FR 2918073 A1 20090102 FR 0756077 A 20070627 Cellules fixatrices de cellules tumorales La présente invention se rapporte à un nouveau type de cellules qui fixent les cellules tumorales in vivo et in vitro, et à l'utilisation de ces cellules pour le criblage de composés à visée anti-tumorale. De nombreuses molécules cytotoxiques capables de tuer les cellules tumorales ont été identifiées par l'industrie pharmaceutique. Néanmoins il s'est avéré qu'en thérapie oncologique, l'efficacité des molécules est réduite par un phénomène de résistance. Cette résistance aux agents anti-tumoraux demeure un obstacle majeur dans la réussite des traitements anti-cancéreux. Plusieurs évènements cellulaires ont été proposés comme facteurs de résistance. Ceux-ci incluent des mécanismes d'efflux (par exemple via les canaux MDR ; Multi Drug Resistance), une inactivation des agents anti-tumoraux (par exemple par une résistance aux agents antipyrimidique, anti metabolique etc..), une mutation des cibles des agents anti-tumoraux (par exemple une mutation de la topoisomérase), une résistance à l'apoptose (par exemple due à une mutation de p53, une surexpression de bd-2, etc.). II a également été suggéré que des cellules souches tumorales seraient présentes dans les tumeurs solides. Ces cellules souches tumorales seraient plus résistantes aux traitements anti-cancéreux et seraient à l'origine de phénomènes de résistance et de récidive (Dean et al. (2005) Nature Rev. Cancer 5:275-284). Aucun autre facteur de résistance extrinsèque à la cellule tumorale n'a été identifié jusqu'à présent. Les inventeurs sont maintenant parvenus à isoler un nouveau type de cellules qui fixent et protégent les cellules tumorales et qui constituent l'une des causes de la résistance des tumeurs face aux traitements. Cellule fixatrice de cellules tumorales La présente invention concerne une cellule isolée capable de fixer des cellules tumorales et exprimant la protéine CD-10.30 Cette cellule qui est capable de fixer les cellules tumorales a été baptisée Hospicell " par les inventeurs et est aussi désignée " cellule fixatrice " ou " cellule protectrice " dans la présente description. La capacité d'une cellule isolée de l'invention à fixer des cellules tumorales peut être mise évidence par de nombreuses techniques bien connues de l'homme du métier. On peut ainsi citer une méthode dans laquelle (i) on fixe des cellules de l'invention sur les parois d'un récipient, (ii) on ajoute des cellules tumorales exprimant une protéine fluorescente au récipient, (iii) on effectue un lavage du récipient, et (iv) on mesure la fluorescence émise par le récipient, qui est comparée à celle émise par un récipient témoin sur les parois duquel ont été fixées des cellules de l'invention mais auquel aucune cellule tumorale n'a été ajoutée. La capacité à fixer des cellules tumorale est avérée lorsque la valeur de fluorescence mesurée pour les cellules testées est supérieure à celle des cellules du récipient témoin. Une telle méthode est illustrée dans les Exemples suivants. On peut également citer des méthodes faisant appel à des observations directes en microscopie optique ou électronique, comme cela est illustré dans l'Exemple 4 et dans les Fiqures 1 à 3, dans lesquelles on observe des amas des cellules tumorales en contact membranaire avec des cellules de l'invention. Les cellules de l'invention sont capables de fixer les cellules tumorales, telles que par exemple des cellules leucémiques, des cellules du cancer du sein ou des cellules du cancer de l'ovaire. En général de grande taille (à savoir environ une cinquantaine de fois la taille d'une cellule tumorale), ces cellules sont de préférence capables de fixer jusqu'à 200 cellules tumorales simultanément. La protéine CD10 (référence dans la classification internationale des enzymes : E.C. 3.4.24.11) est également connue sous les noms de Néprilysine, Neutra) endopeptidase 24.11, ou Common Acute Lymphocytic Leukemia Antigen (CALLA). II s'agit d'une metallo-peptidase membranaire qui clive préférentiellement des polypeptides présentant moins de 30 acides aminés entre des résidus basiques. Elle a été décrite comme étant présente à la surface d'un nombre restreint de progéniteurs lymphoides normaux ou malins et sur certaines cellules épithéliales, principalement au niveau du rein. Elle est notamment décrite dans Shipp et al. (1988) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 85:4819-4823 et sous la référence P08473 dans la base de donnée UniProtKB. A titre d'exemple, la protéine CD10 est représentée par SEQ ID NO : 1. L'expression de la protéine CD10 peut être déterminée soit par détection de son ARNm, ou des précurseurs ARN de celui-ci, soit par détection de la protéine en elle-même. La détection de l'ARNm de CD10, ou de ses précurseurs, peut être réalisée par diverses techniques bien connues de l'homme du métier, comme la RT-PCR par exemple. La détection de la protéine en elle-même peut également être réalisée par diverses techniques bien connues de l'homme du métier. De préférence, la détection de la protéine en elle-même fait appel à des ligands spécifiques de CD10, tels que des anticorps, qui peuvent être mis en oeuvre dans des techniques telles que la cytométrie de flux, l'immunohistochimie ou l'immunocytochimie. De préférence le niveau d'expression de la protéine CD10 est tel qu'il est considéré comme fort par l'anatomo-pathologiste du métier lorsqu'il est évalué, selon les techniques classiques d'anatomo-pathologie, sur des échantillons inclus en paraffine à l'aide d'anticorps anti-CD10 marqués à la peroxydase. Dans un mode de réalisation préféré de l'invention, la cellule telle que définie ci-dessus exprime une protéine MDR. L'expression protéine MDR désigne une protéine membranaire réalisant un transport actif d'au moins une drogue et susceptible de conférer ainsi une résistance multiple aux drogues (Mufti-Drag Resistance) à la cellule qui l'exprime. Les protéines MDR sont notamment décrite dans Stavrovskaya (1999) Biochemistry (Moscow) 65:95-106. De préférence, la protéine MDR est une protéine de type ABC qui transporte les drogues depuis le cytoplasme de la cellule qui l'exprime vers le milieu extracellulaire. Les protéines ABC sont caractérisées en ce qu'elles comprennent au moins un motif de liaison à l'adénosine triphosphate (ATP) nommé ATP Binding Cassette (ABC) et sont bien connues de l'homme du métier. Les protéines de type ABC sont notamment décrites dans Dean et al. (2001) J. Lipid Res. 42:1007-1017 et Szakacs et al. (2006) Nature Reviews Drug Discovery 5:219-234. Plus préférablement, les protéines MDR de type ABC sont choisies parmi les protéines des sous-familles ABCB, ABCC et ABCG. De préférence, la protéine MDR est choisie dans le groupe constitué par la protéine LRP (Long Resistance Protein, également nommé Major Vault Protein (MVP)), la protéine MDR1 (MultiDrug Resistance 1, également nommé ABCB1, ou glycoprotéine P (Pgp)), la protéine MRPI (Multidrug Resistance-associated Protein 1, également nommée ABCC1), la protéine MRP2 (également nommée ABCC2), la protéine MRP3 (également nommée ABCC3), la protéine MRP5 (également nommée ABCC5), et la protéine MXR (MitoXantrone Resistance Protein, également nommée ABCG2 ou Breast Cancer Resistance Protein (BCRP)). Plus préférablement, la protéine MDR est choisie dans le groupe constitué de la protéine LRP, de la protéine MDR1, de la protéine MRP1, et de la protéine MXR. De manière particulièrement préférée la cellule telle que définie ci-dessus exprime à la fois la protéine LRP et la protéine MDR1. De manière encore plus préférée la cellule telle que définie ci-dessus exprime à la fois la protéine LRP, la protéine MDR1, la protéine MRP1, et la protéine MXR. La protéine LRP est notamment représentée par SEQ ID NO : 2. La protéine MDR1 est notamment représentée par SEQ ID NO : 3. La protéine MXR est notamment représentée par SEQ ID NO : 4. La protéine MRP1 est notamment représentée par SEQ ID NO : 5. L'expression de la protéine MDR peut être déterminée soit par détection de son ARNm, ou des précurseurs ARN de celui-ci, soit par détection de la protéine en elle-même. La détection de l'ARNm de la protéine MDR, ou de ses précurseurs, peut être réalisée par diverses techniques bien connues de l'homme du métier, comme la RT-PCR par exemple. La détection de la protéine en elle-même peut également être réalisées par diverses techniques bien connues de l'homme du métier. De préférence, la détection de la protéine en elle-même fait appel à des ligands spécifiques de la protéine MDR, tels que des anticorps, qui peuvent être mis en oeuvre dans des techniques telles que la cytométrie de flux, l'immunohistochimie ou l'immunocytochimie. Lorsqu'il est mesuré en cytométrie de flux, le niveau d'expression d'une 30 protéine MDR peut être évalué comme suit : (i) déterminer l'intensité moyenne de fluorescence mesurée pour les cellules de l'invention à l'aide d'un anticorps dirigé contre la protéine MDR ; (ii) déterminer dans les mêmes conditions qu'en (i) l'intensité moyenne de fluorescence et l'écart type de fluorescence, mesurés pour les cellules de l'invention à l'aide d'un anticorps témoins de même isotype que l'anticorps dirigé contre la protéine MDR mais ne reconnaissant pas d'antigène des cellules de l'invention ; (iii) rapporter l'intensité moyenne de fluorescence déterminée en (i) à celle déterminée en (ii) ; (iv) appliquer au rapport déterminé en (iii) le test de Kolmorogov-Smirnov. Le test de Kolmorogov-Smirnov, bien connu de l'homme du métier, donne une valeur, habituellement notée D, variant de 0 à 1, et permet de mesurer une différence entre deux distributions (ici l'intensité moyenne de fluorescence mesurée en (i) et celle mesurée en (ii)). Si D = 0, les deux distributions se superposent, si D = 1 les deux distributions sont complètement séparées. On considère que deux distributions sont significativement distinctes lorsque la valeur de D est supérieure ou égale à 0.15, de préférence supérieure ou égale à 0,2. A titre d'exemple, Legrand et al. (2001) Blood 97:502-508 décrivent l'application du test de Kolmorogov-Smirnov à l'évaluation de l'expression de la protéine Pgp. Ainsi, lorsqu'elle est mesurée comme indiqué au-dessus à l'aide du test de Kolmorogov-Smirnov le niveau d'expression des protéines MDR par les cellules de l'invention est de préférence supérieure à 0,15, plus préférablement supérieure à 0,2. De préférence, le niveau moyen d'expression, par les cellules de l'invention, donné comme indiqué au-dessus à l'aide du test de Kolmorogov-Smirnov est de : 0,34 pour MDR1 ; 0,57 pour MRP1 ; - 0,28 pour MRP2 ; 0,41 pour MRP3 ; - 0,70 pour MXR ; et/ou 0,78 pour LRP. De préférence encore, le niveau d'expression de la protéine MDR est tel qu'il confère effectivement à la cellule qui l'exprime la résistance à une drogue que cette protéine est susceptible de conférer, lorsque cette cellule est mise en présence d'une quantité de drogue normalement toxique pour une cellule de même type n'exprimant pas la protéine MDR on parlera ainsi ici de niveau d'expression efficace pour conférer une résistance. De préférence, la cellule isolée telle que définie ci-dessus est capable de transférer un ou plusieurs exemplaires de la protéine MDR qu'elle exprime aux cellules tumorales qu'elle fixe, notamment par trogocytose. On désigne par trogocytose le phénomène de transfert de molécules d'une cellule â une autre notamment décrit par Joly & Hudrisier (2003) Nature Immunol. 4:815. Le transfert de protéine MDR depuis une cellule isolée de l'invention vers une cellule tumorale peut être mis en évidence de diverses manières bien connues de l'homme du métier. A titre d'exemple, il est notamment possible de réaliser une immunodétection de protéine MDR exprimée par des cellules tumorales avant et après mise en présence de cellules de l'invention. De préférence, la cellule isolée telle que définie ci-dessus n'exprime pas les marqueurs suivants : cytokératine et EMA (Epithelial Membrane Antigen) (spécifiques des lignées cellulaires épithéliales), vimentine (spécifique des lignées cellulaires mésenchymateuses), CD45 (marqueur des cellules hématopoïétiques, telles que les granulocytes, les monocytes, et les lymphocytes B et T), CD20 (spécifique des lymphocytes B), CD3 (spécifique des lymphocytes T), CD68 (spécifique des macrophages et des histiocytes), CD34 (spécifique des cellules souches de la moelle osseuse), protéine S100 (spécifique des mélanocytes), myélopéroxydase (spécifique des lignées polynucléaires). Dans un mode de réalisation préféré de l'invention la cellule isolée telle que définie ci-dessus est susceptible de présenter des pseudopodes etlou des filopodes. On désigne par pseudopodes ou filopodes des évaginations de la membrane plasmique de la cellule. Les pseudopodes peuvent par exemple être visualisés en microscopie optique, confocale, ou électronique. Dans un autre mode de réalisation préféré de l'invention la cellule isolée telle que définie ci-dessus provient : - de la différenciation de cellules souches ou de cellules mononucléées de la moelle osseuse ; ou - de cellules d'un épanchement d'un patient atteint d'un cancer. De préférence, comme on l'entend ici, les cellules souches de la moelle osseuse sont caractérisées par l'expression du marqueur CD34+ et/ou du marqueur CD133+. Par " épanchement " on entend un liquide biologique qui s'accumule dans une cavité ou un tissu qui, normalement, n'en contient pas. On peut citer comme exemple un liquide d'ascite, par exemple d'un patient atteint d'un cancer de l'ovaire ou du pancréas, ou un liquide pleural, par exemple d'une patiente atteinte d'un cancer du sein. De préférence, la cellule isolée telle que définie ci-dessus ne dérive pas de cellules cancéreuses extraites d'un individu. Dans un autre mode de réalisation préféré de l'invention, la cellule isolée telle que définie ci-dessus a été immortalisée. La cellule isolée telle que définie ci-dessus peut être immortalisée par toutes techniques connues de l'homme du métier. On peut citer à titre d'exemple sans s'y limiter, l'utilisation de l'antigène T du virus SV 40, l'utilisation de la région EIA du génome de l'adénovirus 2, l'utilisation des oncogènes comme c-myc ou Ha-ras, ou l'utilisation de la transcriptase inverse de la télomérase humaine (hTRT) ou d'une séquence qui active le gène de l'hTRT endogène. Selon un mode de réalisation préféré de la présente invention, l'immortalisation est effectuée en utilisant l'antigène T du virus SV 40. De préférence, la cellule isolée telle que définie ci-dessus, provient d'une culture cellulaire déposée le 20 juin 2006 sous le traité de Budapest auprès de la CNCM sous le numéro I-3627. Obtention de cellules fixatrices de cellules tumorales La présente invention concerne également un procédé d'obtention d'une cellule capable de fixer des cellules tumorales, ledit procédé comprenant les étapes consistant à a) cultiver des cellules mononucléées de moelle osseuse ou des cellules souches de moelle osseuse pendant une durée et dans un milieu appropriés à la différenciation cellulaire ; b) éventuellement éliminer les monocytes des cellules obtenues à l'étape a) lorsque les cellules cultivées sont des cellules mononucléées de moelle osseuse; c) incuber les cellules obtenues à l'étape a) et éventuellement à l'étape b) avec des cellules tumorales, éliminer les cellules tumorales non fixées, et récupérer les cellules auxquelles les cellules tumorales se sont fixées. Les cellules mononucléées de moelle osseuse peuvent notamment être isolées à partir de moelle osseuse par gradient de centrifugation sur Ficoll. Avant leur culture dans l'étape a) il est éventuellement possible d'éliminer les monocytes des cellules mononucléées de moelle osseuse. S'agissant des cellules souches de moelle osseuse, notamment CD34+ et/ou CD133+, il est, par exemple, possible de les isoler par immunofixation à l'aide d'anticorps anti-CD34 ou anti-CD133. On peut utiliser dans l'étape a) un milieu de culture de cellules souches ou de cellules mononucléées de moelle osseuse, bien connu de l'homme du métier, contenant des facteurs de croissance et de différenciation. Cette culture est effectuée de préférence dans des flacons préalablement recouverts de gélatine à 0,2%. On peut citer comme exemples, sans s'y limiter, les milieux MV2, HEM (HEPES buffered Eagles medium), DMEM (Dulbecco's modified Eagles medium), GMEM (Glasgow modification of Eagles medium), F-12 etc. De manière préférentielle, on peut utiliser le milieu MV2 (ECBM MV2, Promocell, Heidelberg, Germany). Les facteurs de croissance peuvent être choisis, sans s'y limiter, parmi le facteur de croissance des fibroblastes (FGF), le facteur de croissance épidermique (EGF), le facteur de croissance analogue à l'insuline (IGF), le facteur de croissance des cellules vasculaires endothéliales (VEGF), le facteur de croissance transformant (TGF-13), le facteur de croissance des cellules souches (SCGF), le facteur de croissance dérivé des plaquettes (PDGF) ou leurs dérivés, des combinaisons de ces facteurs étant de préférence utilisés. Eventuellement, on rajoute au milieu de culture des suppléments requis pour le métabolisme de la cellule, comme des acides aminés, des vitamines comme l'acide ascorbique, des minéraux et des protéines comme la transferrine et leurs dérivés. Le milieu de culture peut contenir du sérum de veau foetal, du sérum de poulet ou du sérum équin. Le milieu de culture peut aussi contenir des antibiotiques pour éviter la contamination avec des levures, des bactéries ou des champignons comme la pénicilline, la streptomycine, la gentamicine et leurs dérivés. De préférence, après environ 6 jours de culture, les cellules non adhérentes sont enlevées et les cellules réincubées dans le même milieu. Les cellules sont ensuite cultivées pendant une durée préférentielle de 4 semaines environ, jusqu'à différenciation des cellules en cellules endothéliales, cellules de muscle lisse, fibroblastes et autres cellules, dont celles recherchées. Dans l'étape c), les cellules cultivées à l'étape a) sont incubées avec des cellules tumorales. En général, cette étape est réalisée en récupérant les cellules adhérentes cultivées à l'étape a), et en les incubant avec des cellules tumorales en suspension dans un milieu approprié, tel que le milieu RPMI ou DMEM. Les cellules tumorales utilisées peuvent être tout type de cellules tumorales. Selon un mode de réalisation préféré de la présente invention, les cellules tumorales sont des cellules HL60 (lignée leucémique humaine). Le temps d'incubation des cellules cultivées et des cellules tumorales varie entre 30 min à 4h environ, de préférence environ 2 heures. La température d'incubation est de préférence 37 C. Dans l'étape c), les cellules tumorales non fixées sont éliminées généralement en rinçant avec du milieu de culture (éventuellement le même, tel que du milieu RPMI) ou avec tout type de solution de lavage bien connu de l'homme du métier. Les cellules auxquelles les cellules tumorales se sont fixées sont ensuite récupérées, préférentiellement par centrifugation de très courte durée de 3000 tours/min à 6000 tours/min. Dans une étape ultérieure optionnelle, les cellules tumorales sont détachées de l'agglomérat formé par ladite cellule sur laquelle des cellules tumorales résiduelles sont fixées, par un traitement enzymatique ou non enzymatique (trypsine, Accutase , ou EDTA 2mM suivi d'une agitation très vigoureuse et de plusieurs lavages avec un tampon tel que du PBS). A titre d'exemple pour éliminer les monocytes dans l'étape b) ou avant l'étape a), les cellules mononucléées sont disposées sur un support solide, tel que des boites de Pétri, ou mises en culture sur un support solide (par exemple des plaques recouvertes de gélatine) dans un milieu approprié tel que défini précédemment. Après environ 15 à 30 minutes d'incubation, les monocytes adhèrent au support et les cellules qui n'ont pas encore adhéré sont recueillies. Eventuellement, pour confirmer que les cellules récupérées sont bien les cellules fixatrices d'intérêt, on incube celles-ci avec des cellules tumorales, de préférence des cellules HL60 (106 cellules HL60 / 2x105 cellules adhérentes) et on observe la capacité de fixation des cellules tumorales sur les cellules fixatrices. La présente invention concerne également un procédé d'obtention d'une cellule capable de fixer des cellules tumorales, ledit procédé comprenant les étapes consistant à : a) cultiver des cellules provenant d'un épanchement d'un patient atteint d'un cancer; b) éventuellement éliminer les monocytes des cellules obtenues à l'étape a) ; c) incuber les cellules obtenues à l'étape a) ou b) avec des cellules tumorales, éliminer les cellules tumorales non fixées, et récupérer les cellules auxquelles les cellules tumorales se sont fixées ; ou d) déposer les cellules obtenues à l'étape a) ou b) sur un support solide et récupérer les cellules qui adhèrent le plus rapidement sur ledit support. De préférence, avant leur culture dans l'étape a), les cellules provenant d'un épanchement sont isolées. De préférence encore, ces cellules provenant d'un épanchement sont débarrassées des monocytes préalablement à leur culture dans l'étape a). Par ailleurs, dans l'étape a), le milieu de culture utilisé peut être tout milieu de culture cellulaire connu de l'homme du métier. A titre d'exemple, on peut citer le MV2, RPMI, l'Iscove's MDM ou le DMEM. Eventuellement, le milieu de culture peut contenir des facteurs de croissance, comme ceux cités précédemment, des suppléments requis pour le métabolisme de la cellule, comme des acides aminés, des vitamines comme l'acide ascorbique, des minéraux et des protéines comme la transferrine et leurs dérivés. Eventuellement, le milieu de culture peut contenir du sérum de veau foetal, du sérum de poulet ou du sérum équin. Le milieu de culture peut aussi contenir des antibiotiques pour éviter la contamination avec des levures, des bactéries ou des champignons comme la pénicilline, la streptomycine, la gentamicine et leurs dérivés. Dans ces conditions, les cellules fixatrices sont mises en évidence dès les premiers jours de culture (1 à 4 jours). Les étapes b) et c), ainsi que l'élimination des monocytes préalablement à l'étape a), peuvent être effectuées comme décrit ci-dessus pour les cellules mononucléées de moelle osseuse ou les cellules souches de moelle osseuse. De préférence, dans l'étape d), on dépose les cellules, préalablement débarassées des monocytes sur un support solide. Ensuite, on traite les cellules qui se sont fixées audit support de préférence avec de l'Accutase et on récupère les cellules qui se détachent le plus rapidement du support. De préférence, on récupère les cellules qui se détachent en 5 min. Le support, sur lequel les cellules se fixent, peut être tout type de support solide bien connu de l'homme du métier. A titre d'exemple de support solide, on peut citer le verre, le plastique, les métaux, les résines ou d'autres supports solides appropriés sur lesquels des cellules peuvent être fixées. Le terme " support solide " inclut également les matériaux considérés comme des supports semi solides. Le support solide peut prendre toutes formes adaptées, comme une bille ou une microparticule, un tube, un boite de pétri, une lame de microscope etc. Eventuellement, pour confirmer que les cellules récupérées sont bien les cellules fixatrices d'intérêt, on incube celles-ci avec des cellules tumorales, de préférence des cellules HL60 (106 cellules HL60 / 2x105 cellules adhérentes) et on observe la capacité de fixation des cellules tumorales sur les cellules fixatrices. Eventuellement à l'issu des procédés ci-dessus les cellules obtenues peuvent être immortalisées, notamment comme décrit ci-dessus. L'invention a également pour objet une cellule susceptible d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus. Les cultures cellulaires produites à partir de la cellule isolée telle que définie précédemment ou de la cellule susceptible d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus , font également partie de l'invention.30 Criblage La présente invention concerne l'utilisation de cellules isolées telles que définies ci-dessus ou de cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus, pour cribler des composés anti-tumoraux. La présente invention concerne ainsi un procédé de criblage de composés anti-tumoraux, dans lequel : on met en contact des cellules isolées telles que définies ci-dessus ou de cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci- dessus avec des composés à cribler ; on détermine la croissance cellulaire et la mort cellulaire des cellules mises en contacts avec les composés à cribler ; on sélectionne les composés induisant une diminution de la croissance cellulaire ou une augmentation de la mort cellulaire des cellules mises en contact par rapport à des cellules identiques qui n'ont pas été mises en contact avec les composés à cribler. Avantageusement, les composés criblés par ce procédé ciblent spécifiquement les cellules selon l'invention. La présente invention concerne également un procédé de criblage de composés anti-tumoraux, dans lequel : - on met en contact une co-culture de cellules isolées telles que définies ci-dessus ou de cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus et de cellules tumorales, avec des composés à cribler ; - on détermine la croissance cellulaire et la mort cellulaire des cellules tumorales de la co-culture mise en contact avec les composés à cribler ; - on sélectionne les composés induisant une diminution de la croissance cellulaire ou une augmentation de la mort cellulaire des cellules tumorales de la co- culture par rapport à des cellules tumorales en co-culture avec des cellules isolées telles que définies ci-dessus ou des cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus qui n'ont pas été mises en contact avec les composés à cribler. Avantageusement, ce procédé permet de sélectionner des composés avec une action anti-tumorale qui n'est pas entravée par la résistance aux antitumoraux procurée par les cellules de l'invention. La présente invention concerne également un procédé de criblage de composés anti-tumoraux, dans lequel : on met en contact des composés à cribler, avec des cellules isolées telles que définies ci-dessus ou des cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus et des cellules tumorales ; - on détermine la quantité de cellules tumorales ayant été fixées par les cellules isolées telles que définies ci-dessus ou les cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus ; - on sélectionne les composés induisant une diminution de la quantité de cellules tumorales ayant été fixées par les cellules isolées telles que définies ci-dessus ou les cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus, par rapport à la quantité de cellules tumorales ayant été fixées par les cellules isolées telles que définies ci-dessus ou les cellules susceptibles d'être obtenue par l'un des procédés décrits ci-dessus en l'absence des composés à cribler. Ce procédé permet avantageusement de sélectionner des composés qui inhibent la fixation des cellules tumorales par les cellules de l'invention et donc la protection que confèrent les cellules de l'invention aux cellules tumorales. Ces composés augmentent ainsi la sensibilité des cellules tumorales aux composés anti-tumoraux. Par " mort cellulaire " on entendl'apoptose, la nécrose ou tout autre mécanisme induisant la mort de la cellule. Selon un mode de réalisation préféré, on détermine la capacité du composé candidat à induire une mort cellulaire par apoptose. Pour mesurer la mort cellulaire, on peut employer toutes techniques bien connues de l'homme du métier. On peut citer à titre d'exemple et sans s'y limiter les techniques suivantes : marquage à l'annexine V, utilisation du bleu trypan, utilisation d'iodure de propidium, le test TUNEL (Transferase dUTP Nick End Labeling), évaluation des produits de dégradation de l'ADN, mesure des caspases (évaluation quantitative et par activité), etc. Dans les procédés de criblage ci-dessus, les cellules tumorales utilisées peuvent être n'importe quelle cellule tumorale. Selon un mode de réalisation préféré, les cellules tumorales sont des cellules HL60 (lignée leucémique humaine) ou des cellules MDA-MB 231 (lignée humaine du cancer du sein) ou les propres cellules du malade ( par exemple cancer de l'ovaire). Le composé à cribler peut être n'importe quel composé d'origine naturelle ou synthétique, qu'il soit déjà commercialisé en tant qu'agent chimiothérapeutique, ou en cours de développement ou de caractérisation. Il peut s'agir d'un mélange de plusieurs molécules identifiées ou non, comme par exemple un extrait d'origine animale ou végétale. Les cellules selon l'invention peuvent être aisément mises en oeuvre dans des protocoles de criblage à haut débit (HTS) afin d'optimiser les méthodes actuelles de recherche de composés candidats efficaces pour une thérapie antitumorale en général. Par ailleurs, les cellules de l'invention sont également utiles pour tester l'efficacité de composés candidats pour une thérapie anti-tumorale pour un individu donné, afin de proposer la thérapie la mieux adaptée en fonction de chaque individu atteint d'un cancer. Dans ce cadre, il est avantageux de tester un panel d'agents chimiothérapeutiques en tant que composés candidats, avec des cellules tumorales qui proviennent du patient lui-même, en présence des cellules fixatrices de l'invention. Dans un mode de réalisation particulier, les cellules fixatrices utilisées dans le test de criblage proviennent du patient lui-même. Diagnostic La présente invention concerne également un procédé in vitro de diagnostic d'un cancer, dans lequel on détermine la présence de cellules isolées telles que définies ci-dessus dans un échantillon provenant d'un tissu suspecté de contenir une tumeur, la présence de cellules isolées telles que définies ci-dessus étant indicatrice de la présence d'une tumeur. En effet, comme l'ont montré les inventeurs, la présence de cellules selon l'invention dans le tissu implique généralement la présence de cellules tumorales à proximité. Les exemples et figures suivants illustrent l'invention sans en limiter la portée. LEGENDE DES FIGURES Les Figures 1 et 2 sont des photographies en microscopie optique (objectif 20) d'hospicells (obtenues par différenciation de cellules souches de moelle osseuse CD34+), mises en contact avec des cellules HL60, après 4 h d'incubation (Figure 1) et après 36 h d'incubation (Figure 2). La Figure 3 est une photographie en microscopie optique (objectif 20) d'hospicells du liquide d'ascite d'une patiente atteinte d'un cancer de l'ovaire, après ajout de cellules HL60 dans le liquide. La Figure 4 est une photographie en microscopie électronique d'une cellule MDA adhérant à une hospicell. Les Figures 5 et 6 sont des graphes montrant l'influence des cellules fixatrices sur la sensibilité des cellules HL60 à l'aracytine (AraC) ou à la daunorubicine (DNR) (fig. 5) et des cellules fixatrices (" hospicells ") à ces drogues (fig. 6). 25 La Figure 7 est un graphe montrant la sensibilité des cellules fixatrices à différents agents connus utilisés en thérapie anti-tumorale. La Figure 8 représente la quantité de fluorescence émise par les cellules OVCAR3 (axe des ordonnées, unités arbitraires) exprimant la GFP, cultivées avec des 30 hospicells (première colonne), seules (deuxième colonne), avec des cellules OVCAR3 n'exprimant pas la GFP (troisième colonne), avec des fibroblastes (quatrième colonne), ou avec des HBMEC (cinquième colonne), en l'absence ou en présence de carboplatine et/ou de paclitaxel.20 La Figure 9 représente la quantité de fluorescence émise par les cellules OVCAR3 (axe des ordonnées, unités arbitraires) exprimant la GFP, cultivées avec des hospicells (première colonne), seules (deuxième colonne), avec des hospicells dans un système transwell (troisième colonne), en l'absence ou en présence de carboplatine et/ou de paclitaxel. EXEMPLES ; Exemple 1 : Obtention des hospicells à partir de cellules souches de moelle osseuse. Des cellules CD34+ ont été isolées à partir d'échantillon de moelle osseuse normale (ou pathologique) par centrifugation sur gradient de densité dans du Ficoll-400. Les cellules ainsi isolées ont été réparties dans un flacon de culture recouvert de gélatine à 0,2% et ont été cultivées dans un milieu MV2 (ECBM MV2, Promocell, Heidelberg, Germany) complété avec de l'Amphotericin B 50ng/ml, de la Gentamicin 50 pg/ml, de l'acide ascorbique 1 pg/ml, du facteur de croissance des fibroblastes humain (h-FGF) 10ng/ml, du facteur de croissance épidermique humain (h-EGF) 5 ng/ml, du Long R3 IGF-1 (analogue du Facteur de croissance à l'insuline) 20 ng/ml, du facteur de croissance des cellules vasculaires endothéliales humain (h-VEGF) 10 ng/ml et du sérum de veau foetal 5%. Après 6 jours de culture, les cellules non adhérentes ont été éliminées et les cellules adhérentes ont été remises en culture pendant 3 semaines dans du milieu sélectif frais de même composition (détaillée ci-dessus). Les cellules adhérentes ainsi obtenues ont été lavées avec du RPMI puis ont été détachées par une incubation rapide avec de l'Accutase . Les cellules ainsi détachées ont été lavées avec du RPMI puis soit ont été resuspendues dans du RPMI renfermant de la glutamine et des antibiotiques puis incubées avec des cellules HL60 immortalisées d'origine leucémique. Après une incubation de 120 min à 4 C sous agitation douce, la suspension cellulaire a été centrifugée à 6000 tours/min pendant quelques secondes ("pulse de centrifugation"), les hospicells ayant fixé les cellules HL60 se trouvant dans le culot de centrifugation. Les cellules ayant sédimenté dans le fond du tube ont été resuspendues dans un milieu de culture (RPMI + sérum de veau foetal + Glutamine + antibiotiques) et réparties dans des plaques recouvertes par de la gélatine à 0,2%. - soit ont été placées sur une plaque à 6 puits recouverts de gélatine et contenant du milieu RPMI contenant du sérum de veau foetal, de la glutamine et des antibiotiques. Après une incubation dans l'étuve pour culture cellulaire, des cellules tumorales HL60 immortalisées d'origine leucémique ont été ajoutées dans les puits. Après l'incubation dans l'étuve de culture cellulaire, les cellules ont été lavées avec du RPMI puis de l'Accutasee a été ajouté. Les cellules se détachant en 5 min sont des cellules qui fixent les cellules HL60, tandis que les cellules se détachant en 10 min et 15 min sont des cellules qui ne fixent pas les cellules HL60. Les cellules se détachant en 5 min ont été récupérées et ont été réparties sur une autre plaque 6 puits recouverts de gélatine. Dans l'un des puits, des cellules HL60 ont été ajoutées et après incubation, les cellules ont été lavées et l'opération consistant à fixer les cellules HL60 a été renouvelée. Enfin, de l'Accutasee a été ajouté dans les puits et les cellules se détachant en 5 min ont été récupérées et cultivées dans du milieu RPMI complet. Les cellules obtenues dans ces conditions sont des cellules de l'invention ou " Hospicells ". Exemple 2 : Obtention des hospicells à partir du liquide d'ascite d'une patiente atteinte d'un cancer de l'ovaire. Le liquide d'ascite d'une patiente atteinte d'un cancer de l'ovaire a été prélevé à l'aide d'un trocart à biopsie. Les cellules mononucléees de l'ascite ont été isolées par gradient de centrifugation sur Ficoll. Les cellules mononuclées ainsi isolées ont été réparties dans les puits d'une plaque de culture. Après 30 minutes d'incubation, les monocytes adhèrent au plastique et les cellules qui n'ont pas encore adhéré ont été recueillies et placées dans une plaque de culture recouverte de gélatine. Les hospicells ont été ensuite isolés comme décrit dans l'Exemple 1. Les hospicells ont pu être également obtenus directement à partir de l'ascite en mettant dans une plaque de culture recouverte de gélatine un petit amas de cellules présent dans l'ascite mis en suspension dans du RPMI enrichi en sérum de veau foetal, glutamine et antibiotiques. Alternativement, les hospicells ont été obtenus à partir d'agrégats cellulaires présents dans le liquide d'ascite provenant de patientes atteintes d'un cancer de l'ovaire de stade Ill. Brièvement, le liquide d'ascite a été centrifugé pour obtenir un culot cellulaire. Le culot cellulaire a été débarrassé des lymphocytes et des érythrocytes par gradient de centrifugation sur Ficoll, puis les agrégats d'hospicells et de cellules de cancer de l'ovaire ont été séparés par dilution. Les hospicells ont ensuite été détachées des cellules de cancer de l'ovaire par digestion trypsique. Exemple 3 : Caractérisation phénotypiques des hospicells Aucune expression par les hospicells des marqueurs membranaires classiques suivants n'a pu être mise en évidence par immunohistochimie : cytokératine (Anticorps KL1, Beckman Coulter) EMA (Anticorps E29, Dako) (spécifiques des lignées cellulaires épithéliales), vimentine (Anticorps V9, Beckman Coulter) (spécifique des lignées cellulaires mésenchymateuses), CD45 (Anticorps 2b11 et PD7/26, Dako) (spécifique des cellules hématopoïétiques), CD20 (Anticorps L26, Dako) (spécifique des lymphocytes B), CD3 (Anticorps SP7, Neomarkers) (spécifique des lymphocytes T), CD68 (Anticorps KP1 et PG-M1, Dako) (spécifique des macrophages et des histiocytes), CD34 (Anticorps OBend10, Dako) (spécifique des cellules souches sanguines), protéine S100 (Anticorps polyclonal, Dako) (spécifique des mélanocytes), myélopéroxydase (Anticorps polyclonal, Dako) (spécifique des lignées polynucléaires). Toutefois, le marquage des protéines CD9 (Anticorps 56C6, Novocastra) et CD10 (Novocastra) s'est révélé positif. Brièvement, l'immunohistochimie a été réalisée sur des sections de paraffine de 4-pm d'épaisseur. Une technique de récupération préliminaire de l'antigène à base de chauffage dans un tampon EDTA (pH 8) a été mise en oeuvre avant l'incubation avec l'anticorps. L'anticorps à la dilution appropriée a été incubé 30 min puis révélé à l'aide d'un complexe sreptavidine-biotine. Les sections ont ensuite été contre-colorées à l'hématoxyline. L'ensemble de la technique a été mise en oeuvre de manière automatique sur un système Autostainer (Dako). Exemple 4 : Mise en évidence de la fixation des cellules cancéreuses sur les hospiceils. a) Sur des hospicells obtenues à partir de cellules souches de moelle osseuse. Des hospicells obtenues selon le protocole de l'Exemple 1, ont été mises en culture dans du milieu RPMI en présence de cellules leucémiques HL60. Les cellules HL60 adhèrent aux hospicells et forment des amas cellulaires dans le milieu de culture. Au bout de 4 h, on a observé la fixation de 4 à 8 cellules sur les cellules fixatrices (Figure 1). Après 36 h, des nodules de cellules malignes se sont formés autour des hospicells (Figure 2). b) Sur les hospicells présentes dans le liquide d'ascite d'une patiente atteinte du cancer de l'ovaire. Du liquide d'ascite d'une patiente atteint d'un cancer de l'ovaire a été prélevé à l'aide d'un trocart à biopsie. Les hospiceils ont pu être également obtenues directement à partir de l'ascite en mettant dans une plaque de culture recouverte de gélatine un petit amas de cellules présent dans l'ascite mis en suspension dans du RPMI enrichi en sérum de veau foetal, glutamine et antibiotiques. Les amas cellulaires de cellules fixatrices déjà présentes dans le liquide d'ascite ayant fixé des cellules tumorales ont été observés par microscopie optique. Une partie de ce liquide a été mis en culture dans du milieu RPMI enrichi en sérum de veau foetal, glutamine et en présence de cellules HL60 pendant 1 jour. La Figure 3 montre la fixation conjointe des cellules de cancer de l'ovaire et des cellules HL60 ajoutées sur les cellules fixatrices. Par ailleurs, les hospicells obtenues à partir d'agrégats cellulaires de fluide ascitique présentaient des structures particulières en microscopie optique. Ces cellules développent en effet de longs pseudopodes qui forment une sorte de filet cellulaire . En outre, une interaction des hospicells avec des cellules de cancer de l'ovaire est visible en microscopie confocale. Les hospicells y apparaissent comme des cellules de grande taille qui peuvent établir des interactions avec plusieurs cellules cancéreuses en même temps, fournissant ainsi une sorte de hamac pour les cellules cancéreuses. De plus, une expérience d'immunohistochimie réalisée sur des biopsies péritonéales de patientes atteintes d'un cancer de l'ovaire à l'aide du marqueur CD10 démontre la présence d'hospicells autour d'agrégats de cellules cancéreuses, les hospicells formant un filet autour des agrégats. Enfin, une analyse en microscopie électronique des agrégats cellulaires de fluide ascitique démontre qu'ils sont formés d'hospicells interagissant avec des cellules cancéreuses (Fiqure 4). On peut également observer que les hospicells développent des pseudopodes, ce qui augmente leur potentiel d'interaction avec des cellules cancéreuses. Des observations plus précises, réalisées sur des primo-cultures d'hospicells et de cellules cancéreuses a permis de mettre en évidence des zones ponctuelles de fusion membranaire entre les deux types cellulaires. Exemple 5 : Interaction entre les hospicells et les cellules HL60 ou les cellules MDA-MB 231 Les inventeurs ont cherché à mettre en évidence les mécanismes d'action sous-tendant l'interaction entre les hospicells et les cellules tumorales. a) Protéines impliquées dans la fixation de HL60 Des cellules HL60 ont été incubées dans du milieu RPMI dans 6 conditions différentes :30 - cellules HL60 seules (contrôle) cellules HL60 + anticorps anti arrestine (anticorps contrôle) - cellules HL60 + RGD (Arg-Gly-Asp, séquence consensus des intégrines qui empêche partiellement l'adhésion intégrine dépendante) cellules HL60 + anticorps anti CD11a cellules HL60 + anticorps anti CD49d - cellules HL60 + anticorps anti CD11a + anticorps anti CD49d - cellules HL60 + anticorps anti CD11a + anticorps anti CD49d + RGD Pour chaque condition, des cellules HL60 ont été déposées séparément et en quantité identique dans 6 puits différents contenant du milieu complet RPMI et des cellules fixatrices ayant adhéré au support. Le rapport entre cellules tumorales et hospicells était de 5 / 1. Après 24 heures d'incubation à 37 C, les cellules HL60 n'ayant pas adhéré ont été récupérées et comptées. On a alors calculé le pourcentage de cellules HL60 adhérant aux hospicells pour chaque condition. Les résultats montrent que l'incubation préalable des cellules HL60 avec des anticorps anti-CD11 a ou anti-CD49d ou avec le RGD bloque partiellement l'adhésion des cellules HL60 aux hospicells. Ce blocage est plus important lorsque les cellules HL60 ont été incubées avec l'anticorps anti-CD11a et l'anticorps anti-CD49d simultanément. Ces résultats suggèrent que les intégrines CD11a et CD49d participent à l'adhésion entre la cellule HL60 et l'hospicell. b) Protéines impliquées dans la fixation de MDA Des cellules MDA-MB231 préalablement marquées à la rhodamine ont été incubées dans du milieu complet RPMI dans 3 conditions différentes : - cellules MDA seules (contrôle) - cellules MDA + anticorps anti SDF1 qui est le ligand de CXCR4 et qui est une cytokine favorisant la formation des métastases de cancer du sein dans la moelle osseuse - cellules MDA + anticorps anti CXCR4 Des cellules MDA de chaque condition ont été déposées séparément et en quantité identique (5 cellules cancéreuses par hospicell) dans 3 puits différents contenant du milieu RPMI et des hospicells ayant adhéré au support. Après une incubation de 2 heures à 4 C. Les cellules MDA n'ayant pas adhéré ont été éliminées et la quantité de cellules ayant adhéré aux hospicells a été déterminée pour chaque condition par mesure de la fluorescence à l'aide d'un fluorimètre pour plaque (fluorimètre Victor). Les résultats montrent que l'incubation préalable des cellules MDA avec des anticorps anti CXCR4 induit une diminution nette de l'adhésion par rapport au contrôle. Ces résultats suggèrent que le CXCR4 module l'expression des intégrines à la surface des cellules tumorales MDA, intégrines qui sont susceptibles de jouer un rôle dans la fixation des cellules tumorales aux cellules de l'invention. Exemple 6 : Effet protecteur des hospicells sur les cellules HL60 contre des agents utilisés en chimiothérapie Prolifération des cellules HL60 fixées aux hospicells après une exposition à l'aracytine (AraC) ou à la daunorubicine (DNR) Des cellules HL60 mises en culture avec des hospicells dans du milieu RPMI ont été traitées pendant 5 jours avec soit de l'aracytine (AraC), soit de la daunorubicine (DNR). Après 5 jours de traitement, la drogue a été éliminée et les cellules ont été remises en culture dans du milieu frais. Le nombre de cellules HL60 vivantes a été mesuré évalué tout au long de l'expérience en utilisant le système d'analyse d'image. Les résultats montrent que les cellules HL60 libres meurent lorsqu'elles sont traitées à l'AraC ou à la DNR et qu'elles ne sont plus détectables lorsqu'elles sont fixées sur les hospicells. Toutefois, après arrêt du traitement, les cellules HL60 libres ne poussent pas tandis que l'on note que sur les hospicells, des cellules HL6O vivantes sont identifiables. Cet effet de "repousse" des cellules est plus important avec l'aracytine qu'avec la daunorubicine, différence liée à la toxicité de la daunorubicine pour les hospicells. Ces résultats montrent bien que, suite au traitement à l'AraC et à la DNR, les cellules HL60 libres meurent tandis que parmi celles liées aux cellules fixatrices, quelques unes restent vivantes, et prolifèrent après l'arrêt du traitement. Un exemple d'évaluation des cellules vivantes est présenté dans les Figures 5 et 6. Exemple 7 : Sensibilité des hospicells à différents agents connus utilisés en chimiothérapie anti-tumorale Des hospicells immortalisées (M16) ont été incubées dans du milieu RPMI avec de l'Adriblastine, de la Bléomycine, du Deticene, du Fluorouracile, de la Navelbine, du Taxotere ou de la Leustatine pendant 1 à 3 jours. Les cellules ont ensuite été détachées par l'Accutase et le nombre de cellules en apoptose détecté par l'annexine V. On a alors déterminé le pourcentage de cellules apoptotiques par cytométrie de flux (Figure 7). Les résultats montrent que les hospicells sont peu sensibles à l'action de nombreuses drogues. Exemple 8 : Interaction entre les hospicells et les cellules OVCAR3 La spécificité d'interaction des hospicells avec les cellules cancéreuses a ensuite été mise en évidence à l'aide de cellules de la lignée cellulaire ovarienne OVCAR3 (Manetta et al. (1988) Eur. J. Gynaecol. Oncol. 9:222-7). Un test d'adhésion a été réalisé entre des hospicells issues de primocultures et des cellules OVCAR3 exprimant la GFP (Green Fluorescent Protein). Les témoins négatifs choisis représentent des types cellulaires décrits dans la littérature comme étant des cellules microenvironnementales, à savoir des fibroblastes et des cellules endothéliales de la moelle osseuse (HBMEC). Afin de pouvoir différencier l'adhésion spécifique hospicells-cellules OVCAR3 de l'adhésion des cellules OVCAR3 entre elles, des cellules OVCAR3 n'exprimant pas la GFP ont également été utilisées. Les cellules OVCAR3 exprimant la GFP ont été obtenues par transfection à partir d'un virus RRV (Ross River Virus) portant la protéine VSV-G et contenant la séquence codant la GFP obtenu essentiellement comme décrit dans De Vos et al. (2003) Human Gene Ther. 10:1727-1739. Les cellules OVCAR3 ont été étalées dans des boites de culture de 35 mm de diamètre 24 h avant la transfection. Les cellules ont ensuite été transfectées avec les virus avec une multiplicité d'infection de 100:1, le titre de la solution virale ayant été déterminé sur des cellules NIH 3T3 comme décrit par Burns et al. (1993) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90:8033-8037. 48 heures après transfection l'expression de la GFP a été contrôlée par cytométrie de flux sur un appareil FACScan (Becton Dickinson). Les tests d'adhésion ont été conduits comme suit. Des boites de culture de cellules de 96 puits contenant 0,2% de gélatine ont été recouvertes d'hospicells à 70% de confluence. Les cellules OVCAR3 exprimant la GFP ont ensuite été ensemencées à 5.104 cellules par puits dans 200 pL de milieu sans sérum et laissées adhérer pendant 2 heures à 37 C. Les cellules non adhérentes ont été retirées par lavage doux au PBS, puis la quantité de cellules adhérentes a été déterminée en mesurant la fluorescence de chaque puits à l'aide d'un fluorimètre Wallac Flite (lecture à 560 nm). Pour chaque condition, la densité moyenne de cellules ainsi que l'écart type ont été calculés à partir des données obtenues pour 6 puits. Les expériences ont été répétées 4 fois. Les résultats obtenus montrent que l'adhésion des hospicells est spécifique des cellules cancéreuses. Par ailleurs, on note que les cellules OVCAR3 ne présentent pas d'adhésion significatives entre elles, ce qui renforce le rôle des hospicells dans la formation des agrégats ascitiques. Enfin, l'adhésion des hospicells aux cellules OVCAR3 est inhibée par la wortmanine, ce qui suggère une adhésion active impliquant le cytosquelette. Dans un deuxième temps, les Inventeurs ont examiné dans quelle mesure les hospicells pouvaient conférer une chimio-résistance aux cellules auxquelles elles se lient. Brièvement, les hospicells ont été cultivées jusqu'à atteindre 60% de confluence. 2.104 cellules OVCAR3 exprimant la GFP ont ensuite été co-cultivées avec les hospicells durant 24 heures avant la mise en présence avec un agent chimio-thérapeutique (carboplatine 22.2 M et paclitaxel 1.4 IaM). L'effet chimio- thérapeutique a été déterminé à l'aide du dosage colorimétrique quantitatif à la sulphorhodamine B (SRB) comme décrit par Skehan et al. (1990) J. Natl. Cancer Inst. 82:1107-1112. La couleur rose de la SRB a quantifiée par mesure de l'absorbance à 540 nm. Pour chaque condition, la densité moyenne de cellules ainsi que l'écart type ont été calculés à partir des données obtenues pour 6 puits. Les expériences ont été répétées 3 fois. La co-culture des hospicells et des cellules OVCAR3 induit une chimiorésistance avec des différences de 2,2 à 2,5 fois, en fonction de l'agent chimiothérapeutique utilisé, dans le profil de résistance par rapport aux cellules OVCAR3 seules (Figure 8). Par ailleurs, des co-cultures avec d'autres types cellulaires témoins (fibroblastes, HBMEC) n'induit aucune protection (Figure 8). Enfin, des expériences de co-cultures dans lesquelles les milieux de culture des hospicells et des cellules OVCAR3 peut circuler librement mais les contacts entre hospicells et cellules OVCAR3 sont exclus (système Transwell) montrent que les contacts direct entre ces cellules sont nécessaires à l'acquisition de la chimiorésistance et que cette chimiorésistance ne passe pas un quelconque facteur soluble (Figure 9). Exemple 9 : Expression de protéines MDR par les hospicells II est connu que la protéine MDR1 a été impliquée dans l'acquisition, entre autres, de la chimiorésistance au paclitaxel dans les cellules tumorales. Par conséquent, l'expression de protéines MDR par les hospicells a ensuite été examinée. L'expression d'ARNm codant des protéines MDR au sein des hospicells a tout d'abord été confirmée par RT-PCR. Dans un deuxième temps, le niveau d'expression des protéines a été analysé par immunofluorescence et cytométrie de flux. Pour l'immunofluorescence, les hospicells ont été déposées sur des lamelles de verre dans de plaques à 6 puits (Nunc) à une densité de 8.104 cellules/puits dans du milieu RPMI à 10% SVF. 48 heures plus tard les cellules ont été privées de sérum pendant 48 heures. Les hospicells ont ensuite été fixées par 3% de paraformaldéhyde et perméabilisées par 0,1% de Triton X-100 dans du PBS. Les hospicells ont alors été incubées pendant la nuit à 4 C dans un mélange PBS-SAB-Triton 1% avec des anticorps primaires dirigés contre les protéines MDR. Ensuite, un anticorps secondaire biotinylé et de la streptavidine associée à la fluorescéine (Molecular Probes) ont été utilisés pour marquer les anticorps primaires. Les anticorps dirigés contre MRPI, MRP2, MRP3, MXR et LRP ont été fournis par Alexis. Les anticorps dirigés contre MDRI ont été fournis par Immunotech. Les hospicells ont ensuite été observées sur un microscope à fluorescence Axiophot (Zeiss) et les photos ont été prises à l'aide d'une camera Princeton. Pour la cytométrie de flux, l'expression des protéines MDR a été déterminée avec les mêmes anticorps que ci-dessus, à l'aide du kit de perméabilisation Intraprep (Beckman-Coulter) selon les instructions du fournisseur, sur un appareil de cytométrie de flux EPICS Altra (Beckman Coulter). Les résultats d'immunofluorescence indiquent l'expression de MDR1, LRP et MXR par les hospicells. En outre, les données de cytométrie de flux montrent que les protéines MDR1, MRP1, MRP2, MRP3, MXR et LRP sont exprimées par les hospicells (Tableau 1), avec un niveau particulièrement élevé d'expression des protéines MDR1 et LRP, qui sont toutes deux connues pour être impliquées dans la résistance au carboplatine et au paclitaxel. Le niveau d'expression est déterminé en rapportant l'intensité moyenne de fluorescence mesurée à l'aide de l'anticorps anti-MDR à celle mesurée en présence d'un anticorps de même isotype que l'anti-MDR mais ne présentant pas de spécificité vis-à-vis des hospicells, puis en appliquant le test de Kolmorogov-Smirnov (Legrand et al. (2001) Blood 97:502-508). Protéine MDR Niveau d'expression des protéines (Kolmorogov-Smirnov) MDR1 0,34 MRP1 0,57 MRP2 0,28 MRP3 0,41 MXR 0,70 LRP 0,78 Tableau 1 : Expression de protéines MDR par les hospicells Ces observations ont été complétées en déterminant la fonctionnalité des protéines MDR exprimées par les hospicells par cytométrie de flux. Cette fonctionnalité a pu être établie pour la protéine MDR1 en utilisant la rhodamine comme sonde. Par ailleurs, le transport de la sonde a été inhibé par la cyclosporine (un inhibiteur de la protéine MDR1). La fonctionnalité des protéines LRP et MXR a également pu être confirmée. Le rôle des protéines MDR dans la chimio-résistance conférée par les hospicells a été confirmée en répétant les expériences ci-dessus de co-cultures d'hospicells et de cellules OVCAR3 en présence de carboplatine et de paclitaxel, et en ajoutant au milieu de culture du Vérapamil (1,4 NM), un inhibiteur de la protéine MDR1. L'ajout de cet inhibiteur diminue de manière importante la chimiorésistance que confèrent les hospicells aux cellules OVCAR3, démontrant ainsi l'implication des protéines MDR dans cette résistance. Par ailleurs, l'expression de la protéine MDR1 par les cellules OVCAR3, cultivées en présence ou en l'absence d'hospicells a été déterminée par cytométrie de flux. Les résultats obtenus indiquent la présence de la protéine MDR1 par les cellules OVCAR3. Par conséquent, le transfert de protéines MDR entre les hospicells et les cellules tumorales est possible. Par ailleurs, ce transfert se produit également e présence d'un inhibiteur de la traduction des protéines (cycloheximidine A) ce qui suggère un transfert actif depuis les hospicells plutôt qu'une activation de la traduction de ces protéines dans les cellules tumorales. Enfin, les inventeurs ont pu démontrer que les hospicells pouvaient transférer des fragments de membranes aux cellules tumorales avec lesquelles elles entrent en interaction. Pour ceci, les inventeurs ont modifié le test d'évaluation de la trogocytose (transfert actif de portions de membranes entre deux cellules en contact rapproché) décrit par Poupot et al. (2003) J. Immunol. 171:2517-2523. Brièvement, les hospicells ou les cellules OVCAR3 ont été colorées par le fluorophore lipophile PKH67 de couleur verte selon les instructions du fabricant. Les cellules colorées ont ensuite été mises en co-culture avec des cellules non colorées pendant respectivement 0 min, 3 min, et 3 heures. Les co-cultures ont été conduites dans des plaques de culture à 96 puits à fond en U avec une concentration finale de 6 x 105 cellules dans 120 pl de milieu RPMI 1640 complet supplémenté à 10% de SVF. Les plaques de culture ont ensuite été centrifugées 1 min à 700 rpm pour favoriser les contacts entre cellules puis maintenues 1 heure à 37 C dans une atmosphère humide à 5% de CO2. Les cellules ont été lavées deux fois dans du PBS à 0,5 mM EDTA et analysées par cytométrie de flux à l'aide d'un appareil LSRII et du logiciel DIVA (BD Biosciences). La comparaison de l'intensité moyenne de fluorescence (mfi) de PKH67 des cellules non marquées à 0, 3 min ou 3 heures d'incubation montre une augmentation consécutive à la co-culture. Ainsi, les cellules cancéreuses présentent une augmentation de la fluorescence après la co-culture (mfi de 211 à 3660) suggérant une acquisition de fragments de membrane par les cellules cancéreuses à partir des hospicells. REVENDICATIONS 1. Cellule isolée capable de fixer des cellules tumorales, exprimant la protéine CD10 et exprimant au moins une protéine MDR. 2. Cellule isolée selon la revendication 1, dans laquelle la protéine MDR est choisie parmi le groupe constitué par la protéine LRP, la protéine MDR1, la protéine MRP1, la protéine MRP2, la protéine MRP3, la protéine MRP5, et la protéine MXR. 10 3. Cellule isolée selon la revendication 1 ou 2, susceptible de présenter des pseudopodes. 4. Cellule isolée selon rune des revendications 1 à 3, provenant : 15 - de la différenciation de cellules souches ou de cellules mononucléées de la moelle osseuse ; ou - de cellules d'un épanchement d'un patient atteint d'un cancer. 5. Cellule isolée selon l'une des revendications 1 à 4, laquelle cellule a été 20 immortalisée. 6. Cellule isolée selon l'une des revendications 1 à 5, provenant d'une culture cellulaire déposée le 20 juin 2006 sous le traité de Budapest auprès de la CNCM sous le numéro 1-3627. 25 7. Procédé d'obtention d'une cellule capable de fixer des cellules tumorales, ledit procédé comprenant les étapes consistant à : a) cultiver des cellules mononucléées de moelle osseuse ou des cellules souches de moelle osseuse pendant une durée et dans un milieu appropriés 30 à la différenciation cellulaire ; b) éventuellement éliminer les monocytes des cellules cultivées à l'étape a) lorsque les cellules cultivées sont des cellules mononucléées de moelle osseuse;5c) incuber les cellules obtenues à l'étape a) et éventuellement à l'étape b) avec des cellules tumorales, éliminer les cellules tumorales non fixées, et récupérer les cellules auxquelles les cellules tumorales se sont fixées. 8. Procédé d'obtention d'une cellule capable de fixer des cellules tumorales, ledit procédé comprenant les étapes consistant à : a) cultiver des cellules provenant d'un liquide d'ascite ou d'un liquide pleural d'un patient atteint d'un cancer ; b) éventuellement éliminer les monocytes des cellules cultivées à l'étape a) ; c) incuber les cellules obtenues à l'étape b) avec des cellules tumorales, éliminer les cellules tumorales non fixées, et récupérer les cellules auxquelles les cellules tumorales se sont fixées ; ou d) déposer les cellules obtenues à l'étape b) sur un support solide et récupérer les cellules qui adhèrent le plus rapidement sur ledit support. 15 9. Cellule susceptible d'être obtenu par un procédé tel que défini dans la revendication 7 ou 8. 10. Utilisation de cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 20 ou 9, pour cribler des composés anti-tumoraux. 11. Procédé de criblage de composés anti-tumoraux, dans lequel : - on met en contact des cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 ou 9 avec des composés à cribler ; 25 on détermine la croissance cellulaire et la mort cellulaire des cellules mises en contacts avec les composés à cribler ; on sélectionne les composés induisant une diminution de la croissance cellulaire ou une augmentation de la mort cellulaire des cellules mises en contact par rapport à des cellules identiques qui n'ont pas été mises en 30 contact avec les composés à cribler. 12. Procédé de criblage de composés anti-tumoraux, dans lequel :on met en contact une co-culture de cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 et 9 et de cellules tumorales, avec des composés à cribler ; - on détermine la croissance cellulaire et la mort cellulaire des cellules tumorales de la co-culture mise en contact avec les composés à cribler ; - on sélectionne les composés induisant une diminution de la croissance cellulaire ou une augmentation de la mort cellulaire des cellules tumorales de la co-culture par rapport à des cellules tumorales en co-culture avec des cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 et 9 qui n'ont pas été mises en contact avec les composés à cribler. 13. Procédé de criblage de composés anti-tumoraux, dans lequel : on met en contact des composés à cribler, avec des cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 et 9 et des cellules tumorales ; on détermine la quantité de cellules tumorales ayant été fixées par les cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 et 9 ; -on sélectionne les composés induisant une diminution de la quantité de cellules tumorales ayant été fixées par les cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 et 9, par rapport à la quantité de cellules tumorales ayant été fixées par les cellules telles que définies dans l'une des revendications 1 à 6 et 9 en l'absence des composés à cribler. 14. Procédé in vitro de diagnostic d'un cancer, dans lequel on détermine la présence de cellules isolées telles que définie dans l'une des revendications 1 à 6 dans un échantillon provenant d'un tissu suspecté de contenir une tumeur, la présence desdites cellules isolées étant indicatrice de la présence d'une tumeur.