FR 2950363 A1 20110325 FR 0904470 A 20090918 PROCEDE D'IDENTIFICATION DE BACTERIES DU GROUPE BACILLUS CEREUS La présente invention est relative au domaine du contrôle microbiologique alimentaire. Plus particulièrement, elle porte sur une méthode de discrimination de bactéries du groupe Bacillus cereus par rapport à d'autres bactéries, par hydrolyse d'un substrat fluorescent de la lécithinase ou phosphatidylcholine phospholipase C, ci-après dénommée PC-PLC. Le contrôle microbiologique dans le domaine agro-alimentaire nécessite la mise en oeuvre de techniques qui permettent la détection et/ou l'identification et/ou le dénombrement de 10 microorganismes, et dont le rendu de résultat doit être le plus rapide possible. Lesdits microorganismes peuvent être non pathogènes, tels les bactéries d'intérêt technologique comme les ferments ou tels des indicateurs qualité ; ces derniers permettent de valider le processus de production, des matières premières ou produits bruts, jusqu'aux produits finis. Néanmoins, lesdits microorganismes sont le plus souvent pathogènes et la détection rapide et précise de 15 contaminations présumées permet d'engager des actions correctives. Alternativement, les toxines produites par lesdits microorganismes et responsables des effets pathogènes, peuvent être recherchées. Le diagnostic clinique utilise les mêmes techniques : soit la détection et/ou le dénombrement des bactéries elles-mêmes, soit la détection des toxines. Dans tous les cas, les facteurs importants 20 pour les tests diagnostiques sont la sensibilité, la sélectivité et le temps d'obtention du résultat. Le genre Bacillus comporte des bactéries à Gram positif présentes dans la nature de façon ubiquitaire : dans la terre, l'eau, l'air, ainsi que dans les produits alimentaires, des graines de céréales aux laits en poudre, produits farineux, épices. La capacité à former des spores leur 25 confère une très grande résistance dans le milieu extérieur. Les spores de Bacillus cereus (B. cereus), en particulier, peuvent souiller les aliments, des matières premières aux produits manufacturés. La survie desdites spores est assurée tout au long de la chaîne alimentaire. Dans des circonstances normales, B. cereus est présent en quantité inférieure à 103 cellules par gramme d'aliment et n'a aucune incidence pathogène. Le niveau minimum pathogène est 30 supérieur à I05 cellules par gramme d'aliment. La contamination d'un individu à partir d'un aliment peut alors être responsable d'une gastro-entérite. Les gastro-entérites associées à B. cereus se traduisent soit par des vomissements, soit par des diarrhées. Divers aliments peuvent être incriminés : viandes, riz, plat déshydratés, sauces, soupes etc. Des infections opportunistes à B. cereus peuvent aussi être observées chez des patients fragilisés tels des sujets alcooliques, 35 immunodéprimés ou à la suite de blessures telles des brûlures. La détection et la quantification des bactéries du groupe Bacillus cereus est donc primordiale pour les laboratoires de contrôle de l'industrie agro-alimentaire et pour les laboratoires de diagnostic clinique. De façon standard, l'isolement est effectué sur des milieux de culture sélectifs conventionnels sur boite : par exemple, les normes de type ISO (International Organization for Standardization) ou les méthodes BAM-FDA (Bacteriological Analytical Manual of the Food and Drug Administration) recommandent les milieux tels le polymyxin egg yolk mannitol bromothymol blue Agar (PEMBA) ou le mannitol-egg yolk-polymyxin Agar (MYP), selon leurs appellations anglo-saxonnes. L'identification est effectuée selon des caractères morphologiques et des caractères culturaux ou métaboliques. Ces milieux PEMBA ou MYP peuvent mener à des faux positifs potentiels liés à un système inhibiteur peu performant ou à des faux négatifs, liés à l'absence possible des caractéristiques-clés morphologiques ou métaboliques chez certaines souches. Enfin, certaines souches présentent des réactions ambiguës, comme le décrit Fricker et al., International Journal of Food Microbiology ; 121 (2008) : 27-34. Des milieux chromogènes en boite ont été développés pour pallier les faux négatifs : ils contiennent des substrats naturels ou des substrats synthétiques chromogènes. Des activités enzymatiques spécifiques de certaines souches bactériennes sont ainsi détectées par le clivage de ces substrats. La spécificité de la détection peut être améliorée par l'addition dans le milieu de culture de systèmes inhibiteurs, cocktails d'antimicrobiens et/ou d'antifongiques destinés à limiter la croissance d'autres microorganismes. Cependant, les cocktails d'inhibiteurs retardent également la croissance des microorganismes cibles, dans la mesure où ils sont destinés à limiter la croissance de microorganismes du même genre que lesdits microorganismes cibles. Des milieux chromogènes ou fluorescents, basés sur la détection de l'activité Phosphatidylinositol-specific phospholipase C (ci-après notée PI-PLC), ont été décrits dans les brevets US 6,284,517 B, EP 1 219 628 B et US 6,558,917 B, ainsi que dans la publication de Fricker et al., 2008 (supra). Ces milieux présentent l'inconvénient de mener à des faux négatifs, en particulier avec certaines souches du groupe Bacillus cereus ne présentant pas d'activité PIPLC (B. cereus, B. mycoides, B. weihenstephanensis) ou une faible activité PI-PLC (B. anthracis), ou à des faux positifs. En outre, le substrat fluorescent 4MU-MIP (4-methylumbelliferyl myoinositol-1-phosphate) présente une stabilité réduite en milieu aqueux qui impose des conditions draconiennes d'utilisation, en particulier une mesure discontinue de la fluorescence, et ce, dans des conditions de pH précises, comme l'indique le brevet US 6,558,917. Plus précisément, il est nécessaire d'effectuer la culture à pH acide puis d'alcaliniser le milieu pour augmenter la fluorescence, lue en point final. Le brevet US 7,309,580 B2 décrit un milieu en boite combinant un substrat chromogène de PC-PLC et un substrat chromogène de PI-PLC. Les couleurs respectives, du milieu, du premier substrat et du second substrat sont différentes et peuvent également se différencier de la troisième couleur résultant du mélange éventuel des produits de réactions enzymatiques. Le milieu BCM fourni par Biosynth® AG (Suisse) utilise un substrat chromogène de PI-PLC et un système inhibiteur de la flore bactérienne non ciblée comprenant de la polymyxine B, du trimethoprime, du sulfamethoxazole et du cycloheximide. Les performances du test sont améliorées par rapport aux milieux standards mais certaines souches atypiques peuvent rester mal identifiées (Fricker et al., 2008, supra). Des milieux chromogènes basés sur l'hydrolyse de substrats de 6-glucosidase existent, tel le BrillianceTM Bacillus cereus Agar fourni par OxoidTM. Celui-ci génère cependant des faux-positifs Gram positifs malgré la présence d'un système inhibiteur anti-Gram positifs comprenant de la polymyxine B et du trimethoprime, ainsi que des faux négatifs (Fricker et al., 2008). Enfin, un milieu chromogène en boite, basé sur l'hydrolyse d'un substrat chromogène de PC-PLC existe R&F® Anthracis Chromogenic Agar. Celui-ci fournit une indication de résultat négatif pour 10 Bacillus anthracis en 24 heures et un résultat potentiellement positif en 48 heures. Le temps d'obtention du résultat reste long et la spécificité nécessite la présence de plusieurs antibiotiques. Il ressort de cet état des lieux qu'il n'existe pas, à ce jour, de procédé permettant de détecter et/ou dénombrer des bactéries du groupe Bacillus cereus à l'aide d'un milieu réactionnel comprenant 15 un inhibiteur des bactéries Gram négatives et un substrat fluorescent de PC-PLC, ledit milieu réactionnel permettant d'obtenir un résultat en 6 à 30 heures. Un tel procédé présente une réelle valeur ajoutée pour le diagnostic clinique ou industriel, en particulier dans l'industrie agro-alimentaire. 20 Eu égard aux inconvénients relevés dans l'état de la technique considéré supra, les objectifs essentiels de la présente invention sont de : • obtenir un résultat positif plus rapidement que les tests existants ; • réduire le nombre de faux-positifs ; • améliorer la sensibilité, en particulier pour de faibles niveaux de contamination de 25 l'échantillon, grâce à l'utilisation d'un système inhibiteur réduit ; • présenter une grande facilité de lecture et d'interprétation grâce à l'utilisation d'un seul substrat spécifique, ladite lecture pouvant en outre être automatisée ; • présenter des conditions de réaction et/ou de culture simplifiées, en particulier pour la préparation du milieu et la stabilité du substrat. 30 Selon un premier mode de réalisation, l'invention porte sur un procédé d'identification des bactéries du groupe Bacillus cereus, comprenant les étapes consistant à : • mettre en contact, dans un conteneur, un échantillon susceptible de contenir des bactéries du groupe Bacillus cereus, un milieu réactionnel comprenant au moins 35 un substrat fluorescent de PC-PLC et un inhibiteur des bactéries Gram négatives; • incuber l'ensemble ; • identifier les bactéries du groupe Bacillus cereus par détection de la réaction d'hydrolyse du substrat de PC-PLC, dans lequel le pH du milieu réactionnel et le temps nécessaire à la détection de la réaction d'hydrolyse du substrat de PC-PLC mise en oeuvre sont adaptés de telle façon que ladite réaction d'hydrolyse par les bactéries du groupe Bacillus cereus est détectée avant que l'hydrolyse du substrat de PC-PLC par les bactéries Gram positives autres que celles appartenant au groupe Bacillus cereus et potentiellement présentes dans l'échantillon, ne soit détectable. On entend par « temps nécessaire à la détection de l'hydrolyse du substrat » .le temps qui s'écoule entre la mise en contact, dans un conteneur, de l'échantillon, du milieu réactionnel et du substrat, et la détection du signal. Concrètement, ce temps est fixé et peut être assimilé au temps 10 de réaction. Ledit signal peut alors être considéré comme un résultat. Par « avant que l'hydrolyse du substrat de PC-PLC par les bactéries Gram positives autres que celles appartenant au groupe Bacillus cereus et potentiellement présentes dans l'échantillon, ne soit détectable », on entend : avant l'atteinte, en l'absence de bactéries du groupe Bacillus cereus, d'un signal correspondant au seuil de détection desdites bactéries du groupe Bacillus cereus. Le résultat est considéré 15 comme négatif si le signal obtenu n'est pas significativement différent du bruit de fond, autrement dit s'il ne dépasse pas le seuil de détection. Ledit résultat est positif si le signal obtenu est significativement différent du bruit de fond. De façon préférentielle, le pH du milieu réactionnel est compris entre 6,8 et 8,0. 20 De façon préférentielle, le temps nécessaire à la détection de l'hydrolyse du substrat de PC-PLC est compris entre 6 et 30 heures. Le milieu réactionnel mis en oeuvre dans le procédé selon l'invention est préférentiellement sous forme solide, liquide ou gel. Avantageusement, le milieu réactionnel mis en oeuvre dans le procédé selon l'invention peut être 25 un milieu de culture. Avantageusement, un dénombrement des bactéries du groupe Bacillus cereus présentes dans l'échantillon est également possible. Selon un mode particulier de réalisation, le procédé selon l'invention peut être mis en oeuvre dans des microplaques, des microcupules, des microtubes, des capillaires ou des cartes multipuits 30 telles les cartes VITEK® ou TEMPOS développées et commercialisées par la Demanderesse. Avantageusement, le procédé selon l'invention peut être associé à un dispositif automatique de contrôle microbiologique de type TEMPO® tel que développé et commercialisé per la Demanderesse. 35 Selon un autre mode de réalisation, le procédé selon l'invention comprend en outre une étape préalable de pré-enrichissement. Avantageusement, le milieu réactionnel mis en oeuvre dans le procédé selon l'invention comprend en outre au moins un second substrat, chromogène ou fluorescent. Selon un mode de réalisation particulier, ledit substrat est un substrat de PI-PLC, permettant de discriminer Bacillus anthracis de Bacillus cereus et Bacillus thuringiensis. De façon préférentielle, le substrat fluorescent de PC-PLC correspond au 4 MU-CP (4-méthylumbelliferyl-choline phosphate). Selon un mode particulier de réalisation du procédé selon l'invention, les bactéries du groupe Bacillus cereus sont choisies parmi Bacillus cereus, Bacillus anthracis, Bacillus thuringiensis, Bacillus mycoides, Bacillus pseudomycoides, Bacillus weihenstephanensis, et les autres bactéries 10 sont choisies parmi Listeria monocytogenes, Listeria ivanovii, Staphylococcus ou les autres espèces du genre Bacillus spp. telles Bacillus subtilis, Bacillus sphaericus, Bacillus circulans, Bacillus lentus, Bacillus pumilus, Bacillus megaterium, Paenibacillus polymyxa. Le procédé, objet de l'invention, peut être mis en oeuvre à l'aide d'un kit comprenant : un milieu 15 réactionnel contenant au moins un inhibiteur des bactéries Gram négatives et un substrat fluorescent spécifique de PC-PLC. Ledit milieu est remis en suspension par un aliquot de l'échantillon à analyser. Avantageusement, le kit permettant de mettre en oeuvre le procédé selon l'invention peut aussi contenir un conteneur solide de type microplaque, microtube, microcupule, capillaire, carte multipuit telle que carte VITEK® ou carte TEMPO®. De façon préférentielle, le 20 substrat fluorescent de PC-PLC utilisé dans le kit correspond au 4-methyl-umblliferyl-choline phosphate (4 MU-CP). Avantageusement, le kit permettant la mise en œuvre du procédé selon l'invention comprend en outre au moins un substrat supplémentaire, chromogène ou fluorescent. Préférentiellement, ledit substrat est un substrat de PI-PLC permettant de discriminer Bacillus anthracis de Bacillus cereus, Bacillus thuringiensis, Bacillus weihenstephanensis, Bacillus 25 mycoides et Bacillus pseudomycoides. On définit la spécificité d'un test par la combinaison de la sensibilité et de la sélectivité. La sensibilité est définie comme le pouvoir de mettre en évidence l'espèce recherchée, lorsque celle-ci est présente en faible quantité dans un échantillon à tester. Une faible sensibilité se traduira par 30 des résultats faussement négatifs. La sélectivité, définie comme le pouvoir de détecter l'espèce recherchée dans l'échantillon contenant également d'autres espèces. L'utilisation de substrats spécifiques du métabolisme de l'espèce recherchée améliore la sélectivité. Mais des souches exprimant peu l'activité enzymatique recherchée peuvent n'être pas détectées et mener à des résultats faussement négatifs. De même, l'utilisation de cocktails d'inhibiteurs, autrement dit de 35 composés susceptibles de ralentir, limiter ou bloquer la croissance d'espèces potentiellement présentes mais dont la détection n'est pas souhaitée, améliore la sélectivité. Un système inhibiteur peu performant peut mener à des résultats faussement positifs. On entend par échantillon une petite partie ou petite quantité isolée d'une entité pour l'analyse. L'échantillon peut être d'origine industrielle, soit, selon une liste non exhaustive un prélèvement d'air, un prélèvement d'eau, un prélèvement effectué sur une surface, une pièce ou un produit manufacturé, un produit d'origine alimentaire. Parmi les échantillons d'origine alimentaire, on peut citer de façon non exhaustive un échantillon de produits lactés (yaourts, fromages...), de viande, de poisson, d'oeufs, de fruits, de légumes, d'eau, de boisson (lait, jus de fruits, soda, etc). Ces échantillons d'origine alimentaire peuvent aussi provenir de sauces ou de plats élaborés. Un échantillon alimentaire peut enfin être issu d'une alimentation destinée aux animaux, telle que notamment des farines animales. L'échantillon peut être d'origine biologique, soit animale, végétale ou humaine. Il peut alors correspondre à un prélèvement de fluide biologique (sang total, sérum, plasma, urine, liquide céphalo-rachidien, sécrétion organique), un prélèvement tissulaire ou des cellules isolées. Ce prélèvement peut être utilisé tel quel ou, préalablement à l'analyse, subir une préparation de type enrichissement, extraction, concentration, purification, selon des méthodes connues de l'homme du métier. - Le contrôle microbiologique correspond à l'analyse d'un échantillon dans le but d'isoler et/ou d'identifier et/ou d'énumérer des microorganismes potentiellement présents tels des bactéries ou des levures. Par milieu réactionnel, on entend un milieu comprenant tous les éléments nécessaires à la survie et/ou à la croissance des microorganismes. Ce milieu réactionnel peut soit servir uniquement de milieu de révélation, soit servir de milieu de culture et de révélation. Dans le premier cas, la culture des microorganismes peut être effectuée avant ensemencement, et, dans le second cas, le milieu réactionnel constitue également le milieu de culture. Le milieu réactionnel peut être solide, semi-solide ou liquide. Par milieu solide, on entend par exemple un milieu gélifié. Préférentiellement, le milieu selon l'invention est un milieu gélifié. L'agar est l'agent gélifiant traditionnel en microbiologie pour la culture des microorganismes, mais il est possible d'utiliser d'autres agents gélifiants comme par exemple la gelrite, la gélatine ou l'agarose. Le milieu réactionnel selon l'invention peut contenir d'éventuels additifs comme par exemple : des peptones, un ou plusieurs facteurs de croissance, des hydrates de carbone, un ou plusieurs agents sélectifs, des tampons, un ou plusieurs gélifiants etc. Ce milieu réactionnel peut se présenter sous forme de liquide, de gel prêt à l'emploi, c'est-à-dire prêt à l'ensemencement en tube, flacon ou sur boite de Pétri. D'une manière générale, le milieu réactionnel peut en sus contenir un substrat permettant la détection d'une activité enzymatique ou métabolique des microorganismes cibles grâce à un signal détectable directement ou indirectement. Pour une détection directe, ce substrat peut être lié à une partie faisant office de marqueur, fluorescent ou chromogène. Pour une détection indirecte, le milieu réactionnel selon l'invention peut comporter en sus un indicateur de pH, sensible à la variation de pH induite par la consommation du substrat et révélant la croissance des microorganismes cibles. Ledit indicateur de pH peut être un chromophore ou un fluorophore. On citera comme exemples de chromophores le rouge neutre, le bleu d'aniline, le bleu de bromocresol. Les fluorophores comprennent par exemple la 4-méthylumbelliferone, les dérivés de l'hydroxycoumarine ou les dérivés de la résorufine. Ainsi, le substrat fluorescent de PC-PLC préférentiellement utilisé pour la mise en oeuvre du procédé selon l'invention correspond au 4-Méthyl-Umbelliferyl-Choline Phosphate (4 MU-CP). La compréhension du procédé selon l'invention sera favorisée par les exemples infra qui n'ont aucun caractère limitatif, en combinaison avec le dessin dans lequel :. • la Figure 1 illustre des mesures cinétiques de l'activité PC-PLC de différentes bactéries à 10 Gram positif. la Figure 2 illustre la mesure cinétique d'activité PC-PLC de la souche Bacillus cereus ATCC 7064 en fonction du pH du milieu, respectivement fixé à 7,2 ou 6,8. 15 • la Figure 3 illustre l'intensité de coloration ou de fluorescence obtenue en 24h. pour diverses souches de Bacillus spp en fonction du type de substrat utilisé. Exemple 1 : Etude de l'activité PC-PLC de Bacillus cereus versus celle observée pour d'autres bactéries à Gram positif (Figure 1 et Tableau 1) Différentes souches pures du genre Bacillus ainsi que d'autres bactéries à Gram positif ont été testées en microplaque en présence du milieu ci-dessous. Une lecture d'apparition de la fluorescence dans chacun des différents puits de la microplaque a ensuite été effectuée en cinétique durant 44h d'incubation à 37°C. 1. MILIEU Le milieu de composition suivante a été utilisé (composition en g/I), pH 7,2 Composés Concentration en gll Extrait de levure 5 Pyruvate de sodium 2 Glycérophosphate de magnésium 1 Tampon HEPES basique 13,8 Tampon HEPES acide 11,92 4-Methylumbelliferyl choline-phosphate' 0,4 30 '4-Methylumbelliferyl Choline-phosphate (4MU-PC), Biosynth®, Réf. M-5528 20 25 . ESSAIS Les puits de la microplaque sont inoculés avec 10 Unités Formant Colonies (UFC) de bactéries du groupe Bacillus cereus et 1 000 UFC pour les autres Bacillus non cereus et autres bactéries à Gram positif. La microplaque est ensuite incubée pendant 44h à 37°C dans un lecteur de microplaques afin d'évaluer l'activité PC-PLC de ces diverses souches sous forme de cinétique d'hydrolyse du substrat 4MU-CP, i.e de détecter et mesurer l'apparition de fluorescence. Le seuil de détection de l'appareil de mesure est fixé à 30 000 RFU (relative fluorescence unit). 3. RÉSULTATS ET INTERPRETATION La Figure 1 montre une différence significative entre l'activité PC-PLC observée chez Bacillus cereus (signal positif dès 15 heures) et celle observée chez les autres bactéries à Gram positif (signal positif détectable uniquement après 40 heures d'incubation). Il n'est pas nécessaire d'ajouter au milieu un système inhibiteur complexe pour obtenir ce résultat. Ces résultats ont été confirmés pour 10 souches appartenant au groupe Bacillus cereus versus 15 autres souches n'appartenant pas au groupe Bacillus cereus. Ces derniers résultats sont regroupés dans le Tableau 1. La discrimination des souches du groupe Bacillus cereus, versus les autres bactéries à Gram positif, est alors possible sans cocktail inhibiteur complexe (présence uniquement d'un inhibiteur anti Gram négatif) dans une fenêtre de lecture comprise entre 6 et 30h. Tableau.l : Niveau de fluorescence généré à 24 et 40h par l'hydrolyse du 4MU-PC par divers microorganismes. Seuil de détection: 30 000 RFU. Les bactéries appartenant au groupe Bacillus cereus sont indiquées en caractères gras. Espèces bactériennes Niveaux de fluorescence en Niveaux de fluorescence en 24h (RFU) 40h (RFU) Bacillus cereus ATCC 7064 > 60000 > 60000 Bacillus cereus ATCC 6464 > 60000 > 60000 Bacillus cereus ATCC 9139 > 60000 > 60000 Bacillus cereus ATCC 10876 >.60000 > 60000 Bacillus cereus ATCC 33019 > 60000 > 60000 Bacillus cereus NCTC 11145 > 60000 > 60000 Bacillus thuringiensis 0240015 > 60000 > 60000 Bacillus mycoides ATCC 6463 > 60000 > 60000 Bacillus licheniformis 93.08.043 2000 2000 Bacillus sphaericus 8710054 20000 > 60000 Bacillus circulans ATCC 4513 10000 20000 Bacillus subtilis ATCC 6051 10000 2000025 Bacillus lentus ATCC 10840 5000 10000 Bacillus pumilus ATCC 7061 5000 10000 PaeniBacillus polymyxa ATCC 5000 10000 21551 Bacillus megaterium ATCC 14581 5000 5000 L. monocytogenes ATCC 19118 4000 15000 L. monocytogenes 0301902 5000 10000 L. ivanovii ATCC 49954 2000 10000 L. ivanovii 0002147 2000 10000 S. aureus 8407603 2000 2000 S. aureus 25923 2000 2000 Lune de base 2000 2000 Exemple 2 : Etude de l'activité PC-PLC de Bacillus cereus à pH 7,2 versus pH 6,8 (Figure 2) La dynamique de l'activité PC-PLC de Bacillus cereus ATCC 7064 a été évaluée à pH 7,2 (milieu A) versus pH 6,8 (milieu B). 1. MILIEUX 10 Le milieu A est de composition suivante, pH 7,2 Composés Concentration en gll Extrait de levure 5 Pyruvate de sodium 2 Glycérophosphate de magnésium 1 Tampon HEPES basique 13,8 Tampon HEPES acide 11,92 4-Methylumbelliferyl choline-phosphate 0,4 Le milieu B est de composition suivante, pH 6,8 : Composés Concentration en gll Extrait de levure 5 Pyruvate de sodium 2 Glycérophosphate de magnésium 1 Tampon PIPES Na 16,22 Tampon PIPES diNa 17,32 4-Methylumbelliferyl choline-phosphate 0,4 15 2. EssAls Dix UFC de Bacillus cereus ATCC 7064 ont été inoculées dans les puits de la microplaque en présence du milieu A (pH 7,2) et du milieu B (pH 6,8). La microplaque est ensuite incubée pendant 44h à 37°C dans un lecteur de microplaques afin d'évaluer l'activité PC-PLC de la souche de Bacillus cereus ATCC 7064 aux deux pH étudiés. 3. RESULTATS ET INTERPRETATION La dynamique d'activité PC-PLC de Bacillus cereus ATCC 7064 et les signaux RFU ainsi obtenus à pH 7,2 sont supérieurs. En effet, l'intensité d'émission de fluorescence de la 4MU augmente avec le pH du milieu (pH optimal d'émission = 10). Considérant la croissance et l'activité PC-PLC de Bacillus cereus, le pH optimal du milieu est de 7,2. L'obtention de signaux supérieurs permet alors de diminuer le temps de détection, i.e de 10h dans ce cas précis si on considère le seuil de détection à 30 000 RFU. 15 Nota Bene : dans le cas d'une utilisation du 4MU-MIP (4-Methylumbelliferyl myo-inositol-1-phosphate, N-methyl-morpholine sait, Biosynth®, Réf. M-5717) pour différencier les bactéries du groupe Bacillus cereus, ce pH de 7,2 ne peut-être utilisé en raison d'une instabilité trop importante du substrat. Un pH de 6,8 est alors requis entraînant une augmentation du temps de détection. 20 Exemple 3 : Etude des performances de différents substrats (chromogéniques versus fluorogéniques) pour révéler l'activité PC-PLC des bactéries du groupe Bacillus cereus versus Bacillus spp. (Figure 3) Différentes souches du genre Bacillus ont été testées sur 10 milieux différents. La lecture des boîtes est ensuite effectuée après 24h et 48h d'incubation à 37°C. Les substrats testés sont le 5-bromo-4-chloro-3-indoxyl-choline phosphate (X-CP), chromogène, 30 le 5-bromo-6-chloro-3-indoxyl-choline phosphate (magenta-CP), chromogène, et le 4-méthylumbelliferone-choline phosphate (4MU-CP), fluorescent. 1. MILIEux 35 Le milieu de composition suivante a été utilisé (composition en g/I) extrait de levure : 5 g/l glycérophosphate de magnésium : 1 g/I agar : 13 g/I LiCI : 3 g/I 40 MOPS : 12,6 g/I 25. MOPS sodium sait : 20,78 g/I Ce milieu a été réparti dans 10 flacons différents (T, 1, ..., 9) qui ont ensuite été stérilisés par un cycle d'autoclave 15min/121 °C. Le milieu T sert de témoin de croissance. Des solutions-mères à 30g/I de 5-bromo-4-chloro-3-indoxyl-choline phosphate (X-CP), 5-bromo-6-chloro-3-indoxylcholine phosphate (magenta-CP) et 4-méthylumbelliferone-choline phosphate (4MU-CP) ont été préparées dans de l'eau osmosée. Ensuite un volume correspondant à une concentration finale en X-CP respectivement de 100, 300 et 900mg/l a été ajouté dans les milieux en surfusion notés respectivement 1, 2 et 3. On répète la même opération pour les milieux 4, 5 et 6 et 7, 8 et 9 contenant respectivement 100, 300 et 900mg/l de magenta-CP et 100, 300 et 900mg/l de 4MUCP. Ces milieux gélosés ont été coulés en boîtes de Petri. 2. ESSAIS L'inoculation des différentes souches de Bacillus a été effectuée par isolement en trois cadrans à partir de suspensions à 0.5 McF (unités McFarland). Les boîtes ont ensuite été incubées pendant 48h à 37°C. Les colonies formées ont été examinées visuellement après 24 et 48h d'incubation. La coloration ou fluorescence (lue sous lampe UV à 366 nm) de ces colonies ainsi que les intensités ont été notées. 3. RESULTATS Les intensités de coloration et fluorescence sont lues sur une échelle relative allant de 0 (aucune coloration/fluorescence) à 4 (coloration/fluorescence très intense). Les résultats sont illustrés sur la Figure 3 (expression de l'activité PC-PLC après 24h d'incubation sur différentes espèces de Bacillus). L'absence de barre indique que l'intensité de coloration ou de fluorescence mesurée n'est pas significativement différente du bruit de fond, donc qu'il s'agit d'un résultat négatif. 4. INTERPRETATION L'utilisation du substrat fluorogénique de PC-PLC, le 4MU-CP, contrairement aux substrats chromogéniques (X-CP et magenta-CP), permet la détection et la discrimination des bactéries du groupe Bacillus cereus versus Bacillus subtilis avec une sensibilité et une spécificité de détection élevées (100%) ; notamment après 24h d'incubation à 37°C et sur l'ensemble des souches testées. REVENDICATIONS1. Procédé d'identification des bactéries du groupe Bacillus cereus, comprenant les étapes consistant à • mettre en contact, dans un conteneur, un échantillon susceptible de contenir des bactéries du groupe Bacillus cereus, un milieu réactionnel comprenant au moins un substrat fluorescent de PC-PLC et un inhibiteur des bactéries Gram négatives; • incuber l'ensemble ; • identifier les bactéries du groupe Bacillus cereus par détection de la réaction d'hydrolyse du substrat de PC-PLC, caractérisé en ce que le pH du milieu réactionnel et le temps nécessaire à la détection de la réaction d'hydrolyse du substrat de PC-PLC mise en œuvre, sont adaptés de telle façon que ladite réaction d'hydrolyse par les bactéries du groupe Bacillus cereus est détectée avant que l'hydrolyse du substrat de PC-PLC par les bactéries Gram positives autre que celles appartenant au groupe Bacillus cereus et potentiellement présentes dans l'échantillon, ne soit détectable. 2. Procédé selon la revendication 1 caractérisé en ce que le pH du milieu réactionnel est compris entre 6,8 et 8,0. 3. Procédé selon la revendication 1 ou 2 caractérisé en ce que le temps nécessaire à la détection de l'hydrolyse du substrat de PC-PLC est compris entre 6 et 30 heures. 4. Procédé selon l'une des revendications précédentes dans lequel le milieu réactionnel est 25 sous forme liquide, gel ou solide. 5. Procédé selon l'une des revendications précédentes dans lequel le milieu réactionnel est un milieu de culture. 30 6. Procédé selon l'une des revendications précédentes comprenant une étape préalable d'enrichissement de l'échantillon. 7. Procédé selon l'une des revendications précédentes, dans lequel le milieu comprend en outre au moins un second substrat, chromogène ou fluorescent. 8. Procédé selon la revendication précédente, dans lequel le second substrat est un substrat de PI-PLC permettant de discriminer Bacillus anthracis de Bacillus cereus, Bacillus thuringiensis, Bacillus weihenstephanensis, Bacillus mycoides et Bacillus pseudomycoides. 35Procédé selon l'une des revendications précédentes caractérisé en ce qu'un dénombrement des bactéries du groupe Bacillus cereus est également possible. 10. Procédé selon l'une des revendications précédentes dans lequel le conteneur est pris dans le groupe constitué par les microplaques, les microcupules, les microtubes, les capillaires ou les cartes multipuits. 11. Procédé selon l'une des revendications précédentes, dans lequel le substrat fluorescent 10 de PC-PLC correspond au.4 MU-CP (4-méthyl-umbelliferyl-choline phosphate). 12. Procédé selon l'une des revendications précédentes, dans lequel les bactéries du groupe Bacillus cereus sont choisies parmi Bacillus cereus, Bacillus anthracis, Bacillus thuringiensis, Bacillus mycoides, Bacillus pseudomycoides, Bacillus weihenstephanensis, 15 et les autres bactéries sont choisies parmi Listeria monocytogenes, Listeria ivanovii, Staphylococcus ou les autres espèces du genre Bacillus spp. telles Bacillus subtilis, Bacillus sphaericus, Bacillus circulans, Bacillus lentus, Bacillus pumilus, Bacillus megaterium, Paenibacillus polymyxa. 20 13. Kit de diagnostic permettant la mise en oeuvre du procédé selon l'une des revendications précédentes, et comprenant un milieu réactionnel sélectif ou non, ledit milieu comprenant au moins un inhibiteur des bactéries Gram négatives et un substrat fluorescent de PCPLC. 25 14. Kit de diagnostic selon la revendication précédente, comprenant en outre un conteneur, pris dans le groupe constitué par les microplaques, les microcupules, les microtubes, les capillaires et les cartes multipuits. 15. Kit de diagnostic selon l'une des revendications 13 ou 14, dans lequel le substrat 30 fluorescent de PC-PLC correspond au 4 MU-CP (4-méthyl-umbelliferyl-choline phosphate). 16. Kit de diagnostic selon l'une des revendications 13 à 15, dans lequel le milieu réactionnel comprend en outre au moins un second substrat, chromogène ou fluorescent. 17. Kit de diagnostic selon la revendication 16, dans lequel le second substrat est un substrat de PI-PLC permettant de discriminer Bacillus anthracis de Bacillus cereus, Bacillus thuringiensis, Bacillus weihenstephanensis, Bacillus mycoides et Bacillus pseudomycoides. 35