FR 3102773 A1 20210507 FR 1912288 A 20191031 L’invention concerne un dispositif contenant des billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes de verre et son utilisation dans la captation de micro-organismes pour la mise en œuvre d’un procédé d’élimination de micro-organismes ou de diagnostic. Les micro-organismes pouvant notamment être choisis parmi les bactéries, et les Fungi, notamment les levures et les champignons. (Pas de figures) Dispositif contenant des billes de verre fonctionnalisées, et leur utilisation pour capter les micro-organismes La présente invention concerne un dispositif contenant des billes de verre fonctionnalisées, et son utilisation dans la captation de micro-organismes pour la mise en œuvre d’un procédé d’élimination de micro-organismes ou de diagnostic. La captation de micro-organismes présente un intérêt fondamental dans de nombreux types d’industrie, tels que les industries pharmaceutique, cosmétique, vétérinaire ou alimentaire. Elle peut notamment être utilisée pour des applications qui se découpent en deux grands domaines : - L’élimination de micro-organismes de solutions potentiellement contaminées, - L’analyse sous la forme d’un diagnostic, notamment dans le cadre d’un diagnostic clinique, permettant d’évaluer la qualité microbiologique d’une solution. Pour éliminer des micro-organismes présents au sein de solutions potentiellement contaminées, les techniques utilisées font généralement appel au traitement thermique (Magali, WAGNER, Anne Gaëlle MELLOUET, et François ZUBER. 2016. “Traitement thermique en continu de produits pompables.” “Agroalimentaire.” Techniques de l’Ingénieur, 10 Septembre 2016) et/ou à la filtration membranaire (Christel, CAUSSERAND, Claire ALBASI, et Hélène ROUX DE BALMANN. 2017. “Filtration membranaire (OI, NF, UF, MF) - Applications en traitement des eaux.” “Technologies de l’eau.” Techniques de l’Ingénieur, 10 Août 2017). L’inconvénient majeur du traitement thermique provient du fait que la température est susceptible d’engendrer des modifications irréversibles du produit en agissant directement sur ses constituants. Également, au niveau microbiologique, le traitement thermique correspond à une réduction de la charge en microorganismes et il est par exemple susceptible de réactiver des spores bactériennes. Concernant la filtration membranaire, le colmatage de la membrane est le principal problème pouvant être rencontré. Ce dernier peut être dû à la concentration en micro-organismes dans le produit autant qu’à la nature du produit et en particulier aux particules solides présentes en son sein. L'analyse microbiologique, nécessite l’utilisation de techniques précises pour lesquelles le temps d'obtention du résultat le plus court possible est recherché. En effet, plus les résultats d’analyse sont obtenus rapidement, plus il est possible d'engager des actions correctives en cas de résultats non satisfaisants ou non acceptables. En particulier, dans le domaine médical, il est nécessaire de prévoir et diagnostiquer le risque infectieux : plus le diagnostic est rapide et précis, plus la prise en charge des malades est efficace et le risque de transmission minimisé. Cependant, pour mettre en évidence la présence de microorganismes, il est nécessaire de réaliser des prélèvements suffisamment importants afin de s'assurer de récupérer une quantité minimale de microorganismes. Il faut ensuite augmenter leur concentration, les isoler et les identifier. Une étape clé pour la plupart de ces méthodes de détection/quantification de microorganismes dans les échantillons liquides ou rendus liquides, est leur capacité à dépasser la limite de détection de la technique d’évaluation mise en œuvre. Ceci est particulièrement difficile pour les échantillons faiblement concentrés en microorganismes d’intérêt. Une étape d’enrichissement ou de concentration apparait souvent nécessaire pour ce type d’échantillon, ladite étape d’enrichissement pouvant éventuellement être mise en œuvre directement dans le conditionnement dans lequel se trouve l’échantillon. Il s’agit dans ce cas, d’une étape d’enrichissement directement dans le produit. L’étape d'enrichissement nécessite d’utiliser des milieux de culture, sélectifs ou non, qui ont pour but de promouvoir la croissance des microorganismes cibles dans les échantillons biologiques ou environnementaux, tout en limitant la croissance des flores non cibles. Ainsi, la population cible, qui est souvent présente à des niveaux bas par rapport à la flore annexe présente dans les aliments, est amplifiée. Ces étapes d’enrichissement en amont de l’analyse permettent d’accroitre le nombre de microorganismes d’intérêt dans l’échantillon mais condamnent à la fois la possibilité d’une analyse rapide mais également la possibilité de quantifier la population initiale de microorganismes d’intérêt. L’autre possibilité consiste à passer par une étape de concentration des microorganismes à partir de l’échantillon liquide ou rendu liquide. Une des techniques les plus utilisées pour la concentration de micro-organismes à partir d’échantillons est l’utilisation d’un ou plusieurs filtres membranes de porosité variable à travers lequel le milieu liquide est filtré. Les microorganismes contenus dans l’échantillon sont arrêtés par la membrane et donc concentrés. Une telle technique est généralement mise en œuvre pour l’analyse microbiologique d’eau de process, d’eau potable, de boisson, ou de produit pharmaceutique. Bien que simple d’utilisation, cette méthode de filtration sur membrane reste limitée par des facteurs provoquant le colmatage du filtre membrane tels que la turbidité élevée, ou la présence de particules dans l’échantillon. D'autres facteurs liés à la nature du filtre et à son mode de stérilisation peuvent aussi influer sur le résultat de l’analyse microbiologique pouvant gravement altérer la viabilité, la précision et la sensibilité de la méthode et conduire à des résultats erronés et faiblement reproductibles. Nous pouvons citer à titre d’exemple non exhaustif, l'inhibition de la croissance microbienne, une propagation anormale des colonies, l’existence de zones non mouillantes, la fragilité du filtre, un défaut de planéité du filtre, un faible taux de récupération. En outre, la nécessité de concentrer de grandes quantités d’échantillon afin de compenser les variations spatiales et temporelles de l’occurrence des microorganismes, augmente la probabilité de colmatage du filtre membrane. D’autres méthodes permettent également de concentrer les micro-organismes et de les séparer des éléments constitutifs de l’échantillon. Par exemple, les méthodes d’immunocapture ou d’immunoconcentration sont largement utilisées dans de nombreuses applications. Elles mettent très souvent en œuvre des supports fonctionnalisés avec des anticorps et permettent de capturer spécifiquement ou non les microorganismes contenus dans l’échantillon. Ces méthodes sont largement utilisées pour l’analyse microbiologique de fluides humains ou d’échantillons alimentaires, et peuvent être mises en œuvre sur les échantillons bruts, enrichis, ou dans des milieux de cultures spécifiques (pré-enrichissement et enrichissement). De nouvelles méthodes permettent également la capture semi-spécifique de microorganismes à l'aide de surfaces cellulaires fonctionnalisées. Elles mettent en œuvre des dérivés de lectines ou d’hydrates de carbone, des peptides et des composés mimant les peptides et sont appliquées à la capture à large spectre et / ou de liaison spécifique des micro-organismes dans l’échantillon. En outre, les peptides antimicrobiens liés à des composés non solubles ont été utilisés pour tuer, immobiliser et détecter des microorganismes. L’un des buts de l’invention est de fournir un dispositif comprenant les billes de verre fonctionnalisées pour une utilisation dans la captation de micro-organismes. Un autre but de l’invention est de fournir un procédé de préparation des billes de verre fonctionnalisées. Un autre but de l’invention est de fournir un procédé efficace de captation de micro-organismes pour une utilisation en élimination de micro-organismes ou en diagnostic. Un premier objet de la présente invention est un dispositif comprenant un récipient creux contenant des billes de verre, fonctionnalisées par du polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes de verre. Selon un autre mode de réalisation, la présente invention concerne un dispositif comprenant un récipient creux contenant des billes de verre non poreuses, fonctionnalisées par du polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes de verre. Au sens de la présente invention, on entend par « récipient » un objet destiné à recevoir les billes de verre. Au sens de la présente invention, on entend par « récipient creux » un récipient tel que défini ci-dessus, comprenant un espace concave, ou une cavité, pouvant accueillir les billes de verre. Au sens de la présente invention on entend par « billes de verre » des éléments de forme sphérique ou ovoïde composés de verre. Au sens de la présente invention, on entend par « billes de verre non poreuses » des billes de verre lisses et dépourvues de pores. A titre d’exemple, les billes type Poravor®, ou les billes de gel de silice sont considérées comme poreuses. Les billes de verres utilisables dans la présente invention ont notamment une densité comprise de 2 à 3 kg/l, en particulier comprise de 2.3 à 2.7 kg/l, notamment d’environ 2,48 kg/l. Au sens de la présente invention on entend par « polyéthylèneimine » un polymère sous forme linéaire ou ramifié composé de motifs éthylène diamine. Il s’agit d’un polymère hydrosoluble dont plusieurs produits de poids moléculaire différents sont commercialement disponibles. Le polyéthylèneimine peut être synthétisé à partir de l’Aziridine par une polymérisation par ouverture de cycle, conduisant à un polyéthylèneimine ramifié. Structure du polyéthylèneimine ramifié et linéaire Au sens de la présente invention on entend par « adsorbé à la surface des billes de verre » le fait que le polyéthylèneimine soit lié de façon non-covalente à la surface des billes de verre sans pour autant modifier la structure du verre. Le procédé d’adsorption fait intervenir des interactions électrostatiques type van de Waals entre le polymère cationique présentant des charges positives et la surface de verre anionique. L’adsorption présente de nombreux avantages par rapport à un greffage par liaison covalente également connu. L’adsorption ne nécessite pas de modification chimique préalable de la surface de verre afin d’y introduire des groupements fonctionnels pouvant réagir avec le polymère. De plus, l’adsorption met en jeu de faibles interactions rendant le processus réversible. Les billes de verre, ainsi que le polymère peuvent alors potentiellement être recyclés par désorption. Contrairement à un greffage covalent, l’adsorption peut s’effectuer dans un matériel ou appareil non spécifique. Ainsi, l’invention constitue un moyen de captation/élimination de micro-organismes dans un produit. Puis, dans un objectif de diagnostic, de proposer un moyen d’élution permettant le relargage de la totalité des microorganismes retenus sur la colonne et garantissant la viabilité cellulaire. Ceci permet d’apporter une quantification précise des microorganismes vivants contenus dans l’échantillon analysé. Les surfaces traitées par du polyéthylèneimine trouvent de nombreuses applications parmi lesquelles l'adhésion et l'étalement de diverses lignées cellulaires, la différenciation cellulaire et l'excroissance de neurites, l'adhésion des lignées de cellules transfectées et la survie de neurones primaires dans la culture. Le dispositif de la présente Invention peut être utilisé en statique ou en flux. Le mode statique permet d’augmenter le temps de contact entre les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylènemine et le liquide contaminé et donc de maximiser la probabilité de rencontre entre les billes et les microorganismes. Cette probabilité de rencontre peut être encore améliorée en procédant à une agitation manuelle ou mécanique. L’inconvénient de cette technique concerne les grands volumes de solution à analyser ou à débactériser (100 mL, 250 mL) puisqu’ils nécessitent une quantité importante de billes, et par conséquent un coût plus élevé. La méthode en flux, permet de passer de grands volumes de liquide dans un espace réduit pour forcer, en quelque sorte, les microorganismes à rencontrer le polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes (la quantité de billes utilisées pouvant-être de 1g). Ainsi, si l’on souhaite obtenir un coût réduit par analyse, on peut utiliser la méthode statique pour de petits volumes et la méthode en flux pour de grand volume. L’invention présente de nombreux avantages par rapport aux techniques de l’art antérieur. Elle permet tout d’abord d’éviter l’utilisation du traitement thermique pour éliminer les micro-organismes de solutions potentiellement contaminées et ainsi de préserver toutes les qualités originelles du produit sans engendrer de modifications sur ses constituants. L’invention permet également d’éviter d’utiliser la filtration membranaire et ses inconvénients liés entre autres au colmatage. Ainsi, l’invention permet d’éliminer les microorganismes contenus dans des échantillons liquides ou rendus liquides de volume important, échantillons pouvant être de natures différentes et posséder par exemple une turbidité élevée ou des particules ou des sédiments en son sein. En ce qui concerne l'analyse microbiologique, la présente invention concerne notamment un procédé pour capturer et concentrer au moins un microorganisme susceptible d'être présent dans un échantillon en vue de le détecter, le quantifier ou d’en évaluer la viabilité. Cette invention permet ainsi de s’affranchir d’une étape d’enrichissement, et par conséquent de réduire considérablement le temps d’analyse mais également de quantifier la population cible initiale. Le microorganisme peut être une bactérie, un Fungi (par exemple une levure ou une moisissure) ou un virus. Ce procédé est particulièrement applicable aux microorganismes contenus dans les milieux complexes. Ces milieux correspondant à des échantillons biologiques peuvent être d’origine humaine, alimentaire, cosmétique, vétérinaire ou pharmaceutique. L’un des avantages de la présente invention réside dans le fait que le produit ne subit aucune modification au contact des billes de verre fonctionnalisées et que celle-ci permet également de s’affranchir des problèmes de colmatage. Un autre avantage de la présente invention est la possibilité d’utiliser le dispositif de captation de micro-organismes en flux continu, sans étapes d’enrichissement et ce même si la quantité de microorganismes est faible. Il est ainsi possible d’intégrer ce dispositif à une unité industrielle de production sur laquelle une étape d’élimination de micro-organismes serait nécessaire, et ce sans interrompre la chaine de production. Par conséquent, cette invention permet un gain de temps considérable par rapport aux méthodes impliquant une étape d’enrichissement. Selon un mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant un récipient creux contenant des billes de verre non poreuses, exclusivement fonctionnalisées par du polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes de verre. Selon ce mode de réalisation particulier, les billes de verre sont exclusivement fonctionnalisées par du polyéthylèneimine. L’expression « exclusivement » désigne le fait que le polyéthylèneimine est le seul polymère présent sur les billes de verre. Un système multicouche avec la présence d’un autre polymère ne fait pas partie de ce mode de réalisation. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel les billes de verre sont constituées de verre de type sodocalcique ou borosilicate. Le type de verre utilisé pour la présente invention, notamment le verre sodocalcique, présente un avantage en termes de coût qui est peu élevé. Au sens de la présente invention, on entend par « verre de type sodocalcique », un verre à base de silice (SiO 2 ), de calcium et de sodium. Au sens de la présente invention, on entend par « verre de type borosilicaté », un verre à base de silice (SiO 2 ), et de trioxyde de bore (B 2 O 3 ). Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant un récipient creux contenant des billes de verre non poreuses, fonctionnalisées par du polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes de verre, les billes de verre étant notamment constituées de verre de type sodocalcique ou borosilicate. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel les billes de verre sont constituées de verre de type sodocalcique ou borosilicate non modifié au préalable. Dans ce mode de réalisation, les billes de verre n’ont pas subi un traitement chimique, hors nettoyage, modifiant la structure du verre, dont par exemple un traitement par de l’aluminate de sodium, avant adsorption du polyéthylèneimine. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel les billes de verre ont un diamètre d’environ 20 à environ 1000 µm, notamment d’environ 20 à 30 µm, d’environ 30 à 40 µm, d’environ 40 à 50 µm, d’environ 50 à 75 µm, d’environ 75 à 100 µm, d’environ 100 à 200 µm, d’environ 200 à 300 µm, d’environ 300 à 400 µm, d’environ 400 à 500 µm, d’environ 500 à 600 µm, d’environ 600 à 700 µm, d’environ 700 à 800 µm, d’environ 800 à 900 µm, d’environ 900 à 1000 µm. Si la taille des billes de verre est inférieure à 20 µm, les billes passent à travers le fritté sensé les retenir. En revanche, pour des billes de taille supérieure à 1000 µm, les taux de captation obtenus sont faibles. La diminution de la taille des billes, combinée à un nombre de billes plus important permet d’avoir une surface de contact plus élevée par rapport à des billes plus grandes en nombre moins important. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel les billes de verre ont une masse d’environ 10 ng à environ 2 mg notamment d’environ 10 à 50 ng, d’environ 50 à 100 ng, d’environ 100 à 200 ng, d’environ 200 à 500 ng, d’environ 500 ng à 1 µg, d’environ 1 à 5 µg, d’environ 5 à 10 µg, d’environ 10 à 20 µg, d’environ 20 à 50 µg, d’environ 50 à 100 µg, d’environ 100 à 200 µg, d’environ 200 à 500 µg, d’environ 500 µg à 1 mg, d’environ 1 à 1,5 mg, d’environ 1,5 à 2 mg. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel : les billes de verre ont un diamètre d’environ 20 à environ 1000 µm, notamment d’environ 20 à 30 µm, d’environ 30 à 40 µm, d’environ 40 à 50 µm, d’environ 50 à 75 µm, d’environ 75 à 100 µm, d’environ 100 à 200 µm, d’environ 200 à 300 µm, d’environ 300 à 400 µm, d’environ 400 à 500 µm, d’environ 500 à 600 µm, d’environ 600 à 700 µm, d’environ 700 à 800 µm, d’environ 800 à 900 µm, d’environ 900 à 1000 µm, et/ou les billes de verre ont une masse unitaire d’environ 10 ng à environ 2 mg, notamment d’environ 10 à 50 ng, d’environ 50 à 100 ng, d’environ 100 à 200 ng, d’environ 200 à 500 ng, d’environ 500 ng à 1 µg, d’environ 1 à 5 µg, d’environ 5 à 10 µg, d’environ 10 à 20 µg, d’environ 20 à 50 µg, d’environ 50 à 100 µg, d’environ 100 à 200 µg, d’environ 200 à 500 µg, d’environ 500 µg à 1 mg, d’environ 1 à 1,5 mg, d’environ 1,5 à 2 mg. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif dans lequel la masse moléculaire du polyéthylèneimine adsorbé est comprise de 0,6 à 2000 kDa, notamment d’environ 0,6 à 1,3 kDa, d’environ 1,3 à 10 kDa, d’environ 10 à 25 kDa, d’environ 25 à 100 kDa, d’environ 100 à 250 kDa, d’environ 250 à 500 kDa, 500 à 1000 kDa, d’environ 1000 à 1500 kDa, d’environ 1000 à 2000 kDa. Par masse moléculaire on entend la masse moléculaire en masse (Mw). Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif dans lequel le polyéthylèneimine adsorbé est linéaire ou ramifié, notamment ramifié. Au sens de la présente invention, on entend par « ramifié » un polymère dans lequel l’enchainement des motifs monomères présente des ramifications. Au sens de la présente invention, on entend par « linéaire » un polymère dans lequel l’enchainement des motifs monomères se fait de façon linéaire. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel la masse totale des billes de verre est d’environ 10 mg à environ 1 kg, notamment d’environ 10 à 50 mg, d’environ 50 à 100 mg, d’environ 100 à 200 mg, d’environ 200 à 500 mg, d’environ 500 mg à 1 g, d’environ 1 à 2 g, d’environ 2 à 5 g, d’environ 5 à 10 g, d’environ 10 à 50 g, d’environ 50 à 100 g, d’environ 100 à 200 g, d’environ 200 à 500 g, d’environ 500 g à 1 kg. L’une des premières applications du procédé est l’élimination de micro-organismes : grâce à la captation, l’échantillon est déplété des microorganismes initialement présents. Une seconde application envisagée est le diagnostic : la captation est alors utilisée comme un moyen pour concentrer les microorganismes en vue d’un diagnostic. Ce dernier peut être qualitatif, de type présence/absence, ou quantitatif. Il peut être spécifique ou non du type de microorganisme, et différencier ou non les cellules vivantes des cellules mortes. L’analyse des microorganismes captés peut se faire directement après captation sur billes. Ces tests peuvent être par exemple basés sur la détection de la cellule entière ou de la détection/quantification d’un de ses constituants (ADN, ARN, ATP, enzymes et leurs activités ou plus largement les protéines…). Pour ce faire, il est possible d’éluer les microorganismes captés sur les billes, éventuellement suivi d’une étape de lyse, ou alors, d’effectuer la lyse sur les microorganismes toujours captés sur les billes, puis d’éluer les constituants libérés des cellules. Ensuite, une multitude de techniques sont utilisables, parmi lesquelles la cytométrie en flux ou en phase solide, la colorimétrie, la spectroscopie, la microscopie, l’ATPmétrie (ATP : Adénosine triphosphate), la PCR (Polymerase Chain Reaction ou réaction en chaîne par polymérase), la RT-PCR (Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction ou réaction en chaîne par polymérase après transcription inverse), l’amplification isothermale ou encore la détection immunologique. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel le récipient creux est sous forme d’un tube, d’un flacon d’un bécher ou d’un pot. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel le récipient creux est sous forme de colonne comprenant de façon optionnelle un fritté. Au sens de la présente invention, lorsque la colonne comprend un fritté, la colonne et le fritté peuvent être deux éléments d’un même ensemble, ou deux éléments séparés pouvant être assemblés. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel la colonne a un volume d’environ 0,5 mL à environ 2 L, notamment d’environ 0,1 à 1 mL, d’environ 1 à 2 ml, d’environ 2 à 5 mL, d’environ 5 à 10 mL, d’environ 10 à 50 mL, d’environ 50 à 100 mL, d’environ 100 à 200 mL, d’environ 200 à 500 mL, d’environ 500 mL à 1 L, d’environ 1 L à 2 L, et le fritté a une porosité inférieure à la taille des billes de verre utilisées. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel le récipient creux est sous forme d’un tube, d’un flacon d’un bécher ou d’un pot, ledit récipient creux étant notamment sous forme de colonne comprenant de façon optionnelle un fritté, ladite colonne ayant notamment un d’environ 0,5 mL à environ 2 L et le fritté ayant notamment une porosité inférieure à la taille des billes de verre utilisées. La taille de la colonne est choisie en fonction de la masse totale des billes, ainsi que les quantités des solutions utilisées (solutions de polyéthylèneimine, solutions de captation et solutions d’élution). Une quantité plus importante de billes nécessite une colonne de taille plus élevée, que l’Homme du Métier peut choisir. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel les billes de verre ont un diamètre d’environ 20 à environ 1000 µm, et une masse d’environ 10 ng à environ 2 mg, dans lequel le verre est de type sodocalcique ou borosilicate, fonctionnalisé par du polyéthylèneimine adsorbée à sa surface, dans lequel le polyéthylèneimine à une masse moléculaire comprise de 0,6 et 2000 kDa, dans lequel le polyéthylèneimine est ramifié ou linéaire, dans lequel le contenant est sous forme d’un tube, d’un flacon, d’un bécher, d’un pot ou d’une colonne comprenant de façon optionnelle un fritté, dans lequel la colonne a un volume comprise de 0,5 ml à 2 L, et le fritté a une porosité inférieure à la taille des billes de verre utilisées et dans lequel le poids total des billes est compris de 10 mg à 1 kg. Un second objet de l’invention est un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant une étape de mise en contact du polyéthylèneimine avec une bille de verre pour obtenir une bille de verre non poreuse fonctionnalisée par du polyéthylèneimine adsorbé à sa surface. L’adsorption consiste à mettre en contact une solution aqueuse de polyéthylèneimine à une concentration comprise de 0,1% à 5% (pourcentages massiques) avec la surface de la bille de verre pendant une durée moyenne de 5 à 10 minutes, notamment d’une dizaine de minutes. Un rinçage par de l’eau permet néanmoins d’éliminer le polyéthylèneimine excédentaire, de diminuer la mortalité induite et d’améliorer une éventuelle élution des microorganismes. Un séchage est ensuite réalisé à l’air libre ou accéléré à l’aide d’un système de chambre sous vide, ou par lyophilisation. Le temps de séchage peut ainsi être réduit à une dizaine de minutes. A l’issue de ces différentes étapes, les billes sont fonctionnalisées et prêtes à l’emploi. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant une étape de mise en contact d’une solution de polyéthylèneimine avec une bille de verre pour une durée de 1 minute à 24 heures, notamment de 1 à 5 minutes, de 5 à 10 minutes, de 10 à 15 minutes, de 15 à 20 minutes, de 20 à 25 minutes, de 25 à 30 minutes, de 30 minutes à 1 heure, de 1 à 2 heures, de 2 à 5 heures, de 5 à 10 heures, de 10 à 24 heures, de préférence de 10 minutes à 24 heures, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine adsorbé. Lorsque le temps de contact est inférieur à 1 minute, la fonctionnalisation des billes de verre n’est pas toujours adéquate. Le temps de contact augmente en fonction de la masse totale des billes à fonctionnaliser. A titre d’exemple, pour la fonctionnalisation de 300 mg de billes, un temps de fonctionnalisation de 5 minutes peut suffire, tandis-que pour la fonctionnalisation de 1 g de billes, un temps de contact de 10 minutes et préconisé. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel la solution de polyéthylèneimine est à une concentration de 0,1 et 5%, notamment de 0,1 à 0,5%, de 0,5 à 1%, de 1 à 2%, de 2 à 3%, de 3 à 4%, de 4 à 5% pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, dans lequel le volume de la solution de polyéthylèneimine utilisé est compris de 4 µl à environ 0,5 L, notamment d’environ 4 à 25 µl, d’environ 25 à 50 µl, d’environ 50 à 100 µl, d’environ 100 à 250 µl, d’environ 250 à 500 µl, d’environ 500 µl à 1 ml, d’environ 1 à 2,5 ml, d’environ 2,5 à 5 ml, d’environ 5 à 25 ml, d’environ 25 à 50 ml, d’environ 50 à 100 ml, d’environ 100 à 250 ml, d’environ 250 ml à 0,5 L, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant une étape de mise en contact du polyéthylèneimine avec une bille de verre, notamment pour une durée de 1 minute à 24 heures, dans lequel la solution de polyéthylèneimine est notamment à une concentration entre 0,10 et 5%, et dans lequel le volume de la solution de polyéthylèneimine utilisé est notamment compris de 4 µl à 0,5 L, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine. La concentration et le volume de la solution de polyéthylèneimine à utiliser sont dépendants de la surface totale des billes à fonctionnaliser. Il est possible de calculer ladite surface à partir de de la masse totale, la taille et la densité des billes utilisées. La surface par bille peut être calculée avec la formule 4πr 2 (r étant le rayon de la bille) Le volume par bille peut être calculé avec la formule (4/3)πr 3 (r étant le rayon de la bille) Le volume total des billes peut être calculé en divisant la masse totale des billes par la densité Le nombre de billes peut être calculé en divisant le volume total des billes par le volume par bille Enfin, la surface totale des billes est obtenue par la multiplication de la surface par bille et le nombre de billes Une surface totale plus élevée nécessite l’utilisation d’une quantité plus importante de polyéthylèneimine. Cette quantité plus importante peut être apportée par l’utilisation d’un volume de solution plus important, l’utilisation d’une solution plus concentrée, ou une combinaison des deux. A titre d’exemple, il est possible d’utiliser 0.5 ml d’une solution à 0.16 % de polyéthylèneimine afin de fonctionnaliser 1 g de billes de 105-150 µm (exemple 12). Dans ce cas, la surface totale des billes est d’environ 188 cm 2 (lesdites billes ayant une densité des billes de 2.50 g/cm 3 ). En revanche, 1 g de billes de 30-50 µm ont une surface calculée plus importante (600 cm 2 ). Dans ces conditions, en utilisant également une concentration en polyéthylèneiminde de 0.16%, environ 3,2 fois plus de solution (600/188) est nécessaire afin d’effectuer la fonctionnalisation dans les mêmes conditions que précédemment. Il est également possible d’utiliser 0.5 ml d’une solution 3,2 fois plus concentrée, ou de modifier la concentration et le volume en appliquant une règle de trois. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant une étape de séchage pour une durée de 1 minute à 12 heures, notamment de 1 à 5 minutes, de 5 à 10 minutes, de 10 à 15 minutes, de 15 à 20 minutes, de 20 à 25 minutes, de 25 à 30 minutes, de 30 minutes à 1 heure, de 1 à 2 heures, de 2 à 5 heures, de 5 à 12 heures, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine. Selon un autre mode de réalisation encore plus particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif tel que décrit ci-dessus, comprenant une étape de séchage pour une durée d’environ 10 minutes, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine adsorbé. Le temps de séchage d’environ 10 min correspond à la durée de l’étape de séchage lorsque ce dernier est accéléré à l’aide d’un système de chambre sous vide avec la dépression réglée sur son maximum (~900 mbar au manomètre avant ouverture de la vanne). Lorsque le séchage est réalisé à l’air libre, le temps de séchage est plus long et peut atteindre environ 12 heures. Au sens de la présente invention, on entend par « séchage » une méthode de séchage à l’air libre ou accéléré à l’aide d’un système de chambre sous vide, ou par lyophilisation. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation tel que décrit ci-dessus, dans lequel l’étape de séchage est effectuée à l’air libre ou accélérée par flux d’air, notamment à une température allant de la température ambiante à 90°C, notamment de la température ambiante à 80°C, de température ambiante à 60 °C, de température ambiante à 30 °C, de 30°C à 40°C, de 40°C à 50°C et de 50°C à 60°C, ou de 60 °C à 90 °C, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine. Au sens de la présente invention, on entend par « température ambiante », une température allant d’environ 20°C à environ 25°C. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé de préparation tel que décrit ci-dessus, comprenant une étape de rinçage avec une solution aqueuse, notamment de l’eau, préalable à l’étape de séchage, pour éliminer le polyéthylèneimine non adsorbée lors de l’étape de mise en contact. Au sens de la présente invention, on entend par « solution aqueuse » une phase liquide contenant de l’eau. Des exemples de solution aqueuses pouvant être utilisées sont l’eau, des solutions aqueuses de NaCl 1M ou de Tris 50 mM. L’objectif pendant le rinçage peut être de diminuer le pH à l’aide d’une solution acide afin de maximiser les charges positives à la surface du polyéthylèneimine ; il est possible dans ce cas d’utiliser des acides tels que l’acide citrique ou l’acide acétique. Un troisième objet de l’invention est l’utilisation d’un dispositif tel que décrit ci-dessus, pour la captation de micro-organismes en vue d’un diagnostic. Au sens de la présente invention, on entend par « micro-organismes » des organismes microscopiques vivants ou morts. Des exemples de micro-organismes pouvant être captés sont les bactéries, les levures, les champignons, les virus, les archées, les micro-algues, et certains parasites microscopiques. Au sens de la présente invention, on entend par « diagnostic » la détection des micro-organismes captés. Des exemples de techniques de diagnostic pouvant être utilisées sont notamment la cytométrie en flux ou en phase solide, la colorimétrie, la spectroscopie, la microscopie, l’ATPmétrie (ATP : Adénosine triphosphate), la PCR (Polymerase Chain Reaction ou réaction en chaîne par polymérase), la RT-PCR (Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction ou réaction en chaîne par polymérase après transcription inverse), l’amplification isothermale, ou la détection immunologique. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne une utilisation telle que décrite ci-dessus, pour la captation de micro-organismes en vue de l’élimination ou de la diminution de la charge de micro-organismes d’échantillons liquides ou visqueux susceptibles de contenir lesdits micro-organismes. Au sens de la présente invention, on entend par « élimination ou de la diminution de la charge de micro-organismes » l’action de diminuer la quantité de micro-organismes présents dans un échantillon. Un autre objet de l’invention est un procédé de captation de micro-organismes comprenant une étape de mise en contact d’un échantillon liquide ou visqueux contenant les dits micro-organismes, avec un dispositif tel que décrit ci-dessus, dans des conditions permettant de créer une interaction entre les dits micro-organismes et les billes de verre, et d’obtenir les dits micro-organismes captés sur les billes de verre. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel la proportion de micro-organismes provenant de l’échantillon et captés sur les billes de verre est comprise de 0,001% à 100% en vue de la débactérisation dudit échantillon. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, comportant une étape supplémentaire d’élution des micro-organismes précédemment captés dans des conditions permettant la séparation des susdits micro-organismes captés des susdites billes de verre et la récupération des dits micro-organismes. L’élution avec une solution chimique est réalisée à température ambiante. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel lors de l’étape d’élution la proportion des micro-organismes séparés des billes de verre sur lesquelles les susdits micro-organismes avaient été précédemment captés, puis récupérés est comprise de 0,001% à 100%. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel la récupération des micro-organismes est effectuée en vue d’un diagnostic. Ce diagnostic peut être qualitatif, de type présence/absence, ou quantitatif. Il peut être spécifique ou non du type de microorganisme, et différencier ou non les cellules vivantes des cellules mortes. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit précédemment, comprenant : une étape de mise en contact d’un échantillon liquide ou visqueux contenant les dits micro-organismes, avec des billes de verre contenues dans le dispositif décrit ci-dessus, dans des conditions permettant de créer une interaction entre les dits micro-organismes et les billes de verre, et d’obtenir les dits micro-organismes captés sur les billes de verre, une étape supplémentaire d’élution des micro-organismes précédemment captés dans des conditions permettant la séparation des susdits micro-organismes captés des susdites billes de verre et la récupération des dits micro-organismes. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel l’étape d’élution est réalisée en utilisant une solution de type chimique. Au sens de la présente invention, les solutions d’élution de type chimique pouvant être utilisées sont par exemples : NaCl 1M, Tris 50mM pH 7,5, Tris 50mM pH 9,5, sodium hexametaphosphate 0,01% à 0,1% EDTA 0,1 à 10%, bicarbonate de soude 1%, citrate de sodium 10%, acide acétique 0,1 à 10%, méthanol 0,1 à 10%, pluronic F-127 0,01 à 0,1% (poloxamère 407, copolymère non-ioniques à trois blocs : Poly(éthylène glycol)-block-poly(propylène glycol)-block-poly(éthylène glycol)). Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel la mise en contact de l’échantillon avec les billes de verre ou le dispositif a lieu de façon statique ou en flux. Au sens de la présente invention, on entend par « de façon statique », le fait que la mise en contact entre l’échantillon et les billes de verre a lieu dans un récipient sans qu’il y ait un mouvement continu de l’échantillon et que l’échantillon ne soit renouvelé au cours de la mise en contact. La mise en contact de façon statique nécessite qu’à la fin du temps de contact l’échantillon soit séparé des billes de verre. Cette étape peut par exemple se réaliser par aspiration du liquide à travers un fritté ou par prélèvement du liquide. Lorsque le procédé de captation est réalisé en statique, l’étape de mise en contact de l’échantillon contenant les micro-organismes avec des billes de verre est réalisée sur une durée de 5 à 15 minutes avant que l’aspiration ne soit déclenchée et réalisée à l’aide de la chambre à vide. Au sens de la présente invention, on entend par « en flux », le fait que la mise en contact entre l’échantillon et les billes de verre ait lieu dans un récipient permettant de faire s’écouler de façon continue l’échantillon entre les billes de verre. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel les micro-organismes sont choisis parmi les bactéries, et les Fungi, notamment les levures et les champignons. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel les Fungi appartiennent aux genres Absidia, Alternaria, Aspergillus, Aureobasidium, Botrytis, Brettanomyces, Byssochlamys, Candida, Chaetomium, Cladosporium, Colletotrichum, Cryptococcus, Debaryomyces, Emericella, Epicoccum, Eupenicillium, Eurotium, Fusarium, Galactomyces, Geotrichum, Gliocladium, Hanseniaspora, Humicola, Hyphopichia, Kluyveromyces, Lichtheimia, Lodderomyces, Meyerozyma, Monascus, Mucor, Mycocladus, Neosartorya, Nigrospora, Paecilomyces, Penicillium, Pestalotia, Phoma, Phytophthora, Pichia, Pythium, Rhizoctonia, Rhizopus, Rhodotorula, Saccharomyces, Saccharomycopsis, Schizosaccharomyces, Sclerotinia, Scopulariopsis, Serpula, Stemphylium Talaromyces, Thielaviopsis, Torulaspora, Trichoderma, Trichosporon, Trichothetium, Ulocladium, Verticillium, Wallemia, Wickerhamomyces, Xylaria, Zygosaccharomyces . Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel les bactéries sont des bactéries Gram + ou Gram –. Les bactéries Gram + sont mises en évidence par la technique de coloration de Gram. Après coloration, lesdites bactéries apparaissent en couleur mauve lors d’une analyse microscopique. En revanche, les bactéries Gram – ne sont pas colorées en mauve à l’issue du test de coloration de Gram. Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel les bactéries appartiennent aux genres Acetobacter, Achromobacter, Acidovorax, Acinetobacter, Actinomyces, Aerococcus, Aeromonas, Alcaligenes, Alicyclobacillus, Aquaspirillum, Asaia, Bacillus, Bifidobacterium sp., Bordetella, Brachybacterium, Brevibacillus, Brevibacterium, Brevundimonas, Burkholderia, Buttiauxella, Campylobacter, Carnobacterium, Cellulomona, Citrobacter, Clavibacter Clostridium, Corynebacterium, Cronobacte, Cupriavidu, Curtobacterium, Elizabethkingia, Enteractinococcus, Enterobacter, Enterococcus, Escherichia, Flacklamia, Flavobacterium, Geobacillus, Glutamicibacte, Halobacillus, Klebsiella, Kocuria, Lactobacillus, Lactococcus, Leclercia, Lelliottia, Leuconostoc, Lysinibacillus, Macrococcus, Methylobacteriu, Microbacterium spp. (CDC A-5), Micrococcus, Moraxell, Mycobacterium, Nesterenkonia, Oceanobacillus sp, Ochrobactrum, Paenibacillus, Pandorae, Pantoea, Paracoccus, Pasteurell, Pediococcus, Propionibacterium, Proteus, Pseudomonas, Ralstonia, Rhizobium, Roseomona, Rothia, Salmonella, Sanguibacter, Serratia, Shewanella, Sphingomonas, Sporolactobacillus, Sporosarcina, Staphylococcus, Stenotrophomonas, Streptococcus, Streptomyces, Thermoanaerobacterium, Variovorax, Virgibacillus . Selon un autre mode de réalisation particulier, la présente invention concerne un procédé tel que décrit ci-dessus, dans lequel l’échantillon liquide ou visqueux est choisi parmi : un échantillon biologique, humain ou vétérinaire, tel que l’urine, le sang, le liquide synovial, la lymphe, le liquide lacrymal, les sécrétions, les muqueuses, un échantillon pharmaceutique, tel que les solutions injectables, les sirops, les vaccins, les collyres, les gels ophtalmiques, un échantillon cosmétique, tel que les démaquillants, produits pour le nettoyage de la peau, déodorants, produits destinés au rasage, autobronzants, crèmes de protection solaire, dissolvants, shampoings, après-shampoings, un échantillon alimentaire, tel que les boissons, notamment l’eau (plate, pétillante et/ou aromatisée), le lait, les jus de fruits, tel que le jus d’orange, les sodas, les boissons alcoolisées, les boissons à base de thé, les viandes, les plats cuisinés, les produits laitiers, les ovoproduits, Un échantillon d’eaux de process, tel qu’un échantillon issu des boucles de nettoyage, de l’eau de production, Un échantillon de type environnemental, tel que des échantillons marins, ou pluviaux. Au sens de la présente invention, on entend par « échantillon biologique », un échantillon provenant d’un liquide corporel ou d’un tissu d’un corps humain ou animal. Des exemples d’échantillons biologiques pouvant être utilisées sont l’urine, le sang, le liquide synovial, la lymphe, le liquide lacrymal, les sécrétions, les muqueuses. Au sens de la présente invention, on entend par « échantillon pharmaceutique », un échantillon provenant d’un produit pharmaceutique contenant des substances chimiques, naturelles ou synthétiques à usage humain ou vétérinaire. Des exemples d’échantillons pharmaceutiques pouvant être utilisés sont les solutions injectables, les sirops, les vaccins, les collyres, les gels ophtalmiques, les solutions nasales, les compléments de vaccination rendus liquide, les poudres rendues liquide. Au sens de la présente invention, on entend par « échantillon cosmétique », un échantillon provenant d’un produit cosmétique contenant une substance ou un mélange destiné à être mise en contact avec les diverses parties superficielles du corps humain, en vue, exclusivement ou principalement, de les nettoyer, de les parfumer, d'en modifier l'aspect, de les protéger, de les maintenir en bon état ou de corriger les odeurs corporelles. Des exemples d’échantillons cosmétiques pouvant être utilisés sont les démaquillants, produits pour le nettoyage de la peau, déodorants, produits destinés au rasage, autobronzants, crèmes de protection solaire, dissolvants, shampoings, après-shampoings, lotions démaquillantes, crèmes, émulsions, savons, agents de nettoyage. Au sens de la présente invention, on entend par « échantillon alimentaire », un échantillon provenant d’un produit alimentaire pouvant servir de nourriture ou de boisson à un être humain ou animal. Des exemples d’échantillons alimentaires pouvant être utilisés sont les boissons, notamment l’eau (plate, pétillante et/ou aromatisée), le lait, les jus de fruits, les sodas, les boissons alcoolisées, les boissons à base de thé, les viandes, les plats cuisinés, les produits laitiers, les ovoproduits, la charcuterie, les poissons, les œufs, les soupes, les concentrés de fruits. Au sens de la présente invention, on entend par « échantillon d’eaux de process », un échantillon provenant d’une usine de production, notamment un échantillon d’eau entrant dans un procédé de production. Des exemples d’ échantillons d’eaux de process pouvant être utilisés sont des échantillons issu des boucles de nettoyage, de l’eau de production, une tour de lavage, une tour aéroréfrigérante. Au sens de la présente invention, on entend par « échantillon de type environnemental », un échantillon provenant de l’environnement. Des exemples d’ échantillons de type environnementaux sont pouvant être utilisés sont des échantillons de sols, d’eau, notamment d’eau de mer, rivière, fleuve. Un autre objet de l’invention est un kit comprenant des billes de verre, du polyéthylèneimine et un dispositif sous forme de colonne et des solutions d’élution de type chimique. Description des figures Figure 1A : Principe général de fonctionnement de captation/élimination des microorganismes en mode flux La Figure 1A représente le principe général de fonctionnement de la captation/élimination des microorganismes en mode flux. 1 représente l’ajout de la solution potentiellement contaminée ; 2 représente la colonne ; 3 représente les billes de verre fonctionnalisées à l’aide de polyéthylèneimine ; 4 représente le fritté ; 5 représente la solution dépourvue de ses microorganismes à la sortie de la colonne ; 6 représente un grossissement des microorganismes immobilisés au contact des billes fonctionnalisées. Figure 1B : Principe général de fonctionnement de l’élution en mode flux 1 représente l’ajout de la solution d’élution ; 2 représente la solution d’élution à la sortie de la colonne contenant les microorganismes précédemment immobilisés. Figure 2A : Principe général de fonctionnement de captation/élimination des microorganismes en mode statique La Figure 2A représente le principe général de fonctionnement de la captation/élimination des microorganismes en mode statique. 1 représente l’ajout de la solution potentiellement contaminée ; 2 représente le contenant ; 3 représente la solution potentiellement contaminée mise en contact avec les billes de verre ; 4 représente les billes de verre fonctionnalisées à l’aide de polyéthylèneimine ; 5 représente un grossissement des microorganismes immobilisés au contact des billes fonctionnalisées ; 6 représente la récupération ou l’élimination de la solution dépourvue de ses microorganismes. Figure 2B : Principe général de fonctionnement de l’élution en mode statique 1 représente l’ajout de la solution d’élution ; 2 représente le prélèvement de la solution d’élution pourvue des microorganismes élués. EXEMPLES Exemple 1 Protocole générale d’adsorption du polyéthylèneimine sur les billes de verre 1g de billes de verre de diamètre 105-150 µm (réf. 15927, Polysciences Europe GmbH, Germany) sont pesées directement dans des colonnes de filtration 2,4 mL en polypropylène munies d’un fritté en PEHD de porosité 45-90 µm (réf. 208-3049-03S, Evergreen Scientific, USA). L’ensemble est placé sur une plaque adaptée pour pouvoir placer 24 colonnes simultanément (NucleoVac Adapter Plate, réf.740694, Macherey-Nagel GmbH & Co. KG, Germany) qui s’intègre à une chambre à vide NucleoVac96 (réf. 740681, Macherey-Nagel GmbH & Co. KG, Germany). Le tout est relié à une pompe à vide KNF type N816.1.2KN.45.18 (KNF Neuberger SAS, France). Une solution de polyéthylèneimine ramifié (1,3 kDa, réf. 482595 Sigma-Aldrich) à 0,166% dans de l’eau désionisée biologique (Réf. W4502, Sigma-Aldrich, Merck KGaA, Darmstadt, Germany) est additionnée à chaque colonne. Le mélange est homogénéisé pendant 10 minutes à l’aide d’une pointe à filtre de 10 µl, suivi d’un rinçage par de l’eau de biologie moléculaire (1 ml). Pour chaque aspiration, la pompe à vide est réglée sur 700 mbar de dépression. Après rinçage, les colonnes sont fonctionnalisées et prêtes à l’emploi. Exemple 2 : Préparation des souches Les souches de microorganismes ont été décongelées à l’aide d’une cryobille dans un milieu liquide ou solide approprié avant d’être placées à une température permettant leur croissance pendant le temps nécessaire à leur croissance. Les souches ont subi deux repiquages minimums à 2% dans un milieu liquide approprié ou par transfert sur milieu solide avant d’être utilisées pour les essais. Exemple 3 : Préparation des suspensions de travail Les suspensions filles ont été réalisées dans de l’eau supplémentée ou non de NaCl à 0,85% par dilutions successives (habituellement au dixième). A partir des suspensions filles réalisées, des matrices liquides (jus de fruits, sodas, eaux plates, gazeuses, aromatisées ou pas) ont été inoculées afin de contenir des microorganismes pour les essais. Pour ce faire, la dernière dilution a été réalisée dans la matrice à tester. Exemple 4 : Protocole général de captation en statique Un faible volume (de 500 µL à 1 mL) de solution contenant une quantité donnée de microorganismes (de 20 à ~107 unités) a été introduit dans une colonne contenant 1g de billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine. Un temps de contact de 5 à 15 min a été appliqué avant que l’aspiration ne soit déclenchée et réalisée à l’aide de la chambre à vide, la dépression de la pompe étant fixée sur 50 mbar. Exemple 5 : Protocole général de captation en flux Un volume donné (de 500 µL à 100 mL) de solution contenant une quantité donnée de microorganismes (de 20 à ~107 unités) a été filtré à travers une colonne contenant 1g de billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine. L’aspiration a été déclenchée avant l’introduction de la solution et a été réalisée à l’aide de la chambre à vide, la dépression de la pompe a été fixée sur 50 mbar. Exemple 6 : Protocole général d’élution chimique Après passage de l’échantillon d’intérêt au travers de la colonne, une solution d’élution a été introduite afin de procéder au décrochage des microorganismes. La quantité de solution d’élution a été variable mais a été au minimum de 500 µL afin de recouvrir toutes les billes présentes dans la colonne. La solution a été de nature chimique. Toutes les solutions chimiques (NaCl 1M, Tris 50mM pH 7,5, Tris 50mM pH 9,5, sodium hexametaphosphate 0,01% à 0,1 EDTA 0,1 à 10%, bicarbonate de soude 1%, sodium citrate 10%, acide acétique 0,1 à 10%, méthanol 0,1 à 10%, pluronic F-127 0,01 à 0,1%) ont été préparées à l’aide d’eau désionisée puis filtrée sur filtre 0,2 µm. Les pourcentages cités précédemment correspondent à un rapport poids/volume d’eau (g/100 mL). L’aspiration a été déclenchée avant introduction de la solution ou après un temps de contact plus ou moins important (5 minutes minimum testées). La filtration a été réalisée à l’aide de la chambre à vide, la dépression de la pompe étant fixée sur 700 mbar. Exemple 7 : Evaluation du taux de captation et/ou d’élution L’évaluation du taux de captation ou d’élution a pu être réalisée de façons différentes en fonction de la quantité de microorganismes présents et du volume de solution à analyser. Il a par exemple été possible d’évaluer le nombre de microorganismes présents dans une solution donnée à l’aide (1) de la cytométrie en flux, (2) de la filtration sur membrane déposée sur milieu gélosé, (3) par observation au microscope ou encore (4) de l’étalement sur boite de Petri. Exemple 7-1 : Evaluation du taux de captation et/ou d’élution par cytométrie en flux La cytométrie en flux a nécessité une concentration en microorganisme relativement importante pour obtenir un résultat fiable (~105 UFC/mL). Les résultats en termes de taux de captation et d’élution ont été obtenus comme décrits ci-après. Les perméats obtenus après captation ont été analysés au cytomètre pour évaluer le nombre de microorganismes non captés. Il a ainsi été possible de déduire le nombre de microorganismes captés sur la colonne étant donné que la quantité de microorganismes préalablement introduits dans la colonne est connue (dénombrement réalisé au cytomètre). Pour l’élution, le nombre de microorganismes élués a directement été mesuré à l’aide du cytomètre. A noter qu’il a été possible de marquer les microorganismes ce qui a permis à la fois de mieux discriminer les microorganismes du bruit de fond et en même temps de décrire leur état physiologique (vivants ou morts) à un instant donné. Exemple 7-2 : Evaluation du taux de captation et/ou d’élution par filtration sur membrane déposée sur milieu gélosé La filtration sur membrane a permis, elle, de concentrer les microorganismes. Il a ensuite été possible de déposer cette membrane sur un milieu favorable à leur croissance à une température donnée et pendant un temps défini. Les filtrations indépendantes des perméats et des éluats ont permis ainsi de calculer les taux de captation et d’élution de la même manière que pour la cytométrie en flux. Pour cela, il a été nécessaire de compter les colonies sur la membrane après le temps d’incubation. Exemple 7-3 : Evaluation du taux de captation et/ou d’élution par filtration sur membrane pour observation au microscope La filtration sur membrane a permis de concentrer les microorganismes et de les observer après marquage directement au microscope. De la même manière que précédemment, il a ensuite été nécessaire de compter les microorganismes présents sur la membrane à l’aide d’un microscope. Pour rappel, les marqueurs permettent de décrire l’état physiologique des microorganismes (vivants ou morts) à un instant donné ce que ne permet pas la croissance sur membrane en boite de Petri (Exemple 7-2) ou l’étalement sur milieu gélosé (Exemple 7-4) pour lesquels seuls les microorganismes viables et cultivables sont observables, et ce, au minimum 24 heures après le dépôt. Exemple 7-4 : Evaluation du taux de captation et/ou d’élution par filtration sur membrane pour de l’étalement sur boite de Petri Une autre méthode consiste en l’étalement de tout ou une partie des perméats et des éluats sur un milieu gélosé (en boite de Petri) favorable à la croissance des microorganismes. Cette méthode a nécessité un temps d’incubation variable à une température donnée. De la même manière que précédemment, il a ensuite été nécessaire de compter les microorganismes présents sur la boite afin d’en déduire les taux de captation et d’élution, le nombre de microorganismes introduits étant connu grâce à la même méthode d’étalement. Exemple 8 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 300 mg de billes de verre de diamètre 30-50 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 142,8 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 25 kDa) à 0,5% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. La pompe a ensuite été réglée sur 700 mbar de dépression pour un séchage pendant 5 minutes. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement de la suspension mère d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri, ainsi qu’en cytométrie. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri, ainsi que par cytométrie. Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 1 présente le nombre d’Unités Formant Colonie (UFC) introduites et le taux de captation correspondant, évalué par étalement sur milieux gélosés en boite de Petri Tableau 1 Résultats de la captation de microorganismes Le Tableau 2 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 2 Résultats de la captation de microorganismes Exemple 9 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 300 mg de billes de verre de diamètre 30-50 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 142,8 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,5% (m/v) ont été ajoutées dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. La pompe a ensuite été réglée sur 700 mbar de dépression pour séchage durant 5 min. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement de la suspension mère d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri, ainsi qu’en cytométrie. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri, ainsi que par cytométrie. Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 3 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par étalement sur milieux gélosés en boite de Petri Tableau 3 Résultats de la captation de microorganismes Le Tableau 4 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 4 Résultats de la captation de microorganismes Exemple 10 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 300 mg de billes de verre de diamètre 30-50 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 142,8 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,5% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. La pompe a ensuite été réglée sur 700 mbar de dépression pour séchage durant 5 min. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement de la suspension mère d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement est réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri. Protocole d’élution des micro-organismes 2 élutions successives au NaCl 1M de 500 µL chacune ont été réalisées par colonne. Les deux élutions ont été réalisées en respectant un temps de contact de 5 min à température ambiante. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les deux éluats ont été collectés dans des tubes différents à l’aide du système de chambre à vide. Les 500 µL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri. Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 5 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par étalement sur milieux gélosés en boite de Petri Tableau 5 Résultats de la captation de microorganismes Efficacité de l’élution Le Tableau 6 présente le taux d’élution correspondant à chaque colonne. Tableau 6 Résultats de l’élution de microorganismes Le rendement global est donc de 77,98%. Exemple 11 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 300 mg de billes de verre de diamètre 30-50 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 142,8 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,5% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. La pompe a ensuite été réglée sur 700 mbar de dépression pour séchage durant 5 min. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement de la suspension mère d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et l’aspiration a été réalisée après un temps de contact de 5 min de la solution avec les billes contenues dans la colonne. L’aspiration a été réalisée à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri. Protocole d’élution des micro-organismes Une élution au NaCl 1M de 500 µL a été réalisée par colonne. L’élution a été réalisée en respectant un temps de contact de 5 min à température ambiante. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les 500 µL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl et étalements sur milieux gélosés en boite de Petri. Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 7 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par étalement sur milieux gélosés en boite de Petri Tableau 7 Résultats de la captation de microorganismes Efficacité de l’élution Le Tableau 8 présente le taux d’élution correspondant à chaque colonne. Tableau 8 Résultats de l’élution de microorganismes Le rendement global est donc de 78,83%. Exemple 12 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 956 mg de billes de verre de diamètre 105-150 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 455,1 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,16% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre de la suspension mère d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Protocole d’élution des micro-organismes Trois élutions successives à l’aide de 500 µL de solution d’élution (Tris 50 mM pH 9,5, NaCl 1M) ont été réalisées par colonne. Les élutions ont été réalisées en respectant systématiquement un temps de contact de 5 min à température ambiante. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les 500 µL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre est réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5 Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 9 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 9 Résultats de la captation de microorganismes Efficacité de l’élution Le Tableau 10 présente la colonne et le taux d’élution correspondant évalué par cytométrie. Tableau 10 Résultats de l’élution de microorganismes Le rendement global est donc de 75,24%. Exemple 13 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 300 mg de billes de verre de diamètre 30-50 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 142,8 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,5% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. La pompe a ensuite été réglée sur 700 mbar de dépression pour séchage durant 5 min. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre des suspensions mères de Staphylococcus aureus , Pseudomonas aeruginosa ATCC 13388 et Salmonella enterica subsp. enterica serovar Enteritidis ATCC 13076 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl du Tris 50 mM pH 7,5. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 11 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 11 Résultats de la captation de microorganismes Exemple 14 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 300 mg de billes de verre de diamètre 30-50 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 142,8 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,5% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 5 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. La pompe a ensuite été réglée sur 700 mbar de dépression pour séchage durant 5 min. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre des suspensions mères d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl du Tris 50 mM pH 7,5. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Efficacité de la captation/élimination des micro-organismes Le Tableau 12 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 12 Résultats de la captation de microorganismes Exemple 15 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 1 g de billes de verre de diamètre 105-150 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 500 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié 1,3 kDa) à 0,166% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 10 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre des suspensions mères des microorganismes utilisés a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl du Tris 50 mM pH 7,5. Protocole d’élution des micro-organismes Trois élutions successives à l’aide de 4 mL (8x500 µL) de sodium hexametaphosphate 0,1% ont été réalisées par colonne. Les élutions ont été réalisées en respectant systématiquement un temps de contact de 5 min à température ambiante pour les 500 premiers microlitres de chaque élution. Les 3,5 mL restants ont été passés en flux. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les 4 mL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Efficacité du couple captation/élution des micro-organismes Tableau 13 Résultats de la captation/élution de microorganismes Exemple 16 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 1 g de billes de verre de diamètre 105-150 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 500 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,166% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 10 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre des suspensions mères des microorganismes utilisés a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl du Tris 50 mM pH 7,5. 500 µL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Protocole d’élution des micro-organismes Trois élutions successives à l’aide de 4 mL (8x500 µL) de sodium hexametaphosphate 0,01% ont été réalisées par colonne. Les élutions ont été réalisées en respectant systématiquement un temps de contact de 5 min à température ambiante pour les 500 premiers microlitres de chaque élution. Les 3,5 mL restants ont été passés en flux. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les 4 mL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Efficacité du couple captation/élution des micro-organismes Tableau 14 Résultats de la captation/élution de microorganismes Exemple 17 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 1 g de billes de verre de diamètre 105-150 µm ont été réparties dans des colonnes de 0,8 mL munies d’un fritté de 20 µm. 500 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,166% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 10 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre des suspensions mères d’ Escherichia coli CIP 54.8 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. 500 µL d’une boisson à base de thé (Nestea goût pêche) contenant une concentration souhaitée en microorganismes ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 500 µL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Protocole d’élution des micro-organismes Trois élutions successives à l’aide de 4 mL (8x500 µL) de sodium hexametaphosphate 0,01% ont été réalisées par colonne. Les élutions ont été réalisées en respectant systématiquement un temps de contact de 5 min à température ambiante pour les 500 premiers microlitres de chaque élution. Les 3,5 mL restants ont été passés en flux. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les 4 mL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl ou du Tris 50 mM pH 7,5. Efficacité de la capatation Le Tableau 15 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 15 Résultats de la captation de microorganismes Efficacité de l’élution Le Tableau 16 présente la colonne et le taux d’élution correspondant évalué par cytométrie. Tableau 16 Résultats de l’élution de microorganismes Le rendement global est donc de 88,2% Exemple 18 : Protocole de fonctionnalisation des billes de verre 1 g de billes de verre de diamètre 105-150 µm ont été réparties dans des colonnes de 2,4 mL munies d’un fritté de 45-90 µm. 500 µL d’une solution aqueuse de polyéthylèneimine (ramifié, 1,3 kDa) à 0,166% (m/v) ont été ajoutés dans chacune des colonnes. Un temps de contact de 10 min a été respecté entre les billes et le polyéthylèneimine. La solution a ensuite été éliminée à l’aide d’un système de chambre à vide et d’une pompe réglée sur 50 mbar de dépression. Un rinçage de la colonne a été réalisé à l’aide de 1 mL d’eau de biologie moléculaire avec la même dépression. Après cette étape, les billes de verre fonctionnalisées par du polyéthylèneimine ont été prêtes à l’emploi. Protocole de captation/élimination des micro-organismes Dans un premier temps, un dénombrement au cytomètre de la suspension mère de Serratia marcescens CIP 58.14 a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl via la cytométrie. 8 mL de suspension à la concentration souhaitée ont été ajoutés par colonne et le procédé de captation a été réalisé en flux à l’aide du système de chambre à vide. La dépression a été réglée sur 50 mbar. Les 8 mL de suspension ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl . Protocole d’élution des micro-organismes Trois élutions successives à l’aide de 4 mL (8x500 µL) de sodium hexametaphosphate 0,01% ont été réalisées par colonne. Les élutions ont été réalisées en respectant systématiquement un temps de contact de 5 min à température ambiante pour les 500 premiers microlitres de chaque élution. Les 3,5 mL restants ont été passés en flux. L’aspiration a été réalisée à 50 mbar de dépression. Les 4 mL d’éluat ayant traversé la colonne ont été collectés dans un tube puis un dénombrement au cytomètre a été réalisé par dilutions successives au dixième dans de l’eau physiologique 0,85% NaCl. Efficacité de la captation Le Tableau 17 présente le nombre d’Unités Formant Colonie introduites et le taux de captation correspondant, évalué par cytométrie Tableau 17 Résultats de la captation de microorganismes Efficacité de l’élution Le Tableau 18 présente la colonne et le taux d’élution correspondant évalué par cytométrie. Tableau 18 Résultats de l’élution de microorganismes Le rendement global est donc de 83,57% Dispositif comprenant un récipient creux contenant des billes de verre, fonctionnalisées par du polyéthylèneimine adsorbé à la surface des billes de verre, les billes de verre étant notamment constituées de verre de type sodocalcique ou borosilicate. Dispositif selon la revendication 1, dans lequel : les billes de verre ont un diamètre d’environ 20 à environ 1000 µm, notamment d’environ 20 à 30 µm, d’environ 30 à 40 µm, d’environ 40 à 50 µm, d’environ 50 à 75 µm, d’environ 75 à 100 µm, d’environ 100 à 200 µm, d’environ 200 à 300 µm, d’environ 300 à 400 µm, d’environ 400 à 500 µm, d’environ 500 à 600 µm, d’environ 600 à 700 µm, d’environ 700 à 800 µm, d’environ 800 à 900 µm, d’environ 900 à 1000 µm, et/ou les billes de verre ont une masse unitaire d’environ 10 ng à environ 2 mg, notamment d’environ 10 à 50 ng, d’environ 50 à 100 ng, d’environ 100 à 200 ng, d’environ 200 à 500 ng, d’environ 500 ng à 1 µg, d’environ 1 à 5 µg, d’environ 5 à 10 µg, d’environ 10 à 20 µg, d’environ 20 à 50 µg, d’environ 50 à 100 µg, d’environ 100 à 200 µg, d’environ 200 à 500 µg, d’environ 500 µg à 1 mg, d’environ 1 à 1,5 mg, d’environ 1,5 à 2 mg. Dispositif selon la revendication 1 ou 2, dans lequel la masse moléculaire du polyéthylèneimine adsorbé est comprise de 0,6 à 2000 kDa, notamment d’environ 0,6 à 1,3 kDa, d’environ 1,3 à 10 kDa, d’environ 10 à 25 kDa, d’environ 25 à 100 kDa, d’environ 100 à 250 kDa, d’environ 100 à 500 kDa, d’environ 500 à 1000 kDa, d’environ 1000 à 1500 kDa, d’environ 500 à 2000 kDa, dans lequel le polyéthylèneimine adsorbé est notamment ramifié. Dispositif selon l’une des revendications 1 à 3, dans lequel le poids total des billes est d’environ 10 mg à environ 1 kg, notamment d’environ 10 à 50 mg, d’environ 50 à 100 mg, d’environ 100 à 200 mg, d’environ 200 à 500 mg, d’environ 500 mg à 1 g, d’environ 1 à 2 g, d’environ 2 à 5 g, d’environ 5 à 10 g, d’environ 10 à 50 g, d’environ 50 à 100 g, d’environ 100 à 200 g, d’environ 200 à 500 g, d’environ 500 g à 1 kg. Dispositif selon l’une des revendications 1 à 4, dans lequel le récipient creux est sous forme d’un tube, d’un flacon d’un bécher ou d’un pot, ledit récipient creux étant notamment sous forme de colonne comprenant de façon optionnelle un fritté, ladite colonne ayant notamment un volume d’environ 0,5 mL à environ 2 L et le fritté ayant notamment une porosité inférieure à la taille des billes de verre utilisées. Procédé de préparation d’une bille de verre utilisée dans le dispositif de l’une des revendications 1 à 5, comprenant une étape de mise en contact du polyéthylèneimine avec une bille de verre, notamment pour une durée de 1 minute à 24 heures, dans lequel la solution de polyéthylèneimine est notamment à une concentration entre 0,1 et 5%, et dans lequel le volume de la solution de polyéthylèneimine utilisé est notamment compris de 4 µl à 0,5 L, pour obtenir une bille de verre fonctionnalisée par du polyéthylèneimine. Utilisation d’un dispositif selon l’une des revendications 1 à 5, pour la captation de micro-organismes en vue d’un diagnostic, ou en vue de l’élimination ou de la diminution de la charge de micro-organismes d’échantillons liquides ou visqueux susceptibles de contenir lesdits micro-organismes. Procédé de captation de micro-organismes comprenant une étape de mise en contact d’un échantillon liquide ou visqueux contenant les dits micro-organismes, avec un dispositif selon l’une des revendications 1 à 5, dans des conditions permettant de créer une interaction entre les dits micro-organismes et les billes de verre, et d’obtenir les dits micro-organismes captés sur les billes de verre, notamment dans lequel la proportion de micro-organismes provenant de l’échantillon et captés sur les billes de verre est comprise de 0,001% à 100% en vue de la débactérisation dudit échantillon. Procédé selon la revendication 8, comportant une étape supplémentaire d’élution des micro-organismes précédemment captés dans des conditions permettant la séparation des susdits micro-organismes captés des susdites billes de verre et la récupération des dits micro-organismes, notamment en vue d’un diagnostic. Procédé selon l’une des revendications 8 à 9, dans lequel les micro-organismes sont choisis parmi les bactéries, et les Fungi, notamment les levures et les champignons, les fungi appartenant notamment aux genres Absidia, Alternaria, Aspergillus, Aureobasidium, Botrytis, Brettanomyces, Byssochlamys, Candida, Chaetomium, Cladosporium, Colletotrichum, Cryptococcus, Debaryomyces, Emericella, Epicoccum, Eupenicillium, Eurotium, Fusarium, Galactomyces, Geotrichum, Gliocladium, Hanseniaspora, Humicola, Hyphopichia, Kluyveromyces, Lichtheimia, Lodderomyces, Meyerozyma, Monascus, Mucor, Mycocladus, Neosartorya, Nigrospora, Paecilomyces, Penicillium, Pestalotia, Phoma, Phytophthora, Pichia, Pythium, Rhizoctonia, Rhizopus, Rhodotorula, Saccharomyces, Saccharomycopsis, Schizosaccharomyces, Sclerotinia, Scopulariopsis, Serpula, Stemphylium Talaromyces, Thielaviopsis, Torulaspora, Trichoderma, Trichosporon, Trichothetium, Ulocladium, Verticillium, Wallemia, Wickerhamomyces, Xylaria, Zygosaccharomyces , les bactéries étant en particulier des bactéries Gram + ou Gram –, notamment appartenant aux genres Acetobacter, Achromobacter, Acidovorax, Acinetobacter, Actinomyces, Aerococcus, Aeromonas, Alcaligenes, Alicyclobacillus, Aquaspirillum, Asaia, Bacillus, Bifidobacterium sp., Bordetella, Brachybacterium, Brevibacillus, Brevibacterium, Brevundimonas, Burkholderia, Buttiauxella, Campylobacter, Carnobacterium, Cellulomona, Citrobacter, Clavibacter Clostridium, Corynebacterium, Cronobacte, Cupriavidu, Curtobacterium, Elizabethkingia, Enteractinococcus, Enterobacter, Enterococcus, Escherichia, Flacklamia, Flavobacterium, Geobacillus, Glutamicibacte, Halobacillus, Klebsiella, Kocuria, Lactobacillus, Lactococcus, Leclercia, Lelliottia, Leuconostoc, Lysinibacillus, Macrococcus, Methylobacteriu, Microbacterium spp. (CDC A-5), Micrococcus, Moraxell, Mycobacterium, Nesterenkonia, Oceanobacillus sp, Ochrobactrum, Paenibacillus, Pandorae, Pantoea, Paracoccus, Pasteurell, Pediococcus, Propionibacterium, Proteus, Pseudomonas, Ralstonia, Rhizobium, Roseomona, Rothia, Salmonella, Sanguibacter, Serratia, Shewanella, Sphingomonas, Sporolactobacillus, Sporosarcina, Staphylococcus, Stenotrophomonas, Streptococcus, Streptomyces, Thermoanaerobacterium, Variovorax, Virgibacillus . Procédé selon l’une des revendications 8 à 10, dans lequel l’échantillon liquide ou visqueux est choisi parmi : un échantillon biologique, humain ou vétérinaire, tel que l’urine, le sang, le liquide synovial, la lymphe, le liquide lacrymal, les sécrétions, les muqueuses, un échantillon pharmaceutique, tel que les solutions injectables, les sirops, les vaccins, les collyres, les gels ophtalmiques, un échantillon cosmétique, tel que les démaquillants, produits pour le nettoyage de la peau, déodorants, produits destinés au rasage, autobronzants, crèmes de protection solaire, dissolvants, shampoings, après-shampoings, un échantillon alimentaire, tel que les boissons, notamment l’eau (plate, pétillante et/ou aromatisée), le lait, les jus de fruits, tel que le jus d’orange, les sodas, les boissons alcoolisées, les boissons à base de thé, les viandes, les plats cuisinés, les produits laitiers, les ovoproduits, Un échantillon d’eaux de process, tel qu’un échantillon issu des boucles de nettoyage. Un échantillon de type environnemental, tel que des échantillons marins, ou pluviaux. Kit comprenant des billes de verre, du polyéthylèneimine et un dispositif sous forme de colonne et des solutions d’élution de type chimique.