FR 2859221 A1 20050304 FR 0350470 A 20030828 VECTEUR DE CO-EXPRESSION DE DOMAINES MEMBRANAIRES DE PROTEINES D'ENVELOPPE D'UN VIRUS ET UTILISATIONS DESCRIPTION DOMAINE TECHNIQUE La présente invention se rapporte à un vecteur de co-expression de domaines membranaires de protéines d'enveloppe d'un virus, ainsi qu'à un procédé de fabrication d'homo- et/ou hétéro-oligomères de ces domaines. Ces domaines membranaires sont les domaines des protéines d'enveloppe des virus qui permettent leur ancrage sur les cellules cibles qu'elles vont infecter. Le vecteur de la présente invention permet par exemple la co-expression des domaines membranaires TME1 et TME2 des protéines de l'enveloppe du virus de l'hépatite C, et la fabrication d'homo- et/ou hétérooligomères de ces domaines TMEl et TME2. La présente invention fournit un vecteur permettant de manière générale de produire les différents états d'association des domaines membranaires des protéines d'enveloppe des virus lors de leur constitution. Ce vecteur permet par exemple de tester à grande échelle des composés chimiques ou biologiques, par exemple des peptides, susceptibles de perturber la formation des différents états d'association des domaines membranaires des protéines d'enveloppe des virus, et donc potentiellement de perturber la formation ou la fixation du virus sur ses cellules cibles hôtes. La présente invention se rapporte donc également à un procédé de criblage permettant d'identifier des composés chimiques ou biologiques qui perturbent la formation des différents états d'association de domaines membranaires de protéines d'enveloppe des virus. Elle trouve donc de nombreuses applications notamment dans la recherche concernant les mécanismes d'infections virales et dans recherche et la mise au point de nouveaux principes actifs pour lutter contre les infections virales. Dans la description qui suit, les références entre crochets [ ] renvoient à la liste de références annexée. ETAT DE LA TECHNIQUE ANTERIEURE La détermination de la structure tridimensionnelle (3D) est une étape décisive dans la compréhension structurale et fonctionnelle des protéines. Pour cela, il est nécessaire de pouvoir fabriquer des quantités suffisantes des protéines étudiées, et, si possible, que les protéines fabriquées retrouvent leur conformation fonctionnelle. De très grands efforts et moyens ont été, et sont, mis en oeuvre pour parvenir à ce but, et se sont amplifiés avec l'accumulation des données apportées par les programmes de séquençage des génomes. Dans ce contexte, la bactérie est un moyen de production largement utilisé par la communauté scientifique. La surexpression de protéines dans la bactérie ne s'effectue cependant pas sans problèmes. En effet, elle donne le plus souvent lieu aux deux cas de figure suivants : - Le premier cas, le plus courant, est celui où la protéine est surproduite et agrégée sous la forme de corps d'inclusion. Cela concerne les protéines polytopiques et/ou de grande taille. Dans ce cas, la cinétique de repliement de la protéine est nettement plus lente que sa vitesse de biosynthèse. Cela favorise l'exposition au solvant aqueux des régions hydrophobes de la protéine qui sont normalement enfouies au coeur de celle-ci, et génère des interactions non spécifiques qui conduisent à la formation d'agrégats insolubles. Suivant le degré de désordre de ce repliement, les corps d'inclusions peuvent être solubilisés/dépliés dans des conditions non natives, avec de l'urée ou de la guanidine. La protéine solubilisée est ensuite soumise à différents traitements comme la dialyse ou la dilution pour accéder, dans certains cas seulement, à un repliement 3D natif. - Le deuxième cas est celui où l'expression engendre une toxicité d'un degré variable. Celui-ci va de l'absence de produit d'expression si la cellule hôte parvient à s'adapter, à la mort de celle-ci si le produit est trop toxique. C'est un cas qui se présente assez fréquemment et le plus souvent avec des protéines ou des domaines de protéines membranaires ou membranaires, comme par exemple ceux des protéines d'enveloppe du virus de l'hépatite C [1] ou du virus d'immunodéficience humain [2]. Le problème de toxicité pour la cellule hôte concerne essentiellement l'expression de protéines membranaires, c'est à dire de protéines présentant un domaine hydrophobe. Or ces protéines présentent un intérêt grandissant. Elles sont d'une part relativement nombreuses puisque l'établissement des différents génomes confirme qu'elles représentent environ 30% des protéines potentiellement codées par ces génomes [3]. Elles constituent d'autre part 70% des cibles thérapeutiques et leur altération est à l'origine de nombreuses maladies génétiques [4]. Il est donc essentiel de mettre au point des méthodes facilitant ou permettant l'expression de telles protéines ou de leur partie membranaire. Des efforts ont été faits dans ce sens avec par exemple la mise au point de souches bactériennes, soit tolérant mieux l'expression de protéines membranaires [5, 6], soit ayant une régulation plus stricte du mécanisme d'expression comme dans le cas de la souche E. coli BL21(DE3)pLysS développée par Stratagene. Cependant, ces améliorations ne permettent pas de supprimer le phénomène de toxicité dans tous les cas, en particulier lors de l'expression de peptides hydrophobes correspondant à des ancres membranaires. L'un des enjeux médicaux majeurs actuels concerne le traitement de l'hépatite C. Celle-ci est provoquée par le virus de l'hépatite C (VHC) de la famille des flaviviridae et qui infecte spécifiquement les cellules hépatiques [7]. Le VHC infecte 170 millions d'humains dans le monde. On estime que 75% des personnes séropositives développent une infection chronique [8]. Ce virus est constitué d'un ARN positif d'environ 9500 bases codant pour une polyprotéine de 3033 résidus [9], symbolisée sur la figure 1, qui, après expression, est clivée par des protéases endogènes et exogènes pour donner naissance à 10 protéines différentes. Deux d'entre elles, El et E2, sont glycosylées et forment l'enveloppe du virus. Lors du processus de maturation du virus, les protéines El et E2 s'associent pour former des hétérooligomères dont on ignore encore la nature. El et E2 sont constituées chacune d'un ectodomaine et d'une région C-terminale, riche en acides aminés hydrophobes, qui forme un domaine membranaire assurant l'ancrage des protéines à la membrane du réticulum endoplasmique comme cela est exposé dans le document [10]. Chacun des ectodomaines ainsi que les domaines membranaires [11] sont impliqués dans le phénomène d'oligomérisation et conditionnent la structuration de l'enveloppe du virus. Etant impliqués dans le processus d'oligomérisation des protéines El et E2, les domaines membranaires TME1 et TME2 constituent des cibles thérapeutiques potentielles très intéressantes. Les différents essais d'expression des protéines El ou E2 dans E. coli [12] [13] ou dans des cellules d'insecte sf9 infectées par baculovirus [14] ont été sans succès du fait de la toxicité induite par leur expression. Cette toxicité est essentiellement générée par les domaines membranaires. C'est un cas qui se présente assez fréquemment et le plus souvent avec des protéines ou des domaines de protéines membranaires, comme par exemple ceux des protéines d'enveloppe du VHC [13] ou du virus d'immunodéficience humain [15]. A ce jour les systèmes d'expression par recombinaison génétique mis au point ne permettent pas de fabriquer ces protéines membranaires. En outre, lorsque des segments membranaires, par exemple de TME1 ou de TME2 du virus de l'hépatite C, peuvent être obtenus, ils ne reproduisent jamais les états d'association naturels des protéines dans l'enveloppe du virus lorsque ces domaines sont mélangés. Il existe donc un réel besoin d'un système permettant de produire des domaines membranaires coopérant dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe d'un virus, notamment pour la constitution de l'enveloppe du virus et/ou pour la reconnaissance et/ou la fixation du virus à sa cellule cible. Il est en plus souhaitable que ce système permette aux domaines produits de reproduire les différents états d'association de ces domaines lors de la constitution de l'enveloppe du virus et/ou dans la forme fonctionnelle de l'enveloppe dudit virus pour la reconnaissance et/ou la fixation du virus à sa cellule cible. Ce système permettrait par exemple de tester à grande échelle des composés chimiques ou biologiques, par exemple des peptides, susceptibles de perturber la formation des différents états d'association des domaines membranaires, et donc potentiellement de perturber la formation du virus et/ou les mécanismes de reconnaissance de la cellule cible par le virus. EXPOSÉ DE L'INVENTION L'objectif atteint par la présente invention est précisément celui de résoudre les problèmes précités de l'art antérieur et de répondre aux besoins précités en fournissant un système de co-expression de domaines membranaires coopérant ou interagissant dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe d'un virus, notamment pour la constitution de l'enveloppe du virus et/ou pour la reconnaissance et/ou la fixation du virus à sa cellule cible. Le système de la présente invention est un vecteur de co-expression d'au moins deux domaines membranaires de protéines d'enveloppe d'un virus coopérant dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe du virus, ledit système étant caractérisé en ce qu'il comprend : au moins une région de réplication et de maintien dudit vecteur dans la cellule hôte ; une première région constituée successivement, dans ledit sens de traduction du vecteur, d'un premier promoteur suivit d'une première séquence codant pour une première protéine chimère, la première séquence codant pour la première protéine chimère étant constituée dans ledit sens de traduction du vecteur, d'une première séquence codant pour une première protéine soluble, d'une séquence codant pour un dipeptide Asp-Pro et d'une séquence codant pour l'un desdits au moins deux domaines membranaires ; et - une deuxième région constituée successivement, dans ledit sens de traduction du vecteur, d'un deuxième promoteur suivit d'une deuxième séquence codant pour une deuxième protéine chimère, la deuxième séquence codant pour la deuxième protéine chimère étant constituée dans ledit sens de traduction du vecteur, d'une deuxième séquence codant pour une deuxième protéine soluble, d'une séquence codant pour un dipeptide Asp-Pro et d'une séquence codant pour l'autre desdits au moins deux domaines membranaires. Par domaine de protéine membranaire ou domaine membranaire on entend la partie d'une protéine d'enveloppe virale qui est hydrophobe en vue notamment de son ancrage sur la membrane des cellules cibles. Il peut s'agir bien entendu d'une protéine entière, qui est membranaire, ou d'une partie membranaire d'une protéine qui présente également un domaine hydrophile non membranaire. Selon l'invention, avantageusement, la première et la deuxième régions sont contiguës mais la disposition de ces deux régions l'une par rapport à l'autre dans le vecteur ne présente à priori pas d'importance. Selon l'invention, les première et deuxième protéines solubles peuvent être identiques ou différentes. Elles peuvent être choisies par exemple parmi la glutathion S-transférase (GST) et la thiorédoxine (TrX) ou toute autre protéine soluble équivalente. Les séquences peptidiques de la GST et de la TrX sont par exemple respectivement les séquences SEQ IDn 25 et SEQ IDn 37 de la liste de séquences annexée. Les séquences nucléotidiques codant pour la GST et de la TrX qui peuvent être utilisées dans le vecteur de la présente invention pour coder la GST et la TrX sont par exemple respectivement les séquences SEQ IDn 24 et SEQ IDn 36 de la liste de séquences annexée. Selon l'invention, la séquence nucléotidique codant pour le dipeptide Asp-Pro peut être par exemple gacccg ou toute autre séquence nucléotidique codant pour ce dipeptide. La séquence codant pour Asp-Pro (DP en code à une lettre) placée en amont de la séquence nucléotidique de chaque protéine membranaire, permet de manière tout à fait inattendue de supprimer l'effet toxique des protéines membranaires co-exprimées pour la cellule hôte. En outre, les inventeurs ont noté que, de manière tout à fait surprenante, la suppression de toxicité de la protéine chez l'hôte est encore plus efficace lorsque les peptides membranaires sont produits en fusion C-terminale avec une protéine soluble, par exemple la glutathion S-transférase ou la thiorédoxine, avec la séquence Asp-Pro insérée entre chaque protéine soluble et chaque peptide membranaire dans le vecteur de co-expression de la présente invention. Le vecteur de la présente invention permet la surproduction en co-expression d'au moins deux domaines membranaires de protéines d'enveloppe d'un virus coopérant dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe du virus. Il s'agit de protéines membranaires également dans les cellules hôtes, en particulier de protéines hydrophobes, notamment de peptides qui correspondent à, ou qui comprennent, des domaines hydrophobes de protéines qui sont susceptibles de s'ancrer aux membranes des cellules hôtes. Il peut s'agir par exemple de protéines membranaires ou de domaines de protéines membranaires. Il peut s'agir par exemple de protéines d'enveloppe d'un virus, par exemple d'un virus de l'hépatite C, d'un virus du sida ou de tout autre virus pathogène pour l'homme et de manière générale pour les mammifères . Dans la présente invention, ces protéines d'enveloppe sont réduites à leur domaine membranaire, c'est à dire à leur domaine hydrophobe. C'est ce qui est entendu par l'expression domaines membranaires . Les virus concernés par la présente invention sont en fait tous les virus qui possèdent dans leur structure des protéines membranaires qui interagissent pour la constitution de l'enveloppe du virus et/ou pour la reconnaissance et/ou la fixation du virus à sa cellule cible. Par exemple, dans le cas de protéines d'enveloppe du virus de l'hépatite C, le vecteur de la présente invention peut être un vecteur de coexpression des domaines membranaires TME1 et TME2. Ce vecteur permet la co-expression desdits domaines TME1 et TME2, correspondant en particulier aux segments 347- 383 et 717 -746 de la polyprotéine codée par l'ARN du virus et de séquences suivantes : TME1 . 347-MIAGAHWGVLAGIAYFSMVGNWAKVLVVLLLFAGVDA-383 Séquence SEQ IDn 2 TME2 : 717-MEYVVLLFLLLADARVCSCLWMMLLISQAEA-746 Séquence SEQ IDn 16 Ainsi, selon l'invention, l'un des deux domaines membranaires peut avoir une séquence peptidique choisie parmi les séquences peptidiques SEQ IDn 2, SEQ IDn 10, SEQ IDn 12 et SEQ IDn 14 de la liste de séquences annexée, et l'autre des deux domaines a une séquence peptidique choisie parmi les séquences peptidiques SEQ IDn 16 et SEQ IDn 22 de la liste de séquences annexée. Les séquences peptidiques SEQ IDn 10, SEQ IDn 12 et SEQ IDn 14 de la liste de séquences annexée correspondent à la séquence peptidique de TMEl (SEQ IDn 2) comportant des mutations ponctuelles. La séquence peptidique SEQ IDn 22 de la liste de séquences annexée correspond à la séquence peptidique de TME2 (SEQ IDn 16) comportant deux mutations ponctuelles. Le rôle de ces mutations ponctuelles conformes à la présente invention est expliqué ci-dessous. Selon l'invention, dans le vecteur, la séquence nucléotidique codant pour l'un desdits au moins deux domaines membranaires peut par exemple être choisie parmi les séquences nucléotidiques SEQ IDn l, SEQ IDn 9, SEQ IDn ll et SEQ IDn 13 de la liste de séquences annexée, et la séquence nucléotidique codant pour l'autre desdits au moins deux domaines membranaires peut être choisie parmi les séquences SEQ IDn 15 et SEQ IDn 17 de la liste de séquences annexée. Ces séquence nucléotidiques codent respectivement pour les séquences peptidiques SEQ IDn 2, SEQ IDn 10, SEQ IDn 12, SEQ IDn 14, SEQ IDn 16 et SEQ IDn 22 précitées. L'homme du métier pourra aisément déterminer d'autres séquences nucléotidiques codant pour ces peptides ou peptides mutés. Les peptides TME1 et TME2 sont respectivement produits en fusion C-terminale de protéines solubles, par exemple avec la glutathion S-transférase (GST) et/ou avec la thiorédoxine (TrX), pour former les chimères, par exemple GST-DP-TME1, GST-DP-TME2, TrX-DPTME1 et TrX-DP-TME2. Par exemple, dans le vecteur de la présente invention, la première protéine chimère peut être une protéine ayant une séquence choisie parmi les séquences SEQ IDn 28, SEQ IDn 43, SEQ IDn 46, SEQ IDn 49 et SEQ IDn 52, et la deuxième protéine chimère peut être une protéine ayant une séquence choisie parmi les séquences SEQ IDn 31, SEQ IDn 34, SEQ IDn 55 et SEQ IDn 58. Pour les mêmes raisons que celle évoquées ci-dessus, en particulier pour obtenir avantageusement des hétérooligomères des protéines co-exprimées, lorsque la première protéine chimère a la séquence SEQ IDn 28, l'autre protéine chimère est différente de SEQ IDn 31 et inversement. Les protéines membranaires produites à partir du vecteur de la présente invention forment des monomères, dimères, trimères, et dans une moindre mesure des formes multimériques, qui sont parfois assez stables pour résister aux conditions dénaturantes de séparation sur gel de polyacrylamide en présence de SDS. Les inventeurs ont découvert, de manière inattendue, pour les protéine membranaires TME1 et TME2 de l'enveloppe du virus de l'hépatite C, que quelque soient les forces d'interaction qui stabilisent ces formes oligomériques, elles peuvent être supprimées : - par les mutations ponctuelles G354 et/ou G358L dans TME1 (la glycine en position 354 et/ou 358 de TME1 est remplacée par une leucine) ; par les mutations ponctuelles C731&C733A dans TME2 (les cystéines en position 731 et 733 de TME2 sont remplacées par une alanine). Selon l'invention, il n'est pas nécessaire de produire toutes les mutations de TME1 et de TME2 dans le vecteur pour supprimer les forces d'interaction. Les mutations soit sur TME1 soit sur TME2, peuvent être suffisantes dans le vecteur de co-expression de la présente invention pour obtenir ce résultat. Ainsi, si des formes hétéro-oligomériques particulières sont désirées, de préférence, lorsque l'un des deux domaines est SEQ IDn 2, l'autre domaine est différent de SEQ IDn 16 et inversement. De la même manière, lorsque l'un des deux domaines est codé par la séquence SEQ IDn l (codant pour TME1), l'autre domaine codant est différent de SEQ IDn 15 (codant pour TME2) et inversement. Par le choix des mutations, selon l'invention, on peut donc obtenir préférentiellement certaines formes hétéro-oligomériques, ou aucune forme homo- ou hétéro-oligomérique. Par exemple, dans un exemple particulier de réalisation de la présente invention, un vecteur a été construit en intégrant une région codant pour la chimère [protéine soluble-DP-TMEl] et une région codant pour la chimère [protéine soluble-DP-TME2]. Cette co- expression a permis la formation d'une part des homooligomères observés avec des expressions indépendantes (essais sans co-expression), et d'autre part, de manière tout à fait surprenante, d'un hétéro-dimère {[protéine soluble-DP-TME1]1-[protéine soluble-DP- TME2]1} et un hétéro-trimère {[protéine soluble-DP- TME1]2-[protéine soluble-DP-TME2]1}. En outre, en utilisant un tel vecteur, mais avec la double mutation C731&C733A dans TME2, les inventeurs ont pu supprimer de façon remarquable non seulement les formes hétérooligomériques mais aussi le trimère [TDPTME1]3. Des exemples de protéines chimères mutées de TME1 selon la présente invention sont GST-DP-TME1~G354L (SEQ IDn 65) ; GST-DP-TME1~G358L (SEQ IDn 67) ; et GST- DP-TME1~G354&358L (SEQ IDn 65) codées par exemple respectivement par les oligonucléotides de séquence SEQ IDn 64 ; SEQ IDn 66 et SEQ IDn 68 de la liste de séquences annexée. Dans ces exemples, GST peut aussi être TrX. Des exemples de protéines chimères mutées de TME2 selon la présente invention sont GST-DPTME2~C731&C733A de séquence peptidique SEQ IDn 34 ou TrX-DP-TME2~C731&C733A de séquence peptidique SEQ IDn 58, codées par exemple respectivement par les séquences oligonucléotidiques SEQ IDn 33 et SEQ IDn 57 de la liste de séquences annexée. Le vecteur de la présente invention peut être obtenu à partir de tout plasmide connu de l'homme du métier pour la recombinaison génétique, par exemple dans E. coli, et comprenant une région de réplication et de maintien dudit plasmide dans la cellule hôte, et des sites de restriction permettant d'insérer les régions codant pour les protéines chimères précitées. Le plasmide est choisi notamment en fonction de la cellule hôte dans laquelle il sera introduit pour la co-expression. Le vecteur de l'invention peut être avantageusement obtenu à partir du plasmide pGEXKT de séquence SEQ IDn 23 de la liste de séquences annexée, ou du plasmide pET32a+ de séquence SEQ IDn 35 de la liste de séquences annexée. En effet, ils comprennent déjà une séquence codant pour une protéine soluble, respectivement pour la glutathion S-transférase (GST) et pour la thiorédoxine (TrX). Dans le vecteur de l'invention, la région de réplication et de maintien dudit vecteur dans la cellule hôte est généralement déjà présente sur le plasmide choisi pour cloner les régions codant pour les protéines membranaires. Sinon, il peut être inséré. Ces régions sont connues de l'homme du métier. Les promoteurs qui précèdent les séquences codantes pour les protéines chimères sont des séquences d'ADN que doit reconnaître l'ARN polymérase pour que soit initiée la transcription de ces régions, qui se déroule ensuite sous le contrôle de cette enzyme. Ces promoteurs sont connus de l'homme du métier. Pour obtenir un vecteur selon l'invention, à partir d'un plasmide choisi pour le clonage des protéines membranaires à co-exprimer, il faut disposer des nucléotides codant pour lesdites protéines, auxquels sont adjointes, en amont dans le sens 5'->3' de chaque nucléotide et dans cet ordre, une séquence nucléotidique codant pour le dipeptide DP, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine soluble. Les techniques habituelles de recombinaison génétique, connues de l'homme du métier sont utilisables. Brièvement, des enzymes de restriction permettant de couper le plasmide choisi en des endroits déterminés sont utilisés pour insérer dans le plasmide les régions codant pour les protéines membranaires à co-exprimer liées chacune à une séquence codante pour une protéine soluble par l'intermédiaire d'une séquence codante pour le dipeptide DP. Des techniques utilisables sont décrites par exemple dans [16]. On obtient alors un vecteur selon la présente invention. A titre d'exemple, le vecteur de la présente invention peut être un vecteur de séquence oligonucléotidique SEQ IDn 61 ou SEQ IDn 62 de la liste de séquences annexée. Les protéines chimères coexprimées avec ces vecteurs sont respectivement GST-DPTME2+TrX-DP-TME1 (SEQ IDn 61) et GST-DP- TME2 C731&C733A+TrX-DP-TME1 (SEQ IDn 62). A titre d'exemple également, le vecteur de la présente invention peut aussi être un des vecteurs suivants codant pour les protéines chimères suivantes : vecteur SEQ IDn 70 codant pour les protéines chimères GST-DP-TME2 + TrX-DP-TMEl~G354L (SEQ IDn 31 + SEQ IDn 46) ; vecteur SEQ IDn 71 codant pour les protéines chimères GST-DP-TME2 + TrX-DP-TME1 G358L (SEQ IDn 31 + SEQ IDn 49) ; vecteur SEQ IDn 72 codant pour les protéines chimères GST-DP-TME2 + TrX-DP-TME1 G354&358L (SEQ IDn 31 + SEQ IDn 52); vecteur SEQ IDn 73 codant pour les protéines chimères TrX-DP-TME1 G354L + GST-DP- TME2 C731&733A (SEQ IDn 46 + SEQ IDn 34) ; vecteur SEQ IDn 74 codant pour les protéines chimères TrX-DP-TMEl~G358L + GST-DP- TME2 C731&733A (SEQ IDn 49 + SEQ IDn 34) ; et vecteur SEQ IDn 75 codant pour les protéines chimères TrX-DP-TME1 G354&358L + GST-DP- TME2 C731&733A (SEQ IDn 52 + SEQ IDn 34). Les autres combinaisons possibles avec les différentes protéines chimères présentées ci-dessus, par exemple avec TrX-DP-TME2 ou TrX-DP-TME2~C731&733A, ne sont pas décrites ici par soucis de concision uniquement, mais elles sont évidemment conformes à la présente invention. Le vecteur de la présente invention permet de co-exprimer les protéines membranaires TME1 et TME2 de l'enveloppe du virus de l'hépatite C, et de reproduire des formes homo- et hétéro-oligomériques de ces protéines qui seraient présentes dans la formation de l'enveloppe du virus. La présente invention se rapporte également à une cellule procaryote transformée par un vecteur d'expression selon l'invention. Cette cellule procaryote transformée par le vecteur d'expression de la présente invention doit de préférence permettre la surexpression des protéines membranaires co-exprimées pour lesquelles code le vecteur. Ainsi, toute cellule hôte capable d'exprimer le vecteur d'expression de la présente invention est utilisable. Il peut s'agir par exemple de E.coli, avantageusement, de la souche E. coli BL21(DE3)pLysS. La présente invention se rapporte également à un procédé de fabrication par recombinaison génétique de formes hétéro-oligomériques ou d'un mélange d'au moins deux domaines membranaires de protéine d'enveloppe d'un virus qui interagissent dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe du virus, ledit procédé pouvant comprendre les étapes suivantes : - transformer une cellule hôte avec un vecteur de co-expression selon l'invention, - cultiver la cellule hôte transformée dans des conditions de culture telles qu'elle fabrique les formes hétéro-oligomériques ou le mélange des, au moins deux, domaines membranaires à partir dudit vecteur, et - isoler lesdits hétéro-oligomères ou ledit mélange. Les cellules hôtes utilisables sont décrites ci-dessus. Des vecteurs utilisables sont également décrits ci-dessus. Ce procédé, grâce au plasmide de la présente invention, permet de fabriquer un ou plusieurs hétérooligomères ou un mélange d'au moins deux domaines membranaires de protéine d'enveloppe d'un virus, par exemple des domaines membranaires TMEl et TME2 des protéines d'enveloppe du virus de l'hépatite C. En effet, en appliquant les mutations ponctuelles adéquates pour altérer, voir supprimer, l'interaction entre les domaines membranaires fabriqués, et donc la formation des hétéro-oligomères, on peut obtenir, à partir du plasmide de la présente invention, un mélange de peptides mutés capables d'être utilisés dans les différentes applications décrites ci-dessous. Ces formes hétéro-oligomériques ou ces mélanges peuvent se former à partir des protéines chimères, ou à partir des protéines membranaires fabriquées, séparées de leur protéine soluble et du dipeptide DP. En effet, un traitement de clivage des protéines chimères fabriquées peut être réalisé lors de l'étape consistant à isoler les protéines fabriquées , par exemple au moyen d'acide formique qui clive la protéine de fusion au niveau du dipeptide DP. Elle peut être réalisée par ailleurs par toute technique appropriée connue de l'homme du métier pour récupérer une protéine d'un échantillon à partir d'une protéine de fusion. A ce titre, la présente invention se rapporte également à un hétéro-oligomère ou un mélange d'au moins deux domaines membranaires de protéine d'enveloppe d'un virus, ledit hétéro-oligomère ou mélange étant susceptible d'être obtenu par un procédé selon invention, grâce au vecteur de l'invention. Il peut s'agir par exemple, dans le cas du virus de l'hépatite C, d'un hétéro-oligomère ou d'un mélange d'au moins une protéine ayant une séquence peptidique choisie parmi SEQ IDn 2, SEQ IDn 10, SEQ IDn 12 et SEQ IDn 14 de la liste de séquences annexée correspondant à la séquence peptidique TME1 mutée ou non ; et d'au moins une protéine ayant une séquence peptidique choisie parmi SEQ IDn 16 et SEQ IDn 22 de la liste de séquences annexée correspondant à la séquence peptidique TME2 mutée ou non. A ce titre également, ces protéines étant de tailles différentes et pouvant donc être séparées par exemple par électrophorèse, la présente invention se rapporte également à l'une ou l'autre de ces protéines mutées ou le mélange précité. Il peut s'agir par exemple d'une protéine ayant une séquence peptidique choisie parmi les séquences SEQ IDn 10 ; SEQ IDn 12, SEQ IDn 14 ; SEQ IDn 65 ; SEQ IDn 67 et SEQ IDn 69 de la liste de séquences annexée correspondant à la séquence peptidique mutée de TME1 ; et les séquences peptidiques SEQ IDn 16, SEQ IDn 22, SEQ IDn 34 et SEQ IDn 58 correspondant à la séquence peptidique mutée de TME2. En effet, ces protéines permettent d'empêcher, voire de supprimer la formation d'hétéro-oligomères. Les protéines fabriquées peuvent être isolées des cellules hôtes par les techniques habituelles connues de l'homme du métier, pourvu que la technique utilisée n'altère pas l'oligomérisation des protéines fabriquées. Des techniques utilisables pour cette séparation sont par exemple les techniques électrophorétiques et d'immunodétection. Dans cette démarche inventive, les inventeurs ont utilisé un vecteur d'expression en fusion avec la GST pour mettre en évidence des formes homooligomériques de ces chimères. Ils ont ensuite transposé ce système en remplaçant la GST par la thiorédoxine, ce qui a permis de produire les mêmes oligomères. Ils ont aussi montré que ceux-ci, malgré leur stabilité, ne sont pas maintenus lorsque l'on effectue certaines mutations. Le système a enfin été adapté pour permettre l'expression concomitante des chimères, ce qui a permis, de manière tout à fait inattendue, premièrement de révéler l'existence d'hétéro-oligomères et deuxièmement de montrer que les mutations peuvent limiter leur formation. Ces associations ou ces mélanges de protéines d'enveloppe obtenus grâce au vecteur de la présente invention et qui apparaissent essentielles à la formation du virus, ainsi que la possibilité de les produire et de les altérer, fournissent un moyen thérapeutique nouveau. Le premier élément d'application est le vecteur de co-expression des domaines membranaires qui est décrit ici. Mis au point pour une expression dans la bactérie, sa mise en #uvre est très aisée et permet de tester rapidement et en grand nombre des composés permettant de moduler la formation des formes homoet/ou hétéro-oligomériques qui sont identifiées ici. Ce système est d'une grande utilité pour les compagnies qui cherchent à mettre au point des agents chimiques contre le VHC. Par exemple, ces associations de protéines, ou homo- et/ou hétéro-oligomères, mutées ou non, d'enveloppe de virus obtenues grâce au vecteur de la présente invention peuvent être utilisées pour la fabrication d'anticorps monoclonaux spécifiques desdites associations. Par exemple aussi, en introduisant des mutations dans l'une seulement ou dans plusieurs des protéines co-exprimées ces associations de protéines sont empêchées ou altérées. La présente invention se rapporte également à l'utilisation des protéines membranaires associées ou non (hétéro-oligomères et/ou homo-oligomères), mutées ou non, ou d'un mélange de protéine mutées et de protéines non mutées, par exemple TME1 et TME2 mutées ou non mutées ou un mélange de TME1 et de TME2 dans lequel une seule des deux protéines est mutée, pour la fabrication d'un médicament destiné à la prophylaxie ou au traitement de la maladie causée par le virus. Par exemple pour le traitement de l'hépatite C. Les formes mutées des domaines membranaires obtenues grâce au plasmide de la présente invention ont en effet cette faculté de réduire les forces d'interaction des domaines. Ces peptides constituent donc un nouveau type d'inhibiteur qui peut être utilisé pour entrer en compétition avec les formes non mutées des protéines d'enveloppe, contrarier leur association et ainsi inhiber la formation du virus. Ils peuvent aussi servir de base pour développer des inhibiteurs à partir de leur structure. La présente invention se rapporte également à l'utilisation des protéines membranaires associées (hétéro-oligomères et/ou homo-oligomères), mutées ou non, par exemple TME1 et TME2 où une seule des deux protéines est mutée ou les deux, dans un procédé de criblage. En effet, il est possible de tester, grâce à la présente invention, des composés chimiques ou biologiques, par exemple des peptides, capable de perturber l'association de ces protéines. Les composés chimiques ou biologiques identifiés comme perturbant l'association des protéines sont des candidats potentiels de molécules qui peuvent servir à la mise au point de nouveaux principes actifs pour lutter contre les infections virales. Des vecteurs conformes à la présente invention et convenant aux applications précitées, en particulier lorsqu'elles concernent l'hépatite C, sont par exemple les vecteurs de séquence SEQ IDn 61 et 62 de la liste de séquences annexée. D'après ce que l'on sait d'autres virus proches de HCV et dont le cycle de formation est mieux documenté, on pense que les protéines d'enveloppe adoptent intermédiairement des états d'association divers. La raison de ceci est que le virus utilise ces différentes formes pour permettre chaque étape de son cycle. Par exemple, la forme E1E2 présente lors de la phase finale de formation du virus n'est cependant pas celle qui permet la fusion/pénétration dans la cellule hôte lors de l'infection. Lors de cette étape, c'est une forme homo-trimérique de El qui sera générée et utilisée par le virus. On suppose qu'il existe aussi d'autres formes intermédiaires et c'est ce que les inventeurs ont découvert avec la présente invention. L'autre fait connu et dont les inventeurs ont étendu le champ avec la présente invention est que les domaines membranaires des deux protéines d'enveloppe sont responsables pour une grande part de ce phénomène d'oligomérisation. Ce qui était ignoré jusqu'aux présents travaux des inventeurs, c'est qu'à la condition de pouvoir les produire, ils permettent de reproduire tous les états d'homo- et d'hétérooligomérisation des deux protéines d'enveloppe. La présente invention est basée sur le postulat que si l'on peut perturber la formation de ces formes complexes, on empêche du coup la formation de l'enveloppe et donc celle du virus. C'est une approche thérapeutique nouvelle. Il faut disposer pour cela d'un outil qui permette de tester les composés capables d'interférer dans la formation de ces oligomères. C'est ce que propose la présente invention. L'idée sur laquelle s'appuie la présente invention est que le virus, afin réaliser correctement les phases successives de son cycle de formation puis sa fusion à la membrane de la cellule hôte, doit associer les 2 protéines d'enveloppe sous différents états. Ces associations sont générées et/ou stabilisées en partie par les domaines membranaires C-terminaux des deux protéines. Si ces associations sont empêchées, la formation du virus sera bloquée à différents stades, ce qui limitera ou supprimera sa capacité d'infection. Les composés sélectionnés par l'utilisation de la présente invention devraient permettre d'atteindre ce but. L'outil créé par les présents inventeurs (vecteur de co-expression) est un système qui permet précisément de produire avec une grande simplicité les différentes formes complexes que ces domaines sont capables de générer. Il utilise la bactérie et ne nécessite pas de système d'expression sophistiqué, à l'inverse de ce qui est nécessaire de mettre en #uvre si l'on veut produire les protéines complètes ou leur ectodomaines. La difficulté que pose la production dans la bactérie de protéines membranaires a été résolue en particulier grâce à l'association du dipeptide Asp-Pro et de la protéine soluble. Il n'est pas trivial à la fois de produire de tels domaines hydrophobes et de générer leurs différents états d'association. En effet, s'il est possible de produire de grandes quantités de peptides par voie chimique, le succès d'une telle approche dans les techniques de l'art antérieur était limité dès qu'il s'agissait de peptides hydrophobes et il n'était pas possible de générer leurs formes hétérooligomériques correspondantes in vitro. En effet, les différents hétéro-oligomères, qu'ils soient issus des protéines d'enveloppe complètes ou de leur domaines membranaires C-terminaux ne peuvent pas être formés à partir d'une synthèse chimique ou biosynthèse indépendante de chacun des constituants suivie de leur mélange en solution. La présente invention a surmonté ces obstacles et fournit une approche in vivo de fabrication de ces peptides associés en hétéro-oligomères grâce au plasmide de l'invention. La présente invention limite la formation des complexes à ceux générés par les domaines membranaires C-terminaux TME1 et TME2 dont le repliement dans l'espace est beaucoup plus simple que celui des protéines complètes El et E2 et peut donc être réalisé de façon satisfaisante dans un système biologique comme la bactérie. Les exemples décrits ci-dessous illustrent l'application de la présente invention. Les inventeurs montrent en outre qu'en introduisant des mutations ponctuelles dans l'un des deux domaines, ils peuvent limiter leur interaction. Ceci montre d'une part que la co-production de ces protéines dans la bactérie est correcte et que les états d'association observés correspondent à une propriété intrinsèque d'interaction de ces peptides. L'intérêt pour l'industrie pharmacologique est évident puisque les inventeurs apportent avec cette invention un moyen robuste et très peu coûteux de tester à haut débit des agents chimiques ou biologiques potentiellement capables d'empêcher la formation du virus. Les entreprises intéressées par la présente invention sont celles de l'industrie pharmaceutique qui cherchent à développer des inhibiteurs de ces virus ou protéines membranaires. La stratégie mise au point dans la présente invention (co-expression, puis mutations ponctuelles) concernant tant l'association de domaines membranaires que sa modulation par mutation est généralisable, non seulement à d'autres pathologies causées par des virus à enveloppe, mais aussi à toute protéine membranaire polytopique qui joue un rôle important dans une pathologie donnée. Un exemple est celui des transporteurs ABC qui jouent un rôle majeur dans le phénomène de chimiorésistance et pour lesquels il devient possible de rechercher des inactivateurs spécifiques par le même type d'approche. D'autres caractéristiques et avantages de la présente invention apparaîtront encore à la lecture de la description qui suit donnée à titre illustratif en référence aux figures et à la liste de séquences annexées. BRÈVE DESCRIPTION DES DESSINS - Figure 1 : représentation schématique d'une partie de la polyproptéine du VHC et séquences peptidiques des domaines membranaires C-terminaux des protéines d'enveloppe TME1 et TME2. Les figures 2A et 2C : photographies de deux gels de polyacrylamide 12% mettant en évidence la séparation par migration et coloration au bleu de Coomassie des chimères respectivement GST-DP-TME1 et GST-DP-TME2 (panneau A) et TrX-DP-TME1 et TrX-DP-TME2 (panneau C) obtenues. Les figures 2B et 2D : photographies des gels d'électrophorèse, respectivement des figures 2A et 2C, traités par Western blot (immunodétection) pour révéler d'une part (panneau B) spécifiquement les chimères de GST avec un anticorps dirigé contre la GST mettant en évidence des formes dimériques et trimériques des chimères GST-DP-TME1 et GST-DP-TME2, et d'autre part (panneau D) les chimères de TrX avec un anticorps dirigé contre TrX mettant en évidence des formes monomériques, dimériques et trimériques des chimères TrX-DP-TME1 et TrX-DP-TME2. La figure 3 : Sur le panneau A, photographie de gel d'électrophorèse pour la mise en évidence des chimères GST-DP-TME2 et GST-DP- TME2 C731&C733A et de leurs oligomères. Sur le panneau B, photographie de gel d'électrophorèse pour la mise en évidence des chimères TrX-DP-TME2 et TrX-DP- TME2 C731&C733A et de leurs oligomères. Sur le panneau C, photographie de gel d'électrophorèse pour la mise en évidence des chimères TrX-DP-TMEl, TrX-DPTME1~G354L, TrX-DP-TMEl~G358L et TrX-DP-TMEl~G354&358L et de leurs oligomères. - La figure 4 : représente l'introduction des mutations et sites de restriction pour un clonage dans pGEXKT pou l'obtention d'un vecteur selon l'invention et les oligonucléotides réalisés pour l'amplification du fragment TME2-C731&733A. - Figure 5 : Co-expression des chimères GST et thiorédoxine fusionnées respectivement aux domaines membranaires TME2 et TME1 et effet de la mutation des cystéines dans TME2 sur leur homo- et hétérooligomérisation. Sur le panneau A : exemple de vecteur de co-expression de chimère GST-DP-TME2 et TrX-DP-TMEl selon la présente invention. Sur le panneau B : photographie de gel western blot mettant en évidence par immunodétection avec un anticorps dirigé contre la GST de l'expression de protéines membranaires dans des bactéries BL21 Gold(DE3)pLysS transformées avec les vecteurs pGEXKT-DP-TME2~C731&C733A, pGEXKT-DP-TME2+TrXDP-TME1, pGEXKT-DP-TME2~C731&C733A+TrX-DP-TMEl et pET32a-TrX-DP-TMEl de la présente invention. - Figure 6 : Co-expression des chimères GST et thiorédoxine fusionnées respectivement aux domaines membranaires TME2 et TME1 et effet de la mutation des cystéines dans TME2 sur leur homo- et hétérooligomérisation. Sur le panneau A : idem panneau B de la Figure 5 avec une immunodétection réalisée avec un anticorps dirigé contre la thiorédoxine. Sur le panneau B : représentation schématique de l'organisation d'oligomères à partir des protéines chimères obtenues à partir de vecteurs selon l'invention. Exemples MATERIELS Les oligonucléotides utilisés ont été commandés aux Laboratoires EUROBIO, 07 Avenue de Scandinavie, 91953 Les Ulis Cedex B France, www. eurobio.fr. Les vecteurs ont été préparés avec le kit Qiaprep de QIAGEN, 3 avenue du Canada, LP 809,91974 Courtab#uf, Cedex, France, www. qiagen.com. Les séquences d'ADN ont été séquencées avec le kit ABI PRISM (marque déposée) BigDye (marque de commerce) Terminator Cycle d'Applied Biosystems, 25 Avenue de la Baltique, B. P. 96,91943 Courtab#uf, Cedex, France, home.appliedbiosystems.com. La souche d'E. coli BL21 Gold(DE3)pLysS et le système de mutagenèse QuickChange ont été obtenus chez Stratagene, 11011 North Torrey Pines Road, La Jolla, CA 92037, USA, www. stratagene.com. Les enzymes de restriction et modification d'ADN ont été obtenues chez New England Biolabs, 73 Knowl Piece Wilbury Way, Hitchin, Hertfordshire, SG4 OTY, England, UK, www. neb.com/neb. L'appareil d'électrophorèse et transfert de protéines est un miniprotean 3, le scanner GS700 couplé au logiciel Molecular Analyst, et les marqueurs de masse moléculaire Précision Protein standards et Kaleidoscope prestained standards ont été obtenus dans les Laboratoires Bio-Rad, Division BIO-RECHERCHE, 3 Boulevard Raymond Poincaré, 92430 Marnes la coquette, France, www. bio-rad.com. Le plasmide pET32a+ a été obtenu chez Novagen Inc, 601 Science Drive Madison, WI 53711 USA, www.novagen.com. Le plasmide pGEXKT décrit dans le document [18] a été demandé au Prof. Dixon, Department of Biological Chemistry, University of Michigan Medical School, Ann Arbor 48109-0606, USA. L'anticorps anti-GST GST(Z- 5):sc-459 a été obtenu chez Santa Cruz Biotechnology, Inc. 2161 Delaware Avenue, Santa Cruz, California 95060 USA. L'anticorps antithiorédoxine Anti-Thio (#R920-25) et le vecteur pCRtopo2.1 (marque déposée) ont été obtenus chez Invitrogen, SARL BP 96, Cergy Pontoise 95613. 0 France. Le kit de chimioluminescence ECL et les marqueurs de masse LMW ont été obtenus chez Amersham Biosciences AB SE-751 84 Uppsala, Sweden. L'anticorps de chèvre anti-souris conjugué à la peroxidase (#M32107) a été obtenu chez TEBU-bio SA, 39, Rue de Houdan, 78612 Le Perray en Yvelines Cedex France. Les autres produits ont été obtenus chez Sigma, L'Isle d'Abeau Chesnes- B. P. 701,38297 Saint-Quentin Fallavier, France, www.sigma-aldrich.com. ABRÉVIATIONS E. coli . Escherichia coli. DP : dipeptide aspartate-proline (Asp-Pro). GST : glutathion Stransférase. VHC: virus de l'hépatite C. TME1 et TME2 : domaines membranaires des glycoprotéines d'enveloppe El et E2 du VHC. PCR : polymerase chain reaction . LB (10 g tryptone, 5 g yeast extract, 5 g NaCl, q. s.p. 1 litre H20). Amp : Ampicilline. Kan . kanamycine. DO : densité optique. SL : solution de lyse (Tris-Cl 50 mM, pH 8,0, EDTA 2,5 mM, SDS 2%, Urée 4M, a-mercaptoéthanol 0,7 M). IPTG : isopropyle-1-thio-a-D-galactoside. aa : acides aminés. Sur les figures : ed : ectodomaine ; TM : domaine transmembranaire ; C : capside ; El et E2 : protéines d'enveloppe El et E2 du virus de l'hépatite C ; P7 protéine P7 du virus de l'hépatite C, Lmw : low molecular weight markers ; G : GST, T : TrX ; No induc. : pas d'induction ; Ab-TrX : anticorps dirigé contre TrX ; et Ab-GST : anticorps dirigé contre GST. Les exemples suivants ont été réalisés pour les domaines membranaires TME1 et TME2 des protéines El et E2 d'enveloppe du virus de l'hépatite C. Exemple 1 : Expression séparée des chimères GST-DP-TMEl et GST-DP-TME2 Comme indiqué sur la figure 1, les domaines membranaires des protéines d'enveloppe du virus de l'hépatite C, TME1 et TME2, correspondent respectivement aux segments 347-383 (SEQ IDn 2) et 717- 746 (SEQ IDn 16) de la polyprotéine codée par l'ARN viral. Il existe plusieurs séquences d'ARN du VHC qui produisent un phénotype infectieux. Celles qui ont été utilisées pour exprimer TME1 et TME2 ont pour n d'accès respectivement #D00831 et #M67463 dans la banque publique de séquences du Laboratoire Européen de Biologie Moléculaire ( European Molecular Biology Laboratory ) (EMBL). Les ADN codant pour TME1 et TME2 utilisés dans cet exemple ont une séquence nucléotidique correspondante respectivement à SEQ IDn l et SEQ IDn 15. Ces ADNs ont été synthétisés de novo à partir des oligonucléotides appropriés. Les codons ont été choisis suivant leur plus grande fréquence d'utilisation dans la bactérie, telle qu'elle a été quantifiée par Sharp et col. [26]. Chaque ADN synthétique a été généré en utilisant un jeu de deux oligonucléotides longs et chevauchants, OL11(SEQ IDn 76) et OL12 (SEQ IDn 77) pour TME1 et OL21(SEQ IDn 79) et OL22 (SEQ IDn 80) pour TME2. Ces ADNs ont été ensuite amplifiés par la méthode de réaction de polymérisation en chaîne ( polymérase chain reaction ) dite de "PCR" [27] par hybridation avec deux oligonucléotides externes, OL17 (SEQ IDn 78) et OL16 (SEQ IDn 39) pour TME1 et OL27 (SEQ IDn 81) et OL26 (SEQ IDn 40) pour TME2, permettant ultérieurement un sous-clonage dans le plasmide pGEXKT. Les ADN amplifiés ont été clonés dans un plasmide bactérien pCRtopo2.1 (marque de commerce) et séquences. Ils ont été excisés puis sous-clonés dans le vecteur pGEXKT (SEQ IDn 23) suivant le protocole décrit dans les documents [17,18], via les sites BamH I et EcoR I insérés initialement en 5' et 3' des fragments de PCR. Ces domaines membranaires sont produits en fusion C-terminale avec la GST en intégrant entre chaque domaine et chaque protéine soluble un site de clivage chimique, DP, qui permet de réduire la toxicité intrinsèque de la protéine membranaire hydrophobe. La version de la GST déjà présente dans le plasmide pGEXKT intègre à la fin de sa séquence une série de 5 résidus glycine qui confère une certaine flexibilité entre la GST et la protéine attachée à cette extrémité. Les vecteurs pGEXKT-DP-TMEl (SEQ IDn 26) et pGEXKT-DP-TME2 (SEQ IDn 29) ainsi générés ont été incorporés dans des bactéries BL21 Gold(DE3)pLysS (B Fdcm ompT hsdS(rB-mB-) gal Â, (DE3) [pLysS Camr] ) pour permettre l'expression des chimères GST-DP-TME1 et GSTDP-TME2 dont les caractéristiques sont rappelées dans le tableau 1 ci-dessous. Dans ce tableau, les acides aminés sont indiqués avec le code à une lettre. La numérotation des séquences est effectuée par rapport aux protéines d'origine, GST et polyprotéine virale. Celle qui fait référence aux domaines membranaires est indiquée en italiques. L'expression des chimères est induite par l'isopropyl-1-thio-a-D-galactoside (IPTG). Les bactéries hôtes ont été modifiées pour contenir dans le génome une copie du gène codant pour l'ARN polymérase du phage T7, placé sous contrôle d'un promoteur lacUV5 inductible par l'isopropyle-1-thio-p-D-galactoside (IPTG). Dans ce cas, les bactéries sont cultivées à leur température optimum de 37 C ou moins si nécessaire. L'expression est induite par addition d'IPTG dans la culture. Tableau 1 : chimères GST-DP-TMEl et GST-DP-TME2 obtenues Plasmide Chimère, Taille Masse abbréviation, Construction (résidus (Da) vecteur SEQ aa) GST pGEXKT - 239 27469 SEQ IDn 25 GST-DP- TME1, pGEXKT- 1M-S233-DPGST-DP-TME1 271 30718 DP-TME1 347M-A383 SEQ IDn 28 GST-DP-TME2, pGEXKT- 1M-S233-DPGST-DP-TME2 265 30403 DP- TME2 717E-A746 SEQ IDn 30 Les protéines produites sont ensuite séparées par migration sur gel de polyacrylamide 12% effectuée en conditions de type Laemmli de la manière décrite dans le document [19] et détectées par coloration au bleu de Coomassie. Dans ces conditions, les résultats de la figure 2A annexée permettent d'observer parmi les protéines bactériennes les chimères GST-DP-TME1 et GSTDP-TME2 qui sont surproduites et migrent à la taille attendue (-30 kDa). De façon inattendue, lorsque les gels d'électrophorèse sont traités par Western blot pour révéler spécifiquement les chimères de GST avec un anticorps dirigé contre la GST comme cela est représenté sur la figure 2B, des formes dimériques et trimériques des chimères GST-DP-TME1 et GST-DP-TME2 apparaissent. La GST non fusionnée aux domaines membranaires reste monomérique, ce qui laisse supposer que l'oligomérisation est dûe à la présence des régions hydrophobes. De même, les interactions qui contrôlent l'association des domaines membranaires sont suffisamment fortes pour résister au moins partiellement aux conditions très dénaturantes dans lesquelles les protéines sont soumises lors de la préparation des échantillons et leur migration en SDSPAGE (2% SDS, 4 M urée, 0,7 M de (3-mercaptoéthanol, migration, (voir légende de la figure 2). Ces premiers résultats révèlent les propriétés d'oligomérisation des domaines membranaires TME1 et TME2 mais sans permettre toutefois de s'en convaincre complètement. En effet la GST en solution est un dimère et cela peut favoriser le rapprochement des domaines. De même, TME2 contient les cystéines C731 et C733 pour lesquelles l'environnement hydrophobe favorise l'oxydation, qui peut favoriser à son tour l'agrégation des domaines. Pour évaluer ces possibilités, les inventeurs ont donc transposé les constructions dans un nouveau plasmide pour remplacer la GST par la thiorédoxine dans les chimères. Exemple 2 : Expression des chimères thiorédoxine-DPTMEl et thiorédoxine-DP-TME2 Le remplacement de la GST par la thiorédoxine dans les chimères a été effectué en utilisant le plasmide d'expression pET32a+ (SEQ IDn 35). Dans ce dernier la séquence qui code pour la thiorédoxine intègre en phase codante une courte région 3' ajoutée pour la détection et la purification de la protéine. Ces éléments ne sont pas utilisés ici et l'insertion des domaines membranaires a été effectuée juste après la région codant pour la thiorédoxine, en amont de cette partie additionnelle. Les fragments (régions codantes) à insérer ont été générés par PCR en utilisant comme matrice les vecteurs pGEXKT-DP-TME1 (SEQ IDn 26) et pGEXKT-DP-TME2 (SEQ IDn 29), et comme amorces les jeux d'oligonucléotides suivants : TME1 et TME2, oligonucléotide amont OL18(+): 5'gtgatatctgatctgtctggtggtggt (SEQ IDn 38) TME1, oligonucléotide aval OL16(-): 5'gaattcctaagcttcagcctgag (SEQ IDn 39) TME2, oligonucléotide aval OL26(-): 5'gaattcttaagcttcagcctgagagatcag (SEQ IDn 40) L'oligonucléotide amont OL18 intègre un site EcoR V et s'hybride avec le segment 915-932 de pGEXKT, correspondant à la région terminale du gène codant pour la GST. L'oligonucléotide aval OL16 ou OL26 est le même que celui utilisé pour le clonage dans pGEXKT. Utilisant les matrices pGEXKT-DP-TMEl et pGEXKT-DPTME2, chaque fragment amplifié intègre la séquence SDLSGGGGGLVPRGS (SEQ IDn 63), présente en C-ter de la GST codée par pGEXKT, suivie du site DP, suivi du domaine membranaire. L'insertion dans le plasmide pET32a se fait par les sites Msc I/EcoR V en 5' et EcoR I en 3'. Il permet d'insérer la séquence amplifiée à la fin de la séquence de la thiorédoxine et en phase avec le gène codant pour celle-ci. Les vecteurs issus de ces constructions sont pET32a-TrX-DP-TMEl (SEQ IDn 41) et pET32a-TrX-DP-TME2 (SEQ IDn 53). Les protéines produites à partir de ces vecteurs sont TDPTME1 (SEQ IDn 43) et TDPTME2 (SEQ IDn 55). Leurs caractéristiques sont résumées dans le tableau 2 ci-dessous. Dans ce tableau, les acides aminés sont indiqués avec le code à une lettre. La numérotation des séquences est effectuée par rapport aux protéines d'origine, GST et polyprotéine virale. Celle qui fait référence aux domaines membranaires est indiquée en italiques. Tableau 2 : caractéristiques des protéines chimères à partir des vecteurs construits Plasmide Taille, Chimère, Masse, construction résidus abbréviation Da vecteur aa thiorédoxine, pET32a TrX 1M-C189 189 20397 (SEQ IDn 37) TrX-DP-TME1, pET32a-DPTDPTME1 1M-S115-DP-T1 171 17796 TME1 (SEQ IDn 43) TrX-DP-TME2, pET32a-DPTDPTME2 1M-S115-DP-T2 165 17481 TME2 (SEQ IDn 55) Les chimères thiorédoxine-SDLSGGGGGLVPRGS-DP- (TME1 ou TME2) (SEQ IDn 43 et SEQ IDn 55) sont plus courtes que la protéine codée dans le vecteur d'origine car l'insertion est effectuée immédiatement après la thiorédoxine, ce qui élimine la partie ajoutée en aval de la thiorédoxine, sans intérêt ici. L'expression des chimères de thiorédoxine et la détection des protéines produites ont été réalisées comme décrit dans l'exemple 1. Les protéines produites ont été séparées par SDS-PAGE 14% puis détectées par coloration au bleu de Coomassie ou par immunodétection. La figure 2C permet d'observer parmi les protéines bactériennes les chimères TrX-DP-TMEl et TrXDP-TME2 qui sont cette fois nettement surproduites et qui migrent à la taille attendue (#18 kDa). Ce résultat confirme que le vecteur d'expression fonctionne avec une autre protéine que la GST. Le niveau de surexpression des 2 protéines est tel que leur forme dimérique (au niveau du repère 2x dans la Figure 2C) est visible sur le gel coloré au bleu de Coomassie. L'immunodétection réalisée après Western blot représenté sur la figure 2D permet de visualiser les monomères et dimères mais aussi très nettement les formes trimériques. La thiorédoxine ne formant pas de dimère, ces résultats montrent clairement que l'oligomérisation est due à la présence des domaines membranaires. Sur le plan fondamental, ces résultats sont la première démonstration expérimentale de l'existence de formes oligomériques de TME1 et TME2. Exemple 3 : Expression des formes mutées dans les domaines membranaires des chimères GST et thiorédoxine MUTATION C731A ET C733A DANS TME2 Comme cela a été mentionné plus haut, la mutation des résidus cystéines de TME2 a été réalisée pour tester leur influence sur l'oligomérisation des chimères GST-DP-TME2. La mutagenèse a été réalisée en créant un nouveau brin d'ADN à partir d'oligonucléotides longs comme décrit sur la figure 4 annexée. Les fragments générés ont été tout d'abords clonés dans le plasmide pGEXKT pour créer le vecteur pGEXKT-DP-TME2~C731&C733A (SEQ IDn 32) permettant l'expression de la chimère GSTDP-TME2-C731&C733A (SEQ IDn 34), puis transférés dans le plasmide pET32a avec la stratégie décrite dans l'exemple précédent pour créer le vecteur pET32a-DP- TME2 C731&C733A (SEQ IDn 56) et générer la chimère TDpTME2-C731&C733A (SEQ IDn 58). La séquence d'ADN codant pour le domaine TME2 doublement muté C731A et C733A (SEQ IDn 22) est synthétisée de novo par PCR en utilisant le jeu d'oligonucléotides longs DPTME2C2A~S (SEQ IDn 18) et DPTME2C2A A (SEQ IDn 19), qui s'hybrident par leurs extrémités 3' (soulignées) tandis que les oligonucléotides externes GDPT2 S (SEQ IDn 20) et GDPT2~A (SEQ IDn 20) sont utilisés pour faciliter l'amplification après hybridation. L'ADN généré est coupé par BamH I et EcoR I puis inséré dans le plasmide pGEXKT (SEQ IDn 23). La séquence du vecteur pGEXKT-DPTME2~C731&C733A résultant (SEQ IDn 32) est vérifiée par séquençage. Les vecteurs résultant des constructions furent introduits dans les bactéries BL21 Gold(DE3)pLysS et l'expression fut réalisée comme précédemment. Les protéines exprimées furent révélées par coloration au bleu de Coomassie (non représenté) et Western blot représenté sur la figure 3 annexée. Sur le panneau A de la figure 3, il apparaît que la chimère GST-DP-TME2-C731&C733A est aussi bien produite que sa forme non mutée. La mutation diminue cependant de façon très nette le niveau de dimère et réduit à l'état de traces celui du trimère. Le même résultat est obtenu lorsque la thiorédoxine remplace la GST, comme c'est illustré sur le panneau B de la figure 3. Ces résultats montrent tout d'abord que la formation des oligomères impliquant TME2 n'est pas irréversible puisqu'une double mutation dans le domaine en réduit la quantité formée. Etant donné que des traces d'oligomères sont encore visibles sur gel il est probable que les domaines mutés forment encore ces oligomères, cependant la double mutation réduit suffisamment leur force d'interaction pour les empêcher de se maintenir dans les conditions dénaturantes imposées par le SDS-PAGE. MUTATIONS G354L, G358L ET G354&G358L DANS TME1 De la même façon, les inventeurs ont testé l'effet de mutations sur l'oligomérisation de TME1. Le choix des résidus à muter a été effectué en se basant sur les travaux d'Op De Beeck et col. exposés dans le document [11] montrant que l'addition de résidus alanine dans la région 354-358 diminue la formation de l'hétéro-dimère E1-E2. Cette région contient un motif glycine GXXXG. Comme cela a été décrit par Engelman dans le document [20], un tel motif est critique pour l'association de domaines membranaires. En effet, un domaine membranaire est généralement organisé en hélice-a dans laquelle les 2 résidus glycine du motif, distants de 4 résidus, se retrouvent localisés dans l'espace l'un en dessous de l'autre. La chaîne latérale des résidus glycine se limitant à un hydrogène, l'espace vacant qui résulte de l'empilement des deux glycines peut être comblé par des résidus hydrophobes volumineux, comme la leucine par exemple. Il en résulte un encastrement qui renforce l'interaction entre les domaines. Suivant ce principe, les inventeurs ont donc remplacé les résidus glycine 354 et 358, indépendamment et ensemble, par une leucine pour estimer leur importance dans ce phénomène. Les mutations G354L, G358L et G354&G358L ont été générées par le système QuickChange (marque de commerce) de Stratagene en utilisant comme matrice le vecteur pET32A-TrX-DP-TME1. Les mutations n'ont pas été introduites dans les chimères GST. Les jeux d'oligonucléotides utilisés pour effectuer les mutagenèses G354L et G358L sont décrits ci-après : T1G354L (SEQ IDn 3) : 5'GTAAGCGATACCAGCCAGAACCAGCCAGTGAGCACCAGCGAT3' T1G354LC (SEQ IDn 4) . 5'ATCGCTGGTGCTCACTGGCTGGTTCTGGCTGGTATCGCTTAC3' T1G358L (SEQ IDn 5) : 5'CAACCATAGAGAAGTAAGCGATCAGAGCCAGAACACCCCAGTG3' T1G358Lc (SEQ IDn 6) . 5'CACTGGGGTGTTCTGGCTCTGATCGCTTACTTCTCTATGGTTG3' Les vecteurs générés sont pET32A-TrX-DPTME1~G354L (SEQ IDn 44) et pET32A-TrX-DP-TMEl~G358L (SEQ IDn 47). Ils permettent l'expression des chimères TDPTME1-G354L (SEQ IDn 46) et TDPTME1-G358L (SEQ IDn 49) . La double mutagenèse a été générée en utilisant comme matrice le vecteur pET32A-TrX-DP-TMEl~G354L et les oligonucléotides suivants (les bases soulignées correspondent au codon déjà muté): T1G2L (SEQ IDn 7) : 5'CAACCATAGAGAAGTAAGCGATCAGAGCCAGAACCAGCCAGTG3' TlG2Lc (SEQ IDn 8) : 5'CACTGGCTGGTTCTGGCTCTGATCGCTTACTTCTCTATGGTTG3' Le vecteur crée est pET32A-TrX-DPTME1~G354&G358L (SEQ IDn 50), générant la chimère TDPTME1-G354&G358L (SEQ IDn 52). Comme précédemment, les vecteurs résultant de ces constructions furent introduits dans les bactéries BL21 Gold(DE3)pLysS et l'expression des chimères réalisée. Les protéines exprimées furent révélées par Western blot. Les résultats sont représentés sur la figure 3C. Ces résultats montrent que, par comparaison au domaine non modifié, le remplacement des résidus glycine 354 ou 358 par des leucines réduit nettement la quantité de trimère et un peu moins celle de dimère. Le remplacement simultané des deux glycines conduit par contre à une disparition totale des oligomères. Les résidus glycine sont donc importants pour favoriser l'oligomérisation de TME1, et cette interaction est principalement le fait du motif qu'ils constituent puisqu'il est nécessaire de les supprimer ensemble pour obtenir un effet complet. Ces résultats complètent les observations d'Op De Beeck et col. décrites dans le document [11] montrant que l'addition de résidus alanine dans la région 354-358 qui inclut les deux résidus glycine (et non pas le remplacement comme c'est le cas ici) diminue la formation de l'hétéro-dimère E1-E2. L'expression de E1-E2 décrite par ces auteurs avait été effectuée dans un système vaccine, assez proche des conditions natives d'expression de ces protéines complètes (il n'existe pas de système d'expression du virus complet, ni de système permettant sa multiplication. Le système vaccine est l'un des rares décrits dans la littérature permettant l'expression fonctionnelle des protéines d'enveloppe El et E2 complètes). Il est donc particulièrement intéressant de relever le fait que, au moins pour les domaines membranaires de ces protéines, que le vecteur d'expression bactérien de la présente invention permet de reproduire des effets similaires. Sur ce plan, le vecteur de la présente invention apparaît donc aussi fiable que le système vaccine, et beaucoup plus simple à mettre en #uvre. Exemple 4 : Co-Expression des chimères GST et thiorédoxine Comme cela a déjà été mentionné, il n'existe pas de système permettant la genèse du virus et il est donc impossible de suivre les étapes qui conduisent à sa formation. Les quelques systèmes permettant de coexprimer El et E2 restent difficiles à mettre en #uvre [28] et ne permettent pas de produire des quantités importantes de protéines. Les présents inventeurs ont développé un système de co-expression de ces domaines et il ont montré que ce système, conforme à la présente invention telle qu'elle est revendiquée, permet d'identifier des formes hétéro-oligomériques des chimères telles qu'elles existeraient lors de la formation du virus. Pour réaliser ce système, la région du vecteur pET32a-TrX-DP-TME1 contenant le gène codant pour la chimère thiorédoxine-DP-TME1 et son promoteur T7 a été tout d'abord amplifiée par PCR (comme décrit dans l'exemple 1) en utilisant le jeu d'oligonucléotides suivant : PET998-AlwNI (SEQ IDn 59) : 5'TTCAGTGGCTGTGCATGCAAGGAGATGGCG-3' AST1-AlwNI (SEQ IDn 60) . 5'TTCAGCCACTGCTAAGCGTCAACACCAGCG3' La cassette d'ADN provenant du vecteur d'expression pET32a-TrX-DP-TME1 (SEQ IDn 41), dont la construction est décrite dans l'exemple 2, contient un promoteur T7 suivit d'un séquence ouverte de lecture contenant en phase le gène codant pour la thiorédoxine suivit d'un fragment d'ADN codant pour le dipeptide Asp-Pro, suivit de la région Met347-Ala383 correspondant au domaine membranaire C-terminal de El. La protéine chimère correspondante est TDPTME1 (SEQ IDn 43, voir exemple 2). L'oligonucléotide PET998-AlwNI s'hybride avec le segment 980-998 de pET32a, en amont du promoteur T7 de la thiorédoxine. L'oligonucléotide AST1-AlwNI s'hybride avec la région 3' du gène codant pour TME1. Le fragment de PCR a été généré en utilisant ces oligonucléotides et le vecteur pET32a-TrX-DP-TME1 (SEQ IDn 41) comme matrice. Il a été ensuite sous-cloné dans le plasmide pCRtopo2.1 (marque déposée) et séquence. Il a ensuite été extrait du plasmide pCRtopo2.1 par restriction avec l'enzyme EcoR I dont les 2 sites présents sur le plasmide sont situés quelques bases avant et après le fragment sous-cloné. Le fragment ainsi extrait a été introduit dans le site unique EcoR I présent dans pGEXKT-DP-TME2 et pGEXKT-DP- TME2-C731&C733A, localisé en aval du gène codant pour TME2 (cf. panneau A de la Figure 5 pour la position du site EcoR I). Les vecteurs ainsi crées sont pGEXKT-DPTME2+TrX-DP-TMEl (SEQ IDn 61) et pGEXKT-DPTME2~C731&C733A+TrX-DP-TMEl (SEQ IDn 62). Un exemple de vecteur est illustré dans le panneau A de la figure 5 annexée. Sur cette figure, le site EcoR I ayant servi à insérer la cassette codant pour la chimère thiorédoxine-DP-TME1 est indiqué par la lettre E. Les protéines chimères obtenues sont représentées schématiquement à droite du vecteur, en fonction de leur taille. Les constructions réciproques produisant les vecteurs pGEXKT-DP-TME1+TrX-DP-TME2 ne sont pas décrites ici. Elles conduisent au même type de résultats que ceux décrits ci-après. Les clones positifs ont été mis en culture et induits comme décrit dans l'exemple 1. Si les chimères sont exprimées et s'associent, on verra apparaître différents hétéro-oligomères dont le tableau 4 suivant résume les différents cas possibles et les masses moléculaires résultantes. Tableau 4 : Possibilités d'association des chimères GST-DP-TME2 ou GST-DP-TME2-C731&733A avec TDpTMEl avec les masses moléculaires correspondantes Masse Moléculaire GST-DP-TME2 ou GST-DP-TME2-C731&733a kDa non monomère dimère trimère non 30 60 90 exprimé TrX-DP- monomère 18 48 78 108 TME1 dimère 36 66 96 126 trimère 54 84 114 144 Comme précédemment, les vecteurs résultant de ces constructions furent introduits dans les bactéries BL21 Gold(DE3)pLysS et l'expression des chimères réalisée. Après expression, les bactéries ont été traitées comme décrit dans l'exemple 1. Les différentes chimères ainsi que leurs formes oligomériques ont été révélées par Western blot et immunodétection comme décrit dans les exemples ci-dessus en utilisant les anticorps anti-GST (figure 5, panneau B) et antithiorédoxine (figure 6, panneau A). Les essais de co-expression ont été doublés pour montrer les nouvelles espèces formées. Pour aider la lecture des Figure 5 et 6, les protéines chimères GST-DP-TME2 et TrX-DP-TMEl (mutées ou non mutées) ont été symbolisées par des icônes, utilisées pour montrer à quoi peuvent correspondre les formes homo- et hétérooligomériques observées. Les marqueurs de masse moléculaire utilisés sont les Précision Protein standards . Comme illustré sur le panneau B de la figure 5, la révélation des chimères de GST produites permet tout d'abord de détecter la forme monomérique GST-DP-TME2 migrant à 30 kDa. Elle est visible dans tous les puits sauf dans celui contenant seulement la chimère TrX-DPTME1. Dans le premier puits de ce panneau, une bande plus lourde que la forme monomérique est ensuite visible. Sa migration la rend compatible avec une masse de 48 kDa correspondant à l'hétéro-dimère {GST-DPTME2i+ TrX-DP-TME11}. Comme on peut le voir dans le deuxième puits, cette espèce hétéro-dimérique est très défavorisée lorsque la mutation C731&C733A est présente dans TME2. Enfin, au dessus de cette forme apparaît une bande dont la migration à ce niveau suggère qu'elle pourrait correspondre à l'hétéro-trimère {GST-DP-TME2 + TrX-DPTME12}. Malgré le peu de résolution dans cette région, la position sur le gel de cet hétéro-trimère de 66 kDa reste distincte de celle de l'homo-dimère GST-DP-TME22 de 60 kDa dont des traces sont visibles dans le troisième puits où seul le mutant GST-DP-TME2C731&C733A est exprimé. Cette forme hétéro-trimérique est absente lorsque TrX-DP-TMEl est co-exprimé avec le mutant GST-DP-TME2-C731&C733A tel que l'on peut le voir dans le deuxième puits. Lorsque l'immunodétection est effectuée avec un anticorps anti-thiorédoxine, les résultats présentés dans le panneau A de la figure 6 montrent que la coexpression de T-DP-TME1 avec GST-DP-TME2 conduit tout d'abord à la formation des formes monomérique, dimérique et trimérique de TrX-DP-TMEl, telles qu'on peut les observer dans les puits 1,2 et 3. Apparaissent ensuite deux nouvelles formes qui migrent de part et d'autre de l'homo-trimère T-DP-TME13. Les masses moléculaires de ces protéines sont compatibles à celles de l'hétéro-dimère {GST-DP-TME21+T-DP-TME11} et de l'hétéro-trimère {GST-DP-TME21+T-DP-TME12}, qui sont respectivement de 48 et 66 kDa. Ce résultat confirme donc celui obtenu avec l'anticorps anti-GST présenté dans le premier puits du panneau B de la figure 5. Lorsque les essais de coexpression sont réalisés avec la chimère T-DP-TME1 et le mutant GST-DP-TME2-C731&C733A, comme c'est présenté dans les quatrièmes et cinquièmes puits du panneau A de la figure 6, de façon remarquable on peut constater que les formes hétéro-oligomériques ne sont plus formées et, plus inattendu, que la forme trimérique T-DP-TME13 est spécifiquement peu abondante. Ces résultats montrent donc très clairement que la présence de la double mutation C731&C733A dans TME2 fragilise - au point de les faire disparaître - les formes hétéro-oligomériques et de façon plus remarquable encore, contribue aussi à diminuer la quantité du trimère TrX-DP-TME13. La première conclusion des expériences exposées dans les exemples ci-dessus est que la co-expression de protéines solubles comme la GST ou la thiorédoxine, fusionnées aux domaines membranaires TME1 et TME2 des protéines d'enveloppe du virus de l'hépatite C conduit à la formation d'espèces hétéro-oligomériques telles que {GST-DP-TME21+TDPTME11} et {GST-DP-TME21+TDPTME11}, qui sont suffisamment stables pour résister aux conditions dénaturantes dans lesquelles elles sont soumises lors de la migration électrophorétique. C'est la première démonstration expérimentale de la capacité de ces domaines membranaires à s'associer entre eux lorsqu'ils sont exprimés, indépendamment ou ensemble. Comme ces expériences sont effectuées en absence de l'ectodomaine ( ed dans la figure 1), la partie extra membranaire des protéines El et E2, cela montre la contribution essentielle des domaines membranaires dans ce phénomène d'association. Ces résultats montrent aussi assez clairement que la force des interactions qui conduisent à la formation des homo-dimères n'est pas équivalente pour TME1 et TME2. C'est particulièrement net avec les expériences de co-expression qui montrent que les espèces dimérique et trimérique de TrX-DP-TME1 sont toujours bien formées malgré la présence des hétérooligomères, tandis que dans le cas de GST-DP-TME2, les mêmes espèces ont disparues au profit des hétérooligomères. Cela met en relief des capacités intrinsèquement différentes de TME1 et TME2 à oligomériser, et renseigne sur leur rôle respectif lors de la formation du virus. En effet, les complexes les plus abondants/stables formés lors de la co-expression et encore visibles sur SDS-PAGE sont les homooligomères (TrX-DP-TME1)2 et (TrX-DP-TME1)3 et les hétéro-oligomères {(GST-DP-TME2)1+(TrX-DP-TME1)1} et {(GST-DP-TME2)1+(TrX-DP-TME1)2}. Ces espèces ont résisté aux conditions dénaturantes imposées par le SDS-PAGE et il est donc probable qu'elles forment un complexe d'ordre supérieur dans des conditions plus physiologiques. L'organisation la plus simple d'un tel complexe regroupant toutes ces espèces observées pourrait correspondre au modèle de condensation représenté schématiquement sur la figure 6, panneau B. La forme ainsi générée est constituée en son centre d'un trimère TrX-DP-TME13 qui est entouré aux sommets d'un monomère de GST-DP-TME2. Cette forme pourrait être la plus aboutie en terme d'organisation structurale du virus, celle qui existe juste avant l'étape de fusion. On retrouve une organisation similaire dans le cas du virus de l'encéphalite porté par une tique comme cela est exposé dans les documents [22], [23] et [24]. Exemple 5 : Validité du système de co-expression des domaines membranaires et utilisation pour découvrir et tester des composés capables d'altérer la stabilité de leurs formes homo-oligomériques et hétérooligomériques. Les résultats décrits ci-dessus montrent que les inventeurs ont inventé un système de co-expression dans la bactérie des domaines membranaires des protéines d'enveloppe du virus de l'hépatite C. Les formes hétéro-dimériques que les inventeurs ont obtenu correspondent à celles qui ont été précédemment décrites avec les protéines complètes El et E2 co-exprimées dans le système vaccine [11], ce qui montre que le vecteur de la présente invention permet de générer cette forme. Il permet aussi de générer la forme hétéro-trimérique {GST-DP-TME21+TrX-DP-TME12}. qui n'a pas été observée auparavant. Le vecteur de la présente invention apparaît donc comme une excellente alternative pour étudier les interactions créées par les régions membranaires des protéines d'enveloppe. Partant du fait que l'interaction des protéines d'enveloppe engage les régions membranaires et que les complexes qui en résultent sont essentiels à la formation du virus, il apparaît que ce système permet de tester des composés capables de moduler les interactions mises en #uvre dans ces complexes serait un atout majeur dans la lutte contre ce virus. Une fois la mise au point du vecteur de la présente invention réalisée, ce vecteur est extrêmement aisé à mettre en #uvre, à peu de frais, et permet de tester des composés à une échelle compatible à celle de la chimie combinatoire par exemple. Indépendamment de cette première approche réalisée par les inventeurs, ils présentent aussi une deuxième approche qui montre qu'il est possible de limiter ou supprimer l'interaction des domaines membranaires dans les complexes qu'ils sont capables de générer en les mutants. Dans un premier temps ils montrent que la double mutation des résidus glycine 354 et 358 en résidus leucine supprime la formation du trimère de TME1, qui serait d'après le modèle de la figure 5D un des éléments de la forme la plus ultime du complexe. D'autre part, ils montrent que la double mutation des résidus cystéine 731 et 733 empêche la formation des hétéro-oligomères de TME1 et TME2 mais aussi celle du trimère de TME1. Avec ces mutants les inventeurs fournissent donc deux exemples de molécules potentiellement compétitrices de leur forme sauvage. A ce titre, ces molécules (peptides) constituent d'excellents candidats pour lutter contre le virus en gênant sa formation et peuvent être testés tels quel ou sous forme de produits dérivés dans un but thérapeutique. Liste des références [1] Ciccaglione A.R., Marcantonio C., Costantino A., Equestre M., Geraci A. and Rapicetta M. (2000) Virus Genes 21,223-226 ; [2] Sisk W.P., Bradley J.D., Kingsley D., and Patterson T.A. (1992) Gene 112,157-162 ; [3] Paulsen I.T., Sliwinski M.K., Nelissen B., Goffeau A., and Saier M.H. Jr. (1998) FEBS Lett 430, 116-125 ; [4] Decottignies A. and Goffeau A. (1997) Nat Genet 15,137-145 ; [5] Arechaga I., Miroux B., Karrasch S., Huijbregts R., de Kruijff B., Runswick M. J. and Walker J. E. (2000) FEBS Lett 482,215-219 ; [6] Miroux B. and Walker J. E. (1996) J. Mol. Biol. 260,289-298 ; [7] Mayo M.A., and Pringle C. R. (1998) J. Gen Virol. 79 (Pt4), 649-657 ; [8] Rosenberg, S. (2001) J Mol Biol 313,451-464. [9] Choo, Q. L., Kuo, G., Weiner, A. J., Overby, L. 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Vecteur de co-expression d'au moins deux domaines membranaires de protéines d'enveloppe d'un virus qui interagissent dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe du virus, ledit système étant caractérisé en ce qu'il comprend : - au moins une région de réplication et de maintien dudit vecteur dans la cellule hôte ; une première région constituée successivement, dans ledit sens de traduction du vecteur, d'un premier promoteur suivit d'une première séquence codant pour une première protéine chimère, la première séquence codant pour la première protéine chimère étant constituée dans ledit sens de traduction du vecteur, d'une première séquence codant pour une première protéine soluble, d'une séquence codant pour un dipeptide Asp-Pro et d'une séquence codant pour l'un desdits au moins deux domaines membranaires ; et une deuxième région constituée successivement, dans ledit sens de traduction du vecteur, d'un deuxième promoteur suivit d'une deuxième séquence codant pour une deuxième protéine chimère, la deuxième séquence codant pour la deuxième protéine chimère étant constituée dans ledit sens de traduction du vecteur, d'une deuxième séquence codant pour une deuxième protéine soluble, d'une séquence codant pour un dipeptide Asp-Pro et d'une séquence codant pour l'autre desdits au moins deux domaines membranaires. 2. Vecteur selon la revendication 1, dans lequel le virus est choisi parmi le virus de l'hépatite C, le virus du sida, un virus pathogène pour l'homme, un virus pathogène pour un mammifère. 3. Vecteur selon la revendication 1, dans lequel la première et la deuxième régions se succèdent. 4. Vecteur selon la revendication 1, dans lequel les première et deuxième protéines solubles sont identiques ou différentes et choisie parmi la glutathion S-transférase et la thiorédoxine. 5. Vecteur selon la revendication 1, dans lequel la séquence nucléotidique codant pour le dipeptide Asp-Pro est gacccg. 6. Vecteur selon la revendication 1, dans lequel l'un des deux domaines membranaires a une séquence peptidique choisie parmi les séquences peptidiques SEQ IDn 2 ; SEQ IDn 10 ; SEQ IDn 12 ; SEQ IDn 14 de la liste de séquences annexée, et l'autre des deux domaines a une séquence peptidique choisie parmi les séquences peptidiques SEQ IDn 16 ; SEQ IDn 22 de la liste de séquences annexée. 7. Vecteur selon la revendication 6, dans lequel lorsque l'un des deux domaines est SEQ IDn 2, l'autre domaines est différent de SEQ IDn 16 et inversement. 8. Vecteur selon l'une quelconque des revendications précédentes, ledit vecteur étant obtenu à partir du plasmide pEGEXKT de séquence SEQ IDn 23 ou du plasmide pET32a+ de séquence SEQ IDn 35 9. Vecteur selon la revendication 1, dans lequel la séquence codant pour l'un desdits au moins deux domaines membranaires a une séquence nucléotidique choisie parmi les séquences SEQ IDn l, SEQ IDn 9, SEQ IDn ll et SEQ IDn 13 de la liste de séquences annexée, et l'autre séquence codant pour l'autre desdits au moins deux domaines membranaires a une séquence nucléotidique choisie parmi les séquences SEQ IDn 15 et SEQ IDn 17 de la liste de séquences annexée. 10. Vecteur selon la revendication 9, dans lequel lorsque l'un des deux domaines est SEQ IDn l, l'autre domaines est différent de SEQ IDn 15 et inversement. 11. Vecteur d'expression selon la revendication 1, dans lequel la première protéine chimère est une protéine ayant une séquence choisie parmi les séquences SEQ IDn 28, SEQ IDn 43, SEQ IDn 46, SEQ IDn 49 et SEQ IDn 52, et dans lequel la deuxième protéine chimère est une protéine ayant une séquence choisie parmi les séquences SEQ IDn 31, SEQ IDn 34, SEQ IDn 55 et SEQ IDn 58. 12. Vecteur selon la revendication 11, dans lequel lorsque la première protéine chimère a la séquence SEQ IDn 28, l'autre protéine chimère est différente de SEQ IDn 31 et inversement. 13. Vecteur d'expression selon la revendication 1, dans lequel le vecteur a une séquence nucléotidique choisie dans le groupe constitué par les séquences SEQ IDn 61 ; SEQ IDn 62 ; SEQ IDn 70 ; SEQ IDn 71 ; SEQ IDn 72 ; SEQ IDn 73 ; SEQ IDn 74 et SEQ IDn 75 de la liste de séquences annexée. 14. Cellule procaryote transformée par un vecteur selon l'une quelconque des revendications 1 à 13. 15. Cellule procaryote selon la revendication 14, dans laquelle la cellule procaryote est E. coli. 16. Procédé de fabrication par recombinaison génétique de formes hétéro-oligomériques ou d'un mélange d'au moins deux domaines membranaires de protéine d'enveloppe d'un virus qui interagissent dans leur conformation fonctionnelle dans l'enveloppe du virus comprenant les étapes suivantes : - transformer une cellule hôte avec un vecteur selon la revendication 1, - cultiver la cellule hôte transformée dans des conditions de culture telles qu'elle fabrique les formes hétéro-oligomériques ou le mélange des, au moins deux, domaines membranaires à partir dudit vecteur, et - isoler lesdits hétéro-oligomères ou ledit mélange de domaines membranaires. 17. Procédé selon la revendication 16, dans lequel la cellule hôte est E. coli. 18. Procédé selon la revendication 16, dans lequel le vecteur est un vecteur selon la revendication 6 ou 7. 19. Procédé selon la revendication 16, dans lequel le vecteur est un vecteur selon la revendication 8. 20. Procédé selon la revendication 16, dans lequel le vecteur est un vecteur selon la revendication 9 ou 10. 21. Procédé selon la revendication 16, dans lequel le vecteur est un vecteur selon la revendication 11 ou 12. 22. Procédé selon la revendication 16, dans lequel le vecteur est un vecteur selon la revendication 13. 23. Protéine de séquence peptidique choisie parmi SEQ IDn 10, SEQ IDn 12, SEQ IDn 14 et IDn 22 de la liste de séquences annexée. 24. Hétéro-oligomère ou mélange constitué d'au moins une première et une deuxième protéine, la première protéine ayant une séquence choisie parmi SEQ IDn 2, SEQ IDn 10, SEQ IDn 12, SEQ IDn 14, SEQ IDn 65, SEQ IDn 67 et SEQ IDn 69 de la liste de séquence annexée, et la deuxième protéine choisie parmi SEQ IDn 16, SEQ IDn 22, SEQ IDn 34 et SEQ IDn 58 de la liste de séquence annexée. 25. Utilisation d'une protéine selon la revendication 23 ou d'un hétéro-oligomère ou mélange selon la revendication 24 pour la fabrication d'un médicament. 26. Utilisation d'une protéine selon la revendication 23 ou d'un hétéro-oligomère ou mélange selon la revendication 24 pour la fabrication d'un médicament destiné au traitement ou à la prophylaxie de l'hépatite C.