FR 2956403 A1 20110819 FR 1000660 A 20100217 ANTIGENES POLYPEPTIDIQUES DE TRICHINELLA, ET LEURS APPLICATIONS La présente invention concerne l'utilisation de nouveaux antigènes identifiés chez le parasite Trichinella dans le cadre du diagnostic et de la prévention de la trichinellose. La trichinellose est une zoonose associée à la consommation de viande infestée par le parasite Trichinella (MURRELL et al., Vet Parasitol, 93, 293-307, 2000). Ce nématode, de la classe des Adenophorea, appartient à la famille des Trichinellidae laquelle comprend 8 espèces et 3 génotypes apparentés en 2 groupes phylogénétiquement distincts : d'une part les trichines encapsulées (T. spiralis; T. nativa; T. britovi; T. murrelli; T. nelsoni) qui infestent les mammifères, et d'autre part les trichines non-encapsulées (T. pseudospiralis; T. papuae; T. zimbabwensis) qui infestent les mammifères, les oiseaux et les reptiles (GASSER et al., Electrophoresis, 25, 3357-64, 2004). Toutes ces espèces peuvent infester l'homme. Le cycle biologique du parasite est auto-hétéroxène : il se déroule entièrement chez un même hôte qui est à la fois hôte intermédiaire et hôte définitif (BOIREAU et al., Revue française des laboratoires, 71-89, 2002). Le passage des larves infestantes d'un hôte à un autre est nécessaire pour la réalisation d'un nouveau cycle. Ce passage se fait par ingestion de viande crue ou peu cuite contaminée par des larves du parasite. Au cours de la digestion, celles-ci sont libérées, et pénètrent dans l'épithélium intestinal où elles vont muer en vers adultes (Ad) sexués. Les femelles fécondées expulsent ensuite des larves Ll Nouveau-Nées (L1NN) qui gagnent les muscles striés via la circulation lymphatique et sanguine. Ces larves L1NN pénètrent dans les cellules musculaires (stade de développement infestant L1M : Larve L1 Musculaire) dont elles provoquent la dédifférenciation en cellules nourrlcieres entourées d'une capsule de collagène protectrice épaisse dans le cas des trichines encapsulées, très fine dans le cas des trichines non-encapsulées. Alors que la trichinellose est asymptomatique chez l'animal, l'infestation humaine se traduit durant la phase intestinale par des diarrhées associées à des nausées, vomissements et de violentes douleurs abdominales, alors que les symptômes liés à la phase d'invasion musculaire se caractérisent par l'association fièvre, oedème de la face et myalgies (CAPO & DESPOMMIER, Clin Microbiol Rev, 9, 47-54, 1996). Des atteintes oculaires, pulmonaires, gastro-intestinales, cardiaques et neurologiques peuvent venir compléter le tableau clinique de la trichinellose dont l'évolution peut être mortelle. Le caractère chronique de l'infestation, marqué par la persistance de douleurs musculaires chez les patients, est associé à la survie du parasite au sein de la cellule nourricière. Le traitement spécifique des trichinelloses humaines par des anthelminthiques est d'autant plus efficace que le diagnostic de l'infestation est posé précocement pour permettre une action contre tous les stades parasitaires et surtout avant la formation de la capsule protectrice de collagène autour des larves L1M (FOURESTIE et al., Parasitol Res, 75, 36-41, 1988). Les données épidémiologiques ont démontré une distribution géographique du parasite sous toutes les latitudes associée à un mode de transmission impliquant de nombreuses espèces de la faune sauvage qui entretiennent aussi un cycle d'infestation domestique principalement représenté par le porc (DUPOUY-CAMET, Vet Parasitol, 93, 191-200, 2000). Les épidémies de trichinellose humaine, zoonose émergente ou ré-émergente, constituent un véritable problème de santé publique à travers le monde en raison des habitudes alimentaires et des contrôles sanitaires pas toujours efficaces (MURRELL & POZIO, Int J Parasitol, 30, 1339-49, 2000). Ces épidémies impliquent essentiellement la viande de porc et de sanglier ainsi que celle de cheval (BOIREAU et al., Vet Parasitol, 93, 309-20, 2000). La prévention de la contamination humaine passe donc par une cuisson à coeur de la viande et l'amélioration des conditions d'élevage et/ou de contrôle des trichinelloses animales (porc, cheval, sanglier et autres espèces animales sauvages sensibles à Trichinella) (BOIREAU et al., Revue française des laboratoires, 71-89, 2002). Les techniques de dépistage de la trichinellose se divisent en deux catégories : 1) la détection directe des larves LiM, après digestion artificielle d'échantillons de muscles, et 2) la détection indirecte par différentes méthodes immunologiques, permettant de détecter des anticorps dirigés contre les antigènes de Trichinella. A chacun des stades de développement du parasite : Ad, L1NN, et LiM, correspond un profil antigénique particulier. Ce sont des préparations antigéniques issues de larves du stade LiM qui sont actuellement utilisées pour l'immunodiagnostic. En effet, les fractions antigéniques des deux stades précoces Ad et L1NN sont difficiles à purifier, et des antigènes immunodominants associés à l'un et/ou l'autre de ces deux stades n'avaient pas pu être identifiés jusqu'à récemment (LIU et al., 1-13, 2007). On utilise principalement soit des préparations d'antigène total soluble, obtenues par lyse des larves, centrifugation du lysat, et récupération du surnageant, soit plus fréquemment, des antigènes d'excrétion/sécrétion (antigènes E/S). Les antigènes E/S sont produits lors de la mise en survie des larves LiM dans un milieu de culture ; ils proviennent d'un organe particulier, dénommé le stichosome, qui est constitué d'une cinquantaine de cellules discoïdes, les stichocytes. Les stichocytes contiennent des granules dont le contenu est évacué par un canalicule dans la lumière de l'oesophage du parasite. Ce contenu qui est très fortement antigénique, constitue une partie des antigènes E/S. Ces antigènes forment un mélange complexe de protéines, contenant notamment un groupe de glycoprotéines (dénommées antigènes TSL-1) portant une molécule glucidique particulière, connue uniquement chez Trichinella et présente chez toutes les espèces de ce parasite, le béta-tyvélose. Les préparations d'antigènes E/S qui sont actuellement utilisées comme référence en matière d'immunodiagnostic de la trichinellose sont obtenues à partir de milieu de culture de larves LiM de T. spiralis. Après 18 à 20 heures de culture, le milieu est récupéré par filtration, puis concentré (GAMBLE et al., Vet Parasitol, 13, 349-61, 1983; GAMBLE et al., Vet Parasitol, 30, 131-7, 1988). Les préparations d'antigène total soluble ont comme principal inconvénient leur manque de spécificité. Des réactions antigéniques croisées avec d'autres parasitoses sont fréquemment observées. Les antigènes E/S permettent d'obtenir une meilleure spécificité. Cependant, dans les deux cas, il est délicat de produire en quantité importante des lots standardisés d'antigène. Un autre problème rencontré dans le cadre du diagnostic sérologique de Trichinella est l'existence d'une « fenêtre aveugle » de détection correspondant aux stades précoces de l'infestation, qui se traduit par des résultats sérologiques faussement négatifs. Cette fenêtre aveugle peut durer de 3 à 8 semaines, selon la dose infectieuse initiale. En outre, chez le cheval, une disparition progressive des anticorps a été observée 25 semaines après infestation. Lors de travaux précédents, l'équipe des Inventeurs a identifié deux antigènes immunodominants conservés au sein du genre Trichinella et spécifiques de celui-ci. Ces antigènes sont décrits dans la demande PCT WO/2007/090960. L'un de ces antigènes, dénommé antigène NBL1, est exprimé spécifiquement au stade L1NN, tandis que l'autre, dénommé antigène 411, apparaît commun à plusieurs stades du développement de Trichinella. Des tests de diagnostic sérologique de type ELISA ont été développés à partir de ces antigènes produits sous forme de protéines recombinantes purifiées. Ces tests permettent une détection sérologique très précoce des anticorps spécifiques anti-Trichinella. La comparaison avec un test ELISA de référence utilisant les antigènes E/S (test ELISA E/S) a permis de montrer que les tests ELISA utilisant les antigènes NBL1 et 411 peuvent détecter la présence d'anticorps spécifiques anti-Trichinella respectivement 5 à 45 jours plus tôt et 5 à 20 jours plus tôt que le test ELISA E/S. Les Inventeurs ont maintenant identifié deux nouveaux antigènes immunodominants de Trichinella, utilisables pour le développement de nouveaux tests de diagnostic sérologique, ou pour améliorer les performances des tests existants. Le premier de ces antigènes est dénommé ci-après « L20h-Ts3 ». La séquence d'un clone d'ADNc codant pour cet antigène et la séquence polypeptidique déduite sont représentées sur la Figure 1A, et sont également respectivement reproduites dans la liste de séquences en annexe sous les numéros SEQ ID NO: 1 et SEQ ID NO: 2. Le polypeptide possède une identité élevée (91%) avec la (GenBank ACJ06741) récemment identifiée parmi vraisemblablement sécrétées par les larves de stade musculaire, et qui pourrait jouer un formation de la cellule nourricière (GUILIANO Parasitol, 39, 515-24, 2009) ; cependant, antigéniques de la protéine SML-3 n'ont pas été étudiées jusqu'à présent. Le second antigène est dénommé ci-après « L20h-Tsl ». La séquence d'un clone d'ADNc codant pour cet antigène et la séquence polypeptidique déduite sont représentées sur la Figure 1B, et sont aussi respectivement reproduites dans la liste de séquences en annexe sous les numéros SEQ ID NO: 3 et SEQ ID NO: 4. Le polypeptide SEQ ID NO: 4 ne possède d'identité avec aucune protéine connue de Trichinella et d'autres organismes. Les polypeptides L20h-Ts3 et L20h-Tsl, produits sous forme recombinante, permettent de détecter à un stade précoce, la réponse humorale dirigée contre Trichinella. En outre, la réponse humorale ciblant ces antigènes persiste plus tardivement après l'infestation que dans le cas des antigènes recombinants NBL1 et 411, où elle commence à s'atténuer approximativement 8 semaines après l'infestation. L'utilisation des polypeptides L20h-Ts3 et L20h-Tsl permet donc d'élargir la fenêtre temporelle de détection de la réponse humorale. La présente invention a en conséquence pour objet l'utilisation d'un polypeptide antigénique reconnu par des anticorps anti-Trichinella comme réactif pour la détection d'anticorps anti-Trichinella dans un prélèvement biologique, caractérisée en ce que ledit polypeptide est choisi parmi : a) un polypeptide comprenant la séquence SEQ ID NO: 2, ou comprenant une séquence présentant au moins 70% SEQ ID NO: 2 protéine SML-3 les protéines T. spiralis au rôle dans la et al., Int J les propriétés et par ordre de préférence croissante, au moins 75%, 80%, 85%, 90%, ou 95% d'identité avec la séquence SEQ ID NO: 2; b) un polypeptide comprenant les acides aminés 21-67 de la séquence SEQ ID NO: 4 (qui représentent la forme mature de la protéine L20h-Tsl), comprenant une séquence présentant au moins 70% et par ordre de préférence croissante, au moins 75%, 80%, 85%, 90%, ou 95% d'identité avec la séquence des acides aminés 21-67 de la séquence SEQ ID NO: 4. Avantageusement, dans le cadre de la mise en œuvre de la présente invention, on peut utiliser un mélange, comprenant un polypeptide a) et un polypeptide b) tels que définis ci-dessus, ou bien un mélange comprenant un polypeptide a) et/ou un polypeptide b) tels que définis ci-dessus, associé(s) avec un ou plusieurs autre(s) polypeptide(s) antigénique(s) reconnu(s) par des anticorps anti-Trichinella, par exemple un ou plusieurs des polypeptides issus des antigènes NBL1 et 411, décrits dans la demande PCT WO/2007/090960. La présente invention a plus particulièrement pour objet un procédé de détection de la présence d'anticorps anti- Trichinella dans un échantillon biologique, lequel procédé est caractérisé en ce qu'il comprend : - la mise en contact dudit échantillon biologique avec un polypeptide a) et/ou un polypeptide b), tels que définis ci-dessus, dans des conditions permettant la formation d'un complexe antigène/anticorps entre le(s)dit(s) polypeptide(s) et les anticorps anti-Trichinella éventuellement présents dans ledit échantillon ; - la détection, par tous moyens appropriés, du complexe antigène/anticorps éventuellement formé. Généralement, ledit prélèvement biologique est un prélèvement de sérum. Il peut être obtenu à partir de tout sujet (mammifères, oiseau ou reptile) appartenant à une espèce pouvant être infestée par Trichinella, et chez lequel on souhaite détecter la présence de ce parasite. Avantageusement, il s'agit d'un prélèvement obtenu à partir d'un mammifère, par exemple d'un animal d'élevage, ou d'un patient humain. Cette association permet notamment d'élargir le spectre de réactivité, ainsi que la fenêtre temporelle de détection de la réponse humorale, par rapport à chacun des polypeptides utilisés individuellement. Le polypeptide b) défini ci-dessus fait également partie, en tant que tel, de l'objet de la présente invention. La présente invention englobe notamment des polypeptides chimériques comprenant une ou plusieurs copies d'un polypeptide a) et/ou une ou plusieurs copies d'un polypeptide b) tels que définis ci-dessus, éventuellement fusionnés à un ou plusieurs polypeptide(s) hétérologue(s), par exemple un ou plusieurs des polypeptides issus des antigènes NBL1 et 411, décrits dans la demande PCT WO/2007/090960. La présente invention a également pour objet les polynucléotides codant pour le polypeptide b) ou pour un polypeptide chimérique conforme à l'invention, ainsi que des vecteurs recombinants comprenant lesdits polynucléotides, et des cellules-hôtes transformées par lesdits vecteurs. La présente invention a également pour objet une composition comprenant un polypeptide a) et un polypeptide b) tels que définis ci-dessus, ou comprenant un polypeptide a) et/ou un polypeptide b) tels que définis ci-dessus, associé(s) avec un ou plusieurs autre(s) polypeptide(s) antigénique(s) reconnu(s) par des anticorps anti-Trichinella, par exemple un ou plusieurs des polypeptides issus des antigènes NBL1 et 411, décrits dans la demande PCT WO/2007/090960. Les polypeptides a) et b) définis ci-dessus peuvent être utilisés dans le cadre de différentes méthodes de détection d'anticorps, qui sont connues en elles-mêmes. A titre d'exemples, on citera notamment les méthodes de type ELISA (direct, indirect ou sandwich), les méthodes de microagglutination sur billes, ainsi que les méthodes de transfert électrophorétique couplé à un immunomarquage. La présente invention a également pour objet un nécessaire pour la détection de la présence d'anticorps anti-Trichinella dans un échantillon biologique, caractérisé en ce qu'il comprend un polypeptide a) et/ou un polypeptide b) tels que définis ci-dessus, et, le cas échéant, des tampons et réactifs appropriés pour la constitution d'un milieu réactionnel permettant la formation d'un complexe antigène/anticorps, et, optionnellement, des moyens de détection dudit complexe antigène/anticorps. Éventuellement il peut comprendre un ou plusieurs autres polypeptides antigéniques reconnus par des anticorps anti-Trichinella, par exemple un ou plusieurs des polypeptides issus des antigènes NBL1 et 411, décrits dans la demande PCT WO/2007/090960. Avantageusement, le ou lesdits polypeptide(s) est (sont), immobilisé(s) sur un support solide. A titre d'exemples non-limitatifs de supports solides utilisables, on citera des plaques de microtitration, des billes, des microbilles ou microparticules, des bandelettes, etc.... Ledit nécessaire peut également comprendre des échantillons de référence, tels qu'un ou plusieurs sérum(s) négatif(s) et un ou plusieurs sérum(s) positif(s). La présente invention a également pour objet l'utilisation d'un polypeptide a) ou d'un polypeptide b), tels que définis ci-dessus, pour la préparation d'anticorps spécifiquement dirigés contre ledit polypeptide. Ces polypeptides peuvent être utilisés dans le cadre de différentes méthodes, connues en elles-mêmes, de préparation d'anticorps. Ils peuvent par exemple (éventuellement après addition d'un adjuvant approprié) être utilisés pour l'immunisation d'un animal. Ils peuvent également être greffés sur un support de chromatographie d'affinité, afin de permettre de purifier, à partir d'un liquide biologique, les anticorps spécifiquement dirigés contre le polypeptide concerné. Le liquide biologique peut être par exemple le sérum d'un animal préalablement immunisé avec le polypeptide concerné, ou un surnageant d'hybridome ; il peut s'agir également du sérum d'un animal infesté par Trichinella à partir duquel on souhaite isoler une sous-population d'anticorps spécifiquement dirigés contre le polypeptide concerné. La présente invention englobe également tout anticorps spécifiquement dirigé contre un polypeptide a) ou un 35 polypeptide b) tels que définis ci-dessus. Il peut s'agir d'anticorps polyclonaux ou monoclonaux. Des anticorps spécifiquement dirigés contre un polypeptide peuvent être obtenus par diverses techniques connues en elles-mêmes, et notamment par les méthodes classiques comprenant l'immunisation d'un animal avec le polypeptide concerné (éventuellement additionné d'un adjuvant approprié), et la récupération de son sérum (pour la production d'anticorps polyclonaux), ou de ses cellules lymphocytaires (pour la production d'anticorps monoclonaux). Les polypeptides a) et b) définis ci-dessus, ainsi que les polynucléotides codant pour ces polypeptides peuvent être utilisés pour la préparation de compositions immunogènes, et notamment de vaccins anti-Trichinella. La présente invention a également pour objet une composition immunogène, comprenant un ou plusieurs polypeptide(s) a) et/ou un ou plusieurs polypeptide(s) b) tels que définis ci-dessus, ou un ou plusieurs polynucléotide(s) codant pour le(s)dit(s) polypeptide(s), associé(s) à un ou plusieurs adjuvant(s) permettant d'améliorer la réponse immunitaire. Éventuellement, ladite composition peut comprendre un ou plusieurs autre(s) polypeptide(s) immunogènes(s) reconnu(s) par des anticorps anti-Trichinella, par exemple un ou plusieurs des polypeptides issus des antigènes NBL1 et 411, décrits dans la demande PCT WO/2007/090960. Selon un mode de réalisation préféré d'une composition immunogène conforme à l'invention, il s'agit d'un vaccin. Une grande variété d'adjuvants permettant d'augmenter l'immunogénicité des peptides sont connus en eux-mêmes de l'homme de l'art : on citera, à titre d'exemples d'adjuvants, l'alum (hydroxyde d'aluminium), l'adjuvant complet ou incomplet de Freund (AIF), les liposomes, ainsi que les virosomes (enveloppes virales reconstituées), les dérivés peptidiques de l'acide muramique, etc. Dans le cas d'un vaccin, on choisira bien entendu un adjuvant pharmacologiquement acceptable ; à titre d'exemples d'adjuvants préférés on citera des adjuvants de type émulsion « eau dans l'huile », par exemple les adjuvants commercialisés par la société SEPPIC sous les dénominations MONTANIDE ISA 70 et MONTANIDE ISA 775, et qui sont également décrits dans les Brevets EP 480 982, EP 825 875, US 5422109, US 6251407, US 6610309. Le cas échéant, notamment dans le cas de peptides courts ( 30 acides aminés), le(s)dit(s) polypeptide(s) peu(ven)t être couplé(s) à une protéine porteuse. A titre d'exemples de protéines porteuses, on citera notamment la KLH (keyhole limpet hemocyanin), l'albumine du sérum bovin (BSA), l'ovalbumine, l'anatoxine tétanique ou diphtérique. On peut également former une composition multiépitopique, en associant plusieurs copies d'un même peptide entre elles, et éventuellement avec d'autres épitopes peptidiques, sous forme de polypeptides chimériques, ou par l'intermédiaire d'une chaîne polymérique, par exemple une polylysine. Si l'on utilise comme immunogène un polynucléotide, la composition immunogène peut se présenter sous forme d'un vecteur recombinant dans lequel est (sont) inséré(s) le (les) polynucléotide(s) à administrer. On peut utiliser par exemple des vecteurs viraux tels que les poxvirus, les adénovirus, les rétrovirus, les lentivirus, les herpesvirus, et les AAV (adenoassociated virus), etc. Elle peut également se présenter sous la forme d'une bactérie non-pathogène, transformée par un ou plusieurs vecteurs d'expression contenant le(s)dit(s) polynucléotide(s). On peut également administrer directement le (les) polynucléotide(s), sous forme d'ADN nu, ou l'incorporer dans des liposomes. Dans le cas d'un vaccin, on utilisera de préférence une bactérie non-pathogène (par exemple un lactobacille, ou une souche non pathogène d'Escherichia coli ou de Salmonella suis), ou un vecteur dérivé d'une souche virale vaccinale ; par exemple un vecteur dérivé d'une souche vaccinale du virus de la pseudorage (maladie d'Aujeszky). La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de description qui va suivre, qui se réfère à des exemples illustrant l'utilisation des antigènes L20h-Ts3 et L20h-Tsl, pour l'immunodiagnostic de la trichinellose. EXEMPLE 1 : IDENTIFICATION DES ANTIGENES L2OH-TS3 ET L2OH-TS1, 35 ET PRODUCTION DE CES ANTIGENES SOUS FORME DE PROTEINES RECOMBINANTES EN SYSTEME D'EXPRESSION PROCARYOTE. Un immunocriblage de banques d'ADNc d'expression des stades précoces de Trichinella (14h, 20h, 48h après infection de souris) a été effectué avec des sérums et des surnageants de culture de muqueuse intestinale de porcs expérimentalement infestés par T. spiralis. Le gène L20h-Ts3 a été identifié dans 41 des clones des banques d'ADNc obtenues 14h et 20h après infection des souris. La séquence nucléotidique et la séquence polypeptidique déduite de l'un de ces clones sont représentées sur la Figure 1A. Sa longueur est de 398 pb, dont 33 pb de 3'UTR, un signal de polyadénylation putatif (souligné sur la Figure lA), et un cadre ouvert de lecture codant pour une protéine de 106 a.a., avec une masse moléculaire de 11906,0 Da et un point isoélectrique de 4,21. Aucun peptide signal n'a été identifié sur la base de l'algorithme de BENDTSEN et al. (BENDTSEN et al., J Mol Biol, 340, 783-95, 2004). La recherche d'homologues sur les bases de données fait apparaître une forte identité (91%) entre la séquence polypeptidique déduite de L20h-Ts3 et une protéine de T. spiralis, dénommée SML-3 (GUILIANO et al., Int J Parasitol, 39, 515-24, 2009). Ce clone a été digéré par BamHI-NotI (New England BioLabs, Beverly, Massachusetts), et le fragment de restriction contenant la séquence codante complète de L20h-Ts3 a été sous-cloné dans le vecteur pGEX-6P-1 (GenBank U78872). Ce vecteur possède une étiquette Glutathion S-transférase de Schistosoma japonicum (GSTsj) en N-terminal (La GSTsj ne présente pas de réactions immunologiques croisées avec Trichinella). Le vecteur d'expression résultant, dénommé pGEX-6P-1-(L20h-Ts3), code pour une protéine recombinante contenant la totalité de la séquence de L20h-Ts3 et portant en position N-terminale une étiquette GSTsj et en position C-terminale une étiquette poly-histidine. Le gène L20h-Tsl a été identifié dans 121 des clones des banques d'ADNc obtenues 20h et 48h après infection des souris. La séquence de l'un de ces clones est représentée sur la Figure 1B. Sa longueur est de 339 pb, dont 139 pb de 3'UTR, un signal de polyadénylation putatif (souligné sur la Figure 1B), et un cadre ouvert de lecture codant pour une protéine de 67 a.a., avec une masse moléculaire de 7834,9 Da et un point isoélectrique de 4,42. Un peptide signal de 20 a.a. (en gras sur la Figure 1B) a été identifié sur la base de l'algorithme de BENDTSEN et al. (2004). La recherche d'homologues sur les bases de données n'a fait apparaître aucune homologie avec des protéines connues de Trichinella. Ce clone a été digéré par BamHI-NotI (New England BioLabs, Beverly, Massachusetts), et un fragment de restriction codant pour le fragment Tyr21-Alay7 de L20h-Tsl (correspondant à la forme mature, sans le peptide signal) a été sous-cloné dans le vecteur pGEX-6P-1. Le vecteur d'expression résultant dénommé pGEX-6P-1-(L20h-Tsl) code pour une protéine recombinante contenant la séquence de la forme mature de L20h-Tsl et portant en position N-terminale une étiquette GSTsj et en position C-terminale une étiquette poly-histidine. Les vecteurs pGEX-6P-1-(L20h-Ts3) ou pGEX-6P-1-(L20h- Tsl) ont été utilisés pour transformer des bactéries E. coli (souche BL21), et l'expression de chaque protéine recombinante (contenant un tag GSTsj en N-Ter et un tag Histidine en C-Ter) a été induite par ajout d'isopropyl-(3-D-thiogalactopyranoside (IPTG) 0,5 mM (concentration finale) et incubation 3h, à 37°C et 225 tr/min. Les bactéries induites ont été centrifugées (4000 x g, 20 min à 4°C), resuspendues en tampon de lyse (Tris-HC1 20 mM pH 8,0; NaCl 150 mM) supplémenté en lysozyme 0,5 mg/mL, et lysées par trois cycles de congélation/décongélation en azote liquide. Ensuite, 5 pg/mL de DNase I ont été ajoutés au lysat incubé 15 min à 37°C. Puis, le lysat a été incubé pendant 1h30 à 4°C sur agitateur rotatif dans un tube Falcon® à fond conique de 50 mL (Becton Dickinson, Le Pont-De-Claix, France) en présence d'une matrice Ni-NTA (GE Healthcare Europe, Orsay, France) pré- équilibrée en tampon de lyse. Le mélange lysat-matrice a été déposé sur une colonne PD-10 (GE Healthcare Europe, Orsay, France) afin d'éliminer les protéines non-fixées ou les contaminants, puis transféré dans un nouveau tube Falcon® de 50 mL et lavé avec 50 mL de tampon de lavage I (Tris-HC1 20 mM pH 8.0; NaCl 300 mM) pendant 30 min à 4°C sur agitateur rotatif. Après centrifugation pendant 5 min (1500 x g, 4°C), le mélange a été lavé 4 fois avec 50 mL de tampon de lavage II (Tris-HC1 20 mM pH 8.0; NaCl 300 mM; imidazole 30 mM) pendant 30 min à 4°C ; ces lavages ont été suivis d'une ultime centrifugation pendant 5 min (1500 x g, 4°C). Enfin, chaque protéine recombinante a été éluée avec le tampon d'élution (Tris-HC1 pH 8.0 20 mM; NaCl 300 mM; imidazole 500 mM) et la concentration déterminée à l'aide d'un spectrophotomètre à 280 nm. La protéine recombinante a été mise en fractions aliquotes et conservée à - 20°C en glycérol 10 Les gels d'électrophorèse en conditions dénaturantes (SDS-PAGE) des protéines de fusion GSTsj-L20h-Ts3 et GSTsj-L20h- Tsl sont respectivement représentés sur les Figures 2A et 2B (piste 1 : marqueurs de poids moléculaire). Sur ces gels, les protéines GSTsj-L20h-Ts3 et GSTsj-L20h-Tsl apparaissent toutes deux sous la forme d'une seule bande à la taille attendue pour la protéine de fusion. EXEMPLE 2 : IMMUNOREACTIVITE DES PROTEINES L2OH-TS3 ET L20H-TS1 EN TRANSFERT DE WESTERN. Sérums anti-Trichinella Des porcs Exempts d'Organismes Pathogènes Spécifiés (porcs EOPS) ou des porcs issus d'un élevage conventionnel ont été infestés avec 200, 1000, 20000 larves infestantes de T. spiralis (ISS004, International Trichinella Reference Centre, Rome, Italie) ou de T. britovi (ISS100). Des prélèvements sanguins ont été réalisés 48h avant infestation (témoin négatif), et à 5, 10, 15, 20, 25, 30, 40, 50, 60 jours post- infestation (pi). Des sérums provenant de porcs EOPS infestés avec 20000 larves L1M de T. spiralis (ISS003) ou T. britovi (ISS002) ont également été utilisés. Des prélèvements sanguins ont été réalisés 24h avant infestation (témoin négatif), et à 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 12, 16, 20, 25 semaines pi. Des sérums de porcs provenant d'élevages industriels hors-sol d'Ille-et-Vilaine (France), et contrôlés négatifs pour la trichinellose par digestion artificielle, ont été collectés en 2004 et ont servi de sérums de référence négatifs. Transfert de Western L'immunoréactivité des antigènes L20h-Ts3 et L20h-Tsl recombinants (sous forme des protéines de fusion GSTsj-L20h-Ts3 et GSTsj-L20h-Tsl) a été analysée par transfert de Western. Les protéines recombinantes ont été soumises à une électrophorèse en conditions dénaturantes (15 % SDS-PAGE, 700 ng de protéine par puits), et transférées sur membrane de nitrocellulose. Après blocage des membranes par incubation pendant 1 nuit à 4°C dans du tampon PBS contenant 0,1% de Tween®-20(PBS-T) et 5 % de lait écrémé, celles-ci ont été lavées 3 fois en PBS-T pendant 5 min. Ensuite, les membranes ont été incubées pendant 1 h à température ambiante avec : - dans le cas de L20h-Ts3, des sérums de porcs EOPS expérimentalement infestés avec 20000 larves L1M de T. spiralis, collectés à -2, 5, 12, 15, 20, 28, et 60 jours après infestation et dilués au 1/300 en PBS-T contenant 5 de lait écrémé, - dans le cas de L20h-Tsl, le sérum d'un porc EOPS expérimentalement infesté avec 20000 larves LiM de T. spiralis, collectés à -1, 7, 14, 21, 28, 49, 84 jours après infestation et dilués au 1/300 en PBS-T contenant 5 de lait écrémé. Après 3 lavages de 5 min en PBS-T, les membranes ont été incubées pendant 1h à température ambiante avec un anticorps secondaire de lapin anti-IgG de porc marqué à la peroxydase dilué au 1/10000. Après 3 nouveaux lavages, la révélation a été effectuée à l'aide du kit « ECL PLUS WESTERN BLOTTING ET AMERSHAM HYPERFILM ECL » (GE Healthcare Europe, Orsay, France). L20h-Ts3 : Les résultats obtenus avec les sérums de porcs EOPS expérimentalement infestés avec 20000 larves L1M de T. spiralis et collectés à -2, 5, 12, 15, 20, 28, et 60 jours pi sont illustrés par la Figure 3. Ces résultats montrent que l'antigène recombinant L20h-Ts3 (GSTsj-L20h-Ts3) est nettement reconnu dès 20 jours pi (une faible bande est visible dès 15 jours pi), et au moins jusqu'à 60 jours pi. L20h-Tsl : Les résultats sont illustrés par la Figure 4. Ces résultats montrent que l'antigène recombinant L20h-Tsl (GSTsj-L20h-Tsl) est nettement reconnu dès 28 jours pi (une faible bande est visible dès 21 jours pi), et au moins jusqu'à 84 jours pi par le sérum d'un porc EOPS expérimentalement infesté avec 20000 larves L1M de T. spiralis (Figures 4A et 4B) (Il est à noter qu'une détection à 112 jours pi a également été possible avec un autre porc EOPS expérimentalement infesté avec 20000 larves L1M T. spiralis, donnée non montrée). L'antigène recombinant L20h-Tsl (GSTsj-L20h-Tsl) est également reconnu (une faible bande est visible) à 60 jours pi dans le cas d'un porc infesté avec 200 larves L1M de T. spiralis (donnée non montrée). EXEMPLE 3 : IMMUNOREACTIVITE EN ELISA INDIRECT DE L'ANTIGENE RECOMBINANT L2OH-TS3 L'immunoréactivité de l'antigène recombinant L20h-Ts3 a été évaluée par ELISA indirect, par comparaison avec l'antigène E/S de T. spiralis. Les sérums issus de porcs infestés par Trichinella utilisés sont ceux décrits à l'Exemple 2 ci-dessus. Pour la détermination du seuil de diagnostic, un total de 220 sérums de références de porcs négatifs a été utilisé. L'antigène E/S utilisé comme référence est celui du 20 test ELISA commercialisé par l'Institut Pourquier (Montpellier, France). Le protocole utilisé pour les tests ELISA est le suivant : 100 pL/puits d'antigène dilué en tampon de sensibilisation (carbonate de sodium 12 mM; bicarbonate de 25 sodium 35 mM, pH 9,6) ont été déposés et incubés pendant 2h à 37°C dans une plaque de microtitration (Immuno 96 MicroWell Plates F96 MaxiSorp, Nunc, Roskil, Danemark). Ensuite, chaque puits a été lavé 5 fois avec 250 pL de tampon de lavage (eau distillée, Tween®-20 0,05 %) et incubé pendant 30 min à 37°C 30 avec 200 pL de tampon de saturation (PBS, gélatine 1 Tween®-20 0,05 %). Après 5 lavages avec la solution de lavage, 200 pL/puits d'anticorps primaires (sérums) dilué en tampon de saturation ont été déposés et incubés 1h à 37°C. Après 5 lavages avec la solution de lavage, 100 pL/puits d'anticorps secondaires 35 de lapin anti-IgG de porc conjugués à la peroxydase (dilué au 1/50000 en tampon de saturation) ont été déposés et incubés pendant 1h à 37°C. Enfin, les puits ont été lavés 5 fois avec la solution de lavage et 100 pL/puits de 3, 3', 5, 5' TetraMethylBenzidine (TMB, Zymed, California, USA) ont été utilisés pour la révélation en chambre noire. La réaction a été arrêtée avec 50 pL/puits d'acide sulfurique 12,5 % et la lecture faite à 450 nm à l'aide d'un lecteur de plaque Labsystems iEMS Reader MF couplé au logiciel Ascent 2.6 (Thermo LabSystems, Cergy Pontoise, France). Les conditions optimales pour l'ELISA ont été définies en testant des échantillons de sérum à des dilutions de 1/10, 1/100 et 1/300, et des quantités de protéine L20h-Ts3 de 50 ng, 250 ng, 500 ng and 1 pg par puits. Les résultats obtenus ont ensuite été analysés par l'intermédiaire d'un test de Wilcoxon-Mann-Whitney. Ainsi, la différence la plus importante entre les valeurs des échantillons positifs et les valeurs des échantillons négatifs a été observée pour une dilution de 1/10 des sérums et 250 ng de protéine L20h-Ts3. Ces conditions ont donc été utilisées lors des ELISA ultérieurs. Ces conditions ont donc été utilisées pour la suite des tests. Le seuil de diagnostic a été déterminé à partir de sérums négatifs de référence. Le calcul repose sur l'utilisation de la formule définie par l'Office International des Epizooties (Manuel des tests de diagnostic et des vaccins pour les animaux terrestres, 6e éd., 2008, Chapitre 2.01.6), correspondant à la moyenne des D.O. mesurées à 450 nm à laquelle on ajoute 3 fois la déviation standard. Les résultats sont illustrés par les Figures 5 à 11. La Figure 5 représente les valeurs de densités optiques mesurées sur 220 sérums négatifs de référence. Le seuil diagnostic établi à partir de ces mesures est de 0,33 unités de D.O. La Figure 6 représente les valeurs de densité optique mesurées avec des sérums de porcs EOPS (A) ou des porcs issus d'un élevage conventionnel (^), infestés avec 20000 larves L1M de T. spiralis, pour des sérums collectés 5 (porcs 1-3), 12 (porcs 4-6), 15 (porcs 7-9), 20 (porcs 10-12) et 60 (porcs 13- 15) jours pi. La fenêtre aveugle, pendant laquelle aucune détection n'est possible avec l'ELISA E/S, est représentée en grisé. La Figure 7 représente l'évolution de la densité optique (en ordonnée) au cours des semaines suivant l'infestation (en abscisse) pour les sérums de 3 porcs EOPS expérimentalement infestés avec 20000 larves L1M de T. spiralis et testés avec l'antigène L20h-Ts3. La Figure 8 représente l'évolution de la densité optique (en ordonnée) au cours des semaines suivant l'infestation (en abscisse) pour les sérums de 3 porcs EOPS expérimentalement infestés avec 20000 larves L1M de T. spiralis et testés avec l'antigène E/S. Le % E/P est défini par la formule suivante : (D.O. de l'échantillon à tester) / (D.O. moyenne de l'échantillon de contrôle positif) x 100. La Figure 9 représente l'évolution de la densité optique (en ordonnée) au cours des semaines suivant l'infestation (en abscisse) pour les sérums de 3 porcs EOPS expérimentalement infestés avec 20000 larves L1M de T. britovi et testés avec l'antigène L20h-Ts3. La Figure 10 représente l'évolution de la densité optique (en ordonnée) au cours des semaines suivant l'infestation (en abscisse) pour les sérums de 3 porcs EOPS expérimentalement infestés avec 20000 larves L1M de T. britovi et testés avec l'antigène E/S. La Figure 11 représente les valeurs de densité optique mesurée avec des sérums de porcs EOPS (A) ou de porcs issus d'un élevage conventionnel (^), infestés avec 200 (porcs 1-3) ou 1000 (porcs 4-6) larves LiM de T. spiralis. Dans le cas de porcs expérimentalement infestés avec 20000 L1M T. spiralis, la détection était possible dès 15 jours pi pour 1/6 porc (porc 8) et 20 jours pi pour 4/6 porcs (Figure 6). L'ELISA E/S n'a quant à lui pas permis une détection de l'infection avant 25 jours. Les résultats obtenus étaient différents selon le statut sanitaire des porcs. En effet, les porcs EOPS ont été détectés de façon plus précoce par rapport aux porcs conventionnels. La séroconversion s'est accompagnée d'un profil de réponses humorales ayant des titres élevés et maintenus jusqu'à 25 semaines pi pour 2/3 porcs et jusqu'à 12 semaines pi pour 1/3 porc infestés avec T. spiralis (Figure 7). Un porc sur trois a été détecté plus précocement (1 semaine plus tôt) qu'avec l'ELISA E/S (Figure 8). Dans le cas de porcs expérimentalement infestés avec 20000 L1M T. britovi, la séroconversion a été observée une à deux semaines plus précocement qu'avec l'ELISA E/S (Figures 9 et 10) avec des D.O. mesurées élevées dès 3 semaines pi et maintenues jusqu'à 25 semaines pi pour les trois porcs testés. De plus, 3/6 porcs avec une dose infestante modérée (1000 L1M, T. spiralis) ont été détectés à 60 jours pi (Figure 11). De nouveau, les résultats obtenus dépendaient du statut sanitaire des porcs. En effet, 2/3 porcs EOPS et 1/3 porc conventionnel ont été détectés. Les porcs infestés avec une dose infestante faible (200 L1M, T. spiralis) n'ont pas été détectés à 60 jours pi. REVENDICATIONS1) Utilisation d'un polypeptide antigénique reconnu par des anticorps anti-Trichinella comme réactif pour la détection d'anticorps anti-Trichinella dans un prélèvement biologique, caractérisée en ce que ledit polypeptide est choisi parmi : a) un polypeptide comprenant la séquence SEQ ID NO: 2, ou comprenant une séquence présentant au moins 70% d'identité avec la séquence SEQ ID NO: 2; b) un polypeptide comprenant les acides aminés 21-67 de la séquence SEQ ID NO: 4, ou comprenant une séquence présentant au moins 70% d'identité avec la séquence des acides aminés 21-67 de la séquence SEQ ID NO: 4. 2) Utilisation selon la revendication 1, caractérisée 15 en ce que l'on utilise un mélange comprenant un polypeptide a) et un polypeptide b). 3) Polypeptide antigénique reconnu par des anticorps anti-Trichinella, caractérisé en ce qu'il s'agit d'un polypeptide b) tel que défini dans la revendication 1. 20 4) Polypeptide antigénique reconnu par des anticorps anti-Trichinella, caractérisé en ce qu'il est constitué par un polypeptide chimérique comprenant une ou plusieurs copies d'un polypeptide a) et/ou une ou plusieurs copies d'un polypeptide b), éventuellement fusionnés à un ou plusieurs polypeptide(s) 25 hétérologue(s). 5) Polynucléotide codant pour un polypeptide antigénique selon une quelconque des revendications 3 ou 4. 6) Vecteur recombinant contenant un ou plusieurs polynucléotide(s) selon la revendication 5. 30 7) Cellule-hôte transformée par un vecteur recombinant selon la revendication 6. 8) Utilisation d'un polypeptide a) ou d'un polypeptide b) tels que définis dans la revendication 1 pour la préparation d'anticorps. 35 9) Anticorps reconnaissant spécifiquement un polypeptide a) ou un polypeptide b) tels que définis dans la revendication 1. 10) Procédé de détection de la présence d'anticorps anti-Trichinella dans un échantillon biologique, lequel procédé est caractérisé en ce qu'il comprend : - la mise en contact dudit échantillon biologique avec un polypeptide a) et/ou un polypeptide b) tels que définis dans la revendication 1, dans des conditions permettant la formation d'un complexe antigène/anticorps avec les anticorps anti-Trichinella éventuellement présents dans ledit échantillon ; - la détection, par tous moyens appropriés, du complexe antigène/anticorps éventuellement formé. 11) Nécessaire pour la détection de la présence d'anticorps anti-Trichinella dans un échantillon biologique, caractérisé en ce qu'il comprend un polypeptide a) et/ou un polypeptide b) tels que définis dans la revendication 1, et des tampons et réactifs appropriés pour la constitution d'un milieu réactionnel permettant la formation d'un complexe antigène/anticorps. 12) Nécessaire selon la revendication 11, caractérisé 20 en ce que le(s)dit(s) polypeptide(s) est (sont) immobilisé(s) sur un support solide. 13) Composition immunogène, comprenant un polypeptide a) et/ou un polypeptide b) tels que définis dans la revendication 1, ou un ou plusieurs polynucléotide(s) codant 25 pour le(s)dit(s) polypeptide(s), associé(s) à un ou plusieurs adjuvants permettant d'améliorer la réponse immunitaire. 14) Composition immunogène selon la revendication 13, caractérisée en ce qu'il s'agit d'un vaccin.