FR 2914317 A1 20081003 FR 0754165 A 20070330 La présente invention concerne une méthode de décontamination d'une solution des acides nucléiques indésirables. La présente invention concerne également l'utilisation d'une telle solution ainsi traitée. L'essor de la biologie moléculaire a rendu possible la manipulation des acides nucléiques. Les méthodes d'amplification sont alors devenues un outil indispensable, en permettant d'obtenir à partir d'une très faible quantité d'acides nucléiques, une plus grande quantité dans un temps relativement court. Un inconvénient majeur de ces techniques réside dans l'amplification d'acides nucléiques indésirables, entraînant des résultats erronés, voire des faux positifs dans des tests cliniques. C'est ce que l'on appelle la contamination. Cette contamination peut provenir de nombreuses sources : paillasses de laboratoire mal nettoyées, personnels, environnement, équipements et dispositifs de pipetage, échantillons non stériles. Un certain nombre de recommandations visant à limiter ces contaminations a été mis en place. Il s'agit de méthodes préventives concernant par exemple la manipulation des échantillons (techniques de stérilisation notamment) ou encore les équipements de laboratoire (zones de travail physiquement délimitées, utilisation de hottes d'aspiration, gradient de pression entre l'extérieur et l'intérieur, afin que le flux permette toujours l'évacuation dans la direction souhaitée, etc.). La contamination peut également provenir des amplicons issus d'amplifications précédentes ou d'une contamination croisée entre échantillons. Une autre source non négligeable de contamination réside dans la matière première (enzymes, réactifs) utilisée dans les réactions d'amplification. Ainsi, Corless et al. exposent les méfaits de la contamination de la taq polymérase sur la sensibilité de la PCR en temps réel pour la détection de l'ARN 16S (J. Clin. Microbiol., 38(5), 1747- 1752 (2000)). Une première façon de remédier à la contamination des enzymes nécessaires à l'amplification, consiste en des méthodes de décontamination enzymatique. Ainsi, le brevet US-A-5,418,149 décrit une méthode utilisant l'uracile-ADN-glycosylase qui permet de dégrader les acides nucléiques provenant de la cellules productrice de l'enzyme. Cette technique met en oeuvre la surexpression d'une protéine souhaitée, en l'occurrence une polymérase, dans des cellules d'E. Coli déficiantes en uracile-DNA glycosylase (UNG) et en deoxyuridine triphosphatase (dUTPase). Grâce à la déficience en UNG, la cellule n'élimine pas les bases deoxyuraciles incorporées. Par la déficience en dUTPase, la cellule augmente son pool de deoxyuridine. Ainsi le milieu de culture permet la production de la protéine souhaitée (polymérase) et l'incorporation de deoxyuridine dans les acides nucléiques. Les protéines synthétisées sont alors purifiées par des techniques standard de purification et par un traitement par l'uracile-ADN-glycosylase qui fragmente le résidu uracile des acides nucléiques résiduels. La glycosylase est ensuite inactivée par la chaleur de façon à éviter la destruction de l'ADN cible au cours d'une réaction d'amplification. Cette méthode étant spécifique de la production de protéines recombinantes, son inconvénient majeur est dû à sa mise en oeuvre. De plus, la décontamination est limitée aux acides nucléiques contenant de l'uracile. Enfin, un autre inconvénient éventuel est que le traitement par la chaleur n'induit qu'une inactivation partielle de l'uracile-ADN-glycosylase. L'ADN cible mis en contact avec la protéine peut alors être éventuellement détruit. Une autre méthode enzymatique décrite par Ashkenas et al. (Biotechniques; 2005 Jul.; 39(1):69-73), consiste à décontaminer une solution contenant l'ensemble des éléments nécessaires à une amplification. Il s'agit ici d'un cocktail d'enzymes de restriction utilisé dans le cadre d'une RT-PCR. Ces enzymes dégradent l'ADN double brin présent dans le milieu réactionnel d'amplification contenant l'ARN cible à amplifier. Elles sont ensuite inactivées par la chaleur lorsque la transcription inverse se produit. Une alternative à cette méthode pour une application PCR, donc en présence d'ADN cible double brin, est également décrite mais est limitée à l'utilisation d'un seul type d'enzyme de restriction (Type IIS RE). Toutefois, l'utilisation d'enzymes de restriction présente l'inconvénient de ne cliver que des acides nucléiques double brin qui en plus doivent présenter le site de reconnaissance. De ce fait, les contaminants sous forme simple brin et/ou ne présentant peu ou pas de tels sites ne sont alors pas éliminés. D'autres méthodes enzymatiques de décontamination consistent, elles, à éliminer les acides nucléiques indésirables d'une solution avant la mise en contact avec les acides nucléiques cibles. La demande de brevet WO-A-99/07887 décrit l'utilisation d'une DNAse thermolabile permettant de dégrader les acides nucléiques double brin contenus dans le milieu réactionnel avant mise en contact avec les acides nucléiques cibles. L'enzyme est ensuite inactivée par la chaleur. L'inconvénient majeur de cette technique est que cette enzyme ne permet pas la dégradation de contaminants sous forme d'ARN, d'ADN simple brin ou d'hétéroduplexes ARN/ADN. De plus, l'inactivation de cette enzyme par la chaleur dans le milieu réactionnel nécessite l'utilisation de polymérases thermostables. L'art antérieur fait état également de méthodes non-enzymatiques. Ainsi, Mohammadi et al. (J. Clin. Microbiol. 2003 Oct.; 41(10):4796-8) décrit une technique consistant en la filtration sur colonnes des réactifs d'extraction et éventuellement de la digestion par une enzyme de restriction, Sau3AI, des réactifs de la PCR avant amplification. L'inconvénient des techniques de filtration réside dans le fait que ces techniques ne peuvent pas être appliquées à des milieux complexes sans en changer la concentration ni les propriétés. De plus, cette étape supplémentaire de filtration peut elle-même être source de contamination. La demande de brevet WO-A-94/12515 décrit une méthode de traitement par un composé photoréactif d'une solution contenant la Taq polymérase et potentiellement des acides nucléiques contaminants. Ce composé photoréactif, par exemple un dérivé furocoumarine, est activé par une exposition aux ultraviolets. Un inconvénient majeur de cette technique, au-delà de sa mise en oeuvre contraignante, est l'effet néfaste des radiations sur les protéines. De plus cette méthode reste peu efficace du fait de la dégradation aléatoire desdits acides nucléiques et peut générer des fragments encore amplifiables. Une autre méthode non-enzymatique décrite par Chang et al., (RNA. 2005 May; 11(5):831-6) met en oeuvre un complexe de cobalt pour l'inhibition de la traduction. Ce complexe permet l'hydrolyse des liaisons phosphates diesters de l'ADN et de l'ARN. Les inconvénients majeurs de cette technique sont la dégradation incomplète des acides nucléiques et la lenteur de 5 la réaction de décontamination (24 heures). Des complexes métalliques ont également été décrits dans la demande de brevet WO-A-2006/034009 afin de purifier des molécules biologiques contaminées par des acides nucléiques. 10 Ainsi, un complexe de fragmentation constitué de deux molécules de phénanthroline associées à un atome de cuivre (bis (1,10 phénanthroline)/Cu) est utilisé pour purifier une solution contenant la taq polymérase. Cette solution est ensuite purifiée par des techniques standard de 15 chromatographie afin d'enlever les acides nucléiques contaminants et/ou les molécules de fragmentation. L'inconvénient majeur de cette méthode est la présence d'une étape de purification rendant difficile sa mise en oeuvre et augmentant le risque de nouvelles contaminations. 20 Le brevet EP-B-0.646.180 décrit un procédé permettant d'inactiver des séquences de nucléotides par des chelates métalliques. Un complexe de fragmentation tel que le bis (1,10 phénanthroline)/Cu est utilisé pour décontaminer les 25 solutions, après l'étape d'amplification, de tous les acides nucléiques présents. Ceci permet d'éviter la contamination de nouveaux échantillons par des amplicons issus d'une réaction d'amplification antérieure. Ce document décrit également l'utilisation d'une molécule de fragmentation pour 30 décontaminer des préparations de produits biologiques. Dans le cas de la première utilisation, un inconvénient majeur de cette méthode est qu'elle ne permet pas la dégradation de tous les acides nucléiques contaminants mais seulement des amplicons issus d'une réaction d'amplification antérieure. Dans le deuxième cas, l'inconvénient majeur est la présence d'une étape de purification (ultrafiltration, précipitation, chromatographie) rendant difficile sa mise en oeuvre et augmentant le risque de nouvelles contaminations. Compte tenu des inconvénients de l'art antérieur, les inventeurs proposent une nouvelle méthode simple et rapide de décontamination d'une solution des acides nucléiques indésirables. Dans ce contexte, la présente invention a tout d'abord pour objet une méthode de décontamination d'une solution de tout acide nucléique présent dans cette solution comprenant les étapes suivantes : - soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action d'au moins un type de molécule ayant la propriété de dégrader les acides nucléiques par fragmentation, dite molécule de fragmentation, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques, dits acides nucléiques contaminants, et - arrêter l'activité de la molécule de fragmentation. Un des avantages de la présente invention est que cette méthode de décontamination ne nécessite pas d'étape de purification pour éliminer les molécules de fragmentation. Les acides nucléiques traités sont de l'ARN ou de l'ADN, se présentant sous forme simple ou double brin, ainsi que les hétéroduplexes ARN/ADN. 30 Cette méthode est particulièrement utile dans la décontamination de matières premières telles que par exemple les enzymes issues de sources naturelles comme les bactéries. Ces enzymes sont alors fortement contaminées par les acides nucléiques naturels issues de ces bactéries.25 Un autre objet de la présente invention est une méthode de décontamination d'une solution, contenant des acides nucléiques contaminants et des acides nucléiques d'intérêt, et comprenant les mêmes étapes vues ci-dessus, à savoir : - soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action d'au moins un type de molécule ayant la propriété de dégrader les acides nucléiques contaminants par fragmentation, dite molécule de fragmentation, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques contaminants, tout en conservant les acides nucléiques d'intérêt, arrêter l'activité de la molécule de fragmentation. Les acides nucléiques contaminants peuvent être de l'ADN génomique humain et les acides nucléiques d'intérêt peuvent être des acides nucléiques viraux ou bactériens présents dans le mélange en très petite quantité. Ces acides nucléiques d'intérêt peuvent être protégés de l'action de la molécule de fragmentation. Ils peuvent, par exemple, être naturellement protégés par une enveloppe extérieure (capside, paroi bactérienne, etc.) alors que les acides nucléiques contaminants ne le sont pas. Dans un mode avantageux de réalisation de l'invention, la méthode comprend, après l'arrêt de l'activité de la molécule de fragmentation, une étape supplémentaire qui consiste en une réaction d'amplification. Préférentiellement, la méthode de décontamination selon l'invention est caractérisée en ce que la molécule de fragmentation utilisée a la propriété d'hydrolyser de manière aléatoire les liaisons phosphates diesters des acides nucléiques contaminants. Selon un mode de réalisation, la molécule de fragmentation est un complexe constitué de deux molécules de 1,10-phénanthroline associé à un atome métallique formant le complexe bis (1,10-phénanthroline)/métal. Préférentiellement le métal est un métal de transition tel que le cuivre, le ruthénium, le nickel, le fer, le zinc, le rhodium, le cobalt, le manganèse. De façon avantageuse, les deux noyaux phénanthroline de la molécule de fragmentation sont reliés l'un à l'autre par un 10 bras de liaison pour former une molécule ClipPhen. Les molécules ClipPhen ont été largement décrites dans la littérature. Les bras de liaison reliant les deux noyaux phénanthroline sont variés. De façon avantageuse, le bras de liaison entre les deux noyaux phénanthroline est constitué par 15 une chaîne de trois atomes de carbone successifs, dont l'atome de carbone en position centrale est substitué et dont chaque atome de carbone terminal est relié à un noyau phénanthroline par un atome d'oxygène, tel que le serinol. Préférentiellement, l'atome de carbone en position centrale 20 est substitué par NH2 ou NH-CO-CH3r et chaque atome de carbone terminal est relié à un noyau phénanthroline par un atome d'oxygène en position 2 ou 3 dudit noyau. De nombreux autres bras sont possibles, comme par exemple un diamino-cyclohexane (Chemistry letters, vol 33, n 6, p 684985, Hayashi et al), ou encore un éthane diol, un propane diol, un pentane diol (Synlett 2001, n 10, 1629-1631, Boldron et al). L'activité de fragmentation de la molécule ClipPhen associée à un métal est également connue de l'homme du métier 30 (Chemical Review, 1993, 93, 2295-2316. D. Sigman et al. ; J. Chem. Soc. 1961, 2007-2019 James et al.). Cette molécule a fait l'objet de nombreux travaux dans le but d'améliorer ses propriétés d'hydrolyse. Elle présente l'avantage de dégrader tous les acides nucléiques, c'est-à-dire l'ADN et l'ARN sous forme simple ou double brin ainsi que les hétéroduplexes ARN/ADN. Ainsi la 2-ClipPhen/métal (1,3-bis(1,10- phenanthrolin-2-yloxy)propan-2-amine)/métal et la 3-ClipPhen/métal (1,3-bis(1,10-phenanthrolin-3-yloxy)propan-2amine)/métal ont montré une activité nucléasique largement augmentée par rapport au complexe bis (1,10-phénanthroline)/métal (Inorganic Chemistry 1998, 3486-3489, Pitié et al. ; Chem. Commun. 1998, 2597-2598, Pitié et al. ; Fur. J. Inorg. Chem. 2003, 528-540, Pitié et al. et Bioconjugate Chemistry 2000, 11, 892-900 Pitié M. et al. ). De même une molécule ClipPhen complexée au cuivre a la propriété d'hydrolyser très efficacement et de façon aléatoire les liaisons phosphates diesters de l'ADN ou de l'ARN. Elle peut se complexer avec un atome de cuivre pour donner des complexes d'état d'oxydation I ou II tels que montrés dans la publication J. Chem. Soc. 1961, 2007-2019 James et al. Les molécules 2-ClipPhen-Cu et 3-ClipPhen-Cu sont représentées ci-dessous . 2-ClipPhen-Cu 3-ClipPhen-Cu 25 Ainsi, la présente invention a également pour objet une méthode de décontamination d'une solution de tout acide nucléique présent dans cette solution consistant à soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action de la molécule ClipPhen/métal, et ce jusqu'à la dégradation totale des acides nucléiques contaminants. Un autre objet de la présente invention consiste en une méthode de décontamination d'une solution, contenant des acides nucléiques contaminants et des acides nucléiques d'intérêt consistant à soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action de la molécule ClipPhen/métal, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques contaminants, tout en conservant les acides nucléiques d'intérêt. Dans un mode de réalisation particulier de la présente invention la molécule de fragmentation est un complexe cuivreux de type I associé à du péroxyde d'hydrogène H202 et, éventuellement, à un réducteur préférentiellement organique. De préférence, la molécule de fragmentation est une molécule ClipPhen/CuI. Dans le cas d'un complexe cuivreux de type I, l'activité nucléasique procède en deux temps : a) le complexe cuivreux chargé positivement se complexe à l'acide nucléique, b) l'acide nucléique est oxydé par formation d'un intermédiaire Cu-oxo ou Cu-OH avec H202 qui conduit, après une suite de réactions, à la coupure de l'acide nucléique. Selon un autre mode de réalisation, la molécule est un complexe cuivrique de type II associé à un réducteur préférentiellement organique. Dans ce cas, le péroxyde d'hydrogène est généré in-situ sous l'action de l'air et du réducteur. De préférence alors, la molécule de fragmentation est une molécule ClipPhen/CuII. Selon les deux modes de réalisation précédents, le 5 réducteur organique est constitué par : • un thiol, tel que le di- thiothréitol (DTT), un thio-acide, tel que l'acide mercapto-propionique ou • un acide carboxylique ou 10 • un dérivé d'un acide carboxylique tel que l'ascorbate ou • une phosphine comme la tri carboxy ethyl phosphine (TCEP). 15 Lorsque le réducteur organique est un acide carboxylique ou un dérivé d'un tel acide, le rapport entre la molécule de fragmentation et le réducteur organique est compris entre 1 pour 1 et 1 pour 100. 20 Dans un mode de réalisation particulier, la molécule de fragmentation et/ou le réducteur est immobilisé sur un support solide. Ce support solide peut être une particule de latex (éventuellement magnétique), de verre (CPG), de silice, de polystyrène, d'agarose, de sépharose, de nylon, etc. Il peut 25 s'agir également d'un filtre, d'une membrane ou d'une bandelette ou d'un film. En fonction de la concentration du réducteur organique 30 présent, les molécules de fragmentation peuvent être activées ou désactivées. Ainsi, selon un mode de réalisation de la présente invention, l'activité de fragmentation de la molécule de fragmentation est arrêtée par un ajout d'un excès de réducteur organique. Lorsque le réducteur organique est constitué par un thiol, le rapport entre la molécule de fragmentation et le réducteur organique arrêtant la réaction est supérieur à 1 pour 100, et préférentiellement supérieur à 1 pour 1000. Un avantage de ce mode de réalisation est que les molécules de fragmentation sont inactivées in situ. Ces molécules n'ont alors pas besoin d'être retirées de la solution. Cette dernière pourra être utilisée, telle quelle, dans diverses applications comme par exemple une amplification. Selon un autre mode de réalisation de la présente invention, l'activité de fragmentation de la molécule de fragmentation est arrêtée par un ajout d'un agent complexant (AC) comme par exemple l'EDTA, ou tout autre complexant possédant plus d'affinité pour le métal que la ClipPhen et permettant un déplacement de l'équilibre : ClipPhen-métal + AC ClipPhen + métal-AC L'activité de fragmentation de la molécule de fragmentation peut également être arrêtée lorsque le support solide sur lequel est fixé la molécule de fragmentation et/ou le réducteur est retiré de la solution. La molécule de fragmentation peut être fixée par liaison covalente ou par adsorption sur les supports considérés. De nombreuses références concernant les réactifs supportés existent, on pourra notamment se référer à Laurent et al., Tetrahedron Letters 45, 8883-8887, 2004. Un autre avantage de la présente invention par rapport à l'art antérieur est la rapidité de la réaction subie par les acides nucléiques. La durée du traitement est comprise entre 5 et 60 minutes préférentiellement entre 10 et 30 minutes pour des concentrations en molécules ClipPhen/métal comprises entre 1 nM et 100 pM. Dans un mode préféré de l'invention, la solution contient tous les constituants nécessaires à une réaction d'amplification à l'exception des acides nucléiques soit les cibles, les amorces d'amplification et les sondes de détection. Un autre objet de la présente invention est l'utilisation d'une solution traitée selon la présente invention, la solution étant mélangée avec un échantillon biologique contenant des acides nucléiques cibles, que l'on souhaite amplifier, mais également les amorces d'amplification et les sondes de détection spécifiques des acides nucléiques cibles en présence d'un second réducteur organique, créant ainsi un excès de réducteur organique ce qui arrête l'action des molécules de fragmentation. Le second réducteur organique peut être identique ou différent du premier réducteur organique. Définitions Le terme acide nucléique signifie un enchaînement d'au moins deux désoxyribonucléotides ou ribonucléotides. L'acide nucléique peut être naturel ou synthétique, un oligonucléotide, un polynucléotide, un fragment d'acide nucléique, un ADN génomique, un ARN ribosomique, un ARN messager, un ARN de transfert, un acide nucléique obtenu par une technique d'amplification enzymatique, telle que : • PCR (Polymerase Chain Reaction), décrite dans les brevets US-A-4,683,195, US-A-4,683,202 et US-A-4,800,159, et sa dérivée RT-PCR (Reverse Transcription PCR), notamment dans un format en une étape, tel que décrit dans le brevet EP-B-0.569.272, • LCR (Ligase Chain Reaction), exposée par exemple dans la demande de brevet EP-A-0.201.184, • RCR (Repair Chain Reaction), décrite dans la demande de brevet WO-A-90/01069, • 3SR (Self Sustained Sequence Replication) avec la demande de brevet WO-A-90/06995, • NASBA (Nucleic Acid Sequence-Based Amplification) avec la 10 demande de brevet WO-A-91/02818, et • TMA (Transcription Mediated Amplification) avec le brevet US-A-5,399,491. On parle alors d'amplicons pour désigner les acides nucléiques générés par une technique d'amplification 15 enzymatique. Par tout acide nucléique on entend les séquences d'ARN, d'ADN, sous la forme de simple ou double brin ainsi que les hétéroduplexes ARN/ADN. Le terme dégradation totale signifie la fragmentation d'ADN ou d'ARN, préférentiellement par une hydrolyse des liaisons phosphate diesters, entraînant la formation de séquences d'acides nucléiques non amplifiables . 25 On entend par des acides nucléiques non amplifiables des acides nucléiques qui, en présence d'amorces dont la taille est préférentiellement au moins de 10 nucléotides, ne peuvent pas être amplifiés. La taille de ces acides nucléiques 30 non amplifiables est donc inférieure à 20 nucléotides, préférentiellement inférieure à 10 nucléotides. Le terme solution signifie une solution aqueuse homogène ou hétérogène. Il peut s'agir d'une solution complexe 20 contenant des enzymes, des molécules organiques (nucléosides triphosphates, sucres, saccharides, polysaccharides, petites molécules organiques, etc.), des molécules inorganiques (sels, etc) et cela en mélange ou non. La solution peut également contenir un support solide telles que des particules qui peuvent être en latex éventuellement magnétique, en verre (CPG), en silice, en polystyrène, en agarose, en sépharose, en nylon, etc. Il peut s'agir également d'un filtre, d'un film, d'une membrane ou d'une bandelette. La solution peut également être constituée par une solution en contact avec une surface solide tel un tube de plastique (type Eppendorf), permettant ainsi la décontamination de cette surface. Les figures et exemples ci-joints représentent des modes particuliers de réalisation et ne peuvent pas être considérés comme limitant la portée de la présente invention. Figure 1 : Etude au Bioanalyser (Agilent, Kit RNA 6000 Pico, USA) de la dégradation d'un transcrit de 1080 bases (Salmonella type sauvage) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/Ascorbate pendant 1 heure à 37 C. La bande sombre située à 31 secondes dans les colonnes 2, 3, 4, 6 et 7 correspond au transcrit de 1080 bases. - Colonne 1 : Echelle de taille en nucléotides. Injection d'une gamme d'ARN de taille croissante, permettant la quantification et le calcul de la taille des acides nucléiques analysés, en fonction de leur moment de passage devant le détecteur du bioanalyser. L'unité de mesure sur l'axe vertical est la seconde. La conversion entre le temps de passage et la masse des acides nucléiques est faite par le logiciel du bioAnalyser. - Colonne 2 : Transcrit 5 nM (nanoMolaire) en présence de 5 pM (microMolaire) ClipPhen-Cu. - Colonne 3 : Transcrit 5 nM en présence de 500 nM ClipPhen-Cu. - Colonne 4 : Transcrit 5 nM en présence de 50 nM ClipPhen-Cu. - Colonne 5 : idem colonne 2 avec rajoût d'ascorbate 500 pM. - Colonne 6 : idem colonne 3 avec rajoût d'ascorbate 50 pM. - Colonne 7 : idem colonne 4 avec rajoût d'ascorbate 5 pM. Figure 2 : Inhibition de la fragmentation des acides nucléiques par augmentation de la concentration en DTT (0 à 16 mM). La courbe A correspond à 0 mM de DTT. La courbe B correspond à 1 mM de DTT. La courbe C correspond à 3 mM de DTT. La courbe D correspond à 5 mM de DTT. La courbe E correspond à 10 mM de DTT. La courbe F correspond à 16 mM de DTT. La courbe G correspond au témoin : OmM de DTT et 0 mM d'ascorbate. Figure 3 : Vitesse de fragmentation de l'oligonucléotide fluorigène modèle en fonction de la concentration en DTT dans le mélange (en unité de fluorescence relative (RFU) par minute)). Figure 4 : Effet du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate sur une solution aqueuse contenant des acides nucléiques (100 équivalent cellule / pal d'ARN totaux de B. Cereus). La courbe A correspond au témoin d'amplification n'ayant subit 30 aucun traitement (contrôle +). La courbe B correspond au mélange ClipPhen-Cu 50 pM/ascorbate 500 pM dont l'activité est immédiatement inhibée par ajoût de 17 mM de DTT et qui est incubé pendant 30 minutes. La courbe C correspond au mélange ClipPhen-Cu 50 pM/ascorbate 500 pM incubé 30 minutes avec arrêt de la fragmentation avec du DTT au bout de ce temps. Figure 5 : Comparaison de la fragmentation de l'ADN ou de l'ARN simple brin par la ClipPhen-Cu (avec ou sans ascorbate). Courbes normalisées à 1. Courbe a : Oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. Courbe b : Oligonucléotide fluorigène (ARN) n 16027 soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. Courbe c : Témoin négatif de l'expérience a : Oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu seulement. Courbe d : Témoin négatif de l'expérience b : Oligonucléotide fluorigène (ARN) n 16027 soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu seulement. Figure 6 : Comparaison de la fragmentation d'ADN simple ou double brin par le mélange ClipPhen-Cu (avec ou sans ascorbate). Les courbes représentent une vitesse de fragmentation correspondant à une augmentation de la fluorescence par minute (RFU/min). Courbe a : Duplex oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 25 /cible complémentaire ADN (n 16026) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu (témoin négatif). Courbe b : Duplex oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 /cible complémentaire ADN (n 16026) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. 30 Courbe c : Oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu.(témoin négatif). Courbe d : Oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. Figure 7 : Comparaison de la fragmentation de duplex ADN ou ARN ou d'un héteroduplex ARN/ADN par la ClipPhen-Cu (avec ou sans ascorbate). Courbes normalisées à 1. Courbe a : Duplex oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 /cible complémentaire ADN (n 16026) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu (témoin négatif). Courbe b : Duplex oligonucléotide fluorigène (ARN) n 16027 /cible complémentaire ARN (n 16028) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu (témoin négatif). courbe c : Duplex oligonucléotide fluorigène (ADN) n 16025 /cible complémentaire ADN (n 16026) soumis àl'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. courbe d : Duplex oligonucléotide fluorigène (ARN) n 16027 /cible complémentaire ARN (n 16028) soumis à l'action du 15 mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. Courbe e : Hétéro duplex oligonucléotide fluorigène (ARN) n 16027 /cible complémentaire ADN (n 16026) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu (témoin négatif). Courbe f : Hétéro duplex oligonucléotide fluorigène (ARN) n 20 16027 /cible complémentaire ADN (n 16026) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. Exemple 1 : Hydrolyse d'un transcrit par la molécule ClipPhen-25 Cu et effet initiateur de l'ascorbate. But . Cet exemple démontre l'action de fragmentation du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate sur un acide nucléique modèle (Transcrit 30 ARN Salmonelle : 1080 bases). Il démontre également l'effet de l'ascorbate sur l'initiation de la réaction de fragmentation. Le transcrit est soumis à l'action de differentes concentrations du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. Le témoin est soumis également à l'action de la ClipPhen-Cu mais en absence 35 d'ascorbate. Les fragments sont ensuite analysés à l'aide du Bionalyser d'Agilent (figure 1). Mode opératoire : Une solution de transcrit (Salmonella sauvage 1080 base) est constituée à partir de 2 pal de transcrit à 1 pM dans l'eau et de 18 pal de tampon phosphate 80 mM (milliMolaire) pH 7,2, MgC12 20 mM, NaCl 100 mM. Cette solution est portée à 70 C pendant 2 minutes puis mise dans la glace. On prélève alors Sil de cette solution à laquelle on rajoute 1 pal de ClipPhen-Cu (500, 50 et 5pM) et 4 pal du tampon utilisé précédement. On obtient la solution 2 que l'on laisse 1h à 37 C. On prend alors 5 pal de la solution 2 et on y ajoute 42,5 pal de tampon et 2,5 pl d'une solution d'ascorbate fraîchement préparée (100 eq par rapport à la [ClipPhen-Cu]) ou d'eau dans le cas des témoins. Ainsi on se retrouve avec un série de tubes comportant respectivement 5 nM de transcrit, (5 pM, 500 nM et 50 nM) de ClipPhen-Cu et (500, 50 et 5 pM) d'ascorbate ou d'eau pour les témoins. On injecte immédiatement 1 pal des 6 solutions sur la puce RNA 6000 Pico (Kit commercial reférencé 5067-1512, Agilent, USA), utilisé sur le système BioAnalyzer d'Agilent ,USA) pour observer les produits de fragmentation. Résultats et conclusions On observe l'effet de la fragmentation sur le transcrit colonnes 5 à 7 par l'apparition de bandes de différentes tailles et inférieures à 20 nucléotides (flèche sur la droite au niveau de 20 secondes). Ainsi le transcrit ayant subit le traitement par le mélange ClipPhen-Cu/ascorbate est partiellement dégradé ou totalement dégradé en fonction de la concentration en ClipPhen-Cu. Entre 5 pM et 0,5 pM, on montre la disparition de la bande initiale. Le temps de réaction permettant d'obtenir une dégradation totale de tous les amplicons est de l'ordre de 30-60 minutes avec 5 nM de transcrit, 5 pM de ClipPhen-Cu et 500 pM d'ascorbate. La quantité de ClipPhen-Cu pour la dégradation totale du transcrit est de l'ordre du micromolaire (colonne 5). Par contre la même expérience effectuée sans ascorbate (colonne 2) montre bien une bande intacte. On démontre ainsi que le mélange ClipPhen-Cu n'a aucune 10 activité tant que l'ascorbate n'a pas été ajouté (excès de l'ordre de 1-100 équivalents). Exemple 2 : Inhibition de la molécule ClipPhen-Cu par un réducteur. 15 But . Cet exemple vise à montrer que la dégradation des acides nucléiques par le mélange ClipPhen-Cu/ascorbate peut être totalement inhibée par l'ajoût d'un excès de réducteur comme 20 le DTT. Un oligonucléotide fluorigène modèle (Seq 16025 synthétisée par Eurogentec (Liège, Belgique) : 5' (6-FAM) TGT AAT GAT GAG GGT GTC ACT GCG GTT (TAMRA)) est soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu /ascorbate. En se fragmentant, il laisse 25 apparaître de la fluorescence à 520 nm car le fluorophore FAM se retrouve éloigné physiquement de l'extincteur de fluorescence TAMRA. L'apparition de fluorescence est mesurée au cours du temps à l'aide d'un fluorimètre (NucliSens EasyQ Analyser, Nasba Diagnostic, bioMérieux, Boxtel (NL)). 30 L'expérience est effectuée avec des concentrations croissantes de DTT pour une concentration fixe de ClipPhen-Cu/ascorbate afin de mesurer l'inhibition apportée par le DTT par atténuation de la fluorescence émise. Mode opératoire : Une série de tubes contenant les éléments ci-dessous est mise à incuber à 37 C pendant 5 minutes : - l'oligonucléotide fluorigène 16025 à 10 nM (1 pl à 200 nM), 5 - le DTT (1 pal à une concentration telle pour être en suite de 1 à 16 mM dans le volume final), et - 17 pal de tampon phosphate 80 mM pH 7,2, MgC12 20 mM, NaCl 100 mM. 10 On rajoute alors 1 pal d'un mélange ClipPhen-Cu/Ascorbate préparé de la façon suivante : 200 pM ClipPhen et 200 pM CuC12 dans DMF/eau 50/50 et ascorbate 20 mM dans l'eau préparé extemporanément (à partir de solutions concentrées à 10 mM de ClipPhen-Cu et à 1 M d'ascorbate). 15 Au final, les 20 pal de solution contiennent : 10 nM d'oligonucléotide fluorigène, 10 pM clip-phen + Cul, 1 mM ascorbate et 0/1/3/5/10/16 mM de DTT. Un témoin est également réalisé sans ascorbate et sans ClipPhen-Cu. On commence alors la mesure de la fluorescence 20 émise pendant 60 minutes (Figure 2). Les conditions sont les suivantes : filtres exc/em (485/518 nm), intervalle de temps (1 min), temps d'intégration (100 ms). A partir des courbes obtenues, on mesure la vitesse de la réaction de fragmentation sur les 2 premières minutes de la 25 réaction et on trace le graphe, Figure 3, représentant la vitesse de fragmentation en fonction de la concentration en DTT. Résultats et conclusions 30 On constate que pour des concentrations croissantes en DTT, la fluorescence n'apparaît plus, et cela à partir de 10 mM (Figures 2 et 3). Ce qui signifie que l'activité du mélange ClipPhen-Cu/Ascorbate est totalement arrêtée par excès de réducteur. Cette expérience démontre que l'ajoût de 10-16 mM 35 de DTT au mélange acides nucléiques/CliPhen-Cu/Ascorbate permet d'arrêter la réaction et de rendre ce mélange compatible avec une future utilisation dans une réaction d'amplification. Exemple 3 : Effet décontaminant de la CliPhen dans une solution aqueuse. But . 10 Décontamination d'une solution aqueuse contaminée par un mélange d'ARN totaux de B. Cereus à hauteur de 200 équivalent cellule/pl soumise à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate (50 pM / 500 pM) pendant 30 minutes. L'activité de la ClipPhen-Cu est ensuite totalement arrêtée par ajoût de DTT à 15 hauteur de 10 mM. On effectue alors sur ce mélange une réaction d'amplification NASBA (Nuclisens Basic Kit V2 de bioMérieux, référencé 60079136, Boxtel (NL)) pour évaluer l'efficacité de la fragmentation et montrer l'absence d'acides nucléiques amplifiables. Il n'est pas nécessaire d'effectuer 20 sur ce mélange une purification préalablement à l'amplification. Un témoin est effectué dans lequel l'activité de la ClipPhen-Cu est inhibée dès t0 afin de mesurer l'éventuel effet inhibiteur de cette dernière. Pour cela on ajoute le DTT en conditions suffisantes (10 mM) avant 25 d'ajouter la cible ARN et on maintient une incubation de 30 minutes. Mode opératoire : Décontamination par le mélange ClipPhen-Cu/ascorbate d'une 30 solution aqueuse enrichie en ARN totaux. A une solution d'ARN totaux d'ARN de B. Cereus (5 pal à 2000 équivalent Cellule/pl dans l'eau) sont ajoutés 10 pl de ClipPhen-Cu (250 pM dans eau/DMF 50/50) 20 pal d'eau et 10 pal d'ascorbate à 2,5 mM dans l'eau.5 On incube cette solution à décontaminer pendant 30 minutes à température ambiante. Arrêt de l'activité de fragmentation du mélange ClipPhen- Cu/ascorbate. On rajoute 5 pal de DTT à 173,7 mM (concentration finale DTT : 17,3 mM) à la solution précédente pour arrêter la réaction d'hydrolyse et désactiver la ClipPhen. On obtient la solution A. Témoin pour montrer que le mélange ClipPhen-Cu/Ascorbate/DTT n'a pas d'activité de fragmentation et n'inhibe pas la NASBA si l'activité de fragmentation est immédiatement arrêtée par l'ajoût de DTT. Parallèlement est réalisée une expérience témoin dans laquelle une solution d'ARN totaux d'ARN de B. Cereus (5 pal à 2000 équivalent Cellule/pal dans l'eau) est incubée en présence de 5 pal de DTT à 173,7 mM, 10 pal de ClipPhen-Cu (250 pM dans eau/DMF 50/50, 20 pal d'eau et 10 pal d'ascorbate à 2,5 mM dans l'eau). On incube cette solution dans laquelle le mélange ClipPhen-Cu/ascorbate est immédiatement inactivé pendant 30 minutes à température ambiante. Cette expérience permet de mesurer l'éventuelle inhibition de la réaction d'amplification par le mélange ClipPhen- Cu/ascorbate/DTT. Il s'agit de la solution B. Amplification des acides nucléiques restant dans la solution A après décontamination et toujours présent dans la solution B. On prélève alors 5 pal des solutions A ou B auxquelles on rajoute, 10 pal du mélange Reactif Mix : REAG (du NucliSens EasyQ Basic Kit bioMérieux (référence commerciale 285006, Boxtel (NL)). Ce mélange contient les réactifs nécessaires à l'amplification , les deux amorces et la sonde nécessaire à la détection de l'amplification. Cette solution contient en outre suffisamment de DTT (6 mM) pour empêcher une réactivation de la ClipPhen. La concentration finale du mélange est donc de 10 mM en DTT.Les solutions sont mises à incuber 2 minutes à 65 C puis 2 minutes à 41 C. On rajoute alors aux solutions précédentes 5 pal du mélange Enzyme Mix : ENZ du Basic Kit NucliSens bioMérieux afin de commencer l'amplification. Le milieu réactionnel est maintenu 1h30 à 41 C dans le fluorimètre NucliSens EasyQ de bioMérieux (NucliSens EasyQ Analyser, Nasba Diagnostic, bioMérieux, Boxtel (NL)). Les mesures de fluorescence sont enregistrées et les courbes tracées (Figure 4). Résultats et conclusions On observe un léger décalage de la courbe B qui correspond au témoin ayant subit l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate immédiatement inhibée par ajoût de la solution de DTT. Ce décalage de l'amplification ne change en rien la sensibilité du test puisque les pentes au démarrage de l'amplification sont de même amplitude. Il est dû à une augmentation de la concentration en DTT par rapport au témoin positif (Courbe A). On montre dans ce cas que le mélange ClipPhen-Cu/ascorbate/DTT n'a pas d'effet sur la NASBA et que les enzymes de cette réaction d'amplification ne sont pas affectées par ce mélange de composés. De plus, on montre également que le DTT permet l'inhibition de l'activité de fragmentation de la ClipPhen-Cu puisqu'aucune activité de dégradation n'est notée quand on rajoute suffisamment de DTT. La courbe C montre que si l'activité du mélange ClipPhen- Cu/ascorbate est maintenue pendant 30 minutes puis stoppée par ajoût de DTT (17 mM), la fragmentation est telle que l'on ne décèle plus de courbe d'amplification. On démontre ici que l'on peut utiliser un mélange complexe (ClipPhen-Cu/ascorbate) pour dégrader des acides nucléiques, arrêter cette activité par ajoût d'un excès de DTT et utiliser cette solution (sans purification) pour une amplification enzymatique ultérieure. Cette technique permet donc avec une grande facilité de s'affranchir de problèmes de contamination par des acides nucléiques. Exemple 4 : Fragmentation par la ClipPhen-Cu d'acides nucléiques autres que l'ARN ; application à l'ADN simple brin, l'ADN double brin à l'ARN double brin et un hétéroduplex ARN/ADN. But . Cet exemple démontre que le mélange ClipPhen-Cu/ascorbate peut 15 aussi bien dégrader de l'ARN ou de l'ADN simple brin que les duplex ou hétéroduplex correspondants. Mode opératoire : On prépare les solutions indiquées dans le tableau ci dessous 20 à partir d'oligonucléotides fluorigènes (les sondes) et de cibles complémentaires commandés chez Eurogentec (Tableau 1). Commentaires Ref ODN Sequence Modification 5' Modification 3' ADN sonde 16025 TGT AAT GAT GAG GGT GTC ACT GCG GTT 6-FAM TAMRA fluorigène ARN sonde 16027 UGU AAU GAU GAG GGU GUC ACU GCG GUU 6-FAM TAMRA fluorigène ADN cible 16026 AAC CGC AGT GAC ACC CTC ATC ATT ACA - - complémentaire ARN cible 16028 AAC CGC AGU GAC ACC CUC AUC AUU ACA - - complémentaire Tableau 1: Séquences utilisées dans l'exemple 4. Les solutions mères d'oligonucléotides fluorigènes sont à 200 25 nM dans l'eau que l'on dilue à 10 nM (1 pal) dans 18 pal de tampon phosphate 80 mM pH 7,2, MgC12 20 mM, NaCl 100 mM. Selon les cas, la cible complémentaire est ajoutée à la même concentration. Les solutions sont alors dénaturées et laissées à 37 C pendant une heure afin de permettre l'hybridation des deux brins. On rajoute alors une solution de Cliphen-Cu (1 pal à 20 pM dans eau/DMF, [ClipPhen-Cu finale]= 1 pM) puis une solution d'ascorbate (1 pal à 2 mM dans l'eau, [ascorbate finale]= 100 pM), sauf dans les témoins, avant de commencer la mesure de la fluorescence à l'aide de l'EasyQ (bioMérieux Cf exemple 1) pendant 120 minutes à 37 C. Ces mesures sont répétées quatre fois ainsi que les expériences témoin correspondantes ne contenant pas d'ascorbate. Seule la valeur moyenne est représentée sur les figures 5, 6 et 7. Mélange ODN Molarité (mM) Cliphen .Cu Molarité Ascorbate (mM) dans le tampon (uM) ADN sonde 16025 10 1 0 100 fluorigène ARN sonde 16027 10 1 0 100 fluorigène ADN /ADN 16025/16026 10 / 10 1 0 100 ARN /ARN 16027/16028 10 / 10 1 0 100 ARN/ADN 16027/16026 10 / 10 1 0 100 Tableau 2 : Mélanges d'oligonucléotides utilisés dans l'exemple 4. Résultats et conclusions On observe sur la figure 5 le résultat de la mesure de fluorescence au cours du temps d'un simple brin ADN fluorigène (16025, courbe a) ou ARN fluorigène (16027, courbe b) soumis à l'action du mélange ClipPhen-Cu/ascorbate. On observe dans les deux cas une augmentation de fluorescence très nette en comparaison aux témoins (courbes c et d). Cette apparition de fluorescence démontre que l'ADN est fragmenté aussi bien que l'ARN et à une vitesse comparable pendant les premiers instants de la réaction. La figure 6 montre la fragmentation d'un duplex ADN/ADN. Lors de la formation du duplex ADN/ADN (courbes a et b) nous observons que le niveau de fluorescence est augmenté d'un facteur 6 par rapport au témoin simple brin (courbes c ou d). Cette augmentation n'est pas due à la ClipPhen-Cu mais à l'hybridation entre les 2 brins. Dès l'ajoût d'ascorbate, on observe une diminution de fluorescence de la courbe b qui rejoint le niveau de fluorescence de la courbe d correspondant à la fluorescence émise par le simple brin totalement clivé. La modification de la fluorescence par rapport aux témoins démontre bien que le simple brin ADN et le double brin ADN/ADN sont clivés de façon absolument comparable. Nous avons enfin évalué la différence de vitesse de fragmentation selon que les acides nucléiques à fragmenter sont de l'ADN ou de l'ARN double brin ou un hétéroduplex ARN/ADN (Figure 7). On observe dans ce cas, pour les 3 témoins et comme dans la Figure 6, une augmentation de fluorescence dès la formation des duplex puis, lors de la fragmentation induite par l'ajoût d'ascorbate, une diminution de fluorescence rejoignant le niveau de fluorescence d'un simple brin totalement clivé. Dans tous les cas et quelle que soit la nature de l'hybride, la fragmentation a lieu, montrant que le mélange ClipPhen-Cu /Ascorbate est parfaitement adapté à la dégradation de n'importe quel type d'acides nucléiques.25 REVENDICATIONS 1. Méthode de décontamination d'une solution de tout acide nucléique présent dans cette solution comprenant les étapes suivantes : - soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action d'au moins un type de molécule ayant la propriété de dégrader les acides nucléiques par fragmentation, dite molécule de fragmentation, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques, dits acides nucléiques contaminants, et - arrêter l'activité de la molécule de fragmentation. 2. Méthode de décontamination d'une solution, contenant des acides nucléiques contaminants et des acides nucléiques d'intérêt, comprenant les étapes suivantes : soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action d'au moins un type de molécule ayant la propriété de dégrader les acides nucléiques contaminants par fragmentation, dite molécule de fragmentation, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques contaminants, tout en conservant les acides nucléiques d'intérêt, arrêter l'activité de la molécule de fragmentation. 25 3. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 ou 2, caractérisée en ce que la méthode comprend, après l'arrêt de l'activité de la molécule fragmentation, une étape supplémentaire qui consiste en une réaction 30 d'amplification. 4. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisée en ce que la molécule cW fragmentation utilisée à la propriété d'hydrolyser de manière aléatoire les liaisons phosphates diesters des acides nucléiques contaminants. 9. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 6 à 8, caractérisée en ce que la molécule ClipPhen est une 10 6. 15 7. 20 25 8. 30 Méthode, selon la revendication 5, caractérisée en ce que les deux noyaux phénanthroline de la molécule de fragmentation sont reliés l'un à l'autre par un bras de liaison pour former une molécule ClipPhen. Méthode, selon la revendication 6, caractérisée en ce que le bras de liaison entre les deux noyaux phénanthroline est constitué par une chaîne de trois atomes de carbone successifs, dont l'atome de carbone en position centrale est substitué et dont chaque atome de carbone terminal est relié à un noyau phénanthroline par un atome d'oxygène. Méthode, selon la revendication 7, caractérisée en ce que l'atome de carbone en position centrale est substitué par NH2 ou NH-CO-CH3, et que chaque atome de carbone terminal est relié à un noyau phénanthroline par un atome d'oxygène en position 2 ou 3 dudit noyau. 5. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisée en ce que la molécule de fragmentation est un complexe constitué de deux molécules de 1,10-phénanthroline associé à un atome métallique formant le complexe bis (1,10-phénanthroline)/métal, préférentiellement le métal est un métal de transition tel que le cuivre, le ruthénium, le nickel, le fer, le zinc, le rhodium, le cobalt, le manganèse.3-ClipPhen ((1,3-bis(1,10-phenanthrolin-3-yloxy)propan-2-amine). 10. Méthode de décontamination d'une solution de tout acide nucléique présent dans cette solution consistant à soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action de la molécule ClipPhen/métal, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques, dits acides nucléiques contaminants. 11. Méthode de décontamination d'une solution, contenant des acides nucléiques contaminants et des acides nucléiques d'intérêt consistant à soumettre, pendant une durée suffisante, la solution à l'action de la molécule ClipPhen/métal, et ce jusqu'à la dégradation totale desdits acides nucléiques contaminants, tout en conservant les acides nucléiques d'intérêt. 12. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 11, caractérisée en ce que la molécule est un complexe cuivreux de type I associé à du péroxyde d'hydrogène H202 et, éventuellement, à un réducteur, préférentiellement organique. 13. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 11, caractérisée en ce que la molécule est un complexe cuivrique de type II associé, préférentiellement, à un réducteur organique. 14. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 12 ou 13, caractérisée en ce que le réducteur est un réducteur organique constitué par : • un thiol, tel que le di-thiothréitol (DTT), un thio-acide, tel que l'acide mercapto-propionique ou • un acide carboxylique ou • un dérivé d'un acide carboxylique tel que l'ascorbate ou • une phosphine comme la tri carboxy ethyl phosphine (TCEP). 15. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 11, caractérisée en ce que la molécule de fragmentation est immobilisée sur un support solide. 16. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 12 à 14, caractérisée en ce que le réducteur est immobilisé sur un support solide. 17. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 15 ou 16, caractérisée en ce que le support solide est une particule, une membrane, une bandelette, un film ou un filtre. 18. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 12 à 14, caractérisée en ce que le rapport entre la molécule de fragmentation et le réducteur organique, constitué par un acide carboxylique ou un dérivé d'un tel acide, est compris entre 1 pour 1 et 1 pour 100. 19. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 13, caractérisée en ce que l'activité de fragmentation de la molécule de fragmentation est arrêtée par un ajout : • d'un excès de réducteur organique tel que défini à la revendication 14, ou• d'un agent complexant, tel que l'EDTA. 20. Méthode selon la revendication 19 dans laquelle le rapport entre ladite molécule de fragmentation et le thiol est supérieur à 1 pour 100, et préférentiellement supérieur à 1 pour 1000. 21. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 15 à 17, caractérisée en ce que l'activité de fragmentation de la molécule de fragmentation est arrêtée lorsque le support solide est retirée de la solution. 22. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 18, caractérisée en ce que la solution contient tous les constituants nécessaires à une réaction d'amplification à l'exception des acides nucléiques, soit : • Des cibles, • des amorces d'amplification, et • des sondes de détection. 23. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 18, caractérisée en ce que les acides nucléiques traités sont de l'ARN ou de l'ADN, se présentant sous forme simple ou double brin, ainsi que les hétéroduplexes ARN/ADN. 24. Méthode, selon l'une quelconque des revendications 1 à 18, caractérisée en ce que la durée du traitement subie par les acides nucléiques traités est comprise entre 5 et 60 minutes préférentiellement entre 10 et 30 minutes pour des concentrations en ClipPhen/métal comprises entre 1 pM et 100 pM.25. Utilisation d'une solution traitée par une méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 24, caractérisée en ce que la solution est mélangée avec un échantillon biologique contenant des acides nucléiques cibles, que l'on souhaite amplifier, mais également les amorces d'amplification et les sondes de détection spécifiques des acides nucléiques cibles en présence d'un second réducteur organique, créant ainsi un excès de réducteur organique ce qui arrête l'action des molécules de fragmentation. 26. Utilisation, selon la revendication 25, caractérisée en ce que le second réducteur organique est identique au premier réducteur organique, défini à la revendication 14. 27. Utilisation, selon la revendication 25, caractérisée en ce que le second réducteur organique est différent du premier réducteur organique, défini a la revendication 14.