FR 2889066 A1 20070202 FR 0508065 A 20050728 L'invention a pour objet un procédé d'obtention d'un antisérum dirigé contre une toxine protéique par administration chez un animal d'une solution comprenant une construction génétique codant un fragment immunogène de toxine, suivie de l'application d'un champ électrique dans la zone d'administration, et isolement du sérum. L'antisérum susceptible d'être obtenu par le procédé ainsi que l'utilisation de la solution pour la fabrication d'un médicament destiné à prévenir ou à traiter un effet toxique lié à l'absorption chez un mammifère d'une toxine, caractérisée en ce que ledit médicament est formulé en vue d'une administration par électrotransfert chez le patient, sont également compris dans l'invention. Le moyen le plus utilisé à l'heure actuelle qui permet d'obtenir des antisérums contre un antigène protéique, par exemple une toxine ou un poison, est d'effectuer des injections répétitives de protéines recombinantes ou natives purifiées afin d'induire une réponse immunitaire chez l'animal. Alternativement, on peut aussi faire exprimer la protéine sur une capside ou enveloppe virale, ou dans une particule de type virosome. Pour la toxine botulinique ou d'autres toxines létales, on ne peut pas immuniser avec la toxine entière. Classiquement, il faut produire de la toxine à partir de la bactérie, la purifier, puis modifier cette protéine de façon à inactiver sa létalité, tout en gardant son pouvoir antigénique. Ceci s'obtient, par exemple, en purifiant une sous- unité de la toxine, qui n'est donc pas entièrement fonctionnelle. Alternativement, on peut produire une telle sous-unité recombinante, par exemple chez E.coli. Ceci peut se révéler indispensable en l'absence de procédé fiable d'inactivation de la toxine. Dans les deux cas, production de protéine native inactivée ou de fragments recombinants, les techniques sont lourdes et coûteuses. Ceci explique par exemple, qu'un seul stock de sérum multivalent contre les divers sérotypes de toxines botuliniques aient été produits à ce jour. Une voie alternative pour l'obtention d'un antisérum est l'immunisation génétique, dans laquelle un ADN codant la toxine est administré chez l'animal à immuniser. L'ADN codant, dans lequel le gène codant est précédé d'un promoteur adéquat et comporte une séquence de polyadénylation, peut être porté, soit par un vecteur viral (adénovirus, AAV, rétrovirus, lentivirus, etc...), soit par un plasmide bactérien. Il peut être aussi produit par synthèse acellulaire in vitro, par exemple par PCR. La possibilité d'obtenir une immunisation par injection d'un ADN plasmidique a été démontrée pour la première fois il y a une dizaine d'années (Tang et al., Nature. 1992 Mar 12; 356(6365):152-4; Ulmer et al., Science. 1993 Mar 19;259(5102):1745-9). L'immunisation génétique consiste à injecter directement dans le muscle squelettique ou la peau, ou encore dans d'autres tissus, les gènes codant les protéines antigéniques et insérés sur un fragment circulaire d'ADN bactérien (plasmide). L'organisme lui-même produit les antigènes qui vont induire la réaction immunitaire. Il est maintenant bien établi que l'immunisation par ADN induit une réponse durable à la fois cellulaire et humorale (Gurunathan et al., Annu Rev Immunol. 2000;18:927-74. Review; Quinn et al. , Vaccine. 2002 Aug 19;20(25-26):3187-92). De nombreuses publications récentes font état de cette réponse humorale, dont on peut citer quelques exemples: - Une injection intramusculaire unique de plasmide codant une protéine de l'enveloppe du virus HBV (hépatite B) provoque la production d'anticorps pendant au moins 74 semaines (Davis et al., Gene Ther. 1997 Mar;4(3):181-8), à un titre compatible avec une protection efficace. - Lorsqu'un plasmide codant un génome muté du virus de Kunjin est injecté intramusculairement chez la souris, des anticorps sont produits avec un titre variant de 10 à 40. Si ces souris sont soumises au virus sauvage de Kunjin, ou au très ressemblant virus West Nile, elles sont protégées (0 à 20% de mortalité) (Hall et al., Proc Natl Acad Sci U S A. 2003 Sep 2; 100(18):10460-4. Epub 2003 Aug 13). - L'injection intramusculaire chez la souris de plasmide codant la partie membranaire de la protéine humaine PSMA (prostate specific membrane antigen) conduit à la production d'anticorps contre cette protéine (Kuratsukuri et al., Eur Urol. 2002 Jul;42(1):67-73). Ces quelques exemples montrent qu'il est possible d'obtenir des anticorps neutralisants avec des titres satisfaisants chez l'animal par immunisation par l'ADN. Ceci est surtout vrai chez la souris, et la méthode est un peu moins efficace chez les animaux plus gros (Babiuk et al., Vaccine. 2003 Jan 30;21(7- 8):649-58. Review; Dupuis et al., J Immunol. 2000 Sep 1;165(5):2850-8). Une bien meilleure efficacité de transfert de gène peut être obtenue en utilisant la technique physique. Par exemple, la méthode balistique de "gene gun" utilisant des particules d'or recouvertes d'ADN, qui sont projetées à très grande vitesse sur la peau ou les muqueuses de l'animal conduisant à l'administration d'ADN aux noyaux des cellules de ces tissus. Une autre technique utilise les ultrasons. Une autre technique, appelée méthode "hydrodynamique ou hydrostatique" d'injection d'ADN, utilise l'injection rapide intraveineuse ou intraartérielle d'un grand volume de liquide contenant l'ADN codant, ce qui permet la pénétration de l'ADN dans les cellules, par exemple les hépatocytes, les cellules endothéliales, ou les cellules musculaires. Une dernière méthode physique très efficace d'administration d'ADN est l'électrotransfert, que les inventeurs ont développée au laboratoire. L'électrotransfert est une technique simple et efficace de transfert de gènes, consistant en une injection intramusculaire d'une solution d'ADN suivie de l'application d'une série d'impulsions électriques, au moyen d'électrodes reliées à un générateur (Aihara et al., Nat Biotechnol. 1998 Sep;16(9):867-70.; Mir et al., C R Acad Sci III. 1998 Nov;321(11):893-9.; Mir et al., Proc Natl Acad Sci U S A. 1999 Apr 13;96(8):4262-7.). Ceci permet d'améliorer l'expression des protéines de plusieurs ordres de grandeur (Lee et al., Mol Cells. 1997 Aug 31;7(4):495-501; Kirman et al., Curr Opin Immunol. 2003 Aug;15(4):471-6. Review). Plusieurs études récentes montrent l'intérêt de la technique d'électrotransfert lors de l'immunisation par ADN: par exemple, le titre en anticorps produit augmente d'un facteur 100 chez la souris après électrotransfert d'un plasmide codant un antigène de surface du virus HBV (Widera et al., J Immunol. 2000 May 1;164(9):4635-40). Ce facteur d'augmentation est de l'ordre de 10 dans le cas de lapins ou de cochons d'Inde. Des titres élevés en anticorps ont également été obtenus chez la souris et le lapin après électrotransfert intramusculaire d'un plasmide codant une glycoprotéine de l'enveloppe du virus de l'hépatite C (Zucchelli et al., J Virol. 2000 Dec;74(24):11598-607), et chez la souris après électrotransfert d'un plasmide codant une protéine du bacille de la tuberculose (Tollefsen et al., Vaccine. 2002 Sep 10;20(27-28):3370-8). Cette technique est également applicable à des animaux plus gros tels que la chèvre ou les bovins, (Tollefsen et al., Scand J Immunol. 2003 Mar; 57(3):229-38). Les inventeurs ont eux-même montré au laboratoire que l'électrotransfert d'un plasmide codant l'hémagglutinine de la grippe induisait une meilleure réponse immune chez la souris qu'une simple injection intramusculaire (Bachy et al., Vaccine. 2001 Feb 8;19(13-14) :1688-93). Enfin, on peut noter qu'il a été possible de générer des anticorps monoclonaux contre des allergènes de mites après immunisation de souris par électrotransfert (Yang et al., Clin Exp Allergy. 2003 May; 33(5):663-8). La technique d'électrotransfert est simple, facile à mettre en oeuvre, et ne requiert pas la purification de protéines recombinantes, étape généralement longue, fastidieuse et de coût élevé nécessaire lors de l'immunisation classique. Elle permet donc de tester rapidement plusieurs épitopes. Les techniques d'immunisation génétiques citées plus haut (méthodes balistiques, ultrasoniques, hydrodynamiques, hydrostatiques ou électriques) peuvent être combinées avec des méthodes d'immunisation classique par protéine. Par exemple, on pourra pratiquer une première immunisation génétique, suivie après plusieurs semaines de 1 à 2 immunisations génétiques, suivies enfin après plusieurs semaines ou plusieurs mois de plusieurs immunisations protéiques contre le même antigène. On pourra aussi, alternativement, vacciner d'abord contre la protéine puis effectuer une immunisation génétique. Les neurotoxines botuliques (Clostridium botulinum) et tétaniques (Clostridium tetani) présentent une organisation commune. Elles sont synthétisées sous forme d'une seule chaîne protéique ( 150 kDa), qui est ensuite activée par un clivage protéolytique déterminant deux chaînes protéiques: la chaîne légère en N-terminal ou L ( 50 kDa) et la chaîne lourde en C-terminal ou H ( 100 kDa), qui restent réunies par un pont disulfure. Trois domaines fonctionnels ont été définis sur ces neurotoxines. La moitié C-terminale de la chaîne H (dénommée Hc) est le domaine de reconnaissance d'un récepteur spécifique à la surface des neurones. La moitié N-terminale de la chaîne H (H-N) est impliquée dans l'internalisation dans le neurone de la chaîne L. Cette dernière contient le site enzymatique de protéolyse vis-à-vis des protéines SNAREs et est responsable de l'activité intraneuronale des neurotoxines qui se traduit par un blocage de la neuroexocytose. Chacun de ces trois domaines fonctionnels est associé à une structure tridimensionnelle particulière. Le domaine Hc contient deux structures riches en feuillets bêta, le domaine H-N est formé de deux très longues hélices alpha, et la chaîne L forme une structure compacte riche en feuillets bêta (Kozaki et al., Infect Immun. 1986 Jun;52(3):786-91; Kozaki et al., Infect Immun. 1987 Dec;55(12):3051-6). L'ensemble des gènes des neurotoxines botuliques et tétaniques a été séquencé et la structure cristallographique a été déterminée pour les neurotoxines botuliques A et B et la neurotoxine tétanique. Divers travaux ont été réalisés pour déterminer le fragment immunogène de ces neurotoxines. Il a d'abord été montré que le fragment Hc de la toxine tétanique, obtenu par protéolyse par la papaïne et purifié par chromatographie, est non toxique et protège par immunisation anti-Hc les souris contre une dose d'épreuve de toxine (Kozaki et al., Infect Immun. 1989 Sep;57(9):2634-9.). Puis, ce fragment a été produit en tant que protéine recombinante chez Escherichia coli et s'est également révélé un excellent immunogène (Halpern et al., Infect Immun. 1989 Jan;57(1):18-22.) . Parmi tous les fragments recombinants de neurotoxine botulique A testés, le seul qui induise une protection complète des souris est le domaine Cterminal de la chaîne lourde, qui correspond au domaine Hc de la neurotoxine tétanique (Clayton et al., Infect Immun. 1995 Jul;63(7):273842; Dertzbaugh et West, Vaccine. 1996 Nov;14(16):1538-44; Kubota et al., Appl Environ Microbiol. 1997 Apr;63(4):1214-8; LaPenotiere et al., Toxicon. 1995 Oct;33(10):1383-6. Review). Les anticorps monoclonaux neutralisants obtenus avec la neurotoxine botulique A entière comme immunogène étaient tous dirigés contre le fragment Hc. L'analyse des anticorps générés par vaccination avec la neurotoxine botulique entière formolée chez l'homme a montré que la plupart étaient dirigés contre la chaîne légère et peu contre le fragment Hc. Cette étude a conclu qu'un vaccin basé sur le fragment Hc est plus protecteur qu'un vaccin préparé avec la toxine entière (Brown et al., Hybridoma. 1997 Oct;16(5):447-56). De ce fait, la deuxième génération de vaccin antibotulique développée par l'USAMRIID consiste en des fragments Hc recombinants et purifiés des sept toxinotypes de neurotoxines botuliques A, B, C, D, E, F et G. Il a été noté que le fragment recombinant Hc serait plus efficace que l'anatoxine correspondante préparée de façon classique. La protection à l'aide d'anticorps neutralisants de neurotoxine consiste essentiellement dans le blocage de la reconnaissance du récepteur cellulaire par le fragment Hc (Brown et al., 1997). Par ailleurs, de nombreux travaux ont été réalisés pour obtenir des anticorps monoclonaux neutralisants contre les neurotoxines botuliques. Les essais réalisés avec la neurotoxine botulique A entière se sont fréquemment révélés infructueux alors que ceux produits en immunisant des souris avec la protéine recombinante Hc ont permis d'obtenir un nombre significatif d'anticorps monoclonaux neutralisants (Amersdorfer et al., Infect Immun. 1997 Sep;65(9):3743-52; Middlebrook, Adv Exp Med Biol. 1995; 383:93-8). Ainsi, le fragment Hc se révèle être un meilleur immunogène que la neurotoxine entière et détoxifiée pour induire des anticorps neutralisants. La méthode actuellement utilisée implique la production de protéines natives ou recombinantes, ce qui est un processus long et côuteux. De plus, si la proteine native ou recombinante est toxique, elle doit être dénaturée avant l'injection chez des animaux. Il peut en résulter des antisérums à faible pouvoir neutralisant, puisque seul des anticorps d'épitopes peuvent être obtenus. Ainsi, il existe aujourd'hui un réel besoin de posséder des antisérums protecteurs contre des toxines botuliques (ou autres), notamment en cas de bioterrorisme. Les inventeurs ont mis au point une nouvelle méthode d'obtention d'antisérum dirigé contre une toxine protéique, l'antisérum obtenu avec cette méthode possédant un titre élevé en anticorps neutralisants contre les toxines botuliques. La nouvelle méthode présente en outre l'avantage d'être facile à mettre en oeuvre et d'être peu coûteuse. Ainsi, selon un premier aspect, l'invention a pour objet un procédé d'obtention d'un antisérum dirigé contre au moins une toxine protéique comprenant les étapes suivantes: a) obtention d'une solution comprenant au moins une construction génétique, ladite construction comprenant un acide nucléique codant au moins un 25 fragment immunogène de ladite toxine, b) administration par injection chez un animal de la solution obtenue à l'étape a), c) application d'un champ électrique dans la zone d'injection, et d) prélèvement ultérieur de sang total et isolement du sérum. Par toxine protéique on entend désigner toute substance d'origine animale, végétale ou bactérienne qui produit des effets toxiques et qui est généralement antigénique. Par fragment immunogène de toxine protéique on entend désigner tout fragment de ladite toxine qui possède la capacité d'induire une réaction ou une réponse immunitaire. Les termes protéine, polypeptide ou peptide sont utilisés indifféremment dans la présente description pour désigner une séquence d'acides aminés ou, pour leurs dérivés, contenant une séquence d'acides aminés. Par prélèvement ultérieur (étape (d)) au sens de la présente demande on entend un prélèvement qui est effectué dans un laps de temps minimum après létape (c) (application d'un champ électrique) nécessaire pour obtenir une immunisation. De manière générale, ce laps de temps est d'au moins 15 jours après l'application du champ électrique. Pour la mise en pratique de la présente invention, on utilise de nombreuses techniques classiques en biologie moléculaire, en microbiologie et en génie génétique. Ces techniques sont bien connues et sont expliquées, par exemple, dans Current Protocols in Molecular Biology, Volumes I, II et III, 1997 (F. M. Ausubel, éd.) ; Sambrook et coll., 1989, Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2ème édition, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y. ; DNA Cloning: A Practical Approach, Volumes I et II, 1985 (D.N. Glover, éd.) ; Oligonucleotide Synthesis, 1984 (M.L. Gait, éd.) ; Nucleic Acid Hybridization, 1985 (Hames et Higgins) ; Transcription and Translation, 1984 (Hames et Higgins, éd.) ; Animal Cell Culture, 1986 (R.I. Freshney, éd.) ; Immobilized Cells and Enzymes, 1986 (IRL Press) ; Perbal, 1984, A Pratical Guide to Molecular Cloning; la série, Methods in Enzymology (Academic Press, Inc.) ; Gene Transfer Vectors for Mammalian Cells, 1987 (J.H. Miller et M.P. Calos, éds., Cold Spring Harbor Laboratory) ; et Methods in Enzymology Vol. 154 et Col. 155 (Wu et Grossmann, et Wu, éd. respectivement). Les conditions d'application d'un champ électrique dans la zone d'injection selon l'étape (c) sont maintenant bien connues de l'homme l'art, et sont notamment décrites dans les demandes de brevet internationales publiées le 14 janvier 1999 sous les numéros WO 99/01157 et WO 99/01158. L'homme de l'art saura adapter ces conditions selon chaque cas. De préférence, le champ électrique possède une intensité comprise entre 1 et 800 V/cm sous la forme de 1 à 100 000 impulsions carrées d'une durée supérieure à 100 microsecondes et d'une fréquence comprise entre 0,1 et 1000 Hertz. De manière encore préférée, le champ électrique possède une intensité comprise entre 80 et 250 V/cm sous la forme de 1 à 20 impulsions à ondes carrées d'une durée comprise entre 1 et 50 millisecondes et d'une fréquence de 1 à 10 Hertz. Avantageusement, l'injection est une injection intradermique ou intramusculaire. Selon un mode de réalisation préféré, l'étape b) d'administration de la solution est précédée d'une étape d'injection d'une solution contenant une enzyme dégradant la matrice extracellulaire, telle que la hyaluronidase. En effet, cette enzyme est responsable de la dégradation de l'acide hyaluronique, constituant majeur de la matrice extracellulaire du muscle. La hyaluronidase permet donc d'augmenter l'accessibilité des plasmides aux cellules musculaires. De préférence, on injecte entre 5 et 200 l d'une solution contenant entre 0,1 à 2 U/ l de hyaluronidase. De manière encore plus préférée, on injecte environ 25gl d'une solution à 0. 4U/ l de hyaluronidase dans du NaCl. De manière avantageuse, la toxine est choisie dans le groupe constitué par une toxine de Clostridium botulinum, de Clostridium tetani, de Bacillus anthracis, la ricine, la toxine diphtérique et la toxine du choléra. De manière encore plus avantageuse, le fragment immunogène de ladite toxine est le fragment C-terminal (Hc) choisi dans le groupe constitué par le fragment Hc de la toxine de sérotype A de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 1, le fragment Hc de la toxine de sérotype B de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 2, le fragment Hc de la toxine de sérotype C de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 3, le fragment Hc de la toxine de sérotype D de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 4, le fragment Hc de la toxine de sérotype E de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 5, le fragment Hc de la toxine de sérotype F de Clostridium botulinum de séquence SED ID Na 6, le fragment Hc de la toxine de sérotype G de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 7, et le fragment Hc de la toxine de Clostridium tetani de séquence SED ID N 8, ainsi que leurs variants. De préférence, l'acide nucléique codant le fragment Hc de la toxine A de 15 Clostridium botulinum est de séquence SED ID N 17, ou l'un de ses variants. Dans son sens le plus large, le terme "variant" d'une séquence protéique désigne une séquence ne présentant de modifications qu'au niveau d'aminoacides ou de nucléotides n'ayant pas d'influence sur sa fonction en ne diminuant pas son immunogénicité. De même, on entend désigner par variant quand elle est utilisée ici en référence à une séquence nucléotidique, une séquence de nucléotides correspondant à une séquence de nucléotides de référence, la séquence correspondante codant un polypeptide ayant sensiblement la même structure et la même fonction que le polypeptide codé par la séquence nucléotidique de référence. Il est souhaitable que la séquence nucléotidique sensiblement similaire code le polypeptide codé par la séquence nucléotidique de référence. Il est souhaitable que le pourcentage d'identité entre la séquence nucléotidique sensiblement similaire et la séquence nucléotidique de référence soit d'au moins 90 %, plus préférablement d'au moins 95 %, encore plus préférablement d'au moins 99 %. Les comparaisons de séquences sont réalisées en utilisant l'algorithme d'alignement des séquences de SmithWaterman (se reporter par exemple à Waterman, M.S. Introduction to Computational Biology: Maps, sequences and genomes. Chapman & Hall. Londres: 1995.ISBN 0412-99391-0 ou à http://www-hto.usc.edu/ software/segaln/index.html). Le programme localS version 1.16 est utilisé avec les paramètres suivants: "match" : 1, "mismatch penalty" : 0,33, "open-gap penalty" : 2, "extended-gap penalty" : 2. Une séquence nucléotidique "sensiblement similaire" à la séquence nucléotidique de référence s'hybride avec la séquence nucléotidique de référence dans dodécylsulfate de sodium (SDS) à 7 %, NaPO4 0,5M, EDTA lmM à 50 C avec lavage dans 2 x SSC, SDS à 0,1 % à 50 C, de façon plus souhaitable dans dodécylsulfate de sodium (SDS) à 7 %, NaPO4 0,5M, EDTA lmM à 50 C avec lavage dans 1 x SSC, SDS à 0,1 % à 50 C, de façon encore plus désirable dans dodécylsulfate de sodium (SDS) à 7 %, NaPO4 0,5M, EDTA lmM à 50 C avec lavage dans 0,5 x SSC, SDS à 0,1 % à 50 C, de préférence dans dodécylsulfate de sodium (SDS) à 7 %, NaPO4 0,5M, EDTA lmM à 50 C avec lavage dans 0,1 x SSC, SDS à 0,1 % à 50 C, plus préférablement dans dodécylsulfate de sodium (SDS) à 7 %, NaPO4 0,5M, EDTA 1mM à 50 C avec lavage dans 0,1x SSC, SDS à 0,1 % à 65 C, et code encore pour un produit de gène fonctionnellement équivalent. Selon un autre mode de réalisation préféré, la construction génétique comprend en 5' de l'acide nucléique codant au moins un fragment de ladite toxine, le promoteur du cytomégalovirus (CMV). La structure du promoteur du CMV est notamment décrite dans Hennighausen et al. (EMBO J. 5 (6), 1367-1371, 1986). Selon un autre mode de réalisation préféré, la construction génétique comprend une séquence codant un signal de sécrétion extracellulaire. Ces signaux de sécrétion extracellulaires, qui sont bien connus de l'homme de l'art, permettent d'obtenir des titres en anticorps plus élevés. De préférence, la séquence codant le signal de sécrétion extracellulaire est choisie parmi les séquences SEQ ID N 9, qui code le signal de sécrétion extracellulaire de l'érythropoïétine de souris, et SEQ ID N 10, qui code le signal de sécrétion extracellulaire de la phosphatase alcaline humaine, et l'un de leur variants. Selon encore un autre mode de réalisation préféré, la construction génétique 5 comprend en 5' du promoteur une séquence nucléique de site d'initiation de la traduction, dite séquence KOZAK, de séquence SEQ ID N 11. Selon encore un nouveau mode de réalisation préféré, au moins un codon initial de la séquence d'acide nucléique qui code au moins un fragment de ladite toxine, est remplacé par un codon différent codant le même acide aminé et dont la fréquence dans les cellules eucaryotes est plus élevée que la fréquence dans Clostridium botulinum, comme défini dans le tableau 1. Tableau 1: Fréquence des codons (%o) UUU 15,5 45,4 UCU 10,7 23,6 UAU 12,6 54,5 UGU 10,0 6,8 UUC 23,8 6,1 UCC 14,2 3,1 UAC 17,8 5,9 UGC 12,0 1,7 UUA 6,5 55,5 UCA 15,1 22,0 UAA 0,7 1,1 UGA 1,1 0,0 UUG 9,0 8,4 ACG 4,2 1,4 UAG 1,1 0,3 UGG 15,8 11,5 CUU 11,8 11,4 CCU 14,3 13,7 CAU 11,4 5,7 CGU 3,3 2,6 CUC 18, 4 0,9 CCC 16,5 2,0 CAC 22,2 0,8 CGC 7,0 0,3 CUA 13,0 8,7 CCA 18,8 13,2 CAA 16,5 26,9 CGA 5,3 1,1 CUG 30,3 0,7 CCG 5,8 1,0 CAG 49,8 4,2 CGG 6,9 0, 2 AUU 15,9 44,4 ACU 13,0 23,8 AAU 18,7 103,7 AGU 8,9 24,2 AUC 25,4 5,3 ACC 15,2 2,9 AAC 26,4 12,0 AGC 15,9 5,1 AUA 18,1 54,7 ACA 23,3 22,8 AAA 46,8 62,6 AGA 20,1 20,3 AUG 22,7 16,2 ACG 4,4 2,1 MG 30,1 14,7 AGG 14,0 3, 3 GUU 5,8 21,0 GCU 12,4 15,0 GAU 18,2 53,7 GGU 9,1 13,7 GUC 10,0 1,1 GCC 19,4 1,9 GAC 28,9 6,o GGC 17,5 2,7 GUA 8,3 21,9 GCA 17,8 15,2 GAA 31,7 49, 3 GGA 15,7 21,0 GUG 17,6 3,1 GCG 6,2 1,2 GAG 30,4 10,0 GGG 10,8 4,2 Génome: Mus musculus Clostridium botulinum Les toxines botuliques étant produites naturellement par l'organisme Clostridium, le code génétique utilisé par cet organisme n'est pas nécessairement adapté à une bonne expression de la protéine chez les mammifères. Les inventeurs ont donc utilisé un gène synthétique conçu selon la technique d'optimisation de codons, c'est-à-dire l'utilisation de codons synonymes correspondant aux ARNt (ARN de transfert) les plus fréquents dans les cellules eucaryotes. Selon un autre mode de réalisation préféré, la construction génétique comprend en outre un acide nucléique codant au moins une cytokine. Avantageusement, la solution de l'étape (a) comprend une autre construction génétique qui contient un acide nucléique codant une cytokine, lesdites deux constructions génétiques étant co-administrées à l'étape (b). De préférence, la séquence de l'acide nucléique codant la cytokine est choisie dans le groupe constitué par SEQ ID N 12, qui code le facteur de croissance hématopoïétique (GM-CSF), SEQ ID N 13, qui code la sous-unité p35 de l'interleukine 12 de souris, SEQ ID N 14, qui code la sous-unité p40 de l'interleukine 12 de souris, SEQ ID N 15, qui code l'interleukine 4 de souris, et SEQ ID N 16, qui code l'interleukine 10 humaine. Selon un autre mode de réalisation avantageux, la construction génétique comprend en outre une séquence d'immunostimulation non méthylée riche en bases guanine et cytosine, d'une taille comprise entre 10 et 10000 nucléotides. Une telle séquence, dite séquence CpG, est bien connue de l'homme de l'art. Il doit être entendu que dans la présente invention la séquence d'immunostimulation peut aussi être un oligonucléotide particulier qui sera co-administré avec le plasmide codant le fragment de toxine. (Mutwiri et al., Veterinary Immunology and immunopathology, 2003, 91, 89103; R. Rankin, et al., Vaccine 2002, 20, 3014-3022). Selon un mode de réalisation particulièrement avantageux, l'antisérum est dirigé contre au moins deux toxines protéiques et en ce que la solution de l'étape a) comprend un mélange d'au moins deux constructions génétiques, chacune desdites constructions comprenant un acide nucléique codant au moins un fragment immunogène desdites toxines. De préférence, l'animal est choisi parmi la souris, le lapin, le cheval et le porc. Selon un mode de réalisation tout particulièrement préféré, les étapes b) et c) sont répétées au moins une fois avant l'étape d). De manière générale, ces étapes sont répétées à un intervalle d'au moins 15 jours, de préférence d'au moins 3 semaines, et de manière particulièrement préférée, d'au moins un mois. De manière encore plus préférée, l'étape c) est suivie d'une administration chez l'animal du fragment immunogène recombinant de ladite toxine. De manière générale cette administration est effectuée au moins 15 jours après l'étape c). On isole ensuite le sérum à l'étape d). L'isolement du sérum peut être réalisé par toute méthode connue de l'homme du métier. De préférence, le sérum est isolé à l'étape d) par centrifugation. 15 Selon un deuxième aspect, la présente invention a pour objet un antisérum dirigé contre une toxine protéique susceptible d'être obtenu par le procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce son titre en anticorps anti-toxine est supérieur ou égal à 100, et en ce que son pouvoir neutralisant estsupérieur ou égal à 100. Le titre en anticorps peut être déterminé en effectuant des dilutions, par exemple des dilutions de deux en deux des sérums à partir de la dilution 1/100e puis, on effectue un dosage ELISA, et on obtient une courbe donnant la densité optique à une longueur d'onde donnée, par exemple à 492 nm lorsqu'on utilise le système peroxydase/orthophénylènediamine en fonction de la dilution. Le titre en anticorps correspond à la réciproque du facteur de dilution qui donne une densité optique d'au moins 0,2 au dessus des sérums naïfs. Pour la détermination du pouvoir neutralisant, ou titre neutralisant, la présence d'anticorps neutralisants est déterminée par un test de létalité chez la souris: par exemple, la neurotoxine botulique de type A est produite et calibrée à 10 Doses Létales Souris par ml. Des dilutions de sérum sont ensuite incubées avec une préparation de toxine, et injectées à des souris. La survie des souris est ensuite observée pendant quelques jours. Les résultats sont exprimés par unités neutralisantes par ml (une unité neutralisante correspondant au volume de sérum neutralisant 10 Doses Létales Souris). L'invention a également pour objet l'antisérum selon la présente invention, pour son utilisation comme sérum préventif ou comme antidote destiné à neutraliser chez un mammifère les effets toxiques liés à l'absorption de la toxine chez ledit mammifère. Dans la présente demande, l'absorption de la toxine peut résulter de la contamination par bactéries chez ledit mammifère. La présente invention a encore pour objet l'utilisation d'un antisérum selon la présente invention, pour la fabrication d'un médicament destiné à prévenir ou à traiter un effet toxique lié à l'absorption chez un mammifère d'une toxine choisie dans le groupe constitué par une toxine de Clostridium botulinum, une toxine de Clostridium tetani, une toxine de Bacillus anthracis, la ricine, la toxine diphtérique et la toxine du choléra. L'invention a encore pour objet l'antisérum selon la présente invention, pour son utilisation comme réactif dans un test immunologique, tel que par exemple, sans toutefois s'y limiter, un titrage immuno-enzymatique ELISA, un immunotransfert, un titrage immunoluminescent, etc.. L'homme du métier connaît bien ces différents tests immunologiques et saura y appliquer l'antisérum selon l'invention. Selon un dernier aspect, l'invention a pour objet l'utilisation d'une solution contenant au moins une construction génétique selon la présente invention, pour la fabrication d'un médicament destiné à prévenir ou à traiter un effet toxique lié à l'absorption chez un mammifère d'une toxine choisie dans le groupe constitué par une toxine de Clostridium botulinum, une toxine de Clostridium tetani, une toxine de Bacillus anthracis, la ricine, la toxine diphtérique et la toxine du choléra, caractérisée en ce que ledit médicament est formulé en vue d'une administration par électrotransfert. Les conditions d'électroporation applicables pour l'administration par électrotransfert, le mode et le nombre d'injections sont tels que définis précédemment. Le médicament, préparé à partir de la solution contenant ladite au moins une construction génétique, doit être formulé en l'absence de lipides cationiques pour permettre l'électrotransfert. Il peut être formulé en présence de tout excipient pharmaceutique acceptable connu de l'homme de l'art, tel qu'une solution saline, un tampon phosphate, un tampon glucosé, etc... De préférence, l'utilisation selon l'invention est caractérisée en ce que la solution contient en outre un adjuvant immunostimulant. On pourra citer comme exemples d'adjuvants immunostimulants, sans toutefois s'y limiter, l'adjuvant de Freund et l'alun. Les exemples et figures qui suivent servent à illustrer la présente invention, sans toutefois en limiter la portée. LEGENDES DES FIGURES Le signe * dans certaines figures correspond à un titre en anticorps inférieur à 100. Figure 1: Dosage ELISA des sérums 3 semaines après électrotransfert. Dilutions de 2 en 2 des sérums à partir de la dilution 1/100e. Figure 2: Dosage ELISA des sérums 70 jours après électrotransfert. Dilutions de 2 en 2 des sérums à partir de la dilution 1/100e. Figure 3: Titres en anticorps obtenus à partir des dosages ELISA de 21 à 70 jours après électrotransfert (titre en anticorps = réciproque du facteur de 10 dilution qui donne une DO490 de 0.3 au dessus des sérums naïfs). Figure 4: Comparaison injection seule/injection + électrotransfert avec les plasmides pVaxFcBoNTA et pVaxFc*BoNTA Figure 5: Apport de l'optimisation des codons au niveau de la séquence FcBoNTA (FcBoNTA/Fc*BoNTA). Figure 6: Effet de la hyaluronidase sur le titre en anticorps (plasmide pVaxFcBoNTA et pVaxFc*BoNTA) Figure 7: Effet de la hyaluronidase sur le titre en anticorps (plasmide pVaxFc*BoNTA-Master) Figure 8: Titres en anticorps anti-FcBoNTB avec les plasmides pVaxFc*BoNTA et pVaxFc*BoNTAMaster (injection+électrotransfert) Figure 9: Titres en anticorps anti FcBoNTE avec les plasmides pVaxFcBoNTE, pVaxFc*BoNTE, pVaxFc*BoNTE-Master et pVaxFc*BoNTEVariant Figure 10: Titres en anticorps anti-FcBoNTA, antiFcBoNTB et anti-25 FcBoNTE dans ABE (avec les plasmides pVaxFc*BoNTAMaster, pVaxFc*BoNTB-Master et pVaxFc*BoNTE-Master co-injectés et électrotransférés: sérum multivalent ABE) Figure 11: Titres en anticorps anti-FcBoNTA chez le lapin Figure 12: Titres en anticorps anti-FcBoNTA avec ou sans réinjection du plasmide pVaxFc*BoNTA-Master chez la souris ( id. pour intradermique et im. pour intramusculaire) Figure 13: Titres en anticorps anti-FcBoNTA avec ou sans réinjection du 5 plasmide pVaxFc*BoNTA chez la souris. EXEMPLES I- Materiels et méthodes Matériel génétique Les inventeurs ont injecté et électrotransféré différentes constructions plasmidiques codant le fragment C-terminal de la toxine botulique A, noté FcBoNTA dans la suite, fragment connu comme étant la partie la plus immunogène de la toxine. Les différentes constructions testées sont: pVaxFcBoNTA: ce plasmide contient le fragment FcBoNTA sous contrôle d'un promoteur CMV. pVaxFc*BoNTA: ce plasmide contient le fragment FcBoNTA dont la séquence a été optimisée pour que l'expression de la protéine soit optimale chez la souris (notée Fc*BoNTA). En effet, la fréquence des codons chez Clostridium Botulinum et chez la souris est très différente: ce qui signifie que le pool des ARN de transfert chez ces deux espèces est différent et pourrait être un facteur limitant. La séquence a entièrement été modifiée pour donner au final la même protéine, en utilisant les codons les plus fréquents chez la souris. Le fragment Fc* est sous contrôle d'un promoteur CMV. - pVaxFc*BoNTA-Master: ce plasmide contient le fragment Fc*BoNTA fusionné au signal de sécrétion de l'érythropoïétine murine, et précédé d'une séquence Kozak qui améliore la traduction. - pVaxFc*BoNTA-Variant: ce plasmide contient le fragment Fc*BoNTA fusionné au signal de sécrétion de la phosphatase alcaline sécrétée humaine, et précédé d'une séquence Kozak qui améliore la traduction. Mode opératoire Ces différentes constructions ont été injectées et électrotransférées sur des souris SWISS à raison de 40 g par injection dans 30111 de NaCl 150mM dans le muscle tibial cranial - dans 100111 de NaCl 150mM dans la peau en intradermique Dans tous les cas, le mode opératoire est le suivant: les souris sont anesthésiées (injection intrapéritonéale d'un mélange Ketamine/Xylazine), leurs pattes postérieures sont rasées puis la solution de plasmide est injectée dans le muscle tibial cranial ou dans la peau. Les muscles ou la peau sont ensuite soumis à un champ électrique de 200V/cm sous la forme de 8 impulsions carrées de 20 ms d'une fréquence de 2 Hz à l'aide de deux électrodes plaques reliées à un générateur électrique Genetronics EC 830. Si nécessaire, une solution de hyaluronidase (25 l à 0.4U/ L dans NaCl 150mM) est injectée dans le muscle tibial cranial deux heures avant injection et électrotransfert. Des prélèvements de sang (environ 150 l) sont réalisés par ponction rétro-orbitale sur souris anesthésiées. Pour le dosage dans le sérum les prélèvements sont centrifugés 10 minutes à 4 C à 3000 rpm. Le plasma est retiré et les sérums sont conservés à -80 C. - Dosage des anticorps anti-FcBoNTA, anti-FcBoNTB et anti- FcBoNTE (dosage Elisa) Pour doser les anticorps anti-FcBoNTA (ou anti-FcBoNTB ou antiFcBoNTE) dans le sérum des souris on réalise un test ELISA. Concrètement la protéine recombinante FcBoNTA, FcBoNTB ou FcBoNTE est déposée au fond d'une plaque 96 puits, les sérums sont ensuite incubés avec la plaque: si des anticorps sont présents dans le sérum, ils se fixeront à la protéine. Des lavages permettent de retirer tout ce qui ne s'est pas fixé à la protéine recombinante et la présence d'anticorps anti- Fc est ensuite détectée par la combinaison d'un anticorps secondaire anti- Ig de souris biotinylé et de streptavidine couplée à la peroxydase. Il suffit ensuite de révéler avec un substrat de la peroxydase et de lire la plaque à 492 nm. Pour déterminer le titre en anticorps, on effectue des dilutions de deux en deux des sérums à partir de la dilution 1/100e. La courbe donnant la densité optique à 492 nm en fonction de la dilution permet de déterminer le titre en anticorps qui correspond à la réciproque du facteur de dilution qui donne une DO490 de 0.3 au dessus des sérums naïfs. Dosage des anticorps neutralisants (test de létalité) La présence d'anticorps neutralisants est déterminée par un test de létalité chez la souris: la neurotoxine botulique de type A est produite et calibrée à 10 Doses Létales Souris par ml. Des dilutions de sérum sont ensuite incubées avec 2 ml de préparation de toxine 30 minutes à 37 , et injectées à des souris par voie intrapéritonéale (2 souris par dilution, lml par souris). La survie des souris est ensuite observée pendant quatre jours. Les résultats sont exprimés par unités neutralisantes par ml (une unité neutralisante correspondant au volume de sérum neutralisant 10 Doses Létales Souris). II- Expériences complémentaires: 1) Comparaison injection seule/infection+ électrotransfert Les inventeurs ont effectué une expérience pour valider l'intérêt de l'électrotransfert. Les inventeurs ont pour cela comparé les titres en anticorps obtenus sur des lots de souris injectés avec le même plasmide (pVaxFcBoNTA ou pVaxFc*BoNTA) mais avec ou sans électrotransfert suite à l'injection. Les titres en anticorps obtenus 30 jours après traitement sont donnés à la figure 4. Suite à cette expérience, les inventeurs ont testé le pouvoir neutralisant de ces anticorps obtenus par injection seule ou injection+ électrotransfert: Les inventeurs ont donc effectué un test de neutralisation ou test de létalité chez la souris. Les sérums ont été testés à 45 jours et les sérums d'une même condition ont été poolés pour limiter le nombre de souris. Les résultats présentés dans le tableau 2 donnent le nombre de souris vivantes sur le nombre de souris totales pour chaque dilution de sérum et pour chaque condition. On en déduit le titre neutralisant comme la réciproque de la dilution la plus forte pour laquelle les souris sont vivantes: Tableau 2: Dilutions Titre neutralisant Fc*BoNTA 102 10-3 10-4 10 5 *1OMDL Injection seule 0/2 0/2 0/2 0/2 1) Diverses comparaisons a) apport de l'optimisation: Les inventeurs ont comparé l'apport de l'optimisation des codons au niveau de la séquence administrée par électrotransfert (Figure 5) ou sans électrotransfert (Figure 4) . On observe bien que l'optimisation au niveau des codons de la séquence 20 FcBoNTA augmente très fortement le titre en anticorps (grisé par rapport à hachuré). b) apport de la hyaluronidase dans le procédé utilisant l'électrotransfert Les inventeurs ont étudié l'effet de la hyaluronidase sur le titre en 25 anticorps: Les résultats obtenus avec le plasmide pVaxFcBoNTA sont donnés à la figure 6. Les résultats obtenus avec le plasmide pVaxFc*BoNTA sont donnés à la figure 6. Les résultats obtenus avec le plasmide pVAxFc*BoNTA-Master sont donnés figure 7. 2) Toxines B et E: Les inventeurs ont suivi exactement le même protocole qu'avec la toxine A. Injection + électrotransfert de 40 g de plasmide pVaxFc*BoNTB et pVaxFc*BoNTB-Master (fragment C-terminal de BoNTB + signal de sécrétion de 10 l'Epo+ séquence Kozak). Des prélèvements ont été effectués à 15 jours, 30 jours et 45 jours après injection et électrotransfert. Les résultats obtenus pour les titres en anticorps anti-FcBoNTB sont donnés à la figure 8. Il est donc possible d'obtenir des anticorps anti-FcBoNTB par électrotransfert de plasmide. Titre en anticorps anti-FcBoNTE Même protocole avec la toxine E (40 g de plasmide). Les inventeurs ont comparé - pVaxFcBoNTE: fragment C-terminal non sécrété, non optimisé pVaxFc*BoNTE: fragment C-terminal optimisé (codons) pVaxFc*BoNTE-Master: fragment C-terminal optimisé + signal de sécrétion mEpo+ séquence Kozak pVaxFc*BoNTE-Variant: fragment C-terminal optimisé+ signal 25 de sécrétion hSeAP + séquence Kozak Des prélèvements ont été effectués à 15, 28 et 42 jours. Les résultats sont donnés à la figure 9. 3) Sérums multivalents: Les inventeurs ont testé la co-injection + électrotransfert de plusieurs 30 plasmides codant plusieurs fragments Cterminaux: FcBoNTA, FcBoNTB, et FcBoNTE. Les trois plasmides codent les fragments C-terminaux précédés du signal de sécrétion de l'Epo de souris et d'une séquence Kozak. On a injecté 401..tg de chaque plasmide soit 20 g de chaque dans chaque patte de la souris pour faire un total de 60 g d'ADN par patte. Les titres en anticorps anti-FcBoNTA sont donnés à la figure 10 (A). Les titres en anticorps anti-FcBoNTB sont donnés à la figure 10 (B). Les titres en anticorps anti-FcBoNTE sont donnés à la figure 10 (E). 4) Chez le lapin: Les inventeurs ont testé l'injection ou injection + électrotransfert de 50011g de plasmide pVaxFc*BoNTA-Master chez le lapin. Les conditions d'électrotransfert sont: 8 impulsions de 125V/cm; de 20ms; d'une fréquence de 2Hz avec des électrodes aiguilles. Les résultats sont présentés figure 11. 5) Effet de réinjections: Les inventeurs ont testé chez la souris l'effet d'un second réinjection + électrotransfert: - deux injections + électrotransfert dans chaque muscle à JO avec le plasmide pVaxFc*BoNTAMaster (notation im. 80 g) (figure 12) deux injections + électrotransfert à 3 semaines d'intervalle en intramusculaire chaque fois avec le plasmide pVaxFc*BoNTA-Master (notation im. + im. 40 g) (figure 12) - deux injections + électrotransfert à 3 semaines d'intervalle, le le traitement en intradermique, le 2eme en intramusculaire, avec le plasmide pVaxFc*BoNTA-Master (notation id. + im. 40 g) (figure 12) deux injections + électrotransfert à 1 mois d'intervalle en intramusculaire à chaque fois avec le pVaxFc*BoNTA (figure 13) III- RESULTATS Les inventeurs ont comparé différentes constructions et différents modes opératoires (4 souris par condition) : injection seule (injection + Electrotransfert) - injection + électrotransfert en intramusculaire de 40 g de pVaxFcBoNTA - injection + électrotransfert en intramusculaire de 40 g de 5 pVaxFc* BoNTA(séquence optimisée) - injection + électrotransfert en intramusculaire de 40 g de pVaxFc*BoNTA-Master (séquence optimisée +signal de sécrétion de l'érythropoïetine murine + séquence Kozak) injection + électrotransfert en intramusculaire de 40 g de 10 pVaxFc*BoNTA-Variant (séquence optimisée +signal de sécrétion de la phosphatase alcaline humaine sécrétée +séquence Kozak) injection + électrotransfert en intradermique de 40 g de pVaxFc*BoNTA (séquence optimisée) traitement à la hyaluronidase + injection + électrotransfert en 15 intramusculaire de 40 g de pVaxFc*BoNTA (séquence optimisée) aucun traitement Les résultats obtenus avec le dosage ELISA des sérums 3 semaines après l'électrotransfert sont donnés à la figure 1. Les inventeurs détectent donc dès trois semaines des anticorps antiFcBoNTA dans l'ensemble des sérums des souris traitées dans les différentes conditions décrites, et pas dans les sérums des souris naïves. On peut cependant remarquer que le titre en anticorps varie selon les conditions: les souris traitées à la hyaluronidase ont un titre en anticorps supérieur aux autres. Cette enzyme est responsable de la dégradation de l'acide hyaluronique, constituant majeur de la matrice extracellulaire du muscle. La hyaluronidase permet donc d'augmenter l'accessibilité des plasmides aux cellules musculaires. L'électrotransfert en intradermique peüuet aussi d'obtenir des anticorps. Des prélèvements ont ensuite été effectués tous les 15 jours, et les résultats obtenus avec le dosage ELISA à 70 jours après injection sont donnés à la figure 2. L'allure du dosage ELISA à 70 jours ressemble à celle obtenue à 21 jours. On peut cependant remarquer que les titres en anticorps ont augmenté dans toutes les conditions sauf la condition intradermique. Ceci peut s'expliquer par le fait que les inventeurs ont montré que l'expression d'une protéine après électrotransfert intradermique ne dure qu'une quinzaine de jours, comparée à des cinétiques d'expression dans le muscle qui perdurent jusqu'à un an. Pour avoir une vue plus globale des titres en anticorps au cours de la cinétique, la figure 3 présente l'ensemble des titres obtenus par condition au cours du temps. Ces résultats nous donnent une information sur le titre en anticorps dans le sérum des souris de chaque condition mais ne donnent pas d'information quand au pouvoir neutralisant de ces anticorps. Les inventeurs ont donc effectué un test de neutralisation ou test de létalité chez la souris. Les sérums prélevés à 40 jour sont été testés et les sérums d'une même condition ont été regroupés pour limiter le nombre de souris à utliser. Les résultats présentés dans le Tableau 3 donnent le nombre de souris vivantes sur le nombre de souris traitées pour chaque dilution de sérum et pour chaque condition. On en déduit le titre neutralisant comme l'inverse de la dilution la plus forte pour laquelle les souris sont vivantes: Tableau 3: souris survivantes après un challenge létal (10 doses létales) de toxine BoNTA dilutions titre neutral. 10.2 10 3 10-4 10.5 *10MLD pVaxFc Fe 2/2 0/2 0/2 0/2 100 pVaxFc* Fe* 2/2 0/2 0/2 0/2 100 pVaxFc*Master M 2/2 2/2 2/2 0/2 10000 pVaxFc*Variant V 2/2 1/2 0/2 0/2 100-1000 pVaxFc*+hyalu H 2/2 2/2 0/2 0/2 1000 pVaxFc*intradermique ID 0/2 0/2 0/2 0/2 0 La première conclusion de ce test est que les anticorps obtenus par électrotransfert de plasmide sont neutralisants. La deuxième conclusion est que certaines conditions donnent un titre 5 neutralisant très convainquant, la condition pVAxFc*BoNTA-Master en particulier donne un titre neutralisant de 10000 au moins. Les inventeurs ont ensuite effectué une expérience pour valider l'intérêt de l'électrotransfert. Ils ont pour cela comparé les titres en anticorps obtenus sur des lots de souris injectés avec le même plasmide (pVaxFcBoNTA ou pVaxFc*BoNTA) mais avec ou sans électrotransfert suite à l'injection. Les titres en anticorps obtenus 30 jours après traitement sont donnés à la figure 4. Dans les deux cas on observe une forte augmentation du titre en anticorps dans les lots injectés ET électrotransférés comparés aux lots injectés seulement. IV- CONCLUSION Les inventeurs ont obtenu après une simple injection et électrotransfert de plasmide codant le fragment C-terminal FcBoNTA de la toxine botulique A, de forts titres en anticorps neutralisants. Ce résultat permet de penser qu'il est possible d'obtenir par cette méthode simple des antisérums antitoxine botulique mono ou multivalents à usage thérapeutique. En effet, un antisérum multivalent peut être obtenu par immunisation génétique à plusieurs plasmides, car il a été démontré que la cotransfection conduisait avec la technique d'électrotransfert à une coexpression. Alternativement, un antisérum multivalent peut être obtenu par simple mélange d'antisérums univalents. REVENDICATIONS 1. Procédé d'obtention d'un antisérum dirigé contre au moins une toxine protéique comprenant les étapes suivantes: a) obtention d'une solution comprenant au moins une construction génétique, ladite construction comprenant un acide nucléique codant au moins un fragment immunogène de ladite toxine, b) administration par injection chez un animal de la solution obtenue à l'étape a), c) application d'un champ électrique dans la zone d'injection, et d) prélèvement ultérieur de sang total et isolement du sérum. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le champ électrique possède une intensité comprise entre 1 et 800 V/cm sous la forme de 1 à 100 000 impulsions carrées d'une durée supérieure à 100 microsecondes et d'une fréquence comprise entre 0,1 et 1000 Hertz. 3. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce que le champ électrique possède une intensité comprise entre 80 et 250 V/cm sous la forme de 1 à 20 impulsions à ondes carrées d'une durée comprise entre 1 et 50 millisecondes et d'une fréquence de 1 à 10 Hertz. 4. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que l'injection est une injection intradermique ou intramusculaire. 5. Procédé selon la revendication 4, caractérisé en ce que l'étape b) d'administration de la solution est précédée d'une étape d'injection d'une solution contenant une enzyme dégradant la matrice extracellulaire, telle que la hyaluronidase. 6. Procédé selon la revendication 5, caractérisé en ce que l'on injecte entre 5 et 200 gl d'une solution contenant entre 0,1 à 2 U/ l de hyaluronidase. 7. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que la toxine est choisie dans le groupe constitué par une toxine de Clostridium botulinum, de Clostridium tetani, de Bacillus anthracis, la ricine, la toxine diphtérique et la toxine du choléra. 8. Procédé selon la revendication 7, caractérisé en ce que le fragment immunogène de ladite toxine est le fragment C-terminal (Hc) choisi dans le groupe constitué par le fragment Hc de la toxine de sérotype A de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 1, le fragment Hc de la toxine de sérotype B de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 2, le fragment Hc de la toxine de sérotype C de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 3, le fragment Hc de la toxine de sérotype D de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 4, le fragment Hc de la toxine de sérotype E de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 5, le fragment Hc de la toxine de sérotype F de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 6, le fragment Hc de la toxine de sérotype G de Clostridium botulinum de séquence SED ID N 7, et le fragment Hc de la toxine de Clostridium tetani de séquence SED ID N 8, ainsi que leurs variants. 9 Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que la construction génétique comprend en 5' de l'acide nucléique codant au moins un fragment de ladite toxine, le promoteur du cytomégalovirus (CMV). 10. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que la construction génétique comprend une séquence codant un signal de sécrétion extracellulaire. 11. Procédé selon la revendication 10, caractérisé en ce que la séquence codant le signal de sécrétion extracellulaire est choisie parmi les séquences SEQ ID N 9, qui code le signal de sécrétion extracellulaire de l'érythropoïétine de souris, et SEQ ID N 10, qui code le signal de sécrétion extracellulaire de la phosphatase alcaline humaine, et l'un de leur variants. 12. Procédé selon l'une quelconque des revendications 9 à 11, caractérisé en ce que la construction génétique comprend en 5' du promoteur une séquence nucléique de site d'initiation de la traduction, dite séquence KOZAK, de séquence 10 SEQ ID N 11. 13. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce qu'au moins un codon initial de la séquence d'acide nucléique qui code au moins un fragment de ladite toxine, est remplacé par un codon différent codant le même acide aminé et dont la fréquence dans les cellules eucaryotes est plus élevée que la fréquence dans Clostridium botulinum, comme défini dans le tableau 1. 14. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, 20 caractérisé en ce que la construction génétique comprend en outre un acide nucléique codant au moins une cytokine. 15. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 13, caractérisé en ce que la solution de l'étape (a) comprend une autre construction génétique qui contient un acide nucléique codant une cytokine, lesdites deux constructions génétiques étant co-administrées à l'étape (b). 16. Procédé selon la revendication 14 ou 15, caractérisé en ce que la séquence de l'acide nucléique codant la cytokine est choisie dans le groupe constitué par SEQ ID N 12, qui code le facteur de croissance hématopoïétique (GM-CSF), SEQ ID N 13, qui code la sous-unité p35 de l'interleukine 12 de souris, SEQ ID N 14, qui code la sous-unité p40 de l'interleukine 12 de souris, SEQ ID N 15, qui code l'interleukine 4 de souris, et SEQ ID N 16, qui code l'interleukine 10 humaine. 17. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que la construction génétique comprend en outre une séquence d'immunostimulation non méthylée riche en bases guanine et cytosine, d'une taille comprise entre 10 et 10000 nucléotides. 18. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que l'antisérum est dirigé contre au moins deux toxines protéiques et en ce que la solution de l'étape a) comprend un mélange d'au moins deux constructions génétiques, chacune desdites constructions comprenant un acide nucléique codant au moins un fragment immunogène desdites toxines. 19. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que l'animal est choisi parmi la souris, le lapin et le cheval et le porc. 20. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que les étapes b) et c) sont répétées au moins une fois avant l'étape d). 21. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que l'étape c) est suivie d'une administration chez l'animal du fragment immunogène recombinant de ladite toxine. 22. Antisérum dirigé contre une toxine protéique susceptible d'être obtenu par le procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce son titre en anticorps anti-toxine est supérieur ou égal à 100, et en ce que son pouvoir neutralisant est supérieur ou égal à 100. 23. Antisérum selon la revendication 22, pour son utilisation comme sérum préventif ou comme antidote destiné à neutraliser chez un mammifère les effets toxiques liés à l'absorption de la toxine chez ledit mammifère. 24. Utilisation d'une solution contenant au moins une construction génétique telle que définie dans les revendications 1 et 7 à 18, pour la fabrication d'un médicament destiné à prévenir ou à traiter un effet toxique lié à l'absorption chez un mammifère d'une toxine choisie dans le groupe constitué par une toxine de Clostridium botulinum, une toxine de Clostridium tetani, une toxine de Bacillus anthracis, la ricine, la toxine diphtérique et la toxine du choléra, caractérisée en ce que ledit médicament est formulé en vue d'une administration par électrotransfert. 25. Utilisation selon la revendication 24, caractérisée en ce que la solution contient en outre un adjuvant immunostimulant.