FR 2854161 A1 20041029 FR 0305195 A 20030428 Dérivés de polysaccharides cristallins, procédés pour leur obtention et leurs applications L'invention a pour objet des dérivés de polysaccharides cristallins dont au moins une partie des groupes -CH20H est oxydée en groupes carboxyles-COOH et/ou substituée par des groupes fonctionnels, les procédés pour leur obtention et leurs applications. L'oxydation régiosélective des groupes -CH20H des polysaccharides cristallins a déjà été rapportée par plusieurs auteurs. Ainsi, Battista décrit dans le brevet US 3 111 513, un procédé de préparation de cristallites de polysaccharides comprenant une étape préalable d'hydrolyse acide, suivie d'une oxydation avec du dioxyde d'azote ou de l'acide périodique, ce qui conduit à un dialdéhyde, qui peut être oxydé en carboxyles à l'aide de peroxyde d'hydrogène, d'hypochlorite de sodium ou de dichromate de potassium. Cette technique conduit toutefois à des dégradations du polysaccharide traité. Il a également été proposé d'utiliser pour l'étape d'oxydation le système TEMPO-NaBr-NaOCl (voir notamment Isogai A. et Kato Y. , Cellulose, 5 (1998) 153-164 et Nordic Pulp and Paper Research Journal, 14 (1999) 279-284 ; Tahiri C. et Vignon M. R., Cellulose, 7 (2000) 177-188 ; et Araki J. et al, Langmuir, 17 (2001), 21-27). Les conditions décrites ne permettent pas toutefois de contrôle sur les caractéristiques des cristallites oxydés formés, plus particulièrement de préparer en une seule étape des agrégats de dérivés carboxyliques, plus ou moins divisés, insolubles dans l'eau et capables de former des suspensions colloïdales stables. Les inventeurs ont à présent constaté qu'en réalisant cette réaction d'oxydation radicalaire de manière contrôlée, il était possible, en une seule étape, d'obtenir des polysaccharides cristallins répondant de manière plus satisfaisante aux exigences de la technique, sans qu'il soit nécessaire d'effectuer une hydrolyse préalable du polysaccharide de départ. En particulier, la mise en #uvre de conditions opératoires spécifiques permet d'oxyder la quantité désirée d'hydroxyles primaires et d'élaborer des polysaccharides sous forme de microcristaux et/ou de microfibrilles, de tailles appropriées pour une application donnée, et suffisamment individualisés pour donner des suspensions colloïdales stables. Ces polysaccharides présentent également l'intérêt d'être fonctionnalisables et de donner ainsi un accès à plusieurs familles de dérivés chimiques particulièrement utiles dans divers secteurs de l'industrie, tout en conservant le matériau à l'état cristallin. On pourra cependant mettre en jeu une étape d'hydrolyse acide préalable, dans le but d'obtenir des cristaux de taille plus courte, par exemple dans le cas des microfibrilles de cellulose de paroi primaire, on pourra diminuer la longueur des ces microfibrilles. Par microcristaux , on entend des cristaux de taille microscopique, constitués de chaînes macromoléculaires orientées par exemple selon l'axe le plus long pour une bâtonnet, ou perpendiculairement pour des plaquettes (par exemple dans le cas de l'amidon). Le terme microfibrilles désigne un élément long, plus ou moins fin, constitué de chaînes macromoléculaires alignées dans un même sens, ayant un rapport longueur/largeur de 10 à 1000 (par exemple, dans le cas de la cellulose, l'élément présente un diamètre de 1,5 à 30 nm et une longueur de 0,2 à 10 um). Ces polysaccharides présentent également l'intérêt d'être fonctionnalisables et de donner ainsi l'accès à plusieurs familles de dérivés chimiques particulièrement utiles dans divers secteurs de l'industrie. L'invention a donc pour but de fournir de nouveaux dérivés de polysaccharides cristallins de tailles et de formes variées (bâtonnets ou cristaux plus ou moins rigides, de longueurs variables, ou plaquettes), de masses moléculaires variables avec un taux de charge contrôlé qui peut être mis à profit si on le souhaite dans des réactions de couplage pour greffer des groupements fonctionnels donnés. Elle vise également un procédé d'obtention de polysaccharides substitués par des groupes-COOH et/ou des groupements fonctionnels de ces derniers. L'invention vise également les applications de ces dérivés. Les dérivés de polysaccharides de l'invention sont caractérisés en ce qu'ils se présentent sous forme d'agrégats comportant des microcristaux et/ou des microfibrilles individualisés, avec des tailles latérales de microcristaux et de microfibrilles de 1 à 30 nm, leur longueur pouvant atteindre quelques dizaines de m, voire 100 m environ, les agrégats, microcristaux et microfibrilles étant insolubles dans l'eau. Ces dérivés, étant donné la présence de charges COO- en surface, présentent l'avantage de former des dispersions ou suspensions colloïdales stables dans un milieu aqueux. De plus, une fois séchés, les agrégats, microcristaux et microfibrilles peuvent être redispersés dans l'eau, ou dans un solvant organique, dans le cas de couplage avec des groupes hydrophobes, tout en conservant leurs propriétés liées à la dispersion. Ils peuvent également se présenter sous forme de gels, selon leur taille et leur DO. Ces microcristaux plus ou moins allongés, de taille nanométrique forment des suspensions colloïdales stables, qui ont la possibilité de présenter une organisation de type chiral nématique (ce comportement de cristaux liquides en particulier cholestér-iques étant particulièrement avantageux au vu des applications envisagées). De manière préférée, au moins une partie des groupes - CH20H est oxydée en groupes-COOH , ces derniers , ainsi que les groupes - CH20H non oxydés, pouvant être, en partie ou en totalité, fonctionnalisés. Dans un mode préféré de réalisation de l'invention, les dérivés de polysaccharides sont des dérivés comportant des groupes carboxyliques, les groupes-COOH étant en surface et le cas échéant dans les phases amorphes, ce qui permet de modifier l'hydrophilicité et la réactivité des polysaccharides. Dans ces dérivés, le nombre moyen de groupes carboxyles par unité saccharidique (c'est-à-dire le degré d'oxydation ou DO) varie de 0 à 0,4 selon le polysaccharide. Les dérivés de polysaccharides de l'invention peuvent présenter une masse molaire en poids de l'ordre de 2 500 à 200 000 g/mole, de préférence de 2 500 à 100 000 g/mole. A titre d'exemple, dans le cas de monocristaux de cellulose obtenus à partir de tunicier, qui ont une section moyenne de 20 nm, le nombre de molécules de cellulose dans un cristal est de l'ordre de 400, soit 80 molécules de cellulose en surface pour 320 molécules de cellulose au c#ur. Dans la mesure où l'on dispose de l'ordre de 20 % de chaînes de surface et qu'il n'est possible d'oxyder qu'un hydroxyle sur deux, on oxydera au maximum de l'ordre de 10 % de l'ensemble des hydroxyles primaires, soit un DO maximum de 0,1. Dans le cas de linters de coton, qui ont une section moyenne de 5 nm, le nombre de molécules de cellulose dans un cristal est de l'ordre de 80 molécules, soit en moyenne 32 molécules de cellulose en surface pour 48 molécules de cellulose de c#ur. Le nombre de chaînes de surface est donc de l'ordre de 38-40%. L'oxydation ne pouvant concerner qu'un -hydroxyle primaire de surface sur deux, l'oxydation portera au maximum sur 20% de l'ensemble des hydroxyles primaires, soit un DO maximum de 0,2. Avec des microfibrilles de parois primaires (pulpes de betteraves par exemple), qui ont une section moyenne de 1,5 à 3 nm, le nombre de chaînes de cellulose en surface est de 16 pour 9 à l'intérieur du cristal, ce qui correspond à 64% de molécules de cellulose en surface pour 36% de molécules de c#ur. L'oxydation ne pouvant atteindre qu'un hydroxyle de surface sur deux, au maximum 32% de l'ensemble des hydroxyles primaires présents seront oxydés, soit un DO maximum de 0,32. L'invention vise également les sels des dérivés ci-dessus. On citera les carboxylates de métaux alcalins, notamment de sodium,de métaux alcalino-terreux, de métaux lourds, d'isotopes radioactifs ou d'ammonium (quaternaires), les acétates, les propionates, les acéto-propionates, les acéto- butyrates, les sulfo-acétates. Dans un autre mode préféré de réalisation de l'invention, les dérivés de polysaccharides comportent des groupes fonctionnels -COR1, et le cas échéant -CH20R2 , dans lesquels : . R1 représente OX ou NX, X étant un radical alkyle en C1-C12, ou alkylamino, le radical alkyle ou alkylamino étant le cas échéant substitué par un ou plusieurs groupes-OH, ou un groupe aromatique, en particulier phényle, ou encore une chaîne polymère notamment alkyl polyéthylène ou polypropylène glycol ou alkoxy polyéthylène ou polypropylène glycol ; . R2 représente COX ou X, X étant tel que défini ci- dessus. Les polysaccharides de base sont des produits semi cristallins ou microfibrillaires, tels que cellulose, chitine, amidon, amylose, nigérane ((a(l->3) a (1->4) glucane)), ss(1- >3) glucane, (1->4) mannane, (1->3) xylane, inuline, agarose, carraghénanes. On rappelle que la cellulose native est constituée d'unités D-glucopyranoses liées entre elles par des liaisons ss(1->4) et existe sous plusieurs formes cristallines (forme cellulose I à l'état naturel ; II, après un traitement en milieu alcalin ou une dérivatisation, suivie d'une régénération/coagulation ; cellulose III, après traitement de la cellulose naturelle en milieu NH3 liquide, ou en présence d'amines). La cellulose II présente l'intérêt d'être sous forme de filaments de taille variable selon la filière d'extrusion (0,01 à 1 mm de section) et se présentant sous forme de zones cristallines et de zones amorphes. Il sera possible selon les conditions opératoires soit d'introduire des charges en surface de ces filaments tout en conservant ce filament, soit d'oxyder en surface et dans les zones amorphes ce qui conduit à des agrégats cristallins de cellulose II de tailles variables. Il sera également possible selon les conditions opératoires d'introduire des charges en surface de tissus réalisés à partir de ces filaments tout en conservant la structure de ces tissus, afin d'obtenir des pansements absorbants, et/ou des applications du type pansements hémostatiques, ou des fils chirurgicaux biorésorbables. La cellulose III présente l'intérêt d'une grande réactivité et d'une dimension de cristallites plus faible que celle des autres formes. La chitine est constituée d'unités N-acétyl-D-glucosamines liées entre elles par des liaisons (3 (1#4). Le chitosane est constitué d'unités D-glucosamines liées entre elles par des liaisons (3 (1#4). Le ss (1#3) glucane est constitué d'unités Dglucopyranoses liées entre elles par des liaisons (3 (1#3). Le ss (14) mannane est constitué d'unités Dmannopyranoses liées entre elles par des liaisons )3 (1#4). Le nigérane est constitué d'unités D-glucopyranoses liées entre elles par des liaisons alternées a (1-3) et a (14). L'amidon est constitué d'unités D-glucopyranoses liées entre elles par des liaisons a (1#4) et qui portent par endroit des branchements constitués d'unités D-glucopyranoses liées entre elles par des liaisons a (16). L'amylose est constitué d'unités D-glucopyranoses liées entre elles par des liaisons a (1-4). L'inuline est constituée d'unités (3 (12)-D- fructofuranoses. L'agarose est constitué d'une unité ss (1-4)-D- galactopyranose qui alterne avec une unité a (1#3) 3,6anhydro-L-galactopyranose. Les carraghénanes sont constitués d'une unité (3 (1-4)-D- galactopyranose qui alterne avec une unité a (1#3) 3,6anhydro-D-galactopyranose, et portent un 1 à 3 groupes sulfates (respectivement K, i et 1 carraghénane) . L'invention vise également un procédé d'obtention de polysaccharides tels que définis ci-dessus. Ce procédé, qui comprend l'oxydation radicalaire des groupes - CH20H des polysaccharides en présence d'une quantité catalytique d'un radical aminoxyde, et en présence d'un agent oxydant, est caractérisé en ce que l'étape d'oxydation est réalisée de manière contrôlée en ajoutant l'agent oxydant goutte à goutte de façon à maintenir le pH àlO, le pH étant ensuite maintenu à 10 par addition de soude jusqu'à la fin de la réaction. Cette étape d'oxydation régiosélective des - OH primaires permet de préparer en une seule étape des agrégats de dérivés carboxyliques, plus ou moins divisés, insolubles dans l'eau et capables de former des dispersions colloïdales stables. La réaction d'oxydation radicalaire est le plus généralement réalisée avec, comme radical aminoxyde, le radical 2,2,6,6-tétraméthylpipéridine-1-oxyde (TEMPO) et, comme agent oxydant l'hypochlorite de sodium. D'autres radicaux aminoxyde sont toutefois également utilisables, comme l'analogue 4-hydroxy TEMPO, des dérivés acylés tels que le 4-acétoxy, 4-phosphonooxy et 4- benzyloxyTEMPO, des dérivés aminés comme le 4-amino, 4-acétamido et 4-maléimido-TEMPO. On utilise des quantités catalytiques de ces composés de l'ordre de 0,1 à 5 moles de réactif pour 100 motifs anhydroglucoses. De même, d'autres agents oxydants peuvent être utilisés, en particulier ceux capables de réoxyder les nitroxydes réduits, tels que l'ozone, et en particulier les hypochlorites, notamment l'hypochlorite de sodium. On citera également l'eau oxygénée, les hydroperoxydes organiques ou analogues. On peut utiliser également des enzymes telles que les peroxydases ou les oxydases, en particulier les polyphénol oxydases, les laccases et les lipases. La réaction peut être réalisée en présence de bromure de sodium. Ce composé est alors utilisé avantageusement à raison de 1 à 70 moles pour 100 motifs anhydroglucose. La réaction d' oxydation est réalisée à une température de -5 C à 50 C, de préférence de 0 à 25 C. Pour faciliter la réaction, si nécessaire, on procède à une déstructuration mécanique contrôlée, par exemple à l'aide d'un ultraturax, d'ultrasons, homogénéisateur de type MantonGaulin ou autres. L'opération d'oxydation peut être arrêtée par exemple par addition d'un alcool, comme le méthanol ou l'éthanol. Afin d'améliorer la stabilité des échantillons oxydés, un traitement avec un agent réducteur peut-être utilisé, en vue de réduire les fonctions aldéhydes et/ou cétones éventuellement formées, ainsi que les fonctions hémiacétals résiduelles des extrémités de chaînes (extrémité terminale réductrice). Un agent réducteur tel qu'un borohydrure alcalin est particulièrement indiqué, le borohydrure de sodium (NaBH4) sera choisi préférentiellement. Le milieu peut être ensuite neutralisé jusqu'à un pH de l'ordre de 7, les dérivés oxydés étant récupérés par exemple par filtration et/ou centrifugation et plusieurs lavages, notamment à l'eau. En fonction du DO et de la taille des cristallites, on constate que le matériau gonfle plus ou moins, ou s'hydrate et se comporte alors comme un gel formé de cristallites enrobés de chaînes de polysaccharides à DO élevé, fortement hydratées, pouvant aller jusqu'à un DO de 1, correspondant à des produits solubles. Les polysaccharides semi-cristallins mis en #uvre dans le procédé de l'invention sont obtenus directement à partir des biomasses, ou par dissolution et recristallisation, ou encore par précipitation. La cristallisation peut être contrôlée (cas des cristaux d'amylose qui cristallisent sous forme de plaquettes), ou non contrôlée (cas des éponges végétales obtenues par le procédé viscose, ou de fibres de rayonnes obtenues par le procédé viscose ou par dissolution dans un solvant et régénération, qui précipitent sous forme de phases amorphes et de phases cristallines désorganisées). Les plaquettes d'amylose sont également préexistantes à l'état naturel. Selon l'organisation des polysaccharides mis en #uvre, l'oxydation se fera en surface et/ou dans les phases désorganisées ou amorphes. Il est ainsi possible de créer des sites réactifs sur lesquels peuvent être accrochées des molécules d'intérêt par couplage. Les tailles des cristallites seront différentes. En ce qui concerne par exemple la cellulose, on citera parmi les substrats utilisables, sans que ces mentions présentent un caractère limitatif, les fibres naturelles telles que ramie, coton, jute, algues, pâtes au bisulfites blanchies, pâtes au sulfate ou pâtes kraft blanchies, les microfibrilles de parois primaires ou secondaires (pulpe de betterave sucrière), pulpe de citrus (citron, orange, pamplemousse), les fibres ou films de cellulose regénérée (rayonne, fortisan, lyocell), cellulose bactérienne, cellulose animale, cellulose fongique, et cellulose microcristalline. Les microfibrilles présentent avantageusement un rapport longueur/diamètre compris entre 100 et 1000 et un diamètre moyen de 1,5 à 3 nm. Elles sont avantageusement obtenues à partir des sources cellulosiques précédemment citées, selon les procédés classiques. Les microfibrilles de cellulose peuvent être d'origine quelconque, par exemple d'origine végétale, animale, bactérienne, fongique, ou amibienne, de préférence d'origine végétale, animale ou bactérienne. Comme exemple de sources animales de cellulose, on citera les animaux de la famille des tuniciers. Les sources végétales peuvent être des fibres naturelles telles qu'indiquées plus haut. Dans un autre mode préféré de réalisation de l' invention, les dérivés de polysaccharides comportent des groupes fonctionnels -COR1, et le cas échéant -CH20R2 , dans lesquels : . RI représente OX ou NX, X étant un radical alkyle en C1-C12, ou alkylamino, le radical alkyle ou alkylamino étant le cas échéant substitué par un ou plusieurs groupes-OH, ou un groupe aromatique, en particulier phényle, ou encore une chaîne polymère notamment alkyl polyéthylène ou polypropylène glycol ou alkoxy polyéthylène ou polypropylène glycol ; R2 représente COX ou X, X étant tel que défini cidessus. L'invention vise également un procédé d'obtention des dérivés de polysaccharides comportant des groupes fonctionnels -COOR1, et le cas échéant -CH20R2 tels que définis ci-dessus. Ce procédé comprend une étape de couplage, en solution dans l'eau, des dérivés tels qu'obtenus par le procédé d' oxydation défini plus haut avec une amine de formule HN (X) , dans laquelle X est tel que défini ci-dessus. La réaction de couplage est avantageusement réalisée en présence d'un réactif d'amidation soluble dans l'eau et d'un composé jouant le rôle d'agent estérifiant. Comme réactif d'amidation particulièrement approprié pour la mise en #uvre de la réaction de couplage, on citera l'hydrochlorure de la 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) carbodiimide (EDAC). Des composés capables de jouer dans la réaction de couplage le rôle d'agent estérifiant comprennent le sulfonate de N-hydroxysuccinimide (NHS). La température de la réaction de couplage est le plus généralement de 5 à 100 C, de préférence de 20 à 60 C, tout particulièrement de 45 à 55 C. La réaction est conduite à un pH basique, de 7 à 10, de préférence de 7. 5 à 8. De préférence, les quantités de réactifs mises en #uvre correspondent à : . 1 à 10 moles d'amine pour 1 mol anhydroglucose oxydé ou non, . 1 à 10 moles d'EDAC pour 1 mol anhydroglucose oxydé ou non, . 1 à 10 moles de NHS pour 1 mol anhydroglucose oxydé ou non. On constate que les cristaux greffés ont la même taille que les cristaux carboxylés non greffés. Le greffage des cristaux de cellulose, et la diminution du taux de carboxyle qui en découle, ne semble pas affecter la formation d'une phase chiral nématique. Après greffage et lyophilisation, les cristaux peuvent être redispersés dans l'eau pour donner des suspensions stables biréfringentes, qui peuvent être observées au microscope en lumière polarisée. On notera avec intérêt que l'invention fournit ainsi les moyens d'accéder à de nouveaux dérivés de polysaccharides, qui conservent la structure cristalline du dérivé carboxylique. Ces dérivés peuvent présenter des tailles et des formes variées, tels que bâtonnets plus ou moins rigides, et de longueurs variables, ou plaquettes. Dans le cas où le produit de couplage comporte un groupe amino terminal, il est possible de réticuler les fonctions amines résiduelles avec par exemple du glutaraldéhyde et d'obtenir ainsi des substrats cristallins avec un taux de réticulation contrôlé. L'invention fournit donc les moyens pour obtenir des produits très différents et selon une large gamme. Il s'agit de dérivés de polysaccharides avec: - des unités anhydroglucoses (A) dont le carbone en position C6 porte un groupe-COOH, le cas échéant sous forme de sel, - des unités anhydroglucoses (B) dont le carbone en position C6 porte une fonction ester -COOR1 et, - éventuellement des unités anhydroglucoses (C) dont le carbone en position C6 porte un groupe - CHzOH, - des unités anhydroglucoses (D) dont le carbone en position C6 porte un groupe -CH2OR2. Les molécules ainsi formées pourront donc contenir : - des molécules constituées d'un enchaînement d'unités anhydroglucoses et qui constituent le c#ur cristallin du cristallite (whisker) ou de la microfibrille, - des molécules constituées d'un enchaînement d'unités anhydroglucoses et qui se trouvent en surface du cristallite (whisker) ou de la microfibrille, les unités anhydroglucoses qui se trouvent en surface du cristallite (whisker) ou de la microfibrille pouvant se présenter avantageusement sous les formes A à D décrites ci-dessus. Le taux d'unités (A) représente plus particulièrement de 3 à 33% de l'ensemble des unités anhydroglucoses du cristallite de la microfibrille ; taux d'unités (C) ou (D) de 1 à 80% de la quantité totale des unités (A) et (C). Le greffage des cristaux de cellulose, et la diminution du taux de carboxyle qui en découle, ne semble pas affecter la formation d'une phase chiral nématique. De manière générale, le couplage des molécules de polysaccharides diminue le DO et conduit à des produits de moins en moins solubles dans l'eau, d'autant plus lorsqu'on greffe des chaînes hydrophobes. Après greffage et lyophilisation, les cristaux peuvent être re-dispersés dans l'eau pour donner des suspensions stables biréfringentes, qui peuvent être observées au microscope en lumière polarisée. Les propriétés des dérivés de l'invention leur confèrent un grand intérêt dans de nombreuses applications. La présence en surface de groupes - COO-, selon un taux approprié, avec la répulsion des charges qui en résulte, permet d'utiliser les dérivés correspondants comme agents de chélations des métaux, agents viscosifiants ou stabilisants, ou encore de polymères superabsorbants. Ces produits présentent une grande importance notamment: - dans l'industrie alimentaire, comme épaississants, stabilisants de dispersions, d'émulsions et de suspensions, à titre d'agents tensio-actifs pour des denrées à faible pouvoir calorique, ou à faible proportion de graisses ou de cholestérol, - dans l'industrie des peintures, du papier, des textiles, comme agents de stabilisation stérique des charges, des cosmétiques (support de pommades, de crèmes..) - en agriculture, dans des applications de pesticides, - dans l'industrie pharmaceutique, comme excipient de médicaments, agents de contrôle de relargage de principes actifs ou de biomolécules, support de pommades ou de crèmes, agents de transit intestinal, pâtes dentaires, support d' arômes . - dans le domaine médical ou biomédical (séparation et purification de protéines, de virus par précipitation/adsorption par affinité, pansements hémostatiques, fils biorésorbables). - comme agents complexants ou séquestrants, des ions métalliques, comme l'ion calcium, utiles notamment pour les détergents, les cosmétiques, le traitement de surface ; métaux lourds et des éléments radioactifs dans l'industrie nucléaire. - pour préparer des polymères stimulables ou des bâtonnets rigides chevelus qui ont tendanc à s'auto-organiser. Ces cristallites de polysaccharides, et plus particulièrement des cristallites ou microfibrilles de cellulose sont utilisables pour modifier la rhéologie des milieux dans lesquels ils sont introduits. Dans le cas des milieux fluides aqueux ou organique du type de ceux destinés à l'obtention notamment des compositions cosmétiques, de fluides de forage, etc...., les microfibrilles peuvent modifier la viscosité et/ou la texture du milieu, voire son profil rhéologique. Dans les milieux fortement visqueux et solides, du type de ceux destinés à être mis en #uvre dans les matériaux thermoplastiques, thermodurcissables, élastomères, et les mastics, les microfibrilles peuvent modifier les propriétés mécaniques et notamment servir de charge de renfort. Les propriétés mécaniques intéressantes des microfibrilles sont attribuées à leur structure particulière elles présentent un caractère hydrophile important dû à la présence des fonctions hydroxyles en surface de la microfibrille. Cependant, l'utilisation de ces microfibrilles n'est pas sans inconvénients. En effet, le caractère hydrophile qui peut être souhaitable pour certaines applications, par exemple en milieux aqueux et/ou hydrophile, peut constituer une entrave aux différentes applications souhaitées en milieux organique et/ou hydrophobe. Par exemple, en milieux organique et/ou hydrophobe, les microfibrilles ne se dispersent pas et on assiste à des phénomènes d'agglomération et de floculation, dûs à l'incompatibilité de ces dernières avec le milieu organique dans lequel elles se trouvent ; les microfibrilles possédant un caractère fortement hydrophile auront naturellement tendance à floculer et à s'agglomérer dans un milieu organique à caractère hydrophobe. Suite à ces phénomènes, plus particulièrement en milieu organique, les microfibrilles ne seront plus en mesure d'exercer leur fonction d'agent texturant viscosant et/ou de charge renfort. Les microfibrilles de cellulose de l'invention, tout en ayant conservé leurs aspects morphologiques et cristallins initiaux, et donc toutes les propriétés mécaniques intéressantes qui en découlent, présentent un caractère hydrophile nettement atténué. Les microfibrilles deviennent donc dispersables dans un milieu organique. Les mesures des caractéristiques des produits obtenus sont effectuées avec les appareillages suivants : Clichés rayons -X Les clichés de diffraction de rayons X ont été enregistrés à partir des échantillons lyophilisés puis mis en forme, le plus souvent par pressage entre deux disques dans une presse, de façon à être montés sur un porte échantillon équipé d'un collimateur à ouverture circulaire de 0,02 pouce (0,5mm) de diamètre. Ils sont exposés pendant quelques heures, dans une chambre plane Warhus sous vide, à une source de rayons X produite par un générateur Philips PW 1720 soumise à une tension de 30 kV et un courent de 20 mA. Les clichés, une fois développés, sont comparés entre eux avant et après oxydation pour vérifier la structure cristalline de l'échantillon de cellulose (cellulose I, cellulose II, cellulose III). Ces observations permettent également de confirmer que la réaction s'est limitée à la surface de microcristaux et ne s'est pas propagée au c#ur de la structure cristalline. Microscopie électronique à transmission (MET): Les échantillons en suspension sont déposés sur une grille carbonée. Après séchage, la grille est observée par microscopie électronique à transmission à l'aide d'un microscope Philips CM 200 CRYO soumis à une tension d'accélération de 80kV. Cette technique permet d'observer les cristaux, de contrôler leur état d'association et/ou d'individualisation et de mesurer leurs tailles (longueur et section). RMN des échantillons solubles Les spectres de RMN carbone-13 des échantillons solubles ont été enregistrés sur un spectromètre BRUKER AC 300 à une fréquence de 75,468 MHz. Les échantillons sont solubilisés dans D20 (20 mg dans 0,5 ml de solvant) et l'acquisition est réalisée à 30 C (dans un tube de 5 mm de diamètre interne). Le degré d'oxydation est déterminé par RMN 13C quantitative (Signaux carbones C6 (CH20H), carbones C6 oxydés (COONa), carbones Cl et carbones C4) en utilisant la séquence INVGATE de BRUKER avec une impulsion de 6,5 s (90 ), largeur spectrale 15 000 Hz, 16K data points, temps d'acquisition de 0,54 s et un temps de relaxation de 3 s. 20 000 à 100 000 acquisitions sont nécessaires selon la solubilité des échantillons. Dans le cas des réactions de couplage, on peut vérifier que l'on a bien eu formation d'une liaison covalente par RMN carbone-13. En effet la formation de la liaison amide (O=C-NH-) se traduit par l'apparition d'un signal C=O caractéristique. Le taux de couplage des échantillons oxydés solubles dans l'eau peut être lui aussi mesuré par la même technique RMN carbone-13. Degré d'oxydation (DO) Pour la détermination du degré d'oxydation des composés obtenus, particulièrement dans le cas d'échantillons partiellement oxydés, donc insolubles dans l'eau, la RMN du solide apparaît comme une méthode fiable pour déterminer le degré d'oxydation, mais malheureusement, cette technique ne peut être utilisée pour des mesures de routine, car elle nécessite plusieurs heures d'acquisition. Il existe d'autres méthodes plus accessibles, telles que la spectroscopie infrarouge et le dosage conductimétrique, qui permettent de déterminer le DO des échantillons solubles et insolubles. Spectroscopie Infrarouge Les spectres infrarouge sont enregistrés sur un spectromètre PERKIN-ELMER 1720X à transformée de Fourier à partir de pastilles de KBr (1% en masse). Les spectres sont enregistrés en réalisant 16 acquisitions sur une gamme spectrale comprise entre 400 et 4000 cm-1 avec une résolution de 2cm-1. La spectroscopie infrarouge est une méthode simple et rapide pour obtenir des informations sur les modifications chimiques de polysaccharides de façon qualitative. Dans le cas d'études quantitatives, la préparation des échantillons et le traitement des données doivent être très rigoureux. Les analyses ont été réalisées à partir de pastilles de KBr à 1% en masse de composé à analyser. L'oxydation sélective en position 6 des unités anhydroglucose induit un changement significatif dans les bandes d'absorption du spectre infrarouge, notamment l'apparition d'une bande d'élongation intense à 1604 cm-1 due aux liaisons C=O des groupements carboxyles sous forme ionisée (COO- Na+) . On constate que les bandes qui correspondent à l'eau adsorbée (ou à la liaison hydrogène) et à l'élongation de la liaison C=O des groupements carboxyles sous forme ionisée se superposent. L'intégration de cette bande d'élongation ne peut donc pas être utilisée pour la quantification du degré d'oxydation. Il est donc préférable d'effectuer l'analyse de ces échantillons sous forme acide (COOH), par passage sur résine échangeuse de cations ou préférentiellement dans le cas des échantillons cristallins par acidification (pH=2) par une solution HC1 0,5 M. En effet, la bande d'élongation de la liaison C=O se déplace de 1604 cm-1 à 1730 cm-1 et ne se superpose plus à la bande d'eau d'adsorption. Les spectres infrarouge de la cellulose de départ et de la cellulose oxydée sont présentés sur la figure 1. Dans le cas des réactions de couplage, on peut vérifier que l'on a eu réaction par l'apparition de 2 raies de faible intensité à 1657 cm-1 (vc = o) et 1544 cm-1 (8 N-H) qui correspondent aux absorptions amide 1 et amide II, et la diminution de la bande C=O de l'acide résiduel à 1730 cm-1. Méthode conductimétrique Une autre méthode très classique pour la détermination du degré d'oxydation est le dosage par conductimétrie. Cette méthode présente l'avantage d'être applicable à la fois aux échantillons solubles et insolubles dans l'eau. L'échantillon sous forme ionisée (40 mg) est acidifié par une solution d'acide chlorhydrique (15 ml, 0,01 M). Cette solution est dosée par une solution d'hydroxyde de sodium de concentration 0,01 M. La courbe de titration (figure 2) présente deux points d'équivalence. La première partie de la courbe correspond à la neutralisation de l'acide chlorhydrique en excès, la deuxième partie correspond à la neutralisation des groupements carboxyles de l'échantillon et la troisième partie correspond à l'excès de soude ajouté. Par voie de conséquence, la différence (V2-V1) correspond donc au volume de soude nécessaire pour neutraliser les groupements carboxyles de l'échantillon. Le degré d'oxydation de l'échantillon est défini par la formule suivante: DO = [162 ncooh / (méchantillon - 36 ncooH )] nCOOH = (V2 - Vi ) x 0 , 01 avec V en mL et méchantillon en mg. Détermination de la teneur en azote Le dosage de l'azote par analyse élémentaire, est réalisé par le service central d'analyse du CNRS, bureau des analyses, BP22, Vernaison, France. D'autres caractéristiques et avantages de l'invention apparaîtront dans les exemples qui suivent et en se référant aux figures annexées : Figure 1 : Spectres infrarouge de la cellulose : (a) linters de coton non oxydés ; (b) linters de coton oxydés en surface ; (c) linters de coton totalement oxydés ou acide polyglucuronique. Figure 2 : Courbe de titrage conductimétrique par NaOH d'une suspension de cellulose oxydée. Figure 3 : Microscopie électronique à transmission de cristaux de linters de coton (cellulose I) (a) échantillon de départ, (b) exemple 2 (0,52 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose), (c) exemple 4 (0,73 éq. NaOCl/éq.anhydroglucose), (d) exemple 5 (2 éq. NaOCl/éq.anhydroglucose). Figure 4 : Microscopie électronique à transmission de microfibrilles de cellulose de pulpes de betterave (cellulose I) : (a) exemple 12 (0,18 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose), (b) exemple 14 (0,36 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose), (c) exemple 16 (0,75 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose). Figure 5 : Spectres IR comparatifs des whiskers de tunicier : (a) échantillon de départ ; (b) exemple 25 (0,06 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose) ; (c) exemple 26 (0,12 éq. NaOCl/ éq. anhydroglucose) ; (d) exemple 27 (0,20 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose) ; (e) exemple 28 (0,5 éq. NaOCl/ éq. anhydroglucose). Figure 6 : Clichés de diffraction rayons X de whiskers de tunicier (a) non oxydés, (b) totalement oxydés en surface (exemple 28). Figure 7 : Whiskers de tunicier observés en microscopie électronique à transmission : (a) après hydrolyse acide ; (b) totalement oxydés en surface (exemple 28). Figure 8 : Whiskers de tunicier observés entre polariseur croisés : (a) non oxydés, (b) totalement oxydés en surface (exemple 28). Figure 9 Microscopie électronique à transmission de plaquettes d'amidon : exemple 34 (0,6 éq. NaOCl/éq. anhydroglucose). Figure 10 : Microscopie électronique à transmission de whiskers de chitine (a) échantillon de départ après hydrolyse acide, (b) exemple 36 (0,5 éq. NaOCl/éq.anhydroglucose). Figure 11 : Spectres RMN carbone-13 ; échantillon de cellulose oxydé (DO=1) ; (b) échantillon de cellulose oxydé et couplé avec 2-méthoxyéthylamine (exemple 37). Figure 12 : Spectres IR comparatifs : (a) d'un échantillon de cellulose partiellement oxydé ; (b) d'un échantillon de cellulose partiellement oxydé et couplé avec 2méthoxyéthylamine (exemple 50). Exemple 1 On disperse 510 mg (3,15 mmol) de linters de coton dans 100 ml d'eau distillée à l'aide d'un ultraturrax, on ajoute le radical TEMPO (8 mg, 0,051 mmol) et le NaBr (162 mg, 1,57 mmol). On maintient la solution à 20 C et on ajoute la solution commerciale NaOCl 1,47M (0,55 ml, 0,81 mmol, soit un rapport eq NaOCl/ eq anhydroglucose = 0. 26) par petits volumes de façon à maintenir le pH à 10. Après l'ajout de tout l'hypochlorite (en général en 5 à 60 minutes, plus particulièrement en moins de 30 minutes), on maintient en permanence le pH à 10 en aj outant une solution de soude (NaOH 2 % poids/volume). On continu à ajouter de la soude jusqu'à ce que le pH ne varie plus. Finalement, on arrête la réaction en ajoutant du MeOH puis on neutralise (pH7) avec HC1 1M. On peut rajouter une pointe de spatule de NaBH4 et agiter quelques heures à température ambiante, afin de réduire les fonctions cétones et aldéhydes éventuellement présentes. Séparation On peut séparer le résidu cellulosique soit par centrifugation, soit par filtration. a. Centrifugation : On centrifuge la suspension (20 000 g) pendant 30 minutes et on récupère le surnageant (fraction soluble, qui est concentrée, dialysée et lyophilisée) et l'insoluble. Ce dernier est re-dispersé dans un excès d'eau (100 ml) et maintenu sous agitation pendant 1 heure, puis centrifugé pour séparer la fraction insoluble qui est dispersée dans l'eau et lyophilisée. La fraction qui reste en suspension (fraction gel) est concentrée, dialysée et lyophilisée. b. Filtration : On filtre sur support filtre sous pression en acier inoxydable Sartorius SM 162 49, membrane en nitrate de cellulose de porosité 5 m pour récupérer la partie insoluble. La partie soluble est concentrée, dialysée et lyophilisée (fraction soluble). On redisperse la fraction insoluble dans l'eau et on laisse sous agitation 1 heure. On centrifuge pour séparer la fraction insoluble qui est redispersée dans l'eau et lyophilisée. La fraction qui reste en suspension (fraction gel) est concentrée, dialysée et lyophilisée. On récupère 16 mg de fraction soluble (DO = 100 %) ; 4,7 mg de fraction gel et 506 mg de fraction insoluble (DO = 12 %). Dans les tableaux ci-après, on a résumé les conditions d'oxydation mises en oeuvre dans l'exemple 1, ainsi que dans les exemples 2 à 36 qui se rapportent à des réactions d'oxydations conduites selon des protocoles semblables. Exemple 1 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Linters de TEMPO : 8 20 C Addition par Maintien coton : mg ; 0,051 petits volumes, du pH à 510mg (3,15 mmol pour maintenir 10 par mmol) NaBr : 162 le pH à 10, addition mg ; 1,57 d'une solution de soude mmol de NaOCl 1,47M 2 % (0,55 mL ; (poids/ mmol soit un volume) rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose ~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~= 0,26) On récupère 16 mg de fraction soluble (DO = 1) ; mg de fraction gel et 506 mg de fraction insoluble (DO = 0,12). Exemple 2 Produit de TEMPO + NaBr température NaOCl pH départ Idem ex. 1 Idem ex.1 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47M (1,12 mL, 1,65mmol ) soit un rapport eq NaOCl/ eq anhydroglucose =0,52 On récupère 30,7 mg (4,9% eq/eq) de fraction soluble et 475 mg (90,1% eq/eq) de fraction insoluble (DO=0,15). L'échantillon de linters de coton de départ et la fraction insoluble en suspension dans l'eau sont contrôlés en microscopie électronique à transmission (figure 3a et 3b). L'échantillon de départ (figure 3a) se présente sous forme d'agglomérats de cristaux et on note un début d'individualisation des linters de coton oxydés selon les conditions de l'exemple 2 (figure 3b). Exemple 3 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 1 Idem ex.l 0-4 C Idem ex. 2 Idem ex.l On récupère 7,2 mg (1,15% eq/eq) de fraction soluble (DO=1) ; 6,3 mg de fraction gel et 500 mg de fraction insoluble (DO= 0,12). Exemple 4 Produit de TEMPO + NaBr température NaOCl pH départ Idem ex. 1 Idem ex.1 20 C Addition par Idem petits volumes ex.l pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,25 M, (1,85 mL ; mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose ~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~= 0,73) On sépare le résidu insoluble, la fraction soluble et la fraction gel, comme décrit dans l'exemple 1. On récupère 57 mg de fraction soluble (DO= 1); 10,6 mg de fraction gel et 450 mg de fraction insoluble (DO=0,22) . La fraction insoluble en suspension dans l'eau est contrôlée en microscopie électronique à transmission (Figure 3c). On constate que les linters de coton qui se présentent au départ sous forme d'agglomérats sont relativement bien individualisés. Exemple 5 Produit de TEMPO + température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 1 Idem ex.1 20 C Addition par Idem ex.1 petits volumes pour mantenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (4,3 mL; 6,32 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose =2) On récupère 61 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 8,9 mg de fraction gel et 427 mg de fraction insoluble (DO= 23%) . La fraction insoluble en suspension dans l'eau est contrôlée en microscopie électronique à transmission (Figure 3d). On constate que les linters de coton qui se présentent au départ sous forme d'agglomérats sont relativement bien individualisés. Exemple 6 a. Préparation de linters de coton par hydrolyse acide. Un échantillon de linters de coton (20 g) est hydrolysé avec de l'acide chlorhydrique 2,5 N à reflux pendant 1 heure, ou avec un solution 22,5 N de 280 ml de H2SO4 (65 %) pendant 45 minutes à 45 C. La suspension est ensuite filtrée sur un fritté de porosité N 4 et lavée abondamment à l'eau jusqu'à neutralité des eaux de lavage. Le résidu est remis en suspension, dilué et homogénéisé par petites quantités à l'ultraturrax, puis filtré rapidement sur un fritté de porosité N 1. La suspension de linters de coton ainsi récupérée est soit lyophilisée, soit concentrée de façon à l'amener au taux de matière sèche désiré et conservée au frais. b. Oxydation On reproduit les conditions de l'exemple 1, en utilisant les linters de coton préhydrolysés et un rapport éq NaOCl / éq anhydroglucose = 0. 2. Produit de TEMPO + NaBr température NaOCl pH départ Linters de Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 coton petits volumes, préhydrolysés pour maintenir : 510 mg le pH à 10, (3,15mmol) d'une solution Dispersion de NaOCl 1,47M avec un (0,43mL; 0,63 sonicateur mmol ) soit un (5min) en rapport eq refroidissant NaOCl/eq le récipient anhydroglucose= dans de la 0,2 glace On récupère 25,6 mg de fraction soluble (DO = 1) et 496 mg de fraction insoluble (DO = 0,1). Exemple 7 Produit de TEMPO + température NaOCl pH départNaBr Idem ex. 6 Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47M (0,73mL; 1, 07 mmol ) soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose = 0, 34 un recupere 39,2 mg ae fraction soluble (CO = 1) et 488 mg de fraction insoluble (DO = 0,17). Exemple 8 Produit de TEMPO + température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 6 Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47M (1,07 mL ; 1,57 mmol ) soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose ~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~= 0, 5 On récupère 49,8 mg de fraction soluble (DO = 1) et 454 mg de fraction insoluble (DO = 0,17). Exemple 9 a. Transformation de la cellulose I en cellulose III On pèse 2 g de linters de coton dans un ballon de 250 ml, dans lequel on ajoute de l'ammoniac liquide (obtenu par liquéfaction). On recouvre complètement la cellulose par de l'ammoniac liquide. On refroidit le ballon par un bain d'acétone maintenu entre-50 et -60 C par ajout d'azote liquide. On maintient ces conditions pendant environ 5 heures. L'ammoniac fait alors gonfler les cristaux de cellulose I qui se transforment progressivement en cellulose III. On a alors formation de cristaux de taille beaucoup plus petite. On laisse évaporer lentement l'ammoniac (en quelques heures). L'ammoniac résiduel est éliminé en tirant sous vide pendant 24 heures. On peut également utiliser des échantillons de cellulose traités à l'ammoniac sous pression et décompressé rapidement selon le procédé Rhodia Acetow (T. Karstens, Brevet allemand N 19951011061). b. Oxydation On reproduit les conditions de l'exemple 2, en utilisant les linters de coton cristallisés sous forme de cellulose III (soit un rapport eq anhydroglucose/ eq NaOCl = 1/0.5). Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Linters de Idem ex. 1 20 C Idem ex.2, soit Idem ex.l coton un rapport eq cristallisés NaOCl/ eq sous forme anhydroglucose de cellulose =0,52 III : 510 mg (3, 15mmol) On récupère 25 mg de fraction soluble (DO = 1) ; 12 mg de fraction gel et 457 mg de fraction insoluble (DO = 0,16). Exemple 10 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 9 Idem ex.l 0-4 C Idem ex. 2, Idem soit un rapport ex. 1 eq NaOCl/ eq anhydroglucose =0,52 On récupère 12 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 10 mg de fraction gel et 496mg de fraction insoluble (DO= 0,16). Exemple 11 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 9 Idem ex.l 20 C Idem Ex.4, Idem ex.1 soit un rapport eq NaOCl/ eq anhydroglucose =0,73 On récupère 45 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 10 mg de fraction gel et 485mg de fraction insoluble (DO= 0,20). Exemple 12 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr microfibrilles Idem 20 C Addition par Idem ex. de cellulose ex. 1 petits volumes, 1 obtenues à pour maintenir partir de pulpe le pH à 10, de betteraves d'une solution sucrières : de NaOCl 1,47 510 mg M, (0, 38 mL; (3,15mmol) 0,56 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,18) Dans le cas de microfibrilles de cellulose, au cours de l'étape de purification, il est avantageux de rajouter du chlorure de sodium de manière à écranter les charges, ce qui entraîne une floculation et permet donc une séparation par centrifugation, comme dans le cas des linters de coton. On peut également filtrer sur une membrane de porosité 5 um ou 1 m pour récupérer la partie insoluble, qui est lavée avec de l'eau distillée afin d'éliminer les sels. La partie soluble est concentrée, dialysée et lyophilisée. La fraction insoluble est redispersée dans l'eau et soumise à agitation pendant une heure, puis centrifugée aux fins de séparation et lyophilisée. La fraction qui reste en suspension (fraction gel) est concentrée, dialysée et lyophilisée. On récupère 21 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 15 mg de fraction gel et 435mg de fraction insoluble (DO= 0,06) . La fraction insoluble en suspension dans l'eau est contrôlée en microscopie électronique à transmission (Figure 4a). On constate que les microfibrilles de cellulose sont relativement associées entre elles en lanières et ont une longueur de l'ordre du micron ou supérieure. Exemple 13 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 12 Idem ex.l 20 C Addition par Idem ex.l petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl (en 5 min) de NaOCl 1,47 M,(0,55 mL ; 0,81 mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,26) On récupère 33 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 39mg de fraction gel et 447 mg de fraction insoluble (DO= 0,07) . Exemple 14 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 12 Idem ex.1 20 C Addition par Idem ex.l petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M,(0,76 mL; 1,12 mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,36) On récupère 44 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 29 mg de fraction gel et 449mg de fraction insoluble (DO= 0,12) . La fraction insoluble en suspension dans l'eau est contrôlée en microscopie électronique à transmission (Figure 4b). On constate que les microfibrilles de cellulose ne sont plus associées entre elles en lanières. Elles se présentent sous la forme de cristallites relativement bien individualisés par suite de la présence de charges en surface et de longueur variable comprise entre 100 nm et 1 um. Exemple 15 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 12 Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (1,26 mL; 1,86 mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose = 0,6) On récupère 55 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 31 mg de fraction gel et 442 mg de fraction insoluble (DO= 0,18) . Exemple 16 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 12 Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (1, 58 mL ; 2,34 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,75) On récupère 63 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 24 mg de fraction gel et 428 mg de fraction insoluble (DO= 0,24). La fraction insoluble en suspension dans l'eau est contrôlée en microscopie électronique à transmission (figure 4c). On constate que les microfibrilles de cellulose ne sont plus associées entre elles en lanières, mais se présentent sous la forme de cristallites relativement bien individualisées de longueur comprise entre 100 nm et 1 m. Exemple 17 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 12 Idem ex.1 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M,(1,9 mL; 2,8 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,9) On récupère 112 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 33 mg de fraction gel et 402 mg de fraction insoluble (DO= 0,24) . Exemple 18 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex.12 Idem ex.l 0-4 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47M (1,12 mL, 1,65mmol) soit un rapport eq NaOCl/ eq anhydroglucose =0,52 On récupère 27 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 21 mg de fraction gel et 452 mg de fraction insoluble (DO= 0,14). Exemple 19 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr microfibrilles Idem 20 C Idem ex. 16, Idem ex. 1 de cellulose ex. soit un rapport obtenues à eq NaOCl/ partir de pulpe anhydroglucose de betteraves =0,75 sucrières traitées avec 50 mg environ de NaBH4, faible agitation pendant 12h : 510 mg (3,15mmol) On récupère 46 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 4 mg ae fraction gel et 444 mg de fraction insoluble (DO= 0,20) . Exemple 20 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr microfibri Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 Lies de petits cellulose volumes, pour obtenues à maintenir le partir de pH à 10, d'une pulpe de solution de betteraves NaOCl 1,47 sucrières (0,38 mL; 0,56 cristallis mmol, soit un es sous rapport eq forme de NaOC1/eq cellulose anhydroglucose III : 510 = 0,52) mg (3,15mmol) ~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~##-##################### On récupère 40 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 66 mg de fraction gel et 430 mg de fraction insoluble (DO= 0,18). Exemple21 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH ~~~~~ départ NaBr Idem ex. Idem ex. 1 0-4 C Idem ex. 20, Idem ex. soit rapport eq NaOCl/ eq anhydroglucose =0,52 On récupère 34 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 9 mg de fraction gel et 458 mg de fraction insoluble (DO= 0,13). Exemple 22 Produit de TEMPO + Température NaOCl départ NaBr Cellulose Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex.1 microcristal petits pour line volumes, pour (Avicel) . maintenir le 510 mg pH à 10 , d'une (3,15mmol) solution de (3'15mol) NaOCl 1,42 M, (0,58 mL; 0,83mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose = 0,26 On récupère 28mg de fraction soluble (DO= 1) ; 35 mg de fraction gel et 453 mg de fraction insoluble (DO=0,12). Exemple 23 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 22 Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,42 M, (1,16mL; 1,65mmol, soit un rapport eq NaOC1/eq anhydroglucose = 0,52) On récupère 63 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 25mg de fraction gel et 443mg de fraction insoluble (DO= 0,19) Exemple 24 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr Cellulose Idem ex. 1 20 C Addition par Idem ex. 1 bactérienne petits : 510 mg volumes, pour (3,15mmol) maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47M (1,26mL; 1,86 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose = 0,6) On récupère 60 mg de fraction soluble (DO= 1) ; 35mg de fraction gel et 433 mg de fraction insoluble (DO= 0,17%) . Exemple 25 a. Préparation de whiskers de tunicier par hydrolyse acide Un échantillon de 20 g de pâte de cellulose préparée à partir de tunicier selon le mode opératoire déjà décrit (Favier V., Chanzy H. et Cavaillé J-Y., Macromolecules, 28 (1995) 6365-6367), est hydrolysé soit avec de l'acide chlorhydrique 2,5 N à reflux pendant 1 heure, soit avec une solution 22,5 N de 280 ml d'acide sulfurique (65 %) pendant 45 minutes à 45 C. La suspension est ensuite filtrée sur un fritté de porosité N 4 et lavée abondamment à l'eau jusqu'à neutralité des eaux de lavage. Le résidu est remis en suspension, dilué et homogénéisé par petites quantités à l'ultraturrax, puis filtré rapidement sur un fritté de porosité N 1. La suspension de whiskers ainsi récupérée est soit lyophilisée, soit concentrée de façon à l'amener au taux de matière sèche désiré et conservée au frais. b. Oxydation On reproduit les conditions de l'exemple 1, en utilisant les whiskers de tunicier et un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose = 0.06. Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr whiskers de TEMPO : 20 C Addition par Idem tunicier 14,75mg ; petits volumes, ex.1 préhydrolysés : 5 0,094 mmol pour maintenir 10 mg (3,15mmol) NaBr : le pH à 10, amenés à 100 ml 162mg ; d'une solution par add. d'eau 1,57 mmol de NaOCl 1,47 dist. M,(0,13mL; 0,19 Dispersion avec mmol, soit un un sonicateur rapport eq (5min) en NaOCl/eq refroidissant le anhydroglucose= récipient dans 0,06) de la glace La suspension est filtrée sur fritté N 4, puis lavée abondamment à l'eau. Le résidu cellulosique ainsi obtenu est remis en suspension dans l'eau et conservé au frais. On récupère 503 mg de fraction insoluble (DO= 0,03). L'échantillon de départ et l'échantillon oxydé sont contrôlés en spectroscopie infrarouge : figures 5a, 5b, respectivement. Exemple 26 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 25 Idem ex.25 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (0,26 mL; 0,38mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,12) La suspension est filtrée sur fritté N 4, puis lavée abondamment à l'eau. On récupère 500 mg de fraction insoluble (DO=0,07). L'échantillon est contrôlé en spectroscopie infrarouge (figure 5c) . Exemple 27 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 25 Idem ex. 25 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (0,43 mL; 0,63 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,20) La suspension est filtrée sur fritté N 4, puis lavée abondamment à l'eau. On récupère 481 mg de fraction insoluble (DO= 0,08). L'échantillon est contrôlé en spectroscopie infrarouge (figure 5d). Exemple 28 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 25 Idem ex. 25 20 C Addition par Idem ex. 1 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (1,07 mL; 1,57 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,5) La suspension est filtrée sur fritté N 4, puis lavée abondamment à l'eau. On récupère 458 mg de fraction insoluble (DO= 0,10). L'échantillon est contrôlé en spectroscopie infrarouge (figure 5e). On constate sur les spectres infrarouge de la figure 5, O l' existence d'une bande C-OH à 1 730 cm-1 de plus en plus intense, ce qui permet de vérifier l'augmentation du degré d'oxydation (DO) avec la quantité de NaOCl utilisée. Les échantillons sont aussi contrôlés en rayons X (figure 6). Sur cette figure, on a reporté le cliché rayons X de l'échantillon de whiskers de tunicier de départ (a) et totalement oxydé en surface (b) de l'exemple 28. On constate que les deux clichés sont identiques et donc que la cristallinité des deux échantillons est la même. La figure 7 représente une photo en microscopie électronique à transmission de whiskers de tunicier (a) de départ après hydrolyse acide et (b) totalement oxydés en surface. On peut observer l'individualisation des cristaux après oxydation. L'échantillon dilué en suspension dans l'eau est observé entre polariseurs croisés (figure 8) ; on peut constater un comportement de cristal liquide (organisation chiral nématique). Exemple 29 Produit de départ TEMPO + Température NaOCl pH NaBr Pâte Borregard Idem 20 C Addition par Idem ex.l (broyée et ex. 25 petits volumes, tamisée): 510 mg pour maintenir (3,15mmol) le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,28 M (2,21 mL; 2,83 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,9) On récupère 56 mg de fraction soluble (DO= 1) et 451 mg de fraction insoluble (DO = 0,19). Exemple 30 Produit de TEMPO + Température Na0C1 pH départ NaBr kôc -kddîHTT Idem Rayonne: Idem ex. 20 C Addition par Idem ex. Rayonne: Idem ex. petits volumes, 510 mg (3,15 25 petits volumes, mmol) le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,28 M (0,25 mL; 0,32 mmol, (soit un rapport eq NaOC1/eq anhydroglucose = 0,1) On récupère 495 mg de fraction insoluble (DO= 0,03). Exemple 31 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 30 Idem ex. 20 C Addition par Idem ex. 25 petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,28 M (1,48 mL; 1,89 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0, 6) On récupère 104 mg de fraction soluble (DO= 1) et 407 mg de fraction insoluble (DO = 0,20). Exemple 32 Produit de TEMPO + Température NaOCl pH départ NaBr Idem ex. 30 Idem ex. 25 20 C Addition par Idem petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d' une solution de NaOCl 1,28 M (2,21 mL; 2,83 mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose = L ~ 0,9) On récupère 152 mg de fraction soluble (DO= 1) et 390 mg de fraction insoluble (DO = 0,27). Exemple 33 a. Préparation d'agrégats de cristaux d'amidon (ou Litners d'amidon) par hydrolyse acide Un échantillon d'amidon (type Waxilys) a été hydrolysé avec l'acide chlorhydrique 2.5N à 35 C pendant une semaine. La suspension est centrifugée et le résidu solide est remis en suspension dans un volume d'eau (100 mL) puis centrifugé. Ce traitement est effectué plusieurs fois jusqu'à neutralité des eaux de lavage. L'insoluble est remis en suspension dans l'eau et conservé à 4 C en chambre froide pour utilisations ultérieures. Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ dispersion de Idem ex.1 20 C Idem ex. 27, Idem ex.1 grains soit un rapport d'amidon ; eq NaOCl/ eq volume de la anhydroglucose suspension =0,20 pour avoir 510 mg (3, 15mmol) On récupère 110 mg de fraction soluble (DO= 0,19) et 362mg de fraction insoluble (DO= 0,06). Exemple 34 Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Idem ex. 33 Idem ex.1 20 C Addition par Idem ex.l petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47 M, (1,29 mL ; l,9mmol, soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 0,6) On récupère 167 mg de fraction soluble (DO = 0,30) et 318 mg de fraction insoluble (DO = 0,11). La figure 9 représente une photo en microscopie électronique à transmission de cristaux d'amidon après oxydation (0,6 éq. NaOCl/ éq. anhydroglucose) (Exemple 34). On peut observer l'organisation en plaquettes de ces cristaux. Exemple 35 Produit de TEMPO + Température NaOCl PH départ NaBr Idem ex. 33 Idem ex.l 20 C Addition par Idem ex.l petits volumes, pour maintenir le pH à 10, d'une solution de NaOCl 1,47M (2,14mL; 3,15mmol, (soit un rapport eq NaOCl/eq anhydroglucose= 1) On récupère 293 mg de fraction soluble (DO= 0,39) et 187 mg de fraction insoluble (DO= 0,12). Exemple 36 a. Préparation de whiskers de chitine par hydrolyse acide Un échantillon de pâte de chitine, préparée à partir de plume de calmar selon le mode opératoire déjà décrit (Paillet M. et Dufresne A., Macromolecules, 34 (2001) 6527-6530), est hydrolysé avec une solution d'acide chlorhydrique 2,5 N à reflux pendant 3h. La suspension est ensuite filtrée sur un fritté de porosité N 4 et lavée abondamment à l'eau jusqu'à neutralité des eaux de lavage. Le résidu est remis en suspension, dilué et homogénéisé par petites quantités à l'ultraturrax, puis filtré rapidement sur un fritté de porosité N l. La suspension de chitine ainsi récupérée est soit lyophilisée, soit concentrée de façon à l'amener au taux de matière sèche désiré et conservée à 4 C en chambre froide. c. Oxydation On disperse 510 mg (2,51 mmol) de whiskers de chitine dans 100 ml d'eau distillée à l'aide d'un sonicateur (ultrasons) pendant 5 min en refroidissant le récipient dans un bain de glace . On ajoute le radical TEMPO (11,8 mg, 0,075 mmol) et le NaBr (129 mg, 1,26 mmol). On maintient la solution à 20 C et on ajoute la solution commerciale NaOCl 1,47 M (0,85 ml, 1,25 mmol, soit un rapport eq anhydroglucose/ eq NaOCl = 1/0,5) par petits volumes de façon à maintenir le pH à 10. Après l'ajout de tout l'hypochlorite (en général entre 5 et 60 minutes, plus particulièrement en moins de 30 minutes), on maintient en permanence le pH à 10 en ajoutant une solution de soude (NaOH 2 % poids/volume). On continu à ajouter de la soude jusqu'à ce que le pH ne varie plus. Finalement, on arrête la réaction en ajoutant du MeOH puis on neutralise (pH7) avec HC1 1 M. Produit de TEMPO + NaBr Température NaOCl pH départ Suspension de TEMPO : 20 C Addition par Idem ex.1 whiskers de ll,8mg ; petits volumes, chitine 0,075 mmol pour maintenir préhydrolysés NaBr : 129 le pH à 10, : 510 mg mg ; 1,26 d'une solution (2,51mmol) mmol de NaOCl 1,47 M amenés à 100 (0,85mL; 1,25 ml par add. mmol, (soit un d'eau dist. rapport eq Dispersion NaOCl/eq avec un anhydroglucose sonicateur = 0,5) (5min) en refroidissant le récipient dans de la glace La suspension est filtrée sur fritté N 4, puis lavée abondamment à l'eau. Le résidu de chitine ainsi obtenu est remis en suspension dans l'eau et conservé au frais. On récupère 498 mg de fraction insoluble (DO= 0,17). La figure 10 représente une photo en microscopie électronique à transmission de cristaux de chitine : (a) après hydrolyse acide ; (b) après oxydation NaOCl (0,5 éq. NaOCl / éq. anhydroglucose) (Exemple 36). Exemple 37 a. Réaction de Couplage de Polysaccharides oxydés solubles dans l'eau On dissout 78 mg (0,39 mmol) de cellulose 100% oxydée dans 5 mL d'eau. On ajoute 74 pL (0,85 mmol) de 2méthoxyéthylamine. On ramène le pH vers 8 avec une solution d'acide chlorhydrique 0,5 N. On ajoute 110 mg (0,57 mmol) d'EDAC et 66 mg (0,57 mmol) de NHS dissous dans 2 mL d'eau. On maintient la solution à 50 C sous agitation pendant 24 heures et le pH est maintenu vers 8. b. Purification On peut purifier le produit de couplage soit par dialyse (pendant plusieurs jours) contre de l'eau distillée, soit par ultrafiltration pendant 60 heures avec une membrane YM1 (Amicon, inc. ) qui a un seuil de coupure de Mw 1000, soit par précipitation dans l'éthanol suivi de filtration ou centrifugation. On récupère 73 mg de produit. On a reporté sur la figure 11a, le spectre RMN carbone 13 d'un échantillon de cellulose 100% oxydé et sur la figure llb, le spectre carbone 13 du même échantillon de cellulose après couplage avec la 2méthoxyéthylamine. D'après ces spectres RMN quantitatifs, on peut en déduire un taux de couplage (TC) de l'ordre de 70%, ce qui permet de calculer le rendement de la réaction qui est de l'ordre de 83%. Le rendement de la réaction est obtenu par l'équation: Rendement = [m/(TC x M+ (1-TC) x 198) ] x 100/n Avec : m = masse de l'échantillon en mg, TC = taux de couplage (c'est à dire le % de fonctions carboxyles couplées, valeur comprise entre 0 et 100%), M= masse molaire de l'unité anhdroglucose couplée, n = nombre de mmoles d'unités anhydroglucose oxdées de départ. Dans les tableaux ci-après, on a résumé les conditions de couplage mises en oeuvre dans l'exemple 37, ainsi que dans les exemples 37 à 45 qui se rapportent à des réactions de couplages conduites selon des protocoles semblables. Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Cellulose 2-méthoxy pH : 8 73 mg 100 oxydée . éthylamine EDAC : 110 mg Taux de couplage 78 mg (0,39 m 74 L (0,85 mmol) (0,57 mmol) et de l'ordre de mol) dans 5 ml NHS : 66 mg 70 % rendement d'eau (0,57 mmol) de la réaction dans 2 ml de l'ordre de d'eau. 83 % Température : 50 C, 24 h. Exemple 38 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Amylose 2-méthoxy Idem ex. 37 67 mg 100 % oxydée : éthylamine Taux de couplage 78 mg (0,39 67 L (0,77 mmol) de l'ordre de mmol) dans 5 ml 50 % (RMN 13C), d'eau rendement de la réaction de l'ordre de 78 % Exemple 39 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Amylose Idem ex. 35 Idem ex. 37 58 mg 100 % oxydée : # 14 % de 78 mg (0,39 couplage, mmol) dans 6 ml rendement de la de tampon réaction de phosphate, l'ordre de 73% pH 7 Exemple 40 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. U-ïi -Kdir-37 Idem ex. 37 0,0'-bis Idem ex. 37 66 mg Idem ex. U,U Dis (aminopropyl) = 20 % de polyéthylène couplage, glycol 500 : rendement de la 248 L (0,43 mmol) réaction de L~~~ l'ordre de Exemple 41 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. 0 0,~bis '#######Tdem ex. 3744 4 mg de produit' Idem O,O'-bis Idem de produit Idem ex. 0,U Gis insoluble (aminopropyl) insoluble et polyéthylène 44,5 mg de glycol 300 : produit soluble 195 L (0,47 mmol) Taux de couplage rendement de la réaction de l'ordre de 80- 90% Exemple 42 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage polysaccharide cône. operaoir et conc. Idem ex. 37 1,4 diaminobutane Idem ex. 37 29 mg de produit 43,8 (0,44 insoluble et mmol) (0,44 mg de produit mmol) soluble (formation d'un gel) Exemple 43 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Idem ex. 37 0-(2-aminopropyl) Idem ex. 37 26,5 mg de -0' (2- produit méthoxyéthylamine) insoluble et 45 polypropylène mg de produit glycol 500 : soluble (= 15 % 490 L (0,80 mmol) de Taux de couplage) rendement de la réaction de l'ordre de 60% Exemple 44 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Acétate de 2-méthoxy Idem ex. 37 103 mg cellulose oxydé éthylamine Taux de couplage (68 % COONa) : 68 L (0,78 # 17 % 115 mg (0,39 mmol) (16 % CH20H et mmol de COONa) 17 % acétate) dans 7 ml d'eau rendement de la réaction de l'ordre de 90% Exemple 45 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Idem ex. 44 0,0'-bis Idem ex. 37 67 mg (aminopropyl) Taux de couplage polyéthylène # 10 % glycol 500 : (14 % de CHzOH et 463 L (0,81 mmol) 19% acétate) Rendement de la réaction de l'ordre de 59 % Exemple 46 a. Préparation du polyNIPAM-amino terminal (polyNIPAM = poly-N-isopropylacrylamide) : Dans 22,3 mL de diméthylformamide (DMF) anhydre, on solubilise 5,795 g (51,2 mmol) de N-isopropylacrylamide, 550,5 mg (4,8 mmol) de 2-aminoéthanethiol hydrochloride (AET) et 8,87 mg (0,54 mmol) de 2,2'-azobis(2-méthyl-propionitrile) (AIBN). La solution est congelée dans l'azote liquide et dégazée plusieurs fois sous vide. Le récipient est ensuite scellé sous vide, puis maintenu à 75 C pendant 15 heures. À la fin de la réaction, le DMF est partiellement éliminé sous pression réduite et le polymère formé est précipité dans l'éther éthylique. Le polymère est ensuite purifié par plusieurs cycles dissolution dans une quantité limitée de DMF/précipitation dans un excès d'éther éthylique. Le polymère est finalement solubilisé dans l'eau, purifié par ultrafiltration (membrane de seuil de coupure = 500), et finalement lyophilisé. On obtient 5,5 g de polyNIPAM de Mw entre 1000 et 1200 (RMN et spectrométrie de masse). b. Réaction de couplage On reproduit les conditions de l'exemple 37, en utilisant le polyNIPAM c. Purification On dialyse pendant 2 jours, puis on lyophilise. Afin d'éliminer le polyNIPAM qui n'a pas réagi, le produit récupéré est extrait dans un soxhlet avec du chloroforme pendant 12 heures. Dans les tableaux ci-après, on a résumé les conditions de couplage mises en oeuvre dans l'exemple 46, ainsi que dans les exemples 47 et 48 qui se rapportent à des réactions de couplage conduites selon des protocoles semblables. Dérivé de Dérivé d'amine Conditions Rendement de polysaccharide et conc. opératoires couplage et conc. Cellulose polyNIPAM (Mw pH : 8 124 mg 100 % oxydée : 1000-1200): 78 EDAC : 151 mg Taux de couplage de 78 mg (0,39 mg (= 0,07 mmol) (0,79 mmol) l'ordre de 18 % mmol) dans 5 ml et NHS : 91 rendement de la d'eau mg (0,79 réaction de l'ordre mmol) dans 2 de 80 % ml d'eau. Température ambiante, 24 h. Exemple 47 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharide conc. opératoires couplage et conc. Idem ex. 46 polyNIPAM (Mw Idem ex. 46 154 mg 1000-1200): 151 mg Taux de couplage de (= 0,18 mmol) l'ordre de 23 % rendement de la réaction de l'ordre de 90 % Exemple 48 a. Réaction de Couplage de Microcristaux de Cellulose Oxydés On disperse 80 mg de cellulose de DO de 0,23 (0,11 mmol de COONa) dans 5 mL d'eau. On ajoute 22 L (0,20 mmol) de benzylamine. On ramène le pH vers 8 avec l'acide chlorhydrique 0,5 N. On ajoute 30 mg (0,16 mmol) d'EDAC et 17,9 mg (0,16 mmol) de NHS, dissous dans 2 mL d'eau. On ajuste le pH à 8 avec HC1 0,5 N et NaOH 0,5 N. On maintient la solution sous agitation à température ambiante pendant 14 heures et le pH est maintenu vers 8. b. Purification On peut séparer le produit de couplage soit par centrifugation soit par filtration. Centrifugation : On centrifuge la suspension (20 000 g) pendant 30 minutes et on récupère l'insoluble, on lave avec de l'eau plusieurs fois et on lyophilise. Filtration : On filtre sur support filtre sous pression en acier inoxydable Sartorius SM 162 49, membrane en nitrate de cellulose de porosité 5 um pour récupérer la partie insoluble, on lave avec de l'eau plusieurs fois et on lyophilise. On récupère 70,4 mg du produit de couplage. Dans les tableaux ci-après, on a résumé les conditions de couplage mises en oeuvre dans l'exemple 48, ainsi que dans les exemples 49 à 52 qui se rapportent à des réactions de couplage conduites selon des protocoles semblables. Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharid conc. opératoires couplage e et conc. Linters de Benzylamine : 22 pL pH : 8 70 mg coton oxydés (0,20 mmol) EDAC : mg (DO = 0,16) (DO = 0,23): (0,16 mmol) et Taux de couplage 80 mg NHS : 17,9 mg de l'ordre de (0,11 mmol de (0,16 mmol) 30 % COONa) dans 5 dans 1 ml ml d'eau d'eau. Temp. ambiante, 14 h Exemple 49 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharid conc. opératoires couplage e et conc. Linters de 0,0'-bis pH: 8 65 mg coton oxydés (aminopropyl) EDAC : 24,3 mg (DO = 0,13) (DO = 0,17): polyéthylène glycol (0,13 mmol) et Taux de couplage 80 mg (0,08 500 : 83 uL (0,14 NHS : 16 mg de l'ordre de 24 mmol de mmol) (0,14 mmol) % COONa) dans dans 1 ml 5 ml d'eau d'eau. Temp. : ambiante, 18 h Exemple 50 Dérivé de Dérivé d'amine et Conditions Rendement de polysaccharid conc. opératoires couplage e et conc. Linters de 2-méthoxyéthylamine pH : 66 mg coton oxydés 27 uL (0,32 mmol) EDAC : 24,8 mg (DO = 0,19) (DO = 0,25): (0,13 mmol) et Taux de couplage 80 mg (0,14 NHS : 16 mg de l'ordre de mmol de (0,14 mmol) 24 % COONa) dans dans 1 ml 5 ml d'eau d'eau. Temp.: 50 C, 20 h. * Les échantillons de linters de coton oxydés (D0= 0,25) avant et après couplage sont contrôlés en spectroscopie infrarouge, figure 12 a et 12 b, respectivement. On peut observer la diminution de la bande O=C-OH à 1730 cm-1 et l' apparition de 2 bandes de faible intensité à 1657 cm-1 (#C=O) et 1544 cm-1 (# N-H) qui correspondent aux absorptions amide I et amide II. Exemple 51 a. Préparation du polyNIPAM-amino terminal Dans cet exemple on reproduit les conditions de l' exemple 46. Cependant, pour augmenter la DP du polyNIPAM, on diminue la quantité de AET (0,2173 g, l,9mmol). Dérivé de Dérivé d'amine Conditions Rendement de polysaccharide et conc. opératoires couplage et conc. Tunicier oxydé polyNIPAM (Mw pH: 8 297 mg (DO = 0,1): 200 2000-2500): 400 EDAC : 67 mg (DO = 0,07) mg (0,12 mmol de mg (= 0,18 mmol) (0,35 mmol) et Taux de couplage COONa) dans 15 NHS : 40 mg de l'ordre de ml d'eau (0,35 mmol) 30 % dans 2 ml d'eau. Température ambiante, 24 h. Exemple 52 Dérivé de Dérivé d'amine Conditions Rendement de polysaccharide et conc. opératoires couplage et conc. Linter de coton polyNIPAM (Mw Idem ex. 51 318 mg oxydé (DO = 1000-1200): 400 (DO = 0,08) 0,16): 200 mg mg Taux de couplage (0,20 mmol de ( 0,18 mmol) de l'ordre de COONa) dans 15 50 % ml d'eau Exemple 53 Dérivé de Dérivé d'amine Conditions Rendement de polysaccharide et conc. opératoires couplage et conc. Agrégats 2-méthoxy pH : 108 mg d'amidon oxydés éthylamine 27 uL EDAC : 24,8 mg (DO = 0,08) (DO = 0,12) : (0,32 mmol) (0,13 mmol) et Taux de couplage 200 mg (0,14 NHS : 16 mg de l'ordre de mmol de COONa) (0,14 mmol) 33 % dans 15 ml d'eau dans 1 ml d'eau. Temp.: 50 C, 20 h Exemple 54 Dérivé de Dérivé d'amine Conditions Rendement de polysaccharide et conc. opératoires couplage et conc. Chitine oxydée Idem ex. 53 Idem ex. 53 115mg (DO = 0,17) : (DO = 0,11) 200 mg (0,10 Taux de couplage mmol de COONa) de l'ordre de 35 dans 15 ml d'eau % Exemple 55 Cet exemple a été réalisé dans le but d'étudier l'influence de l'ordre d'introduction des réactifs (EDAC, NHS et amine) dans les rendements de couplage. a. Méthode A On disperse 150 mg de cellulose de DO 0,24 (0,21 mmol de COONa) dans 10 mL d'eau. On ajoute 161 L (1,85 mmol) de 2méthoxyéthylamine. On ramène le pH vers 8 avec l'acide chlorhydrique 0,5 N. On dissout 177 mg (0,92 mmol) d'EDAC et 106,7 mg (0,93 mmol) de NHS dans 2 mL d'eau, et cette solution est ajoutée dans le milieu réactionnel. On ajuste le pH à 8 avec HCl 0,5 N et NaOH 0,5 N. On maintient la solution sous agitation à 50 C pendant 24 heures et le pH est maintenu vers 8. b. Méthode B On disperse 150 mg de cellulose de DO 0,24 (0,21 mmol de COONa) dans 10 mL d'eau. On dissout 177 mg (0, 92 mmol) d'EDAC et 106,7 mg (0,93 mmol) de NHS dans 2 mL d'eau, et cette solution est ajoutée dans le milieu réactionnel. On ajuste le pH à 8 avec NaOH 0,5 N. On maintient la solution sous agitation à température ambiante pendant 24 heures. On ajoute 161 L (1,85 mmol) de 2-méthoxyéthylamine. On ramène le pH vers 8 avec HCl 0,5 N. On maintient la solution sous agitation à 50 C pendant 24 heures et le pH est maintenu vers 8. c. Méthode C On disperse 150 mg de cellulose de DO de 0,24 (0,21 mmol de COONa) dans 10 mL d' eau. On dissou, 106,7mg (0,93 mmol) de NHS dans 1 mL d'eau, et cette solution est ajoutée dans le milieu réactionnel. On ramène le pH vers 8 avec NaOH 0,5 N. On ajoute 161 uL (1,85 mmol) de 2-méthoxyéthylamine. On dissout 177 mg (0,92 mmol) d'EDAC dans 1 mL d'eau, et cette solution est ajoutée dans le milieu réactionnel. On ajuste le pH à 8 avec HCl 0,5 N. On maintient la solution sous agitation à 50 C pendant 24 heures et le pH est maintenu vers 8. Dans les tableaux ci-après, on a résumé les conditions de couplage mises en oeuvre dans l'exemple 55, ainsi que dans les exemples 56 à 58 qui se rapportent à des réactions de couplage conduites selon des protocoles semblables. Produit de Dérivé d'amine, Méthode Rendement de départ EDAC et NHS de couplage couplage Microfibrilles 2-méthoxyéthylamine 102 mg (DO = de cellulose 161 L (1,85 mmol) 0,13) obtenues à Taux de partir de EDAC 177 mg couplage = 46 % pulpe de (0,92 mmol) %N = 0,86 soit betteraves un taux de sucrières NHS 106,7 mg couplage de oxydées de DO (0,93 mmol) 45% = 0,24; 116 mg (DO = 150 mg (0,21 0,16) mmol de COONa) Taux de couplage ; 33 % 114 mg (DO = C 0,15) Taux de couplage = 37 % %N = 0,85 soit un taux de couplage de 44% Exemple56 Produit de Dérivé d'amine, Méthode Rendement de départ EDAC et NHS de couplage couplage Idem ex. 55 0-(2-aminopropyl) 90 mg (DO -0'(2- A 0,15) méthoxyéthylamine) Taux de polypropylène couplage = glycol 500 : 37 % 1,13 mL (1,8 mmol) EDAC 177 mg (0,92 mmol) NHS 106,7 mg (0,93 mmol) Exemple 57 Produit de Dérivé d'amine, Méthode Rendement ae départ EDAC et NHS de couplage couplage Linters de Idem ex. 55 124 n (DO coton oxydés Taux de (DO = (0,21. couplage - 58 % 150 mg (0,21 mmol de COONa) %N = 0,99 soit taux de couplage de 54% 116 mg (DO B 0,15) Taux de couplage - 37 %N = 0,81 soit un taux de couplage de 42% 128 mg (DO = C 0,10) Taux de z|~~~ couplage = 58 % Exemple 58 Produit de Dérivé d'amine, Méthode Rendement de départ EDAC et NHS de couplage couplage Idem ex. 57 Idem ex. 56 95 mg (DO Taux de couplage - 46 % REVENDICATIONS 1. Dérivés de polysaccharides cristallins dans lesquels au moins une partie des groupes - CH20H est oxydée en groupes -COOH , ces derniers pouvant être, en partie ou en totalité , sous forme de sels ou fonctionnalisés, caractérisés en ce qu'ils se présentent sous forme d'agrégats comportant des microcristaux et/ou des microfibrilles individualisés, avec des tailles latérales de microcristaux et de microfibrilles de 1 à 30 nm, leur longueur pouvant atteindre plusieurs dizaines de microns, voire 100 m environ, les agrégats, microcristaux et microfibrilles étant insolubles dans l'eau. 2. Dérivés selon la revendication 1, caractérisés en ce que les polysaccharides sont des dérivés carboxyliques, les groupes-COOH étant en surface et le cas échéant dans les phases amorphes. 3. Dérivés selon la revendication 2, caractérisés en ce que le nombre moyen de groupes carboxyles par unité saccharidique varie de 0 à 0,4 selon le polysaccharide. 4. Dérivés selon la revendication 1, caractérisés en ce qu'il s'agit de carboxylates, notamment les carboxylates de métaux alcalins, en particulier de sodium,de métaux alcalinoterreux, de métaux lourds, d'isotopes radioactifs ou d'ammonium quaternaires, d'acétates, de propionates, d'acétopropionates, d'acéto-butyrates, de sulfo-acétates. 5. Dérivés selon la revendication 1, caractérisés en ce que les polysaccharides comportent des groupes fonctionnels -COR1, et le cas échéant -CH20R2 , dans lesquels . RI représente OX ou NX, X étant un radical alkyle en C1-C12, ou alkylamino, le radical alkyle ou alkylamino étant le cas échéant substitué par un ou plusieurs groupes-OH, ou un groupe aromatique, en particulier phényle, ou encore une chaîne polymère notamment alkyl polyéthylène ou polypropylène glycol ou alkoxy polyéthylène ou polypropylène glycol ; . R2 représente COX ou X, X étant tel que défini cidessus. 6. Dérivés selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisés en ce que le polysaccharide de base est choisi dans le groupe comprenant la cellulose, la chitine, l'amidon, l'amylose, le nigérane ((a(l->3) a (1->4) glucane)), le (1->3) glucane, le (1->4) mannane, le ss(1->3) xylane, l'inuline, l'agarose, les carraghénanes. 7. Procédé d'obtention de polysaccharides selon l'une quelconque des revendications précédentes, ce procédé comprenant l'oxydation radicalaire des groupes - CH20H des polysaccharides en présence d'une quantité catalytique d'un radical aminoxyde, et en présence d'un agent oxydant, caractérisé en ce que l'étape d'oxydation est réalisée de manière contrôlée en ajoutant l'agent oxydant goutte à goutte de façon à maintenir le pH à 10 par addition de soude jusqu'à la fin de la réaction. 8. Procédé selon la revendication 7, caractérisé en ce que la réaction d'oxydation radicalaire est réalisée avec, comme radical aminoxyde, le radical 2,2,6,6tétraméthylpipéridine-1-oxyde (TEMPO), l'analogue 4-hydroxy TEMPO, des dérivés acylés tels que le 4-acétoxy, 4phosphonooxy et 4-benzyloxy-TEMPO, des dérivés aminés comme le 4-amino, 4-acétamido et 4- maléimido-TEMPO et, comme agent oxydant, un agent capable de réoxyder les nitroxydes réduits, tels que l'ozone, et en particulier les hypochlorites, comme l'hypochlorite de sodium, ou encore l'eau oxygénée ou les hydroperoxydes organiques, ou des enzymes, telles que les peroxydases ou les oxydases, en particulier les polyphénol oxydases, les laccases et les lipases. 9. Procédé selon la revendication 8, caractérisé en ce qu'on utilise des quantités catalytiques de ces composés de l'ordre de 0,1 à 5 moles de réactif pour 100 motifs anhydroglucoses. 10. Procédé selon l'une quelconque des revendications 7 à 9, caractérisé en ce que la réaction d'oxydation est réalisée en présence de bromure de sodium, ce composé étant utilisé avantageusement à raison de 1 à 70 moles pour 100 motifs anhydroglucose. 11. Procédé selon l'une quelconque des revendications 7 à 10, caractérisé en ce que la réaction d'oxydation est réalisée à une température de -5 C à 50 C, de préférence de 0 à 25 C. 12. Procédé selon l'une quelconque des revendications 7 à 11, caractérisé en ce que l'oxydation est arrêtée par addition d'un alcool, comme le méthanol et le milieu est neutralisé jusqu'à un pH de l'ordre de 7, les dérivés oxydés étant récupérés par exemple par filtration et/ou centrifugation et plusieurs lavages, notamment à l'eau. 13. Procédé selon l'une quelconque des revendications 7 à 12, caractérisé en ce que, pour préparer les dérivés de polysaccharides selon la revendication 5 ou 6, on effectue une réaction de couplage des dérivés carboxyliques obtenus avec une amine de formule HN (X), laquelle X est tel que défini dans la revendication 5. 14. Procédé selon la revendication 13, caractérisé en ce que l'étape de couplage est réalisée en solution dans l'eau et comprend l'amidation des dérivés carboxyliques à l'aide d'un réactif d'amidation soluble dans l'eau, tel que l'hydrochlorure de la 1-éthyl-3-(3-dimethylaminopropyl) carbodiimide (EDAC) et d'un réactif estérifiant, tel que le sulfonate de N-hydroxysuccinimide (NHS), à une température de 5 à 100 C, de préférence de 20 à 60 C, tout particulièrement de 45 à 55 C, à un pH basique de 7 à 10, de préférence de 7,5 à 8, et la récupération du dérivé à liaison amide formé. 15. Procédé selon la revendication 13 ou 14, caractérisé en ce que lesdits dérivés carboxyliques de polysaccharides sont des cristallites et ou des microfibrilles de cellulose. 16. Procédé selon l'une quelconque des revendications 13 à 15, caractérisé en ce que les quantités de réactifs mises en #uvre correspondent à . 1 à 10 moles d'amine pour 1 mol anhydroglucose oxydé ou non . 1 à 10 moles d'EDAC pour 1 mol anhydroglucose oxydé ou non 1 à 10 moles de NHS pour 1 mol anhydroglucose oxydé ou non. 17. Application des dérivés de polysaccharides selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, en tant qu'agents viscosifiants ou stabilisants, ou encore de polymères superabsorbants, ou comme agents de chélations des métaux.