FR 2914316 A1 20081003 FR 0654911 A 20061115 Introduction La présente demande concerne des méthodes pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu à partir d'un échantillon d'acide nucléique. Elle concerne également une collection précise de marqueurs génétiques et des outils (amorces, sondes, puces, etc.) utilisables pour déterminer cette origine, ainsi que des kits et outils d'analyse. L'invention peut être utilisée dans des études de recherche (migrations et/ou de dispersion de populations), 15 20 25 Un test génétique pour déterminer les traits d'un individu a été proposé dans la demande WO2004/016768. Toutefois, ce test requiert l'analyse d'un très grand nombre de marqueurs 30 génétiques, à savoir 176 AIMs (Ancestry Informative Markers). D'autre part, ces marqueurs sont localisés de manière indifférente dans ou en dehors des régions codantes de gènes. L'analyse de séquences codantes pose des problèmes d'un point de vue réglementaire dans un certain nombre de pays comme la France. Ainsi, il n'existe aujourd'hui aucune méthode génétique simple permettant d'obtenir des informations sur l'origine ethnogéographique d'un individu Résumé de l'Invention La présente demande propose des méthodes et outils permettant de déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu. Plus particulièrement, la présente invention résulte de l'identification d'ensembles précis de marqueurs génétiques permettant de prédire l'appartenance d'un individu à un groupe ethnogéographique particulier. 10 Un premier objet de l'invention réside ainsi dans une méthode pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu, comprenant la détermination (in vitro ou ex vivo), dans un échantillon d'acide nucléique (e.g., d'ADN), provenant de l'individu, des allèles d'un ensemble 15 de polymorphismes de nucléotides (SNPs) localisés dans des régions non-codantes du génome, pour obtenir un ensemble d'allèles, cet ensemble d'allèles étant une indication du groupe ethnogéographique auquel l'individu appartient. Avantageusement, l'ensemble de SNPs comprend au moins 5 SNPs choisis parmi les SNPs 20 décrits dans le tableau 1, de préférence au moins 6, 7, 8, 9, 10, 15, 20, 25 ou 30 SNPs décrits dans le tableau 1. Dans un mode de mise en oeuvre particulier, l'ensemble de SNPs comprend au moins 9 SNPs choisis parmi les SNPs décrits dans le tableau 1. Des exemples d'ensembles de SNPs utilisables dans la présente invention sont décrits dans la suite du texte et dans la partie expérimentale. 25 Comme il sera décrit en détail dans la suite du texte, l'ensemble d'allèles déterminé à partir de l'échantillon d'ADN de l'individu est typiquement comparé à un ou plusieurs ensembles d'allèles de référence caractéristiques de groupes ethnogéographiques, permettant ainsi de calculer la probabilité d'appartenance de l'individu à l'un de ces groupes, par exemple par une méthode 30 Bayésienne. Avantageusement, les ensembles d'allèles de référence sont des ensembles caractéristiques des populations européenne, africaine saharienne, asiatique, nord-africaine et/ou indienne, cette liste n'étant pas exhaustive Dans des modes de réalisation préféré,5 les allèles sont déterminés par séquençage, hybridation sélective et/ou amplification sélective, et/ou l'échantillon d'acide nucléique provient d'un fluide ou tissu biologique de I'individu ; et/ou l'acide nucléique provenant de l'individu est amplifié préalablement. Un autre objet de la présente demande réside dans un kit utilisable pour la mise en oeuvre d'une méthode telle que définie ci-dessus, comprenant un ensemble de sondes nucléotidiques 10 spécifiques d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle, des SNPs de l'ensemble de SNPs et/ou un ensemble d'amorces nucléotidiques permettant une amplification spécifique d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle, des SNPs de l'ensemble de SNPs. Les sondes nucléotidiques sont avantageusement immobilisées sur un support. 15 Un autre objet de la présente demande réside dans un produit (ou un dispositif) comprenant un support sur lequel sont immobilisées des sondes nucléotidiques, lesdites sondes étant spécifiques d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle des SNPs de l'ensemble de SNPs défini ci-dessus. 20 L'invention concerne également l'utilisation d'un ensemble de sondes nucléotidiques spécifiques d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle des SNPs de l'ensemble de SNPs défini ci-dessus et/ou d'un ensemble d'amorces nucléotidiques permettant une amplification spécifique d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle, des SNPs de l'ensemble de SNPs défini ci-dessus, pour déterminer in vitro l'origine ethnogéographique d'un individu. 25 L'invention peut être utilisée à partir d'échantillons provenant de tout individu, de tout age ou origine, et peut être mise en oeuvre par exemple pour des études de migration et/ou de dispersion de populations. 30 Légende des Figures Figure 1. Fst inter-populations et global pour chaque marqueur. Figure 2. Fst global pour chaque marqueur par ordre croissant5 Figure 3. Assignement des échantillons d'Afrique subsaharienne, d'Asie de l'Est et d'Europe aux groupes génétiques déduits de l'analyse des 32 SNPs de l'étude (Groupes I à v) par calcul Bayésien. Chaque individu est représenté par une ligne verticale partitionnée en X segments qui représentent la fraction d'appartenance à chaque groupe génétique X. L'origine des individus est la suivante : 1 à 115 (Afrique subsaharienne) ; 116 à 231 (Asie de l'Est) et 232 à 348 (Europe). Figure 4. Inférence ethnogéographique réalisée sur les génotypes des 9 SNPs du groupe I (Fst supérieurs à 0.8) des individus d'Afrique subsaharienne (1 à 115), d'Asie de l'Est (116 à 231), d'Europe (232 à 348). Figure 5 Inférence ethnogéographique réalisée sur les génotypes des 32 SNPs de l'étude (Groupes I à v) des individus d'Afrique subsaharienne (1 à 115), d'Asie de l'Est (116 à 231), d'Europe (232 à 348), du nord de l'Afrique (349 à 463) avec 3 clusters génétiques (X=3). Figure 6 Inférence ethnogéographique réalisée sur les génotypes des 32 SNPs de l'étude (Groupes I à V) des individus d'Afrique subsaharienne (1 à 115), d'Asie de l'Est (116 à 231), d'Europe (232 à 348), du nord de l'Afrique (349 à 463) avec 4 clusters génétiques (X=4). Figure 7 Inférence ethnogéographique réalisée sur les génotypes des 32 SNPs de l'étude (Groupes I à v) des individus d'Afrique subsaharienne (1 à 115), d'Asie de l'Est (116 à 231), d'Europe (232 à 348), du nord de l'Afrique (349 à 463) et d'Inde (464 à 519) avec 5 clusters génétiques (X=5). Description Détaillée de l'Invention L'étude de la diversité humaine et de la structure des populations a fait l'objet de nombreux travaux de recherche durant ces dernières années. Lewontin5, un des pionniers de ces recherches, a mis en évidence en étudiant un grand nombre de marqueurs biochimiques de groupes sanguins sur différentes populations que 85.5% des variations étaient observées au sein même des populations alors que seulement 6.3% des différences étaient observées entre les populations. La conclusion était donc que la majorité des différences résidant au sein même des populations, la notion même de race n'avait aucune réalité du point de vue génétique. D'autres études sur la diversité ont ensuite été menées avec l'analyse de marqueurs ADN sur les autosomes (par distinction avec l'ADN mitochondrial et le chromosome Y) de type RFLP, STR et SNP6. La conclusion reste identique à celle de Lewontin : environ 83 à 88% des variations autosomales sont trouvés au sein des populations alors que 9 à 13% sont trouvés entre les groupes continentaux. Cette extrême similarité entre les populations humaines s'explique en grande partie par l'origine récente d'un ancêtre commun à toutes les populations en Afrique7'8. Après le séquençage du génome humain et en dépit de toutes les avancées réalisées dans le domaine biomédical, les facteurs génétiques à l'origine des maladies communes restent largement inconnus. Le projet international HapMap9,1o, lancé en 2002, s'est fixé pour objectif de cartographier l'ensemble des variations communes aux individus parmi les 3 milliards de paires de nucléotides composant le génome humain, et de définir la structure des blocs de liaison. Cette étude a été menée sur 270 ADN de 3 populations continentales différentes (Afrique, Asie et Europe) ce qui permet d'éviter de répertorier les polymorphismes rares. Un projet similaire au projet HapMap, réalisé par la société Perlegen, a permis de cartographier 1.586.383 SNPs répartis uniformément le long du génome chez 71 individus issus de 3 populations (Afrique, Asie et Europe)". Même si on sait que les variants qui sont proches physiquement sont souvent liés entre eux, le 20 phénomène de déséquilibre de liaison reste complexe et varie d'une région du génome à l'autre et aussi entre les populations 12. En ce qui concerne les études d'associations, leur succès réside dans l'estimation de la différence allélique de certains marqueurs entre une cohorte de patients atteints d'une maladie (les cas) et 25 des personnes saines (les témoins). La recherche de faibles effets génétiques peut ainsi se retrouver biaisée s'il existe une stratification entre les deux populations comparées13,14. L'étude de marqueurs présentant des spécificités populationnelles peut ainsi permettre de détecter d'éventuelles stratifications entre les deux cohortesls Une nouvelle méthodologie pour l'étude génétique de maladies complexes est la cartographie 30 par déséquilibre de liaison dans des populations mixtes (MALD)16'17 Le MALD est basé sur l'analyse de patients d'origine mixte tels que des africains américains ou des hispano américains. Le MALD doit s' avérer performant dans le cas des maladies plus fréquentes dans certaines populations18 (exemples : la sclérose multiple où le risque génétique est plus important chez les européens, le cancer de la prostate plus fréquent chez les africains). Dans cette perspective, de nombreuses équipes travaillent pour constituer une cartographie dense de marqueurs répartis le long du génome et présentant une grande différence entre les populations parentales19 Une mesure simple de la différentiation entre les populations est la statistique Fst (indice de fixation de Wright), qui mesure la fraction de la variation génétique totale due à des différences inter-populations. Le Fst est quantifié par la variation de la fréquence allélique sur les loci testés et sur un set de population. Sa valeur est comprise entre 0 (pas de différence génétique) et 1 (différence fixée entre les populations)20. Son calcul est un moyen de détecter d'éventuelles signatures de sélection naturelle qui engendrent alors une déviation systématique du Fst pour le gène soumis à la sélection et les marqueurs génétiques environnants2l'22'23. Le phénomène de sélection naturelle le plus illustre chez l'homme est celui s'exerçant sur le locus du groupe sanguin Duffy, formé de 3 allèles FY*B, FY*A et FY*024. Les 3 allèles présentent une très forte différentiation en fonction des régions géographiques considérées. Ainsi, la distribution de l'allèle silencieux (qui correspond à une absence de l'antigène Fy sur les globules rouges) est superposable aux zones endémiques de la malaria liée au Plasmodium vivax et est fixée chez les populations subsahariennes23'25'26. Ce phénotype silencieux est du à une transition au sein du promoteur du gène FY*B (Blood groupe duffy system [MIM 110700]). Un autre exemple de sélection est la capacité de digérer le lait à l'âge adulte (lactase persistance [MIM 223100]), caractéristique variable selon les populations associée chez les européens à deux polymorphismes situés très en amont du gène lactase. La fréquence allélique de ces SNPs est très variable entre les populations d'origine européennes et africaines/asiatiques27'28'29. L'étude du Fst de plus de 20.000 SNPs répartis dans le génome suggère qu'au moins 174 gènes seraient soumis à la sélection naturelle30. Récemment, Hinds et al. ont remis en question cette approche systématique sur le génome en soulignant que les forts Fst se localisent tout autant dans les régions géniques que non géniques et affectent de la même façon les SNPs codants non synonymes et synonymes" Les marqueurs génétiques idéaux pour distinguer deux populations sont donc ceux qui présentent la fixation d'un allèle dans une population et son absence dans l'autre. En réalité, de tels loci, dits privés, sont rares dans le g énomel0'11 Tout autant répartis dans les régions géniques que non géniques ou codantes et non codantes, ils ne semblent pas être les produits de la sélection naturelle. La présente demande résulte de l'identification de marqueurs génétiques précis et sélectionnés pour permettre la caractérisation de l'origine ethnogéographique des individus. Plus spécifiquement, l'invention montre que l'origine ethnogéographique d'individus peut être déterminée sur la base d'un nombre restreint de marqueurs génétiques localisés dans des régions non-codantes du génome. Ainsi, 32 SNPs ont été sélectionnés et testés sur un panel d'individus originaires de 5 populations (Europe, Asie, Afrique, Afrique du Nord et Inde). Le génotypage des SNPs a été réalisé par la technique de discrimination allélique qui combine l'amplification de la portion d'ADN portant le variant et la détection de ce variant à l'aide de 2 sondes spécifiques de l'un ou l'autre des allèles. Un panel d'une centaine d'ADNs par population a été testé pour chacun des individus tandis que la population d'Inde a été caractérisée sur 56 ADNs. Le génotypage de chacun de ces SNPs nous a permis de calculer la fréquence allélique de chaque SNP, et ce dans chacun des groupes. Ces SNPs présentent une fréquence très différente entre les ADNs de l'Afrique subsaharienne, de l'Asie, de l'Europe et de l'Afrique du Nord. Les marqueurs génétiques identifiés ne sont pas en corrélation directe avec un caractère phénotypique très distinctif entre les populations, comme l'est par exemple la couleur de la peau. En effet, ce caractère est lié à des forces de sélection extrêmement fortes ce qui implique qu'une même couleur de peau peut tout autant refléter une adaptation commune qu'une origine génétique commune. Ainsi même si les africains subsahariens, les populations tribales du sud de l'Inde et les aborigènes possèdent une pigmentation de peau similaire, ils ne présentent pas plus de similarité entre eux qu'avec d'autres populations31 De plus, les marqueurs génétiques identifiés sont localisés dans des régions non codantes du génome. Par ailleurs, les marqueurs utilisés sont préférentiellement localisés sur le plus de chromosomes possibles et, dans le cas où ils sont localisés sur le même chromosome, les plus distants possibles. Enfin, les marqueurs de l'invention sont de type SNPs, et sont principalement des transitions ou des transversions, ce qui facilite leur analyse. Les polymorphismes de nucléotides ( SNPs , Single Nucleotide Polymorphisms) constituent la forme la plus abondante de variation dans le génome humain et on estime que la population mondiale partage environ 10 millions de sites 30 (soit 1 variant tous les 300 bases)9. Ils correspondent au changement d'un seul nucléotide, par transition, transversion, insertion ou délétion, sur une séquence d'ADN. La liste des SNPs identifiés est décrite dans le tableau 1 avec, pour chaque SNP, les deux allèles rencontrés. Cette Iiste permet de définir des (sous-)ensembles de SNPs caractéristiques de l'origine ethnogéographique d'individus humains, comprenant au moins un, de préférence au moins 5 SNPs représentés dans le tableau 1. Il est entendu que ces ensembles de SNPs peuvent comprendre, en outre, des SNPs supplémentaires. Un premier objet de l'invention réside ainsi dans une méthode pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu, comprenant la détermination, dans un échantillon d'ADN provenant de l'individu, des allèles d'un ensemble précis de SNPs localisés dans des régions non-codantes du génome, ledit ensemble comprenant au moins 5 SNPs choisis parmi les SNPs décrits dans le tableau 1, de préférence au moins 6, 7, 8, 9, 10, 15, 20, 25 ou 30 SNPs décrits dans le tableau 1, pour obtenir un ensemble d'allèles, cet ensemble d'allèles étant une indication du groupe ethnogéographique auquel l'individu appartient. Dans un premier mode de mise en oeuvre particulier, l'ensemble de SNPs comprend la totalité des 32 SNPs mentionnés dans le Tableau 1, et la méthode comprend une détermination de chaque allèle desdits SNPs. Dans un autre mode de mise en oeuvre, l'ensemble de SNPs comprend au moins les 9 SNPs du groupe I tel que défini dans le Tableau 4, à savoir les SNPs Ml, M2, M5, M6, M7, M9, M15, M24 et M30. Un tel ensemble de SNPs permet de déterminer l'appartenance d'un individu au groupe africain, asiatique ou européen. Dans un autre mode de mise en oeuvre, l'ensemble de SNPs comprend au moins 5 SNPs parmi les SNPs M1, M2, M3, M4, M5, M6, M7, M8 et M9. Un tel ensemble de SNPs permet de déterminer l'appartenance d'un individu au groupe africain (voir Tableau 3 pour les allèles spécifiques). Dans un autre mode de mise en oeuvre, l'ensemble de SNPs comprend au moins les 5 SNPs M20, M21, M22, M23, M24, M25, M26, M27, M28, M29, M30, M31 et M32. Un tel ensemble de SNPs permet de déterminer l'appartenance d'un individu au groupe européen (voir Tableau 3 pour les allèles spécifiques). Dans un autre mode de mise en oeuvre, l'ensemble de SNPs comprend au moins 5 SNPs parmi les SNPs M10, M11, M12, M13, M14, M15, M16, M17, M18 et M19. Un tel ensemble de SNPs permet de déterminer l'appartenance d'un individu au groupe asiatique (voir Tableau 3 pour les allèles spécifiques). Des exemples de profils de référence caractéristiques de populations sont fournis dans le Tableau 10 5. II est entendu que l'ensemble de SNPs peut être complété par d'autres marqueurs ou SNPs, afin d'affiner d'avantage la méthode, si cela est utile. Néanmoins, les ensembles de marqueurs de l'invention peuvent permettre de déterminer l'origine ethnogéographique des individus avec une 15 fiabilité totale. La détermination de l'ensemble d'allèles peut être réalisée de manière simultanée, parallèle ou séquentielle. 20 Différentes techniques peuvent être utilisées pour déterminer des allèles d'un SNP dans un échantillon, comme par exemple l'hybridation spécifique d'allèles (5' nuclease assay, LightCycler, hybridation sur puces, etc.), l'extension d'amorces (miniséquençage, SNAPshot, pyroséquençage, extension spécifique d'allèles, spectrométrie de masse), la ligation spécifique d'oligonucléotides, le clivage invasif, le séquençage, l'hybridation sélective, l'utilisation de 25 supports revêtus d'oligonucléotides sondes, l'amplification d'acide nucléique, ou ligation-PCR ou par toute technique de biologie moléculaire utile pour le génotypage. Ces méthodes peuvent comprendre l'utilisation d'une sonde nucléique (par exemple un oligonucléotide) capable de détecter sélectivement ou spécifiquement un allèle du SNP dans l'échantillon. L'amplification peut être réalisée selon différentes méthodes connues en soi de l'homme du métier, telles que la 30 PCR, la LCR, l'amplification par déplacement de brin (SDA), l'emploi d'oligonucléotides spécifiques d'allèles (ASO), l'amplification spécifique d'allèle, le Southern blot, l'analyse conformationnelle SSCA, l'électrophorèse, etc. Plusieurs méthodes de détection peuvent être utilisées pour analyser les produits de chaque type de réaction : fluorescence, luminescence, mesure de taille, mesure de masse, etc.). Par ailleurs, la réaction peut être réalisée en solution ou sur un support solide. Selon un mode préféré de mise en oeuvre, la méthode comprend la détection de la présence ou de l'absence d'un allèle par hybridation sélective et/ou par amplification sélective. L'hybridation sélective est typiquement réalisée en utilisant des sondes nucléiques, de préférence immobilisées sur un support, tel qu'un support solide ou semi-solide présentant au moins une surface, plane ou non, permettant l'immobilisation de sondes nucléiques. De tels supports sont par exemple une lame, bille, membrane, filtre, colonne, plaque, etc. Ils peuvent être réalisés en tout matériau compatible, comme notamment du verre, silice, plastique, fibre, métal, polymère, etc. Les sondes nucléiques peuvent être tout acide nucléique (ADN, ARN, PNA, etc.), de préférence simple-brin, comprenant une séquence spécifique d'un allèle d'un SNP. Les sondes comprennent typiquement de 5 à 300 bases, de préférence de 8 à 150, plus préférentiellement moins de 100, et encore plus préférentiellement moins de 60, 50, 40 ou 30 bases. Les sondes peuvent être des oligonucléotides synthétiques, produits sur la base des séquences des allèles à détecter, selon des techniques de synthèse classique. De tels oligonucléotides comportent typiquement de 10 à 50 bases, de préférence de 20 à 40, par exemple 25 bases environ. Dans un mode particulier de mise en oeuvre, on utilise plusieurs oligonucléotides (ou sondes) différents pour détecter un allèle d'intérêt. Il peut s'agir notamment d'oligonueléotides spécifiques centrés différemment sur le SNP à analyser. Dans un autre mode de réalisation, on peut utiliser, pour analyser chaque SNP bi-allélique, un couple de sonde dont un membre est parfaitement apparié à l'un des allèles et dont l'autre membre est parfaitement apparié à l'autre allèle. Bien entendu, il est possible de combiner ces deux modes de réalisation. Des exemples spécifiques de sondes utilisables pour la mise en oeuvre de l'invention sont décrits dans le tableau 2. Les sondes peuvent être synthétisées préalablement puis déposées sur le support, ou synthétisées directement in situ, sur le support, selon des méthodes connues en soi de l'homme du métier. Les sondes peuvent également être fabriquées par des techniques génétiques, par exemple par amplification, recombinaison, ligation, etc. Les sondes ainsi définies constituent un autre objet de la présente demande, ainsi que leurs utilisations (essentiellement in vitro) pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu. L'hybridation peut être réalisée dans des conditions classiques, connues de l'homme du métier et ajustables par celui-ci (voir par exemple Sambrook et al, (1989) Molecular Cloning, Cold Spring Harbor Laboratory Press). En particulier, l'hybridation peut être réalisée dans des conditions de stringence élevée, moyenne ou faible, selon le niveau de sensibilité recherché, la quantité de matériel disponible, etc. Par exemple, des conditions appropriées d'hybridation incluent une température comprise entre 55 et 65 C pendant 2 à 18 heures. Après l'hybridation, différents lavages peuvent être réalisés pour éliminer les molécules non-hybridées, typiquement dans des tampons SSC comprenant du SDS, tels que un tampon comprenant 0,1 à 10 X SSC et 0,5-0,01% SDS. L'amplification sélective est de préférence réalisée en utilisant une amorce ou une paire d'amorces permettant l'amplification d'une région de l'acide nucléique portant le SNP à analyser. L'amorce peut être spécifique d'une séquence du SNP ou d'une région flanquant la séquence du SNP dans un acide nucléique de l'échantillon. L'amorce comprend typiquement un acide nucléique simple-brin, d'une longueur comprise avantageusement entre 5 et 50 bases, de préférence entre 5 et 30. Des exemples spécifiques d'amorces utilisables pour la mise en oeuvre de l'invention sont décrits dans le tableau 2. De telles amorces constituent un autre objet de la présente demande, ainsi que leur utilisation (essentiellement in vitro) pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu. A cet égard, un autre objet de l'invention réside dans l'utilisation (in vitro) d'une amorce nucléotidique permettant l'amplification d'un SNP tel que défini ci-dessus pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu. Un autre objet particulier de l'invention réside dans l'utilisation (in vitro) d'un ensemble d'amorces nucléotidiques permettant l'amplification d'un ensemble de SNPs tels que définis ci- dessus, pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individuLa méthode de l'invention peut être réalisée à partir de tout échantillon comportant des acides nucléiques. On peut citer avantageusement un échantillon de tissu (os, muscle) ou fluide biologique comportant des acides nucléiques, typiquement un échantillon de sang, sperme, salive, urine, selles, poil, peau, etc. La méthode peut en outre être pratiquée à partir d'acide nucléique partiellement endommagé, dégradé et/ou en très faibles quantités. L'échantillon peut être obtenu par toute technique connue en soi, par exemple par prélèvement, par des techniques non invasives, à partir de collections ou banques d'échantillons. L'échantillon peut par ailleurs être pré-traité pour faciliter l'accessibilité des acides nucléiques, par exemple par lyse (mécanique, chimique, enzymatique, etc.), purification, centrifugation, séparation, dilution, etc. L'échantillon peut également être marqué, pour faciliter la détermination de la présence des acides nucléiques (marquage fluorescent, radioactif, luminescent, chimique, enzymatique, etc.). Par ailleurs, Ies acides nucléiques de l'échantillon peuvent être amplifiés préalablement à l'étape d'analyse des SNPs. Selon un exemple particulier de mise en oeuvre de l'invention, on prélève un échantillon de l'individu. L'échantillon est éventuellement traité de manière à rendre les acides nucléiques plus accessibles et/ou pour amplifier les acides nucléiques (ou une fraction de ceux-ci). Les acides nucléiques sont ensuite mis en contact avec des sondes nucléiques telles que définies ci-avant (éventuellement immobilisées sur un support) et le profil d'hybridation obtenu est déterminé, permettant de déterminer ou de prévoir le groupe ethnogéographique d'appartenance de l'individu. En variante, les acides nucléiques sont mis en contact avec des amorces nucléiques telles que définies ci-avant et le produit d'amplification est analysé, permettant de déterminer ou de prévoir le groupe ethnogéographique d'appartenance de l'individu. Un autre objet de la présente demande réside dans un kit utilisable pour la mise en oeuvre d'une méthode telle que définie ci-dessus, comprenant un ensemble de sondes nucléotidiques spécifiques d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle, des SNPs d'un ensemble de SNPs tel que défini ci-dessus et/ou un ensemble d'amorces nucléotidiques permettant une amplification spécifique de chaque SNP d'un ensemble de SNPs tel que défini ci-dessus. Les sondes nucléotidiques sont avantageusement immobilisées sur un support. Le terme "spécifique", lorsqu'il se rapporte à une hybridation ou à une amplification, désigne le fait que l'hybridation ou l'amplification permet de discriminer, selon les conditions mises en oeuvre, entre deux allèles d'un SNP. Ainsi, une sonde spécifique d'un allèle s'hybride, dans des conditions appropriées, uniquement à cet allèle. De même, une amorce spécifique d'un allèle permet, dans des conditions appropriées, l'amplification uniquement de cet allèle. Un autre objet de la présente demande réside dans un produit (ou un dispositif) comprenant un support sur lequel sont immobilisées des sondes nucléotidiques, lesdites sondes étant spécifiques d'un allèle au moins, depréférence de chaque allèle des SNPs d'un ensemble de SNPs défini ci-dessus. Le support peut être tout support solide ou semi-solide présentant au moins une surface, plane ou non, permettant l'immobilisation d'acides nucléiques ou de polypeptides. De tels supports sont par exemple une lame, bille, membrane, filtre, colonne, plaque, etc. Ils peuvent être réalisés en tout matériau compatible, comme notamment du verre, silice, plastique, fibre, métal, polymère, polystyrène, téflon, etc. Les réactifs peuvent être immobilisés sur la surface du support par des techniques connues, ou, dans le cas des acides nucléiques, synthétisés directement in situ sur le support. Des techniques d'immobilisation incluent l'adsorption passive 321a liaison covalente. Des techniques sont décrites par exemple dans WO90/03382, WO99/46403. Les sondes immobilisées sur le support peuvent être ordonnées selon un schéma pré-établi, pour faciliter la détection et l'identification des complexes formés, et selon une densité variable et adaptable. L'invention est utilisable pour déterminer la probabilité d'appartenance de tout individu à tout groupe ethnogéographique, tel que par exemple les populations européenne, africaine saharienne, asiatique, nord-africaine et/ou indienne, cette liste n'étant pas exhaustive. D'autres aspects et avantages de la présente invention apparaîtront à la lecture des exemples qui suivent, qui doivent être considérés comme illustratifs et non limitatifs. EXEMPLES 1. Matériels et Méthodes 1.1. Sélection des marqueurs 30 Une étude exhaustive de chaque chromosome a été menée sur la base de données de SNPs (dbSNP) du National Center for Biotechnology Information (NCBI), en recherchant parmi les SNPs génotypés sur les 3 populations d'Asie de l'Est, d'Europe et d'Afrique ceux qui présentaient le plus de différence entre les fréquences alléliques. Cela a abouti à la sélection d'une centaine de SNPs répartis dans le génome. Parmi ces SNPs, les 32 présentant le plus fort pouvoir discriminant ont été retenus. La séquence complète des 32 SNPs est présentée dans le Tableau 1. Les marqueurs génétiques sélectionnés sont tous de type SNPs et sont des transitions ou des transversions. tous les marqueurs ont été choisis dans des régions non codantes du génome. Par ailleurs, on s'est efforcés de choisir les marqueurs sur le plus de chromosomes possibles et, dans le cas où ils sont localisés sur le même chromosome, les plus distants possibles pour un groupe de marqueur donné. Les SNPs de notre étude ont été sélectionnés sur la base de leur fréquence allélique discriminante entre les 3 populations continentales d'Afrique, d'Asie et d'Europe. Parmi les 32 SNPs sélectionnés, seuls les SNPs associés aux gènes GUCY2D19, FY33 et LAC28 (respectivement M31, M9, M32) ont été décrits dans la littérature comme présentant une discrimination allélique possible entre des populations. Toutefois, aucun ensemble de SNPs selon l'invention n'a été décrit antérieurement, permettant de renseigner de manière fiable sur l'appartenance ethnogéographique d'individus. Le tableau 3 présente la répartition des allèles de chaque marqueur parmi les différentes 25 populations. On peut distinguer 3 groupes : SNPs permettant de distinguer les africains des européens ET des asiatiques : groupe M1 à M9 SNPs permettant de distinguer les asiatiques des européens ET des africains : groupe M10 à M19 30 SNPs permettant de distinguer les européens des africains ET des asiatiques : groupe M20 à M32 Nous avons privilégié les marqueurs présentant des différences alléliques maximales entre les populations puisque, pour des marqueurs bialléliques tels que les SNPs, on peut considérer que l'informativité sera maximale si l'un des allèles est limité à une seule population. .2. Echantillons d'ADN La validation des marqueurs a été réalisée en deux étapes. Tout d'abord, un criblage de première intention sur 24 ADN de 3 origines continentales différentes (Afrique subsaharienne, Asie de l'Est et Europe : plaque dite de préscreening) a permis de sélectionner les marqueurs présentant la fréquence allélique la plus discriminante entre ces trois groupes. Les marqueurs génétiques retenus pour l'étude ont ensuite été testés sur un panel de 92 individus par population. En plus de valider nos marqueurs sur les 3 populations citées ci-dessus, nous avons testé les 10 ADN de 112 individus nord africains et 56 indiens. Tous ces individus sont issus de grands-parents originaires de la zone géographique d'intérêt. Les ADN ont été extraits à partir du sang de donneur à l'aide du kit Nucleon Bac2 (Amersham) et quantifiés par le kit Quantifier (Applied Biosystems). 1.3. Validation des marqueurs par Taqman Les amorces et les sondes Taqman de l'ensemble des marqueurs ont été synthétisées à façon (Custom TaqMan SNP Genotyping Assays, Applied Biosystems, Tableau 2) à l'exception des 20 marqueurs GUCY2D et FY nul pour lesquels on a exploité des tests commercialisés TaqMan SNP Genotyping Assays (respectivement C_11951988_20, C_15769614_10, C_3211308_20, Applied Biosystems). Pour chacun des tests, une PCR de discrimination allélique a été réalisée dans un volume réactionnel de 11 l en présence de 5 ng d'ADN, 5.5 gl de Taqman Master Mix (Applied 25 Bioystems) et soit 0.275 de 40X de Custom TaqMan SNP Genotyping Assays, soit 0.55 l de 20X de TaqMan SNP Genotyping Assays. Après amplification sur thermocycleur 7500 (15 min à 95 suivi de 40 cycles de 15 sec à 92 et 1 min à 60 ) la plaque est lue en point final, et l'ensemble des données est interprété à l'aide du logiciel Sequence Detection System 1.2 (SDS 1.2, Applied Biosystems). 30 Les données génotypiques pour l'ensemble des SNPs testés sont exprimées de la façon suivante : 11 (homozygote allèle 1), 12 (hétérozygote) et 22 (homozygote allèle 2). 15 15 1.4. Estimation des Fst et analyse de l'inférence ethnogéographique : La différentiation des populations pour chacun des loci a été estimée à l'aide de l'indice de fixation Fst de Wright calculé suivant les formules de Weir et Cokerham 34,35Un logiciel, basé sur des calculs Bayésiens, permet de calculer l'inférence des individus à un groupe ethnogéographique Ce programme utilise les données génotypiques de plusieurs loci indépendants pour rechercher la structure des populations. Pour chaque individu, le logiciel estime la proportion d'appartenance par rapport à chaque population soumise au calcul. 2. Résultats 2.1. Distribution des Fst Après la compilation de l'ensemble des génotypes obtenus en Taqman, la proportion de la variation attribuée aux différences entre populations (Fst) a été calculée pour chaque paire de population et pour chaque locus (Figure 1), une forte valeur de Fst reflète le fait qu'une population montre une grande différence de fréquence allélique par rapport à l'autre ou aux deux autres (Fst global). La différentiation entre les populations d'Europe et d'Asie de l'Est, reflétée par le Fst Europe Asie, est obtenue avec les marqueurs M10 à M32 tandis que les loci M1 à M9 restent monomorphes chez ces deux populations (Fst proche ou égal à 0). Les loci discriminants ont un Fst interpopulation supérieur à 0.4 mis à part les marqueurs M17 et M22. L'Europe se différencie très significativement de l'Afrique par les marqueurs Ml à M9 et M20 à M32, avec des Fst supérieurs à 0.5 (sauf pour les loci M20 à M23) et ce sont cette fois les 25 marqueurs M10 à m19 qui présentent une différentiation très faible. Les marqueurs Ml à M19 permettent de distinguer l'Afrique de l'Asie alors que des valeurs proches de zéro sont observés pour les locus M20 à M32. En ce qui concerne le Fst global, c'est incontestablement les marqueurs M1 à M9 qui présentent 30 le plus fort Fst, supérieur à 0.70, ce qui met en évidence que pour ces marqueurs une très faible part de la variance observée (inférieure à 30%) est due à des différences à l'intérieur des populations. Les marqueurs M10 à M32 présentent globalement un Fst compris entre 0.41 et 0.92. En revanche, certaines valeurs de Fst indiquent une diversification faible pour les marqueurs M17, M21, M22 (Fst de 0.23 à 0.37). Une hiérarchisation de l'informativité des marqueurs peut être établie d'après les valeurs de Fst (Figure 2). Parmi les cinq groupes de marqueurs (Tableau 4), le groupe I rassemble les SNPs les plus informatifs dont les Fst sont supérieurs à 0.80. On peut noter qu'il s'agit principalement des marqueurs discriminant l'Afrique de l'Europe et de l'Asie. Les groupes II à IV comprennent les marqueurs dont les Fst sont compris entre 0.40 et 0.80. Les marqueurs M17, M21 et M22 du groupe V sont les moins discriminants avec des Fst inférieures à 0.4. 2.2. Inférence de l'origine ethnogéographique 2.2.1. Inférence avec les 32 marqueurs des groupes I à v L'ensemble des génotypes des 32 marqueurs sur les ADN d'Afrique (n=115, ADN 1 à 115), d'Asie (n=116, ADN 116 à 231) et d'Europe (n=117, ADN 232 à 348) ont été soumis au logiciel de calcul Baysésien en s'affranchissant du label de la population. . L'assignement de chacun des ADN d'origine différente aux groupes génétiques est illustré par la figure 3. Les 3 clusters génétiques définis par l'algorithme séparent les 3 populations d'Afrique subsaharienne, d'Asie de l'Est et d'Europe sans ambiguïté. Il apparaît donc que l'assignation et la clusterisation basés sur l'analyse des 32 SNPs sélectionnés, sont en parfait accord avec l'origine ethnogéographique des individus. La fiabilité du test pour des échantillons d'Afrique subsaharienne, d'Asie de l'Est et d'Europe est absolue puisque tous les échantillons soumis sont correctement assignés. 2.2.2.Inférence avec les 9 marqueurs du groupe I Nous avons ensuite testé si les marqueurs du groupe I qui présentent la plus forte informativité étaient suffisants pour déterminer les origines ethnogéographiques dans le calcul Bayésien (Figure 4). La soumission des seuls génotypes des marqueurs M1, M2, M5, M6, M7, M9, M15, M24, M30 suffit pour distinguer 3 clusters génétiques au sein des 3 populations d'origine différente. Les échantillons sont tous correctement assignés, même si le calcul avec les seuls 9 SNPs du groupe I fait apparaître une légère proportion d'admixture, notamment chez les asiatiques, non observée avec les 32 marqueurs. Les 9 marqueurs du groupe I sont donc suffisants pour distinguer les 3 clusters génétiques présents au sein des populations d'Afrique, d'Asie et d'Europe. L'utilisation des 32 marqueurs mi à M32 permet d'affiner les proportions d'appartenance de chaque individu. Ceci est lié au fait que, parmi les 9 marqueurs, un seul permet la discrimination Asie versus Afrique/Europe (M15) et deux différentient l'Europe de l'Asie et de l'Afrique (M24 et M30). La détermination de l'origine ethnogéographique des individus avec seulement 9 marqueurs est donc parfaitement fiable mais au niveau individuel la proportion d'appartenance au groupe d'origine avec l'ensemble des marqueurs est meilleure. 2.3. Inférence de l'origine ethnogéographique de populations intermédiaires Après avoir validé notre test sur les 3 populations continentales d'Afrique, d'Asie et d'Europe, nous avons cherché à déterminer les origines ethnogéographiques de deux populations 15 intermédiaires en choisissant des individus d'Afrique du Nord (n=115) et d'Inde (n=56). Les génotypes obtenus pour la population nord africaine ont été intégrés à ceux des 348 ADN d'Afrique, d'Asie et d'Europe et soumis au calcul Bayésien (Figures 5 et 6). Si on considère 3 groupes génétiques (Figure 5), l'algorithme Bayésien sépare les populations 20 d'Afrique, d'Asie et d'Europe tandis que la population nord africaine se présente comme un mélange des 3 groupes précédents avec une très forte prédominance du groupe Europe. Certains individus présentent toutefois une très forte appartenance au cluster génétique africain (N 367-389-423-448-454). Si cette fois on considère 4 groupes génétiques (figure 6), la population d'Afrique du Nord 25 apparaît alors comme un groupe génétique à part entière, distinct des 3 autres. En moyenne, 81.2% du pool génétique de la population nord africaine appartient à ce quatrième cluster, ce qui souligne l'entité de ce groupe. Il est intéressant de noter que ce quatrième groupe est issu d'une séparation du groupe Europe et que les individus qui présentaient de forts mélanges avec l'Afrique conservent globalement les mêmes proportions d'admixture (N 367-389-423-454). En 30 dépit de ce quatrième cluster, certains individus présentent tout de même une forte plus forte appartenance à l'Europe (N 401-408-424-446). De même une certaine proportion de métissage avec le quatrième cluster, inhérent à la forte similitude entre certains génotypes nord africains et européens, apparaît chez certains individus européens (N 401-408-424-446).10 L'inclusion des échantillons d'Inde aux 4 populations précédentes conduit à une simulation sur 519 échantillons (Figure 7) et conduit à un nouveau cluster génétique qui définit la population originaire d'Inde. Tout comme pour l'Afrique du Nord, la composante européenne est très importante chez certains individus (N 466-475). Il apparaît très clairement sur la figure 7 que parmi les individus du nord de l'Afrique et d'Inde, qui restent caractérisés par un cluster génétique qui leur est propre, nombreux sont ceux qui ont un pourcentage d'appartenance très élevé aux trois autres groupes. Ceci représente un contraste très fort avec les individus subsahariens, asiatiques et européens. 3. Discussion Nous avons montré par l'analyse de 32 SNPs sur une collection d'ADN d'Afrique subsaharienne, d'Asie de l'Est et d'Europe que les données génétiques permettent d'assigner avec une fiabilité totale les échantillons à des groupes correspondants aux zones continentales majeures. Des études antérieures avaient montré qu'un minimum de 60 séquences Alu ou microsatellites 36 ou encore très récemment de 10 SNPs 37 étaient nécessaires au bon assignement des échantillons. Dans notre cas, l'utilisation des 9 marqueurs qui présentent les valeurs de Fst les plus élevées suffit pour déterminer l'origine ethnogéographique des individus. De plus, le nombre total de marqueurs reste très modeste et facile à mettre en oeuvre du point de vue technique. De plus, il apparaît que même si les marqueurs de l'invention ont été sélectionnés pour leurs fréquences alléliques discriminantes entre les populations d'Afrique, d'Asie et d'Europe, ils permettent aussi de distinguer les populations du nord Afrique et de l'Inde. Ces deux dernières populations apparaissent comme des intermédiaires avec les populations Asie et Europe du fait des marqueurs choisis et des histoires respectives de peuplement. Dans le cas d'une analyse comprenant 3 groupes génétiques, l'Afrique du Nord est assignée majoritairement à l'Europe tandis que l'Inde est incluse dans le cluster Asie. 20 Tableau 1. Liste des SNPs Réf SNP ID: rs2814778 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/G Type de molécule: Génomique GGCTGTCAGCGCCTGTGCTTCCAAG[A/G]TAAGAGCCAAGGACTAATGAGGGCC Réf SNP ID: rs2816 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule: Génomique ACACTGCATTGCTGGGCTGTGTTCC[C/T]CGGGCTCTTCTGGACCTTGCACCGT Réf SNP ID: rs182549 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule: Génomique actgggacaaaggtgtgagccaccg[C/T] gcccagctGAGAATGCTGTTTTTAA Réf SNP ID: rs2335853 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/G Type de molécule: Génomique 15 CTCGTTAATGGGTACTCAGTGAATC[A/G]CAAACTCTTAAGGATAGAAAGGGGT Réf SNP ID: rs2495813 Allèle Organisme: humain (Homo sapions) Allèles: C/T Type de molécule Génomique ACATTTCTTGTACTCAGGGCTGGTG[C/T]TATGGGAGAGCTGGAGGTTGCTGTC 20 15 21 Réf SNP ID: rs857455 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/G Type de molécule Génomique aaaatctttgtgaaagtttctctgt[A/G]tggagataaaaagatggtacccgtg Réf SNP ID: rs7326934 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/G Type de molécule Génomique GTGATTTCAAGCATCCTGATTTACA[C/G] TTGCTCACTCAGCCACTCAGAGATG Réf SNP ID: rs17031237 Organisme: humain (Homo sapiens) Type de molécule Génomique GCGAGCACCAGAAATGACAGGCTCA[C/G]TGGGGACACGGCAGATAGGTCCCCG Réf SNP ID: rs8079412 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: An' Type de molécule Génomique TGATTATTTCCATTTCACTGATGAG[A;T] TATACAGTCCCAGGAAGGGCAGGTG Réf SNP ID: rs17092950 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/G Type de molécule Génomique AGCTCACTAGACTACAGGTAAGGAG[C/G]AGACAGACAGTAAACAAATCATGGA Réf SNP ID: rs12261591 Organisme: humain (Homo sapiens) Type de molécule Génomique Allèle Allèles: C/G Allèle Allèles: C/T 15 22 CTAGGGCAAATGAAAGAGGGAAACA[C/T]GGATGGCATGGATGCTTTCAGAAGA Réf SNP ID: rs522153 Organisme: humain (Homo sapions) Type de molécule Génomique AGTGACAGATAAAGTGAAGGGCAAT[AIG] ATTTCTGACATTTGCTGCCAGGATC Réf SNP ID: rs4427950 Allèle Organisme: humain (Homo sapions) Allèles: C/T Type de molécule Génomique TGCTGTGTGTTACAATAGCCCTACA[C/T]AGGCTTTGGAAACAATAACACAACC Réf SNP ID: rs2007542 Allèle Organisme: humain (Homo sapions) Allèles: C/T Type de molécule Génomique CTCAACAGGGGTTCTGATGATTTGC[CIT] ATctgcagttatctggagacttgag Réf SNP ID: rs1389600 Allèle Organisme: humain (Homo sapions) Allèles: G/T Type de molécule Génomique TTAGTAAGGTGGAAGAAGACCCTAT[G/T]CAATGGGTGGCACTATCTCCATATT Réf SNP ID: rs12594144 Allèle Organisme: humain (Homo sapions) Allèles: A/C Type de molécule Génomique CAGTCTGGGTCCTAATTGTTTGTGA[A/C] TCTTTTTCAGGGTGGGAGCAGGGTG Réf SNP ID: rs4830702 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/G Allèle Allèles: A/G 15 23 Type de molécule Génomique GTGAGGGGAGAGCTGCTTCAGACGA[A/G]GGTGAGGAGTGACATGGACAGTGTG Réf SNP ID: rs10918999 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule Génomique TTTGATTGGATTTCCATTTTCAGGG[CT]ATAATCCATTTTCAAGATGTATCAA Réf SNP ID: rs16867765 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: NT Type de molécule Génomique TCAAGATCTGTCACGGGAAGAATTT[A/T] AAAAAACTGGCGGCTAAGCAGAATG Réf SNP ID: rs16938528 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/G Type de molécule Génomique GTTTCACATTAGCGATAACGAGAGA[A/G]CTGGTGAGATCTTCTTCCCAGAATG Réf SNP ID: rs10842028 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule Génomique CACTCTCACCTTGGTTAGGCCTGTG[C/T] GTCTCTCATAGATCCTTGTTACAGC Réf SNP ID: rs4414866 Organisme: humain (Homo sapiens) Type de molécule Génomique ACTTTGTATTGTTTTCTCCCAG[C/T]GATGCAAATTATATTAAATATAATA Allèle Allèles: C/T 10 15 24 Réf SNP ID: rs1297321 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/G Type de molécule Génomique CTGAAACCATCAGATAACACAAATC[A/G]TGATGGCTAAAATACATTGTTGAAC Réf SNP ID: rs7161203 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/C Type de molécule Génomique TATCTAGCTTAGAACATCCCTAAGA[A/C] GTCAGTTGTTCATATTTTGACAGCA Réf SNP ID: rs1441098 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/T Type de molécule Génomique CGCTTGCCAAGAGTGTGGAATCTCA[A/T]TTCTTCCCACCTTCCTACCATCTTT Réf SNP ID: rs35397 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: G/T Type de molécule Génomique TCAGTGTCTTCACAGCTGCAACTTA[G/T] GTAAGTGGAGGTTAAGAGGCTCAGA Réf SNP ID: rs10189663 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: A/T Type de molécule Génomique TTCTTCTTCCATAAAATGCACCACC[A/T]TGGACAGTCAAAAGAAGTAATTTAA Réf SNP ID: rs260692 Allèle 15 25 Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule Génomique AATGTTTGGAAATAATTCCACAAAC[C/TJGTGTAGCATGACAAAAACATACTTA Réf SNP ID: rs7866023 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule Génomique GGAGTAGAAACTACTCTCTGCAGCA[C/T] GTACTTTCATTTTATACCCTACCAG Réf SNP ID: rs5981317 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Allèles: C/T Type de molécule Génomique TTACGCACTGCCTAGAGTACAGCTA[C!T]GAAGACAATTTTCTAATTCACAGAA Réf SNP ID: rs973649 Allèle Organisme: humain (Homo sapiens) Type de molécule Génomique tatagcacacagcgctcaaaagata[C T ctgtGagccaggtgtgctggccctg Réf SNP ID: rs2413887 Organisme: humain (Homo sapiens) Type de molécule Génomique GAATCAGTTTTATAACTGGGGACTT[C/r]TGTTTTTAATAATATTTTGTTATTA Allèles: C/T Allèle Allèles: C/T 20 Tableau 2. Liste des amorces et des sondes utilisées dans les assays Taqman synthétisés à façon. Séquence Amorce Sens (Forward) Séquence Amorce Reverse Sonde allèle 1 Sonde allèle 2 M1 ACCCCAACCCCTTTCTATCCTTAA CCCAGAAGTGGCTCGTTAATGG TCAGTGAATCACAAACT TCAGTGAATCGCAAACT M2 GGCTGCTACCAGGAAATTTCG CTGCATGGTCTCATAGGTGACA CTCTCCCATAGCACCAG CTCTCCCATAACACCAG M3 AGTTCAAATCTTTTCACGGGTACCA AACTTGTTTGATGAGTTTTGCCTTGT AAAGTTTCTCTGTATGGAGATA TTTCTCTGTGTGGAGATA M4 TGGCGGAAAGAGGTGTTTATTAGG CAAAATCATCTCTGAGTGGCTGAGT CCTGATTTACAGTTGCTC CCTGATTTACACTTGCTC M5 GGACTGTGATGCCCCAACA CCCACCGTGTGCACATG CCCCAGTGAGCCTG CCCCACTGAGCCTG M8 CTTTGAGCCCATTTTGTCTTGTGA GGTTATTCACCTGCCCTTCCT ATTTCACTGATGAGTTATACA TTCACTGATGAGATATACA M7 ACTGTGAGAGCTCACTAGACTACAG AGCTCTCATCACCTCTAGTTTCCAT CTGTCTGTCTGCTCCTTA CTGTCTGTCTCCTCCTTA MB GCTGTGACTAGGGCAAATGAAAGA TCCATGTCTCTTCTTCCAGTTTCAAAA CCATCCGTGTTTCC CCATCCATGTTTCC M10 CAGCATTGGCCTAGACTAAGTCA CACTACAGTAAAGTGTCAGTOACAGA ATGTOAGAAATCATTGCC AATGTCAGAAATTATrGCC Mil CATCTCTGCTGTGTGTTACAATAGC TGGCAGGGTGTGAAATACAQATTG TTTCCAAAGCCTGTGTAGG TTTCCAAAGCCTATGTAGG M12 CCAGTCTCACTCAAGTCTCCAGAT CTTCCTCTGGGTGTCTCAACAG AACTGCAGATAGCAAAT CTGCAGATGGCAAAT M13 CATCATTGAAAATATGGAGATAGTGCCAC CCAACTCAGCTATAGGGTGGTTAGT AAGAAGACCCTATTCAATGG AAGACCCTATGCAATOG M14 CCTACAAGACCCTCTCCTACAAGAC GGACCCATGGTCATTCCATAACC AATTGrTTGTGACTCTTTT TTGTTTGTGAATCTTTT M15 GGGCTQGCGGTGAGG GGTCAOACTGTCCATGTCACT TTCAGACGAGGGTGAG CTTCAGACGAAGGTGAG M18 TCTATGTTTGGAGCATGAGGAAGTTC TCCCTATTGCAAAGTTGATACATCTTGA CATTTTCAGGGTATAATC TTCAGGGCATAATC MIT TCCCTAGAAAATCACTCAAQATCTGTCA AAAAGAGTTTTTCACATTCTGCTTAGCC CAGTTTTTTAAAATTCT CCAGi 11111 IAAATTCT MIB TTCCACAAGTGACGGATGTTTCA GACAGGTTTGCACTTCTCATTACAA ATAACOAGAGAACTGGTG ACGAOAGAOCTGGTG M19 CTGACACTCTCACCTTGGTTAGG GTGCCAGTGGCTGTAACAAG ATCTATGAGAGACGCACAGG TCTATGAGAGACACACAGG M20 GAAGTTTGGAATGACTAAATTCAATTTCTCTGA AGATACAAGTGTT7TATAGACAATAACTTTGTAAGCTATTAT ATAATTTGCATCGCTGGGAG ATAATTTGCATCACTGGGAG M21 CTGGAAGTATAGTTTCAGTAACTCTGAAACC AATCACAATAACTTAAAATATATTCGTOTTCAACAATGT ATAACACAAATCATGATGGC CACAAATCGTGATGGC M22 ACTATACTGACTAGTGTACTATGAAGTATCTAGCT TCTCTCTACATTTGCTTTGCTGTCAA AACATCCCTAAGACGTCAGT ACATCCCTAAGAAGTCAGT M23 GGCAAAGGATAGAAAGATGGTAGGAA CCTCACGCTTGCCAAGAGT TGGAATCTCATTTCTTCCCA TGGAATCTCAATTCTTCCCA M24 AATCCCTTTGTTCAGTGTCTTCACA GCCAGCTTTTCTGAGCCTCTTAA CTCCACTTACCTAAGTTG TCCACTTACATAAGTTG M25 CAGGGCCTTCTTCTTCTTCCATAAA TOTTGAGTTTTCATGIiIi i IGAAMAAGTGG ACTGTCCAAGGTGGTG ACTGTCCATGGTGGTG M28 GCCACAGACCCCAAATGTITG TGAACTGTTCCTTATTCCAGACGTG ATGCTACACGGTTTGT ATGCTACACAGTTTGT M27 ATCAGCAAGGGAGGAGTAQAAACTA GTAAAGGAATTGCGAGAACCTGGTA TATAAAATGAAAGTACGTGCTGC AAATGAAAGTACATGCTGC M28 CCACTTTACOCACTGCCTAGA CCTCCTTCTTTTCCATTATATCCTTTTTCTTTC AGAAAATTGTCTTCGTAGCTG AAAATTGTCTTCATAGCTG M29 CACCTTAGTCTCCCAAGAAGCT CCAGCATAGCCTATAGCACACA CTCACAGATATCTTTTG CACAGGTATCTTTTG M30 CTGTTGAGTATTTTGAACACCTTAOTAATTGTG CTGCTTTTCTACTGATATAGAGCATAATATGATATGA TTATTAAAAACAGAAGTCCC ATTAAAAACAAAAGTCCC M32 CAAAGTACTGGGACAAAGGTGTGA GGCCTATAAGTTACCATTAAAAAGATGTCCTT ACCGCGCCCAGCT CACCGTGCCCAGCT Tableau 3. Liste des SNPs de l'étude et ségrégation des allèles par population 5NP Chromosome Allèle 1 Allèle 2 "Allèle"Africain "Allèle" Asiatique "Allèle" Européen M1 X T C 1 2 2 M2 X C T 1 2 2 M3 6 T C 1 2 2 M4 13 G C 2 1 1 M5 1 C G 2 1 1 M6 17 T A 2 1 1 M7 14 C G 2 1 1 M8 10 C T 2 1 1 M9 1 G A 1 2 2 M10 6 C T 2 1 2 M11 2 C T 2 1 2 M12 10 A G 2 1 2 M13 11 A C 2 1 2 M14 15 C A 1 2 1 M15 X G A 1 2 1 M16 1 T C 1 2 1 M17 5 A T 1 2 1 M18 8 G A 1 2 1 M19 12 C T 1 2 1 M20 3 C T 2 2 1 M21 X T C 2 2 1 M22 14 C A 2 2 1 M23 2 A T 2 2 1 M24 5 G T 1 1 2 M25 2 T A 1 1 2 M26 2 C T 2 2 1 M27 9 C T 2 2 1 M28 X C T 2 2 1 M29 17 A G 1 1 2 M30 15 C T 2 2 1 M31 17 C T 1 1 2 M32 2 C T 1 1 2 Tableau 4. Classification de l'informativité des marqueurs selon leurs valeurs Fst. Groupe Valeurs Fst Marqueurs M1 M2 M5 M6 Groupe 1 Fst > 0.80 M7 M9 M15 -30 M3 M4 M8 M14 Groupe II 0.70 26 Kwiatkowski DP: How malaria has affected the human genome and what human genetics can teach us about malaria. Am JHum Genet 2005; 77: 171-192. 27 Bersaglieri T, Sabeti PC, Patterson N et al: Genetic signatures of strong recent positive selection at the lactase gene. Am J Hum Genet 2004; 74: 1111-1120. 28 Mulcare CA, Weale ME, Jones AL et al: The T allele of a single-nucleotide polymorphism 13.9 kb upstream of the lactase gene (LCT) (C-13.9kbT) does not predict or cause the lactase-persistence phenotype in Africans. Am J Hum Genet 2004; 74: 1102-1110. 29 Hollox E: Evolutionary genetics: genetics of lactase persistence--fresh lessons in the history of milk drinking. Eur JHum Genet 2005;13: 267-269. 30 Akey JM, Zhang G, Zhang K, Jin L, Shriver MD: Interrogating a high-density SNP map for signatures of natural selection. Genome Res 2002; 12: 1805-1814. 31 The use of racial, ethnie, and ancestral categories in human genetics research. Am J Hum Genet 2005; 77: 519-532. 32 Inouye S, Hondo R: Microplate hybridization of amplified viral DNA segment. J Clin Microbiol 1990; 28: 1469-1472. 33 Pana EJ, Marcini A, Akey J et al: Estimating African American admixture proportions by use of population-specific alleles. Am J Hum Genet 1998; 63: 1839-1851. 34 Weir BS, Cockerham CC: Estimating F-statistics for the analysis of population structure. Evolution 1984; 38: 1358-1370. 35 Weir BS, Hill WG: Estimating F-statistics. Annu Rev Genet 2002; 36: 721-750. 36 Bamshad MJ, Wooding S, Watkins WS, Ostler CT, Batzer MA, Jorde LB: Human population genetic structure and inference of group membership. Am J Hum Genet 2003; 72: 578-589. 37 Lao O, van Duijn K, Kersbergen P, de Knijff P, Kayser M: Proportioning Whole-Genome Single-NucleotideûPolymorphism Diversity for the Identification of Geographic Population Structure and Genetic Ancestry. Am JHum Genet 2006; 78: 680-690.30 REVENDICATIONS 1. Méthode pour déterminer l'origine ethnogéographique d'un individu, comprenant la détermination, dans un échantillon d'acide nucléique, de préférence d'ADN, provenant de l'individu, des allèles d'un ensemble de polymorphismes de nucléotides (SNPs) localisés dans des régions non-codantes du génome, pour obtenir un ensemble d'allèles, cet ensemble d'allèles étant une indication du groupe ethnogéographique auquel l'individu appartient, l'ensemble de SNPs comprenant au moins 5 SNPs choisis parmi les SNPs identifiés dans le Tableau 1. 2. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que l'ensemble de SNPs comprend au moins 6, 7, 8, 9, 10, 15, 20, 25 ou 30 SNPs identifiés dans le Tableau 1. 3. Méthode selon la revendication 1 ou 2, caractérisée en ce que l'ensemble de SNPs comprend la totalité des 32 SNPs mentionnés dans le Tableau 1. 4. Méthode selon la revendication 1 ou 2, caractérisée en ce que l'ensemble de SNPs comprend au moins les 9 SNPs MI, M2, M5, M6, M7, M9, M15, M24 et M30 tels que définis dans le tableau 3. 20 5. Méthode selon la revendication 1 ou 2, caractérisée en ce que l'ensemble de SNPs comprend - au moins 5 SNPs parmi les SNPs M1, M2, M3, M4, M5, M6, M7, M8 et M9 présentés dans le tableau 3 ; ou - au moins 5 SNPs parmi les SNPs M20, M21, M22, M23, M24, M25, M26, M27, M28, M29, M30, M31 et M32 présentés dans le tableau 3 ; ou 25 - au moins 5 SNPs parmi les SNPs M10, M11, M12, M13, M14, M15, M16, M17, M18 et M19 présentés dans le tableau 3. 6. Méthode selon l'une des revendications 1 à 5, caractérisée en ce que l'ensemble d'allèles déterminé à partir de l'échantillon d'acide nucléique de l'individu est comparé à un ou plusieurs 30 ensembles d'allèles de référence caractéristiques de groupes ethnogéographiques, et en ce que la probabilité d'appartenance de l'individu à l'un de ces groupes est calculée. 7. Méthode selon la revendication 6, caractérisée en ce que les ensembles d'allèles de référence sont des ensembles caractéristiques des populations européenne, africaine saharienne, asiatique, 35 nord- africaine et/ou indienne.15 8. Méthode selon la revendication 6 ou 7, caractérisée en ce que la probabilité d'appartenance de l'individu à l'un des groupes de référence est calculée par une méthode Bayésienne. 9. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que les 5 allèles sont déterminés par séquençage, hybridation sélective et/ou amplification sélective. 10. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que l'échantillon d'acide nucléique provient d'un fluide ou tissu biologique de l'individu. 12. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que l'acide nucléique provenant de l'individu est amplifié préalablement. 15 13. Kit pour la mise en oeuvre d'une méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 12, comprenant un ensemble de sondes nucléotidiques spécifiques d'un allèle au moins, de préférence de chaque allèle, des SNPs de l'ensemble de SNPs et/ou un ensemble d'amorces nucléotidiques permettant une amplification spécifique d'un allèle au moins, de préférence de 20 chaque allèle des SNPs de l'ensemble de SNPs. 14. Kit selon la revendication 13, caractérisé en ce que les sondes nucléotidiques sont immobilisées sur un support. 25 15. Produit comprenant un support sur lequel sont immobilisées des sondes nucléotidiques, lesdites sondes étant spécifiques de chaque allèle des SNPs d'un ensemble de SNPs défini dans l'une quelconque des revendications 1 à 5. 16. Utilisation d'un ensemble de sondes nucléotidiques spécifiques d'un allèle au moins des SNPs 30 d'un ensemble de SNPs défini dans l'une quelconque des revendications 1 à 5 et/ou d'un ensemble d'amorces nucléotidiques permettant une amplification spécifique de chaque SNP d'un ensemble des SNPs défini dans l'une quelconque des revendications 1 à 5, pour déterminer in vitro l'origine ethnogéographique d'un individu. IO17. Acide nucléique isolé comprenant une séquence choisie parmi les séquences données dans le tableau 2.