FR 3088649 A1 20200522 FR 1860614 A 20181116 INRIA 207.FRD DISPOSITIF DE PRODUCTION DE MICROALGUES La présente invention se rapporte à un dispositif et un procédé pour la production de microalgues. Les microalgues sont des micro-organismes unicellulaires phototrophes procaryotes et eucaryotes. Les microalgues sont capables de tirer leur énergie à partir de la lumière, par la photosynthèse. Les microalgues procaryotes sont représentées par les cyanobactéries (parfois appelées « algues bleu-vert »). Les microalgues eucaryotes sont diversifiées et représentées par une multitude de classes parmi lesquelles on peut citer les chlorophycées, les diatomées, les chrysophycées, les coccolithophycées, les euglénophycées et les rhodopycées. On estime aujourd'hui qu'il existe plus d'un million d'espèces de microalgues dont quelques dizaines de milliers d'espèces sont référencées. Les microalgues sont ubiquistes et on les trouve aussi bien dans les eaux douces et que dans les eaux saumâtres et marines. La taille d'une cellule de microalgue est généralement comprise entre 1 jtm et 100 jtm. Le secteur de la production de microalgues est aujourd'hui en pleine croissance. Les microalgues sont en effet capables de synthétiser des produits d'intérêt économique et écologique. Parmi ces produits on peut notamment citer les protéines, les antioxydants, les pigments, les acides gras polyinsaturés à longues chaînes DHA (acide docosahexaénotque) et EPA (acide eicosapentaénoique). Les microalgues trouvent ainsi une application dans plusieurs domaines technologiques et en particulier dans l'industrie cosmétique, l'industrie pharmaceutique, l'aquaculture, l'industrie des alicaments ou des compléments alimentaires. Les microalgues sont en outre utilisées dans la production de bioénergie. Elles ont une capacité à capter l'énergie lumineuse pour fixer et métaboliser le carbone inorganique à partir du dioxyde de carbone (CO2) dans des molécules énergétiques. Les microalgues présentent donc des capacités épuratoires importantes. De plus, le couplage des microalgues avec le CO2 et le fait que les microalgues sont souvent riches en sucres ou en huiles ont pour conséquence que les microalgues présentent un grand intérêt dans la production de biocarburants. 2 Pour la production de microalgues on utilise des systèmes de culture basés sur une croissance en lumière. Ainsi, les microalgues peuvent être cultivées en utilisant de la lumière naturelle (lumière solaire) ou de la lumière artificielle. Il existe des systèmes de culture ouverts de type bassin de culture (aussi appelé bassin 5 « raceway ») et des systèmes de culture fermés de type photobioréacteur. Généralement, les systèmes de culture ouverts utilisent la lumière solaire, tandis que les systèmes de culture fermés utilisent de la lumière artificielle. Mais les systèmes connus sont limités en performances. Le rendement de la production en biomasse n'est pas satisfaisant. 10 L'invention vient améliorer la situation. À cet effet, l'invention vient introduire un dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins deux portions, caractérisé en ce que 15 le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une source de lumière secondaire agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à 20 inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues. Les variantes de réalisation et les modes de réalisation préférentiels ont pour objet ce dispositif, dans lequel : - La source de lumière secondaire est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par le tronçon d'exposition. 25 Cette énergie lumineuse est optimale pour une bonne production. - La source de lumière secondaire est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 300 p.mol/mVs. Cette énergie lumineuse permet une bonne production tout en gardant les dépenses énergétiques et les coûts faibles. 3 - La source de lumière secondaire est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse comprise entre 5 pirnol/m2/s et 300 p.mol/mVs, préférentiellement entre 30 mmol/mVs et 120 ilmol/mVs, et plus préférentiellement d'environ 50 ûrnol/mVs. Ces plages d'énergie lumineuse permettent une bonne production tout en abaissant davantage les dépenses 5 énergétiques et les coûts. - La source de lumière principale est choisie parmi la lumière solaire filtrée ou non et une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm. Cette lumière est optimale pour la photosynthèse. De préférence, la source de lumière principale est une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre 10 environ 400 nm et environ 800 nm d'intensité lumineuse supérieure ou égale à 400 mmol/m7s. - La source de lumière secondaire est choisie parmi des diodes électroluminescentes et des fibres optiques. Ce type de source offre une grande flexibilité pour le montage dans le bassin. - La source de lumière secondaire émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 15 nm et 550 nm. Ceci permet notamment une production en biomasse à fort rendement de cellules d'algues choisies parmi le genre Tetroselmis, le genre Chlorelle et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emilionio huxleyi. En pratique, on utilise de LED dont environ 90% des photons ont une longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm. - La source de lumière secondaire émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 20 590 nm et 750 nm. Ceci permet notamment une production en biomasse à fort rendement de cellules d'algues choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella saline, le genre Synechococcus et le genre Euglena. L'invention a également pour objet un procédé de production de microalgues comprenant l'exposition successive d'une culture cellulaire constituée de cellules d'algues à des phases 25 d'exposition directe à une lumière incidente principale et des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale, caractérisé en ce que la culture cellulaire est exposée en outre à une lumière actinique lors de certaines au moins des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues. Ce procédé rend certaines au moins des cellules d'algues transparentes. 4 Dans un mode de réalisation, la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm. Ceci permet d'agir sur la pigmentation de certaines espèces cellules d'algues, et notamment sur les microalgues choisies parmi le genre Tetraselmis, le genre Chlorella et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi. 5 Dans un autre mode de réalisation la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. Ceci permet d'agir sur la pigmentation de certaines espèces cellules d'algues, et notamment sur les microalgues choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella sauna, le genre Synechococcus et le genre Euglena. De préférence, l'intensité lumineuse de la lumière actinique est inférieure ou égale à 30% de 10 l'intensité lumineuse moyenne reçue par la culture cellulaire lors des phases d'exposition. Ceci réduit les dépenses énergétiques ainsi que les coûts du procédé de production. D'autres avantages et caractéristiques de l'invention apparaîtront à la lecture de la description détaillée ci-après et sur les dessins annexés sur lesquels : - la figure 1 montre un diagramme de la teneur en chlorophylle a de cellules d'algues de 15 Emiliania huxleyi exposées à des lumières de couleurs différentes ; - la figure 2 montre un diagramme de la teneur en chlorophylle a par unité de carbone cellulaire de Dunaliella saline exposé à des lumières de couleurs différentes ; - la figure 3 montre un graphique de rapports pigmentaires en fonction du taux de variation PUR (%) chez Dunaliella saline exposées à des lumières de couleurs 20 différentes ; - la figure 4 montre un dispositif conforme à l'invention ; - la figures montre un diagramme de productivité de biomasse ; - la figure 6 montre un diagramme d'épaisseurs de biofilms ; et - les figures 7, 8 et 9 montrent des variantes de réalisation du dispositif de l'invention. 25 Les dessins et la description ci-après contiennent, pour l'essentiel, des éléments de caractère certain. Ils font partie intégrante de la description, et pourront donc non seulement servir à mieux faire comprendre la présente invention, mais aussi contribuer à sa définition, le cas échéant. Dans tous les systèmes de culture on retrouve généralement une cuve ou un bassin empli d'un milieu de culture. Il s'agit classiquement d'un milieu aqueux. Les microalgues sont soit 5 dispersées dans le milieu de culture, soit fixées sur un support qui est au moins partiellement immergé dans le milieu de culture. Les microalgues peuvent être qualifiées de culture cellulaire constituée de cellules d'algues. Dans les systèmes comprenant un support on connaît notamment le système décrit dans 5 W02015007724, déposé sous PCT/EP2014/065126 par la Demanderesse le 15.07.2014 et bénéficiant de la priorité française (FR) n°13 56955 du 15.07.2013. Les microalgues se développent sur un support mobile refermé en boucle, circulant sur des rouleaux partiellement ou totalement plongés dans le milieu aqueux. Ce système prévoit une succession de phases des microalgues dans la lumière solaire et à l'ombre, tout en limitant le temps 10 d'exposition à la lumière solaire. Ainsi, le système est conçu de manière à ce que les microalgues demeurent davantage à l'ombre qu'a la lumière solaire. Plus particulièrement, W02015007724 divulgue un procédé dans lequel la durée totale des phases à l'ombre est supérieure de 50% à la durée totale des phases d'exposition à la lumière solaire. La Demanderesse a découvert un moyen de modifier ce système de manière surprenante et 15 d'augmenter ainsi le rendement de la production en biomasse. Pour cela la Demanderesse est parti du principe selon lequel l'obtention d'une bonne productivité est liée au profil d'éclairage de lumière auquel les microalgues sont soumises. En effet, les microalgues sont des espèces photosynthétiques. Les cellules de microalgues ont besoin de la lumière pour proliférer. D'une manière générale, une lumière à longueur d'onde 20 fortement absorbée par les microalgues est nécessaire pour obtenir un taux de croissance élevé. En pratique, il s'agit de la lumière solaire ou de lumières contenant au moins des longueurs d'onde dans le bleu et dans le rouge. Les publications Light requirements in microalgal photobioreactors: an overview of biophotonic aspects - Carvalho et al., Appl Microbiology and Biotechnology, 2011, vol. 89, no. 5: 1275-1288 25 et Light emitting diodes (LEDs) applied to microalgal production - Schulze et al., Trends in Biotechnology, 2014, vol. 32, no. 8: 422-430 décrivent l'utilisation de la lumière dans les systèmes de culture des microalgues. Bien évidemment, pour une bonne production de microalgues en condition phototrophe, il faut fournir, au-delà de la lumière, des nutriments tels que de l'azote, du phosphore, du 30 souffre ou de la silice pour les diatomées notamment, des oligo-éléments et des vitamines. En présence des nutriments nécessaires dans le milieu de culture, les microalgues peuvent alors 6 engager la photosynthèse, qui consiste essentiellement à convertir l'énergie lumineuse en métabolisant le CO2 et ainsi produire de l'oxygène et de la biomasse algale (matière organique de microalgues). Dans un système de production de type comportant un support tel que décrit dans 5 W02015007724, les microalgues forment un amas de cellules régulièrement distribuées sur le support. Par exemple, sur un support de type tapis ou de type disque (Algaedisk), cf. Blanken, W., Janssen, M., Cuaresma, M., Libor, Z., Bhaiji, T., & Wijffels, R. H. (2014), Biofilm growth of Chlorella sorokiniana in a rotating biological con tactor based photobioreactor - Biotechnology and bioengineering, 111(12), 2436-2445. Les microalgues forment un biofilm en surface du 10 support. L'épaisseur du biofilm augmente avec la croissance de la culture cellulaire, c'est-à- dire plus particulièrement avec la division cellulaire des cellules d'algues. De manière imagée, le biofilm peut être vu comme une pluralité de couches cellulaires superposées. Les couches sont enchâssées dans une structure polymérique complexe. De manière simplifiée, on peut considérer que la première couche de cellules est formée par les 15 cellules d'algues sur le support et en contact direct de celui-ci. Les cellules de microalgues constituant cette première couche se multiplient par division cellulaire et forment alors une deuxième couche de cellules d'algues au-dessus de la première couche. La deuxième couche se divise à son tour et génère ainsi une troisième couche au-dessus de la deuxième couche, et ainsi de suite. Au fur et à mesure des divisions cellulaires, l'épaisseur du biofilm augmente. 20 Mais lorsque le biofilm atteint une certaine épaisseur, un phénomène appelé « phénomène d'auto-ombrage » s'installe. L'auto-ombrage a une influence négative sur la croissance de la culture cellulaire. Il se caractérise par le fait que les cellules en surface, c'est-à-dire des couches supérieures, font de l'ombre aux cellules situées dans des couches inférieures vis-à-vis de la source de lumière. Les cellules des couches inférieures ne reçoivent alors pas 25 suffisamment de lumière pour proliférer. La productivité diminue drastiquement. Il s'ensuit que la récolte de biomasse dans les systèmes à support doit se faire dès que le biofilm a atteint une certaine épaisseur, de préférence entre 100 et 200 pm. Ceci augmente le nombre d'étapes et les coûts dans le procédé de production. Les systèmes de production à support comportent une source de lumière principale pour 30 fournir la lumière nécessaire à la photosynthèse. Cette source peut-être par exemple le soleil ou une lampe générant une lumière artificielle. Les cellules de microalgues proches de la 7 source principale sont exposées à un excès de photons par rapport à la quantité de photons nécessaire pour réaliser la photosynthèse. Cet excès de photons entraîne une baisse de l'efficacité photosynthétique. Il s'agit d'une dissipation de l'énergie appelée dissipation non-photochimique (en anglais : non-photochemical quenching). Le phénomène de la dissipation 5 non-photochimique est notamment décrit dans la publication Non-Photochemical Quenching. A Response to Excess Light Energy - Müller et al., Plant Physiol, 2001, vol. 125, no. 4: 15581566. Un excès de photons peut également provoquer une dégradation de l'appareil photosynthétique, appelée photoinhibition. Dans les systèmes à support, les cellules de la ou des couches supérieures du biofilm 10 absorbent la majorité des photons provenant de la source de lumière principale. Une grande partie des photons de la lumière incidente ne parvient alors pas à pénétrer en profondeur du biofilm pour alimenter en lumière les cellules des couches inférieures. Il se crée en conséquence un gradient de lumière ayant un effet néfaste sur la production de biomasse. En effet, les cellules des couches inférieures se retrouvent plus ou moins dans l'obscurité du fait 15 que la lumière ne pénètre pas en profondeur du biofilm. La fixation du carbone par photosynthèse ne compense alors plus les pertes d'énergie par la respiration cellulaire, laquelle est basée sur la dégradation de sucres qui ont été synthétisés lors de la photosynthèse. Pour résumer, les systèmes de production de microalgues comportant un support présentent 20 un problème de surexposition lumineuse des cellules en surface du biofilm (proches de la source lumineuse principale), et un problème de sous-exposition des cellules situées en profondeur du biofilm. La Demanderesse a développé un dispositif de production de microalgue lequel résout cette problématique. Pour cela Elle a étudié l'absorption par les microalgues de lumières à diverses 25 longueurs d'ondes. Elle s'est aperçue, non sans surprise, que certaines de ces lumières ont un effet actinique sur les cellules d'algues, c'est-à-dire un effet qui agit sur la chimie métabolique des cellules. Plus particulièrement, certaines longueurs d'ondes de la lumière agissent sur la pigmentation des microalgues. Ainsi, en augmentant l'intensité lumineuse dans une bande de longueur 30 d'ondes, une dépigmentation a été observée sur plusieurs souches de microalgues. Il s'ensuit 8 une décoloration des cellules d'algues qui a pour conséquence que les cellules deviennent transparentes. On entend par cellules transparentes des cellules ayant perdu au moins 20% de pigments appartenant au groupe des chlorophylles ou au groupe des caroténoïdes. 5 La figure 1 montre un diagramme de la teneur (attomoles par cellule : 10-18 moles/cellule) en chlorophylle a de cellules d'algues de la classe des prymnésiophycées (espèce Emiliania huxleyi) exposées à des lumières de longueurs d'ondes correspondantes à une lumière bleue, une lumière blanche, une lumière verte et une lumière rouge - Garrido, J. L., Brunet, C., & Rodriguez, F. (2016), Pigment variations in Emiliania huxleyi (CCMP370) as a response to 10 changes in light intensity or quality, Environmental microbiology, 18(12), 4412-4425. L'exposition de cellules de Emiliania huxleyi a été réalisée pour chaque lumière à deux intensités distinctes : - l'une forte (HL) à 426 ± 60 p.mol.rn2s-1; - l'autre faible (LL) à 16 ± 2 mmol.m-2s-1. 15 La longueur d'onde pour la lumière bleue est de 455 nm, pour la lumière rouge de 617 nm et pour la lumière verte de 537 nm L'intensité lumineuse était entre 250 et 450 p.mol/mVs en lumière continue. L'exposition à la lumière bleue permet de réduire la teneur en pigments chlorophylle a des cellules d'algues de l'espèce Emiliania huxleyi. 20 La figure 2 montre un diagramme de la teneur en chlorophylle a (grammes de chlorophylle a / grammes de carbone) de cellules d'algues de la classe des Chlorophycées (espèce Dunaliella satina) exposées à des lumières de longueurs d'ondes correspondantes à une lumière bleue, une lumière blanche, une lumière rouge et une lumière verte pour des expériences réalisées à lumière absorbée (PUR) constante - Combe C., Effets quantitatifs et qualitatifs de la lumière 25 sur la croissance des microalgues en culture dense et sur leur production de molécules d'intérêt : vers l'optimisation des procédés de production de microalgues, thèse de doctorat, Université Pierre et Marie Curie, 2016. 9 La longueur d'onde pour la lumière bleue est de 455 nm, pour la lumière rouge de 617 nm et pour la lumière verte de 537 nm. L'intensité lumineuse était entre 250 et 450 p.mol/mVs en lumière continue. L'exposition à la lumière rouge ou à la bleue permet de réduire la teneur en pigments 5 chlorophylle a des cellules d'algues de l'espèce Dunaliella saline. La figure 3 montre le pourcentage d'augmentation des rapports carotène/chlorophylle a (A) et chlorophylle a/carbone (B) en fonction du taux de variation PUR (%) chez Dunaliella satina cultivée sous des lumières de longueurs d'ondes correspondantes à une lumière bleue (noté B), une lumière blanche (noté W), une lumière verte (noté V) et une lumière rouge (noté R). 10 Le PUR (photosynthetic usable radiation), se calcule à partir du spectre solaire PAR(X) et du spectre d'absorption caractérisant la microalgue A'(X). a PARinWili,(À)dÀ L'exposition aux lumières rouge et bleue permet de réduire la teneur en pigments des cellules d'algues de l'espèce Dunaliella satina. 15 Dans ce cas, l'exposition à la lumière rouge permet de réduire de manière substantielle la teneur en pigments chlorophylle des cellules d'algues de l'espèce Dunaliella satina. L'ajout de lumière actinique bleue et/ou rouge modifie la teneur en pigment des cellules avec un effet plus marqué pour la lumière rouge. La Demanderesse a formulé le postulat selon lequel un biofilm constitué au moins 20 partiellement de cellules d'algues à pigmentation réduite (ou « transparentes » selon la définition ci-dessus) ne présente plus, ou quasi plus, les désavantages de l'auto-ombrage. Ceci provient du fait que les cellules d'algues à pigmentation réduite laissent passer au moins en partie les photons provenant de la lumière incidente principale. Chaque couche de cellules, y compris les couches inférieures du biofilm, reçoivent alors de la lumière provenant de la 25 source de lumière principale. Dans les cultures de type biofilm décrit plus haut, il s'ensuit que la dépigmentation s'effectue principalement dans la ou les couches supérieures, c'est-à-dire la ou les couches de cellules les plus proches de la lumière actinique. 10 Selon la longueur d'onde d'absorption des phytochromes d'une espèce de micro-algue donnée, et donc de la « sensation de lumière forte » de la cellule, on choisira la lumière bleue ou rouge pour dépigmenter les cellules. Ces phytochromes varient en fonction des espèces. Pour dépigmenter de manière systémique la culture cellulaire de microalgues, la 5 Demanderesse tire profit des phases dites « à l'ombre » telles que décrites dans W02015007724. C'est-à-dire les phases durant lesquelles les cellules ne sont pas directement exposées à la source de lumière principale. Plus particulièrement, il s'agit des phases durant lesquelles les cellules sont localisées dans des zones dans lesquelles la lumière reçue par les cellules est d'une intensité lumineuse inférieure ou égale à 50% de l'intensité lumineuse 10 globale provenant de la source de lumière principale. Ceci s'applique au flux de photon global, quelle que soit la nature de la lumière principale (donc indépendamment du spectre incident). Toutefois, contrairement à l'ensemble des modes de réalisation objets de W02015007724, dans la présente invention le temps pendant lequel des cellules demeurent à l'ombre n'est pas nécessairement supérieur au temps pendant lequel les cellules sont exposées à la lumière 15 principale. Dans des modes de réalisations de la présente invention le temps des phases des cellules à l'ombre peut être égal au temps des phases de l'exposition des cellules à la lumière principale. Dans d'autres modes de réalisation le temps des phases des cellules à l'ombre peut être inférieur au temps des phases de l'exposition à la lumière principale. Ainsi, le dispositif de l'invention comporte un support mobile qui présente au moins deux 20 portions. Le support mobile est agencé dans un bassin comportant un milieu de culture. Et le support est en outre agencé de sorte que la première des deux portions est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième des deux portions n'est pas exposée directement à la source de lumière principale. On entend par portion directement exposées à la source de lumière principale une portion 25 exposée aux photons émis par la source de lumière principale. Cette portion est généralement en vis-à-vis de la source de lumière principale et reçoit la lumière nécessaire pour la photosynthèse. Autrement dit, durant le tronçon d'exposition les microalgues captent l'énergie lumineuse nécessaire à la réalisation de la photosynthèse. On entend par une portion qui n'est pas exposée directement à la source de lumière une 30 portion au moins partiellement à l'abri des photons provenant de la lumière de lumière 11 principale. Les cellules traversant ce tronçon ne reçoivent donc pas ou très peu de photons provenant directement de la source de lumière principale. Dans un mode de réalisation, sur cette portion à l'abri, l'intensité lumineuse provenant de la source de lumière principale est inférieure ou égale à 50% de l'intensité lumineuse globale 5 provenant de cette source. De préférence sur cette portion à l'abri, l'intensité lumineuse provenant de la source de lumière principale est proche de Otrmol/mVs ou nulle. Toutefois, le dispositif est agencé de manière à ce que la deuxième portion se trouve exposée à une lumière capable d'induire une dépigmentation des cellules d'algues. Il s'agit d'une lumière actinique qui agit sur la chimie métabolique (ou voies de régulation) de sorte à inhiber 10 la production pigmentaire. La deuxième portion du support mobile forme ainsi un tronçon d'inhibition. L'inhibition de la production pigmentaire peut être partielle ou totale. Une inhibition partielle se traduit par une régulation vers le bas de la synthèse de pigments. Par exemple en bloquant, diminuant ou ralentissant la transcription des gènes qui sont à l'origine de la synthèse de 15 pigments. La quantité de pigments produite dans les cellules est donc diminuée. Pour exposer les cellules à cette lumière actinique, le dispositif comporte une source de lumière autre que la source de lumière principale. Cette source est ici qualifiée de source de lumière secondaire. La source de lumière secondaire est agencée pour émettre la lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment et 20 rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes. La figure 4 montre un dispositif 10 conforme à l'invention. Le dispositif comporte un bassin 12 et un support 14 circulant dans le bassin 12 et sur lequel se développent des cellules de microalgues formant un biofilm. Le bassin 12 comporte un milieu de culture aqueux 22. Le bassin 12 est ouvert dans sa partie 25 supérieure de sorte que la surface 16 du milieu aqueux 22 est exposée à la source de lumière principale 18 (ici le soleil). La source de lumière principale 18 émet une lumière d'intensité lumineuse lo d'environ 400 à 2000 itmol/mVs selon les conditions météorologiques. La surface 16 s'étend sur toute la partie ouverte du bassin 12. 12 Dans le présent mode de réalisation le bassin 12 est une cuve maçonnée. Dans d'autres modes de réalisation le bassin peut-être une étendue d'eau naturelle telle qu'un lac, étang, ou baie marine notamment. Le bassin 12 peut également être une cuve d'un bioréacteur. Le dispositif comporte en outre un support mobile 14. Le support mobile 14 est formé d'une 5 bande renfermée en boucle sur elle-même. Il est guidé par un ensemble de rouleaux de retournement et de guidage 20. Ici, les rouleaux sont au nombre de deux et disposés respectivement à proximité des bords du bassin 12. L'un au moins des rouleaux est motorisé pour assurer l'entraînement du support 14. Le support mobile 14 est formé par un tapis présentant une résistance mécanique. La surface 10 du support 14 sur laquelle viennent se fixer les cellules d'algues de la première couche du biofilm est de préférence un support hydrophobe et rugueux présentant des cavités et/ou microcavités. Le support 14 présente une flexibilité suffisante pour supporter le passage sur les rouleaux. Il est en outre résistant à la lumière notamment aux rayons ultra-violets. Le matériau du support 14 est choisi pour que son éventuelle détérioration n'affecte pas le métabolisme 15 des cellules. Le support mobile comprend, dans l'exemple décrit ici, deux portions : une première portion 24 et une deuxième portion 26. En variante, le support peut comprendre une pluralité de portions. Les rouleaux 20 sont montés de sorte que leurs axes principaux respectifs soient sensiblement 20 parallèles à la surface 16 du milieu aqueux 22. De cette manière, la première portion du support mobile 14 circule de sorte à former un plan généralement horizontal entre le premier rouleau 20 et le deuxième rouleau du bord opposé. La première portion est disposée au-dessus de la surface 16 du milieu aqueux. Dans le présent mode de réalisation la première portion circule dans l'air atmosphérique (ou le cas échéant dans l'air contrôlé lorsque le 25 dispositif 10 est placé dans une serre). Dans d'autres modes de réalisation la première portion est immergée dans le milieu aqueux 22 par exemple à quelques centimètres en-dessous de la surface 16. Le support mobile est l'objet d'un retournement par chaque rouleau de sorte que la deuxième portion 26 du support mobile 14 circule également selon un plan généralement horizontal 30 entre le premier rouleau et le deuxième rouleau du bord opposé. La deuxième portion est 13 disposée en-dessous de la surface 16 du milieu aqueux. La deuxième portion est donc immergée dans le milieu aqueux 22. La première portion 24 est directement exposée à la lumière provenant de la source de lumière principale 18. La deuxième portion 26 n'est pas directement exposée à la lumière 5 provenant de la source de lumière principale 18. Ainsi, la première portion 24 forme un tronçon d'exposition à la source de lumière principale 18 et la deuxième portion 26 forme un tronçon à l'abri de la source de lumière principale 18. Le dispositif comporte une ou plusieurs sources de lumière secondaires 28. Chaque source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière actinique en direction du 10 tronçon qui est à l'abri de la source de lumière principale 18. De cette manière, les cellules se trouvant sur le support mobile 14 et parcourant le tronçon à l'abri de la source principale sont exposées à la lumière actinique provenant de la ou des sources de lumière secondaires 28. La lumière actinique agit sur le métabolisme des cellules et inhibe la synthèse de pigment. Certaines au moins des cellules d'algues deviennent au moins partiellement transparentes. Le 15 tronçon à l'abri de la source de lumière principale 18 est donc qualifié de tronçon d'inhibition. La ou les sources de lumière secondaires 28 peuvent être en particulier des diodes électroluminescentes ou des fibres optiques. Dans les modes de réalisation comportant une pluralité de portions, une au moins des portions est directement exposée à la lumière provenant de la source de lumière principale et une au 20 moins des portions est exposée à la lumière actinique provenant de la source de lumière secondaire. Dans le mode de réalisation de la figure 4, la source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par le ou les tronçons d'exposition. Lorsque la source de lumière 25 principale est solaire et émet une intensité lumineuse k de 2000 pmol/m2/s la source de lumière secondaire 28 émet une lumière d'intensité lumineuse lact inférieure ou égale à 600 pmol/m2/s. De préférence, la source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse lad inférieure ou égale à 300 iimol/m2/s. Ceci diminue fortement les dépenses énergétiques. 30 Dans un autre mode de réalisation comprenant un bassin 12 de type cuve de bioréacteur, pour minimiser les dépenses énergétiques la source de lumière secondaire 28 est agencée pour 14 émettre une lumière d'intensité lumineuse lad comprise entre 5 et 300 p.mol/mVs et préférentiellement entre 30 pirnol/m2/s et 120 pmol/m2/s, et préférentiellement d'environ 50 p.mol/m2/s. Dans ce mode de réalisation la source de lumière principale 18 est de préférence une source naturelle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 5 nm et environ 800 nm d'intensité lumineuse supérieure à 400 p.mol/m2/s. De cette façon les dépenses énergétiques sont baissées davantage. Ce mode de réalisation est particulièrement adapté pour la production de biomasse de cellules d'algues choisies parmi le genre Tetraselmis, le genre Chlorelle et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi. Dans encore un autre mode de réalisation le dispositif 10 comporte une source de lumière 10 secondaire laquelle émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. Ce mode de réalisation est particulièrement adapté pour la production de biomasse de cellules d'algues choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella saline, le genre Synechococcus et le genre Euglena. 15 EXEMPLES DE RÉALISATION Exemple 1 : Le support mobile 14 d'un dispositif 10 tel que décrit ci-dessus est inoculé avec une culture cellulaire constituée de cellules d'algues du genre Tetraselmis. La vitesse de rotation des rouleaux 20 est comprise entre 0,01 et 0,9 m/s. De préférence on a trois fois plus de zones non directement exposées à la lumière incidente que de zones exposées. La source 20 de lumière principale 18 est une lumière artificielle d'intensité lumineuse de 400 p.mol/m2/s. Dans une première expérience (I) la source de lumière secondaire 28 est inactive, c'est à dire éteinte. Dans une deuxième expérience (II) la source de lumière secondaire 28 émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm au même endroit que la source de lumière principale (tronçon d'exposition). Et, dans une troisième expérience (III) la source 25 de lumière secondaire 28 émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm au niveau du tronçon d'inhibition. La température est constante à environ 22°C ±1°C. La figure 5 montre le diagramme de productivité de chaque expérience. Le fait de soumettre les cellules d'algues à une lumière actinique bleue sur les tronçons à l'abri de la source de 15 lumière principale a un effet positif sur la productivité. La productivité dans l'expérience III est quasiment doublée par rapport à l'expérience I. La figure 6 montre un diagramme des épaisseurs des biofilms des trois expériences I, Il et III. Le biofilm obtenu dans l'expérience III est plus épais que ceux obtenus dans les expériences I et II. 5 La production en biomasse est accrue en soumettant des cellules d'algues à une lumière actinique bleue sur des tronçons à l'abri de la source de lumière principale. Exemple 2 : Dans les mêmes conditions expérimentales, des cellules d'algues du genre Chlorella ont été cultivées. Les résultats ci-avant sur la productivité ont été confirmés. 10 Exemple 3: Dans un autre exemple de réalisation, le support mobile 14 d'un dispositif 10 est inoculé avec une culture cellulaire constituée de cellules d'algues du genre Dunaliella. Les conditions expérimentales sont analogues à l'exemple 1, à la différence que la source de lumière secondaire 28 émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 15 750 nm. Le fait de soumettre les cellules d'algues à une lumière actinique rouge sur les tronçons à l'abri de la source de lumière principale a un effet positif sur la productivité. En l'espèce, la productivité est augmentée drastiquement. 20 Les exemples démontrent l'augmentation du rendement en biomasse lorsque les cellules sont exposées successivement à une lumière blanche provenant d'une source de lumière principale et à une lumière actinique provenant d'une source de lumière secondaire. Le fait que les photons puissent pénétrer au fond du biofilm a pour conséquence que le phénomène d'auto-ombrage ne se manifeste plus, ou quasi plus. L'épaisseur du biofilm peut 25 ainsi augmenter sans que l'on soit contraint à récolter les cellules d'algues régulièrement. Les étapes du procédé de production sont diminuées, ainsi que les coûts. Les figures 7 à 9 montrent d'autres modes de réalisation du dispositif 10 de l'invention. 16 Le support mobile 14 de la figure 7 est entièrement immergé dans le milieu aqueux. La première portion 24 est donc disposée dans le milieu aqueux en dessous de la surface 16. La figure 8 montre un support mobile 14 de type disque. Ce type de support est parfois qualifié de Algoedisk. Une première portion 24 du support mobile 14 émerge du milieu aqueux 22, 5 tandis qu'une deuxième portion 26 est immergée dans le milieu aqueux 22. De cette manière la première portion 24 est exposée directement à une source de lumière principale 18 et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion 26 n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition de par son exposition à la lumière actinique émise par une source de lumière secondaire disposée au fond du bassin 12. 10 Le disque tourne sur lui-même pour alterner les phases d'exposition à la lumière provenant de la source principale et les phases d'exposition à la lumière actinique provenant de la source de lumière secondaire. La figure 9 montre une installation décrite en détail dans W02015007724. Au-delà de ce qui est décrit dans ce document, l'installation comporte en outre une source de lumière actinique 15 28 disposée au fond du bassin 12 et sur les parois de celui-ci. L'invention peut également être définie comme un dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins 20 partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins deux portions, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première des deux portions est exposée à une lumière solaire ou une lumière artificielle blanche provenant de l'extérieur du bassin et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième des deux portions n'est pas exposée directement à ladite lumière solaire ou ladite lumière artificielle blanche et forme un tronçon 25 d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une source de lumière actinique agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment et rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes. L'invention peut encore être définie comme un dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une 30 culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins une première portion et une 17 deuxième portion, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une 5 source de lumière secondaire agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition REVENDICATIONS1. Dispositif (10) de production de microalgues comportant un bassin (12) contenant un milieu aqueux et un support mobile (14) apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins une première portion et une deuxième portion, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale (18) et forme un tronçon d'exposition (24), et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale (18) et forme un tronçon d'inhibition (26), le dispositif (10) comprenant en outre une source de lumière secondaire (28) agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition (26) de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues. Z. Dispositif selon la revendication 1, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par le tronçon d'exposition (24). 3. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 300 p.mol/m2/s. 4. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse comprise entre 5 iimol/m2/s et 300 iimol/m2/s, préférentiellement entre 30 prnol/mVs et 120 p.mol/m2/s, et plus préférentiellement d'environ 50 pmol/m2/s. 5. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière principale (18) est choisie parmi la lumière solaire filtrée ou non et une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm. 6. Dispositif selon la revendication 5, dans lequel la source de lumière principale (18) est une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm d'intensité lumineuse supérieure ou égale à 400 p.mol/mVs. 18 19 7. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est choisie parmi des diodes électroluminescentes et des fibres optiques. 8. Dispositif selon les revendications 1 à 7, dans lequel la source de lumière secondaire (28) émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm. 5 9. Dispositif selon la revendication 8, les cellules d'algues étant choisies parmi le genre Tetraselmis, le genre Chlorella et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi. 10. Dispositif selon les revendications 1 à 7, dans lequel la source de lumière secondaire (28) émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. 11. Dispositif selon la revendication 10, les cellules d'algues étant choisies parmi le genre 10 Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella satina, le genre Synechococcus et le genre Euglena. 12. Procédé de production de microalgues comprenant l'exposition successive d'une culture cellulaire constituée de cellules d'algues à des phases d'exposition directe à une lumière incidente principale et des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale, caractérisé en 15 ce que la culture cellulaire est exposée en outre à une lumière actinique lors de certaines au moins des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale de manière à inhiber la synthèse de pigment et rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes. 13. Procédé selon la revendication 12, dans lequel la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm. 20 14. Procédé selon la revendication 12, dans lequel la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. 15. Procédé selon l'une des revendications 12 à 14, dans lequel l'intensité lumineuse de la lumière actinique est inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par la culture cellulaire lors des phases d'exposition. 25