FR 3100819 A1 20210319 FR 1910305 A 20190918 La présente invention concerne des capsides de phage T5 dépourvue d’ADN génomique dudit phage et exposant, à sa surface, au moins une protéine de fusion d’intérêt. L’invention concerne en particulier une capside de phage T5 dépourvue d’ADN génomique dudit phage et exposant, à sa surface, au moins une protéine de fusion, ladite protéine de fusion comprenant : - au moins un fragment de peptide ou de protéine ayant au moins 80% d’identité avec un fragment d’une protéine de décoration pb10 ; et - au moins un fragment fonctionnel d’un antigène, ou au moins un fragment fonctionnel d’une toxine, ou au moins un fragment de récepteur, ou au moins un fragment fonctionnel d’un signal d’adressage ou de ciblage ou de transport, ou au moins un fragment fonctionnel d’une enzyme, ou au moins un fragment fonctionnel d’une hormone, ou au moins un fragment fonctionnel d’un anticorps, ou au moins un antigène, ou au moins une toxine, ou au moins un récepteur, ou au moins un signal d’adressage ou de ciblage ou de transport, ou au moins une enzyme, ou au moins une hormone, ou au moins un anticorps, ou une combinaison quelconque de ceux-ci. La présente invention porte également sur les méthodes de production d’une telle capside et sur des vecteurs permettant leur production. L’invention concerne en outre les protéines de fusion d’intérêt exposées sur la capside et les acides nucléiques les codant. L’invention concerne également des nanoparticules comprenant ces capsides fonctionnalisées, des compositions pharmaceutiques comprenant ces nanoparticules et/ou ces capsides fonctionnalisées, ainsi que leurs utilisations thérapeutiques, notamment comme médicament et/ou comme vaccin. Titre Production et fonctionnalisation de nanoparticules dérivées du phage T5 et utilisations thérapeutiques Domaine de l’invention La présente invention se situe dans le domaine de la virologie bactérienne, de la biochimie et de la virothérapie. Elle concerne des capsides de phage T5 dépourvue d’ADN génomique dudit phage et exposant, à sa surface, au moins une protéine de fusion d’intérêt, notamment d’intérêt thérapeutique. La présente invention porte également sur les méthodes de production d’une telle capside et sur des vecteurs permettant leur production. L’invention concerne en outre les protéines de fusion d’intérêt exposées sur la capside et les acides nucléiques les codant. L’invention concerne également des nanoparticules comprenant ces capsides fonctionnalisées, des compositions pharmaceutiques comprenant ces nanoparticules et/ou ces capsides fonctionnalisées, ainsi que leurs utilisations thérapeutiques, notamment comme médicament et/ou comme vaccin. Etat de la Technique Les phages (ou bactériophages) sont des virus bactériens, omniprésents dans l'ensemble de la biosphère. La plus grande famille des virus bactériens regroupe les bactériophages caudés, constitués d’une capside icosaédrique renfermant le génome viral qui est une molécule d’ADN double brin, et d’une queue permettant l’injection du génome dans la cellule hôte. Les capsides icosaédriques de ces virus sont des assemblages macromoléculaires extrêmement stables qui, souvent, exposent à leur surface des protéines dites « de décoration ». Ces protéines peuvent être modifiées génétiquement afin de produire des virus portant des protéines chimères, formées de la protéine native fusionnée à une protéine fonctionnelle d’intérêt thérapeutique ou biotechnologique (Tao et al. 2013 ; Razazan et al. 2018). La démarche développée jusqu’à présent pour obtenir des virus ou seulement leurs capsides décorées avec des protéines chimères, consiste à modifier la protéine de décoration dans le génome du virus puis à produire des particules virales à partir de l’infection de leurs bactéries hôtes. Toutefois, le génome viral est intégré dans les particules et capsides ainsi produites, limitant ainsi leurs applications thérapeutiques et biotechnologiques. En effet, les particules ainsi produites peuvent conserver un caractère infectieux, avec un risque de mutations génétiques non négligeable (pouvant notamment conduire à une réversion à une phénotype sauvage). Outre les risques sanitaires et thérapeutique, les mutations génétiques présentent un problème pour des productions homogènes à l’échelle industrielle. Dans ce contexte, il apparait nécessaire de pouvoir s’affranchir de la présence de l’acide nucléique viral. Toutefois, la possibilité de produire des capsides vides d’ADN, de les purifier et de les décorer « à façon » avec une protéine fonctionnalisée reste inexplorée. Or, de telles capsides présenteraient au minimum les avantages d’être sûres et sans risques sur le plan thérapeutique et sanitaire, tout en permettant une production à grande échelle (notamment à l’échelle industrielle). En effet, l’absence du génome viral permet l’élimination de tout risque de mutation ou de réversion à un phénotype sauvage et assure un niveau de reproductivité élevé et une prolifération in vivo entièrement maitrisée et contrôlée, le potentiel d’application biotechnologiques et thérapeutiques étant apporté par la fonctionnalisation à façon de ces particules et capsides. Il existe donc un fort besoin de développer des particules et capsides de phages qui soient à la fois fonctionnalisées et dépourvues d’acide nucléique génomique. Le bactériophage T5, qui infecte la bactérie Escherichia coli, possède une capside de 90 nm de diamètre qui s’auto-assemble en passant par différents états structuraux dont la maturation suit une séquence d’étapes bien définie (fig1). Une procapside icosaédrique est initialement assemblée à partir de la protéine majeure de capside pb8 et de la protéine portale pb7. La procapside est maturée par la protéase pb11, pour obtenir une capside vide, prête à recevoir le génome viral. L’encapsidation de l’ADN est assurée par un moteur moléculaire et cette étape s’accompagne d’une réorganisation structurale des sous-unités de la protéine de capside, provoquant l’expansion de la capside. La protéine de décoration monomérique pb10 peut alors décorer la surface de la forme mature expansée ainsi obtenue, 120 copies pouvant ainsi être exposées. Il a été montré qu’il est possible de produire et purifier des capsides vides non décorées, qui ne contiennent pas le génome viral (Preux et al 2013). L’expansion de ces capsides peut être provoquée in vitro. Les capsides non décorées ainsi obtenues ont alors la même géométrie que les capsides de la particule infectieuse (fig1B et article Preux et al 2013). Il a été montré que la protéine de décoration pb10 se lie à la capside du phage T5 avec une haute affinité (mesurée par une constante de dissociation K D = 10 -12 M). La structure de la protéine de décoration pb10 a révélé une protéine formée de deux domaines indépendants, un domaine N-terminal de fixation à la capside et un domaine C-terminal externe exposé au solvant (fig1C, Vernhes et al 2017). Toutefois, l’affinité de protéines de décoration chimères, formées de la fusion la protéine de décoration à une protéine fonctionnelle d’intérêt thérapeutique ou biotechnologique, à la capside, n’a pas été étudiée. Ainsi, la possibilité de produire des capsides de T5 vides d’ADN génomique viral, exposant une protéine fonctionnalisée n’a à ce jour pas été explorée. Il existe donc un fort besoin de développer des particules et capsides de phage T5 fonctionnalisées, ne présentant pas de risque d’infection ou de réversion, ainsi que des méthodes de production à grande échelle de telles particules et capsides, adaptées à des utilisations thérapeutiques et biotechnologiques. La présente invention permet de répondre à ces besoins. Les présents Inventeurs ont conçu des protéines chimères inédites, constituées de la protéine pb10 entière fusionnée à une protéine d’intérêt ou seulement du domaine N-terminal de pb10 fusionné à une protéine qui remplace le domaine C-terminal. Ils ont notamment démontré pour la première fois que ces protéines modifiées, appelées protéines de fusion, peuvent être correctement exposées à la surface de capsides du phage T5 entièrement dépourvues d’ADN génomique, avec une grande efficacité. Les données montrent en particulier que, de manière tout à fait inattendue, l’affinité de ces protéines modifiées pour les capsides du phage T5 est identique à celle de la protéine pb10 native. La capside vide (dépourvue de génome) de T5 constitue donc une nanoparticule d’origine biologique, sûre, pouvant exposer à sa surface 120 copies d’une protéine dont la fonction peut varier avec la nature de la molécule d’intérêt qui est fusionnée à la protéine de décoration. Les Inventeurs ont également montré, de manière tout à fait surprenante, qu’il est possible de produire ces capsides vides fonctionnalisées sans passer par la production d’un phage mutant. Ceci est d’autant plus avantageux et surprenant que le protocole de production de capsides dépourvues d’ADN imposait jusqu’à présent une étape d’infection d’une culture bactérienne par un phage mutant. Cependant, cette étape impose la production d’un stock important de phage, en amont de la production des capsides. De plus, lors de l’infection, on observe une forte fréquence de réversion du phage au génotype sauvage, ce qui diminue le rendement en capsides vides. Pour s’affranchir de ces contraintes et dans la perspective d’augmenter l’échelle de production des capsides, les Inventeurs ont développé un système de production et de décoration des capsides totalement indépendant du bactériophage T5. Ce système est basé sur la construction de plasmides recombinants portant les gènes codant uniquement pour les protéines de capside du bactériophage T5. Grâce à ce système, il est possible de produire soit directement des capsides vides décorées et fonctionnelles, soit des capsides vides non décorées, qui peuvent être décorées dans un second temps, par simple mise en contact avec la protéine de fusion d’intérêt. Les données montrent, de façon tout à fait inattendue, que l’expression de ces plasmides chez des bactéries conduit à l’assemblage de capsides dont la morphologie est similaire à celle des capsides produites par la méthode classique utilisant un phage complet (mutant ou non), et dont les propriétés de décoration sont comparables à celles des capsides produites à partir du phage complet. En effet, les données montrent que les propriétés d’autoassemblage des capsides à partir de l’expression ectopique des gènes de capsides, en dehors du cycle viral du phage T5, sont conservées. Ainsi, les Inventeurs ont développé une méthode de production simplifiée, à grande échelle, de capsides recombinantes, dépourvues d’ADN génomique, pouvant être décorées de deux façons différentes : i) par addition in vitro de la protéine de décoration purifiée ; ii) par co-production in situ de la protéine de décoration. Les Inventeurs ont également validé, pour la première fois, le potentiel d’applications biotechnologiques (notamment thérapeutiques), des capsides vides de phages T5 ainsi fonctionnalisées. Ainsi, les données des Inventeurs montrent que, de manière tout à fait surprenante, l’administration de ces capsides fonctionnalisées par un antigène chez des souris modèles, induit une immunisation efficace, avec l’induction significative d’une réponse par anticorps et d’une réponse cellulaire. Cette immunisation résulte en une vaccination efficace de ces souris. Ces résultats inattendus démontrent ainsi que la protéine de fusion, exposée par ces capsides, conserve l’ensemble de ses propriétés et fonctionnalités. Au regard des données obtenues par les inventeurs et présentées en substance dans la partie exemples qui suivent, il apparait que la présente invention a autant d’applications biotechnologiques et thérapeutiques que de protéines de fusion différentes susceptibles d’être construites. Dans le cadre de la présente invention, les Inventeurs ont mis au point, de manière tout à fait surprenante, des capsides de phage T5 vides, dépourvues d’ADN génomique de phage, exposant à leur surface des protéines de fusion d’intérêt. Ces capsides fonctionnalisées peuvent être produites à grande échelle, en s’affranchissant du cycle viral du phage T5, avec une grande reproductibilité. En outre, ces capsides fonctionnalisées sont capables d’exercer, in vivo , les fonctions et activités de la protéine de fusion d’intérêt utilisée. La présente invention concerne donc une capside de phage T5 dépourvue d’ADN génomique dudit phage et exposant, à sa surface, au moins une protéine de fusion, comprenant au moins un fragment de peptide ou de protéine ayant au moins 80% d’identité avec un fragment d’une protéine de décoration pb10, ainsi que ces méthodes de production. L’invention concerne notamment une méthode de production d’une telle capside, comprenant l’obtention d’un vecteur codant des protéines de la capside du phage T5, ainsi que ledit vecteur. La présente invention concerne également les protéines de fusion d’intérêt exposées sur la capside et les acides nucléiques les codant. L’invention concerne en outre des nanoparticules comprenant ces capsides fonctionnalisées, des compositions pharmaceutiques comprenant ces nanoparticules et/ou ces capsides fonctionnalisées, ainsi que leurs utilisations thérapeutiques, notamment comme médicament et/ou comme vaccin. Description des figures La Figure 1 montre le cycle de maturation de la capside du phage T5. A) Image de microscopie électronique en coloration négative du bactériophage T5 et reconstruction de la capside du bactériophage T5 à partir de données de cryo-microscopie électronique. La protéine de décoration pb10 est colorée en rouge (120 copies fixées à la surface de la capside). B) Schéma du mécanisme d’assemblage de la capside du bactériophage T5. Le précurseur de la protéine majeure de capside, pb8p, consiste en un domaine d’échafaudage appelé domaine-Δ (résidus 1 à 159, représenté par un triangle gris) et un domaine structural mature, pb8m (résidus 160 à 458, représenté par un rectangle violet). pb8p s’auto-assemble en une procaside icosaédrique appelée prohead I qui inclut le complexe dodécamérique de la protéine portale (pb7). La protéase (pb11) effectue le clivage du domaine-Δ des sous-unités de pb8p mais aussi des 10 acides aminés N-terminaux de la portale et elle s’auto-protéolyse à ses deux extrémités pour former la prohead II. L’encapsidation du génome par la terminase à travers le complexe portal induit l’expansion de la capside et la fixation de la protéine de décoration (pb10) à la surface de la capside. La capside est finalement fermée par une protéine « bouchon » p144 qui forme avec la portale un connecteur permettant la fixation de la queue du phage qui est assemblée par séparément. C) L’infection des bactéries par un phage T5 muté dans le gène de la terminase est incapable d’encapsider l’ADN et conduit à l’accumulation des formes prohead I, qui peuvent être purifiées et expansées in vitro, puis décorées par la protéine de décoration pb10. La Figure 2 montre l’analyse de la pureté des protéines chimères PO et PNO par SDS-PAGE - Fractions éluées après chromatographie d’exclusion par la taille sur colonne Superdex75 HR10/300 (GE Healthcare). La Figure 3 montre les essais de décoration de capsides vides pures avec les protéines pb10, PO et PNO. Les concentrations respectives des différentes protéines de décoration et des capsides ont été ajustées pour avoir des rapports de concentration [protéine]/[sites de fixation sur la capside] = 1 +/- 0,1. La Figure 4 montre : A. Profils d’association et de dissociation des protéines pb10, PO et PNO (resonance units, RU en fonction du temps) mesurés pour des concentrations croissantes de protéines (0, 312 ; 0,625 ; 1,25 ; 2,5). B. Les constantes d’affinité KD sont calculées à partir des constantes cinétiques ka et kd pour chacune des protéines pb10, PO et PNO. La Figure 5 montre les profils SPR de fixation des protéines pb10 H6, pb10-mCHERRYH6 et N-Ter pb10-mCHERRYH6 sur des capsides vides du phage T5 et calcul des constantes d’affinité. La Figure 6 montre une représentation schématique du vecteur pETcapT5 (de SEQ ID 12). La Figure 7 montre une représentation schématique du vecteur pETcapT5∆dec (de SEQ ID 13). La Figure 8 montre: A) Analyse par cryo-microscopie électronique des capsides produites à partir des plasmides recombinants et purifiées. De gauche à droite: capsides témoins produites à partir du phage T5 muté dans le gène de la terminase, capsides produites à partir des plasmides pETcapT5Δpb10 et pETcapT5 . B) Analyse sur gel d’agarose natif de la décoration des capsides avec la protéine pb10 (protocole décrit dans Vernhes et al.). Les capsides ont été incubées avec la protéine pb10 aux différents ratios [nombre de copies de pb10]/[nombre de site de fixation de pb10] (1/1, 2/1, ou 4/1). La saturation des capsides en pb10 est obtenue pour les ratios 1/1 et 2/1 respectivement pour les capsides « natives » produites à du phage mutant et pour les capsides assemblées à partir du plasmide pETcapT5∆dec. Les capsides produites à partir du plasmide pETcapT5 migrent à la position des capsides saturées en pb10, indiquant qu’elles sont totalement décorées lors de leur assemblage dans les bactéries. La Figure 9 montre les résultats de western blot montrant la présence de pb10 sur les capsides, révélée avec des anticorps polyclonaux dirigés contre pb10 . 1 : capsides purifiées obtenues à partir du plasmide pETcapT5Δdec ; 2 : capsides obtenues à partir du plasmide pETcapT5. La Figure 10 montre la cinétique de la réponse anticorps anti-Ova induite par les protéines fusion pb10. Les souris ont été immunisées par voie sous-cutanée avec une dose de protéines fusion PO ou PNO seules ou associées avec des capsides purifiées de phages ou de l’adjuvant complet de Freund. Les anticorps anti-Ova totaux (IgG) ont été quantifies par ELISA à différents temps après administration. A-E Chaque courbe représente les résultats de souris individuelles (n = 6). F Cinétique de la réponse Ac pour chaque groupe (moyenne + écart-type). La Figure11 montre la caractérisation de la nature des anticorps induits par les protéines pb10 fusion. Les souris ont été immunisées par voie sous-cutanée avec une dose de protéines fusion PO ou PNO seules ou associées avec des capsides purifiées de phages T5 ou de l’adjuvant complet de Freund. Les anticorps anti-Ova d’isotypes IgG1, IgG2b, IgG2c et IgG3 ont été quantifiés par ELISA au jour 42. Les données correspondent aux moyennes + écart-types SEM (n = 6). Test ANOVA suivi du test de Tukey : *, p La Figure 12 montre l’analyse des réponses cellulaires induites par les protéines pb10 fusion avec l’Ova. Les souris ont été immunisées par voie sous-cutanée avec une dose de protéines fusion PO ou PNO seules ou associées avec des capsides purifiées de phages T5. Puis, elles ont reçu au jour 196 une seconde administration des mêmes préparations vaccinales. Après 10 jours, la réponse des splénocytes à une stimulation antigénique par le peptide Ova257-264 a été mesurée en quantifiant par ELISPOT le nombre de splénocytes producteur d’IFNγ. Les barres représentent les moyennes obtenues pour chaque groupe et les cercles les résultats individuels obtenus pour chaque souris (n = 6). Test ANOVA suivi du test de Tukey : **, p La Figure 13 montre l’analyse des réponses cellulaires induites par la protéine PNO. Les souris ont été immunisées par voie sous-cutanée avec une dose de protéines fusion PO seule ou associée avec des capsides purifiées de phages T5 ou de l’adjuvant complet de Freund. Puis, elles ont reçu au jour 59 une seconde administration des mêmes préparations vaccinales. Après 10 jours, la réponse des splénocytes à une stimulation antigénique par le peptide Ova257-264 a été mesurée en quantifiant le nombre de splénocytes producteurs d’IFNγ (A) ou en mesurant le taux d’IFNγ dans les surnageants de culture des splénocytes (B). Les barres représentent les moyennes obtenues pour chaque groupe et les cercles les résultats individuels obtenus pour chaque souris (n = 5). Test ANOVA suivi du test de Tukey : **, p Capside de phage T5 dépourvue d’ADN génomique dudit phage et exposant, à sa surface, au moins une protéine de fusion, ladite protéine de fusion comprenant : - au moins un fragment de peptide ou de protéine ayant au moins 80% d’identité avec un fragment d’une protéine de décoration pb10, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité ; ledit fragment d’une protéine de décoration pb10 comprenant de préférence au moins 80 acides aminés consécutifs d’une protéine pb10 ; et - au moins un fragment fonctionnel d’un antigène, ou au moins un fragment fonctionnel d’une toxine, ou au moins un fragment de récepteur, ou au moins un fragment fonctionnel d’un signal d’adressage ou de ciblage ou de transport, ou au moins un fragment fonctionnel d’une enzyme, ou au moins un fragment fonctionnel d’une hormone, ou au moins un fragment fonctionnel d’un anticorps, ou au moins un antigène, ou au moins une toxine, ou au moins un récepteur, ou au moins un signal d’adressage ou de ciblage ou de transport, ou au moins une enzyme, ou au moins une hormone, ou au moins un anticorps, ou une combinaison quelconque de ceux-ci, de préférence au moins un fragment fonctionnel d’antigène, de préférence encore au moins un antigène. Capside selon la revendication 1, caractérisée en ce que le fragment de la protéine de décoration pb10 est choisi parmi : i) un fragment de peptide ou de protéine ayant au moins 80% d’identité avec une portion du domaine N-terminal d’une protéine pb10, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité ; ladite portion comprenant de préférence au moins 80 acides aminés consécutifs du domaine N-terminal d’une protéine pb10 ; ii) un fragment de peptide ou de protéine ayant au moins 80% d’identité avec le domaine N-terminal d’une protéine pb10, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité ; ledit domaine N-terminal d’une protéine pb10 comprenant de préférence les acides aminés inclus entre les positions 1 et 80 ; iii) un fragment ou un peptide d’une protéine comprenant une séquence d’acides aminés ayant au moins 80% d’identité avec la séquence SEQ ID NO :1, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité avec la séquence SEQ ID NO :1; ledit fragment ou peptide comprenant de préférence au moins 80 acides aminés consécutifs de ladite protéine ; iv) un fragment ou un peptide d’une protéine consistant en une séquence d’acides aminés ayant au moins 80% d’identité avec la séquence SEQ ID NO : 1, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité avec la séquence SEQ ID NO : 1; ledit fragment ou peptide comprenant de préférence au moins 80 acides aminés consécutifs de ladite protéine ; v) un peptide comprenant une séquence d’acides aminés ayant au moins 80% d’identité avec la séquence SEQ ID NO : 3, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité avec la séquence SEQ ID NO : 3 ; et vi) un peptide consistant en une séquence d’acides aminés ayant au moins 80% d’identité avec la séquence SEQ ID NO : 3, de préférence au moins 85% d’identité, de préférence au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité avec la séquence SEQ ID NO : 3. Capside selon l’une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce qu’elle comprend en outre (i) au moins une copie d’une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine de capside pb8 ; ou (ii) au moins une copie d’une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine portale pb7 ; ou (iii) au moins une copie d’une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéase pb11 ; ou (iv) une combinaison quelconque de (i) à (iii). Capside selon l’une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce qu’elle est sous forme mature expansée. Méthode de production d’une capside selon l’une quelconque des revendications précédentes, comprenant les étapes suivantes : a) production d’une capside de phage T5 dépourvue d’ADN génomique et dépourvue de protéine pb10 ; b) mise en contact de la capside de l’étape a) avec une protéine de fusion telle que définie dans l’une quelconque des revendications précédentes, afin d’obtenir une capside décorée ; et c) Optionnellement, purification de la capside décorée de l’étape b) à l’aide d’un détergent neutre, de préférence choisi parmi le n-Octyl-β-D-Glucopyranoside (β-OG) et le Dodecyldimethylaminoxid (LDAO). Méthode selon la revendication 5, dans laquelle la capside de l’étape a) est obtenue par une méthode comprenant les étapes suivantes : a-1) obtention d’un vecteur comprenant : (i)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine de capside pb8 ; (ii)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine portale pb7 ; et (iii)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéase pb11 ; dans lequel les gènes (i) à (iii) sont placés sous le contrôle d’un promoteur inductible ; de préférence dans lequel les gènes (i) à (iii) sont organisés au sein d’un unique opéron ; de préférence dans lequel les gènes (i) à (iii) sont ordonnés conformément au génome du phage T5 ; et a-2) expression du vecteur de l’étape a-1) par une bactérie, de préférence une bactérie de la famille des Enterobacteriaceae , de préférence encore une bactérie du genre Escherichia , de préférence encore une bactérie Escherichia coli ; afin d’obtenir une capside de phage T5 dépourvue d’ADN génomique et dépourvue de protéine pb10 ; et a-3) Optionnellement, purification de la capside de l’étape a-2) à l’aide d’un détergent neutre, de préférence choisi parmi le n-Octyl-β-D-Glucopyranoside (β-OG) et le Dodecyldimethylaminoxid (LDAO). Méthode de production d’une capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, comprenant les étapes suivantes : a) obtention d’un vecteur comprenant : (i)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine de capside pb8 ; (ii)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine portale pb7 ; (iii)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéase pb11 ; et (iv)au moins un gène codant une protéine de fusion telle que définie dans l’une quelconque des revendications 1 à 4 ; dans lequel les gènes (i) à (iv) sont placés sous le contrôle d’un promoteur inductible ; de préférence dans lequel les gènes (i) à (iv) sont organisés au sein d’un unique opéron ; de préférence dans lequel les gènes (i) à (iii) sont ordonnés conformément au génome du phage T5, et le gène (iv) codant la protéine de fusion occupe le locus du gène codant la protéine pb10 dans ledit génome ; b) expression du vecteur de l’étape a) par une bactérie, de préférence une bactérie de la famille des Enterobacteriaceae , de préférence encore une bactérie du genre Escherichia , de préférence encore une bactérie Escherichia coli ; afin d’obtenir une capside de phage T5 dépourvue d’ADN génomique et exposant, à sa surface, au moins une copie de la protéine de fusion ; et c) Optionnellement, purification de la capside décorée de l’étape b) à l’aide d’un détergent neutre, de préférence choisi parmi le n-Octyl-β-D-Glucopyranoside (β-OG) et le Dodecyldimethylaminoxid (LDAO). Vecteur tel que défini dans la revendication 7, comprenant : (i)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine de capside pb8 ; (ii)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéine portale pb7 ; (iii)au moins un gène codant pour une protéine ayant au moins 80% d’identité avec une protéase pb11 ; et (iv)au moins un gène codant une protéine de fusion telle que définie dans l’une quelconque des revendications 1 à 4 ; dans lequel les gènes (i) à (iv) sont placés sous le contrôle d’un promoteur inductible ; de préférence dans lequel les gènes (i) à (iv) sont organisés au sein d’un unique opéron ; de préférence dans lequel les gènes (i) à (iii) sont ordonnés conformément au génome du phage T5, et le gène (iv) codant la protéine de fusion occupe le locus du gène codant la protéine pb10 dans ledit génome ; de préférence dans lequel le promoteur est un promoteur T7 ; de préférence dans lequel le vecteur est un vecteur d’expression, de préférence un vecteur d’expression bactérien, de préférence un plasmide d’expression bactérien, de préférence un plasmide d’expression par l’ARN polymérase T7. Cellule hôte comprenant au moins une capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, ou au moins une capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, ou au moins un vecteur selon la revendication 8, ou un mélange quelconque de ceux-ci, ladite cellule hôte étant de préférence une bactérie, de préférence une bactérie de la famille des Enterobacteriaceae , de préférence encore une bactérie du genre Escherichia , de préférence encore une bactérie Escherichia coli. Protéine de fusion telle que définie dans l’une quelconque des revendications précédentes. Acide nucléique codant la protéine de fusion selon la revendication 10. Nanoparticule comprenant au moins une capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, ou au moins une capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, ou au moins un vecteur selon la revendication 8, ou au moins une cellule hôte selon la revendication 9, ou un mélange quelconque de ceux-ci. Capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 ou capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, caractérisée en qu’elle est une nanoparticule. Composition pharmaceutique comprenant au moins une capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 et 13, ou au moins une capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, ou au moins un vecteur selon la revendication 8, ou au moins une cellule hôte selon la revendication 9, ou au moins une nanoparticule selon la revendication 12, ou un mélange quelconque de ceux-ci. Capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 et 13, ou capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, ou vecteur selon la revendication 8, ou cellule hôte selon la revendication 9, ou nanoparticule selon la revendication 12, ou composition pharmaceutique selon la revendication 14, pour son utilisation comme médicament et/ou comme vaccin. Capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 et 13, ou capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, ou vecteur selon la revendication 8, ou cellule hôte selon la revendication 9, ou nanoparticule selon la revendication 12, ou composition pharmaceutique selon la revendication 14, pour son utilisation dans la prévention et/ou le traitement d’une infection, telle qu’une infection virale ou bactérienne ; d’une maladie auto-immune ; d’une maladie métabolique ; d’une maladie dermatologique, d’une maladie cardio-vasculaire ; d’une maladie respiratoire ; d’une maladie neurodégénérative ; d’une maladie génétique ; d’une maladie hormonale ; d’une maladie psychiatrique ; d’un cancer ; d’une maladie liée à une infection et/ou à une toxine, telles qu’une maladie liée à une infection virale ou bactérienne et/ou liée à une exposition à une toxine. Utilisation in vitro de la capside selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 et 13, ou de la capside susceptible d’être obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7, ou du vecteur selon la revendication 8, comme nanoparticule. Capside obtenue par la méthode de production selon l’une quelconque des revendications 5 à 7.