FR 2810888 A1 20020104 FR 0008437 A 20000629 La présente invention est relative à des vaccins contre la fièvre aphteuse et en particulier à l'amélioration de leur stabilité thermique. Elle est aussi relative à des procédés de préparation de ces vaccins, à l'utilisation d'antigènes pour la réalisation de ces vaccins et les méthodes de vaccination les utilisant. Elle est encore relative notamment à des séquences nucléotidiques, en particulier ADNc, et à des séquences en acides aminés, modifiées par rapport aux séquences naturelles du virus. Et l'invention est relative aux produits d'expression des séquences nucléotidiques modifiées et aux antigènes et virus aphteux incorporant ces modifications. La fièvre aphteuse est l'une des maladies les plus virulentes et contagieuses touchant les animaux de rente. Cette maladie est endémique dans de nombreux pays dans le monde, notamment en Afrique, en Asie et en Amérique du Sud. En outre des foyers épidémiques apparaissent épisodiquement. La présence de cette maladie dans un pays peut avoir des conséquences économiques très sévères par les pertes de productivité, pertes en poids et en lait dans les élevages infectés et par les embargos commerciaux imposés envers ce pays. Les mesures contre cette maladie consistent en l'application stricte de mesures de restriction d'importation, de contrôles sanitaires et de quarantaines, à l'abattage des bêtes malades et en des programmes de vaccination à l'aide de vaccins inactivés, soit préventifs au niveau national ou régional, soit périfocal en cas d'apparition d'un foyer épidémique. La maladie se caractérise par sa faible période d'incubation, sa nature très contagieuse, la formation d'aphtes dans la bouche et sur les pieds, et parfois par de la mortalité chez les jeunes animaux. La fièvre aphteuse touche plusieurs espèces animales, en particulier les bovins, les porcins, les ovins et les caprins. L'agent responsable de cette maladie est un virus à acide ribonucléique (ARN) appartenant au genre des Aphthovirus et à la famille des Picornaviridae (Cooper et al., Intervirology, 1978,10, 165-180). Le virus de la fièvre aphteuse est également désigné sous le sigle anglais FMDV (Foot-and-mouth disease virus). A ce jour, 7 types du virus de la fièvre aphteuse sont connus, les types européens (A, # et C), les types africains (SAT1, SAT2 et SAT3) et un type asiatique (Asia 1). On distingue aussi et de nombreux sous-types (Kleid et al. dans Science, 1981,214, 1125-1129). Il s'agit d'un virus nu de forme icosaèdrique d'environ 25 nm de diamètre renfermant une molécule d'ARN simple-brin de polarité positive d'environ 8500 nucléotides. Cette molécule d'ARN se compose d'un seul cadre ouvert de lecture (COL) qui code pour une seule polyprotéine renfermant entre autres le précurseur de la capside également nommée protéine P1 ou P88. La protéine P1 est myristylée à son extrémité amino-terminale. Lors du processus de maturation, la protéine P1 est clivée par la protéase 3C en trois protéines nommées VPO, VP1 et VP3 (ou respectivement 1 AB, 1 D et 1 C) (Belsham G. J., Progress in Biophysics and Molecular Biology, 1993,60, 241-261). Dans le virion, la protéine VPO est ensuite clivée en deux protéines, VP4 et VP2 (ou respectivement 1A et 1 B). Le mécanisme de conversion des protéines VPO en VP1 et VP3 et de formation de virions matures n'est pas connu. Les protéines VP1, VP2 et VP3 ont un poids moléculaire d'environ 26 000 Da, la protéine VP4 est plus petite avec environ 8 000 Da. L'association simple des protéines de capside forme le protomère ou molécule 5S, qui est le constituant élémentaire de la capside du virus aphteux. Ce protomère se complexe ensuite en pentamère pour former la molécule 12S. Le virion résulte de l'encapsidation d'une molécule d'ARN génomique au moyen de l'assemblage de 12 pentamères 12S, constituant ainsi les particules 146S. La capside virale peut aussi se former sans la présence à l'intérieur de celle-ci d'une molécule d'ARN. La capside est alors vide. La capside vide est également nommée particule 70S. La formation de capsides vides peut se produire naturellement au cours de la réplication virale ou être provoquée artificiellement par traitement chimique. Pour être efficace, un vaccin contre la fièvre aphteuse pour être efficace doit être en général polyvalent. Sa composition doit être renouvelé dès que le ou les types dominants sur le terrain changent. Par ailleurs pour bloquer la développement rapide de la maladie au sein du cheptel il convient d'avoir un vaccin induisant une immunité précoce et qui soit fortement protecteur. De très nombreuses hypothèses, voies de recherche, propositions ont été faites pour tenter de développer à des vaccins efficaces contre la fièvre aphteuse. Aujourd'hui les seuls vaccins commercialisés sont des vaccins à virus inactivés. Le traitement chimique d'inactivation peut entraîner une diminution du pouvoir immunogène du virus et de la production d'anticorps neutralisants. Les doses administrées doivent souvent être accompagnées d'adjuvants pour stimuler la réponse immunitaire, mais selon leur compositions ces adjuvants peuvent aussi induire des réactions inflammatoires. Les vaccins inactivés ne confèrent pas d'immunité sur une longue période, d'où la nécessité de pratiquer des injections de rappel tous les ans, voire plus en cas de difficultés, notamment lors d'apparitions de foyers épidémiques. En outre il existe des risques liés à une inactivation incomplète et/ou à l'échappement de virus lors de la production de vaccins inactivés (e. g. King et al., 1981, Nature, 293,479-480). Le développement des techniques du génie génétique aurait dû permettre d'envisager la production de vaccins sous-unitaires et de vecteurs recombinés. Mais malgré de nombreuses tentatives, aucun d'entre eux n'est commercialisé à ce jour. En préalable à ces travaux des études sur les capsides vides naturelles menées. Notamment Rowlands et al. (Rowlands et al., J. Gen. Virol., 1975,26, 227-238) montrent que les virions de la fièvre aphteuse A10 comportent majoritairement les quatre protéines VP1, VP2, VP3 et VP4. Par comparaison, les capsides vides naturelles (non obtenues par recombinaison mais purifiées à partir de cultures de virus aphteux A10) contiennent essentiellement la protéine VPO non clivée, des résultats identiques avec le virus aphteux A-Pando sont décrits par Rweyemamu (Rweyemamu et al., Archives of Virology, 1979,59, 69- 79). Les capsides vides artificielles, obtenues après dialyse en présence de TrisEDTA et après centrifugation, ne contiennent aucune protéine VP4. Ces capsides artificielles sont, selon Rowlands et al., faiblement immunogènes et les capsides vides naturelles ne sont immunogènes qu'après traitement par le formaldéhyde pour les stabiliser, la réponse en anticorps induite par les capsides vides naturelles chez le cobaye est toutefois inconstante comme le note l'auteur. En outre, Rowlands et al. et Rweyemamu et al. ne sont pas d'accord sur la nécessité de stabiliser les capsides vides naturelles. Pour Rweyemamu et al., l'absence de traitement par le formaldéhyde n'est pas préjudiciable pour le niveau d'antigénicité des capsides vides naturelles. L'immunogénicité n'est testée que par l'induction d'anticorps neutralisants chez le cobaye. Certains auteurs ne suivent pas ce courant de pensée à propos des capsides vides, voire s'y opposent. C'est le cas pour Doel T. R. et Chong W. K. T. (Doel et al., Archives of Virology, 1982,73, 185-191) qui concluent de leurs résultats d'expérience que les capsides vides sont moins immunogènes car moins stables que les virions aphteux de sous-type A24. L'expression du gène codant pour le précurseur P1 des protéines de capsides par un baculovirus recombiné dans des cellules d'insectes est comparée à l'expression du gène codant pour P1 associé à la protéase 3C dans E. coli (Grubman étal., Vaccine, 1993,11, 825-829 ; Lewis et al., J. Virol., 1991, 65,6572-6580). La co-expression de P1 et 3C dans E. coli aboutit à l'assemblage de capsides vides 70S. Le produit d'expression de ces deux constructions induit des anticorps neutralisants chez le cobaye et le porc. Les titres obtenus avec la construction P1/baculovirus sont faibles. Ces mêmes produits d'expression induisent chez le porc une protection partielle. Toutefois certains porcs protégés contre la maladie ne sont pas protégés contre la réplication du virus d'épreuve. Les auteurs constatent par ailleurs que le système d'expression E. coli ne myristyle pas les protéines et que la protéase 3C est toxique pour cette cellule. Lewis et al. concluent que des questions fondamentales concernant l'assemblage du virus et la structure de la capside nécessaires pour obtenir une protection maximale chez l'animal demeurent sans réponse. Par ailleurs Grubman et al. précisent qu'il serait nécessaire de stabiliser les capsides vides avant de formuler le vaccin ; ils rejoignent en cela les problèmes rencontrés avec les capsides vides obtenues par extraction à partir de cultures virales (voir supra). Le système d'expression constitué du virus de la vaccine a aussi été utilisé pour l'obtention de capsides vides de virus aphteux A10, A24 et 01 K (Abrams et al., J. Gen. Virol., 1995,76, 3089-3098). Principalement deux constructions ont été réalisées pour chaque sous-type, qui comportent les fragments de la séquence nucléotidique codant pour le précurseur P1 et pour la protéase 3C soit sous contrôle du promoteur précoce/tardif p7,5K du virus de la vaccine, soit du promoteur du bactériophage T7. Seules des expériences de recombinaison et d'expression in vitro ont été menées, sur des cultures de cellules humaines. Les cultures de cellules transformées par les constructions comportant le promoteur p7,5K n'ont pas permis l'isolement de virus de la vaccine recombinés. Les raisons en sont inconnues. Les cultures de cellules transformées par les constructions comportant le promoteur T7 ont permis l'obtention de vecteurs virus de la vaccine recombinés, l'expression des protéines virales VPO, VP1 et VP3 et l'obtention de capsides vides. Ces expériences étaient destinées à étuder la morphogénèse du virus aphteux et ne concernaient pas la production de vaccins ni l'évaluation de leur efficacité. Des plasmides comprenant la cassette codant pour P1-2A et 3C sous la dépendance d'un promoteur hCMV-IE ont été testés par Chinsangaram et al. (Chinsangaram et al., J. Viroi., 1998,72(5), 4454-4457). Les injections de ces plasmides chez le porc induisent des anticorps neutralisants, et selon les groupes d'animaux une absence de protection après 2 injections ou une protection après 4 injections. Les auteurs concluent qu'il convient d'améliorer la réponse immunitaire induite par la co-expression de cytokine. Parallèlement à ces approches, qui n'ont pas abouti à la réalisation de vaccins, d'autres auteurs se sont orientés vers l'utilisation de protéine VP1 de virus aphteux, seule ou en fusion, ou de peptides synthétiques. Des travaux avec une protéine de fusion composée de la protéine LE de l'opéron tryptophane d'E. coli et d'un fragment de la protéine VP1 du virus aphteux A24 (acides aminés 131-157 sous forme de monomère) ont été menés chez le porc (Morgan et al., Am. J. Vet. Res., 1990,51, 40-45) en comparant les résultats avec ceux obtenus avec une protéine de fusion semblable mais construite à partir du virus aphteux A12 (acides aminés 137-168 en tandem). Giavedoni et al. (Giavedoni et al., J. Gen. Virol., 1991,72, 967-971) décrivent une protéine de fusion TrpE avec des fragments de la région C terminale de la protéine VP1 du virus aphteux 01. Huang et al. décrivent une protéine de fusion recombinée comprenant la bêta-galactosidase et deux séquences répétées en tandem de VP1 du virus aphteux # (Huang et al., Viral Immunol., 1999, 12(1), 1- 8). Des protéines du fusion comportant tout ou partie de la protéine VP1 ont aussi été obtenues par l'utilisation de vecteurs viraux, à savoir un virus herpès ou le virus de la vaccine. CA-A-2,047,585 décrit notamment un virus herpès bovin utilisé pour la production de protéines de fusion comportant une séquence peptidique du virus aphteux (acides aminés 141 à 158 de VP1 liés aux acides aminés 200 à 213 de VP1) fusionné avec la glycoprotéine gplll de ce virus herpès bovin. Des vaccins comportant des peptides synthétiques basés sur les régions immunogéniques de la protéine VP1 (sur ces régions, voir Strohmaier et al., J. Gen. Virol., 1982,59, 295-306) ont également été élaborés et testés. Agterberg et al. (Vaccine, 1990,8, 438-440) ont produit dans des bactéries E. coli transformées une protéine de fusion comportant deux déterminants immunogéniques de la protéine VP1 du virus aphteux A10 (régions 141-153 et 200-207) et la protéine membranaire PhoE d'E. coli K-12. 100 g de cette protéine de fusion ont ensuite été administrés par voie intramusculaire à des cobayes qui ont par la suite montré un taux d'anticorps neutralisants détectable et une protection après épreuve homologue. WO-A-99/66954 décrit des peptides synthétiques correspondant à des séquences consensus de sites antigéniques de VP1 de virus aphteux des type A, # ou Asia (correspondant à la région 134-168 de VP1 du virus aphteux A12). WO-A-98/12333 décrit des peptides synthétiques comprenant au moins 8 acides aminés correspondant à une séquence partielle de protéines de virus aphteux. La présente invention a pour objectif de proposer des vaccins efficaces et sûrs contre la fièvre aphteuse. La présente invention a également pour objectif de proposer des vaccins anti-aphteux stables. La présente invention a aussi pour objectif de proposer de tels vaccins anti-aphteux efficaces à faible dose. L'invention a ainsi pour objet un vaccin contre la fièvre aphteuse, utilisant comme antigène une quantité efficace de capsides vides du virus aphteux, ces capsides vides étant obtenues par l'expression, dans des cellules eucaryotes, de l'ADN complémentaire (ADNc) de la région P1 du génome du virus aphteux codant pour la capside et de l'ADNc de la région du génome du virus aphteux codant pour la protéase 3C, le vaccin comprenant en outre un véhicule ou excipient pharmaceutique acceptable sur le plan vétérinaire. Par définition, on n'exprime pas de protéine L fonctionnelle et par conséquent les constructions ne comprennent pas l'ADNc codant pour L, et de préférence elles ne comprennent aucun ADNc codant pour tout ou partie de L. On préfère réaliser l'expression de P1 et d'au moins une partie de 2A, de préférence de la totalité de 2A. L'expression peut également impliquer des régions au-delà de 2A, et comprendre par exemple une partie de 2B, e. g. comme cela a été réalisé dans les exemples. L'ADNc codant pour 3C peut aussi coder pour tout ou partie des protéines 3B. La Figure 3 (SEQ ID N 38) donne la séquence nucléotidique et la séquence en acides aminés correspondant à P1 (acides aminés 2 à 737), 2A (acides aminés 738 à 753), 3C (acides aminés 913 à 1126) de la souche A10 du virus aphteux. Les séquences d'autres souches des différents types et soustypes sont disponibles, notamment dans Genbank ainsi que cela est mentionné dans les exemples. Suivant une première modalité de l'invention, les capsides vides sont présentes dans le vaccin comme sous-unités et cela en quantité efficace. De préférence ces sous-unités sont obtenues par expression des ADNc des régions P1 et 3C sous la dépendance d'un promoteur, de préférence un même promoteur. De manière préférée il s'agit d'un promoteur inductible ou d'un promoteur tardif d'origine virale. Les vecteurs d'expression utilisables comprennent notamment les vecteurs viraux, de préférence les poxvirus, notamment le virus de la vaccine, ou encore par exemple les adénovirus, les herpèsvirus et les vecteurs plasmidiques. Ces vecteurs d'expression sont utilisés pour assurer l'expression des capsides vides dans des cellules eucaryotes primaires ou de lignée. Une variante consiste à utiliser un vecteur d'intégration permettant d'intégrer la cassette d'expression dans la cellule eucaryote. Les cellules eucaryotes utilisables sont de préférence des cellules de lignée par exemple les cellules BHK-21, CHO, COS, RK13, Vero, MDBK, PK15. Comme promoteur inductible on peut citer notamment le promoteur du bactériophage T7, le promoteur heat-shock, le promoteur métallothionéine, les promoteurs inductibles par l'ecdysone ou par les stéroïdes. Lorsqu'on utilise le promoteur du bactériophage T7, on réalise la co-expression de la polymérase du bactériophage T7 et des capsides vides. Comme promoteur tardif d'origine virale on peut citer notamment, lorsqu'on utilise un poxvirus comme vecteur, le promoteur P11K du virus de la vaccine, P28K du virus de la vaccine, P160K ATI du virus cowpox. La conservation et le stockage des sous-unités sont de préférence assurés par congélation ou par lyophilisation. Les doses administrées peuvent être notamment comprises entre 0,3 et 30 g, notamment entre 0,5 et 20 g, de préférence entre 1 et 10 g et plus préférentiellement encore entre 1 et 5 g, par dose. Les volumes de dose peuvent être de préférence compris entre 0,2 et 5 ml, de préférence entre 1 et 3ml. Le milieu de reprise (excipient, véhicule) pour les vaccins sous-unitaires est de préférence un milieu permettant la conservation des capsides vides, e.g. du type DMEM. L'administration du vaccin sous-unitaire peut se faire notamment par la voie parentérale, de préférence par la voie sous-cutanée ou intramusculaire, ou encore la voie intradermique, notamment à l'aide d'un appareil d'administration sans aiguille (jet sous pression). L'homme de l'art possède les compétences nécessaires pour définir précisément le nombre d'injection et les doses de chaque vaccin à utiliser pour chaque protocole de vaccination. Ces vaccins comprennent de préférence un ou plusieurs adjuvants. Pour adjuver les vaccins sous-unitaires selon l'invention, on peut notamment utiliser à titre d'adjuvant (1) de l'hydroxyde d'alumine, de la saponine (par exemple QuilA), de l'avridine, du DDA, (2) un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, un polymère d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, ou (3) formuler le vaccin sous forme d'une émulsion eau-dans-huile, huile-dans-eau ou eau-dans-huile-dans-eau. L'émulsion peut notamment être à base d'huile de paraffine liquide légère (type Pharmacopée européenne) ;d'huile isoprénoide telle que le squalane ou le squalène ; d'huile résultant de l'oligomérisation d'alcènes, en particulier d'isobutène ou de décène ; des esters d'acides ou d'alcools à groupement alkyle linéaire, plus particulièrement les huiles végétales, l'oléate d'éthyle, le di(caprylate / caprate) de propylène glycol, le tri(caprylate / caprate) de glycérol, le dioléate de propylène glycol ; des esters d'acides ou d'alcools gras ramifiés, en particulier des esters de l'acide isostéarique. L'huile est utilisée en association avec des émulsifiants pour former l'émulsion. Les émulsifiants sont de préférence des tensio-actifs non ioniques en particulier les acides gras polyoxyétylénés (e. g. acide oléique), les esters de sorbitan, de mannide (e. g. oléate d'anhydromannitol), de glycérol, de polyglycérol, de propylène glycol et de l'acide oléique, isostéarique, ricinoléique, hydroxystéarique, éventuellement éthoxylés, les éthers d'alcools gras et de polyols (e. g. alcool oléique), les blocs copolymères polyoxypropylène-polyoxyéthylène en particulier les Pluronic#, notamment L121 (voir Hunter et al., 1995, "The Theory and Practical Application of Adjuvants" (Ed. Steward-Tull, D. E.S.) John Wiley and Sons, NY, 51-94 ; Todd et al., Vaccine, 1997, 15, 564-570). Les polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique sont réticulés notamment par des éthers polyalcényliques de sucres ou de polyalcools. Ces composés sont connus sous le terme carbomère (Pharmeuropa vol. 8, n 2, juin 1996). L'homme de l'art peut aussi se référer à US-A-2 909 462 décrivant de tels polymères acryliques réticulés par un composé polyhydroxylé ayant au moins 3 groupes hydroxyle, de préférence pas plus de 8, les atomes d'hydrogène d'au moins trois hydroxyles étant remplacés par des radicaux aliphatiques insaturés ayant au moins 2 atomes de carbone. Les radicaux préférés sont ceux contenant de 2 à 4 atomes de carbone, e.g. vinyles, allyles et autres groupes éthyléniquement insaturés. Les radicaux insaturés peuvent eux-mêmes contenir d'autres substituants, tel que méthyl. Les produits vendus sous la dénomination Carbopol# (BF Goodrich, Ohio, USA) sont particulièrement appropriés. Ils sont réticulés par un allyl saccharose ou par de l'allylpentaérythritol. Parmi eux, on peut citer les Carbopol 974P, 934P et 971 P. Parmi les copolymères d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, on préfère les EMA# (Monsanto) qui sont des copolymères d'anhydride maléique et d'éthylène, linéaires ou réticulés, par exemple réticulés par du divinyléther. On peut se référer à J. Fields et al., Nature, 186: 778-780, 4 juin 1960. Sur le plan de leur structure, les polymères d'acide acrylique ou méthacrylique et les EMA# sont formés de préférence de motifs de base de formule suivante : dans laquelle : - R1 et R2, identiques ou différents, représentent H ou CH3 - x = 0 ou 1, de préférence x = 1 - y =1 ou 2, avec x + y = 2 Pour les EMA#, x = 0 et y = 2. Pour les carbomères, x = y = 1. La concentration en polymère dans la composition vaccinale finale sera de 0,01 % à 1,5 % P/V, plus particulièrement de 0,05 à 1 % P/V, de préférence de 0,1à 0,4 % P/V. Suivant une deuxième modalité de l'invention, le vaccin comprend un vecteur d'expression contenant l'ADNc de façon à produire les capsides vides in vivo. De préférence ces capsides vides sont obtenues in vivo par expression des ADNc des régions P1 et 3C insérés dans un vecteur d'expression plasmidique ou dans un vecteur d'expression viral et placés sous la dépendance d'un promoteur, de préférence d'un même promoteur. De manière préférée le promoteur est un promoteur fort précoce ou un promoteur tardif d'origine virale. Dans le cas des vecteurs viraux on utilise de préférence un promoteur tardif d'origine virale. Les vecteurs viraux sont de préférences les poxvirus, notamment le virus de la vaccine, les avipox (e.g. fowlpox, canarypox), le racoonpox, le swinepox, le capripox, ou encore les adénovirus et herpèsvirus. Comme promoteur tardif d'origine virale on peut citer notamment, pour les poxvirus, le promoteur P11K du virus de la vaccine, P28K du virus de la vaccine, P160K ATI du virus cowpox. Par définition, un vecteur d'expression plasmidique (ou plasmide) recouvre une unité de transcription ADN comprenant une séquence polynucléotidique comprenant l'ADNc à exprimer et les éléments nécessaires à son expression in vivo. On préfère la forme plasmide circulaire, super-enroulée ou non. La forme linéaire entre également dans le cadre de cette invention. Dans le cas des plasmides on utilise de préférence un promoteur fort précoce d'origine virale ou d'origine cellulaire et en particulier le promoteur précoce du cytomégalovirus CMV-IE, d'origine humaine ou murine, ou encore éventuellement d'une autre origine telle que rat, cobaye. On peut également utiliser le promoteur précoce ou tardif du virus SV40 ou le promoteur LTR du virus du Sarcome de Rous. Comme promoteur cellulaire, on peut citer le promoteur d'un gène du cytosquelette, tel que par exemple le promoteur de la desmine, ou encore le promoteur de l'actine. La conservation et le stockage des vaccins recombinés sont de préférence assurés par congélation ou par lyophilisation ou sous forme liquide. Le milieu de reprise (excipient, véhicule) est de préférence une solution saline NaCI à 0,9 % ou un tampon phosphate. La quantité de vecteurs viraux utilisée dans les vaccin selon la présente invention est d'environ au moins 103 pfu. Elle est de préférence comprise entre environ 104 pfu et environ 1010 pfu, e. g. environ 105 pfu et 109 pfu, plus particulièrement entre environ 106 pfu et environ 108 pfu, par dose. La quantité de vecteurs plasmidiques utilisée dans les vaccins selon la présente invention est comprise entre environ 1 g et environ 2 mg, et préférentiellement entre environ 50 g et environ 1 mg, par dose. Les volumes de dose peuvent être de préférence compris entre 0,2 et 5 ml, de préférence entre 1 et 3 ml. Les vaccins recombinés selon l'invention peuvent être administrés, par les différentes voies d'administration usuelles et au moyen des techniques d'administration connues. Suivant une modalité préférée de l'invention, l'administration se fait par la voie intramusculaire, sous-cutanée ou à l'aide d'un injecteur sans aiguille par voie intradermique. En particulier pour les vecteurs viraux on préfère la voie intramusculaire ou sous-cutanée. Pour les vecteurs viraux ou plasmidiques on peut également utiliser la voie mucosale (e. g. orale, nasale). De préférence, ces vaccins comprennent un ou plusieurs adjuvants. Pour les vecteurs viraux on utilise avantageusement un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, ou un polymère d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, et en particulier les carbomères, notamment Carbopol# (ces adjuvants sont décrits supra). Pour les vecteurs plasmidiques, il est avantageux de les formuler par addition à titre d'adjuvant, de lipides cationiques contenant un sel d'ammonium quaternaire, de formule : dans laquelle R1 est un radical aliphatique linéaire, saturé ou insaturé, ayant 12 à 18 atomes de carbone, R2 est un autre radical aliphatique, renfermant 2 ou 3 atomes de carbone, et X un groupement hydroxyle ou amine. De préférence il s'agit du DMRIE (N-(2-hydroxyéthyl)-N,N-diméthyl-2,3bis(tetradécyloxy)-1-propanammonium ; WO-A-9634109), de préférence associé avec un lipide neutre, notamment le DOPE (dioléoyl-phosphatidyl-éthanolamine), pour former le DMRIE-DOPE. De préférence, le mélange plasmide avec cet adjuvant se fait de manière extemporanée et l'on préfère, avant son administration à l'animal, laisser le temps au mélange ainsi constitué de se complexer, par exemple pendant une durée allant de 10 à 60 minutes, notamment de l'ordre de 30 minutes. Les vaccins selon l'invention, adjuvés ou non comme décrit ci-dessus, peuvent encore être adjuvés par une ou des cytokines, ajoutées ou exprimées in vivo. De préférence, on utilise le GM-CSF (en anglais Granulocyte Macrophage Colony Stimulating Factor :Clark S. C. et al. Science 1987.230. 1229 ; Grant S. M. et al. Drugs 1992.53. 516), ce qui peut se faire par l'incorporation de protéine GM-CSF directement dans la composition vaccinale ou de préférence par l'insertion de la séquence nucléotidique codant pour le GM-CSF dans un vecteur d'expression dans des conditions permettant son expression in vivo, e. g. le vecteur contenant la séquence nucléotidique codant pour l'antigène FMDV ou un autre vecteur. Comme vecteur d'expression, on préfère utiliser un plasmide. Le choix du GM-CSF se fait de préférence en fonction de l'espèce animale à vacciner ; ainsi pour les bovins le GM-CSF bovin (voir e.g. Maliszewski et al. Molec. Immunol. 1988.25. 843-850) est utilisé ; pour les porcs il s'agit du GMCSF porcin (voir e.g. Inumaru S. et Takamatsu H., Immunol. Cell. Biol. 1995.75. 474-476). Pour la réalisation de vecteurs exprimant le GM-CSF, les séquences du GM-CSF sont disponibles dans Genbank, D21074 pour le porc, U22385 pour le bovin et X55991 pour l'ovin. La présente invention a aussi pour objet un procédé de préparation d'un vaccin anti-aphteux sous-unitaire dans lequel on produit des capsides vides de ce virus par expression de l'ADNc de la région P1 et par expression de l'ADNc de la région 3C, et on les formule dans un véhicule ou excipient acceptable au plan vétérinaire, de préférence en présence d'au moins un adjuvant. L'invention a aussi pour objet l'utilisation de capsides vides produites in vitro conformément à l'invention, pour la préparation d'un vaccin anti-aphteux sous-unitaire, comprenant en outre un véhicule ou excipient acceptable au plan vétérinaire, de préférence en présence d'au moins un adjuvant. L'invention a aussi pour objet une méthode de vaccination anti-aphteuse, comprenant l'administration à l'animal, notamment les animaux de rente, en particulier bovin, ovin, porcin, caprin, d'un vaccin sous-unitaire conforme à l'invention. Modes d'administration et doses ont été définis plus haut. Les différentes caractéristiques décrites plus haut à propos du vaccin sous-unitaire selon l'invention s'appliquent à ces différents objets. La présente invention a aussi pour objet un procédé de préparation d'un vaccin anti-aphteux recombiné dans lequel on produit des vecteurs viraux ou plasmidiques exprimant in vivo la protéine P1 et la protéine 3C dans des conditions conduisant à la formation de capsides vides, et on formule ces vecteurs dans un véhicule ou excipient acceptable au plan vétérinaire, de préférence en présence d'au moins un adjuvant. L'invention a aussi pour objet l'utilisation de vecteurs viraux ou plasmidiques conformes à l'invention, pour la préparation d'un vaccin antiaphteux recombiné, comprenant en outre un véhicule ou excipient acceptable au plan vétérinaire, de préférence en présence d'au moins un adjuvant. L'invention a aussi pour objet une méthode de vaccination anti-aphteuse, comprenant l'administration à l'animal, notamment les animaux de rente, en particulier bovin, ovin, porcin, caprin, d'un vaccin recombiné conforme à l'invention. Modes d'administration et doses ont été définis plus haut. Les différentes caractéristiques décrites plus haut à propos des vaccins utilisant des vecteurs viraux ou plamidiques selon l'invention s'appliquent à ces différents objets. L'inventio.n a aussi pour objet un vaccin multivalent ou une association de vaccins comprenant une vaccin conforme à l'invention, et au moins un autre vaccin contre un virus aphteux d'un autre type (e.g. 0, A, C, SAT1, SAT2, SAT3, Asia), d'un autre sous-type (e. g. A10, A12, A24, 01) ou d'un autre variant, de préférence conforme à l'invention, dans un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire et de préférence avec un adjuvant, notamment l'un de ceux décrits précédemment. L'invention a aussi pour objet un vaccin multivalent ou une association de vaccins comprenant un vaccin conforme à l'invention, et au moins un vaccin contre un autre pathogène, notamment le virus de la rage, dans un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire et de préférence avec un adjuvant, notamment l'un de ceux décrits précédemment. L'invention a encore pour objet l'amélioration de la stabilité à la température des capsides vides de virus aphteux et des vaccins obtenus. L'amélioration de la stabilité à la température des capsides vides est assurée avantageusement par la formation de ponts disulfures. Cette amélioration est obtenue par le remplacement d'un acide aminé de la séquence d'origine par un acide aminé cystéine dans la séquence polypeptidique d'une protéine de structure de la capside, la protéine VP2, cet acide aminé étant en position 179 sur la séquence d'acides aminés SEQ ID N 38 (Figure 3). En règle générale, la position de cet acide aminé est identique chez les autres virus aphteux (c'est notamment le cas des souches décrites dans les exemples). Sur les séquences d'autres virus, la position peut éventuellement être très légèrement différente et par exemple être 178 ou 180. La région qui comprend cet acide aminé correspond à une hélice alpha. Pour identifier ou confirmer l'acide aminé à muter, on aligne les séquences en acides aminés de cette région avec la région correspondante (par exemple de l'ordre d'une dizaine ou un peu plus - e. g. 10 à 20 - d'acides aminés) sur la séquence SEQ ID N 38, compte tenu du fait que les séquences sont bien conservées dans leur structure parmi les différents virus aphteux. On a notamment constaté en comparant les séquences des souches 01, A10, A24, A22, C1, C3, SAT2, que la région peut s'écrire de la manière suivante : X1 Gly X3 X4 Gly X6 Leu X8 X9 Ser X11 X12 Tyr Met avec X4 et X11sont Tyr, His ou Phe (acides aminés hydrophobes) X3, X8 et X12 sont Val, Met, Ile, Thr ou Ala X6 est His, Gln, Arg, Lys, Ser ou Gly ; c'est l'acide aminé à muter en Cys Xi est His ou Lys (acides aminés basiques) X9 est Asp, Glu ou Lys (acides aminés acide et basique). L'acide aminé à muter est l'histidine située en position 179 du précurseur P1 du virus aphteux A10. Il s'agit de la sérine située en position 179 du précurseur P1 du virus aphteux 01. Il s'agit de la glycine située en position 179 du précurseur P1 du virus aphteux C1. Il s'agit de l'histidine située en position 179 du précurseur P1 du virus aphteux A24. Par convention, la méthionine correspondant au codon d'initiation (qui n'est pas présent dans la séquence naturelle et est donc ajouté) est numérotée 1 Au niveau nucléotide, cela revient à remplacer les codons d'origine par un codon codant pour la cystéine, soit un codon TGT ou TGC pour l'ADNc, ou UGU ou UGC pour l'ARN. La présente invention a donc aussi pour objet les séquences nucléotidiques notamment les ADNc incorporant cette modification. En particulier, l'invention concerne les séquences ADNc, et les vecteurs les incorporant, comprenant la séquence codant pour VP2 (ou VPO), et plus particulièrement pour P1, qui incorporent cette modification, par exemple séquences ADNc codant pour P1-2A ou P1-2A-partie de 2B, et les séquences les incorporant, par exemple séquences les incorporant avec les séquences permettant leur expression (promoteur, codon ATG, etc.). La présente invention a aussi pour objet les séquences en acides aminés, obtenues à partir de ces séquences nucléotidiques, ainsi que les capsides vides et les virus aphteux comprenant cette modification et comportant donc les ponts disulfures ainsi créés, de préférence tels qu'obtenus en cellules eucaryotes. Suivant la modalité préférée de l'invention, les vaccins décrits supra sont basés sur l'utilisation de cette modification et donc les séquences d'ADNc sont modifiées en conséquence et les capsides vides obtenus soit in vitro soit in vivo possèdent les ponts disulfures. De même, tous les autres objets (méthodes, utilisation, procédés) de l'invention qui ont été décrits supra peuvent, et de préférence reprennent ces caractéristiques. L'invention va être maintenant décrite plus en détail à l'aide de modes de réalisation pris à titre d'exemples non limitatifs et se référant aux dessins dans lesquels : Figure 1 : des titres en anticorps neutralisants anti-aphteux A24 mesurés sur bovins (exprimés en log) Figure 2 : photographie des gels obtenus Figure 3 : séquence nucléotidique et séquence en acides aminés correspondant à P1 (acides aminés 2 à 737), 2A (acides aminés 738 à 753), 3C (acides aminés 913 à 1126) de la souche A10 du virus aphteux Listes des séquences SEQ ID pour les constructions de la présente invention SEQ ID N 1 : oligonucléotide JCA305 SEQ ID N 2 : oligonucléotide JCA306 SEQ ID N 3 : oligonucléotide JCA307 SEQ ID N 4 : oligonucléotide JCA308 SEQ ID N 5 : oligonucléotide JCA309 SEQ ID N 6 : oligonucléotide JCA310 SEQ ID N 7 : oligonucléotide JCA311 SEQ ID N 8 : oligonucléotide JCA312 SEQ ID N 9 : oligonucléotide JCA313 SEQ ID N 10 : oligonucléotide JCA314 SEQ ID N 11 : oligonucléotide JCA315 SEQ ID N 12 : oligonucléotide JCA316 SEQ ID N 13 : oligonucléotide JCA317 SEQ ID N 14 : oligonucléotide JCA318 SEQ ID N 15 : oligonucléotide JCA319 SEQ ID N 16 : oligonucléotide JCA320 SEQ ID N 17 : oligonucléotide JCA321 SEQ ID N 18 : oligonucléotide JCA322 SEQ ID N 19 : oligonucléotide JCA323 SEQ ID N 20 : oligonucléotide JCA324 SEQ ID N 21 : oligonucléotide JCA325 SEQ ID N 22 : oligonucléotide JCA326 SEQ ID N 23 : oligonucléotide JCA327 SEQ ID N 24 : oligonucléotide JCA328 SEQ ID N 25 : oligonucléotide JCA329 SEQ ID N 26 : oligonucléotide JCA330 SEQ ID N 27 : oligonucléotide JCA331 SEQ ID N 28 : oligonucléotide JCA332 SEQ ID N 29 : oligonucléotide JCA333 SEQ ID N 30 : oligonucléotide JCA334 SEQ ID N 31 : oligonucléotide JCA335 SEQ ID N 32 : oligonucléotide JCA336 SEQ ID N 33 : oligonucléotide JCA337 SEQ ID N 34 : oligonucléotide JCA338 SEQ ID N 35 : oligonucléotide JCA339 SEQ ID N 36 : oligonucléotide JCA340 SEQ ID N 37 : oligonucléotide JCA341 SEQ ID N 38 : séquence en acides aminés correspondant à P1 (acides aminés 2 à 737), 2A (acides aminés 738 à 753), 3C (acides aminés 913 à 1126) du virus aphteux A10. SEQ ID N 39: séquence nucléotidique correspondant à P1, 2A, 3C du virus aphteux A10. SEQ ID N 40 : oligonucléotide JCA342 SEQ ID N 41 : oligonucléotide JCA343 Exemples : Toutes les constructions sont réalisées en utilisant les techniques standards de biologie moléculaire (clonage, digestion par les enzymes de restriction, synthèse d'un ADN complémentaire simple brin, amplification en chaîne par polymérase, élongation d'un oligonucléotide par une ADN polymérase...) décrites par Sambrook J. et al. (Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2nd Edition. Cold Spring Harbor Laboratory. Cold Spring Harbor. New York. 1989). Tous les fragments de restriction utilisés pour la présente invention, ainsi que les divers fragments d'amplification en chaîne par polymérase (= ACP ou PCR), sont isolés et purifiés en utilisant le kit "Geneclean" (B10101 Inc. La Jolla, CA). Des séquences nucléotidiques et polypeptidiques de virus de la fièvre aphteuse sont accessibles auprès de la base de donnée GenBank, notamment sous les numéros X00429 pour A10, X00871 pour 01 K, AJ251476 pour A24, et AJ133357 pour C Spain Olot. Exemple 1 : Culture des souches de virus aphteux Pour leur amplification, les souches de virus aphteux désignées 01 K (Forss et al., 1984, Nucleic Acids Res., 12(16), 6587-6601), A24 (Weddell et al., 1985, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82,2618-2622), A10 (Carroll et al., 1984, Nucleic Acids Res., 12 (5), C Spain Olot (Toja et al., 1999, Virus Res., 64(2), 161-171) sont cultivées sur cellules BHK-21 (Baby Hamster Kidney, accessible auprès de l'American Type Culture Collection (ATCC) sous le numéro CCL-10). Les cellules BHK-21 sont mises en culture en Falcon 25 cm2 avec du milieu Eagle-MEM supplémenté de 1 % d'extraits de levure et de 5 % de sérum de veau contenant environ 100 000 cellules par ml. Les cellules sont cultivées à +37 C. Après 3 jours la couche cellulaire arrive à confluence. Le milieu de culture est alors remplacé par du milieu Eagle-MEM sans sérum mais supplémenté avec 0,4 % d'hydrolysat de lactalbumine et 0,3 % de peptone (pH 7,4) et le virus aphteux est ajouté à raison de 1 pfu pour environ 20 cellules. Lorsque l'effet cytopathogène (CPE) est complet (généralement 24 heures après le début de la mise en culture), les suspensions virales sont récoltées, puis clarifiées par centrifugation et congelées à -70 C. 3 à 4 passages successifs sont généralement nécessaires à la production d'un lot viral. Le lot viral est stocké à -70 C. Ces opérations sont renouvelées pour chacune des souches de virus aphteux. Exemple 2 : Extraction de l'ARN viral des souches virus aphteux L'ARN viral contenu dans 100 ml de suspension virale de la souche de virus aphteux A24, obtenue à l'exemple 1, est extrait après décongélation avec les solutions du kit High Pure TM Viral RNA Kit Cat # 1 858 882, Roche Molecular Biochemicals), en suivant les instructions du fournisseur pour les étapes d'extraction. Le culot d'ARN obtenu à la fin de l'extraction est re-suspendu avec 10 ml d'eau distillée stérile sans RNase. L'ARN viral de chacune des souches de virus aphteux est extrait dans les mêmes conditions. Exemple 3 : Construction du plasmide d'expression pour les capsides vides du virus aphteux A10 L'ADN complémentaire (ADNc) du virus aphteux A10 est synthétisé avec le kit Gene Amp RNA PCR Kit (Cat # N 808 0017, Perkin-Elmer, Norwalk, CT 06859, USA) en utilisant les conditions données par le fournisseur. Pour le premier fragment, une réaction de transcription inverse, suivie d'une réaction d'amplification en chaîne (Réaction TI-ACP ou RT-PCR ) est réalisée avec 50 l de la suspension d'ARN viral du virus aphteux A10 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants : JCA305 (37 mer) (SEQ ID NO 1) 5' TTTTGATATCATGGGTGCTGGGCAGTCCAGCCCAGCA 3' et JCA306 (21 mer) (SEQ ID NO 2) 5' TTCACGACGAAAGTACTATCC 3'. Ce couple d'oligonucléotides permet l'incorporation d'un site de restriction EcoRV et d'un codon initiateur ATG en phase avec la séquence nucléotidique codant pour P1. La synthèse du premier brin d'ADNc se fait par élongation de l'oligonucléotide JCA306, après hybridation de ce dernier à la matrice d'ARN. Les conditions de synthèse du premier brin d'ADNc sont une température de 42 C pendant 15 min, puis 99 C pendant 5 min, et enfin 4 C pendant 5 min. Les conditions de la réaction ACP en présence du couple d'oligonucléotides JCA305 et JCA306 sont une température de 95 C pendant 2 min, puis 35 cycles (95 C pendant 1 min, puis 62 C pendant 1 min, et 72 C pendant 2 min), et enfin 72 C pendant 7 min pour produire un fragment de 2583 pb. Ce fragment est digéré par EcoRV puis par Xhol pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRV-Xhol d'environ 2550 pb. Ce fragment est appelé fragment A. Pour le deuxième fragment, une réaction d'ACP est réalisée avec 50 l de la suspension d'ARN viral du virus aphteux A10 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants : JCA307 (21 mer) (SEQ ID NO 3) 5' CTGAAGGACCCTACTCCGGGC 3' et JCA308 (37 mer) (SEQ ID NO 4) 5' TTTTAGATCTTCAAAGCTTTGTTTTGCGCATCACGTG 3'. Ce couple d'oligonucléotides permet l'incorporation d'un site de restriction Bglll et d'un codon stop en phase avec la séquence nucléotidique codant pour la protéase 3C. La synthèse du premier brin d'ADNc se fait par élongation de l'oligonucléotide JCA308, après hybridation de ce dernier à la matrice d'ARN. Les conditions de synthèse du premier brin d'ADNc sont une température de 42 C pendant 15 min, puis 99 C pendant 5 min, et enfin 4 C pendant 5 min. Les conditions de la réaction ACP en présence du couple d'oligonucléotides JCA307 et JCA308 sont une température de 95 C pendant 2 min, puis 35 cycles (95 C pendant 1 min, puis 62 C pendant 1 min, et 72 C pendant 2 min), et enfin 72 C pendant 7 min pour produire un fragment de 936 pb. Ce fragment est digéré par Bglll puis par Xhol pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Bglll-Xhol d'environ 900 pb. Ce fragment est appelé fragment B. Le fragment A et le fragment B sont ligaturés avec le plasmide d'expression pVR1012 (Hartikka J. et al., 1997, Human Gene Therapy, 7,1205-1217), préalablement digéré par Bglll et EcoRV, pour donner le plasmide pJCA161 (8327 pb). Ce plasmide contient, sous le contrôle du promoteur précoce du cytomégalovirus humain ou hCMV-IE (human Cytomegalovirus Immediate Early), un insert codant pour la partie de la polyprotéine suffisante pour générer des protéines de capside capables de s'auto-assembler. Exemple 4 : Construction des plasmide d'expression pour les capsides vides du virus aphteux des sous-types 01 K, C Spain Olot et A24 Les ADNc des virus aphteux des sous-types 01 K, C Spain Olot et A24 sont synthétisés comme cela est décrit dans l'exemple 3. Pour 01 K, le couple d'oligonucléotide : JCA309 (37 mer) (SEQ ID NO 5) 5' TTTTGATATCATGGGGGCTGGACAATCCAGTCCAGCG 3' et JCA310 (21 mer) (SEQ ID NO 6) 5' TTCACGACGAAGGTGCTGTCC 3' est utilisé lors de la première réaction d'ACP pour produire un fragment de 2583 paires de bases (pb), puis après digestion et isolement un fragment EcoRV-Xhol d'environ 2550 pb. Ce fragment est appelé fragment C. Lors de la deuxième réaction d'ACP, le couple d'oligonucléotides : JCA311(18 mer) (SEQ ID NO 7) 5' AAGGACCCTACGCCGGAC 3' et JCA312 (34 mer) (SEQ ID NO 8) 5' TTTTAGATCTTCAAAGCTTGGTTTTGCGCATCAC 3' est utilisé pour produire un fragment de 930 pb, puis après digestion et isolement un fragment Bglll-Xhol d'environ 900 pb. Ce fragment est appelé fragment D. Le fragment C et le fragment D sont ligaturés avec le plasmide d'expression pVR1012, préalablement digéré par Bglll et EcoRV, pour donner le plasmide pJCA162 (8327 pb). Pour C Spain Olot, le couple d'oligonucléotide : JCA313 (37 mer) (SEQ ID NO 9) 5' TTTTGATATCATGGGAGCTGGGCAATCCAGCCCAGCG 3' et JCA314 (23 mer) (SEQ ID NO 10) 5' TTCACGACAAACGTGCTGTCCAG 3', est utilisé lors de la première réaction d'ACP pour produire un fragment de 2568 paires de bases (pb), puis après digestion et isolement un fragment EcoRV-Xhol d'environ 2540 pb. Ce fragment est appelé fragment E. Lors de la deuxième réaction d'ACP, le couple d'oligonucléotides : JCA315 (21 mer) (SEQ ID NO 11) 5' AGAGCAACCGCAAGCTGAAGG 3' et JCA316 (34 mer) (SEQ ID NO 12) 5' TTTTAGATCTTCAAAGCTTGGTTTTGCGCATTAC 3', est utilisé pour produire un fragment de 947 pb, puis après digestion et isolement un fragment Bglll-Xhol d'environ 900 pb. Ce fragment est appelé fragment F. Le fragment E et le fragment F sont ligaturés avec le plasmide d'expression pVR1012, préalablement digéré par Bglll et EcoRV, pour donner le plasmide pJCA163 (8312 pb). Pour A24, le couple d'oligonucléotide : JCA317 (37 mer) (SEQ ID NO 13) 5' TTTTGATATCATGGGGGCCGGGCAATCCAGTCCGGCG 3' et JCA318 (31 mer) (SEQ ID NO 14) 5' TTTTCTCGAGGGGGGCCGGCACGTGAAAGAG 3', est utilisé lors de la première réaction d'ACP pour produire un fragment d'environ 2630 paires de bases (pb), puis après digestion et isolement un fragment EcoRV-Xhol d'environ 2580 pb. Ce fragment est appelé fragment G. Lors de la deuxième réaction d'ACP, le couple d'oligonucléotides : JCA319 (31 mer) (SEQ ID NO 15) 5' TTTTCTCGAGGGACCGGTGAAGAAGCCTGTC 3' et JCA320 (37 mer) (SEQ ID NO 16) 5' TTTTAGATCTTCAGCGGCGGAACAGCGCTTTGTCCTC 3'. est utilisé pour produire un fragment d'environ 950 pb, puis après digestion et isolement un fragment Bglll-Xhol d'environ 940 pb. Ce fragment est appelé fragment H. Le fragment G et le fragment H sont ligaturés avec le plasmide d'expression pVR1012, préalablement digéré par Bglll et EcoRV, pour donner le plasmide pJCA164 (d'une taille d'environ 8400pb). Exemple 5 : Construction du plasmide d'expression pour A24/A10 L'ADNc du virus aphteux A24 est synthétisé comme cela est décrit dans l'exemple 3. Une réaction d'ACP est réalisée avec 50 l de la suspension d'ARN de virus aphteux A24 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants : JCA317 (37 mer) (SEQ ID NO 13) et JCA321 (24 mer) (SEQ ID NO 17) 5' TTTGACCTAACGTCGGAGAAGAAG 3'. Un fragment d'environ 2300 pb est produit. Ce fragment est ensuite digéré par EcoRV puis par Hindlll pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRV-Hindlll d'environ 1710 Ce fragment est appelé fragment I. Le fragment de 2300 pb est digéré par Hindlll puis par Apal pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Hindlll-Apal d'environ 550 pb. Ce fragment est appelé fragment J. Le plasmide pJCA161 (exemple 3) est digéré par Apal puis par EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Apal-EcoRV d'environ 5960 pb. Ce fragment est appelé fragment K. Les fragments 1, J et K sont ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA165 (8333 pb). Ce plasmide contient un insert codant pour la partie structurale de la polyprotéine A24 et pour la partie enzymatique de A10, parties suffisantes pour générer des protéines de capside capables de s'autoassembler. Exemple 6 : Construction du virus recombiné vaccine vV100 (A10) Une réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA161 (exemple 3) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA322 (37 mer) (SEQ ID NO 18) : 5' TTTTGAATTCATGCAGTCCAGCCCAGCAACCGGCTCG 3' et JCA323 (44 mer) (SEQ ID NO 19) : 5' TTTTGAATTCATAAAAATCAAAGCTTTGTTTTGCGCATCACGTG 3' pour amplifier un fragment d'environ 3462 pb. Ce couple d'oligonucléotides permet l'incorporation d'un site de restriction EcoRI à chaque extrémité du fragment d'amplification. Les conditions de la réaction d'ACP en présence de ce couple d'oligonucléotides sont une température de 95 C pendant 2 min, puis 35 cycles (95 C pendant 1 min, puis 62 C pendant 1 min, et 72 C pendant 2 min), et enfin 72 C pendant 7 min. Ce fragment est digéré par EcoRI pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRI-EcoRI de 3448 pb. Une réaction d'ACP sur génome du virus de la vaccine (souche WR) est réalisée avec le couple d'oligonucléotides : JCA342 (28 mer) SEQ ID N 40 5' TTTTATCGATTCATTGATAGTACCAAAT 3' JCA343 (20 mer) SEQ ID N 41 5' ATTCTACAGTTCTAACATCG 3'. Les conditions d'ACP sont les mêmes que précédemment. Un fragment de 488 pb est produit. Ce fragment est digéré par Clal et EcoRI, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment de 367 pb. Ce dernier fragment est ensuite inséré dans le plasmide pGS20 (Mackett et al., J ; Virol., 1984,49, 857- 864), préalablement digéré par Clal et EcoRI. Le plasmide ainsi obtenu est linéarisé par EcoRI et le fragment EcoRI-EcoRI de 3448 pb y est inséré, donnant le vecteur pJCA166. Avantageusement, l'homme de l'art peut aussi se servir du plasmide pvFOHC (Newton et al., in : Vaccines 87,1987, Chanock et al. eds., Cold Spring Harbor Laboratory, 12-21) comportant le promoteur P11 K du virus de la vaccine et deux bras du gène TK du virus de la vaccine, l'un en amont de ce promoteur et l'autre en aval d'un site EcoRI. Des sites d'insertion dans le virus de la vaccine autre que le gène TK peuvent être utilisés, notamment par exemple le gène HA, M2L. Le plasmide pJCA166 est transfecté dans des cellules COS (cellules rénales de singes verts africains, déposées auprès de l'American Type Culture Collection sous le numéro d'accès ATCC CRL-1651) infectées avec du virus de la vaccine (souche WR, numéro ATCC VR-119). Les cellules COS sont cultivées en boîtes de Petri en milieu de culture DMEM (Dulbecco's Modified Eagles Medium) supplémenté de 10 % de sérum de veau foetal, 2 mM du glutamine, 500 Ul/ g/ml de penicilline/streptomycine, 12,5 g/ml de fungizone (tous en concentrations finale), contenant environ 100 000 cellules par ml, à +37 C en atmosphère contenant 5% de CO2 pendant 16h. Lorsque les cellules arrivent à 75% de confluence, le milieu de culture est retiré. Les cellules COS sont ensuite infectées par du virus de la vaccine (souche WR) à une à une multiplicité d'infection (moi) de 3 DICC50/cellule, puis les boîtes sont incubées pendant 1 h. Les cultures sont ensuite lavées avec du milieu DMEM sans sérum. On ajoute alors dans chaque boîte 400 l de mélange plasmide/Lipofectine/Optimem (8 l de Lipofectine, 192 l d'Optimem et 200 l d'eau distillée contenant 8 g de plasmide), le plasmide étant pJCA166. Les boîtes sont incubées à +37 C en atmosphère contenant 5% de CO2 de 4 à 6h en les agitant toutes les 30 min. On ajoute ensuite dans chaque boîte du milieu DMEM supplémenté de 10% de sérum de veau foetal, et les boîtes sont mises à incuber à +37 C en atmosphère contenant 5% de CO2 pendant 16h. Les cellules peuvent alors être récoltées, congelées et stockées à -20 C. La sélection des virus de la vaccine recombinés s'effectue sur des cultures de cellules humaines 143 TK- (accessibles auprès de l'American Type Culture Collection sous le numéro d'accès CRL-8303) dans des boîtes de 6 cm contenant 5 ml de milieu de culture DMEM, incubées à +37 C en atmosphère contenant 5% de CO2 pendant 16h. La suspension de transfection obtenue précédemment est ajoutée. Après une incubation d' 1 h à +37 C, 25 g de 5-bromodésoxyuridine (BUdR) par ml est ajouté afin de sélectionner les virus de la vaccine recombinés TK-. L'incubation est prolongée pendant 48h afin de permettre le développement des cellules recombinées. 3 cycles successifs de sélection/purification de virus de la vaccine recombinés sont réalisés. Des plaques de 24 puits sont ensemencées de cellules 143 TK- avec du milieu DMEM contenant 25 g de BUdR par ml. Après 2h d'incubation à +37 C environ 10 plages reprises chacune dans 2 l de tampon PBS sont transférées dans 10 puits. Les plaques sont alors incubées pendant 48-72h. Après incubation, une réaction d'ACP est pratiquée sur le surnageant de culture de chaque puit en utilisant le protocole Gene Releaser (Cambio) avec les oligonucléotides JCA305 et JCA308. Pour les puits trouvés positifs le virus recombiné subit un nouveau cycle de purification. Le virus recombiné désigné vV100 est amplifiée et stocké à -70 C ou à -20 C. Exemple 7 : Construction des virus recombinés de la vaccine pour les types 0, C et A Les constructions des virus recombinés de la vaccine sont obtenues pour les types 0, C et A des virus aphteux comme cela est décrit dans l'exemple 6. Pour le type # : La réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA162 (exemple 4) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA324 (37 mer) (SEQ ID NO 20) : 5' TTTTGAATTCATGGGGGCTGGACAATCCAGTCCAGCG 3' et JCA325 (41 mer) (SEQ ID NO 21) : 5' TTTTGAATTCATAAAAATCAAAGCTTGGTTTTGCGCATCAC 3' pour amplifier un fragment d'environ 3470 pb. Après digestion et isolement, le fragment EcoRI-EcoRI de 3448 pb est inséré dans le plasmide pvFOHC, préalablement digéré par EcoRI, pour donner le plasmide donneur pJCA167. La recombinaison est effectué selon la technique décrite à l'exemple 6. Des plages positives sont sélectionnées par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA309 et JCA312. Une plage est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV101. Pour le type C : La réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA163 (exemple 4) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA326 (37 mer) (SEQ ID NO 22) : 5' TTTTGAATTCATGGGAGCTGGGCAATCCAGCCCAGCG 3' et JCA327 (41 mer) (SEQ ID NO 23) : 5' TTTTGAATTCATAAAAATCAAAGCTTGGTTTTGCGCATTAC 3' pour amplifier un fragment d'environ 3460 pb. Après digestion et isolement, le fragment EcoRI-EcoRI de 3439 pb est inséré dans le plasmide pvFOHC, préalablement digéré par EcoRI, pour donner le plasmide donneur pJCA168. La recombinaison est effectué selon la technique décrite à l'exemple 6. Des plages positives sont sélectionnées par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA313 et JCA316. Une plage est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV102. Pour le type A : La réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA164 (exemple 4) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA328 (37 mer) (SEQ ID NO 24) : 5' TTTTGAATTCATGGGGGCCGGGCAATCCAGTCCGGCG 3' et JCA329 (44 mer) (SEQ ID NO 25) : 5' TTTTGAATTCATAAAAATCAGCGGCGGAACAGCGCTTTGTCCTC 3' pour amplifier un fragment d'environ 3550 pb. Après digestion et isolement, le fragment EcoRI-EcoRI d'environ 3530 pb est inséré dans le plasmide pvFOHC, préalablement digéré par EcoRI, pour donner le plasmide donneur pJCA169. La recombinaison est effectué selon la technique décrite à l'exemple 6. Des plages positives sont sélectionnées par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA317 et JCA320. Une plage est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV103. Variante pour le type A : La réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA165 (exemple 5) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA328 (SEQ ID NO 24) (37 mer) et JCA325 (SEQ ID NO 21) (37 mer) pour amplifier un fragment d'environ 3480 pb. Après digestion et isolement, le fragment EcoRI-EcoRI d'environ 3463 pb est inséré dans le plasmide pvFOHC, préalablement digéré par EcoRI, pour donner le plasmide donneur pJCA170. La recombinaison est effectué selon la technique décrite à l'exemple 6. Des plages positives sont sélectionnées par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA317 et JCA312. Une plage est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV104. Exemple 8 : Construction de virus recombinés de la vaccine pour l'expression in vitro (A10) Le plasmide pJCA161 (exemple 3) est digéré par les enzymes de restriction EcoRV et Bglll. Après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment EcoRV-Bglll d'une taille d'environ 3450 pb est isolé. Ce fragment est rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, puis ligaturé dans le plasmide pBG200 (Abrams et al., 1995, J. Gen. Virol., 76,3089-3098) ce dernier étant préalablement digéré par BamHl et rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, pour donner le plasmide donneur pJCA171. Le plasmide pBG200 comporte le promoteur du bactériophage T7, le terminateur de transcription de T7 et deux bras du gène TK du virus de la vaccine, l'un en amont de ce promoteur et l'autre en aval du terminateur (l'homme de l'art peut s'inspirer de Fuerst et al., Molecular and Cellular Biology, 1987,7, 2538-2544 pour la construction de pBG200). Le site d'insertion BamHl sur le plasmide pBG200 se trouve entre le promoteur et le terminateur de T7. La recombinaison est effectué selon la technique décrite à l'exemple 6. Des plages positives sont sélectionnées par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA305 et JCA308. Une plage est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV105. La conservation du stock de virus recombiné se fait à -20 C ou - 70 C. Exemple 9 : Construction des virus recombinés de la vaccine pour l'expression in vitro des types 0, C et A Les constructions des virus recombinés de la vaccine pour l'expression in vitro sont obtenues pour les types 0, C et A des virus aphteux comme cela est décrit dans l'exemple 8. Pour le type # : Le plasmide pJCA162 (exemple 4) est digéré par les enzymes de restriction EcoRV et Bglll. Après isolement, un fragment EcoRV-Bglll d'une taille d'environ 3450 pb est rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, puis ligaturé dans le plasmide pBG200 préalablement digéré par BamHI et rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, pour donner le plasmide donneur pJCA172. Une plage sélectionnée par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA309 et JCA312 est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV106. Pour le type C : Le plasmide pJCA163 (exemple 4) est digéré par les enzymes de restriction EcoRV et Bglll. Après isolement, un fragment EcoRV-Bglll d'une taille d'environ 3440 pb est rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, puis ligaturé dans le plasmide pBG200 préalablement digéré par BamHl et rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, pour donner le plasmide donneur pJCA173. Une plage sélectionnée par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA313 et JCA316 est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV107. Pour le type A : Le plasmide pJCA164 (exemple 4) est digéré par les enzymes de restriction EcoRV et Bglll. Après isolement, un fragment EcoRV-Bglll d'une taille d'environ 3520 pb est rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, puis ligaturé dans le plasmide pBG200 préalablement digéré par BamHl et rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, pour donner le plasmide donneur pJCA174. Une plage sélectionnée par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA317 et JCA320 est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV108. Variante pour le type A : Le plasmide pJCA165 (exemple 5) est digéré par les enzymes de restriction EcoRV et Bglll. Après isolement, un fragment EcoRV-Bglll d'une taille d'environ 3450 pb est rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, puis ligaturé dans le plasmide pBG200 préalablement digéré par BamHI et rendu bouts francs par traitement avec la polymérase Klenow, pour donner le plasmide donneur pJCA175. Une plage sélectionnée par réaction d'ACP avec les oligonucléotides JCA317 et JCA312 est amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu est désigné vV109. Exemple 10 : Production et purification des capsides virales vides Des cellules rénales de lapin RK13 (accessibles auprès de l'American Type Culture Collection sous le numéro d'accès CCL-37) sont mises en culture à 37 C dans 20 Falcons 175 cm2 avec 20 ml de milieu DMEM supplémenté de 10 % de sérum de veau foetal, 2 mM du glutamine, 500 Ul/ g/ml de penicilline/streptomycine, 12,5 g/ml de fungizone, chaque Falcon contient environ 2 107 cellules à confluence. Les virus recombinés de la vaccine vTF7-3 et vV108 (exemple 9) sont alors ajoutées chacun à une multiplicité d'infection (moi) de 10 DICC50/cellule dans chaque Falcon. La culture virale est maintenue à 37 C pendant environ 24 heures jusqu'à l'obtention d'un effet cytopathogène à 100%. Le virus recombiné de la vaccine vTF7-3 (accessible auprès de l'ATCC sous le numéro VR-2153) contient l'ARN polymérase du bactériophage T7 sous le contrôle du promoteur p7,5K du virus de la vaccine (Fuerst et al., 1986, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83,8122-8126). La production de l'ARN polymérase T7 induit l'expression de l'insert sous contrôle du promoteur T7. Le précurseur P1 et la protéase 3C des virus aphteux sont ainsi produits et les capsides vides s'auto-assemblent. La suspension virale est récoltée puis clarifiée par centrifugation (4 000 rotations par minute (rpm), pendant 30 min, à 4 C). Le culot est resuspendu dans 30 ml de tampon phosphate (40 mM de phosphate de sodium, 100 mM de chlorure de sodium, pH7,6) à 0 C, contenant 0,5% de Nonidet P40 (Roche, Cat. No. 1 754 599). La lyse cellulaire est effectuée à 0 C sur glace pendant 20 min. Les débris cellulaires sont récoltés après centrifugation à 10 000 rpm, pendant 20 min, à 4 C. Le surnageant est conservé à 0 C, sur glace. Les débris cellulaires, sont re-suspendus dans 6 ml de tampon phosphate. Une extraction au chloroforme (à volume égal) est effectuée. La phase aqueuse obtenue de cette extraction mélangée au surnageant obtenu précédemment est déposée sur un coussin de saccharose 15% (2 ml) et centrifugée avec un rotor Beeckman SW28 (28 000 rpm, 5 heures, 4 C). Le culot est repris dans 1 ml de tampon phosphate et stocké à 4 C. Le culot obtenu est resuspendu, puis traité avec 20 l de RNase (10 mg/ml) sur glace pendant 10 min. 10 l de Nonidet P40 à 10% sont alors ajoutés et le tout est laissé 10 min sur la glace. Une extraction au chloroforme à volume égale est alors pratiquée sur la suspension. La phase aqueuse (1 ml) est récupérée et déposé sur un gradient de saccharose 15-45% (environ 12 ml) et centrifugé avec un rotor Beeckman SW40 (40 000 rpm, 5 heures, 12 C ou 18 000 rpm, 16 heures, 12 C). Le gradient est ensuite fractionné en 14 fractions de 0,8 ml. On mesure l'absorbance à une longueur d'onde de 220 nm. Les fractions correspondant au pic d'absorbance sont récoltées. Ces fractions contiennent les capsides virales vides A24. La spécificité des protéines récoltées est vérifiée par Western Blot. Les capsides virales vides des sous-types 01 K, A10, C Spain Olot et A24/A10 sont obtenues en procédant de manière identique à ce qui est décrit dans cet exemple, respectivement en remplaçant les virus recombinés de la vaccine vV108 par vV106 (exemple 9), vV105 (exemple 8), vV107 (exemple 9) et vV109 (exemple 9). Les fractions protéiques ainsi obtenues sont conservées à 4 C avant leur utilisation dans des vaccins. Exemple 11 : Production de vaccins sous-unités 13,2 ml des fractions du gradient de saccharose contenant au total 165 g de capsides vides de virus aphteux, obtenues à l'exemple 10, sont formulés avec 14,01 ml de DMEM avec 27,5 ml d'hydroxyde d'aluminium (AI(OH)3) à 1,5% et avec 0,29 ml de saponine. Les 55 ml ainsi obtenus sont ensuite répartis dans deux flacons, 30 ml dans le premier et 25 ml dans le deuxième. Une dose de 5 ml comprend 15 g de capsides virales vides avec 360 unités hémolytiques de saponine. La quantité de particules vides est déterminée par spectrophotométrie en mesurant l'adsorption à 220 nm en utilisant comme standard une solution d'albumine bovine (BSA). Exemple 12 : Production de vaccins recombinés Pour la préparation de vaccins, les virus recombinés de la vaccine vV100 à vV105 (exemples 6 et 7) peuvent être adjuvés avec des solutions de carbomère. Le carbomère préféré est le CarbopolTM 974P fabriqué par BF Goodrich, Ohio, USA (poids moléculaire d'environ 3 000 000). Une solution stock à 1,5 % de CarbopolTM 974P est initialement préparée dans de l'eau distillée contenant 1 g/l de chlorure de sodium. Cette solution stock est alors utilisée pour l'élaboration d'une solution à 4 mg/ml de CarbopolTM 974P en eau physiologique. La solution stock est mélangée au volume adéquat d'eau physiologique, soit en une étape unique soit en plusieurs étapes successives, la valeur du pH est ajustée à chaque étape avec une solution d'hydroxyde de sodium 1 N (ou encore plus concentrée) afin d'obtenir une valeur finale de pH de 7,3-7,4. La solution de CarbopolTM 974P prête à l'emploi ainsi obtenue peut être utilisée pour reprendre des virus recombinés lyophilisés ou pour diluer des solutions stocks concentrées de virus recombinés. Par exemple, pour obtenir une suspension virale contenant 108 pfu par dose de 1 ml, on dilue une solution virale stock de manière à obtenir un titre de 108,3 pfu/ml, puis on dilue à parties égales avec ladite solution de CarbopolTM 974P prête à l'emploi à 4 mg/ml. Exemple 13 : Production de vaccins ADN Une solution d'ADN contenant un ou plusieurs plasmides pJCA161 à pJCA165 (exemples 3 et 4) est concentrée par précipitation éthanolique comme décrit dans Sambrook et al (1989). Le culot d'ADN est repris par une solution de NaCI 0.9% de façon à obtenir une concentration de 1 mg/ml. Une solution de DMRIEDOPE à 0,75mM est préparée par reprise d'un lyophilisât de DMRIE-DOPE par un volume adapté d'H20 stérile (DMRIE ou N-(2-hydroxyéthyl)-N,N-diméthyl-2,3bis(tetradécyloxy)-1-propanammonium (WO-A-9634109) ; DOPE ou dioléoylphosphatidyl-éthanolamine (Behr J. P., 1994, Bioconjugate Chemistry, 5,382- 389)). La formation des complexes ADN plasmidique-lipide est réalisée par dilution à parties égales de la solution de DMRIE-DOPE 0. 75 mM par la solution d'ADN à 1 mg/ml dans NaCI 0. 9%. La solution d'ADN est introduire progressivement à l'aide d'une aiguille sertie 26G le long de la paroi du flacon contenant la solution de lipide cationique de façon à éviter la formation de mousse. On procède à une agitation douce dès que les deux solutions sont mélangées. On obtient en final une composition comprenant 0,375 mM de DMRIE-DOPE et 500 g/ml de plasmide. Il est souhaitable que l'ensemble des solutions utilisées soient à température ambiante pour l'ensemble des opérations décrites ci-dessus. On laisse la complexation ADN/DMRIE-DOPE se mettre en place à température ambiante pendant 30 minutes avant de procéder à l'immunisation des animaux. Exemple 14 : Contrôle sur bovins Le vaccin contre le virus aphteux A24, obtenu à l'exemple 11à partir des capsides virales vides exprimées par vV109, est administré à un groupe de 6 bovins. L'injection est réalisée par voie sous-cutanée, de chaque côté du cou, face aux épaules. Les 5 premiers animaux reçoivent une dose de 5 ml (2 x 2,5 ml), le 6ème animal reçoit 4 ml (2 x 2,0 ml). Ce 6eme animal est tatoué à l'oreille UC10 #. Une deuxième injection est administrée par voie sous-cutanée de chaque côté du cou à chaque animal 31 jours après la primo-vaccination (4 ml pour les 5 premiers animaux (2 x 2,0 ml) et 0,5 ml (2 x 0,25 ml) pour le 6ème animal). Des prélèvements sanguins sont pratiqués sur les animaux vaccinés à JO (jour de la primo-vaccination), J6, J13, J20, J31, J38, J42, J52 et immédiatement avant leur sacrifice. Tous les animaux vaccinés et 2 animaux contrôles non-vaccinés sont éprouvés par voie intradermolinguale (10 x 0,10 ml par langue) avec des virus aphteux A24 à un titre de 104,4 doses infectieuses/ml (titre sur cellules thyroïdiennes de bovin). L'épreuve a lieu 42 jours après la primo-vaccination. Un suivi des températures (tableau 2) et des signes de fièvre aphteuse (tableau 1) au niveau de la langue, de la bouche et des pieds est assuré quotidiennement pour chaque animal. Les titres en anticorps neutralisants anti-virus aphteux A24 sont suivis (Figure 1). Tableau 1 : Suivi des signes cliniques de fièvre aphteuse sur les bovins après épreuve virulente Animal / jour après 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 épreuve Vacciné UC6 TO T1 T1 T1 T1 T1 ND T1 TO ND TO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO Vacciné UC7 TO T1 T1 T1 T1 T1 ND T1 TO ND TO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO Vacciné UC8 TO T1 T1 T1 T1 T1 ND T1 TO ND TO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO Vacciné UC9 TO T1 T1 T1 T1 T1 ND T1 TO ND TO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO Vacciné UC10 TO T1 T1 T1 T1 T1 ND T1 TO ND TO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO Vacciné UC11 TO T1 T1 T1 T1 T1 ND T1 TO ND TO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO Contrôle UC79 TO T1 T2 T2 T2 T2 T2 T2 T2 T2 T2 4FO 4FO 4FO 4FO 4FO 4F+ 4F+ 4F+ 4F+ 4F+ 4F+ Contrôle UC80 T0 T1 T2 T2 T2 T2 T2 T2 T2 T2 T2 4FO 4FO 4FO 4FO 4F0 4F+ 4F+ 4F+ 4F+ 4F+ 4F+ Significations des codes : TO : langue saine, aucun signe de réplication virale, aucune trace aux points d'injection T1 : langue saine, aucun signe de réplication virale, uniquement des trauma aux points d'injection T2 : présence de lésions primaires sur la langue T3 : présence de lésions primaires et secondaires sur la langue ou sur d'autres régions de la bouche 4FO : aucun signe de fièvre aphteuse au niveau des 4 pieds 4F+ : présence de vésicules sur les 4 pieds. ND : pas d'examen clinique pratiqué Ces résultats montrent que les animaux vaccinés sont tous protégés contre une infection par le virus aphteux A24, même localement au niveau des points d'injection. Le bovin UC10 qui a reçu une injection de rappel plus faible que les autres est également protégé. A l'inverse, les animaux contrôles sensibles à l' infection par le virus, développent la maladie de façon visible dans la bouche dès le deuxième jour après épreuve et sur les pieds dès le cinquième jour après épreuve. Tableau 2: suivi des températures (en C) des bovins après épreuve virulente Animal / jour après 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 épreuve Vacciné UC6 38,6 38,6 38,2 37,9 38,2 38,6 38,5 38,7 38,5 39,1 I 39,1 Vacciné UC7 38,7 38,5 38,4 38,2 38,3 38,2 38,3 38,5 38,6 38,4 38,0 Vacciné UC8 38,3 39,0 38,3 38,5 38,6 38,6 38,5 38,3 38,2 ! 38,0 38,6 Vacciné UC9 38,8 38,7 39,0 38,6 38,4 38,5 38,3 38,4 38,6 38,8 39,0 Vacciné UC10 39,3 38,8 38,9 38,6 38,6 38,7 38,8 39,0 38,7 39,2 39,1 Vacciné UC11 38,6 38,8 38,4 38,3 38,3 38,0 38,2 38,0 38,3 38,7 38,8 Contrôle UC79 39,0 40,7 41,0 39,5 39,6 38,8 38,4 38,6 38,4 38,6 38,8 Contrôle UC80 39,1 39,8 40,6 39,9 39,4 38,9 38,6 38,5 38,9 38,8 38,6 Ces résultats montrent que les bovins vaccinés ne présentent pas d'hyperthermie, même le bovin UC10 qui a reçu une injection de rappel plus faible que les autres. A l'inverse, les bovins contrôles présentent une hyperthermie, dont le maximum apparaît deux jours après l'épreuve, puis un retour à des températures corporelles normales. La Figure 1 montre que les bovins vaccinés développent une forte réponse en anticorps neutralisants anti-virus aphteux A24 avec un premier pic à environ 13 jours après la primo-vaccination. Après l'injection de rappel, une forte réponse en anticorps neutralisants est observée. Ceci est également observé chez le bovin UC10 qui a reçu une injection de rappel plus faible que les autres. Après épreuve le titre en anticorps n'augmente pas ce qui indique que le virus FDMV A24 ne se réplique pas suffisamment pour stimuler la réponse en anticorps. En conclusion, le vaccin contre la fièvre aphteuse A24 réalisé à partir de capsides virales vides obtenues de vecteurs d'expression recombinés virus de la vaccine induit une réponse immunitaire primaire et secondaire chez les bovins. Après épreuve, ces bovins sont totalement protégés contre la fièvre aphteuse et contre une réplication virale. Exemple 15 : Mutagenèse sur la construction A10 Une mutagenèse dirigée sur la construction A10 est effectuée au moyen d'oligonucléotides et de réactions d'ACP dans le but de remplacer le codon codant pour l'histidine 179 (position dans la polyprotéine codée par le plasmide pJCA161, exemple 3 ; la méthionine initiatrice étant numérotée 1) par un codon codant pour une cystéine. Une réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA161 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA309 (37 mer) (SEQ ID NO 5) et JCA330 (27 mer) (SEQ ID NO 26) : 5' TGAGTCCACCAGGCACCCGAAGACACC 3' pour amplifier un fragment de 559 pb. Ce fragment est appelé fragment L. Les conditions du premier cycle de la réaction d'ACP sont 95 C pendant 2 min, puis 62 C pendant 2 min et 72 C pendant 3 min. Les conditions des 35 cycles suivants de la réaction d'ACP sont les mêmes que celles décrites dans l'exemple 6. Une deuxième réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA161 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA331 (27 mer) (SEQ ID NO 27) : 5' GGTGTCTTCGGGTGCCTGGTGGACTCA 3' et JCA332 (36 mer) (SEQ ID NO 28) : 5' AAAGTCTTTGCCGGCGCTAGCCGACACTAACAAGGT 3' pour amplifier un fragment de 1020 pb. Ce fragment est appelé fragment M. Les conditions de la réaction d'ACP sont les mêmes que celles décrites dans l'exemple 6. Une troisième réaction ACP est réalisée en utilisant les fragments L et M comme matrice, et les oligonucléotides JCA309 (SEQ ID NO 5) et JCA332 (SEQ ID NO 28) pour amplifier un fragment de 1552 pb. Les conditions de la réaction d'ACP sont les mêmes que celles décrites dans l'exemple 6. Ce fragment est ensuite digéré à l'aide de EcoRV et de Nhel, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRV-Nhel de 1527 pb. Ce fragment est appelé fragment N. Le plasmide pJCA161 est digéré par Nhel puis par EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Nhel-EcoRV d'environ 6800 pb. Ce fragment et le fragment N sont ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA176 (8327 pb). Ce plasmide contient un insert codant pour la partie de la polyprotéine A10 suffisante pour générer des protéines de capside mutées thermostables capables de s'auto-assembler. Le plasmide pJCA176 est utilisé pour la construction d'un virus recombiné vaccine selon l'exemple 8, le fragment EcoRV-Bglll étant obtenu dans ce cas à partir du plasmide pJCA176 et non pas à partir du plasmide pJCA161 Le virus recombiné ainsi obtenu est appelé vV110. Exemple 16 : Mutagenèse sur la construction 01 K Une mutagenèse dirigée sur la construction 01 K est effectuée au moyen d'oligonucléotides et de réactions d'ACP comme cela est décrit dans l'exemple 15, dans le but de remplacer le codon codant pour la sérine 179 (position dans la polyprotéine codée par le plasmide pJCA162, exemple 4 ; la méthionine initiatrice étant numérotée 1) par un codon codant pour une cystéine. Une réaction d'ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA162 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA305 (37 mer) (SEQ ID NO 1) et JCA333 (27 mer) (SEQ ID NO 29) : 5' CGAGTCAGTCAGGCAGCCGTAGACACC 3' pour amplifier un fragment de 559 pb. Ce fragment est appelé fragment O. Une deuxième réaction d'ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA162 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA334 (27 mer) (SEQ ID NO 30) : 5' GGTGTCTACGGCTGCCTGACTGACTCG 3' et JCA335 (36 mer) (SEQ ID NO 31) : 5' AGACGTCCGTGTGTTGGCGCCTCTGGATCTGTGTTT 3' pour amplifier un fragment de 1147 pb. Ce fragment est appelé fragment P. Une troisième réaction ACP est réalisée en utilisant les fragments # et P comme matrice, et les oligonucléotides JCA305 (SEQ ID NO 1) et JCA335 (SEQ ID NO 31) pour amplifier un fragment de 1679 pb. Ce fragment est ensuite digéré à l'aide de EcoRV et de Narl, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRV-Narl de 1654 pb. Ce fragment est appelé fragment Q. Le plasmide pJCA162 est digéré par Narl puis par EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Narl-EcoRV d'environ 6670 pb. Ce fragment et le fragment Q sont ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA177 (8327 pb). Ce plasmide contient un insert codant pour la partie de la polyprotéine 01 K suffisante pour générer des protéines de capside mutées thermostables capables de s'auto-assembler. Le plasmide pJCA177 est utilisé pour la construction d'un virus recombiné vaccine selon l'exemple 9, le fragment EcoRV-Bglll étant obtenu dans ce cas à partir du plasmide pJCA177 et non pas à partir du plasmide pJCA162 Le virus recombiné ainsi obtenu est appelé vV111. *Exemple 17 : Mutagenèse sur la construction C Spain Olot Une mutagenèse dirigée sur la construction C Spain Olot est effectuée au moyen d'oligonucléotides et de réactions d'ACP comme cela est décrit dans l'exemple 15, dans le but de remplacer le codon codant pour la glycine 179 (position dans la polyprotéine codée par le plasmide pJCA163, exemple 4 ; la méthionine initiatrice étant numérotée 1) par un codon codant pour une cystéine. Une réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA163 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA313 (37 mer) (SEQ ID NO 9) et JCA336 (27 mer) (SEQ ID NO 32) : 5' TGACTTGACGAGGCACCCGTAAACACC 3' pour amplifier un fragment de 559 pb. Ce fragment est appelé fragment R. Une deuxième réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA163 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA337 (27 mer) (SEQ ID NO 33) : 5' GGTGTTTACGGGTGCCTCGTCAAGTCA 3' et JCA338 (36 mer) (SEQ ID NO 34) : 5' GTAGTACTGGGCCAAGCCGGCCAAGTAGGTGTTTGA 3' pour amplifier un fragment de 681 pb. Ce fragment est appelé fragment S. Une troisième réaction ACP est réalisée en utilisant les fragments R et S comme matrice, et les oligonucléotides JCA313 (SEQ ID NO 9) et JCA338 (SEQ ID NO 34) pour amplifier un fragment de 1213 pb. Ce fragment est ensuite digéré par EcoRV et Nael, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRV-Nael d'environ 1190 pb. Ce fragment est appelé fragment T. Le plasmide pJCA163 est digéré par Nael puis par EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Nael-EcoRV d'environ 7120 pb. Ce fragment et le fragment T sont ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA178 (8312 pb). Le plasmide pJCA178 contient un insert codant pour la partie de la polyprotéine C Spain Olot suffisante pour générer des protéines de capside mutées thermostables capables de s'auto-assembler. Le plasmide pJCA178 est utilisé pour la construction d'un virus recombiné vaccine selon l'exemple 9, le fragment EcoRV-Bglll étant obtenu dans ce cas à partir du plasmide pJCA178 et non pas à partir du plasmide pJCA163 Le virus recombiné ainsi obtenu est appelé vV112. Exemple 18 : Mutagenèse sur la construction A24 Une mutagenèse dirigée sur la construction A24 est effectuée au moyen d'oligonucléotides et de réactions d'ACP comme cela est décrit dans l'exemple 15, dans le but de remplacer le codon codant pour l'histidine 179 (position dans la polyprotéine codée par le plasmide pJCA164, exemple 4; la méthionine initiatrice étant numérotée 1) par un codon codant pour une cystéine. Une réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA164 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA317 (37 mer) (SEQ ID NO 13) et JCA339 (27 mer) (SEQ ID NO 35) : 5' CGAGTCCACCAAGCATCCAAAGACACC 3' pour amplifier un fragment de 559 pb. Ce fragment est appelé fragment U. Une deuxième réaction ACP est réalisée en utilisant le plasmide pJCA164 comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA340 (27 mer) (SEQ ID NO 36) : 5' GGTGTCTTTGGATGCTTGGTGGACTCG 3' et JCA341 (36 mer) (SEQ ID NO 37) : 5' CCCAGGGTAGTTAGTCCTAGGCGGGTTGTACACCTT 3' pour amplifier un fragment de 507 pb. Ce fragment est appelé fragment V. Une troisième réaction ACP est réalisée en utilisant les fragments U et V comme matrice, et les oligonucléotides JCA317 (SEQ ID NO 13) et JCA341 (SEQ ID NO 37) pour amplifier un fragment de 1039 pb. Ce fragment est ensuite digéré par EcoRV et Blnl, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment EcoRV-Blnl d'environ 1014 pb. Ce fragment est appelé fragment W. Le plasmide pJCA164 est digéré par Blnl puis par EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Blnl-EcoRV d'environ 7360 pb. Ce fragment et le fragment W sont ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA179 (d'une taille d'environ 8400 pb). Ce plasmide contient un insert codant pour la partie de la polyprotéine A24 suffisante pour générer des protéines de capside mutées thermostables capables de s'auto-assembler. Le plasmide pJCA179 est utilisé pour la construction d'un virus recombiné vaccine selon l'exemple 9, le fragment EcoRV-Bglll étant obtenu dans ce cas à partir du plasmide pJCA179 et non pas à partir du plasmide pJCA164 Le virus recombiné ainsi obtenu est appelé vV113. Exemple 19: Production et purification des capsides virales vides thermostables Les capsides virales vides modifiées sous-types A10, 01 K, C Spain Olot et A24 sont obtenues en procédant de manière identique à ce qui est décrit dans l'exemple 10, en remplaçant les virus recombinés de la vaccine vV108 par respectivement vV110 (exemple 15), vV111 (exemple 16), vV112 (exemple 17) et vV113 (exemple 18). Exemple 20 : Contrôle de thermostabilité 10 tubes contenant des capsides virales vides modifiées (exemple 19) de virus aphteux A10 sont préparés et quantifiés. Chaque tube contient 0,8 g de capsides dans 0,5 ml de tampon phosphate à pH7,6. Ces 10 tubes sont placés dans un bain-marie à 50 C pendant 1 heure. Ils sont ensuite refroidis. Chaque échantillon de capsides est déposé sur un gradient de saccharose (15-35%) et centrifugé pendant 2,5 heures à 12 C (40 000 rpm avec un rotor Beeckman SW40). Chaque gradient obtenu est alors fractionné en 12 fractions de 1 ml. 0,5 ml de chaque fraction est précipité en présence d'1ml d'éthanol absolu à -20 C pendant 16 heures. Le culot est collecté, séché, resuspendu dans un tampon de chargement (Maniatis et al., 1982, in : Molecular cloning : a laboratory manual , Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, NY, USA) et déposé sur un gel d'électrophorèse SDS-PAGE 10% d'acrylamide. Les bandes des protéines après transfert sont révélées par un anticorps polyclonal de cobaye anti-140S A10 réagissant essentiellement avec la protéine VP1. Les capsides vides migrent dans le gradient au niveau des fractions 7 et 8 alors que les capsides vides dégradées restent près du sommet du gradient au niveau de la fraction 11. Le Western (Figure 2) montre que les capsides vides correspondant au mutant sont toujours assemblées après 1 h à 50 C (gel A) alors que les capsides vides non mutées sont dégradées, n'ayant pas résistées au traitement thermique (gel B) comme on peut s'y attendre. Exemple 21 : Production de vaccins sous-unités contenant des capsides vides thermostables de virus aphteux Les vaccins contenant des capsides virales vides modifiées des sous-types 01 K, A10, C Spain Olot et A24 de virus aphteux sont obtenues en procédant de manière semblable à ce qui est décrit dans l'exemple 11, en remplaçant les capsides virales vides non-modifiées par les capsides virales vides modifiées (exemple 19). Il doit être bien compris que l'invention définie par les revendications annexées n'est pas limitée aux modes de réalisation particuliers indiqués dans la description ci-dessus, mais englobe les variantes qui ne sortent ni du cadre ni de l'esprit de la présente invention. REVENDICATIONS 1. Vaccin contre la fièvre aphteuse, utilisant comme antigène une quantité efficace de capsides vides du virus aphteux, ces capsides vides étant obtenues par l'expression, en cellules eucaryotes, de l'ADNc de la région P1 du génome du virus aphteux codant pour la capside et de l'ADNc de la région du génome du virus aphteux codant pour la protéase 3C, le vaccin comprenant en outre un véhicule ou excipient pharmaceutique acceptable sur le plan vétérinaire. 2. Vaccin selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'ADNc codant pour P1 code aussi pour tout ou partie de 2A. 3. Vaccin selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que l'ADNc codant pour 3C code aussi pour tout ou partie des protéines 3B. 4. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que les capsides vides sont présentes dans le vaccin comme sous-unités. 5. Vaccin selon la revendication 4, caractérisé en ce que les capsides vides sous forme de sous-unités sont obtenues par expression de l'ADNc en cellules eucaryotes, par un vecteur d'expression in vitro, sous la dépendance d'un promoteur inductible ou d'un promoteur tardif d'origine virale. 6. Vaccin selon la revendication 5, caractérisé en ce que le promoteur est choisi dans le groupe consistant en promoteur du bactériophage T7, promoteur heat-shock, promoteur métallothionéine et promoteurs inductibles par l'ecdysone ou par les stéroïdes. 7. Vaccin selon la revendication 6, caractérisé en ce que le promoteur est le promoteur du bactériophage T7 et les capsides vides sous forme de sous- unités sont obtenues par expression de l'ADNc en présence de l'expression de polymérase T7. 8. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 5 à 7, caractérisé en ce que les vecteurs d'expression sont choisis parmi les vecteurs viraux, de préférence les poxvirus, notamment le virus de la vaccine, et les vecteurs plasmidiques, ou la cassette d'expression est intégrée dans la cellule eucaryote. 9. Vaccin selon la revendication 8; caractérisé en ce que le vecteur est un poxvirus et le promoteur tardif d'origine virale est choisi dans le groupe consistant en P11 K du virus de la vaccine, P28K du virus de la vaccine et P160K ATI du virus cowpox. 10. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 5 à 9 , caractérisé en ce que les cellules eucaryotes sont des cellules de lignée, de préférence cellules BHK-21, CHO, COS, RK13, Vero, MDBK ou PK15. 11. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 4 à 10, caractérisé en ce qu'il est formulé avec un milieu permettant la conservation des capsides vides, notamment du type DMEM. 12. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 4 à 11, caractérisé en ce qu'il comprend un adjuvant. 13. Vaccin selon la revendication 12, caractérisé en ce qu'il comprend à titre d'adjuvant de l'hydroxyde d'alumine, de la saponine, de l'avridine, du DDA, un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, un polymère d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, du GM-CSF, ou en ce qu'il est formulé sous forme d'une émulsion eau-dans-huile, huile-dans-eau ou eau-dans-huile- dans-eau. 14. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression contenant l'ADNc de façon à produire les capsides in vivo. 15. Vaccin selon la revendication 14, caractérisé en ce que le vecteur est un vecteur viral ou un vecteur plasmidique. 16. Vaccin selon la revendication 15, caractérisé en ce que le vecteur viral est choisi dans le groupe consistant en poxvirus, notamment virus de la vaccine, avipox tel que fowlpox et canarypox, racoonpox, swinepox, capripox ; adénovirus, herpèsvirus. 17. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 14 à 16, caractérisé en ce que l'ADNc est exprimé par un vecteur viral sous le contrôle d'un promoteur tardif d'origine virale. 18. Vaccin selon la revendication 17, caractérisé en ce que le vecteur est un poxvirus et le promoteur tardif d'origine virale est choisi dans le groupe consistant en P11K du virus de la vaccine, P28K du virus de la vaccine et P 160K ATI du virus cowpox. 19. Vaccin selon la revendication 14, caractérisé en ce que l'ADNc est exprimé par un vecteur plasmidique, sous la dépendance d'un promoteur fort précoce d'origine virale ou d'origine cellulaire, de préférence le promoteur précoce du cytomégalovirus CMV-IE. 20. Vaccin selon la revendication 19, caractérisé en ce que l'ADNc est exprimé par un vecteur plasmidique, sous la dépendance d'un promoteur choisi parmi le promoteur précoce ou tardif du virus SV40, le promoteur LTR du virus du Sarcome de Rous, le promoteur d'un gène du cytosquelette, tel que le promoteur de la desmine ou le promoteur de l'actine. 21. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 14 à 20, caractérisé en ce que le vaccin est formulé avec une solution saline NaCI à 9 pour 1000 ou un tampon phosphate. 22. Vaccin selon l'une quelconque des revendications 14 à 21, caractérisé en ce que le vaccin comprend un adjuvant. 23. Vaccin selon la revendication 22, caractérisé en ce que le vaccin comprend un vecteur plasmidique et l'adjuvant comprend un lipide cationique contenant un sel d'ammonium quaternaire, de formule : dans laquelle R1 est un radical aliphatique linéaire, saturé ou insaturé, ayant 12 à 18 atomes de carbone, R2 est un autre radical aliphatique, renfermant 2 ou 3 atomes de carbone, et X un groupement hydroxyle ou amine. 24. Vaccin selon la revendication 23, caractérisé en ce que l'adjuvant comprend du DMRIE, de préférence associé avec un lipide neutre, notamment le DOPE, pour former le DMRIE-DOPE. 25. Vaccin selon la revendication 22, caractérisé en ce que le vaccin comprend un vecteur viral et l'adjuvant comprend un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, ou un polymère d'anhydride maléique et de dérivé alcényle. 26. Vaccin selon la revendication 13 ou 25, caractérisé en ce que l'adjuvant comprend du carbomère. 27. Vaccin selon la revendication 22, caractérisé en ce que l'adjuvant comprend du GM-CSF. 28. Vaccin selon la revendication 22, caractérisé en ce que qu'il comprend un vecteur exprimant in vivo du GM-CSF.