FR 3102187 A1 20210423 FR 1911597 A 20191017 La présente invention décrit une méthode d’obtention de sphéroïdes de cellules différenciées, en particulier d’adipocytes dénués de matrice exogène. Ces sphéroïdes sont particulièrement adaptés pour la mise en œuvre d’études métabolique de composés tests en mimant au mieux le fonctionnement d’un organe in vivo tel que le tissu adipeux par exemple. PROCEDE D’OBTENTION DE SPHEROIDES DE CELLULES La présente invention concerne le domaine de la culture cellulaire, en particulier, la culture de cellules tridimensionnelle, leurs procédés et utilisations. Des études toxicologiques sur la base de cultures cellulaires bidimensionnelles ont été utilisées pour examiner les effets des médicaments sur le métabolisme des cellules, l'activité des enzymes, etc. Bien que la capacité de développer des cellules en couches plates soit simple et permette d’étudier divers aspects de la physiologie cellulaire, elles ne permettent pas de rendre compte de la complexité et de l’architecture d’un organe entier. En particulier, dans un modèle 2D, la matrice extracellulaire, les interactions inter-cellulaires et avec la matrice, permettant de refléter la complexité des fonctions cellulaires, sont absentes. Les systèmes de culture tridimensionnels peuvent former un tissu fonctionnel présentant des caractéristiques proches des structures in vivo. La culture cellulaire tridimensionnelle permet aux cellules d'interagir avec leur environnement dans les trois dimensions et est et reflète mieux le fonctionnement intégré d’un organe. Les industries de la santé, de la nutrition, de la cosmétique et de l’esthétique font face à des évolutions de leur environnement. D’une part, l’endurcissement de la réglementation, interdisant par exemple les tests sur animaux en Cosmétique et d’autre part, l’évolution des attentes des consommateurs vers des produits plus efficaces, aux résultats scientifiquement prouvés, motivent les industriels à trouver de nouveaux leviers d’innovation et des outils plus pertinents pour évaluer leurs produits, comprendre leurs mécanismes d’action et optimiser leur efficacité. D'autres modèles tridimensionnels tels que des modèles sphéroïdes du foie ont été décrits. Les sphéroïdes hépatiques peuvent être composés de plusieurs types de cellules initialement utilisés dans des cultures bidimensionnelles pour tester des molécules xénobiotiques ainsi que leur métabolisation hépatique. La culture cellulaire 3D peut produire des structures tissulaires et cellulaires spécifiques et imiter les fonctions et les réponses de tissus réels aux stimuli externes et ce d'une manière plus pertinente que les modèles de culture bidimensionnelle. La production reproductible de sphéroïdes cellulaires 3D est très demandée. Jusqu'à présent, différentes techniques (à base de supports protéiques ou polysaccharidiques (scaffold) ou via des inducteurs chimiques) ont été utilisées pour la formation de sphéroïdes. La technique de recouvrement liquide (LOT) est l'une des méthodologies les plus explorées, en raison de son faible coût et la manipulation facile. Cette technique a été largement étudiée afin d'améliorer son potentiel d'application dans l'analyse à haut débit. Dans un domaine particulier, et face notamment à la progression des problèmes de surcharge pondérale et au vieillissement accéléré de la population, le tissu adipeux dit graisseux, qui est le siège d’altérations majeures au cours de ces processus physiopathologiques est devenu une des cibles majeures de la recherche industrielle. Les industriels considèrent désormais la recherche sur le tissu adipeux comme un axe d’innovation et souhaitent de plus en plus l’intégrer dans le développement de leurs produits afin d’en tirer un avantage concurrentiel sur le marché. Le tissu adipeux est un tissu de très grande hétérogénéité cellulaire, renfermant notamment des adipocytes matures responsables du stockage des lipides et de leur libération lors de besoins énergétiques ainsi que des précurseurs de ces cellules, les préadipocytes, qui seront recrutés pour la formation de nouveaux adipocytes et qui participent aux altérations du tissu au cours de l’obésité et du vieillissement. Les préadipocytes, contrairement aux adipocytes, sont des cellules aux propriétés adhérentes et faciles à cultiver en conditions classiques de culture cellulaire en système bidimensionnel. En revanche, ces conditions de culture en 2D requièrent un nombre important de cellules, des ressources matérielles non négligeables, un temps long de culture (deux semaines) sans permettre une maturation optimale de ces cellules et avec en plus un risque important de décollement de cellules en fin de culture. Ainsi, le préadipocyte est devenu une cible d’action des produits de santé et de beauté compte tenu de son rôle dans l’expansion de la masse adipeuse et dans les processus fibro-inflammatoires qui caractérisent les dépôts adipeux des personnes en surcharge pondérale, des zones de cellulite ou encore des peaux âgées. Dans le cas des préadipocytes, les cultures en système 3D existantes intègrent une matrice protéique de nature collagénique le plus souvent ou impliquent des techniques complexes et couteuses. Ho & al., PLOS one, 2012, vol. 7, décrivent la formation de sphéroïdes de cellules cancéreuses de cancer du sein par la technique de « liquid overlay cultivation ». Emon MP et al., Endocrinology ; 2015 Dec, décrit une technique de culture cellulaire en 3D simple et reproductible qui permet de différencier des pré-adipocytes viscéraux de souris en adipocytes. Les pré-adipocytes sont intégrés dans un gel de collagène à une concentration de 300 000 cellules par puits pour 500µl de gel. Daya S et al., Differentiation, 2007, p360-370, décrit l’utilisation d’un système de culture en trois dimensions pour la culture et la différenciation de pré-adipoyctes de souris contenus dans un gel de collagène. Les cellules ont été ajoutées au gel de manière à contenir 105 cellules / ml de gel puis le mélange est déposé dans une plaque 24- puits. Au fond des puits était déposée une lamelle de verre de 13mm pour retirer plus facilement le gel de collagène à la fin de différenciation. Louis F, Biotechnol Bioeng, 2017, volume 114, divulgue l’utilisation d’un hydrogel bio-fonctionnalisé contenant des composants de la matrice extracellulaire adipeuse tels que le collagène I, collagène VI et le domaine de liaison cellulaire de la fibronectine, qui permet la culture 3D d'adipocytes matures issus des lignées cellulaires de pré adipocytes, acquérant une organisation de type in vivo, en formant des sphéroïdes multicellulaires d’adipocytes. J.Borges, Mimimally Invasive Therapy & Allied technologies, 2007, volume 16, décrit une méthode de co-culture cellulaire en 3D de préadipocytes et de cellules endothéliales pour permettre l’étude de leurs interactions dans un contexte de prolifération et d’angiogenèse. Les préadipocytes et les cellules endothéliales ont été cultivés en 3D au sein d’une matrice de fibrine dans des plaques 96 puits non adhérents (à fond rond concave) pour permettre leur regroupement en sphéroïdes. Dans Korff & Augustin, Journal of Cell Biology, 1998, volume 143, la technique utilisée pour générer des sphéroïdes endothéliaux est une méthode chimique. En effet, il est décrit dans le Matériel et Méthodes de ce document que les cellules sont mises en suspension dans des boites de culture, dans du milieu de culture qui contient du méthocel (20%), dans des conditions de températures à 37°C, 5% de CO2 et 100% humidité. Ces conditions permettent l’agrégation des cellules en moins de 4 heures. Il est décrit que « La variation de la concentration en méthocel au cours de la formation de sphéroïdes a donc été utilisée pour contrôler la taille moyenne des sphéroïdes », ce qui confirme le fait que le méthocel est l’agent de formation des sphéroïdes obtenus dans ce document. Turner, Biotechnologies & Bioengineering, 2013, volume 111, décrit un mode de culture cellulaire en 3D de cellules préadipocytaires qui seront induites en différenciation pour devenir des adipocytes. Cette culture de pré-adipocytes en 3D se fait dans des plaques de 24 puits ronds à fond plat avec un substrat composé d’un polymère artificiellement fabriqué : « elastin-like-polypeptide ELP » associé à un autre polymère synthétique : « polyethyleneimine PEI ». Bhang & Cho, Biomaterials, 2011, vol. 32 p.2734-374, traite de l’efficacité accrue de l’angiogenèse suite à la greffe de sphéroïdes formés à partir de cellules souches dans un tissus ischémique. Les sphéroïdes sont obtenus en plaçant la culture cellulaire dans une flasque qui subit une agitation d’environ 70 rpm durant 3 jours. Ce document décrit l’obtention de sphéroïdes par un inducteur mécanique qui se trouve être l’agitation de la flasque pendant plusieurs jours. WO2016069892 A1, décrit un système permettant la culture 3D de cellules telle que des sphéroïdes. Ce système comprend une plaque composée de micro puits ou de puits qui ont une forme permettant la formation de sphéroïdes lorsque des cellules sont en culture, contenues dans un dispositif de culture tel qu’une flasque de culture. De plus ils sont structurés et agencés pour permettre le mouvement du liquide dans et hors du puits sans emprisonner de l’air entre le substrat et le liquide ou gouttelettes lipidiques qui sont introduites dans les puits, grâce à leurs structures capillaires. De manière générale, les techniques décrites dans l’état de la technique impliquent soit l’utilisation d’inducteurs de sphéroïdisation chimiques, soit de support matriciel (scaffold) exogène, soit de techniques complexes ou longues nécessitant plusieurs jours de manipulation afin d’obtenir les sphéroïdes. La présente invention vise ainsi la fourniture d’un procédé simple et rapide d’obtention de sphéroïdes de cellules indifférenciées et/ou différenciées, en particulier de sphéroïdes de préadipocytes voire encore de sphéroïdes d’adipocytes. La présente invention fournit un outil précieux pour étudier l’impact de composés dans un système de culture cellulaire tridimensionnel qui est plus proche, et devrait donc être plus prédictif, de la situation clinique et offre une solution tridimensionnelle unique, simple et peu coûteuse. C’est ainsi que, selon un premier mode de réalisation, la présente invention fournit un procédé d’obtention de sphéroïdes de cellules indifférenciées comprenant les étapes suivantes : Fourniture de cellules indifférenciées isolées et amplifiées Ensemencement des cellules indifférenciées dans un contenant dont le fond a un profil arrondi concave, contenant un milieu de culture adapté, Au moins deux centrifugations dudit contenant avec rotation de 160 à 200°, avantageusement 180°, autour d’un axe perpendiculaire au plan dudit contenant entre chaque centrifugation, Ensemencement et incubation des sphéroïdes de cellules indifférenciées néo formées dans des conditions favorisant la formation complète de sphéroïdes. La première étape consiste en ou comprend la fourniture de cellules indifférenciées isolées et amplifiées. Par l’expression cellules indifférenciées, on entend des cellules indifférenciées que l'on trouve au sein de tissus qui sont composés en majorité de cellules différenciées dans la plupart des tissus et organes adultes. Ces cellules indifférenciées sont généralement des cellules multipotentes, en particulier ce sont des cellules souches mésenchymateuses. Les cellules mésenchymateuses peuvent donner des adipocytes, des ostéocytes et des chondrocytes. Elles sont capables de donner naissance à différentes lignées cellulaires d'un tissu donné. Ces cellules souches multipotentes sont présentes dans l'embryon ou dans l’organisme adulte, elles sont à l’origine de plusieurs types de cellules différenciées mais conservent leur capacité à s'autorenouveler. Les cellules souches mésenchymateuses peuvent donner naissance à plusieurs types de cellules, et elles sont déjà engagées dans une certaine direction. Leurs potentialités sont donc plus restreintes que celles des cellules souches embryonnaires. Les cellules hématopoïétiques des mammifères, par exemple, donnent des globules rouges, des plaquettes, des lymphocytes T ou B, des macrophages, mais elles ne peuvent pas donner des cellules musculaires. Un autre exemple de cellules souches multipotentes est apporté par les cellules de la crête neurale qui émigrent du tube neural au cours de l'embryogénèse et qui donnent notamment naissance aux mélanocytes, aux neurones et aux cellules gliales du système nerveux périphérique. Selon un mode particulier de l’invention encore, les cellules indifférenciées sont des préadipocytes. Les préadipocytes sont des cellules indifférenciées mais déterminées, découlant de cellules souches mésenchymateuses, et qui peuvent être stimulées pour donner des adipocytes. Selon un mode particulier de l’invention encore, les cellules indifférenciées sont des fibroblastes. Selon un autre mode particulier de l’invention encore, les cellules indifférenciées sont des cellules de la fraction stroma vasculaire du tissu adipeux. Selon un mode de réalisation de l’invention, les cellules indifférenciées proviennent d’un ou plusieurs individus humains, en particulier adultes. Selon un mode particulier et préférentiel, les cellules indifférenciées ne sont pas des cellules indifférenciées embryonnaires. L’étape b) du procédé selon l’invention prévoit l’ensemencement, dans un milieu de culture adapté, des cellules indifférenciées obtenues à l’étape précédente, dans un contenant dont le fond à un profil arrondi concave. Le milieu de culture adapté correspond à un milieu de culture permettant la survie des cellules et contient les éléments nutritifs spécifiques au type cellulaire. Par exemple, un milieu de culture adapté peut être un milieu EMEM ou DEMEM supplémenté en sérum de veau fœtal (environ 10% en masse) ou ECBM supplémenté avec de la sérum albumine bovine (environ 3% en masse). Il peut aussi s’agir de milieu riche pour culture de cellules de mammifère et de préférence tel qu’il contient les acides aminés tels que alanine, asparagine, acide glutamique, et proline ; les vitamines telles que B8 et B12, les acides gras tels que linoléique et lipoïque, et des bases azotées telle thymidine ; il peut s’agir de préférence du milieu DMEM/F12 commercialisé par la Société Life Technologies ou du milieu ECBM commercialisé par Promocell. Dans le cas où les cellules indifférenciées sont des préadipocytes, le milieu de culture adapté est un milieu tel que EMEM ou DMEM enrichi en sérum de veau foetal. Un milieu EMEM ou Eagle's minimal essential medium (EMEM) ou milieu minimum essentiel de Eagle, est un milieu de culture cellulaire mis au point par Harry Eagle et utilisé pour l'apport d'éléments nutritifs nécessaires au maintien et à la prolifération de différents types de cellules in vitro. Un tel milieu contient des acides aminés, des sels (chlorure de potassium, sulfate de magnésium, chlorure de sodium et du dihydrogénophosphate de sodium), du glucose et des vitamines (acide folique, nicotinamide, riboflavine et vitamine B12 par exemple). Une variation du EMEM existe, il s'agit du DMEM (pour Dulbecco/Vogt modified Eagle's minimal essential medium). Il contient approximativement quatre fois plus de vitamines et d'acides aminés que dans la formule originale et de deux à quatre fois plus de glucose. En outre, il peut contenir du fer également. Le milieu DMEM est approprié pour presque tous les types de cellules, comprenant les cellules humaines, de singe, de hamster, de rat, de souris, de volaille et de poisson. Le contenant de l’étape b) est un contenant dont le fond présente un profil arrondi concave. Les inventeurs ont en effet constaté que la formation des sphéroïdes via l’étape c) de centrifugation était obtenue par la combinaison de cette centrifugation et d’un profil arrondi concave du contenant d’ensemencement de l’étape b). A titre d’exemple un tel contenant dont le fond présente un profil arrondi concave correspond à un puits tel que ceux que l’on trouve sur les plaques de culture cellulaire comprenant une pluralité de puits, en particulier les plaques de culture 96 puits. On peut citer de manière avantageuse les plaques de culture microplaques Corning® ULA comprenant 96 ou 384 puits par exemple. De manière avantageuse, le contenant est traité « low attachment » ou « ultra-low attachment « afin de réduire l’adhésion cellulaire. L’étape c) du procédé selon l’invention comprend au moins deux centrifugations dudit contenant avec rotation de 160 à 200°, avantageusement 180°, autour d’un axe perpendiculaire au plan dudit contenant entre chaque centrifugation. De manière avantageuse, le nombre de centrifugation est de trois, voire de 4, voire encore de 5. Entre chaque centrifugation, le contenant, ou encore préférentiellement la plaque de culture cellulaire comprenant une pluralité de puits, subit une rotation d’un angle de l’ordre de 160 à 200°, plus particulièrement de 180°, autour d’un axe perpendiculaire au plan dudit contenant. Cette centrifugation peut être réalisée à l’aide d’une centrifugeuse de paillasse, particulièrement une centrifugeuse pour plaque de culture cellulaire comprenant une pluralité de puits. A titre d’exemple on peut citer les centrifugeuses de microplaques, par exemple une centrifugeuse munie d'un rotor vertical à double position, qui prend en charge une vaste gamme de plaques. Le rotor dispose de guides de plaques pour maintenir les plaques en position verticale et éviter qu'elles ne penchent vers le rotor. On peut aussi citer la centrifugeuse de la société MBI, PlateFuge® MicroCentrifuge pour plaques. C'est une centrifugeuse avec un rotor swing pour des microplaques. La chambre du rotor facilement accessible comprend deux supports de plaques inclinés à l’arrêt (angle de 75°). Cela permet aux plaques d'être insérées en toute confiance sans bandes ou capsules de bouchage. Lors de la fermeture du couvercle de la centrifugeuse, le rotor accélère et la force centrifuge permet de plaquer les plaques dans une position verticale. L’étape de centrifugation dure en moyenne quelques minutes, en particulier entre 1 et 10 minutes, en particulier entre 1 et 5 minutes, plus particulièrement encore entre 1 et 3 minutes. La force de centrifugation est comprise entre 100 et 500 g pendant la durée de la centrifugation, en particulier aux environ de 200 à 400 g, plus particulièrement 200 à 300 g environ. Selon un mode particulier de réalisation de l’invention, l’étape c) de centrifugation est réalisée/répétée 2 à 12 fois, en particulier 2 à 10 fois, voire encore 2 à 8 fois, plus particulièrement encore 2 à 6 fois, voire plus particulièrement 2 à 4 fois. La combinaison de plusieurs centrifugations avec une rotation du contenant, i.e. de la plaque, entre chaque centrifugation, associées au fond arrondi convexe permet la formation des sphéroïdes et ce sans ajout d’agent chimique, de support matriciel protéique ou polysaccharidique. De surcroit, la formation des sphéroïdes ne nécessite pas plusieurs jours ; elle est réalisée en quelques minutes, voire quelques heures. Les sphéroïdes néo-formés sont ensuite ensemencés. L’étape d) vise ainsi l’ensemencement et l’incubation des sphéroïdes de cellules indifférenciées néo formés dans des conditions favorisant la formation complète de sphéroïdes. De manière avantageuse, que les conditions de l’étape d) d’incubation des sphéroïdes de de cellules indifférenciées néo formés correspondent à une température comprise entre 36°C et 38°C et préférentiellement aux alentours de 37°C et à un pourcentage de CO2 compris entre 3 et 6 % et préférentiellement aux alentours de 5%. La formation complète des sphéroïdes est contrôlée par l’évaluation de la forme, de l’intégrité et de la croissance des sphéroïdes par imagerie en plaque en lumière transmise et mesure de l’aire (selon méthode décrite dans « Scaffold-free generation of uniform adipose spheroids for metabolism research and drug discovery ». Klingelhutz A.J. et al. 2018 ; Nature Scientific Reports – 8 :523.). Selon un mode de réalisation, le procédé selon l’invention vise l’obtention de sphéroïdes de cellules différenciées comprenant les étapes a à d citées plus avant et comprend en outre les étapes supplémentaires suivantes : Différenciation des sphéroïdes de cellules indifférenciées totalement formés en sphéroïdes de cellules différenciées dans un milieu de différenciation, Obtention des sphéroïdes de cellules différenciées. L’étape de différenciation est effectuée selon les techniques classiques et connues de l’homme du métier et ce selon le type cellulaire. Selon un mode particulier de réalisation, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que les cellules indifférenciées sont des pré-adipocytes, que les cellules différenciées sont des adipocytes et en ce que le milieu de l’étape e) conduisant à la différenciation des sphéroïdes de pré-adipocytes en sphéroïdes d’adipocytes comprend un tampon, un corticoïde, un inhibiteur de phosphodiestérase, un antidiabétique, un capteur de fer, et au moins une hormone. De manière particulière, le milieu est un mélange d’Hépès, d’insuline, de T3, de Dexaméthasone, de transferrine, de rosiglitazone et d’IBMX. Ainsi, dans un mode de réalisation particulier où le procédé selon l’invention vise à l’obtention de sphéroïdes d’adipocytes, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que le tampon est choisi dans le groupe comprenant le bicarbonate et l’hépès, préférentiellement l’hépès et à une concentration comprise entre 5 et 30 mM, préférentiellement entre 10 et 20 mM. Selon un mode de réalisation particulier où le procédé selon l’invention vise à l’obtention de sphéroïdes d’adipocytes, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que l‘hormone est choisie dans le groupe comprenant l’insuline et l’hormone thyroïdienne T3, seule ou en mélange, préférentiellement en mélange, à des concentrations comprises entre 10 et 100nM, préférentiellement entre 30 et 60 nM pour l’insuline et entre 0.1 et 2nM, préférentiellement entre 0.5 et 1.5nM pour l’hormone thyroïdienne T3. Selon un mode de réalisation particulier où le procédé selon l’invention vise à l’obtention de sphéroïdes d’adipocytes, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que le corticoïde est choisi dans le groupe comprenant bétaméthasone, dexamethasone cortivazol, et leurs mélanges, préférentiellement la Dexamethasone à une concentration finale comprise entre 50 et 200 nM, préférentiellement entre 80 et 120nM. Selon un mode de réalisation particulier où le procédé selon l’invention vise à l’obtention de sphéroïdes d’adipocytes, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que le capteur/transporteur de fer, notamment la transferrine, est à une concentration comprise entre 0.01 et 0.2 µg/ml, préférentiellement entre 0.05 et 0.15µg/ml. Selon un mode de réalisation particulier où le procédé selon l’invention vise à l’obtention de sphéroïdes d’adipocytes, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que l’antidiabétique est choisi dans le groupe comprenant pioglitazone, rosiglitazone, troglitazone, ainsi que leurs mélanges, préférentiellement le rosiglitazone à une concentration finale comprise entre 50 et 200nM, préférentiellement entre 80 et 120 nM. Selon un mode de réalisation particulier où le procédé selon l’invention vise à l’obtention de sphéroïdes d’adipocytes, le procédé selon l’invention est caractérisé en ce que l’inhibiteur de phosphodiesterase non sélectif est choisi dans le groupe comprenant la caféine, la théophylline, le 3-isobutyl-1-methylxantine (IBMX) et leurs mélanges, préférentiellement l’IBMX à une concentration comprise entre 5 et 35 µM, préférentiellement entre 15 et 25µM. En effet les sphéroïdes obtenus selon l’invention constituent un modèle d’étude optimal car réalisé à partir de cultures primaires de cellules, c’est-à-dire des cellules qui sont issues directement de tissus humains frais, et placées dans des conditions qui miment au mieux les conditions physiologiques que l’on retrouve in vivo , dans le corps humain. Ceci s’oppose aux modèles mettant en oeuvre des cellules dites « immortalisées ». Le métabolisme de ces cellules est modifié artificiellement pour faciliter leur manipulation et la variabilité des résultats, ce qui, en revanche, engendre des caractéristiques différentes, plus éloignées du vivant et introduit un biais dans les études. En outre, l’absence de matrice exogène pour la formation de ces sphéroïdes renforce encore cet avantage technique et biologique puisque toute étude sur les processus de remodelage matriciel de ces cellules ne sera pas biaisée par des composants étrangers ajoutés pour la formation des sphéroïdes. Les sphéroïdes obtenus selon l’invention peuvent être avantageusement utilisés pour des protocoles de criblage biologique et de produits c’est-à-dire soit pour mettre en évidence un effet biologique d’un produit donné soit pour identifier un produit d’intérêt à partir d’une banque de produits test. L’invention vise ainsi l’utilisation des sphéroïdes ainsi obtenus selon l’invention aux fins d’évaluation de composés test. La présente invention fournit ainsi un procédé d’évaluation de propriétés pharmacologiques de composés tests comprenant les étapes suivantes : Fournir des sphéroïdes de cellules différenciées obtenus par un procédé selon la présente invention ; Mettre en contact un composé test avec les sphéroïdes ; Evaluer l’impact du composé test sur au moins un paramètre physiologique ou morphologique des cellules des sphéroïdes. De manière particulièrement avantageuse, les sphéroïdes selon l’invention permettent des études de composés tests dans différents domaines, qu’il s’agisse du secteur cosmétique pour évaluer des composés ou actifs visant à la gestion du poids et de la silhouette, des produits anti-âge, anti-pollution ou encore axés sur la qualité de la peau et des cheveux. Est aussi concerné le secteur de la nutrition santé pour ce qui concerne les compléments alimentaires aux propriétés similaires à celles concernant le domaine cosmétique ainsi que les produits concernant la nutrition sportive ou encore les défenses immunitaires. Enfin, le secteur pharmaceutique est aussi particulièrement visé avec les produits ciblant les phénomènes de surcharges pondérales, d’obésité ou encore les troubles métaboliques associés comme le diabète par exemple. De manière avantageuse encore, les sphéroïdes selon l’invention peuvent être utilisés dans le domaine de la médecine esthétique afin d’évaluer de produits de comblement tels que des fillers comprenant des polymères organiques polysaccharidiques ou protéiques par exemple. EXEMPLE de Procédé d’obtention de sphéroïdes de préadipocytes : PRINCIPE : Ensemencer les préadipocytes humains isolés du tissu adipeux en 3D pour former des sphéroïdes. MATERIELS : - Plaque 96 puits fond rond (7007 - Costar) - Milieu de culture des préadipocytes 37°C (DMEM 10% Sérum de Veau Foetal (SVF) 1% PS) - Microscope Centrifugeuse ABREVIATIONS : DMEM : Dulbecco’s Modified Eagle Medium AU PREALABLE : Les préadipocytes sont isolés de tissu adipeux humain, à partir de biopsies ou plasties de tissu adipeux humain ou encore de produit de liposuccion. Le tissu est découpé et broyé ou aspiré avec une pipette à bout cassé afin d’assurer séparation des cellules. Une solution de collagénase est ajoutée pour faciliter la séparation des cellules. Les cellules sont prélevées en évitant le sang et/ou la couche d’huile qui pourrait s’être formée suite à éclatement des adipocytes. Les cellules sont lavées avec du PBS et subissent plusieurs centrifugations/lavages, aux environs de 300 à 500 g, pour éliminer débris cellulaires et globules rouges. Les cellules sont lavées avec du PBS. Après deux centrifugations/lavages, le culot de cellules est mis en suspension dans le milieu de culture de préadipocytes. Les cellules sont ensuite ensemencées en flasque T175 à raison de 5 à 10 millions de cellules par flasque. Le lendemain, Lles cellules sont ensuite lavées avec du PBS et remises en culture avec le milieu de culture de préadipocytes. A confluence, les cellules sont traitées à la trypsine pour bien les décoller ; puis du milieu de culture de préadipocytes est ajouté pour neutraliser l’action de l’enzyme et les cellules remises en suspension. Elles sont prêtes pour le protocole d’obtention de sphéroïdes. PROTOCOLE POUR OBTENTION SPHEROIDES : 1- Dans une plaque 96 puits fond rond, ensemencer les préadipocytes à 1000 cellules par puits dans 150 μL de milieu DMEM 10% SVF 2- Centrifuger la plaque à 200g pendant 2 minutes à température ambiante 3- Tourner la plaque et répéter l’étape 2 : 4 fois 4- Après les centrifugations, vérifier la bonne agrégation des préadipocytes (début de formation du sphéroïde) et incuber à 37°C 5% CO2 pendant une nuit 5- Le lendemain, vérifier la bonne formation des sphéroïdes 6- Le surlendemain de l’ensemencement, débuter le traitement de différenciation (Tableau 1 ci-dessous pour la préparation du milieu de base et le Tableau 2 ci-dessous pour le milieu de différenciation). Le milieu est déposé doucement au bord du puits pour ne pas désintégrer le sphéroïde. Tableau 1 : Milieu de base pour la différenciation. Concentration finale DMEM/F12 sans rouge de phénol QSP Biotine 33 µM Calcium Panthoténate 17 µM Pénicilline - Streptomycine 1% (100U/mL) Glutamine stabilisée 2,5mM Tableau 2 : Milieu de différenciation Volume Concentration finale dans le puits Milieu de base 10 mL Hépès 10 à 30 mM 30 à 80 nM 0.5 à 2 nM 80 à 150 nM 0.05 à 2 μg/ml 50 à 120 nM 10 à 30 μM Insuline T3 Dexaméthasone Transferrine Rosiglitazone IBMX 7- Changer les milieux tous les 2-3 jours et observer les sphéroïdes tous les jours pour vérifier leur bonne tenue. 8- Arrêter la différenciation si les sphéroïdes commencent à se désagréger. Procédé d’obtention de sphéroïdes de cellules indifférenciées comprenant les étapes suivantes : a. Fourniture de cellules indifférenciées isolées et amplifiées b. Ensemencement des cellules indifférenciées dans un contenant dont le fond a un profil arrondi concave, contenant un milieu de culture adapté, c. Au moins deux centrifugations dudit contenant avec rotation de 160 à 200°, avantageusement 180°, autour d’un axe perpendiculaire au plan dudit contenant entre chaque centrifugation, d. Ensemencement et incubation des sphéroïdes de cellules indifférenciées néo formés dans des conditions favorisant la formation complète de sphéroïdes, caractérisé en ce que lesdites cellules indifférenciées ne sont pas des cellules embryonnaires humaines. Procédé d’obtention de sphéroïdes de cellules différenciées comprenant les étapes a à d selon la revendication 1 et comprenant en outre les étapes supplémentaires suivantes : e. Différenciation des sphéroïdes de cellules indifférenciées totalement formés en sphéroïdes de cellules différenciées dans un milieu de différenciation, f. Obtention des sphéroïdes de cellules différenciées. Procédé selon la revendication 1 ou 2 caractérisé en ce que les cellules indifférenciées ont été prélevées chez un ou plusieurs individus humains. Procédé selon la revendication 1 ou 2 caractérisé en ce que le contenant est un puits à fond de profil arrondi concave compris dans un dispositif de culture tel qu’une plaque comprenant une pluralité de puits. Procédé selon l’une des revendications précédentes caractérisé en ce que la concentration des cellules ensemencées dans le contenant correspond à une quantité de cellules par contenant comprise entre 500 et 1500, avantageusement 1000. Procédé selon l’une des revendications précédentes caractérisé en ce que l’étape c) de centrifugation est réalisée 2 à 6 fois, en particulier 2 à 4 fois. Procédé selon l’une des revendications précédentes caractérisé en ce que la durée de chaque centrifugation est comprise entre 1 à 3 minutes, préférentiellement aux alentours de 2 minutes avec une force de centrifugation comprise entre 200 et 500g, préférentiellement aux alentours de 200g. Procédé selon l’une des revendications précédentes caractérisé en ce que les conditions de l’étape d) d’incubation des sphéroïdes de de cellules indifférenciées néo formés correspondent à une température comprise entre 36°C et 38°C et préférentiellement aux alentours de 37°C et à un pourcentage de CO2 compris entre 3 et 6 % et préférentiellement aux alentours de 5%. Procédé selon l’une des revendications précédentes, caractérisé en ce que les cellules indifférenciées sont choisies dans le groupe consistant en pré-adipocytes, fibroblastes et cellules précurseurs des cellules de la fraction stroma vasculaire du tissu adipeux. Procédé selon l’une des revendications précédentes caractérisé en ce que les cellules indifférenciées sont des pré-adipocytes, que les cellules différenciées sont des adipocytes et en ce que le milieu de l’étape e) conduisant à la différenciation des sphéroïdes de pré-adipocytes en sphéroïdes d’adipocytes comprend un tampon, un corticoïde, un inhibiteur de phosphodiesterase, un antidiabétique, un capteur de fer, et au moins une hormone. Procédé selon la revendication 10 caractérisé en ce que le tampon est choisi dans le groupe comprenant le bicarbonate et l’hépès, préférentiellement l’hépès et à une concentration comprise entre 5 et 30 mM, préférentiellement entre 10 et 20 mM. Procédé selon la revendication 10 caractérisé en ce que l‘hormone est choisie dans le groupe comprenant l’insuline et l’hormone thyroïdienne T3, seule ou en mélange, préférentiellement en mélange, à des concentrations comprises entre 10 et 100nM, préférentiellement entre 30 et 60 nM pour l’insuline et entre 0.1 et 2nM, préférentiellement entre 0.5 et 1.5nM pour l’hormone thyroïdienne T3. Procédé selon la revendication 10 caractérisé en ce que le corticoïde est choisi dans le groupe comprenant bétaméthasone, dexamethasone cortivazol, et leurs mélanges, préférentiellement la Dexamethasone à une concentration finale comprise entre 50 et 200 nM, préférentiellement entre 80 et 120nM. Procédé selon la revendication 10 caractérisé en ce que le capteur/transporteur de fer, notamment la transferrine, est à une concentration comprise entre 0.01 et 0.2 µg/ml, préférentiellement entre 0.05 et 0.15µg/ml. Procédé selon la revendication 10 caractérisé en ce que l’antidiabétique est choisi dans le groupe comprenant pioglitazone, rosiglitazone, troglitazone, ainsi que leurs mélanges préférentiellement le rosiglitazone à une concentration finale comprise entre 50 et 200nM, préférentiellement entre 80 et 120 nM. Procédé selon la revendication 10 caractérisé en ce que l’inhibiteur de phosphodiesterase non sélectif est choisi dans le groupe comprenant la caféine, la théophylline, le 3-isobutyl-1-methylxantine (IBMX) et leurs mélanges, préférentiellement l’IBMX à une concentration comprise entre 5 et 35 µM préférentiellement entre 15 et 25µM. Procédé d’évaluation de propriétés pharmacologiques de composés test comprenant les étapes suivantes : a. Fournir des sphéroïdes de cellules différenciées obtenus par un procédé selon l’une des revendications précédentes ; b. Mettre en contact un composé test avec les sphéroïdes ; c. Evaluer l’impact du composé test sur au moins un paramètre physiologique ou morphologique des cellules des sphéroïdes.