation d'un microporteur monolithique solide 1. Durant le séchage, les microporteurs subissent un rétreint, ce qui est un phénomène connu dans le domaine des sol-gel. Ainsi, au cours du séchage, l'épaisseur e de chaque microporteur 1 diminue, la diminution étant par exemple de 50 % lorsque l'épaisseur est de 100 µm ou de 50 µm. Aussi, suite au séchage, les microporteurs 1 ne sont en contact qu'avec un seul support, par exemple le premier support 10 sur lequel ils reposent par gravité. Certains microporteurs peuvent rester accrochés au deuxième support 20. Lorsque le deuxième support 20 est hydrophobe, ces derniers sont aisément retirés. Le fait que chaque support soit hydrophobe facilite une perte du contact entre chaque microporteur et le support qui lui fait face, durant le rétreint. Le support faisant face est le support opposé au support supportant, par gravité, les microporteurs en formation. En effet, en l'absence de traitement hydrophobe, des liaisons, par exemple des liaisons OH, peuvent se former entre le gel et les supports. Cela entraîne un risque de casse lors de la perte de contact, lorsque le microsupport se rétracte sous l'effet du séchage. Le traitement hydrophobe de chaque support limite le risque de casse. Etape 130 : récupération des microporteurs Suite au séchage, les microporteurs 1 peuvent être aisément séparés du premier support 10 ou du deuxième support 20, du fait du caractère hydrophobe de ces derniers. Au cours de la récupération, les microporteurs 1 peuvent être collectés sur un support de récupération, de préférence souple, par exemple une toile. Il peut s'agir d'un filtre poreux en nylon. La porosité est optimisée pour retenir les microporteurs 1 tout en permettant l’élimination de débris, par exemple des résidus de microporteurs s'étant cassés durant la mise en œuvre du procédé, ces derniers traversant le support de récupération. Par exemple, lorsque le diamètre (ou la plus grande diagonale) des microporteurs est égale à 600 µm, la granulométrie du support de récupération peut être de 400 µm. Lorsque le diamètre des microporteurs est de 200 µm, la granulométrie peut être de 150 µm. Le fait que le premier support 10 soit hydrophobe permet d'éviter une formation de liaisons OH entre les microporteurs, résultant de la mise en œuvre du procédé, et le premier support 10. Cela facilite la récupération des microporteurs. Etape 140 : lavage Les microporteurs récupérés lors de l'étape 130, disposés sur le support de récupération, sont lavés, par exemple par un bain dans une solution de lavage permettant d'éliminer des acides résiduels présents dans la solution sol-gel ou d'éventuels précurseurs n'ayant pas réagi. La solution de lavage peut être une solution aqueuse, par exemple une solution aqueuse comportant 50% en masse d'isopropanol. Le procédé peut comprendre successivement plusieurs bains, par exemple deux ou trois bains successifs. Etape 150 : séchage post lavage Suite à l'étape 140, les microporteurs font l'objet d'un séchage. Le séchage peut être effectué à température ambiante ou à une température plus élevée, par exemple jusqu'à 100°C ou au-delà. La température de séchage peut être abaissée si un vide partiel est formé autour des microporteurs. Lors du séchage, les microporteurs peuvent être disposés sur le support de récupération et l'ensemble est placé dans une étuve. Selon une possibilité, le séchage peut être effectué en appliquant différents niveaux de pression successifs dans l'étuve, par exemple en abaissant progressivement la pression. Cela permet de réduire la durée de séchage. La température est par exemple de 50°. La durée du séchage dépend des conditions de température et de pression. Elle peut être comprise entre 10 minutes et 5h, voire davantage. Selon une variante du premier mode de réalisation, les espaceurs 30 disposés entre les deux supports lors de l'étape 110 sont compressibles. Les espaceurs sont dimensionnés de telle sorte que lors de l'apposition du deuxième support 20 face au premier support 10, chaque goutte 12 n'est pas en contact avec le deuxième support 20. Cf. figure 4A. Au cours de l'étape 110, une pression est exercée sur le deuxième support 20, de façon à le rapprocher temporairement du premier support 10. Le deuxième support 20 entre alors en contact avec chaque goutte 12. Cf. figure 4B. Lorsque la pression est relâchée, le deuxième support 20 s'éloigne du premier support 10. Cf. figure 4C. Selon cette variante, l'étape 110 correspond à une déformation de la goutte 12. Lorsque la pression est relâchée, la goutte 12 reste en contact avec le deuxième support 20, par tension superficielle du liquide. Ainsi, lorsque la pression est relâchée, la goutte 12 s'étire selon l'axe transversal Z. Il en résulte une forme de microporteur particulière, comportant un amincissement 1 1 s'étendant entre deux extrémités 1 2 . Lorsque les microporteurs sont cylindriques de révolution, la forme ressemble à celle d'un sablier. La figure 4D est une photographie de microporteurs 1 en forme de sablier obtenus en mettant en œuvre une telle variante. Selon un deuxième mode de réalisation, les gouttes 12 sont déposées sur le premier support 10, comme décrit en lien avec l'étape 100 du premier mode de réalisation. Cf. figure 2A. Contrairement au premier mode de réalisation, lors de l'étape 110, l'aplatissement des gouttes 12 ne résulte pas de l'apposition d'un deuxième support 20. L'aplatissement des gouttes est spontané. Il s'effectue notamment progressivement, au cours du séchage. Cf. figure 2D. Cela permet d'obtenir des microporteurs 1 dont l'épaisseur est comprise entre quelques µm, par exemple 2 µm ou 3 µm, jusqu'à plusieurs µm, voire centaines de µm. Ce mode de réalisation convient particulièrement à l'obtention de microporteurs 1 dont l'épaisseur est fine, typiquement inférieure à 30 µm, voire inférieure à 10 µm. Cela permet de disposer de microporteurs 1 présentant une bonne flottabilité. La géométrie des microporteurs 1 obtenus selon le deuxième mode de réalisation n'est pas aussi cylindrique que celle des microporteurs obtenus selon le premier mode de réalisation. En particulier la face opposée à la face reposant sur le support 10 peut être légèrement bombée. Selon ce mode de réalisation, l'étape 120 de séchage et gélification peut être effectuée à l'air libre, sans passage par une étuve. Le deuxième mode de réalisation convient particulièrement à l'obtention de microporteurs de faible épaisseur, par exemple inférieure à 10 µm. D'une façon générale, le deuxième mode de réalisation permet d'obtenir un ratio diamètre/épaisseur très élevé, ce qui est propice à une bonne flottaison. Le premier mode de réalisation permet une meilleure maîtrise de la planéité des microporteurs. Il convient particulièrement à des microporteurs de diamètres élevés, typiquement supérieurs à 100 µm. Les étapes 130 à 150 du deuxième mode de réalisation sont identiques à celles décrites en lien avec le premier mode de réalisation. Le deuxième mode de réalisation est de préférence mis en œuvre en abaissant la concentration de précurseurs dans la solution sol-gel par rapport au premier mode de réalisation. De préférence, dans le deuxième mode de réalisation, l'angle de contact θ de chaque goutte est plus faible que dans le premier mode de réalisation, cela pour favoriser un étalement de la goutte sur le premier support 10. Pour abaisser l'angle de contact θ, on peut utiliser un solvant présentant une tension spécifique inférieure à celle de l'eau, par exemple un alcool de type éthanol ou isopropanol. On peut également ajouter un tensioactif à la composition sol-gel. Quel que soit le mode de réalisation, le premier support 10 peut être structuré de façon à ce que sous l'effet de l'aplatissement, chaque goutte 12 s'étale, sur le premier support 10, selon une forme prédéterminée, selon la structuration du premier support. Un exemple d'un tel support est représenté sur la figure 4E. La structuration du support 10 permet de former des premières parties 10 1 , destinées à recevoir les gouttes, et des deuxièmes parties 10 2 . Chaque première partie est délimitée par une deuxième partie, de telle sorte qu'une deuxième partie forme un contour fermé autour de chaque première partie. Selon une possibilité le premier support 10 peut être microstructuré, de façon à comporter des premières parties 10 1 creuses de formes préderminées, par exemple des polygones de type quadrilatères ou des hexagones, et délimitées par une arête, formée par une deuxième partie 10 2 . Les gouttes sont déposées sur chaque première partie 10 1 , et s'étendent jusqu'à l'arête délimitant ladite première partie. On obtient ainsi des microporteurs tels que représentés sur les figures 1B ou 1C, dont la forme correspond à la forme de chaque première partie 10 1 . Selon une autre possibilité, la structuration du premier support 10 forme des premières parties 10 1 moins hydrophobes que chaque deuxième partie 10 2 . L'hydrophobie d'un matériau est une notion connue de l'homme du métier et peut être déterminée par une mesure de l'angle de contact. Plus ce dernier est élevé, plus le matériau est hydrophobe à l'égard de la solution formant la goutte. Les premières parties 10 1 peuvent être peu hydrophobes ou hydrophiles. Chaque deuxième partie 10 2 est de préférence hydrophobe. Par peu hydrophobe, on entend une partie dans laquelle l'angle de contact θ est plus faible d'au moins 5° ou 10°, par rapport à l'angle de contact sur la partie la plus hydrophobe. Selon ce mode de réalisation, chaque première partie 10 1 est délimitée par une deuxième partie 10 2 , de telle sorte qu'au cours de l'étape 110, la goutte s'étale le long de la première partie sur laquelle elle a été déposée. Cette variante permet un meilleur contrôle de la forme du microporteur. Elle permet également d'obtenir des microporteurs dont la forme est pilotée par la structuration du premier support 10. Essais expérimentaux. Une première série d'essais a été réalisée, les conditions expérimentales étant décrites ci-après: Distributeur : Vanne de dosage Vermes MDV 3200 A équipée d'une buse Vermes N11-150 pour former des microgouttes sol-gel. Le distributeur était monté sur un robot triaxes Janome 200 mm/200 mm, permettant un déplacement du distributeur parallèlement à un premier support 10. Premier support 10 : plaque de verre 200 mm x 170 mm, épaisseur 6 mm, préalablement traitée hydrophobe par une exposition au dichlorodimethylsilane. Deuxième support 20 : identique au premier support. Espacement ε entre le premier support 10 et le deuxième support: 140 µm. l'espacement est obtenu en disposant des espaceurs 30 de type scotch adhésif. Précurseur : Tétraméthoxysilane 98% (Alfa Aesar). Solvant : Isopropanol Technical (Alfa Aesar). Catalyseur : HCl 6M (Sigma Aldrich). Composé de fonctionnalisation minéral : Hydroxyapatite Ca5(OH)(PO 4 ) 3 (Sigma Aldrich). Composé de fonctionnalisation organique : Collagène bovin de type 1 : 10mg/ml (Vornia Ltd). On a versé, dans un bécher de 50 ml, 10ml de tétraméthoxysilane, maintenu sous agitation à température ambiante. On a préparé une solution de 5ml d'eau déionisée dans laquelle on a ajouté 0.1 ml d'HCl. La solution a été versée lentement dans le bécher contenant le tétraméthoxysilane (10 ml). L'hydrolyse du tétraméthoxysilane étant exothermique, le mélange eau + HCl est versé à raison de 2.5 ml/min. On a ensuite ajouté, dans le bécher, 20 ml d'eau. 3ml d'une solution d'hydroxyapatite a été ajoutée, ainsi que 4 ml de solution de collagène. La solution d'hydroxyapatite a été obtenue par dissolution de 200 mg de poudre d'hydroxyapatite dans 2.5 ml d'eau déionisée et 0.5 ml d'HCl, HCl facilitant une dissolution de la poudre d'hydroxyapatite. La solution sol-gel, dont la préparation est décrite dans le paragraphe précédent, a été introduite dans une seringue de la vanne de dosage, dont les paramètres de réglage sont les suivants : rising : 0.25 ms ; falling : 0.35 ms ; open time : 2 ms ; needle lift : 30 ; delay : 7 ms ; air pressure : 0.5 bar. Ces paramètres sont ajustés au cas par cas par l'homme du métier. Une première plaque de verre hydrophobe, faisant office de premier support 10, a été disposée sur le robot précédemment cité, ce dernier étant programmé pour se déplacer parallèlement à la première plaque de verre, en décrivant des lignes espacées les unes des autres d'une distance de 3 mm. Les gouttes sont formées à une distance de 2 mm de la plaque hydrophobe. L'espacement entre deux gouttes adjacentes, disposées sur une même ligne, était de 2 mm. Le volume de chaque goutte était de 500 nl. Un film adhésif, faisant office d'espaceur 30, a été disposé au niveau des quatre coins de la première plaque de verre. L'épaisseur du fil adhésif était de 0.14 mm. Après que toutes les gouttes ont été formées. Le nombre de gouttes formées était de 5000. Une deuxième plage de verre hydrophobe, faisant office de deuxième support 20, a été disposée délicatement au-dessus de la première plaque de verre, au contact du film adhésif, de façon à aplatir les gouttes, comme décrit en lien avec l'étape 110. Les deux plaques de verre, confinant les gouttes en gélification/séchage, ont ensuite été placées dans une étuve à 50 °C. On a ensuite maintenu la température de 50°C et abaissé progressivement la pression selon 8 paliers de pression, respectivement de -200 mBar, -400 mBar, - 500 mBar, - 600 mBar, - 700 mBar, - 800 mBar, - 900 mBar et – 970 mBar par rapport à la pression atmosphérique. La durée de chaque palier était de 15 minutes. Des microporteurs solides se sont ainsi formés entre les deux plaques de verre, résultant de la gélification et du séchage des billes. Après séchage, les plaques ont été séparées et les microporteurs ont été récupérés sur un filtre poreux de nylon, les pores mesurant 400 µm de diamètre. Le filtre, retenant les microporteurs a été placé dans un cristallisoir, comprenant de l'isopropanol dilué à 50 % (fraction massique) dans de l'eau déionisée, de façon à effectuer un lavage. La durée du lavage était de 2 heures. Le lavage a été répété trois fois. Suite aux lavages, le filtre retenant les microporteurs a été séché dans une étude à 100°C pendant 1h30. Les microporteurs résultant de la mise en œuvre du procédé présentaient une épaisseur de 70 µm et un diamètre de 700 µm. Les microporteurs ont été utilisés pour des applications de culture cellulaire. On a par exemple procédé à une culture de cellules souches issues de tissu adipeux humain (ASC : Adipose-derived Stem Cells). La figure 5 montre une photographie de microporteurs de culture après 72 heures de culture statique dans un milieu de culture de type "mesenchymal stem cell growth medium 2" (Promocell). Le développement de cellules, sur les microporteurs, selon une monocouche a été confirmé par microscopie. Au cours de ces essais, on a observé d'autres avantages conférés par les microporteurs selon l'invention : une surface de culture plane, propice au développement de cellules dans de mêmes conditions que dans des supports de culture de type flasques de culture ou boîtes de Pétri usuellement utilisés. Il s'agit de conditions de culture différentes de celles résultant de microporteurs en forme de bille. En effet, sur ces derniers, la surface de culture est fortement bombée. Sur les microporteurs en forme de bille, les cellules se développent en formant des agrégats. Il est considéré que les cellules tendent à privilégier l'établissement de liaisons entre cellules au détriment de liaisons avec la surface de la bille. Sur les microporteurs présentant des surfaces planes, les cellules se développent en formant une monocouche, car elles privilégient des liaisons avec la surface plane du microporteur. une récupération aisée des cellules cultivées sur chaque microporteur. Les cellules se développent en formant une monocouche, ce qui facilite leur décollement des microporteurs. La séparation des cellules de chaque microporteur peut être facilitée par une enzyme, par exemple TrypLE (Microfischer). une récupération de cellules individuelles (ou unitaires), qui peuvent être utilisées pour être réensemencées pour une nouvelle culture. un comportement, après culture, proche de cellules cultivées en flasques de culture ou en boîte de Pétri. Des essais ont montré qu'après récupération des cellules et leur réensemencement dans un flasque de culture, les cellules s'étendent selon une forme fibroblastique, caractéristique des cellules souches mésenchymateuses. Leur capacité de différenciation ostéogénique, chondrogénique et adipogénique reste intacte. Les cellules restent bien des cellules souches pluripotentes, contrairement à ce qui peut être observé lorsque les cellules forment des agglomérats. En outre, on a observé un taux de cellules sensescentes similaire à celui obtenu lors d'une culture 2D sur flasques classiques ; un taux de cellules viables supérieur à celui obtenu en utilisant des microporteurs en forme de bille, notamment en raison d'un meilleur accès aux nutriments et à l'oxygène du milieu de culture ; une meilleure productivité des cellules, du fait que ces dernières sont cultivées sous la forme de monocouches, sans formation d'agglomérat. On évite ainsi l'inconvénient de l'inhibition de contact décrite en lien avec l'art antérieur. L'invention pourra, à titre non limitatif, être mise en œuvre pour des applications liées à la culture cellulaire. Procédé de formation de microporteurs (1), comportant : formation de gouttes liquides (12) à partir d'une solution sol-gel (2); dépôt des gouttes liquides sur un premier support (10) ; déformation des gouttes déposées sur le premier support (10) ; solidification des gouttes par gélification et séchage, de façon à former des microporteurs solides ; extraction des microporteurs solidifiés du premier support (10). Procédé selon la revendication 1, dans lequel le premier support (10) est hydrophobe. Procédé selon la revendication 1 ou la revendication 2, dans lequel lors de l'étape c), la déformation des gouttes est un aplatissement. Procédé selon la revendication 3, dans lequel l'étape c) comporte un aplatissement des gouttes (12) sur le premier support (10), l'aplatissement étant obtenu spontanément, au cours du séchage, lors de l'étape d). Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans lequel l'étape c) comporte une application d'un deuxième support (20), de préférence hydrophobe, sur les gouttes (12), à distance du premier support, de telle sorte que les gouttes sont interposées entre le premier support et le deuxième support, l'application du deuxième support résultant en un aplatissement des gouttes entre les deux supports, l'espacement (ε) entre le premier support et le deuxième support conditionnant l'épaisseur des microporteurs formés lors de l'étape d). Procédé selon la revendication 5, dans lequel le diamètre des gouttes formées lors de l'étape a) et l'espacement entre le premier support (10) et le deuxième support (20) prise en compte lors de l'étape c) sont ajustés en fonction d'un diamètre ou d'une plus grande diagonale, parallèlement au premier support, des microporteurs résultant de l'étape e). Procédé selon la revendication 5 ou la revendication 6, dans lequel l'étape d) comporte une disposition d'un ensemble (40), formé au moins par le premier support (10), les gouttes (12) en cours de gélification et le deuxième support (20), dans une étuve, de façon à favoriser le séchage. Procédé selon la revendication 7, dans lequel la température de l'étuve est comprise entre 30°C et 70°C. Procédé selon la revendication 7 ou la revendication 8, dans lequel l'étuve est placée sous vide partiel. Procédé selon l'une quelconque des revendications 5 à 9, dans lequel lors de l'étape c), l'espacement entre le premier support (10) et le deuxième support (20) est compris entre 30 µm et 5 mm. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans lequel lors de l'étape a), les gouttes (12) sont formées à distance (d) du premier support (10), la distance étant inférieure à 10 mm. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 10 dans lequel lors de l'étape a), les gouttes sont formées au contact du premier support (10). Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans lequel lors de l'étape a), les gouttes (12) formées présentent un diamètre compris entre 100 nm et 2 mm. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le premier support (10) comporte des premières parties (10 1 ) et au moins une deuxième partie (10 2 ), les premières parties étant moins hydrophobes que chaque deuxième partie, chaque première partie étant contournée par une deuxième partie, la deuxième partie formant un contour fermé autour de ladite première partie, de telle sorte que lors de l'étape a), les gouttes sont déposées sur chaque première partie (10 1 ), et s'étendent, le long de chaque première partie, jusqu'au contour de ladite première partie. Procédé selon la revendication 14, dans lequel : chaque deuxième partie (10 2 ) est hydrophobe et chaque première partie (10 1 ) est moins hydrophobe que la deuxième partie qui la contourne ; ou chaque deuxième partie est hydrophobe (10 2 ) et chaque première partie (10 1 ) est hydrophile. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 13, dans lequel le premier support (10) comporte des premières parties (10 1 ) et au moins une deuxième partie (10 2 ), les premières parties étant creuses par rapport à chaque deuxième partie, chaque première partie étant contournée par une deuxième partie, ladite deuxième partie formant un contour, prenant la forme d'une arête, fermée autour de ladite première partie, de telle sorte que lors de l'étape a), les gouttes sont déposées sur chaque première partie (10 1 ), et s'étendent, le long de chaque première partie, jusqu'au contour de ladite première partie. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans lequel la solution sol-gel comporte un composé de fonctionnalisation, propice à une formation d'un agent de greffage à la surface des microporteurs, l'agent de greffage favorisant un greffage avec une espèce biologique prédéterminée ou une espèce chimique prédéterminée. Procédé selon la revendication 17, dans lequel le composé de fonctionnalisation est minéral ou organique. Procédé selon la revendication 17 ou la revendication 18, dans lequel la solution sol-gel comporte différents composés de fonctionnalisation. Microporteur (1), obtenu par une mise en œuvre d'un procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 19. Microporteur (1), selon la revendication 20, comportant une première surface plane (S 1 ) et une deuxième surface (S 2 ), la première surface plane et la deuxième surface étant reliées l'une à l'autre par une surface latérale (S 3 ) formant une bordure du microporteur. Microporteur (1) selon la revendication 20, comportant une première surface plane (S 1 ) et une deuxième surface (S 2 ) bombée par rapport à la première surface plane, la première surface plane et la deuxième surface étant reliées l'une à l'autre par une surface latérale (S 3 ) formant une bordure du microporteur. Microporteur selon l'une quelconque des revendications 20 à 22, dans lequel : le diamètre, ou la plus grande diagonale, de la première surface plane est inférieur à 5 mm ou inférieur à 1 mm, et supérieur à 5 µm , et/ou le diamètre, ou la plus grande diagonale de la deuxième surface plane est inférieur à 5 mm ou inférieur à 1 mm, et supérieur à 5 µm. Microporteur selon la revendication 23, dans lequel l'épaisseur du microporteur, correspondant à la distance entre la première surface plane et la deuxième surface, est inférieure à 1 mm. Utilisation d'un microporteur selon l'une quelconque des revendications 19 à 24 pour la culture de cellules, à l’exclusion des cellules souches embryonnaires d’origine humaine, le microporteur étant destiné à être placé en suspension dans un milieu de culture.