FR 2966163 A1 20120420 FR 1058420 A 20101015 Procédé de transformation du iota-carraghénane en alpha- carraghénane à l'aide d'une nouvelle classe de 4S-iota-carraghénane su lfatase DESCRIPTION Domaine technique La présente invention se rapporte à un procédé de transformation du iota-carraghénane en alpha-carraghénane à l'aide d'une nouvelle classe de 4S-iota-carraghénane sulfatase. La présente invention se rapporte également aux carraghénanes obtenus par ledit procédé de conversion. La présente invention trouve notamment une application en industrie agro-alimentaire, pharmacie et cosmétique. Dans la description ci-dessous, les références entre crochets ([]) renvoient à la liste des références présentée à la fin du texte. Etat de la technique Les carraghénanes sont des galactanes sulfatés extraits de la paroi des algues rouges marines. Les carraghénanes sont composés d'un enchaînement de D-galactosides liés alternativement par des liaisons alpha(1-3) et béta(1-4). Ces polysaccharides anioniques se distinguent essentiellement par la présence ou non d'un pont 3,6 anhydro sur le résidu galactose lié en alpha(1-3), et par leur taux de sulfatation. Par exemple les trois unités de répétition disacharidique - appelées motif carrabiose - rencontrées dans les carraghénanes les plus exploités industriellement sont caractérisées par la présence de un (kappa-carrabiose), deux (iotacarrabiose) ou trois sulfates (lambda-carrabiose) (figure 1). Les carraghénanes peuvent être composés principalement d'un motif carrabiose, par exemple le kappa-carraghénane de l'algue Kappaphycus alvarezzi est composé d'environ 900/0 de motif kappa-carrabiose et 100/0 de iota-carrabiose. Le iota-carraghénane extrait d'Eucheuma denticulatum est composé de 850/0 d'unités iota-carrabiose et 150/0 d'unités kappacarrabiose. Les compositions en unité carrabiose peuvent être très variables et dépendent essentiellement de l'origine botanique de l'algue. On parle de kappa-carraghénane quand le polysaccharide est riche en motif kappacarrabiose et que ces propriétés physico-chimiques sont proches de celles du kappa-carraghénane de K. alvarezzi souvent utilisé comme référence. (Bixler et al., Food Hydocolloids, 15 : 619-630, 2001) [1]. Toute une gamme de structures intermédiaires de kappa/iota- carraghénanes hybrides a été décrite en fonction de l'origine botanique des polysaccharides (figure 2 ; Bixler et al., 2001, précité) [1]. Le type de carraghénane présent dans la paroi des algues peut également être corrélé au stade de vie des algues. En effet dans le cas de Chondrus crispus, les gamétophytes sont riches en kappa/iota- carraghénanes tandis que les sporophytes contiennent essentiellement du lambdacarraghénane. Les saisons et tous les facteurs environnementaux pouvant affecter la croissance des algues (éclairement, température, sels, etc...) auront également un effet sur la structure et la composition en carraghénane. Par conséquent, en fonction de l'origine et/ou des procédures d'extraction, un large spectre de structures de type kappa-, iota- et lambda-carraghénanes peut être observé. Ces polysaccharides ont des propriétés rhéologiques uniques et sont utilisés comme agents de texture en industrie agro-alimentaire, pharmacie et cosmétique. Ces polysaccharides possèdent un large spectre de propriétés fonctionnelles qui s'explique par leur grande diversité structurale. Les kappa- et iota-carraghénanes ont la propriété de former des gels iono- et thermo-dépendants. Le kappa-carraghénane va former des gels rigides en présence de potassium alors que le iota-carraghénane forme des gels souples et élastiques en présence de calcium. La grande diversité de structure chimique des carraghénanes et leur hybridicité 3 naturelle confèrent à chaque extrait d'algue des propriétés fonctionnelles caractéristiques. Environ 50 000 tonnes de carraghénanes sont vendus annuellement (Bixler and Porse, J. Appl. Phycol., 2010, online) [2]. Toutefois, le tonnage des carraghénanes exploités est limité par la quantité d'algue rouge disponible. Actuellement, deux espèces d'algue rouge sont largement cultivées : Kappaphycus alvarezzi et Eucheuma denticulatum dont sont extraits le kappa- et le iota-carraghénane, respectivement. De nombreuses algues sauvages (non cultivées) sont également collectées en grande quantité car leurs carraghénanes, de nature kappa/iota-hybrides, présentent des propriétés fonctionnelles très intéressantes. Cependant la tonne de ces algues est deux fois voire dix fois plus chère que celle des algues cultivées. En outre, à chaque application industrielle correspondent des extraits de carraghénanes provenant d'une espèce ou de plusieurs espèces d'algues rouges. Les solutions pour satisfaire les besoins industriels dans n'importe quel domaine résident essentiellement dans la formulation (le mélange) des carraghénanes (Bixler and Porse, 2010, précité) [2]. Par conséquent, un procédé biotechnologique qui permettrait d'obtenir des carraghénanes hybrides à partir des algues cultivées serait économiquement très rentable. Il présenterait l'avantage d'être moins dépendant de la source d'algues, et ouvrirait de nouvelles perspectives quant à l'exploitation et la valorisation de la biomasse d'algues rouges. Afin de contrôler la structure chimique et, par extension, les propriétés physico-chimiques des carraghénanes, les Inventeurs ont donc entrepris la purification et la production d'enzymes capables de modifier et de corriger les structures des carraghénanes. Les modifications recherchées consistent en la désulfatation des carraghénanes par des enzymes appelées sulfatases qui conduisent en la conversion du iota- en kappa- ou alpha-carraghénane, ou à des structures hybrides de type kappa/iota- ou iota/alpha-carraghénane (figure 3). Ils ont ainsi démontré 4 l'existence de carraghénane-sulfatases pouvant agir directement sur le polymère sans action préalable de carraghénases. Ils ont réussi à purifier à partir d'une population bactérienne Pseudoalteromonas carrageenovora , une première 4S-iota-carraghénane sulfatase appartenant à la famille des amidohydrolases, et qui convertit le iota- en alpha-carraghénane par désulfatation (élimination d'un groupe SO3) spécifique en position 4 du iota-carraghénane (Demande de Brevet français FR 09/52642) [3]. En utilisant la même stratégie que pour la première 4S-iota-carraghénane sulfatase, les Inventeurs ont réussi à purifier à partir de Pseudoalteromonas atlantica, une seconde 4S-iota-carraghénane sulfatase appartenant à la famille des formylglycine-dependent sulfatases. Ils ont tout d'abord réussi à déterminer trois peptides de ladite protéine : NGQFDNTVIVFTSDNGGK (SEQ ID NO 1), FDQTFQVGDNTR (SEQ ID NO 2), et ATEYITDGLSR (SEQ ID NO 3), qui une fois confrontés à la banque TrEMBL, ont mis en évidence une correspondance avec la protéine Q15XH3 de P. atlantica T6c dont le gène (Patl_0889) a été annoté comme une sulfatase (Protein_ID ABG39415.1 ; Copeland et al., 2006) [4]. Les 4S-iota-carraghénane sulfatases pourraient donc permettre de calibrer « I'hybridicité » des carraghénanes. Ainsi, toute sulfatase agissant sur le iota-carraghénane pourrait représenter une innovation majeure car elle permettrait de fabriquer des alpha- et iota/alpha- carraghénanes qui sont très peu abondants dans la nature, et différents en terme de séquence peptidique mais également de propriétés biochimiques. Toutefois il est apparu que les sulfatases agissant sur les carraghénanes pouvaient ne pas présenter d'homologie avec les autres sulfatases connues - les sulfatases les plus étudiées étant les enzymes agissant sur l'héparine, un polysaccharide d'origine animal. Il existe donc un réel besoin de purifier des enzymes de modification des motifs de sulfatation des carraghénanes afin de pallier aux défauts, inconvénients et obstacles de l'art antérieur, en particulier d'un procédé permettant de maitriser « l'hybridicité » des carraghénanes utilisant lesdites enzymes, de réduire les coûts et de contrôler l'approvisionnement et les propriétés fonctionnelles des carraghénanes ainsi obtenus. 5 Description de l'invention Les Inventeurs ont mis en évidence de manière tout à fait inattendue que la seconde 4S-iota-carraghénane sulfatase identifiée (Q15XH3) est capable de convertir le motif iota-carrabiose en motif alpha-carrabiose. Le motif iota-carrabiose peu être présent dans un oligo-saccharide ou un polysaccharide qui peut être composé également d'autres motifs carrabiose. La présente invention a donc pour objet un procédé de transformation du iota-carraghénane en alpha-carraghénane comprenant la catalyse enzymatique de la conversion du motif iota-carrabiose en motif alpha- carrabiose par une enzyme dont la séquence peptidique comprend les peptides de séquences suivantes : NGQFDNTVIVFTSDNGGK (SEQ ID NO 1), FDQTFQVGDNTR (SEQ ID NO 2), et ATEYITDGLSR (SEQ ID NO 3). On entend par « iota- et alpha-carraghénane » au sens de la présente invention, des iota- et alpha-carraghénanes et/ou iota- et alphacarraghénanes hybrides, par exemple contenus en solution, solution partiellement gélifiée ou gel. Ainsi, le iota-carraghénane pur gélifie sous ses propres charges, alors que des carraghénanes hybrides tels que le iota-nu-carraghénane et les oligo-iota-carraghénanes sont peu gélifiants. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ladite enzyme a la séquence peptidique suivante : MTFNKKVSTLLWGTLIAISVGNASAADAGQSKADESNEKPNILFVLADDL GYNDVGFNGSTDIKTPNLDGLAKNGMTFDAAYVAHPFCGPSRAAIMTGR YPHKIGAQFNLPEDNSNVGVSADELFIAQTMKSAGYFTGAMGKWHLGEA SEYHPNKHGFDEFYGFLGGGHNYFPEQFEAAYNKRVAQGMTNINMYLT 6 PLEHNGKEVRETEYITDGLSREAVNFVDKAAAKKKPFFLYLAYNAPHVPL QAKEEDMAMFSQIKDKKRRTYAGMVYAVDRGVGRIVEQLKKNGQFDNT VIVFTSDNGGKLGQGANNYPLKEGKGSVQEGGFRTPMLVHWPKHMKAG SRFSHPVLALDLYPTFAGLGGAVLPEDKKLDGKDIWADIQANTAPHKDEFI YVLRHRNGYSDAAARRNQFKAVKNHNDDWKLYNIAQDISEDNDISAQHP DILRDMVSSMESWSWNNQQPKWFHQSAEGAQWRLKAMPRFDQTFQV GDNTRSNSKKGH (SEQ ID NO 4) Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ladite enzyme est une 4S-iota-carraghénane sulfatase. Par exemple, il peut s'agir d'une 4S-iota-carraghénane sulfatase de séquence présentant au moins 300/0 d'identité de séquence avec SEQ ID NO : 4, de préférence au moins 500/0 d'identité de séquence avec SEQ ID NO: 4, tout préférentiellement au moins 800/0 avec SEQ ID NO : 4. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, l'enzyme est produite par une cellule hôte comprenant un acide nucléique codant pour ladite enzyme et/ou un vecteur comprenant une séquence d'acide nucléique codant pour ladite enzyme. On entend par « cellule hôte » au sens de la présente invention une cellule procaryote ou eucaryote. Des cellules hôtes couramment utilisées pour l'expression de cellules recombinantes incluent notamment des cellules de bactéries telles que Escherichia coli ou Bacillus, des cellules de levures telles que Saccharomyces cerevisiae, des cellules de champignons tels que Aspergillus niger, des cellules d'insectes, et des cellules de mammifères (notamment humaine) telles que les lignées cellulaires CHO, HEK 293, PER-C6, etc... La transformation des cellules procaryotes et eucaryotes est une technique bien connue de l'homme du métier, par exemple la Iipofection, I'électroporation, le choc thermique, ou des méthodes chimiques. En fonction de la cellule à transformer, l'homme du métier pourra aisément déterminer les moyens nécessaires à l'introduction et à l'expression de l'acide nucléique chez la cellule hôte choisie. Ainsi le vecteur d'expression et la méthode d'introduction du 7 vecteur d'expression au sein de la cellule hôte seront sélectionnés en fonction de la cellule hôte choisie. La cellule hôte transformée par un vecteur d'expression ou un acide nucléique va exprimer le polypeptide correspondant de manière stable. L'homme du métier peut aisément vérifier que la cellule hôte exprime le polypeptide de manière stable, par exemple en utilisant la technique du Western blot. On entend par « vecteur » au sens de la présente invention, des vecteurs d'expression et/ou de sécrétion de séquences d'acide nucléique dans une cellule hôte déterminée. Ils peuvent par exemple être des vecteurs d'origine plasmidique ou virale, comportant, outre la séquence d'acide nucléique, les moyens nécessaires à son expression. Ces moyens peuvent par exemple inclure un promoteur, des signaux d'initiation et de terminaison de la traduction, ainsi que des régions appropriées de régulation de la transcription. Le vecteur d'expression peut également comprendre d'autres éléments tels qu'une origine de réplication, un site de clonage multiple, un enhanceur, un peptide signal qui pourra être fusionné en phase avec le polypeptide produit lors du clonage, et un ou plusieurs marqueurs de sélection. On entend par « acide nucléique » au sens de la présente invention, aussi bien des molécules d'ADN que des molécules d'ARN, ce qui inclut notamment des molécules d'ADNc et des molécules d'ARNm. L'acide nucléique peut être sous forme double brin (par exemple dans le cas d'un acide nucléique compris dans un vecteur d'expression) ou sous forme simple brin (par exemple dans le cas de sondes ou d'amorces). La présente invention a également pour objet les carraghénanes susceptibles d'être obtenus par le procédé de l'invention. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, les carraghénanes obtenus possèdent des motifs alpha-carrabioses dès lors que le carraghénane de départ possédait dans sa structure des motifs iota- carrabioses. Par exemple, les motifs iota-carrabioses du carraghénane extrait d'E. denticulatum (850/0 iota-carrabiose et 150/0 kappa-carrabiose) 8 peuvent être convertis en un carraghénane possédant 850/0 d'alphacarrabiose et 150/0 de kappa-carrabiose. La réaction enzymatique peut être contrôlée et le taux de conversion de iota-carrabiose en alpha-carrabiose peut varier de 0 à 1000/0. Les propriétés rhéologiques des carraghénanes obtenus seront modulées en fonction du taux de conversion. D'autres avantages pourront encore apparaître à l'homme du métier à la lecture des exemples ci-dessous, illustrés par les figures annexées, donnés à titre illustratif. Brève description des figures - La figure 1 représente la structure chimique des motifs de répétition des trois principaux carraghénanes (kappa x, iota 1, et lambda X) exploités industriellement. - La figure 2 représente les compositions hybrides kappa/iota- carraghénanes en fonction de la source d'algues rouges (Bixler et al., 2001, précité) [1]. - La figure 3 représente le schéma des réactions enzymatiques catalysées par les 4S- et 2S-iota-carraghénane sulfatases. - La figure 4 représente le gel d'électrophorèse (SDS-PAGE) coloré au bleu de Coomassie colloïdal de plusieurs fractions collectées après l'étape de chromatographie échangeuse d'anions (Q Sepharose Fast Flow). La protéine de 55 kDa est indiquée à l'aide d'une flèche. - La figure 5 représente la séquence en acides aminés de la protéine de Pseudoalteromonas atlantica T6c (Q15XH3). En gras, les trois séquences peptidiques déterminées par spectrométrie de masse. En italique souligné, la signature de la modification post-traductionnelle de la cystéine. En encadré, les acides aminés du site catalytique dont la lysine (K) et l'histidine (H) qui sont les acides aminés catalytiques. - La figure 6 représente l'environnement génomique du gène de la nouvelle 4S-iota-carraghénane sulfatase (Q15XH3) dans P. atlantica. 9 - La figure 7 représente le spectre 1H RMN du iota-carraghénane (B) incubé avec la protéine purifiée de Pseudoalteromonas atlantica (Q15XH3) (A) EXEMPLES Exemple 1: Identification d'une nouvelle 4S-iota-carraghénane sulfatase issue de Pseudoalteromonas atlantica Criblaqe des activités carraqhénane-sulfatases de Pseudoalteromonas atlantica Le criblage a été réalisé en utilisant la bactérie marine Pseudoalteromonas atlantica T6c (souche ATCC T6c / BAA-1087) dont le génome a été complètement séquencé (http://genome.igipsf.orq/finished microbes/pseat/pseat.home.html). Cultures bactériennes La production des extraits bactériens a été réalisée à partir de la bactérie marine Pseudoalteromonas atlantica cultivée en milieu Zobell [Bacto peptone (Amresco) 5g/I, extraits de levure (BD, Extract of Autolysed Yeast cells) 1 g/I, eau de mer filtrée 800ml complétée à Il par de l'eau déminéralisée] en présence de kappa- (Kappaphycus alvarezii, CP Kelco X6913, à 1g/l), de iota- (Eucheuma denticulatum, H030058-534, à 1g/l) ou de lambda-carraghénane (sporophyte de Gigartina skottsbergii, CP Kelco, X7055). La première préculture a consisté à ensemencer 10ml de milieu Zobell à partir d'un glycérol de P. atlantica conservé à -80°C. L'incubation a été réalisée dans un agitateur de type New Brunswick pendant 36h, à 18°C et 180rpm. Pour la deuxième préculture, 50ml de milieu Zobell contenant 50mg d'un des carraghénanes (kappa-, iota- ou lambda-) ont été ensemencés avec environ 1 ml de la première préculture, de manière à avoir une absorbance de 0,1, à 660nm. Cette deuxième préculture a été incubée à 18°C jusqu'à ce que la densité optique atteigne une valeur de 1 à 1,2, à 660nm, soit environ 8h. Pour la culture finale, 950ml de milieu Zobell contenant le même carraghénane que précédemment, ont été ensemencés avec les 50ml de la deuxième préculture, et incubés à 18°C pendant 36h. Afin de séparer le culot bactérien du surnageant de culture, les cultures bactériennes ont été centrifugées à 6200g pendant 20 minutes, à 4°C. Préparation des extraits bactériens Le surnageant de culture est concentré par précipitation à 900/0 de saturation en sulfate d'ammonium (61.5g de sulfate d'ammonium pour 100ml d'échantillon). Le culot obtenu après centrifugation (25min., 10000rpm) est remis en solution dans du tampon Tris-HCI 50mM pH 8.3. Il est ensuite dialysé dans des membranes (Spectra/por, MWCO 3500Da) contre du tampon Tris-HCI 50 mM pH8.3 Le culot bactérien a été resuspendu dans du tampon Tris-HCI (Sigma) 50mM à pH 8,3. Les cellules ont ensuite été Iysées à la presse de French, et le Iysat obtenu a été ultracentrifugé à 27000g, pendant 2h45. Un demi-comprimé d'anti-protéase (Complete, EDTA-free, Roche) a été ajouté au surnageant obtenu. L'extrait a ensuite été dialysé (Spectra/Por, MWCO 3500Da) contre du tampon Tris-HCI 50mM à pH 8,5, pendant une nuit, sous agitation à 4°C. Dosage du sulfate libéré La production des activités sulfatases a été évaluée en mesurant la quantité de sulfate relarguée après incubation des différents carraghénanes en présence d'extraits bactériens. Les essais ont été conduits avec les surnageants de culture concentrés et les culots bactériens. Pour chaque échantillon analysé, un blanc est réalisé de manière similaire en ayant préalablement inactivé l'extrait enzymatique durant une quinzaine de minutes à 100°C. Il Les milieux réactionnels ont été dilués par 2 avec de l'eau milliQ (Millipore) puis centrifugés en microcons (Amicon) avec un seuil de coupure de 10kDa. Cette centrifugation a été réalisée à 3300g pendant 90min à température ambiante. Le filtrat obtenu a ensuite été dosé par chromatographie échangeuse d'anions (HPAEC : High Performance Anion Exhange Chromatography) sur un système Dionex. 201.1I d'échantillon ont été injectés grâce à un injecteur automatique (AS3000, Thermo). La séparation des anions présents dans les échantillons a été effectuée grâce à une colonne Ion-Pac AS11 (4x200mm, Dionex) munie d'une pré-colonne AG-11 (4x50mm, Dionex). Le système a été équilibré en NaOH 12mM. L'élution a été réalisée par un gradient isocratique en NaOH à un débit de 1 ml/min (pompe GP40, Dionex). La détection des anions a été faite par conductimétrie avec un détecteur ED40 (Dionex) muni d'un suppresseur ASRS ultra-Il-4mm (Dionex) fonctionnant à un courant de 198mA. Le logiciel utilisé pour l'acquisition et le traitement des données a été le logiciel Chroméléon 6.8. Grâce à une courbe étalon, l'aire des pics de sulfate a été convertie en parties par million (ppm). La différence entre la valeur de l'échantillon et celle du blanc a donné la quantité de sulfate libéré en ppm lors de la réaction enzymatique de désulfatation. Les résultats sont présentés dans le tableau 1 ci-dessous. Tableau 1 Substrat Extrait bactérien Induction kappa iota lambda kappa/mu iota/nu kappa 0,22 0 0,04 0,08 0,28 Surnageant iota 1,36 39,36 1,26 21,96 18,96 lambda 0,26 3,24 0,74 0,1 5,76 kappa 0,04 3,4 0,08 0,4 4,28 Culot iota 4,5 80,82 3,64 8,94 63,58 lambda 0,36 12,9 0,04 1,08 17,3 Les résultats en gras correspondent aux conditions pour lesquelles les plus fortes activités sulfatases ont été observées. 12 Purification et séquence protéique d'une nouvelle 4S-iota- carraqhénane sulfatase Préparation de l'extrait bactérien Le culot bactérien issu de la culture induite au iota-carraghénane et obtenu tel que précédemment décrit, contenant l'activité sulfatase, a été resuspendu dans du tampon Tris-HCI (Sigma) 50mM à pH 7,5. Les cellules ont ensuite été Iysées à la presse de French, et le Iysat obtenu a été ultra-centrifugé à 27200g pendant 2h45. Un demi-comprimé d'anti-protéase (Complete, EDTA-free, Roche) a été ajouté au surnageant obtenu afin de limiter la dégradation des protéines. Afin d'éliminer les molécules de petite taille (et notamment le sulfate libre) de l'extrait, celui-ci a été dialysé (Spectra/Por, MWCO 3500Da) contre du tampon Tris-HCI 50mM à pH 7,5 pendant une nuit, sous agitation à 4°C. Purification Les expériences de purification ont été entreprises sur les sulfatases agissant sur le iota-carraghénane. Les étapes de purification ont été réalisées à l'aide d'un système Akta Purifier. Le Iysat a été déposé sur une colonne de chromatographie échangeuse d'anions faible DEAE Sepharose Fast Flow (GE Healthcare - 45 x 1 cm) préalablement équilibrée dans du tampon tris-HCI 50mM à pH 7,5. L'échantillon (environ 35ml) a été chargé à l'aide d'une superloop (ou boucle d'injection) à un débit de 2mI/min. La résine a ensuite été lavée avec ce même tampon jusqu'à obtenir une absorbance négligeable à 280nm. L'élution des protéines a été réalisée à un débit de 2mI/min par un gradient segmenté, croissant en NaCl de 0 à lm : 10 volumes de colonne de 0 à 500mM de NaCl et 2 volumes de colonne de 500mM à 1 M NaCl. Les fractions collectées d'un volume de 5,5ml ont été testées pour leur capacité à désulfater le iota-carraghénane. Une fraction contenant un maximum d'activité sulfatase a ensuite été dialysée (membrane Spectra/Por, MWCO 3500Da) pendant 48h contre du tampon Tris-HCI 50mM à pH 7,5, sous agitation à 4°C. 1 ml de cette fraction a été déposé sur une résine échangeuse d'anions forte Q Fast Flow (GE Healthcare - Hitrap 1 ml) préalablement équilibrée dans du tampon Tris-HCI 50mM à pH7,5. La résine a été lavée avec ce même tampon et les protéines ont été éluées avec un gradient croissant de NaCI de 0 à 1 M réalisé de la manière suivante : 15 volumes de colonne de 0 à 500mM NaCI et 5 volumes de colonne de 500mM à lm NaCl, à un débit de 1 ml/min. Les fractions collectées, de 1 ml ; ont été incubées en présence de iota-carraghénane pour mesurer l'activité sulfatase. Le degré de pureté des fractions a été visualisé par électrophorèse sur gel de polyacrylamide SDS-PAGE. La pureté des fractions actives a été analysée par électrophorèse sur gel de polyacrylamide SDS-PAGE (Biorad, Criterion XT 120/0 Bis-Tris). A 15µI d'échantillon ont été ajoutés 51.1I de tampon de charge 20/0 SDS (Amresco), 50/0 R-mercaptoéthanol (980/0 Sigma), 200/0 glycérol (CarloErba), 62,5mM Tris-HCI à pH 6,8 et 0,50/0 de bleu de Bromophénol (Sigma). Les échantillons ont ensuite été portés à ébullition pendant 3min afin de dénaturer les protéines. Les 201.1I de mélange ont alors été déposés sur le gel. Les dépôts de 51.1I de marqueurs de taille (Biorad, Precision Plus Protein) ont permis d'évaluer le poids moléculaire des protéines comprises entre 10 et 250kDa. La migration a été faite à température ambiante, à 110volts (pour 1 gel) durant 2h, dans un tampon de migration composé de MOPS (Sigma) 200mM, Tris 250mM pH 8,1 et SDS 5g/I. La révélation du gel a été réalisée à l'aide d'une coloration au bleu de Coomassie colloïdal (Candiano et al., Electrophoresis, 25(9) : 1327-1333, 2004) [5]. Le poids moléculaire de la protéine purifiée a été estimé à environ 55 kDa (figure 4). Séquence protéique et nucléique La bande de la protéine a été excisée du gel, digérée à la trypsine et les peptides obtenus ont été séquencés par spectrométrie de masse sur la plate-forme RIO « Biopolymères » localisée à l'INRA de Nantes. Les trois séquences déterminées [NGQFDNTVIVFTSDNGGK (SEO ID NO : 1), FDQTFQVGDNTR (SEQ ID NO : 2), et ATEYITDGLSR (SEQ ID NO : 3)] ont été confrontées à la banque TrEMBL. Les trois peptides correspondent à 1000/0 à la protéine Q15XH3 (figure 5, SEQ ID NO: 4) de Pseudoalteromonas atlantica T6c dont le gène (Patl_0889) a été annoté comme une sulfatase (Copeland et al., 2006, précité) [4]. La protéine présente la séquence consensus de 12 acides aminés (C/S-X-P-S/X-RXXX-L/X-G/X-R/X, SEQ ID NO : 5) requise pour la conversion de la cystéine en formylglycine (FGIy) et les acides aminés catalytiques présents dans la séquence conservée (G-Y/V-X-S/T-X)OX-G-K-X-X-H, SEQ ID NO : 6). L'environnement génomique du gène de la nouvelle sulfatase converge vers une implication de cette protéine dans la dégradation du iotacarraghénane (figure 6). En effet, le gène de Q15XH3 est localisé dans un cluster de gènes qui contient d'autres sulfatases (dont Q15XG7 qui possède 410/0 d'identité avec Q15XH3), deux protéines inconnues, mais surtout, plusieurs gènes du cycle citrique (oxydation des sucres) et de métabolisme du D-galactose sont clairement identifiés. Les fonctions des sulfatases présentes dans ce cluster sont probablement liées à la désulfatation du iota- et/ou alpha-carraghénane. Activité sulfatase Afin de mesurer l'activité sulfatase, 1001.1I d'échantillon à doser ont été mis en présence de 1001.1I d'une solution de iota-carraghénane (CPKelco n°1256) à 10/0 dans du tampon Tris-HCI 50mM à pH 7,5. Les réactions enzymatiques ont été réalisées à 34°C en bain-marie durant 48h. Pour chaque échantillon, un blanc a été effectué dans des conditions similaires en ayant préalablement inactivé l'extrait enzymatique durant 15min, à 100°C. La position du groupement sulfaté clivé et donc l'identification du produit formé lors de l'hydrolyse enzymatique, a été réalisée par RMN. Pour cette analyse, les réactions de désulfatation ont été faites en incubant 7001.1I de iota-carraghénane à 10/0 (CP-Kelco n°1256) en présence de 3001.1I d'extrait bactérien. Les mélanges réactionnels ont été incubés à 34°C en bain-marie durant 72h puis lyophilisés. Les échantillons ont alors été échangés deux fois dans du D2O puis redissous dans 7001.1I de D2O à 99,970/0 pour être à une concentration approximative de 10mg/ml. Les spectres 'H-RMN ont été enregistrés à 70°C sur un spectrophotomètre BRUKER Avance DRX 500 par le service RMN (Université de Bretagne Occidentale, Brest). Les protons anomériques des carraghénanes présentent des déplacements chimiques (d) caractéristiques compris entre 5 et 5,6 ppm environ. Les résultats montrent que la désulfatation du iotacarraghénane par la protéine pure a conduit à la production d'alpha- carraghénane (figure 7A), comme dans le cas de la première 4S-iotacarraghénane sulfatase purifiée mais dont le poids moléculaire était de 115 kDa (Demande de Brevet français FR 09/52642, précité) [3]. Une nouvelle sulfatase capable de convertir du iota- en alpha- carraghénane a donc été identifiée. Elle se distingue de l'unique 4S-iotacarraghénane sulfatase connue à ce jour qui appartient à la famille des amidohydrolases. La séquence de la nouvelle carraghénane sulfatase (Q15XH3) montre qu'elle appartient à la famille des FGIy-sulfatases. Cette FGIy- sulfatase est la première carraghénane sulfatase de cette famille qui contient d'autres enzymes agissant sur des carbohydrates. Des sulfatases agissant sur les glycosaminoglycanes (i.e. héparine) et des cérébrosides ont été décrites. Listes des références 1. Bixler et al., Food Hydocolloids, 15 : 619-630, 2001 2. Bixler and Porse, J. Appl. Phycol., 2010, online 3. Demande de Brevet français FR 09/52642 4. Copeland et al., « Complete sequence of Pseudoalteromonas atlantica T6c", EMBL ACCESSION N° CP000388, PROTEIN ID ABG39415.1, 2006 5. Candiano et al., Electrophoresis, 25(9) : 1327-1333, 200410 REVENDICATIONS1. Procédé de transformation du iota-carraghénane en alphacarraghénane comprenant la catalyse enzymatique de la conversion du motif iota-carrabiose en motif alpha-carrabiose par une enzyme dont la séquence peptidique comprend les peptides de séquences suivantes : NGQFDNTVIVFTSDNGGK (SEQ ID NO 1), FDQTFQVGDNTR (SEQ ID NO 2), et ATEYITDGLSR (SEQ ID NO 3). 2. Procédé selon la revendication 1 dans lequel la séquence peptidique de l'enzyme est MTFNKKVSTLLWGTLIAISVGNASAADAGQSKADESNEKPNILFVLADDL GYNDVGFNGSTDIKTPNLDGLAKNGMTFDAAYVAHPFCGPSRAAIMTGR YPHKIGAQFNLPEDNSNVGVSADELFIAQTMKSAGYFTGAMGKWHLGEA SEYHPNKHGFDEFYGFLGGGHNYFPEQFEAAYNKRVAQGMTNINMYLT PLEHNGKEVRETEYITDGLSREAVNFVDKAAAKKKPFFLYLAYNAPHVPL QAKEEDMAMFSQIKDKKRRTYAGMVYAVDRGVGRIVEQLKKNGQFDNT VIVFTSDNGGKLGQGANNYPLKEGKGSVQEGGFRTPMLVHWPKHMKAG SRFSHPVLALDLYPTFAGLGGAVLPEDKKLDGKDIWADIQANTAPHKDEFI YVLRHRNGYSDAAARRNQFKAVKNHNDDWKLYNIAQDISEDNDISAQHP DILRDMVSSMESWSWNNQQPKWFHQSAEGAQWRLKAMPRFDQTFQV GDNTRSNSKKGH (SEQ ID NO4) 3. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 2, dans lequel ladite enzyme est une 4S-iota-carraghénane sulfatase. 4. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans lequel l'enzyme est produite par une cellule hôte comprenant un acide nucléique codant pour ladite enzyme et/ou un vecteur comprenant une séquence d'acide nucléique codant pour ladite enzyme. . Carraghénanes susceptibles d'être obtenus par le procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4.