FR 2950532 A1 20110401 FR 0956806 A 20090930 Domaine de l'invention La présente invention concerne un procédé pour préparer des extraits obtenus à partir de plantes du genre Sclerolobium, et l'utilisation desdits extraits en tant qu'antioxydants et qu'agents ayant une activité anti-âge dans des compositions cosmétiques et pharmaceutiques. Arrière-plan de l'invention La peau est peut-être l'organe humain le plus exposé au stress oxydatif, y compris aux sources endogènes (enzymes, cellules, processus pathologiques et maladies) et aux sources exogènes (contaminants, gaz atmosphériques, radiations et diverses substances chimiques) d'espèces oxygénées réactives (ROS) qui englobent les radicaux superoxyde, les radicaux oxyde nitrique, et l'oxygène singulet. Les dommages oxydatifs des composants de la peau tels que les lipides, l'ADN et les protéines peuvent avoir un impact significatif sur les fonctions normales de la peau, et peuvent aussi déclencher des processus pathologiques tels qu'une inflammation et un cancer. Les mécanismes de défense les plus spécifiques de la peau contre le stress oxydatif comprennent les enzymes à action directe (SOD, catalase et peroxydase) et de support (G6PD, xanthine oxydase), ainsi que les molécules antioxydantes de faible poids moléculaires ayant une action indirecte (agents chélatants) ou une action directe (agents piégeurs de radicaux libres). Ces dernières comprennent des substances synthétisées par les cellules (GSH, NADH, carnosine) et des substances obtenues à partir de sources alimentaires (carotènes, tocophérols, polyphénols, acides ascorbique et lipoïque, etc.). Bien que ce mécanisme de piégeage des radicaux libres soit efficace uniquement si la concentration relative du piégeur de radicaux libres est suffisamment élevée pour entrer en compétition avec la cible biologique sur 1 l'espèce délétère, il possède aussi plusieurs avantages par rapport au système de défense des enzymes oxydatives (KOHEN et al. 1999). Des études ont montré que l'épiderme possède une activité antioxydante bien supérieure à celle du derme, indiquant que l'épiderme est bien plus sensible que le derme à un stress oxydatif. Il a été démontré que le vieillissement de la peau provoque une diminution significative du pouvoir réducteur des antioxydants de faible poids moléculaire dans les tissus cutanée (KOHEN 1999). Par conséquent, il est souhaitable d'appliquer par voie topique des substances contenant un agent antioxydant au cours du processus de vieillissement afin de rétablir ou d'augmenter la concentration locale d'antioxydants sur le tissu cutané. Les agents antioxydants peuvent être fournis par l'alimentation, et on les trouve dans des aliments d'origine végétale tels que la tomate, la pastèque, la betterave à sucre, le poivre vert, la carotte, la cerise des Antilles, l'asimine, la papaye, l'orange, le citron, le melon, le brocoli, la fraise, la mangue, le kiwi, le chou vert, le pois, la noix de cajou, les noix, les noisettes, la patate douce, l'avoine, l'avocat, les céréales complètes, la citrouille, le chou, l'épinard, le cresson d'eau, le thé, le romarin, le thym, ainsi que dans des aliments d'origine animale tels que, par exemple, la viande, les veufs, le lait, le poisson, les huîtres, les volailles et les mollusques et crustacés. Ils peuvent aussi être fournis par un complément alimentaire. Toutefois, on sait que, dans les étapes d'absorption, de solubilisation et de transport des agents antioxydants, il se produit une perte significative de ces substances, et donc seulement une petite partie de ces substances atteint réellement la peau. L'administration par voie topique a pour avantage de permettre une plus forte 3 concentration des agents antioxydants sur la région de la peau nécessitant une protection plus importante. Toutefois, pour mettre à disposition une formulation contenant des agents antioxydants, destinée à une administration par voie topique, il faut surmonter certains obstacles, comme par exemple l'instabilité des molécules. L'instabilité des molécules empêche l'obtention d'une formulation cosmétique stable adaptée à l'utilisation recherchée. En outre, nombre de ces substances sont très colorées, ce qui limite les caractéristiques esthétiques du produit. Enfin, les antioxydants doivent avoir un effet photoprotecteur, qui englobe la diminution des érythèmes, la diminution de la formation de cellules photodyskératosiques, la diminution de l'endommagement de l'ADN, comme l'apparition de dimères de thymine ou de nucléotides oxydés, la diminution de l'immunosuppression liée aux UV, la diminution des anomalies pigmentaires et, éventuellement, la diminution des cancers de la peau et du photo-vieillissement (Pinnell, et al. 2003). Par conséquent, des agents oxydatifs capables d'éliminer les ROS ou d'inhiber la peroxydation des lipides peuvent être efficacement utilisés pour la protection contre des maladies ou leur traitement, liées à des espèces radicaux libres oxygénés et pour prévenir le vieillissement (ou les symptômes du vieillissement de la peau). On peut aussi obtenir des substances antioxydantes à partir de légumes qui ne sont pas utilisés dans l'alimentation humaine, comme déjà rapporté dans le brevet US 2003/0170332 et le document WO 2004/009575, lesquelles sont obtenues à partir d'espèces de la famille Pinaceae US 2003/0170332), et de la famille Typhaceae (WO 2004/009575). Il n'existait pas de rapports concernant des substances antioxydantes obtenues à partir d'espèces du genre Sclerolobium spp de la famille Leguminosae, jusqu'aux études effectuées par les demandeurs de la présente demande. Le genre Sclerolobium spp appartient à la famille Leguminosae, sous-famille Caesalpinioideae, et comprend les espèces S. aureum, S. denudatum et S. paniculatum qui sont des arbres. L'espèce S. aureum, également appelée "fede-fede", "gonçalo-do-campo" et "pau-bosta", est de taille moyenne, possède une écorce rugueuse et détachable, est clair, avec de jeunes branches duveteuses ; les feuilles sont alternes, composées, imparipennées, avec cinq à neuf folioles opposées ou sub-opposées, ovales et oblongues, avec une base obtuse et arrondie, à pointe effilée et arrondie, ayant environ 7 cm de long et 3,5 cm de large, glabres et duveteuses. Les fleurs sont jaune or, odoriférantes, disposées en larges panicules terminales. Les fruits ressemblent à des fèves et sont oblongs, aplatis et indéhiscents. L'espèce S. paniculatum, également appelée "taxi-branco", "carvoeiro" et "passariûva", est un arbre de grande taille avec un pied droit, une écorce blanchâtre et rugueuse à striée chez les arbres jeunes, craquelée chez les arbres plus vieux, les jeunes branches étant pubéruleuses ; les feuilles sont alternes, composées, imparipennées, avec 4 à 8 paires de folioles glabres ou de folioles avec des pilosités claires et largement espacées dans la surface intérieure, oblongues, avec une base arrondie à obtuse, légèrement non équilatérale, avec un pic effilé, ayant une largeur d'environ 7 à 3 cm. Elle a de petites fleurs jaune verdâtre qui sont disposées en panicules terminales et des fruits plats, ellipsoïdes, ressemblant à des fèves (DURINGAN, et al. 2004). Les trois espèces citées sont trouvées au Brésil : on trouve S. aureum dans des zones typiques de "Cerrado" et "Cerradâo". On trouve S. paniculatum en Amazonie, mais elle est aussi largement répandue sur tout le territoire brésilien, en occupant différents types de sols. Cette espèce a le potentiel de restaurer un sol dégradé et 5 d'enrichir les sols de forêts secondaires (DIAS et al. 1991). Elle présente une croissance rapide dans les plantations, avec un rendement élevé en couverture morte, et est susceptible de s'associer avec des bactéries du genre Rhizobium, qui sont des fixateurs potentiels de N2. S. denudatum est un arbre endémique de Mata Atlântica, et on le trouve plus fréquemment dans des zones de forêt dense équatoriale, bien qu'il soit actuellement rare. On utilise le squalène en tant qu'ingrédient de formulations cosmétiques en raison de ses propriétés photoprotectrices (HE et al. 2002). L'î-tocophérol (vitamine E) est l'un des antioxydants naturels les plus importants, principalement du fait de son effet inhibiteur sur la peroxydation des lipides (KATSANDIS et al. 1999). L'application par voie topique de lupéol à des doses de 1 à 2 mg/souris empêche la formation et la croissance d'un modèle de cancer induit par le 13-acétate de 12-0-tétradécanoyl-phorbol (TPA) (SALEEM et al. 2004). Il a aussi été montré que le lupéol restaure les dommages, induits par des radicaux libres, aux fragments hydrates de carbone d'ADN, et est aussi capable de réduire les taux de peroxydation in vitro des lipides microsomiaux induite par l'ascorbate de fer (SULTANA et al. 2003). L'application de lupéol pendant 10 jours à des doses de 40 à 80 mg/kg de poids corporel d'un animal diminue la concentration d'urée et de créatinine dans le sang, et la peroxydation des lipides. Une augmentation du taux sanguin de glutathion et de l'activité de catalase dans un modèle de néphrotoxicité induite par le cisplatine a également été observée simultanément (SHIRWAIKAR et al. 2004). Ces données permettent de classer le lupéol comme un antioxydant 6 efficace doté d'un effet chimioprotecteur (TOLSTIKOVA et al. 2006). Le lupéol inhibe la peroxydation des lipides induite par les sels de cuivre (ANDRIKOPOULOS et al. 2003). Le lupéol a aussi une activité anti-inflammatoire, puisqu'il interfère dans la biosynthèse des prostaglandines, en agissant comme un inhibiteur de PGE2 (RAMIREZ-APAN et al. 2004, REYES et al. 2006). La lupénone a une activité inhibitrice significative contre le virus de l'herpès simplex HSV-1 et aussi contre le virus de la fièvre porcine africaine (ASFV) (MADUREIRA et al. 2003). Des activités antifongique (Saccharomyces cerevisiae et Microsporum gypseum), antibactérienne (Escherichia coli, Proteus vulgaris, Pseudomonas pyocyanea, Bacillus subtilis et Staphylococcus aureus) et antioxydante (peroxydation des lipides) de la lupénone ont été rapportées (KIM et al. 2001). Les flavonoïdes, plus spécifiquement ceux contenant des fragments catéchol (ortho-dihydroxyphényle) dans leur structure chimique, tels que les dérivés de quercétine et ceux contenant des fragments pyrogallol (1,2,3-trihydroxyphényle, tels que les dérivés de myricétine, peuvent agir comme des micromolécules antioxydantes dans la suppression d'espèces oxygénées réactives en inhibant des enzymes et chélatant des oligo-éléments, ces deux mécanismes étant impliqués dans la production de radicaux libres ; ainsi que dans le piégeage d'espèces oxygénées réactives et aussi dans l'induction et la protection de défenses antioxydantes (PIETTA 2000). De façon plus spécifique, il est avéré que les flavonoïdes inhibent les enzymes responsables de la production d'anions superoxyde, telles que la xanthine oxydase et la protéine C kinase. Les flavonoïdes inhibent aussi les cyclooxygénases, les lipoperoxydases, les monooxygénases mitochondriales, la glutathion-S-transférase, la succinyloxydase mitochondriale, et la NADH oxygénase, toutes impliquées dans la formation d'espèces oxygénées réactives (URSINI et al. 1994, BROWN et al. 1998). Un certain nombre de flavonoïdes chélatent efficacement les métaux à l'état de traces, tels que le fer et le cuivre, qui jouent un rôle important dans la formation d'espèces oxygénées réactives, la présence de fragments catéchol et pyrogallol et des groupes 4-oxo, conjointement avec 5-hydroxy, étant essentielle à l'efficacité de la chélation. En complément, en raison du faible potentiel redox de ces substances (0,23 Un objet de la présente invention est de fournir un procédé pour obtenir des extraits bioactifs de plantes Sclerolobium spp et son utilisation pour fournir des substances antioxydantes et/ou anti-inflammatoires. Résumé de l'invention La présente invention concerne un procédé de préparation d'extraits de plantes du genre Sclerolobium, comprenant les étapes consistant à : a) amener un matériau végétal choisi parmi les plantes appartenant au genre Sclerolobium en contact avec 8 au moins solvant d'extraction approprié ; b) agiter le mélange ; et c) séparer la phase liquide de la phase solide. Dans un autre mode de réalisation, l'invention concerne des compositions cosmétiques et pharmaceutiques comprenant un extrait du genre Sclerolobium tel qu'obtenu par le procédé décrit ci-dessus. La présente invention a encore pour objet l'utilisation d'un extrait obtenu par le procédé défini ci-dessus, pour la préparation de formulations cosmétiques ou pharmaceutiques présentant une activité antioxydante. Le procédé de la présente invention permet la préparation d'extraits bioactifs normalisés de plantes Sclerolobium spp. Un objet de la présente invention consiste à utiliser des plantes du genre Sclerolobium spp pour fournir des substances antioxydantes et/ou anti-inflammatoires. Un objet de la présente invention est aussi de mettre à disposition un procédé pour extraire des extraits végétaux organiques et hydro-alcooliques à partir d'extraits végétaux de Sclerolobium spp. Le procédé pour préparer des extraits organiques à partir d'espèces du genre Sclerolobium comprend les étapes suivantes . a) séchage du tissu végétal ; b) broyage du tissu végétal du point a) ; et c) extraction du matériau du point b) avec un solvant organique. La production d'extraits hydro-alcooliques à partir d'espèces du genre Sclerolobium comprend les étapes suivantes . a) séchage du tissu végétal ; b) broyage du tissu végétal du point a) ; et c) extraction du matériau du point b) avec une solution hydro-alcoolique. 9 Un exemple du tissu végétal comprend, mais sans s'y limiter, les feuilles de l'espèce Sclerolobium spp. Brève description des dessins La Figure 1 montre des diagrammes schématiques décrivant les modes opératoires utilisés pour la production des substances antioxydantes et des fractions antioxydantes lipophiles (FAL) issues de l'extrait organique hydrophile (FAH) lui-même issu de l'extrait hydro-alcoolique, à partir de feuilles de l'espèce Sclerolobium spp. PE-DVB : polystyrène-divinylbenzène. La Figure 2 montre les substances antioxydantes présentes dans les extraits et les fractions antioxydantes (FAH et FAL) de Sclerolobium paniculatum, Sclerolobium aureum et Sclerolobium denudatum î-tocophérol (1), squalène (2), lupéol (3), lupénone (4), myricétine-3-0- galactopyranoside (5), myricétine-3-0-rhamnopyranoside (6), quercétine-3-0-galactopyranoside (7), quercétine-3-0- arabinopyranoside (8), quercétine-3-0-rhamnopyranoside (9), myricétine-3-0-(3"-galloil-rhamnopyranoside) (10), myricétine-3-0-(2"-galloil-rhamnopyranoside) (11). La Figure 3 montre les chromatogrammes obtenus par chromatographie liquide haute performance à inversion de phases des extraits organiques de Sclerolobium aureum (A), de Sclerolobium denudatum (B), de Sclerolobium paniculatum (C) et d'agents antioxydants (D) servant d'étalons : y-tocophérol (11,01 min), lupénone (11,96 min), î-tocophérol (12,75 min) et squalène (20,19 min). La Figure 4 montre les chromatogrammes obtenus par chromatographie liquide haute performance à inversion de phases des extraits hydro-alcooliques de Sclerolobium aureum (A), de Sclerolobium paniculatum (B), de Sclerolobium denudatum (C) et des étalons utilisés . myricétine (13,06 min), quercétine-3-0-arabinopyranoside (17,03 min), quercétine-2"-O-galloil-rhamnopyranoside (22,38 min) (D). La Figure 5 montre les activités de piégeage du radical DPPH que présentent les extraits hydro-alcooliques de Sclerolobium aureum (W : eau ; EtOH : éthanol). La Figure 6 montre les activités de piégeage du radical DPPH que présentent les extraits hydro-alcooliques de Sclerolobium denudatum (W : eau ; EtOH : éthanol). La Figure 7 montre les activités de piégeage du radical DPPH que présentent les extraits hydro-alcooliques de Sclerolobium paniculatum (W : eau ; EtOH : éthanol). La Figure 8 montre les activités de piégeage du radical DPPH que présentent les flavonoïdes glycosylés, qui correspondent aux numéros 5 à 11 sur la Figure 2. A titre de témoin positif, on a utilisé de la rutine dissoute dans du méthanol. La Figure 9 montre l'évaluation de la protection contre les peroxydases lipidiques, pendant 1 et 2 heures, de liposomes traités avec des échantillons d'extraits obtenus à partir de feuilles de S. aureum. On a administré aux liposomes l'extrait hydro-alcoolique à 50 % (SaHA), l'extrait organique (SaH) et la fraction d'antioxydants lipophiles (SaFAL) à des concentrations situées dans la plage allant de 40 à 400 pg/ml. La Figure 10 montre l'évaluation de la protection contre la peroxydation des lipides, pendant 1 et 2 heures, de liposomes traités avec des mélanges d'agents antioxydants hydrophiles et lipophiles obtenus à partir d'extraits de feuilles de S. aureum extrait hydro- alcoolique à 50 % (SaHa) et extrait organique (SaH) 60/40 (m/m), et le mélange contenant l'extrait hydro-alcoolique à 50 % (SaHA) et la fraction d'antioxydants lipophiles (SaFAL) 50/50 (m/m). Les deux mélanges ont été administrés à une concentration de 40 pg/ml.35 La Figure 11 montre le rendement en tous les flavonoïdes glycosylés obtenus à partir des extraits hydro-alcooliques de trois espèces de Sclerolobium spp en fonction du poids sec des feuilles utilisées. La Figure 12 montre le rendement en les dérivés glycosylés des flavonoïdes myricétine et quercétine dans les extraits de feuilles de trois espèces de Sclerolobium. Les résultats sont exprimés en milligrammes de flavonoïdes par gramme de feuilles sèches. La Figure 13 montre des dessins illustrant les fractions et l'image d'une plaque de CCMC sur gel de silice des fractions d'extraits organiques F1, F2 et F3, après extraction en phase solide avec du charbon actif. La Figure 14 montre les chromatogrammes obtenus par chromatographie liquide haute performance (CLHP-UV) des fractions F1, F2 et F3 obtenues à partir de l'extrait de feuilles sèches de Sclerolobium aureum. Les chromatogrammes ont été obtenus à 200 nm avec une colonne C-18 en éluant avec 2,0 ml/min d'acétonitrile. Ont été injectés des volumes de 10 pl de chaque échantillon. La Figure 15 montre les chromatogrammes obtenus par chromatographie liquide haute performance (CLHP-UV) des fractions XAD-A dans l'eau (A), XAD-B dans l'eau/éthanol 1/1 (B), XAD-C dans l'éthanol (C) et XAD-D dans l'acétate de nitrile (D), de l'extrait hydro-alcoolique. Les chromatogrammes ont été obtenus à 254 nm avec une colonne C-18 en éluant avec de l'acétonitrile 16-21 % pendant 13 minutes, de l'acétonitrile 21-35 % pendant 25 minutes, de l'acétonitrile 35 % pendant jusqu'à 30 minutes, à un débit de 1,5 ml/min. Ont été injectés des volumes de 20 pl de chaque échantillon. La Figure 16 représente un graphique donnant l'évaluation de l'action antioxydante des flavonoïdes obtenues à partir de l'extrait hydro-alcoolique.35 Description détaillée de l'invention Pour les propos de la présente invention, on utilise les abréviations et acronymes suivants : ACN - acétonitrile AcOEt - acétate d'éthyle CC - chromatographie sur colonne CCM - chromatographie sur couche mince CCMC - chromatographie sur couche mince comparative CDC13 - chloroforme deutérié CLHP - chromatographie liquide haute performance DAD - détecteur à barrette de diodes DMSO - diméthylsulfoxyde DPPH - 2,2-diphényl-l-picrylhydrazyle EH - extrait non-polaire ou hexanique EHA - extrait polaire ou hydro-alcoolique SM - spectromètre de masse EtOH - éthanol FAH - fraction enrichie en antioxydants hydrophiles FAL - fraction enrichie en antioxydants lipophiles Hex - hexane HOAc - acide acétique ESI - ionisation par électronébuliseur MeOH - méthanol RMN - résonance magnétique nucléaire SVF - sérum de veau foetal SPMH - Sclerolobium paniculatum - extrait mixte (hexanique + hydro-alcoolique) TMS - triméthylsilane UV - ultraviolet VIS - visible La présente invention combine des extraits et des fractions polaires et non polaires, en associant des antioxydants avec des chimioprotecteurs hydrophiles et lipophiles, afin d'obtenir des effets additifs dans la protection contre la peroxydation des lipides. En outre, la présente invention fournit des modes opératoires pour obtenir les fractions antioxydantes FAH et FAL en l'absence de pigments, en permettant ainsi la préparation de formulations cosmétiques plus attrayantes. Les inventeurs de la présente invention ont étudié des espèces provenant du genre Sclerolobium spp, car les espèces provenant de ce genre sont endémiques au Brésil. De plus, la présente invention a pour objet la normalisation d'extraits de Sclerolobium spp, en particulier d'extraits de feuilles, dans le but d'étudier ceux-ci à titre de sources de matières premières d'antioxydants naturels, trouvant application dans des formulations cosmétiques et pharmaceutiques. Le bois de l'espèce Sclerolobium est déjà utilisé par les producteurs de charbon, et le fait de rendre cette invention valable en utilisant un matériau, en particulier des feuilles, d'espèces provenant de ce genre, qui sont actuellement jetées, va permettre d'augmenter la rentabilité de la culture de Sclerolobium spp, en stimulant ainsi l'agriculture familiale et la récupération de la densité arboricole dans des zones dégradées. Le procédé de préparation d'extraits végétaux du genre Sclerolobium de la présente invention, comprend les étapes . a) de mise en contact du matériau végétal choisi parmi des plantes appartenant au genre Sclerolobium avec au moins un solvant d'extraction approprié ; b) d'agitation du mélange ; et c) de séparation de la phase liquide de la phase solide. Selon un mode de réalisation préférée de l'invention, l'agitation de l'étape b) est effectuée par sonification et l'étape de séparation des phases liquide et solide est effectuée par centrifugation. Selon un aspect plus spécifique de la présente invention, le procédé peut comprendre les étapes initiales suivantes . - séchage du tissu végétal ; - broyage du tissu végétal séchée ; et - extraction de la matière broyée avec un solvant organique. Des exemples de tissus végétaux sont, mais sans s'y limiter, les feuilles de l'espèce Sclerolobium spp, telle Sclerolobium aureum, Sclerolobium paniculatum, Sclerolobium denudatum et leurs mélanges. Les taux les plus élevés d'agents actifs sont détectés dans les feuilles, mais les fleurs, tiges, racines, fruits, écorces et leurs mélanges peuvent également être utilisés. Des exemples de solvants organiques pouvant être utilisés dans le procédé de la présente invention sont des solvants organiques polaires et non polaires, parmi lesquels les solvants non polaires sont choisis dans l'ensemble comprenant l'hexane, les éthers, le dichlorométhane, le chloroforme, l'acétate d'éthyle, l'hexane étant préféré. Les solvants polaires peuvent être choisis dans l'ensemble comprenant l'eau, le méthanol, l'éthanol, le propanol, le butanol, l'éthylène glycol, le propylène glycol, le glycérol et leurs mélanges. Selon un mode de réalisation de la présente invention, le procédé d'obtention d'extraits hexaniques d'espèces du genre Sclerolobium comprend les étapes suivantes ; - séchage du tissu végétal ; - broyage du tissu végétal séché ; et - extraction de la matière broyée avec une solution hexanique. L'extrait végétal résultant peut éventuellement être décoloré au moyen de matières adsorbantes qui sont des résines décolorantes choisies dans l'ensemble comprenant les résines servant à extraire les pigments des plantes, telles que la Celite® et ses dérivés, le charbon actif, la terre de diatomées, le Divergan®F, le poly(acétate de vinyle), l'éthylcellulose, le poly(méthacrylate de méthyle), les copolymères de méthacryloéthylbétaïne/méthacrylate, les copolymères d'acide méthacrylique, les copolymères de méthacrylate d'aminoalkyle, l'acétophtalate de cellulose, le poly(N- vinylpipéridone), le poly(N-vinyl-2-caprolactame), le poly(N-vinyl-3-méthyl-2-caprolactame), la poly(N-vinyl-3- méthyl-2-pipéridone), le poly(N-vinyl-4-méthyl-2-pipéridone), le poly(N-vinyl-4-méthyl-2-caprolactame), le poly(N-vinyl-3-éthyl-2-pyrrolidone), le poly(N-vinyl-4,5-diméthyl-2-pyrrolidone) et leurs mélanges. Selon un autre mode de réalisation de la présente invention, le procédé pour obtenir les extraits hydro- alcooliques d'espèces du genre Sclerolobium comprend les étapes suivantes . - séchage du tissu végétal ; - broyage du tissu végétal séché ; et - extraction de la matière broyée avec une solution hydro-alcoolique. Un exemple de solution hydro-alcoolique comprend, mais sans s'y limiter, une solution d'éthanol/eau 1/1 (v/v), mais on peut aussi utiliser le méthanol, le propanol ou l'isopropanol, l'éthanol étant préféré. Selon ce mode de réalisation, l'extrait végétal peut éventuellement être décoloré au moyen des matières adsorbantes qui sont des résines décolorantes choisies dans l'ensemble comprenant les résines servant à extraire les pigments des plantes, telles que les résines échangeuses d'ions comme les résines polymères mixtes polystyrène-divinylbenzène (XAD-4®), le charbon actif, le divergan F (PVP), le poly(acétate de vinyle), l'éthylcellulose, le poly(méthacrylate de méthyle), un copolymère de méthacryloéthylbétaïne/méthacrylate, les 16 copolymères d'acide méthacrylique tels qu'Eudragit L 100®, Eudragit L 125®, Eudragit L 100-55®, Eudragit L 30D-55®, les polymères de méthacrylate d'aminoalkyle, l'acétophtalate de cellulose, et leurs mélanges, le poly(N-vinylpipéridone), le poly(N-vinyl-2-caprolactame), le poly(N-vinyl-3-méthyl-2-caprolactame), la poly(N-vinyl- 3-méthyl-2-pipéridone), le poly(N-vinyl-4-méthyl-2-pipéridone), le poly(N-vinyl-4-méthyl-2-caprolactame), le poly(N-vinyl-3-éthyl-2-pyrrolidone), le poly(N-vinyl-4,5- diméthyl-2-pyrrolidone) et analogues, ainsi que leurs mélanges. En général, l'étape éventuelle de décoloration de l'extrait obtenu comprend les étapes spécifiques suivantes . d) dissolution de l'extrait dans un solvant approprié ; e) dépôt de l'extrait dissous obtenu en d) sur une colonne contenant la matière adsorbante ; f) introduction d'une solution d'éluent dans la colonne prévue en e). L'étape de dissolution est effectuée dans un solvant non polaire choisi dans l'ensemble comprenant l'hexane, le tétrachlorure de carbone, le chloroforme, le dichlorométhane et leurs mélanges, ou dans un solvant polaire choisi dans l'ensemble comprenant l'eau, le méthanol, l'éthanol, le propanol, le propylène glycol, le butanol, le glycérol et leurs mélanges. Selon un mode de réalisation préféré de l'invention, la matière absorbante de l'étape e), est le charbon actif quand un extrait non polaire est préparé, ou une résine de polystyrène-divinylbenzène quand un extrait polaire est préparé. L'éluent de l'étape f) est choisi dans l'ensemble comprenant l'hexane, l'acétate d'éthyle, l'eau, l'éthanol et leurs mélanges. De préférence, ledit élément est choisi entre un mélange d'hexane et d'acétate d'éthyle dans un rapport 9 : 1 (v/v) et un mélange d'eau et d' éthanol dans un rapport 1 : 1 (v/v). Exemple Matériau végétal - On a collecté des feuilles de Sclerolobium paniculatum à l'Instituto Florestal de Assis, à Assis-SP, le 18 juillet 2003, tandis que l'on a collecté l'espèce Sclerolobium aureum dans un champ, près du km 376 de SP-333, à Assis, Sao Paulo, le même mois. L'espèce Sclerolobium denudatum a été collecté à l'USP Campus, Sào Paulo, en septembre 2003. Exemple 1 Obtention et quantification des extraits hexaniques de feuilles de S. aureum, S. denudatum et S. paniculatum Extrait hexanique - On a extrait 500 mg de feuilles, qui avaient été séchées sans exposition au soleil et broyées, avec 5 ml d'hexane par sonification (30 minutes). Après centrifugation (10 minutes, 1200 t/min), on a retiré le surnageant (extrait hexanique). On a répété ce mode opératoire 5 fois, ce qui a conduit aux extraits hexaniques 1, 2, 3, 4 et 5 que l'on a combinés après échantillonnage pour pesage et analyse CLHP. Dans ces extraits, on a déterminé le tocophérol, le y-tocophérol, le squalène et la lupénone. Exemple 2 A. Décoloration d'extrait hexanique On a soumis l'extrait hexanique de S. aureum à une extraction en phase solide avec trois phases stationnaires distinctes, à savoir du charbon actif, de la Celite® et du Divergan. Le but des extractions était d'obtenir une fraction riche en composants antioxydants, ayant peu ou pas de pigment. B. Décoloration d'extrait hexanique avec du charbon actif 18 On a utilisé une colonne en verre contenant 5,0 g de charbon actif. On a mis en suspension dans l'hexane un mélange de 9,0 g d'échantillon et de 40 g de charbon actif, et on a déposé le tout sur la colonne. On a élué l'échantillon avec 300 ml d'hexane (FI), 250 ml d'hexane/AcOEt (9/1) (F2) et 750 ml d'AcOEt (F3). L'addition de 40 g de charbon actif à 9 g de l'échantillon d'extrait est essentielle pour décolorer l'extrait. On peut aussi utiliser d'autres options de solvants non polaires, comme des mélanges d'hexane avec du chloroforme, du dichlorométhane, de l'acétone, de l'isopropanol, des éthers, mais on utilise de préférence un mélange d'hexane/AcOEt. Les fractions Fl et F2, éluées dans l'hexane et l'hexane/AcOEt (9/1) respectivement, dans le procédé d'extraction en phase solide avec du charbon actif, présentaient visuellement peu ou pas de pigmentation ; et seule la fraction F3 présentait une pigmentation verte plus intense (Figure 13). Toutefois, les analyses CCMC et CLHP (Figures 13 et 14) montrent que toutes les fractions obtenues présentent des substances antioxydantes, puisque Fl est riche en squalène, F2 contient principalement de la lupénone, de l'alpha-tocophérol et du squalène, et F3 est riche en lupénone et squalène. La fraction Fl représente environ 13 % de l'extrait hexanique brut (Tableau 1). Par conséquent, on peut en conclure que le procédé d'extraction en phase solide avec du charbon actif a un bon potentiel pour une utilisation dans le procédé d'élimination des pigments, en permettant l'obtention de fractions riches en substances antioxydantes ayant une faible teneur en pigments. Tableau 1 Rendement, en poids, de la production d'extrait organique obtenu à partir de feuilles sèches de Sclerolobium aureum, en fonction de la fraction/étape du procédé et élimination de pigments en utilisant une extraction en phase solide avec du charbon actif Fraction Extrait Rendement (%) (mg d'extrait/g de feuilles) F1 131 13,1 F2 53 5,3 F3 129 12,9 Total 313 31,3 Exemple 3 Production et quantification d'extraits hydro-alcooliques de feuilles de S. aureum, S. denudatum et S. paniculatum A. Tests d'extraction Dans la recherche du meilleur système solvant pour extraire des flavonoïdes glycosylés à partir de feuilles de Sclerolobium spp, on a utilisé une extraction avec de l'EtOH, de l'eau et de l'EtOH/eau en trois proportions distinctes (25/75, 50/50 et 75/25). On a analysé par CLHP- UV les extraits hydrophiles obtenus dans chaque extraction, et on a quantifié les flavonoïdes glycosylés. Le taux de flavonoïdes dans chaque extrait végétal est indiqué sur la Figure 11, en milligrammes de flavonoïdes par gramme de feuilles sèches. Dans la même expérience, on a quantifié après hydrolyse les taux des aglicones quercétine et myricétine dans chaque extrait obtenu. Le résultat de cette quantification est indiqué sur la Figure 12. Les taux de flavonoïdes dans les extraits présentent des différences significatives selon les trois plantes étudiées ; toutefois, le meilleur rendement d'extraction pour les trois espèces, en milligrammes de flavonoïdes par grammes de feuilles sèches, a été obtenu lors de l'utilisation d'un mélange EtOH/eau en un rapport de 1/1. Dans les systèmes solvants testés, la quantité des flavonoïdes glycosylés quercétine et myricétine reste pratiquement inaltérée, de sorte que le système solvant ayant le meilleur rendement en flavonoïdes totaux est aussi celui ayant le meilleur rendement en les flavonoïdes glycosylés quercétine et myricétine. B. Extrait hydro-alcoolique On a soumis le matériau végétal, extrait au préalable à l'hexane, à une extraction avec 5 ml de MeOH/eau 1/1 (v/v) par sonification (30 minutes). Après centrifugation (10 minutes, 1200 t/min), on a retiré le surnageant (extrait hydro-alcoolique). On a répété ce mode opératoire 5 fois, ce qui a donné les extraits hydro-alcooliques 1, 2, 3, 4 et 5 que l'on a regroupés après avoir collecté des aliquotes pour pesage et analyse CLHP. On a mesuré les flavonoïdes glycosylés dans ces extraits. Exemple 4 A. Décoloration de l'extrait hydro-alcoolique On a soumis l'extrait hydro-alcoolique de S. aureum à une extraction en phase solide en utilisant trois phases stationnaires distinctes, à savoir du charbon actif, du XAD-4 et du Divergan F. Le but des extractions était d'obtenir une fraction riche en substances antioxydantes, ayant une pigmentation faible ou nulle. B. Décoloration de l'extrait hydro-alcoolique B.1 Utilisation de charbon actif p.a. (Synth) - On a utilisé une colonne en verre contenant 5,0 g de charbon actif. On a mis en suspension dans l'eau une aliquote de 1,0 g de l'extrait hydro-alcoolique et on l'a déposée sur la colonne. On a élué l'échantillon dans 25 ml d'eau (SAEC1), 25 ml d'EtOH/eau (1/1) (SAEC2), 25 ml d'EtOH (SAEC3) et 25 ml d'AcOEt (SAEC4). Dans un mode de réalisation, on peut remplacer l'EtOH par d'autres alcools, tels que le méthanol, le propanol ou l'isopropanol ; et on peut remplacer l'AcOEt par l'acétone ou l'acétonitrile. B.2 Utilisation de Divergan F (Basf) - On a utilisé une colonne en verre contenant 1,0 g de Divergan F. On a mis en suspension dans l'eau une aliquote de 1,0 g de l'extrait hydro-alcoolique et 5,0 g de Divergan F, et on l'a déposée sur la colonne. On a élué l'échantillon dans 100 ml d'eau (SAED1), 100 ml d'EtOH/eau (25/75) (SAED2), 100 ml d'EtOH (SAED5) et 500 ml d'AcOEt (SAED6). Dans un mode de réalisation alternatif, on peut remplacer l'EtOH par d'autres alcools, tels que le méthanol, le propanol ou l'isopropanol. B.3 Utilisation d'Amberlite XAD-4 (Sigma) - On a utilisé une colonne en verre contenant 5,2 g de XAD-4. On a mis en suspension dans l'eau une aliquote de 1,0 g de l'extrait hydro-alcoolique et on l'a déposée sur la colonne. On a élué l'échantillon dans 25 ml d'eau (XAD-A), 25 ml d'EtOH/eau (1/1) (XAD-B), 25 ml d'EtOH (XAD-C) et 25 ml d'AcOEt (XAD-D). Dans un mode de réalisation alternatif, on peut remplacer l'EtOH par d'autres alcools, tels que le méthanol, le propanol ou l'isopropanol ; on peut remplacer l'AcOEt par l'acétone ou l'acétonitrile. On a obtenu le meilleur résultat avec le traitement de l'extrait hydro-alcoolique avec le XAD-4. Dans ce test, on a déposé environ 1 g de l'extrait sur 5 g de XAD-4. Les fractions A et B, éluées dans l'eau et l'eau/EtOH 1/1 respectivement, se sont avérées être principalement constituées de flavonoïdes glycosylés, représentant environ 15 % de l'extrait brut de départ (Tableau 2), et ayant une couleur marron clair, permettant ainsi leur utilisation en tant que fraction faiblement colorée enrichie en antioxydants hydrophiles.35 Tableau 2 Rendement de la production d'extrait hydro-alcoolique obtenu à partir de feuilles sèches de Sclerolobium spp, en fonction de la fraction / étape du procédé pour l'élimination de pigments en utilisant une extraction en phase solide avec du XAD-4 ; élution avec de l'eau (XADA), une solution eau/éthanol 1/1 (XAD-B), de l'éthanol (XAD-C) et de l'acétate d'éthyle (XAD-D). Extrait Fraction (mg d'extrait/g de feuilles) Rendement (%) XAD -A 63,0 6,3 XAD -B 96,0 9,6 XAD -C 105,0 10,5 XAD -D 54,4 5,4 Total 318,4 31,8 Les chromatogrammes représentant les fractions obtenues à partir du traitement avec le XAD-4 (Figure 15) montrent le profil de flavonoïdes, qui a des pics plus élevés pour la fraction XAD-B. La co-élution de pigments a lieu à partir de la fraction XAD-C, et la fraction prend une couleur plus sombre et verdâtre. Exemple 5 Analyse quantitative de composants antioxydants polaires et non polaires présents dans les extraits hydro- alcooliques et hexaniques, respectivement, provenant de feuilles de Sclerolobium spp Dans le but de déterminer quantitativement les taux de métabolites antioxydants présents dans les extraits polaires et non polaires provenant de feuilles des trois espèces de Sclerolobium étudiées, on a établi deux procédés chromatographiques utilisant une CLHP-DAD : Analyse qualitative et quantitative par CLHP Extraits hexaniques - On a filtré un échantillon de 1 ml de chacun des trois extraits hexaniques provenant de Sclerolobium aureum, Sclerolobium paniculatum et Sclerolobium denudatum, et on l'a analysé par CLHP-DAD en utilisant les conditions chromatographiques suivantes : Colonne : Phenomenex C-18, 5 pm (25 cm x 4,6 mm DI) Débit : 2,0 ml/min ; volume d'injection : 20 pl Détection : UV-VIS, 200 et 290 nm Elution : acétonitrile Durée de l'analyse : 30 minutes Extraits hydro-alcooliques - On a filtré un échantillon de chacun des extraits éthanoliques provenant de Sclerolobium aureum, Sclerolobium paniculatum et Sclerolobium denudatum, et on l'a analysé par CLHP-DAD en utilisant les conditions chromatographiques suivantes : Colonne : Phenomenex C-18, 5 pm (25 cm x 4,6 mm DI) Débit : 1,5 ml/min ; volume d'injection : 20 pl Détection : UV, barrette de diodes Elution : gradient linéaire : B 16 à 21 % pendant 13 minutes, B 21 à 35 % pendant 25 minutes, B 35 % pendant jusqu'à 30 minutes A : acide acétique à 0,5 % B : acétonitrile Chromatographe - Shimadzu LC-8A binaire, couplé à un auto-échantillonneur SIL-10AF et à un détecteur UV-Vis SPD=10Avp. L'acquisition et le traitement des données ont été effectués au moyen du logiciel Shimadzu CLASS-VP. Les Figures 3 et 4 décrivent les chromatogrammes obtenus pour les extraits hexaniques et hydro-alcooliques de feuilles de Sclerolobium spp., respectivement. En ce qui concerne les extraits hexaniques, un degré de similarité plus important a été détecté pour les extraits obtenus à partir de feuilles de S. aureum et S. paniculatum, cependant que l'extrait hexanique de S. denudatum a un profil plus complexe, présentant des pics plus faibles. D'autre part, les extraits polaires de S. denudatum et S. paniculatum se distinguent aisément de l'extrait polaire de feuilles de S. aureum en raison de l'absence de pics représentatifs des gallates de myricétine (composés 10 et 11, Figure 2). On a démarré les analyses quantitatives après avoir établi les conditions chromatographiques. On a soumis des feuilles de S. aureum, S. paniculatum et S. denudatum à une extraction à l'hexane par sonification et, après centrifugation, on a retiré le surnageant (extrait hexanique). On a répété ce mode opératoire 5 fois, ce qui a conduit aux extraits hexaniques 1, 2, 3, 4 et 5. On a soumis le résidu à une extraction avec EtOH/eau (1/1), par le même mode opératoire, et on a obtenu les extraits hydro-alcooliques 1, 2, 3, 4 et 5. Les rendements obtenus pour chacune des extractions sont présentés dans les Tableaux 3 et 4, en milligrammes d'extrait par gramme de feuilles sèches. Tableau 3 Rendement de production d'extraits organiques à partir de feuilles sèches de trois espèces du genre Sclerolobium spp Extraction S. aureum S. paniculatum S. denudatum (mg d'extrait/ (mg d'extrait/ g de feuilles) g de feuilles) (mg d'extrait/ g de feuilles) lère 19,0 27,0 25,8 2ème 8,6 11,6 9,2 Sème 6,9 7,9 6,5 4ème 5,9 5,2 5,1 5ème 5,1 5,1 3,9 Total 45,5 ± 0,5* 56,8 ± 0,3* 50,6 ± 0,4* * Moyenne ± écart type Tableau 4 hydro-alcooliques à espèces du genre Rendement de production d'extraits partir de feuilles sèches de trois Sclerolobium spp Sclerolobium aureum, Sclerolobium paniculatum et Sclerolobium denudatum Extraction S. aureum S. paniculatum S. denudatum (mg d'extrait/ (mg d'extrait/ (mg d'extrait/ g de feuilles) g de feuilles) g de feuilles) lère 158,9 345,6 139,8 2ème 113,2 79,3 61,8 Sème 58,5 31,0 21,8 4ème 16,8 17,3 11,8 5ème 17,9 10,1 6,8 Total 365,2 ± 3,5* 483,4 ± 2,3* 242,0 ± 2,1* * Moyenne ± écart type On a effectué les analyses quantitatives des extraits hexaniques en utilisant des î- et y-tocophérols, de la lupénone et du squalène à titre d'étalons externes (Tableau 5). Afin de quantifier les flavonoïdes glycosylés, on a utilisé trois étalons : le quercétine-3-O-arabinopyranoside pour déterminer la quantité de dérivés de quercétine-3-0-glucopyranoside, la mirycétrine (myricétine-3-0-rhamnopyranoside) pour déterminer les dérivés de myricétine-3-0-glucopyranoside, et le myricétine-O-(2"-galloil-rhamnopyranoside) pour quantifier les gallates de myricitrine (Tableau 6). Toutes les analyses ont été effectuées en triple. Tableau 5 Paramètres analytiques estimés pour les étalons lipophiles î-tocophérol, y-tocophérol, lupénone et squalène Substance Linéarité Limite de Limite de quan- (pg) détection (ng) tification (ng) î-tocophérol 0,05 - 10,5 6,0 20 y-tocophérol 0,03 - 9,0 9,0 30 Lupénone 0,10 - 10,5 6,0 20 Squalène 0,01 - 6,0 0,5 2 Tableau 6 Paramètres analytiques estimés pour les étalons polaires quercétine-3-0-arab, myricétine, myricétine-2"-galloil Substance Linéarité Limite de Limite de quan- (pg) détection tification (ng) (ng) Quercétine-3- 0,08 - 5,0 5,2 16 0-arab Myricétine 0,03 - 5,0 4,3 12 Myricétine-2"- 0,03 - 5,0 4,5 14 galloil 10 Parmi les trois espèces analysées, celle présentant des feuilles ayant le plus fort taux d'antioxydants lipophiles est par conséquent S. paniculatum, avec 0,64 % de tocophérol, 0,1 % de lupénone et 0,2 % de squalène, suivi de S. aureum avec 0,5 % de tocophérol et 0,04 % de 15 squalène. Les feuilles de S. paniculatum présentent aussi 1,4 mg/g de lupénone, non détectée dans S. aureum (Tableau 7). Tableau 7 Taux d'î-tocophérol, de y-tocophérol, de lupénone et de squalène dans les extraits organiques obtenus à partir de feuilles sèches de trois espèces du genre Sclerolobium spp. Moyenne ± écart type Substance S. aureum S. denudatum S. paniculatum (mg de subst./ (mg de (mg de subst./g de subst./g de g de feuilles) feuilles) feuilles) î-tocophérol 3,60 ± 0,10 0,50 ± 0,04 5,70 ± 0,20 y-tocophérol 1,13 ± 0,06 0,29 ± 0,04 0,72 ± 0,05 Lupénone ND* 0,08 ± 0,01 1,46 ± 0,03 Squalène 0,35 ± 0,02 0,08 ± 0,01 1,99 ± 0,06 * ND - non détecté Les rendements obtenus pour les extraits hexaniques étaient similaires pour les trois espèces de Sclerolobium, à savoir d'environ 50 mg d'extrait par gramme de feuilles sèches. Les rendements obtenus pour les extraits hydroalcooliques étaient distinctement supérieurs pour les feuilles de S. paniculatum (483,4 mg/g) et S. aureum (365,4 mg/g), par comparaison avec le rendement obtenu pour les feuilles de S. denudatum (242,0 mg/g). Des taux plus élevés de flavonoïdes glycosylés ont aussi été obtenus pour les feuilles de S. aureum (96,5 mg/g) et S. paniculatum (90,7 mg/g) (Tableau 8). Ensuite, l'extrait hydro-alcoolique de S. aureum contient 26,4 % de flavonoïdes glycosylés, tandis que l'extrait hydro- alcoolique de S. paniculatum contient 18,8 % de flavonoïdes glycosylés. La présence de flavonoïdes glycosylés liés à un motif acide gallique (myricétine-3-O-(2"-0-galloil)-oc-rhamnopyranoside et myricétine-3-O-(3"-O- galloil)-î-rhamnopyranoside) dans l'extrait hydro- alcoolique de S. aureum confère à ce dernier une plus grande possibilité d'être utilisé comme un antioxydant, par rapport aux autres extraits testés, puisque lors d'un test avec du DPPH, ces flavonoïdes présentaient une plus forte activité antioxydante que ceux ayant uniquement le motif glycosidique. Tableau 8 Taux de flavonoïdes glycosylés totaux obtenus dans des extraits de feuilles sèches provenant de 3 espèces du genre Sclerolobium spp S. aureum S. denudatum S. paniculatum (mg de subst./ (mg de subst./ (mg de subst./ g de feuilles) g de feuilles) g de feuilles) Flavonoïdes 96,5 ± 0,8 33,4 ± 0,4 90,7 ± 0,5 totaux Exemple 6 Isolement et élucidation de la structure d'autres métabolites antioxydants polaires provenant de l'extrait hydro-alcoolique de feuilles de S. aureum, extrait qui a le profil chimique le plus diversifié Après extraction exhaustive du matériau végétal avec EtOH/eau 1/1 (v/v), c'est-à-dire extraction répétée au moins 5 fois, on a soumis une partie de l'extrait hydroalcoolique (environ 10 grammes) obtenu à partir de feuilles de S. aureum à une extraction en phase solide en utilisant C-18 en tant que phase stationnaire, dans une colonne en verre ayant une hauteur de 10,0 cm et un diamètre de 9,5 cm. On a effectué l'élution conformément à une polarité décroisssante, en utilisant les éluants suivants méthanol/eau (50/50), méthanol/eau (90/10), MeOH, AcOEt et toluène, et les fractions obtenues étaient FM1, FM2, FM3, FM4 et FM5, respectivement (Figure 1). On a soumis la fraction MeOH/eau (90/10) (FM2) à une CLHP préparative et on a isolé les substances FM-P1 (7 mg), FMP2 (24 mg), FM-P3 (3 mg), FM-P4 (25 mg), FM-P61 (13 mg), FM-P53 (5 mg) et FM-P62 (17 mg). A. Fractionnement chromatographique On a effectué une chromatographie sur couche mince en utilisant du gel de silice 60 (Merck) en tant qu'adsorbant, d'une épaisseur de 0,25 mm pour les analyses comparatives, et d'une épaisseur de 1 mm pour les analyses préparatives. On a développé celles-ci par irradiation de lumière ultraviolette à des longueurs d'onde de 254 et 366 nm, avec exposition à de la vapeur d'iode et nébulisation avec une solution à 0,02 % de 13-carotène dans du dichlorométhane. La phase stationnaire utilisée pour la chromatographie sur colonne changeait en fonction de la polarité des échantillons à analyser, avec utilisation préférée du gel de silice Si-60, avec des particules de 80 à 230 mesh, ou de l'amberlite XAD-16. Dans le premier cas, on a effectué l'élution dans un gradient utilisant des mélanges hexane/AcOEt et en outre AcOEt/méthanol, dans un ordre de polarité croissante. Dans le deuxième cas, on a effectué l'élution également dans un gradient, mais en utilisant des mélanges d'eau et de méthanol dans un ordre de polarité décroissante. B. Chromatographe On a effectué une analyse par chromatographie liquide haute performance (CLHP) à l'échelle analytique avec un chromatographe à système de pompage ternaire Varian ProStar modèle 240, couplé à un détecteur à barrette de diodes (DAD) modèle 230 et à un injecteur Auto Sampler modèle 410. Lors de l'analyse, on a utilisé une colonne C-18 Phenomenex de 4,6 mm x 250 mm avec une granulométrie de 5 pm. Pour l'analyse à l'échelle préparative, on a utilisé un chromatographe préparatif Varian, qui est constitué de 30 deux pompes Dynamax, modèle SD-1 et d'un détecteur UV-Visible modèle ProStar 320. On a utilisé une colonne C-18 Phenomenex de 21,20 mm x 250 mm ayant une granulométrie de 12 pm. C. Spectres de résonance magnétique nucléaire On a obtenu les spectres de RMN dans un spectromètre Varian Inova 500, fonctionnant à 500 MHz et 125 MHz dans les fréquences de 1H et 13C, respectivement. L'étalon servant de référence était le TMS, et on a utilisé les solvants CDC13 et DMSO-d6 de Merck. Les déplacements chimiques ont été exprimés en unités 8, et les constantes de couplage (J) en Hz. La substance 1, identifiée comme étant l'a- tocophérol, est l'un des constituants de la vitamine E. Les signaux des spectres de RMN-1H (Tableau 9) à 8 2,53 (1H, t, J = 7 Hz) et b 1,70 (1H, t, J = 7 Hz) ont été attribués aux hydrogènes H-4 et H-3, respectivement. Le singulet à 8 1,15 a été attribué aux hydrogènes du groupe méthyle en position 2, et le singulet à 8 2,03 a été attribué aux hydrogènes des groupes méthyle trouvés aux positions 5, 7 et 8. Les signaux se référant à l'hydrogène des groupes méthyle en C-4', C-8' et C-12' apparaissent sous la forme de doublets à 8 0,80. Les hydrogènes H-1' et H-12' apparaissent comme des multiplets entre 5 1,01 et 1,50. Le spectre de RMN-13C présente des signaux correspondant à vingt-neuf atomes de carbone (Tableau 8). Dans les analyses combinées de RMN-13C et DEPT 135°, a été détectée la présence de six signaux qui se réfèrent à des carbones aromatiques quaternaires à 8 117,3, 118,4, 121,0, 122,6, 145,5 et 145,6, lesquels sont attribués aux carbones C-4a, C-5, C-7, C-8, C-6 et C-8a, respectivement. Le signal à 5 74,5 a été attribué à C-2, un carbone sp3 lié à un atome d'oxygène. Ont également été observés des signaux se référant à quatre carbones de méthyle entre b 19,6 et 22,7, lesquels ont été attribués aux groupes méthyle en C-4', C-8' et C-12', respectivement. Des signaux se référant aux méthyles en C-5, C-7 et C-8, liés à un cycle aromatique apparaissent entre b 11,2 et 12,2, tandis que le signal qui se réfère au carbone de méthyle en C-2 apparaît à 6 23,8. Les douze signaux se référant aux carbones de chaîne latérale C-1' à C-12' ont un déplacement chimique compris entre b 24,7 et 40,0. On a confirmé l'identification en comparant les données trouvées à celles disponibles dans la littérature (YEN, 1996). La substance 2, identifiée comme étant le squalène, est un triterpène à chaîne ouverte ayant six insaturations. Le spectre de RMN-1H (Tableau 10) présente des signaux d'hydrogènes liés au carbone sp2 à 6 5,1 et des signaux d'hydrogènes de groupes méthyle à 6 1,61 et b 1,69. Les hydrogènes de groupes méthyle apparaissent à 6 2,1. Le spectre de RMN-13C a des signaux concernant douze carbones sp2 dans la région de b 124, b 131 et b 134. Les signaux qui se réfèrent à huit groupes méthyle apparaissent à 6 15, 98, b 16, 03, b 17, 6, b 25,6 et b 25,7. Les groupes méthylène présentent un déplacement entre b 26,80 et 6 39,76 (Tableau 10). On a confirmé l'identification en comparant les données trouvées à celles disponibles dans la littérature (HE, 2002). La substance 3 a été identifiée comme étant l'alupéol. Dans le spectre de RMN-1H (Tableau 11), les signaux se référant à l'î-lupéol apparaissent à 6 4,54 (dl, J = 2,0 Hz) et 4,66 (dl, J = 2,0 Hz), lesquels sont caractéristiques de l'hydrogène d'un groupe méthylène terminal. Le triplet à 3,31 (J = 2,5 Hz) est typique de l'hydrogène lié à un carbone carbinolique. Le doublet à 6 1,66 (d, J = 1,5 Hz) et les singulets à 6 I, o ; 0,94 ; 0,90 ; 0,82 ; 0,80 et 0,76 sont caractéristiques d'hydrogènes des groupes méthylène de l'î-lupéol. Les signaux se référant aux hydrogènes des groupes CH et CH2 additionnels sont détectés entre 6 0,9 et 2,4. Le spectre de RMN-13C présente un signal qui est caractéristique d'un carbone carbinolique à 6 76, 7. Un signal se référant à un carbone quaternaire à 6 150,4, est caractéristique d'un carbone sp2. A l'aide d'un DEPT, sept signaux se référant à des groupes méthyle peuvent aussi être observés à 6 28,2 ; 22,0 ; 15,9 ; 16,1 ; 14,6 ; 18,0 et 19, 3, et le signal se référant au carbone de méthylène terminal peut être observé à 6 109,2. On peut aussi noter dix signaux se référant aux groupes méthylène entre 6 18,3 et 40,0, et des signaux se référant à cinq carbones de méthylène à 6 50,4 ; 49,0 ; 48,2 ; 47,9 et 38,0 (Tableau 11). On a confirmé l'identification en comparant les données trouvées à celles disponibles dans la littérature (REYNOLDS, 1986 ; MA, 2004 ; MAHATO, 1994). La substance 4, identifiée comme étant la lup-20(29)-én-3-one (lupénone), est un triterpène de type lupane. Les signaux identifiés dans le spectre de RMN-1H (Tableau 12) à 6 4,5 (1H, dd, J29,30 = 1,5 Hz ; J30,30 = 2,5 Hz) et 6 4,6 (1H, d, J30,30 = 2,5 Hz) ont été attribués aux hydrogènes des groupes méthylène terminaux H-29a et H-29b. Le doublet à 6 1,6 et les singulets à 6 0,95, 6 0,86, 6 0,88 et 6 0,72 ont été attribués aux hydrogènes des groupes méthyle H-30, H-23, H-25, H-27 et H-28, respectivement. Le singulet à 6 0,99 a été attribué aux hydrogènes des groupes méthyle H-24 et H-26. Les signaux se référant à d'autres groupes CH et CH2 sont localisés entre 6 0,9 et 6 2,4. Le spectre de RMN-13C présentait un signal à 6 218,07, qui est caractéristique du carbonyle de cétone et qui a été attribué au carbone C-3. Un signal à 6 150,85, qui se réfère à un carbone quaternaire, est caractéristique d'un carbone sp2 et a été attribué à C-20. A l'aide de DEPT, sept signaux provenant des groupes méthyle à 6 21,03, 6 26, 6, 6 15, 8, 6 15, 9, 6 14, 4, 6 18,0 et 6 19,3 ont été attribués aux carbones C-23 à C-28 et C-30, 33 respectivement, et le signal se référant au méthylène terminal C-29 à 8 109,2 peut également être détecté. On peut aussi noter dix signaux se référant aux carbones additionnels des groupes méthylène entre b 19,6 et b 40,0 et des signaux se référant aux carbones de méthylène 654,97, S 49, 82, 638,21, S 48,28 et S 47,96 correspondant à C-5, C-9, C-13, C-18 et C-19 (Tableau 12). On a confirmé l'identification en comparant les données trouvées à celles disponibles dans la littérature (KIM, 2001 ; MAHATO, 1994). La substance P1, qui est identifiée comme étant le myricétine-3-0-(3-galactopyranoside (5), a, dans le spectre de RMN-1H (Tableau 13), des signaux localisés dans la région correspondant à des hydrogènes aromatiques qui sont typiques dans les flavonoïdes. Le singulet dans la région b 12,6 (1H) a été attribué à l'hydrogène d'hydroxyle en C-5. Les doublets à 6 6,17 (1H) et b 6,35 (1H), ayant des constantes de couplage de 2,0 Hz, ont été attribués à H-6 et H-8 du cycle A. Le singulet à 8 7,20 (2H) a été attribué aux hydrogènes 2' et 6' du cycle B. Les signaux observés (Tableau 13) sont typiques de l'aglicone myricétine, comme rapporté dans la littérature (MARKHAM, 1978). De plus, le spectre de RMN-1H présentait un doublet à 6 5,30 (J = 7,5 Hz), qui a été attribué à l'hydrogène anomère H-1" du fragment sucre. La constante de couplage de cet hydrogène est courante dans une liaison a-glycosidique. Les multiplets dans les régions S 3,38 et 6 3,60 ont été attribués aux hydrogènes de méthyne et de méthylène sur le fragment glysosidique, sur la base d'une comparaison avec des données rapportées dans la littérature. L'analyse du spectre de RMN-13C a révélé 15 signaux correspondant à l'aglicone et six signaux correspondant au glycoside (Tableau 13). Le signal dans la région b 133,7 (C-3), ayant un déplacement diamagnétique, ainsi que les signaux à 8 156,1 (C-2), S 177,3 (C-4) et Ô 161,2 (C-5) ayant des signaux paramagnétiques par comparaison avec la myricétine, définissent typiquement la présence d'un motif glycosidique à C-3-0 du cycle C (AGRAWAL, 1989). La présence de carbones aromatiques oxygénés a été confirmée par la présence de signaux à b 161,2 (C-5), b 164,1 (C-7), b 145,4 (C-3' et C-5') et b 136,7 (C-4'). Le spectre de RMN-13C avait cinq signaux localisés dans la région entre 60,0 et 75,9, en plus du carbone anomère, ce qui est courant dans les hexoses. Le signal correspondant au C-1" anomère présente un déplacement de b 102,2. Le signal à 60,0 a été attribué à C-6" sur la base de l'observation de l'expérience DEPT-135 dans laquelle son signal apparaît inversé, ce qui est caractéristique d'un carbone de méthylène. Les signaux additionnels (Tableau 13) ont été attribués aux carbones de méthyle de sucre après comparaison avec des données de la littérature (AGRAWAL, 1989 ; MARKHAM, 1978). La substance P2, qui est identifiée comme étant le myricétine-3-0-Ct-galactopyranoside (6), a dans son spectre de RMN-1H (Tableau 14) des signaux correspondant au fragment glycone avec des déplacements et multiplicités similaires à ceux de la substance 5, ce qui suggère qu'il contient la même aglycone, la myricétine. La région du spectre concernant l'unité glycosidique montre un large singulet à 6 5,20 attribué à l'hydrogène anomère H-1" du sucre, typique de la liaison Ct-glycosidique. Le doublet absorbé à 6 0,89 (J = 6,5 Hz) se référant à H-6" de méthyle est caractéristique du rhamnose. Les signaux à 63,30, 63,60, 63,81 et 65,47 sont attribués aux hydrogènes glycosidiques en C-4", C-5", C-3" et C-2", respectivement. Les attributions sont effectuées par comparaison avec des données disponibles dans la littérature. Le spectre de RMN-13C a révélé 15 signaux correspondant à l'aglycone et 6 signaux correspondant au glycoside (Tableau 14), les signaux se référant à 35 l'aglycone étant similaires à ceux de 5, ce qui confirme qu'il se réfère à la même aglycone, la myricétine. Les signaux correspondant à la partie glycosidique avec un déplacement chimique à 6102,2 et 617,6 sont attribués aux carbones anomères C-1" et C-6", respectivement, ce dernier étant typique d'un carbone de méthyle de rhamnose. Les signaux additionnels (Tableau 14) ont été attribués aux carbones de méthyne de sucre par comparaison avec les données de la littérature (AGRAWAL, 1989 ; MARKHAM, 1978). La substance P3, qui est identifiée comme étant le quercétine-3-0-(3-galactopyranoside (7), présentait un signal dans la région qui correspond aux hydrogènes aromatiques communs aux flavonoïdes dans le spectre de RMN-1H (Tableau 15). Le singulet dans la région 6 12,6 (1H) a été attribué à l'hydrogène d'hydroxyle en C-5. Les doublets à 6 6,19 (1H) et 6 6,38 (1H), ayant des constantes de couplage de 2,0 Hz, ont été attribués à H-6 et H-8 du cycle A, respectivement. Le doublet à 6 7,53 (J = 2,5 Hz) a été attribué à l'hydrogène 2'. Le doublet à 6 6,82 (J = 8,5 Hz) et le doublet double à 6 7,67 (J = 2,5 et 8,5 Hz) ont été attribués à H-5' et H-6', respectivement. Les signaux notés (Tableau 15) sont typiques de l'aglicone quercétine (HARBONE, 1986). Le spectre de RMN-1H présentait un doublet à 6 5,37 (J = 7,5 Hz), qui a été attribué à l'hydrogène anomère H-1" du sucre. La constante de couplage de cet hydrogène est courante pour des liaisons î-glycosidiques. Les multiplets dans la région 6 3,38 et à 6 3,60 ont été attribués aux hydrogènes de méthyne et de méthylène du fragment glycosidique. Dans le spectre de RMN-13C, la substance P3 présentait 15 signaux correspondant à l'aglicone et six signaux correspondant au glycoside (Tableau 15). Le signal dans la région 6 133,4 (C-3), ayant un déplacement diamagnétique, ainsi que les signaux à 6 156,1 (C-2), 6 177,4 (C-4) et 6 161,2 (C-5) ayant des déplacements 36 paramagnétiques par comparaison avec la quercétine, définissent typiquement la présence d'un signal glycosidique à C-3-0 du cycle C (AGRAWAL, 1989). La présence de carbones aromatiques oxygénés a été confirmée par les signaux localisés à 8 161,2 (C-5), S 144,8 (C-3') et b 148,4 (C-4') dans le spectre de RMN-13C. Le signal correspondant à C-7, bien que non observé dans le spectre de RMN-13C, peut être confirmé par l'expérience gHMBC, dans laquelle on observe des corrélations entre ce carbone et les hydrogènes H-6 et H-8. Le spectre présentait aussi, en plus du carbone anomère, cinq signaux dans la région localisée entre b 60,02 et 75,9, qui sont typiques des hexoses. Le signal se référant au C-1" anomère présente un déplacement de b 102,2. Le signal à 6 60,02 a été attribué à C-6". Par comparaison avec les constantes de déplacement et les multiplicités des signaux (Tableau 15), ainsi que par comparaison avec des données rapportées dans la littérature, les signaux additionnels ont été attribués aux carbones de méthyne du sucre (AGRAWAL, 1989 ; MARKHAM, 1978). La substance P4 a été identifiée comme étant le quercétine-3-0-(3-arabinopyranoside (8). Les signaux détectés dans le spectre de RMN-1H (Tableau 16), qui correspondent au fragment aglicone, présentent des déplacements et multiplicités qui sont similaires à ceux que présente la substance P3, suggérant donc qu'il s'agit de la même aglicone, la quercétine. Le spectre de RMN-1H présentait un doublet à 6 5,25 (J = 5,0 Hz) qui a été attribué à l'hydrogène anomère de sucre H-1". La constante de couplage de cet hydrogène est typique de la liaison a-glycosidique. Les multiplets dans les régions S 3,38 et 6 3,60 ont été attribués aux hydrogènes de méthyne et de méthylène du fragment glycosidique par comparaison avec des données disponibles dans la littérature (FRAISSE, 2000). Le spectre de RMN-13C présentait 15 signaux se référant à l'aglicone et six signaux qui se réfèrent au glycoside (Tableau 16), les signaux se référant à l'aglicone étant similaires à ceux de P1, ce qui confirme qu'il s'agit de la même aglicone, à savoir la quercétine. En plus du carbone anomère à 8 101,4, quatre signaux ont été notés dans des régions localisées entre 6 64,3 et 71,1, qui sont typiques d'un pentose. Après comparaison avec des données disponibles dans la littérature, les signaux additionnels (Tableau 16) ont été attribués aux carbones de méthyne de sucre (FRAISSE 2000 ; MARKHAM, 1978). La substance P6.1 a été identifiée comme étant le quercétine-3-0-î-rhamnopyranoside (9). Les signaux observés dans le spectre de RMN-1H (Tableau 17), qui se réfèrent au fragment aglicone, présentent des déplacements et multiplicités similaires à ceux de la substance FM-P4, suggérant donc qu'il s'agit de la même aglicone, à savoir la quercétine. Le spectre de RMN-1H présentait un doublet à 6 5,26, ayant une constante de couplage de 1,0 Hz, qui a été attribué à l'hydrogène anomère de sucre H-1", lequel est typique de la liaison î-glycosidique. Le doublet observé à 6 0,82 (J = 6,0 Hz), qui se réfère au H-6" de méthyle, est caractéristique du rhamnose. Les signaux additionnels dans la région localisée entre b 3,12 et 3,97 ont été attribués aux hydrogènes de méthyne glycosidique, par observation des signaux, de la multiplicité des signaux et des constantes de couplage dans le spectre de RMN-1H. Le spectre de RMN-13C contenait 15 signaux qui se réfèrent à l'aglicone et six signaux se référant au glycoside (Tableau 17), les signaux se référant à l'aglicone étant similaires à ceux de la substance P1, ce qui confirme qu'il s'agit de la même aglicone, à savoir la quercétine. Le spectre de RMN-13C présentait aussi six signaux correspondant au fragment glycosidique, caractérisant par conséquent un hexose. Les signaux ayant 38 les déplacements chimiques b 102,2 et b 17,6 ont été attribués au carbone anomère C-1" et au carbone de méthyle C-6". Après comparaison avec des données disponibles dans la littérature, les signaux additionnels (Tableau 17) ont été attribués aux carbones de méthyle de sucre (AGRAWAL, 1989 ; MARKHAM, 1978). La substance P6.2 a été identifiée comme étant le myricétine-3-0-(2"-0-galloil)-a-rhamnopyranoside (11). Les signaux observés dans le spectre de RMN-1H qui se réfèrent au fragment aglicone présentent des déplacements et multiplicités similaires à ceux de la substance P2 (Tableau 18), ce qui suggère qu'il s'agit de la même aglicone, à savoir la myricétine. La région du spectre correspondant au motif glycosidique présentait un doublet à 6 5,50 (J = 1,5 Hz), qui a été attribué au carbone anomère de sucre H-1", qui est typique de la liaison oc-glycosidique. Le doublet détecté à 6 0,83 (J = 5,5 Hz), qui se réfère au H-6" de méthyle, est caractéristique du rhamnose. Les signaux à 8 3,30, S 3,60, S 3,81 et S 5,47 ont été attribués aux hydrogènes glycosidiques à C-4", C-5", C-3" et C-2", respectivement. Le déplacement chimique observé pour le carbone anomère (6 5,50) et H-2" (b 5,47), ainsi que la présence d'un singulet dans le spectre de RMN-1H à 6,92 (2H), suggèrent la présence d'un groupe aromatique lié au motif glycosidique. Le spectre de RMN-13C présentait des signaux qui sont typiques de l'aglicone myricétine (Tableau 18). En ce qui concerne le fragment glycosidique, le spectre de RMN-13C présente un signal avec un déplacement chimique de b 98,3, qui est attribué au carbone anomère C-1" et un signal à 8 17,6, qui est typique du carbone de méthyle de rhamnose C-6". Par comparaison avec des données disponibles dans la littérature et observation des corrélations des expériences gHMQC et gHMBC, les signaux additionnels (Tableau 18) ont été attribués. La présence d'un signal à 39 Ô 165,7, qui représente un déplacement chimique typique d'un carbonyle d'ester, les signaux à 8 119,4 ; S 108,0 ; 6 145,0 et S 138,6 typiques d'un carbone aromatique, ainsi que le déplacement chimique atypique observé pour C-1" et C-2", indiquent la présence d'un ester d'acide gallique lié au carbone de rhamnose C-2", en identifiant ainsi la substance comme étant le myricétine-3-O-(2"-O-galloil)-arhamnose. On a confirmé l'identification en comparant les données trouvées à celles disponibles dans la littérature (LEE, 2000 ; NICOLIIER, 1983). La substance P5.3 a été identifiée comme étant le myricétine-3-0-(3"-0-galloil)-a-rhamnopyranoside (10). Les signaux observés dans le spectre de RMN-1H (Tableau 19), qui se réfèrent à l'aglicone et à l'ester d'acide gallique, étaient similaires à ceux observés pour P62, une différence étant observée uniquement dans les déplacements chimiques se référant au motif glycosidique. Le spectre de RMN-1H présentait un doublet à 8 5,04 (J = 2,0 Hz), qui est attribué à l'hydrogène anomère C-1". Le doublet observé à 6 0,83 (J = 5,5 Hz), qui se réfère au H-6" de méthyle, est caractéristique du rhamnose. Les signaux localisés à 6 3,67, b 3,50, b 5,03 et b 4,3 ont été attribués à H-5", H-4", H-3" et H-2". Le spectre de RMN-13C présentait des signaux ayant des déplacements chimiques analogues à ceux de P62, des différences significatives étant détectées uniquement dans le déplacement chimique des carbones C-1" (b 102,7), C-2" (6 67,8), C-3" (S 73,9) et C-4" (S 70,8), ceci indiquant que l'ester d'acide gallique est lié au motif glycosidique en position C-3" (Tableau 19). Les données ont été confirmées par comparaison avec celles de la littérature (LEE, 2000). La Figure 2 décrit les structures de toutes les substances qui ont été isolées et/ou identifiées à partir des études phytochimiques dans des feuilles de 5 Sclerolobium. Tableau 9 Données de RMN-1H et 13C pour l'î-tocophérol (1) (500 MHz et 125 MHz, respectivement, CDC13) C RMN-1H RMN-13C 2 74,5 3 1,7 t (J 7,0 Hz) 32,7 4 2,53t (J 7,0 Hz) 20,8 4ème 117,4 118,5 6 145,6 7 121,0 8 -------- 122,6 8ème 145,6 1' d 1,0 m 39,9 2' 21,1 3' 1,0/1,3 (m) 37,5 4' d 1,7 (m) 32,7 5' 1,0/1,3 (m) 37,5 6' 1,1 (m) 24,8 7' 1,0/1,3 (m) 37,3 8' 1,3 (m) 32,8 9' 1,0/1,3 (m) 37,4 10' 1,1 (m) 24,8 11' 1,45 (m) 39,4 12' 28,0 2-CH3 1,15 (s) 23,8 5-CH3 2,03 (s) 11,2 7-CH3 2,03 (s) 12,2 8-CH3 2,03 (s) 11,7 4'-CH3 0,8 (d) 19,6 8'-CH3 0,8 (d) 19,7 12'-CH3 0,8 (d) 22,6 12'-CH3 0,8 (d) 22,7 510 Tableau 10 Données de RMN-1H et 13C pour le squalène (2) (500 MHz et 125 MHz, CDC13) Tableau 11 Données de RMN-1H et 3C pour le lupéol (3) (500 MHz et 125 MHz, respectivement, CDC13) C RMN-1H RMN-13C 1 * 33,2 * 25,4 3,35 (t, J = 2,5 Hz) 76,7 C RMN-1H (ppm) RMN-13C (ppm) 1 et 24 2 et 23 3 et 22 4 et 21 et 20 6 et 19 7 et 18 8 et 17 9 et 16 et 15 11 et 14 12 et 13 25 et 30 26 et 29 27 et 28 1,69 (6H, dd, J = 1,0 et 1,5 Hz) 25,7 131,2 5,10 (2H, m) 124,4 2,10 (4H) 26,7 2,01 (4H) 39,8 134,9 5,11 (2H) 124,3 2,01 (4H) 28,3 2,01 (4H) 39,7 135,1 5,10 (2H) 124,3 2,01 (4H) 28,3 1,61 (6H) 17,7 1,61 (6H) 16,0 1,61 (6H) 16,0 * * 49,0 18,3 34,2 41,0 * * * ------------ C RMN-1H RMN-13C 9 * 50,4 10 ------------ * * 11 * 20,9 12 * 25,2 13 * 38,0 14 42, 9 15 * 27,4 16 * 35,6 17 43,0 18 * 48,2 19 * 47,9 20 150,5 21 * 29,8 22 * 40,0 23 0,94 (3H, s) 28,2 24 1,00 (3H, s) 22,0 25 0,80 (3H, s) 16,1 26 0,99 (3H, s) 15,9 27 0,82 (3H, s) 14,6 28 0,76 (3H, s) 18,0 29& 4,54 (1H, dl, J = 2,0 Hz) 109,3 29b 4,66 (1H, dj, J = 2,0 Hz) 30 1,66 (3H, d, J30,29 = 1,5 Hz) 19,3 * Signaux superposés à ceux de la substance FH62, déplacements chimiques entre b 0,9 et 2,4 ** Signaux superposés Tableau 12 Données de RMN-1H et C pour la lupénone (4) (500 MHz et 125 MHz, respectivement, CDC13) RMN-1H (ppm) RMN-13C (ppm) 39,6 34,1 218,1 47,3 55,0 19,6 33,6 40,8 49,8 36,9 21,5 25,2 38,2 42,9 27,5 35,5 43,0 48,3 48,0 150,8 29,8 40,0 21,0 26,6 15,8 15,9 14,4 18,0 = 2,5 Hz) 109,2 4,60 (1H, dl, J = 2,5 Hz) 1,00 (2H) 1,30 (2H) 0,95 (3H, s) 0,99 (3H, s) 0,86 (3H, s) 0,99 (3H, s) 0,88 (3H, s) 0,72 (3H, s) 4,50 (1H, dl, J 1,30 (2H) 1, 25 (1H) 1,36 (2H) 1,36 (2H) 1,31 (1H) 1,59 (2H) 1,63 (2H) 1,59 (1H) 1,00 (2H) 1,43(2H) 1,30 (1H) 2,30 (1H)5 RMN-1H (ppm) RMN-13C (ppm) 1,61 (3H, sl) 19,3 Tableau 13 Données de RMN-1H et 3C pour P1 [myricétine-3-0-(3-galactopyranoside (5)] (500 MHz et 125 MHz ; DMSO-d6) C RMN-1H RMN-13C 2 156, 1* 3 134,8 4 177,7 12,6 (sl) 161,3 6 6,17 (d, J = 2,0 Hz) 98,8 7 165,7 8 6,35 (d, J = 2,0 Hz) 93,7 9 156,2* 103,6 1' 119,9 2' 7,20 (s) 108,5 3' 145,4 4' 136,7 5' 145,4 6' 7,20 (s) 108,5 1" 5,30 (d, J = 7,5 Hz) 102,1 2" 3,60 (m) 71,2 3" 3,38 (m) 73,9 4" 3,64 (m) 68,0 5" 3,38 (m) 75,9 6" 3,45 (m) 60,0 5-OH 12,6 (sl) C 30 Tableau 14 Données de RMN-1H et 13C pour P2 [myricétine-3-O-î-rhamnopyranoside (6)] (500 MHz et 125 MHz ; DMSO-d6) C RMN-1H RMN-13C 2 157,6 3 134,4 4 177,8 161,4 6 6,18 (d, J = 2,0 Hz) 98,8 7 164,4 8 6,35 (d, J = 2,0 Hz) 93,6 9 156,5 104,0 1' 119,7 2' 6,88 (s) 108,0 3' 145,9 4' 136,6 5' 145,8 6' 6,88 (s) 108,0 5,20 (sl) 102,0 2" 3,54 (m) 70,4 3" 3,38 (m) 70,6 4" 3,15 (m) 71,4 5" 3,98 (sl) 70,1 6" 0,89 (d, J = 6,5 Hz) 17,6 5-OH 12,6 (sl) -------- 5 Tableau 15 Données de RMN-1H et 3C pour P3 [quercétine-3-0-(3-galactopyranoside (7)] (500 MHz et 125 MHz ; DMSO-d6) C RMN-1H RMN-13C 2 156, 1* 3 133,4 4 177,4 161,2 6 6,19 (d, J = 2,0 Hz) 98,7 7 164,0 8 6,40 (d, J = 2,0 Hz) 93,5 9 156,2* 103,8 1' 121,0 2' 7,53 (d, J = 2,5 Hz) 115,1 3' 144,8 4' 148,4 5' 6,82 (d, J = 8,5 Hz) 115,9 6' 7,67 (dd, J = 2,5 et 8,5 Hz) 121,9 1" 5,36 (d, J = 7,5 Hz) 101,8 2" 3,57 (t, J = 8,0 Hz) 71,2 3" 3,38 (dd, J = 8,0 et 3,5 Hz) 73,1 4" 3,64 (d, J = 3,5 Hz) 67,9 5" 3,38 (m) 75,8 6" 3,45 (m) 60,0 5-OH 12,6 (si) -------- 46 5 Tableau 16 Données de RMN-1H et 3C pour P4 [(quercétine-3-0-(3-arabinopyranoside (8)] (500 MHz et 125 MHz ; DMSO-d6) C RMN-1H RMN-13C 2 156,3 3 133,8 4 177,5 12,6 (sl) 161,2 6 6,18 (d, J = 1,5 Hz) 98,7 7 164,4 8 6,38 (d, J = 1,5 Hz) 93,6 9 156,3 104,0* 1' 120,9 2' 7,50 (d, J = 2,5 Hz) 115,8 3' 145,0 4' 148,6 5' 6,83 (d, J = 8,5 Hz) 115,4 6' 7,61 (dd, J = 2,5 et 8,5 Hz) 122,0 1" 5,25 (d, J = 5,0 Hz) 101,4 2" 3,57 70,8 3" 3,40 71,1 4" 3,57 66,1 5" 3,38 64,3 5-OH 12,6 (sl) 47 5 Tableau 17 Données de RMN-1H et 3C pour P6.1 [quercétine-3-O-î-rhamnopyranoside (9)] (500 MHz et 125 MHz ; DMSO-d6) C 2 3 4 6 7 8 9 10 1' 2' 3' 4' 5' 6' 1" 2" 3" 4" 5" 6" 5-OH RMN-1H RMN-13C 157,2 134,2 177,7 161,2 6,20 (sl) 98,6 164,2 6,38 (sl) 93,6 156,4 104,0 120,7 7,30 (d, J = 2,0 Hz) 115,6 145,1 148,4 6,87 (d, J = 8,5 Hz) 115,4 7,26 (dd, J = 2,0 et 8,5 Hz) 121,0 5,25 (d, J = 1,0 Hz) 101,8 3,90 (dd, J = 1,0 et 3,0 Hz) 70,0 3,50 (dd, J = 3,0 et 9,5 Hz) 70,3 3,14 (t, J = 9,5 Hz) 71,1 3, 21 (dd, J = 6,0 et 9,5 Hz) 70,5 0,82 (d, J = 6,0Hz) 17,4 12,6 (sl) 5 5 Tableau 18 Données de RMN-1H et 13C pour P6.2 [myricétine-3-O-(2"-O-galloil)-î-rhamnopyranoside (11)] (500 MHz et 125 MHz ; DMSO-d6) C RMN-1H RMN-13C 2 157,5 3 133,4 4 177,5 161,3 6 6,20 (sl) 98,7 7 165,0 8 6,38 (sl) 93,6 9 156,5 104,0 1' 119,8 2' 6,95 (s) 108,8 3' 145,8 4' 136,6 5' 145,8 6' 6,95(s) 108,8 1" 5,50 (d, J = 1,5 Hz) 98,3 2" 5,47 (dd, J = 1,5 et 3,0 Hz) 71,7 3" 3,81 (dd, J = 3,0 et 8,5 Hz) 70,1 4" 3,30 (t, J = 8,5) 68,6 5" 3,6 (m) 70,4 6" 0,94 (d, J = 5,5 Hz) 17,6 119,4 6,92 108,0 3"' 145,4 138,6 5"' 145,4 6,92 108,0 C=0 165,0 5-OH 12,6 (sl) C RMN-1H RMN-13C Tableau 19 Données de RMN-1H et 13C pour P5.3 [myricétine-3-0-(3"-0-galloil)-î-rhamnopyranoside (10)] (500 MHz et 125 MHz 5 DMSO-d6) C RMN-1H RMN-13C 2 157,6 3 134,8 4 177,7 161,3 6 6,18 (d, J = 2,0 Hz) 98,7 7 164,2 8 6,36 (d, J = 2,0 Hz) 93,5 9 156,5 104,0 1' 120,0 2' 7,03 (s) 108,9 3' 145,8 4' 136,5 5' 145,8 6' 7,03 (s) 108,9 5,04 (d, J = 2,0 Hz) 102,7 2" 4,3 (si) 67,8 3" 5,03 73,9 4" 3,50 (t, J = 10 Hz) 70,8 5" 3,67 (dd, J = 10 et 6,0 Hz) 68,7 6" 0,91 (d, J = 6,0 Hz) 17,4 119,6 6,88 107,9 3"' 145,3 138,3 5"' 145,3 C RMN-1H RMN-13C 6"' 6,88 107,9 C=0 165,7 Exemple 7 Evaluation de l'action antioxydante d'extraits et de substances obtenus à partir de feuilles de Sclerolobium A. DPPH On solubilise l'extrait végétal et des échantillons de substance pure dans du MeOH, et on obtient des solutions ayant des concentrations connues, que l'on dilue sur des plaques à 96 puits, et l'on obtient ainsi sept solutions ayant différentes concentrations. On transfère une aliquote de 100 pl de chaque solution (en triple) sur la plaque de lecture et ensuite on ajoute 200 pl de solution de DPPH (à 40 pg/ml), on place immédiatement la plaque dans l'obscurité pendant 30 minutes et on effectue la lecture. Les extraits hydro-alcooliques obtenus par l'extraction de feuilles de Sclerolobium spp avec de l'eau, de l'éthanol ou un de leurs mélanges, et les substances antioxydantes représentées par les Formules 5 à 11 (Figure 2), ont des propriétés antioxydantes, comme le montrent les résultats de la capacité de piégeage du radical DPPH (Figures 5 à 8). Ces résultats indiquent aussi des potentiels antioxydants supérieurs pour les extraits obtenus à partir de S. aureum, par comparaison avec ceux obtenus à partir de feuilles des deux autres espèces. Est également évident le potentiel antioxydant (piégeage de radicaux libres) supérieur des gallates de myricétine 10 et 11 (Figure 8), que l'on peut expliquer par la présence de deux groupes trihydroxyphényle dans chacune de ces substances. Comme les extraits hydro-alcooliques de S. aureum présentent les meilleurs résultants dans les tests DPPH, on les a soumis à des tests d'évaluation de l'activité de protection de membrane dans des essais de peroxydation des lipides. B. Peroxydation des lipides L'analyse de peroxydation des lipides utilisait des liposomes de phosphatidylcholine d'oeuf en tant que source de lipides et du fer/acide ascorbique en tant que déclencheur de lipo-peroxydation. On a incubé les échantillons à 37°C et, après des périodes de temps prédéterminées, on a collecté certains échantillons afin de les faire réagir avec de l'acide thiobarbiturique, dans un milieu acide et à température élevée. Dans cette réaction, il se forme un complexe de malonodialdéhyde et d'acide thiobarbiturique (MDA), que l'on a mesuré à 535 nm. Le MDA est un sous-produit de la réaction de la peroxydation des lipides et, par conséquent, est une mesure indirecte de celle-ci. Les résultats obtenus confirment qu'à partir de 200 mg/ml, les extraits polaires présentent une protection totale contre la peroxydation des lipides liposomiaux (Figure 9). L'extrait non polaire (EA), obtenu par extraction de feuilles de Sclerolobium aureum avec de l'hexane, et ses fractions obtenues par fractionnement par extraction en phase solide en utilisant du charbon actif en tant qu'adsorbant, plus spécifiquement la fraction FAL, ont des propriétés antioxydantes, comme le montrent les résultats obtenus dans les tests de peroxydation des lipides (Figure 9). La combinaison des extraits hydro-alcooliques (EHA) avec des extraits non polaires (EH), plus spécifiquement la combinaison des extraits à l'éthanol/eau 50/50 (p/p) avec l'extrait hexanique provenant de feuilles de S. aureum, présente un effet synergique, d'où l'intérêt de 53 l'utilisation de cette combinaison dans la préparation de formulations cosmétiques (Figure 10). La combinaison des fractions hydrophiles (FAH) avec la fraction d'antioxydants lipophiles (FAL) obtenue à partir des extraits EHA et EH, plus spécifiquement provenant de feuilles de S. aureum, présente un effet synergique, d'où l'intérêt de l'utilisation de cette combinaison dans la préparation de formulations cosmétiques (Figure 10). L'absence de pigments, plus spécifiquement de chlorophylles, et la plus grande quantité des substances antioxydantes 1 à 11 dans les fractions FAH et FAL, rendent l'utilisation de la combinaison FAH + FAL dans une formulation cosmétique plus attrayante que l'utilisation directe des extraits bruts EHA et EH. Les extraits hexaniques et hydro-alcooliques, ainsi que les fractions FAL et FAH, peuvent être combinés en des proportions quelconques pour la préparation des formulations cosmétiques. Exemple 8 Analyse toxicologique préliminaire in vitro pour l'évaluation d'éventuelles actions cyto- et photo-toxiques A. Test d'Ames Evaluation du potentiel mutagène de la substance de test SPMH par un test de mutation génétique inverse dans Salmonella typhimurium (Test d'Ames) On a effectué le Test d'Ames en utilisant la fraction SPMH, avec les souches TA97a, TA98, TA 100, TA 102 et TA 1535. On a effectué le test avec et sans activation métabolique. On a testé l'échantillon à cinq concentrations 0,001 0,01 0,1 ; 1,0 et 5,0 mg/plaque. Le Test d'Ames, effectué sur des cellules procaryotes de Salmonella typhimurium avec et sans activation métabolique, et réalisé avec des extraits polaires (EHA) et non polaires (EH) provenant de feuilles d'espèces de Sclerolobium à des concentrations situées dans la plage allant de 0,001 à 5,0 mg/plaque, indique l'absence de potentiel mutagène dans ces échantillons. B. Phototoxicité et cytotoxicité B.1 Analyse de solubilité et définition de la concentration testée - On évalue la solubilité des échantillons conformément à des tests standards internationaux du National Institute of Health des Etats- Unis (NIH-USA). Dans le but d'assurer une meilleure solubilité des échantillons dans des solutions aqueuses telles que le DMEM (dans le test de cytotoxicité) ou la PBS (dans le test de phototoxicité), il est permis d'utiliser une concentration maximale de 1 % de DMSO ou d'éthanol. Ainsi, on a dissout des extraits végétaux en vrac, de l'ordre de 10 à 30 mg, dans 10 ml de solution contenant 1 % de DMSO ou d'éthanol dans du DMEM (cytotoxicité), et 1 % de DMSO ou d'éthanol dans de la PBS (phototoxicité), selon la meilleure solubilité pour chaque extrait telle qu'évaluée visuellement. En partant des solutions de départ, on a préparé les dilutions indiquées dans les tests. Les concentrations employées dans les tests de cytotoxicité et de phototoxicité sont situées dans la plage allant de 0,003 à 3 mg/ml, selon les résultats des tests de solubilité des échantillons. B.2 Cytotoxicité - On dépose des cellules 3T3 sur des plaques à 96 puits stériles à une densité de 1 x 10-4 cellules par puits. Au bout de 24 heures, on incube les cellules pendant 24 heures avec les échantillons dilués dans du milieu de culture ayant 5 % de SVF. En outre, on les incube avec du Rouge Neutre pendant trois heures. On lave à la PBS le colorant en excès et on dissout les cristaux formés dans de l'éthanol/acide acétique/eau (50/1/49). On effectue la lecture à 540 nm, et on utilise 55 les résultats pour déterminer la concentration à laquelle 50 % des cellules sont viables (CI50). Ainsi, le potentiel cytotoxique de l'échantillon est d'autant plus faible que la valeur CI50 est plus élevée, et vice versa. Le test pour évaluer la cytotoxicité des extraits polaires (HA) et non polaires (H) provenant de feuilles d'espèces de Sclerolobium par incubation des échantillons avec des cellules 3T3 pendant 24 heures (publication NIH 2001) indique l'absence d'action cytotoxique à des concentrations inférieures à 1,7 mg/ml pour les extraits polaires et non polaires de S. aureum et pour l'extrait non polaire de S. denudatum. B.3 Phototoxicité - On dépose des cellules 3T3 sur des plaques à 96 puits stériles à une densité de 1 x 10-4 cellules par puits. On prépare deux plaques identiques . on soumet l'une d'elles à une irradiation aux UVA et on maintient l'autre dans l'obscurité pour l'utiliser en tant que témoin. 24 heures après le dépôt, on incube les cellules pendant 1 heure dans l'obscurité avec les échantillons diluée dans de la PBS. Ensuite, on soumet l'une des plaques à 5 joules/cm2 d'irradiation lumineuse aux UVA pendant 50 minutes. On lave les plaques à la PBS et on ajoute du milieu de culture contenant 10 % de sérum de veau foetal pendant la période de récupération (environ 12 heures). Le deuxième jour de l'expérience, on incube les cellules avec une solution de Rouge Neutre pendant 3 heures. On lave à la PBS l'excès de colorant et on dissout les cristaux formés dans de l'éthanol/acide acétique/eau (50/1/49). On effectue la lecture à 540 nm, et on utilise les résultats pour déterminer la concentration à laquelle 50 % des cellules sont viables (CI50) dans chacune des plaques. Le rapport entre les deux valeurs est le facteur de photo-irritation (PIF), qui indique si l'échantillon est phototoxique ou non phototoxique. On mesure l'évaluation de l'action phototoxique des 56 extraits polaires (EHA) et des extraits non polaires (EH) de feuilles d'espèces de Sclerolobium par la capture du Rouge Neutre par les cellules 3T3 qui ont survécu à l'incubation avec l'échantillon, sous irradiation aux UVA, conformément au protocole de Borenfreund & Puerner (1985), normalisé par le NIH (ZEBET/ECVAM/COLIPA 1998). Les résultats obtenus dans le test d'Ames avec des cellules procaryotes de S. typhimurium et dans les tests de cytotoxicité et de phototoxicité avec des cellules 3T3 valident l'innocuité de l'utilisation des extraits et fractions dérivant de ceux-ci dans des formulations cosmétiques. Composition cosmétique ou pharmaceutique La composition cosmétique ou pharmaceutique constituant l'objet de la présente invention comprend de préférence : (i) de 0,00001 % à 40,0 % en poids d'extrait de Sclerolobium spp obtenu par le procédé d'extraction de la présente invention ; et (ii) un support physiologiquement acceptable ; toutes les quantités étant basées sur le poids total de la composition. Plus préférablement, cette composition comprend de 0,001 à 8,0 % en poids, mieux encore de 0,01 % à 2,00 % en poids, d'un extrait de S. aureum, S. denudatum ou S. paniculatum, et de préférence lesdits extraits contiennent de l'î-tocophérol, du y-tocophérol, du squalène et/ou de la lupénone. Les principaux exemples de formes galéniques de produits que l'on peut préparer à partir de l'extrait de Sclerolobium spp, constituant l'objet de la présente invention, ou à partir de systèmes de libération d'ingrédients actifs comprenant cet extrait, sont les suivants .35 57 a) une émulsion fluide ou semi-solide, comme par exemple : • un lait hydratant pour le corps ; • un lait hydratant pour le visage ; • une lotion hydratante pour le corps ; • une lotion hydratante pour le visage ; • les protecteurs ou écrans solaires pour adultes ou à usage pédiatrique, destinés ou non à un usage concomitant avec une pratique sportive ; • les produits hydratants pour le corps ou le visage ; • les produits anti-âge pour le corps ou le visage ; • les produits astringents pour le corps ou le visage ; • les produits auto-bronzants ; • les insectifuges ; • les produits hydratants éclaircissants pour la peau du corps ou du visage ; • les produits anticellulite ; • les produits pour peau sensible ; b) les gels, comme par exemple : • les produits pour le cuir chevelu ; • les préparations pharmaceutiques destinées à une application topique ; • les préparations cosmétiques pour le corps ou le visage à usage pédiatrique ; • les produits anti-acné ; • les produits anticellulite ; • les produits pour peau sensible ; • les produits exfoliants ; c) les produits nettoyants pour le corps et les cheveux, comme par exemple : • les shampooings ; • le savon liquide ou solide ; 58 • les produits exfoliants ; d) les suspensions, comme par exemple : • les pommades ; • les préparations cosmétiques à action locale, spécifiques de la région péri-oculaire, du contour des lèvres, des lèvres, les correcteurs de teint, les anticernes ; • les liniments ; e) les poudres, comme par exemple : • les poudres pour le visage ; • le talc pour le corps ; • le maquillage ; f) d'autres exemples : • les rouges à lèvres et les bases cireuses ; • les fards à joues et les bases pigmentées ; • les toniques. En ce qui concerne le support physiologiquement acceptable, celui-ci est constitué d'une base cosmétique ou pharmaceutique habituelle fonction de l'utilisation visée de la composition devant être préparée. Un tel support est constitué de composés et adjuvants habituels, physiologiquement inertes. On présente dans ce qui suit une liste, illustrative uniquement et non limitative, de certains exemples d'adjuvants et de constituants inertes compatibles avec les propriétés décrites ici de la composition, et qui de plus peuvent être employés dans la présente composition cosmétique et/ou pharmaceutique : - Eau L'eau est la base de nombreux modes de réalisation préférés de la composition cosmétique de la présente invention, en servant de support pour les autres composants. Les compositions de la présente invention comprennent de l'eau, de préférence de l'eau déminéralisée ou distillée, en une quantité appropriée (q.s.p.) de façon à complémenter à 100 % la formulation sur la base du poids 59 total de la présente composition. Bien évidemment, d'autres supports acceptables du point de vue cosmétique peuvent être utilisés dans la présente invention ; - Agents antioxydants BHT, tocophérol et/ou ses dérivés, catéchines, tanins et/ou leurs dérivés, composés phénoliques, hydroquinone, entre autres ; - Agents conservateurs méthylparabènes, propylparabènes, isothiazolinones, phénoxyéthanol ; - Agents filmogènes gomme de gélose, gomme de carraghénane, alginates, gomme arabique, gélatine ; - Agents formant une structure microcristalline de support : dextranes, acrylates d'éthyle, PHB, PHA ; - Agents polymères et/ou agents copolymères . copolymères de silicone, polymères de siloxane et/ou de silicone modifiée, copolymères d'acrylate ; - Agents dénaturants : benzoate de dénatonium ; - Agents de charge : cires végétales, hydrocarbures minéraux, paraffine, cire d'abeille, paraffine blanche, spermacéti, beurre de cacao, beurre de karité, cire de canne à sucre ; - Emollients : paraffine liquide, huile de palme, beurre de cupuaçu (Theobroma grandiflorum), lécithine, acides aminés du lait, protéine de blé, protéines végétales, huiles végétales phospholipidiques, céramides, céramide de passiflore, sphingolipides, spermacéti, lanoline, huile de noix, carbonate de dicapryle, élastomères de silicone, cyclométhicone ; - Agents humectants et/ou agents hydratants glycérine, propylèneglycol, acide hyaluronique, urée, PCA ; Agents conditionnants sels d'ammonium quaternaire, silicones, siloxanes ; et - Agents actifs. L'homme du métier reconnaîtra immédiatement les bénéfices majeurs que l'on tire de l'utilisation de la 60 présente invention. Des changements dans la forme de mise en oeuvre du concept inventif exemplifié ici doivent être compris comme entrant dans la portée de l'invention. Références bibliographiques KOHEN, R. Skin antioxidants : their rote in aging and in oxidative stress - new approaches for their evaluation. Biomed. Pharmacother., Paris, volume 53, N° 4, pages 181-192, 1999. PINNELL, S. R. Cutaneous photodamage, oxidative stress, and topical antioxidant protection. Journal of the American Academy of Dermatology, volume 48, N° 1, pages 1-19, 2003. DURIGAN, G. ; BAITELLO, Joâo Batista ; FRANCO, Geraldo Antônio Daher Corrêa ; SIQUEIRA, Marinez Ferreira de . Plantas do Cerrado Paulista : Imagens de uma paisagem ameaçada. 1 re Ed. Sao Paulo : Paginas & Letras, 2004. volume 1, 475 pages. DIAS et al. 1991 - Confirmar! Dias, L. E., Brienza Jûnior, S., Pereira, C.A. 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Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que les espèces sont choisies dans l'ensemble comprenant Sclerolobium aureum, Sclerolobium paniculatum, Sclerolobium denudatum et leurs mélanges. 3. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le matériau végétal est choisi dans l'ensemble comprenant les feuilles, les tiges, les racines, les fruits, les fleurs, l'écorce et leurs mélanges. 4. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le solvant d'extraction est un solvant non polaire choisi dans l'ensemble comprenant l'hexane, le tétrachlorure de carbone, le chloroforme, le dichlorométhane et leurs mélanges. 5. Procédé selon la revendication 4, caractérisé en ce que le solvant d'extraction est l'hexane. 6. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le solvant d'extraction est un solvant polaire choisi dans l'ensemble comprenant l'eau, le méthanol, l'éthanol, le propanol, le butanol, l'éthylèneglycol, le propylèneglycol, le glycérol et leurs mélanges. 65 7. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que le solvant d'extraction polaire est un mélange d'eau et d'éthanol dans un rapport 1 : 1. 8. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'agitation est effectuée par sonification. 9. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en 10 ce que la séparation entre la phase liquide et la phase solide est effectuée par centrifugation. 10. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce qu'il 15 comprend en outre une étape de décoloration de l'extrait obtenu en c). 11. Procédé selon la revendication 10, caractérisé en ce que la décoloration comprend les étapes suivantes : 20 d) dissolution de l'extrait dans un solvant approprié ; e) dépôt de l'extrait dissous obtenu à l'étape d) sur une colonne contenant un matériau adsorbant ; f) envoi d'une solution d'éluant sur la colonne de l'étape e). 25 12. Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que la dissolution des extraits végétaux de l'étape d) est effectué dans un solvant non polaire choisi dans l'ensemble comprenant l'hexane, le tétrachlorure de 30 carbone, le chloroforme, le dichlorométhane, et leurs mélanges, ou dans un solvant polaire choisi dans l'ensemble comprenant l'eau, le méthanol, l'éthanol, le propanol, le propylèneglycol, le butanol, le glycérol et leurs mélanges. 35 66 13. Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que le matériau adsorbant de l'étape e) est choisi dans l'ensemble comprenant le charbon actif et ses dérivés, la terre de diatomées et ses dérivés, les résines de polyvinylpyrrolidone et leurs dérivés, le polystyrènedivinylbenzène et ses dérivés, et leurs mélanges. 14. Procédé selon la revendication 13, caractérisé en ce que le matériau adsorbant de l'étape e), est le charbon actif quand un extrait non polaire est préparé, ou une résine de polystyrène-divinylbenzène quand un extrait polaire est préparé. 15. Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que la solution d'éluant de l'étape f) est choisie dans l'ensemble comprenant l'hexane, l'acétate d'éthyle, l'eau, l'éthanol, et leurs mélanges. 16. Procédé selon la revendication 15, caractérisé en ce que la solution d'éluant de l'étape f) est un mélange d'hexane et d'acétate d'éthyle dans un rapport de 9 : 1 (v/v). 17. Procédé selon la revendication 15, caractérisé en ce que la solution d'éluant de l'étape f) est un mélange d'eau et d'éthanol dans un rapport de 1 : 1 (v/v). 18. Composition cosmétique caractérisée en ce qu'elle comprend : a) un extrait obtenu par le procédé tel que défini dans l'une quelconque des revendications 1 à 17 ; et b) un support acceptable en cosmétique.35 19. Composition pharmaceutique caractérisée en ce qu'elle comprend : a) un extrait obtenu par le procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 17 ; et b) un support acceptable en pharmacie. 20. Composition cosmétique selon la revendication 18, ou composition pharmaceutique selon la revendication 19, caractérisée en ce que le support est choisi dans le groupe comprenant une lotion, une crème, un shampooing et une émulsion. 21. Utilisation de l'extrait pouvant être obtenu par le procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 17, caractérisée en ce qu'elle réside dans la préparation d'une formulation cosmétique ou pharmaceutique présentant une activité antioxydante.