FR 2836923 A1 20030912 FR 0302287 A 20030225 La présente invention a pour objet un support pour la culture de cellules ainsi qu'un procédé pour cultiver des cellules. Récemment, la technologie de culture cellulaire a été appliquée à diverses industries ou à divers domaines de recherche. Certains exemples d'application de cette technologie comprennent la manipulation de cellules / tissus, des études d'innocuité de médicaments, et la production de protéines destinées à être utilisées dans le traitement et le diagnostic de maladies. Actuellement, la culture de cellules, en particulier la culture de cellules dépendant de l'ancrage, est effectuée par culture cellulaire tridimensionnelle haute densité (culture en suspension), plutôt que par culture sur plaque pour cultiver efficacement de grandes quantités de cellules dépendant de l'ancrage. Tandis que la culture sur plaque est effectuée en utilisant une fiole de culture, la culture cellulaire tridimensionnelle est effectuée en utilisant des supports qui servent d'échafaudages pour la croissance cellulaire. Dans une telle culture cellulaire tridimensionnelle haute densité, des supports constitués de polystyrène de DEAE-cellulose, de polyacrylamide ou d'une manière similaire sont utilisés. Cependant, il existe avec de tels supports un problème consistant en la possibilité d'incapacité des cellules à adhérer convenablement aux supports et, même dans le cas où les cellules ont adhéré convenablement aux supports, elles peuvent encore ne pas être capables de croître de manière satisfaisante sur les supports. En raison des problèmes précités, un objectif de la présente invention consiste à proposer un support pour culture cellulaire, sur lequel les cellules sont capables de croître efficacement. Pour atteindre l'objectif précité, la présente invention a pour objet un support pour culture cellulaire, qui permet aux cellules d'adhérer à, et de croître sur, une surface de ce support, le support comprenant : un corps de base ayant une forme de particule et étant formé principalement d'une résine, le corps de base ayant une surface ; et une couche de revêtement formée de particules d'un composé à base de phosphate de calcium, la couche de revêtement étant présente sur la surface du corps de base, les particules du composé à base de phosphate de calcium étant partiellement incluses dans le corps de base à proximité de sa surface. Un tel support pour culture cellulaire peut être formé de manière à avoir diverses propriétés qui sont requises pour un support destiné à être utilisé en culture cellulaire (notamment en culture sur microsupport). Dans la présente invention, il est préféré que, lorsque la longueur maximale de la cellule à faire adhérer au support pour culture cellulaire est définie par Ll ( m) et le diamètre moyen de particule du support pour culture cellulaire est défini par L2 ( m), le rapport L2/L1 soit compris dans l'intervalle de 2 à 100. L'adhérence et la croissance des cellules sont ainsi facilitées. En outre, il est également préféré que L2 soit comprise dans l'intervalle de 50 à 500 m, ce qui facilite davantage l'adhérence et la croissance des cellules. De plus, il est également préféré que la masse volumique du support pour culture cellulaire soit comprise dans l'intervalle de 0,8 à 1,4 g/cm3, ce qui permet de mettre en suspension uniformément les supports pour culture cellulaire dans une solution de culture. En outre, il est également préféré que le diamètre moyen de particule du corps de base soit compris dans l'intervalle de 50 à 500 m, ce qui permet d'obtenir aisément un support pour culture cellulaire ayant un diamètre moyen de particule préféré. De plus, il est également préféré que la masse volumique du corps de base soit comprise dans l'intervalle de 0,8 à 1,4 g/cm3, ce qui permet d'obtenir aisément un support pour culture cellulaire ayant une masse volumique préférée. De plus, il est également préféré que l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement soit comprise dans l'intervalle de 0,1 à 5 m, ce qui permet de revêtir convenablement le corps de base et d'obtenir un support pour culture cellulaire ayant une masse volumique préférée. De plus, il est également préféré que la couche de revêtement soit formée par collision de particules poreuses du composé à base de phosphate de calcium contre la surface du corps de base. De cette manière, il est possible de former aisément et de manière faible la couche de revêtement. Dans un tel cas, il est préféré que les particules poreuses soient produites en agglomérant des particules primaires du composé à base de phosphate de calcium. En utilisant des particules poreuses produites de cette manière, il est possible de revêtir de manière plus fiable la surface du corps de base car ces particules poreuses sont fragmentées efficacement lors de la collision contre le corps de base. Le support pour culture cellulaire de la présente invention, répondant à la description précitée, convient particulièrement à l'utilisation en culture sur microsupport qui est l'une des différentes techniques de culture cellulaire. En outre, le type de cellule à cultiver est de préférence une cellule animale. Des cellules animales peuvent être appliquées à divers domaines et, en utilisant des cellules animales, il est possible de produire efficacement une protéine ayant une structure complexe. Un autre aspect de la présente invention concerne un procédé pour cultiver des cellules, procédé qui est caractérisé par l'utilisation de supports contenant le support pour culture cellulaire répondant à la description précitée. Un aspect supplémentaire de la présente invention consiste en un procédé pour cultiver des cellules, le procédé étant caractérisé en ce qu'une solution de culture, dans laquelle des supports contenant le support pour culture cellulaire décrit ci-dessus et des cellules sont mis en suspension, est agitée pour provoquer l'adhérence des cellules aux surfaces des supports, ce qui permet aux cellules de croître sur ces supports. En cultivant les cellules dans des conditions d'agitation dans une solution de culture, il est possible d'accroître l'efficacité de croissance des cellules. Dans ce procédé, la vitesse d'agitation est comprise de préférence dans l'intervalle de 5 à 100 tr/min. En réglant la vitesse d'agitation dans l'intervalle précité, il est possible d'accroître davantage l'efficacité de croissance cellulaire. Dans ces procédés de la présente invention, décrits ci-dessus, il est préféré que les supports aient été soumis à une stérilisation avant leur utilisation de manière à réduire ou supprimer des effets néfastes sur les cellules, effets qui pourraient par ailleurs se manifester en résultat de la croissance de micro-organismes ou de moisissures, ce qui permet ainsi aux cellules de croître plus efficacement sur les supports. En outre, il est également préféré que la stérilisation des supports soit effectuée en utilisant une solution stérilisante, ce qui permet de stériliser efficacement de grandes quantités de supports. De plus, la solution stérilisante est de préférence une solution alcaline, puisqu'une telle solution présente d'excellentes propriétés stérilisantes pour détruire (réduire) des micro-organismes ou moisissures. En rapport avec le problème décrit ci-dessus, les Inventeurs ont effectué des recherches approfondies et, en résultat, ont trouvé que, en formant un support pour culture cellulaire (désigné simplement ci-après sous le nom de "support") en utilisant un composé à base de phosphate de calcium, qui présente une grande compatibilité avec divers types de cellules, il est possible que les cellules adhèrent de manière satisfaisante à la surface du support et il est également possible de préparer un support apte à la croissance de cellules. En outre, puisqu'un composé à base de phosphate de calcium est biologiquement inactif, la possibilité d'altération des cellules par ce composé est extrêmement faible. La présente invention a été menée à bonne fin sur la base des découvertes décrites ci-dessus. Une description détaillée est présentée ci-dessous en ce qui concerne une forme préférée de réalisation d'un support conforme à la présente invention, par référence aux dessins annexés. La figure 1 est une vue en coupe transversale qui représente une forme de réalisation d'un support conforme à la présente invention. Comme le montre la figure 1, le support 1 de la présente invention comprend un corps de base sous forme de particule 2 qui est formé principalement d'une résine et d'une couche de revêtement 3 d'un composé à base de phosphate de calcium. La couche de revêtement 3 est présente sur la surface du corps de base 2. En utilisant un tel support 1, des cellules (cellules dépendant de l'ancrage) sont capables d'adhérer convenablement à, et de croître convenablement sur, la surface du support. En conséquence, le support 1 peut être utilisé à des fins de culture cellulaire, notamment de culture cellulaire tridimensionnelle haute densité (culture en suspension) permettant d'atteindre une haute densité cellulaire. Des exemples d'une technique pour une telle culture cellulaire tridimensionnelle haute densité comprennent la culture sur microsupports, la culture centrifuge, la culture avec agitation rotative par secousses et la culture rotative. En particulier, parmi ces techniques, le support 1 peut être utilisé convenablement dans une culture sur microsupports. En utilisant la technique de culture sur microsupports, il est possible de cultiver extrêmement efficacement des grandes quantités de cellules. La culture sur microsupports est une technique qui permet la croissance de cellules sur les surfaces de microsupports (supports pour culture cellulaire) qui sont en suspension dans une solution de culture (milieu liquide) dans des conditions d'agitation douce. En conséquence, un support destiné à être utilisé dans une culture sur microsupports doit avoir diverses propriétés (caractéristiques), par exemple des dimensions convenables pour la croissance cellulaire, une densité qui permet de mettre en suspension uniformément les supports dans une solution de culture, une grande résistance qui empêche la rupture du support en résultat de l'agitation, etc. Le support 1 de la présente invention répond à ces besoins. A ce propos, les Inventeurs ont trouvé que, en revêtant la surface du corps de base 2 formée principalement d'une résine avec un composé à base de phosphate de calcium, les caractéristiques décrites cidessus peuvent être conférées aisément de manière fiable au support 1. Par exemple, la densité du support 1 peut être aisément ajustée en modifiant la quantité de résine dans le corps de base 2, ou en modifiant le type de résine qui est utilisée pour former le corps de base 2. Puisque le corps de base 2 est sous forme de particules (de préférence est sous forme d'une particule pratiquement sphérique), le support 1 est également sous forme de particule (de préférence sous forme d'une particule pratiquement sphérique) dans son ensemble. En résultat, les cellules peuvent aisément adhérer à, et croître sur, la surface du support 1 avec une grande uniformité. En outre, le support 1 peut être mis uniformément en suspension dans une solution de culture. Le diamètre de particule du support n'est pas limité à une quelconque valeur spécifique mais, lorsque la longueur maximale d'une cellule (qui doit adhérer au support 1) est définie par Ll ( m) et le diamètre moyen de particule du support 1 est défini par L2 ( m), le rapport L2/1 est compris avantageusement dans l'intervalle de 2 à 100, plus avantageusement dans l'intervalle de 5 à 50. Plus précisément, L2 est comprise avantageusement dans l'intervalle d'environ 50 à 500 m, de préférence d'environ 100 à 300 m. En fixant le diamètre moyen de particule du support 1 dans l'intervalle précité, le support 1 peut avoir une surface suffisamment grande par rapport aux dimensions d'une cellule, ce qui permet aux cellules d'adhérer aisément au, et de croître aisément sur, le support 1. A cet égard, si le diamètre moyen de particule du support est trop petit, non seulement les cellules ne peuvent adhérer aisément au support mais, en outre, une agglomération peut aisément se produire entre les supports 1. D'autre part, si le diamètre moyen de particule du support 1 est trop grand, la vitesse de sédimentation du support 1 dans une solution de culture augmente et il est donc nécessaire d'accroître la vitesse d'agitation (qui sera décrite plus loin) au cours de la culture cellulaire. Dans un tel cas, une collision entre les supports 1 se produit et, en résultat, il existe une possibilité de détérioration des cellules adhérant aux surfaces des supports 1. En outre, en rapport avec une suspension plus uniforme des supports 1 dans une solution de culture, la masse volumique du support 1 est de préférence proche de celle de l'eau. Plus précisément, la masse volumique du support 1 est avantageusement fixée à une valeur comprise dans l'intervalle d'environ 0,8 à 1,4 g/cm3, plus avantageusement d'environ 0,9 à 1,2 g/cm3. En fixant la masse volumique du support 1 dans l'intervalle précité, il est possible de créer une suspension plus uniforme des supports 1 dans une solution de culture. La forme, les dimensions (par exemple le diamètre moyen de particule), les propriétés physiques (par exemple la masse volumique), etc., du support 1 peuvent être ajustées en fixant de manière appropriée la forme, les dimensions, les propriétés physiques, etc., du corps de base 2. De la manière décrite ci-dessus, le corps de base 2 du support 1 est formé principalement d'une résine. En formant le corps de base 2 au moyen d'une résine comme matière principale, la forme, les dimensions, les propriétés physiques, etc., du support 1 peuvent être ajustées aisément. Lors de la production d'un support 1 ayant un diamètre moyen de particule tel que décrit ci-dessus, le diamètre moyen de particule du corps de base 2 est compris avantageusement dans l'intervalle d'environ 50 à 500 m, plus avantageusement d'environ 100 à 300 m. En outre, lors de la production d'un support 1 ayant une masse volumique répondant à la description précitée, la masse volumique du corps de base 2 est comprise avantageusement dans l'intervalle d'environ 0,8 à 1,4 g/cm3, plus avantageusement d'environ 0,9 à 1,2 g/cm3. Dans la présente invention, il est possible d'utiliser divers types de résines thermoplastiques et divers types de résines thermodurcissables comme résine utilisée pour former le corps de base 2. Des exemples de ces résines thermoplastiques comprennent un polyamide, un polyéthylène, un polypropylène, un polystyrène, un polyimide, une résine acrylique, un polyuréthanne thermoplastique, etc. ; des exemples de ces résines thermodurcissables comprennent une résine époxy, une résine phénolique, une résine de mélamine, une résine d'urée, un polyester insaturé, une résine alkyde, un polyuréthanne thermodurcissable, l'ébonite, etc. Il est possible d'utiliser un type de ces résines ou bien un mélange de deux ou plus de deux types de ces résines. En outre, ces résines peuvent être colorées en utilisant des pigments organiques, des pigments inorganiques, des colorants acides, des colorants basiques, etc. De la manière décrite ci-dessus, une couche de revêtement 3 constituée d'un composé à base de phosphate de calcium est présente sur la surface du corps de base 2. La couche de revêtement 3 est formée de particules 31 d'un composé à base de phosphate de calcium, et les particules 31 sur la surface sont partiellement incluses dans le corps de base à proximité de sa surface (ce qui signifie que les particules 31 sont partiellement incluses dans une surface comprenant, et adjacente à, la surface du corps de base 2), en revêtant ainsi la surface du corps de base 2 avec un composé à base de phosphate de calcium. En formant de cette manière la couche de revêtement 3, une excellente adhérence est obtenue entre la couche de revêtement 3 et le corps de base 2, ce qui empêche le détachement de la couche de revêtement 3 de la surface du corps de base 2. A ce propos, il est possible d'obtenir un support dans lequel le corps de base 2 est revêtu de manière fiable avec un composé à base de phosphate de calcium. L'épaisseur moyenne de la couche de revêtement 3 n'est pas limitée à une quelconque valeur spécifique mais est comprise avantageusement dans l'intervalle d'environ 0,1 à 5 m, plus avantageusement d'environ 0,5 à 2 m. Si l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement 3 est inférieure à la limite inférieure précitée, une partie de la surface du corps de base 2 peut être exposée dans le support 1. D'autre part, si l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement 3 excède la limite supérieure précitée, il devient difficile d'ajuster la masse volumique du support 1 dans l'intervalle décrit ci-dessus. La surface de la couche de revêtement 3 (support 1) peut être dense ou poreuse. Le type de composé à base de phosphate de calcium qui peut être utilisé dans la présente invention ne fait pas l'objet de limitations particulières, et divers types de composés ayant un rapport Ca/P de 1,0 à 2,0 peuvent être utilisés. Des exemples de tels composés comprennent Ca10 (PO4)6(OH)2, Ca10(PO4)6F2, Ca10(PO4)6Cl2, Ca3(PO4)2, Ca2PO2O7, Ca (P03) 2, CaHP04, etc., et il est possible d'utiliser un type de ces composés ou bien un mélange de deux ou plus de deux types de ces composés. Parmi ces composés, un composé à base de phosphate de calcium contenant de l'hydroxyapatite (Ca10(PO4)6(OH)2comme constituant principal convient le mieux. Puisque de l'hydroxyapatite est utilisée comme biomatériau, un support portant une couche de revêtement formée d'hydroxyapatite n'est pas susceptible d'endommager les cellules, et les cellules peuvent adhérer extrêmement efficacement à un tel support. En outre, dans le cas où de la fluoroapatite (Ca10(PO4)6F2) est utilisée, il est préféré que le pourcentage de fluor dans le composé total à base de phosphate de calcium soit égal ou inférieur à 5 % en poids. En fixant le pourcentage de fluor dans le composé total à base de phosphate de calcium à une valeur égale ou inférieure à 5 % en poids, il est possible d'empêcher ou de réduire au minimum l'élution de fluor hors de la couche de revêtement 3 (support 1). En conséquence, la possibilité que le support 1 puisse détériorer les cellules est supprimée ou réduite au minimum et, en résultat, la diminution d'efficacité de croissance des cellules est évitée. Il faut noter que les composés à base de phosphate de calcium décrits ci-dessus peuvent être synthétisés par un procédé par voie humide, un procédé par voie sèche ou un procédé similaire, qui sont bien connus dans ce domaine. Dans un tel procédé, un composé à base de phosphate de calcium synthétisé peut comprendre des substances résiduelles (par exemple des matières premières) et/ou des produits secondaires, qui sont formés par synthèse. La couche de revêtement 3 peut être formée, par exemple, par collision de particules poreuses d'un composé à base de phosphate de calcium (désignées simplement ciaprès sous le nom dé "particules poreuses Il) contre la surface du corps de base 2. Par un tel procédé, il est possible de former la couche de revêtement 3 aisément et de manière fiable. Par collision des particules poreuses contre la surface du corps de base 2, ces particules sont brisées en donnant des particules 31 ayant un diamètre de particule relativement petit (ces particules étant appelées simplement ci-après "particules 3111) lors de la collision contre le corps de base 2, et les particules 31 sur la surface sont partiellement incluses dans le corps de base 2. Le corps de base 2 capture les particules 31 sous l'action de sa force élastique, ce qui fixe les particules 31 sur le corps de base 2. En outre, la particule poreuse est de préférence produite par agglomération de particules primaires d'un composé à base de phosphate de calcium. Au moyen de telles particules poreuses, il est possible de revêtir de manière plus fiable la surface du corps de base 2 car ces particules poreuses sont fragmentées plus efficacement lors de la collision contre le corps de base 2. Le diamètre moyen de particule de la particule poreuse n'est pas limité à une quelconque valeur spécifique mais est de préférence égal ou inférieur à 100 m. Si le diamètre moyen de particule de la particule poreuse est supérieur à 100 m, la vitesse de la particule poreuse lors de la collision contre le corps de base 2 est trop faible et la particule poreuse ne sera pas fragmentée efficacement. La collision entre le corps de base 2 et les particules poreuses peut être réalisée, par exemple, en utilisant une machine d'hybridation (disponible dans le commerce) à sec. Dans ce cas, il est possible de choisir des conditions telles que, par exemple, le rapport de mélange des corps de base 2 et des particules poreuses soit un rapport pondéral compris dans l'intervalle d'environ 400 : 1 à 50 : 1, et la température dans la machine d'hybridation soit égale ou inférieure à la température de ramollissement de la résine qui est utilisée comme matière principale du corps de base 2 (habituellement égale ou inférieure à 80 C). En outre, les particules poreuses destinées à être utilisées pour former la couche de revêtement 3 peuvent être produites, par exemple, d'une manière bien connue dans de domaine, de la manière décrite ci-dessous. Tout d'abord, un composé à base de phosphate de calcium est synthétisé par un procédé à l'état humide bien connu pour obtenir une suspension dans laquelle sont présentes en suspension des particules cristallines (particules primaires) du composé synthétisé à base de phosphate de calcium (matière initiale). Puis la suspension est séchée directement par pulvérisation pour obtenir ainsi des particules secondaires granulées. En variante, ces particules secondaires peuvent être obtenues en ajoutant un additif tel qu'un agent d'ajustement de viscosité, des particules d'un composé organique ou des fibres pouvant subir une évaporation par chauffage, etc., à la suspension, puis la suspension est séchée par pulvérisation. Il faut noter que les particules secondaires ainsi obtenues peuvent être soumises à un frittage de la manière requise. Puisque les particules secondaires ainsi obtenues sont poreuses, ces particules secondaires peuvent être utilisées directement dans la formation de la couche de revêtement 3. Dans le cas où il est préféré d'utiliser des particules poreuses ayant une plus forte porosité, ces particules poreuses sont produites, par exemple, de la manière décrite ci-dessous. Tout d'abord, on prépare une suspension dans laquelle les particules secondaires obtenues de la manière décrite ci-dessus sont mises en suspension, puis on met la suspension sous forme d'un bloc par compression à l'état humide, compression à sec, etc. A cet égard, il faut noter qu'un composé organique pouvant être soumis' à ünë évaporation dans le procédé de frittage suivant pour produire des pores peut être ajouté à la suspension. Le diamètre des pores peut également être régulé en ajustant une condition telle que la température de frittage ou une condition similaire au lieu de l'addition d'un composé organique tel que celui décrit ci-dessus. Puis le bloc ainsi obtenu est fritté à une température comprise dans l'intervalle de 400 à 1300 C. Si la température de frittage est inférieure à 400 C, il est possible que le composé organique ajouté ne soit pas totalement évaporé, ou bien il est possible que le bloc ne soit pas fritté de manière satisfaisante. D'autre part, si la température de frittage est supérieure à 1300 C, il se peut qu'un corps fritté résultant soit excessivement dense, ou bien que le composé à base de phosphate de calcium subisse une décomposition. Puis le bloc ainsi fritté est broyé et ensuite calibré pour obtenir des particules ayant un diamètre de particule désiré. Le diamètre des pores dans la particule poreuse peut être ajusté, par exemple, en fixant de manière appropriée le diamètre de la particule primaire, la viscosité de la suspension, le type d'additif, etc. Il faut noter que le diamètre des pores dans la particule poreuse est compris de préférence dans l'intervalle de 500 à 1000 , et la surface spécifique de la particule poreuse est de préférence égale ou supérieure à 10 m2/g. En utilisant de telles particules poreuses pour la production d'un support 1, il est possible que les cellules adhèrent au, et se développent sur, le support 1 plus efficacement. Il faut noter que, bien qu'un procédé pour la formation de la couche de revêtement 3 (c'est-à-dire un procédé pour la production du support 1) ait été décrit cidessus, la présente invention n'est pas limitée à ce procédé. Une description est présentée ci-dessous en ce qui concerne un procédé pour cultiver des cellules conformément à la présente invention, c'est-à-dire un procédé pour cultiver des cellules en utilisant les supports 1 décrits ci-dessus. Tout d'abord, les supports 1 sont soumis à une stérilisation, pour diminuer ainsi le nombre de microorganismes ou de moisissures existant sur la surface des supports 1 ou détruire la totalité de ces micro-organismes ou moisissures. En soumettant les supports 1 à une stérilisation avant utilisation, la possibilité que des micro-organismes ou moisissures provoquent une détérioration des cellules est réduite ou supprimée, ce qui permet aux cellules de croître plus efficacement sur les surfaces des supports 1. Des exemples de techniques de stérilisation comprennent la stérilisation au moyen d'une solution stérilisante, la stérilisation en autoclave, la stérilisation en milieu gazeux, la stérilisation par un rayonnement, etc. Parmi ces techniques, la stérilisation au moyen d'une solution stérilisante, qui est effectuée en immergeant ou en mettant en contact les supports dans ou avec une solution stérilisante, est de préférence utilisée. Par une telle technique, il est possible de stériliser plus efficacement des grandes quantités des supports 1. Il faut noter dans ce cas que la détérioration du support 1 de la présente invention par immersion dans (contact avec) une solution stérilisante est évitée, car le support 1 porte la couche de revêtement 3 constituée d'un composé à base de phosphate de calcium qui est inerte vis- à-vis de divers types de solutions stérilisantes. En conséquence, le support 1 de la présente invention convient à la stérilisation au moyen d'une solution stérilisante. En ce qui concerne une solution stérilisante, on utilise de préférence une solution alcaline telle qu'une solution aqueuse d'hydroxyde de sodium, une solution aqueuse d'hydroxyde de potassium, une solution aqueuse d'hypochlorite de sodium, etc. Ces solutions stérilisantes ont des propriétés stérilisantes particulièrement excellentes pour détruire des (réduire le nombre de) microorganismes ou moisissures. Après stérilisation, les supports 1 sont rincés pour éliminer la solution stérilisante des surfaces des supports 1. Puis on prépare une solution de culture dans laquelle les supports 1 stérilisés dans le procédé et des cellules (qui doivent adhérer au support) sont présents en suspension. A cet égard, il faut noter que, par exemple, un vecteur alternatif contenant un gène codant pour une protéine a été introduit préalablement dans la cellule de manière à pouvoir produire une protéine cible. Des exemples de cellules comprennent une cellule animale, une cellule végétale, une bactérie, un virus, etc. Parmi ces cellules, une cellule animale est particulièrement appréciée. Une cellule animale peut être appliquée à divers domaines et, en utilisant des cellules animales, il est possible de produire efficacement une protéine ayant une structure complexe (par exemple une glycoprotéine). Le type de solution de culture peut être choisi de manière appropriée en fonction du type de cellule à utiliser, et n'est pas limité à un quelconque type spécifique. Des exemples de solution de culture comprennent le milieu MEM de Dulbecco (milieu de Eagle modifié par Dulbecco), le milieu BME (milieu basal d'Eagle), le milieu MCDB-104, etc. En outre, un additif tel que le sérum, une protéine sérique (par exemple l'albumine), divers types de vitamines, d'amino-acides ou de sels, etc., peut être ajouté à la solution de culture de la manière requise. Puis la solution de culture préparée est agitée pour provoquer l'adhérence des cellules aux surfaces des supports 1 et les cellules adhérant aux surfaces se développent sur les supports 1 au cours du temps. De cette manière, les cellules sont cultivées. L'agitation de la solution de culture accroît l'efficacité de croissance des cellules en culture. La vitesse d'agitation de la solution de culture n'est pas limitée à une quelconque valeur spécifique, mais est fixée avantageusement dans l'intervalle d'environ 5 à 100 tr/min, plus avantageusement d'environ 10 à 50 tr/min. Si la vitesse d' agitation est trop faible, les supports 1 ne sont pas dispersés uniformément dans la solution de culture en fonction de la densité, du diamètre moyen de particule, etc., du support 1, ce qui fait que les cellules ne peuvent croître de manière satisfaisante sur les surfaces des supports 1. D'autre part, si la vitesse d'agitation est trop grande, les supports 1 sont soumis à une agitation excessive ayant pour résultat une collision brutale entre les supports 1, ce qui provoque une dégradation des cellules adhérant aux supports. La température (température d'incubation) de la solution de culture est fixée de manière appropriée en fonction du type de cellules à cultiver et n'est pas limitée à une quelconque valeur spécifique, mais fixée habituellement dans l'intervalle d'environ 20 à 40 C, de préférence d'environ 25 à 37 C. Les cellules qui se sont développées produisent une protéine cible, et la protéine produite est libérée dans la solution de culture ou bien s'accumule dans les cellules. Puis la protéine produite est recueillie. Par exemple, la protéine libérée dans la solution de culture peut être recueillie d'une manière décrite ci-dessous. Tout d'abord, l'agitation de la solution de culture est interrompue pour précipiter les supports 1 dans la solution de culture. Puis un liquide surnageant est séparé. En - traitant le liquide surnageant (par exemple par chromatographie), il est possible de recueillir aisément la protéine produite. De la manière décrite ci-dessus, la masse volumique du support 1 est proche de celle de l'eau. La masse volumique du support 1 est augmentée progressivement de manière globale en raison de l'adhérence et de la croissance des cellules et, en résultat, le support 1 peut être aisément précipité dans la solution de culture. Une description est présentée ci-dessous en ce qui concerne des exemples réels conformes à la présente invention. Tout d'abord 50 g de billes de nylon (corps de base) ayant un diamètre moyen de particule de 150 m et une masse volumique de 1,02 g/cm3, et 0,25 g de particules d'hydroxyapatite (qui sont des particules poreuses formées par agglomération de particules primaires) ayant un diamètre moyen de particule de 10 m et un rapport Ca/P de 1,67 ont été préparés. Il faut noter dans ce cas que la surface spécifique de la particule d'hydroxyapatite était égale ou supérieure à 10 m2/g et le diamètre des pores de la particule d'hydroxyapatite était compris dans l'intervalle d'environ 500 à 1000 . Puis les billes de nylon et les particules d'hydroxyapatite ont été introduites dans un appareil NARA HYBRIDIZATION SYSTEM NHS-1 (produit par Nara Machinery Co., Ltd. et ayant une puissance nominale de 5,5 kW et un courant nominal de 23 A), puis le système a été soumis à un fonctionnement à 6400 tr/min et une température comprise dans l'intervalle de 32 à 50 C pendant 5 minutes, ce qui a provoqué le revêtement des billes de nylon avec de l'hydroxyapatite. De cette manière, des supports revêtus d'hydroxyapatite ont été obtenus. Le support ainsi obtenu avait un diamètre moyen de particule de 151 m (l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement d'hydroxyapatite était égale à 1 m) et une masse volumique de 1,03 g/cm3. Tout d'abord, 50 g de billes de polystyrène (corps de base) ayant un diamètre moyen de particule de 450 m et une masse volumique de 1,04 g/cm3, et 0,2 g de particules d'hydroxyapatite (qui sont des particules poreuses formées par agglomération de particules primaires) ayant un rapport Ca/P de 1, 67 et un diamètre moyen de particule de 100 m, ont été préparés. Il faut noter dans ce cas que la surface spécifique de la particule d'hydroxyapatite était égale ou supérieure à 10 m2/g et le diamètre des pores de la particule d'hydroxyapatite était compris dans l'intervalle d' environ 500 à 1000 . Puis les billes de polystyrène et les particules d'hydroxyapatite ont été introduites dans un appareil NARA HYBRIDIZATION SYSTEM NHS-1 (produit par Nara Machinery Co., Ltd., ayant une puissance nominale de 5,5 kW et un courant nominal de 23 À), puis le système a été soumis à un fonctionnement à 8000 tr/min à une température comprise dans l'intervalle de 36 à 64 C pendant 5 minutes, ce qui a provoqué le revêtement des billes de polystyrène avec de l'hydroxyapatite. De cette manière, des supports revêtus d'hydroxyapatite ont été obtenus. Le support ainsi obtenu avait un diamètre moyen de particule de 452 m (l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement d'hydroxyapatite était égale à 1,5 m) et une masse volumique de 1,05 g/cm3. Tout d'abord 400 g de billes de polyéthylène (corps de base) ayant un diamètre moyen de particule de 50 m et une masse volumique de 0,92 g/cm3, et 4 g de particules de phosphate de calcium ayant un rapport Ca/P de 1,8 et un diamètre moyen de particule de 80 m (qui sont des particules poreuses formées par agglomération de particules primaires) ont été préparés. Il faut noter dans ce cas que la surface spécifique de la particule de phosphate de calcium était égale ou supérieure à 10 m2/g et le diamètre des pores de la particule de phosphate de calcium était compris dans l'intervalle d'environ 500 à 1000 . Puis les billes de polyéthylène et les particules de phosphate de calcium ont été introduites dans un mélangeur (produit par NISSHIN ENGINEERING INC. sous le code de produit Hi-X200) et le mélangeur est ensuite soumis à un fonctionnement à une température comprise dans l'intervalle de 25 à 75 C pendant 20 minutes avec un organe classique d'impulsion tournant à 4000 tr/min, ce qui a provoqué le revêtement des billes de polyéthylène avec du phosphate de calcium. De cette manière, des supports revêtus de phosphate de calcium ont été obtenus. Le support ainsi obtenu avait un diamètre moyen de particule de 51 m (l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement de phosphate de calcium était égale à 1 m), et une masse volumique de 0,94 g/cm3. Tout d'abord, 50 g de billes de poly(méthacrylate de méthyle) (corps de base) ayant un diamètre moyen de particule de 200 m et une masse volumique de 1,19 g/cm3, et 0,2 g de particules de phosphate tricalcique (qui sont des particules poreuses formées par agglomération des particules primaires) ayant un rapport Ca/P de 1,5 et un diamètre moyen de particule de 20 m, ont été préparés. Il faut noter dans ce cas que la surface spécifique de la particule de phosphate tricalcique était égale ou supérieure à 10 m2/g et le diamètre des pores de la particule de phosphate tricalcique était compris dans l'intervalle d'environ 500 à 1000 . Puis les billes de poly(méthacrylate de méthyle) et les particules de phosphate tricalcique ont été introduites dans un appareil NARA HYBRIDIZATION SYSTEM NHS-1 (produit par Nara Machinery Co., Ltd., ayant une puissance nominale de 5,5 kW et un courant nominal de 23 A) et le système a été ensuite soumis à un fonctionnement à 8000 tr/min et à une température comprise dans l'intervalle de 38 à 71 C pendant 5 minutes, ce qui a provoqué le revêtement des billes de poly(méthacrylate de méthyle) avec du phosphate tricalcique. De cette manière, des supports revêtus de phosphate tricalcique ont été obtenus. Le support ainsi obtenu avait un diamètre moyen de particule de 204 m (l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement de phosphate tricalcique était égale à 3 m) et une masse volumique de 1,2 g/cm3. Des billes de nylon ayant un diamètre moyen de particule de 150 m et une masse volumique de 1,02 g/cm3 ont été préparées comme supports de l'exemple comparatif. Avant un essai d'évaluation I et un essai d'évaluation II, les supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 ont été soumis à une stérilisation en autoclave, une stérilisation de l'oxyde d'éthylène gazeux, une stérilisation par un rayonnement, une stérilisation au moyen d'une solution aqueuse d'hydroxyde de sodium (une solution alcaline), respectivement. Les supports préparés dans l'exemple comparatif ont été soumis à une stérilisation par de l'oxyde d'éthylène gazeux. En ce qui concerne les supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 et de l'exemple comparatif, un essai d'évaluation 1 a été effectué de la manière décrite cidessous. 1 g des supports et 10 ml d'une suspension contenant 1 x 105 cellules dérivées d'un ostéosarcome humain (Saos2) par millilitre ont été ajoutés à 100 ml de milieu MEM de Dulbecco (solution de culture). A cet égard, il faut noter qu'une quantité de 10 % en' volume de sérum de f#tus bovin avait été préalablement ajoutée au milieu MEM de Dulbecco. Les cellules dérivées d'un ostéosarcome humain (Saos2) ont été cultivées avec agitation du milieu MEM de Dulbecco à 30 tr/min et à une température de 37 C pendant 3 heures. Il faut noter que la longueur maximale de la cellule dérivée d'un ostéosarcome humain est égale à environ 20 jura. Une quantité prédéterminée de la solution de culture a été prélevée toutes les 60 minutes jusqu'à ce qu'un temps de 180 minutes s'écoule depuis le début de la culture (début de l'agitation) pour le comptage des cellules adhérant aux surfaces des supports. A cet égard, il faut noter que le comptage des cellules a été effectué en utilisant la méthode de coloration bleu Trypan dans lequel du bleu Trypan a été ajouté à des cellules traitées à la trypsine. Le résultat du comptage des cellules est présenté sur le tableau 1. En ce qui concerne les supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 et l'exemple comparatif, un essai d'évaluation 2 a été effectué de la manière décrite cidessous. 1 g des supports et 10 ml d'une suspension contenant 1 x 105 cellules dérivées de clavicules de souris (MC3T3E1) par millilitre ont été ajoutés à 100 ml de milieu MEM de Dulbecco (solution de culture). A cet égard, il faut noter qu'une quantité de 10 % en volume de sérum de foetus bovin avait été préalablement ajoutée au milieu MEM de Dulbecco. Les cellules dérivées de clavicules de souris (MC3T3E1) ont été cultivées avec agitation du milieu MEM de Dulbecco à 30 tr/min et à une température de 37 C pendant 3 heures. Il faut noter que la longueur maximale de la cellule dérivée de clavicules de souris est égale à environ 20 m. Une quantité prédéterminée de la solution de culture a été prélevée toutes les 60 minutes jusqu'à écoulement d'un temps de 180 minutes depuis le début de la culture (début de l'agitation) pour le comptage des cellules adhérant aux surfaces des supports. A cet égard, il faut noter que le comptage des cellules a été effectué en utilisant un procédé de coloration au bleu Trypan dans lequel du bleu Trypan est ajouté aux cellules traitées à la trypsine. Le résultat de comptage des cellules est présenté sur le tableau 1. Tableau 1 Nombre de cellules (105 cellules) Type de cellule après 60 après 120 après 180 minutes minutes minutes Exemple 1 4,6 7,5 8,0 Exemple 2 4,5 7,0 7,8 Cellules dérivées Exemple 3 2,5 4,0 4,5 d'un ostéosarcome ############################ Exemple 4 humain (Saos2) 4,2 5,5 6,9 ##############humain (Saos2) ############################### Exemple 2,2 2,8 3,1 comparatif Exemple 1 6,0 7,7 8,5 Exemple 2 5,3 8,0 8,1 Cellules dérivées Exemple 3 2,6 4,2 6,3 de clavicules de ############################ Exemple 4 souris (MC3T3E1) 4,7 6,8 7, 2 Exemple 2,5 2,7 2,8 comparatif Comme le montre le tableau 1, dans les deux essais d'évaluation 1 et 2 dans lesquels des cellules dérivées d'un ostéosarcome humain et des cellules dérivées de clavicules de souris ont été cultivées, respectivement, le nombre de cellules adhérant aux supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 (supports de la présente invention) était supérieur au nombre de cellules adhérant aux supports produits dans l'exemple comparatif, lorsque 60 minutes se sont écoulées depuis le début de la culture. Cela signifie que les supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 conviennent à l'adhérence des cellules. En outre, lorsque 120 minutes et 180 minutes se sont écoulées depuis le début de la culture, le nombre de cellules adhérant aux supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 était supérieur au nombre de cellules adhérant aux supports produits dans l'exemple comparatif, respectivement. En outre, les cellules adhérant aux supports produits dans chacun des exemples 1 à 4 ont présenté une croissance efficace comparativement aux cellules adhérant aux supports produits dans l'exemple comparatif. A ce propos, il a été confirmé qu'en utilisant n'importe lequel des supports produits dans les exemples 1 à 4 (supports de la présente invention), il est possible que les cellules adhèrent efficacement aux et se développent efficacement sur, les supports quel que soit le type de cellules. D'autre part, il est manifeste que l'utilisation des supports produits dans l'exemple comparatif a pour résultat une adhérence extrêmement médiocre des cellules et une réduction significative de l'efficacité de croissance cellulaire. De la manière décrite ci-dessus, conformément à la présente invention, il est possible d'obtenir un support ayant diverses propriétés qui sont requises pour un support destiné à une culture cellulaire (notamment une culture sur microsupports). En outre, le support de la présente invention peut être produit à un faible coût. Enfin, il doit être entendu que de nombreuses modifications et additions peuvent être apportées aux formes de réalisation décrites ci-dessus sans s'écarter du cadre ni de l'esprit de l'invention, de la manière définie dans les revendications suivantes. En outre, il doit être également entendu que la présente invention est en rapport avec le sujet figurant dans la demande de brevet japonais n 2002-048 603 (déposée le 25 février 2002), qui est expressément citée dans son intégralité à titre de référence dans le présent mémoire. REVENDICATIONS 1. Support (1) pour culture cellulaire, qui permet aux cellules d'adhérer à, et de croître sur, une de ses surfaces, caractérisé en ce qu'il comprend : un corps de base (2) sous forme de particules et étant formé principalement d'une résine, le corps de base ayant une surface ; et une couche de revêtement (3) formée de particules (31) d'un composé à base de phosphate de calcium, la couche de revêtement étant présente sur la surface du corps de base, les particules du composé à base de phosphate de calcium étant partiellement incluses dans le corps de base à proximité de sa surface. 2. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que, lorsque la longueur maximale de la cellule à faire adhérer au support pour culture cellulaire est définie par Ll (//m) et le diamètre moyen de particule du support pour culture cellulaire est défini par L2 ( m), le rapport L2/L1 est compris dans l'intervalle de 2 à 100. 3. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 2, caractérisé en ce que L2 est compris dans l'intervalle de 50 à 500 m. 4. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que la masse volumique du support pour culture cellulaire est comprise dans l'intervalle de 0,8 à 1,4 g/cm3. 5. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que le diamètre moyen de particule du corps de base est compris dans l'intervalle de 50 à 500 m. 6. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que la masse volumique du corps de base est comprise dans l'intervalle de 0,8 à 1,4 g/cm3. 7. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que l'épaisseur moyenne de la couche de revêtement est comprise dans l'intervalle de 0,1 à 5 m. 8. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que la couche de revêtement est formée par collision de particules poreuses du composé à base de phosphate de calcium contre la surface du corps de base. 9. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 8, caractérisé en ce que les particules poreuses sont produites par agglomération de particules primaires du composé à base de phosphate de calcium. 10. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que le support pour culture cellulaire est utilisé dans une culture sur microsupports. 11. Support pour culture cellulaire suivant la revendication 1, caractérisé en ce que la cellule est une cellule animale. 12. Procédé pour cultiver des cellules, caractérisé en ce qu'il utilise des supports contenant le support pour culture cellulaire suivant l'une quelconque des revendications 1 à 11. 13. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 12, caractérisé en ce que les supports ont été soumis à une stérilisation. 14. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 13, caractérisé en ce que la stérilisation des supports est effectuée en utilisant une solution stérilisante. 15. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 14, caractérisé en ce que la solution stérilisante est une solution alcaline. 16. Procédé pour cultiver des cellules, caractérisé en ce qu'une solution de culture, dans laquelle des supports contenant le support pour culture cellulaire suivant l'une quelconque des revendications 1 à 11 et des cellules sont en suspension, est agitée pour provoquer l'adhérence des cellules aux surfaces des supports, ce qui permet aux cellules de croître sur ces surfaces. 17. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 16, caractérisé en ce que la vitesse d'agitation est comprise dans l'intervalle de 5 à 100 tr/min. 18. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 16, caractérisé en ce que les supports ont été soumis à une stérilisation. 19. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 18, caractérisé en ce que la stérilisation des supports est effectuée en utilisant une solution stérilisante. 20. Procédé pour cultiver des cellules suivant la revendication 19, caractérisé en ce que la solution stérilisante est une solution alcaline.