FR 2802213 A1 20010615 FR 9915777 A 19991214 Bactérie Rickettsia pulicis méthode de diagnostic sérologique La présente d'invention concerne le domaine microbiologique, notamment le domaine du diagnostic microbiologique. Plus précisément l'invention concerne une méthode concernant l'isolement d'une bactérie provisoirement nommée comme Rickettsia pulicis ainsi que l'utilisation de la souche pour la réalisation d'un test sérologique. L'invention concerne en effet une méthode pour le diagnostic sérologique in vitro des infections à Rickettsia pulicis ainsi qu'un dispositif pour la mise en #uvre de cette méthode. L'invention concerne également une trousse pour la détection in vitro de la bactérie. Cette bactérie avait été détectée dans des puces, aux Etats Unis par des réactions indirectes la coloration par la méthode de Gimenez qui colore les Rickettsies, par des anticorps dirigés contre les Rickettsies et par la mise en évidence de séquences de gènes spécifiques de rickettsie pour cette bactérie. Elle avait été nommée à cette époque ELB agent [Adams JR., Am. J. Trop. Med Hyg.,1990 ; 43 :400-409]. Des gènes communs à l'ensemble des Rickettsies ont pu être amplifiés chez cette bactérie et séquences et montrer que cette bactérie était originale. Cette bactérie est considérée comme étant un des éléments expliquant la très grande fréquence de Rickettsioses à puce en Californie [Schriefer ME., J. Med. Entomol., 1994 ; 31 : 681-5]. Une observation [Schriefer ME., J. Clin. Microbiol., 1994 ; 32 :949-54] a été rapportée d'infection chez l'homme liée à cette bactérie. Cette bactérie a fait l'objet de nombreuses tentatives de culture jusqu'à ce jour sans succès. Les tentatives de culture ont été réalisées sur animaux (souris) puis sur culture cellulaire (cellules VERO et cellule L229) [Higgins JA., J. Clin. Microbiol., 1996 ; 34 :671-4 ; Radulovic S., Infect. Immun., 1995 ; 63:4826-9 ; Radulovic S., Antimicrobial. Agent. Chemother., 1995 ; 39 : 2564-6]. Ces trois publications ont rapporté la culture de la bactérie en question qui a été dénommée Rickettsia felis. Ces publications n'ont cependant pas été confirmées et aucune souche n'est disponible dans les laboratoires qui ont prétendu avoir isolé cette bactérie. Les envois réalisés par ces laboratoires ont comporté soit des prélèvements dépourvus de toutes rickettsie soit des prélèvements contaminés avec une autre rickettsie, Rickettsia typhi. Les analyses par SDS PAGE révèlent que la souche ainsi isolée par ces auteurs qui a été nommée R. felis était en fait R. typhi. C'est pourquoi la bactérie selon la présente invention qui est en réalité le premier isolat de l'ELB agent a été dénommée provisoirement Rickettsia pulicis . Il n'existait donc avant la présente invention aucune possibilité de réaliser une réaction sérologique et par ailleurs aucun isolat de cette bactérie n'était disponible dans aucune collection ni aucun laboratoire. En revanche, de nombreuses puces sont infectées naturellement et il existe des collections de puces qui sont infectées à 100% du fait de la transmission systématique de cette bactérie de la mère à sa descendance. Les inventeurs ont mis au point une méthode spécifique et originale pour la culture de la bactérie Rickettsia pulicis . Les bactéries du genre Rickettsia sont usuellement cultivées à 37 C pour les bactéries du groupe typhus et à 32 C pour les bactéries du groupe boutonneux [Weiss E. Annu. Rev.Microbiol.1982 ; 36 ; 345-70]. Les tentatives de culture sur cellules de mammifères VERO L929, HEL et MRC5 ou d'oiseaux, à 37 et à 32 se sont montrées inefficaces. Les inventeurs ont découvert que de façon surprenante, la culture des cellules hôtes doit être réalisée à une température inférieure à 30 C, de préférence 25 à 30 C, de préférence encore à 28 C. Les inventeurs ont réalisé l'inoculation de broyat de puces sur des cellules de Xenopus laevis de la lignée XTC-2 cultivées à 28 C. La bactérie est obtenue après 14 à 28 jours de culture; 19/20 des puces qui étaient positives par détection génomique (PCR) ont été cultivées avec succès par cette méthode qui a donc un ratio de succès de 95%. La bactérie de référence isolée (URRWFXCal2) a été établie et actuellement 10 passages ont été obtenus. La bactérie isolée présente les caractéristiques génétiques décrites pour l'agent ELB et pour Rickettsia felis en ce qui concerne les gènes de la cytrate synthase et de l'ARN 16S (respectivement accès Gen Bank U 33922 et L28944). La présente invention est donc relative à cette bactérie Rickettsia pulicis ainsi isolée qui est établie en culture en tant que source d'antigènes. Par "établie en culture", on entend que la bactérie est obtenue de manière reproductible et se multiplie au cours du temps par repiquages successifs sur culture de cellules. Plus particulièrement la présente invention a pour objet une bactérie Rickettsia pulicis isolée et établie en culture sur culture cellulaire à température de 25 à 30 , de préférence 28 C. Plus particulièrement encore, la bactérie Rickettsia pulicis selon l'invention est cultivée sur cellule de Xenopus laevis, lignée XTC-2. Dans un mode de réalisation, la méthode d'isolement selon l'invention comprend les étapes suivantes : 1) on réalise une culture de cellules de préférence de cellules de Xenopus laevis lignée XTC-2, à la température de culture de 25 à 30 C de préférence 28 C, et 2) les bactéries sont inoculées par centrifugation du broyat de puces ou tout autre prélèvement d'origine humaine ou animale infecté par lesdites bactéries sur la couche de cellules en culture de l'étape 1, et incubation à 25 à 30 C, de préférence 28 C, jusqu'à détection d'une croissance bactérienne, 3) les bactéries sont établies en culture par repiquages successifs sur des cellules en culture. Les bactéries peuvent être purifiées par centrifugation du surnageant de culture des cellules de l'étape 3 visée ci-dessus. La présente invention a également pour objet un anticorps spécifique dressé contre un antigène de la bactérie selon l'invention ; plus particulièrement un anticorps polyclonal d'origine animale, notamment une immunoglobuline de souris ou de lapin. La présente invention a également pour objet la détection d'un anticorps spécifique d'une immunoglobuline humaine reconnaissant la dite bactérie, de préférence IgG, IgM ou IgA, et plus particulièrement une immunoglobuline animale, notamment une immunoglobuline anti-humaine de chèvre. La présente invention a également pour objet une culture cellulaire d'une bactérie selon l'invention et plus particulièrement des cellules de Xenopus laevis, de préférence des cellules XTC-2. Une bactérie selon l'invention a été déposée à la CNCM (Collection Nationale de Culture de Micro-organismes de l'Institut Pasteur-Paris) le 8 décembre 1999 sous le n d'enregistrement I-2363, identifiée comme Rickettsia pulicis (URRWFX cal 2) sous forme de culture cellulaire de cellules XTC-2 infectées. Une culture de cellules saines XTC-2 (non infectées) a été déposée à la CNCM le 8 décembre 1999 sous le n I-2364. La présente invention est aussi relative à l'utilisation d'une bactérie, d'une culture ou d'un anticorps spécifique selon l'invention, dans une méthode de diagnostic in vitro de maladies liées à des infections par la bactérie Rickettsia pulicis, ainsi qu'à une méthode pour le diagnostic sérologique de l'infection à bactérie Rickettsia pulicis selon l'invention, qui comprend la mise en contact du sérum ou de tout autre liquide biologique d'un patient avec ladite bactérie et la détection d'une réaction immunologique. Plus particulièrement, la présente invention a pour objet une méthode de diagnostic sérologique in vitro des infections à Rickettsia pulicis, dans laquelle on met en contact la bactérie selon l'invention, une culture selon l'invention ou un anticorps spécifique selon l'invention, avec un échantillon provenant du patient consistant dans un sérum, un fluide biologique, des puces ou un prélèvement humain. La méthode selon l'invention comprend l'étape consistant essentiellement à détecter une réaction immunologique entre un anticorps spécifique de la bactérie suivant l'invention et un antigène de ladite bactérie, ou entre un anticorps spécifique d'une immunoglobuline selon l'invention reconnaissant ladite bactérie et une dite immunoglobuline humaine reconnaissant ladite bactérie. Dans un mode de réalisation, la méthode de diagnostic selon l'invention comprend : - le dépôt dans ou sur un support solide d'une solution de bactérie selon l'invention, notamment de 0,5 à 5 l, de préférence 1 l de ladite solution contenant ladite bactérie ; - l'introduction dans ou sur ledit support du sérum ou du fluide biologique à tester dilué; - l'introduction dans ou sur le support d'une solution d'un anticorps marqué, notamment une immunoglobuline anti-humaine animale spécifique de l'immunoglobuline humaine de type IgG, IgM ou IgA, reconnaissant ladite bactérie l'observation d'une période d'incubation ; le rinçage éventuel du support solide et la détection proprement dite de la réaction immunologique entre un anticorps humain reconnaissant ladite bactérie et ladite immunoglobuline antihumaine. Comme support solide, on peut utiliser tout dispositif adapté à la manipulation de suspensions cellulaires et bactériennes et notamment des tubes, des lames de verre, des tubes Bijoux ou des plaques rigides de microtitrage en polyéthylène, polystyrène, chlorure de polyvinyle ou nitrocellulose comportant des micropuits, les lames de verre étant préférées. L'anticorps humain détecté est une immunoglobuline, notamment de type G, M ou A, spécifique de la bactérie selon l'invention. Avantageusement, la méthode de diagnostic de l'invention met en #uvre un dosage immunoenzymatique de type ELISA ou un dosage immunofluorescent. Comme type de marquage de l'immunoglobuline anti-humaine, on utilise donc avantageusement un marquage enzymatique, radioactif ou fluorescent, ce dernier type de marquage étant préféré. L'expression marquage fluorescent signifie que l'anticorps a été rendu fluorescent par couplage ou complexation avec un agent fluorescent approprié tel que l'iso(thio)cyanate de fluorescéine. L'expression marquage radioactif signifie que l'anticorps porte un isotope radioactif permettant de le doser par comptage de la radioactivité qui lui est associée, l'isotope pouvant être porté soit sur un élément de la structure de l'anticorps, par exemple les résidus de tyrosine constitutifs, soit sur un radical approprié qui lui a été fixé. L'expression marquage enzymatique signifie que l'anticorps spécifique est couplé ou complexé à une enzyme qui, associée à l'emploi de réactifs appropriés, permet une mesure quantitative de cet anticorps spécifique. Le substrat et les réactifs sont choisis de sorte que le produit final de la réaction ou de la séquence de réactions provoquée par l'enzyme et mettant en #uvre ces substances soit : ou bien une substance colorée ou fluorescente qui diffuse dans le milieu liquide environnant l'échantillon testé et qui fait l'objet, soit de la mesure finale spectrophotométrique ou fluorimétrique, respectivement, soit d'une évaluation à l'oeil ; éventuellement par rapport à une gamme de teintes étalonnées, - ou bien une substance colorée insoluble qui se dépose sur l'échantillon testé et qui peut faire l'objet, soit d'une mesure photométrique par réflexion, soit d'une évaluation à l'oeil, éventuellement par rapport à une gamme de teintes étalonnées. Lorsque l'on utilise un anticorps rendu fluorescent, la fluorescence associée à l'échantillon testé est lue directement sur un appareil approprié. Lorsqu'on utilise une sonde radioactive, comme par exemple l'iode 125, la radioactivité associée à l'échantillon testé est complétée dans un compteur gamma selon toute modalité appropriée et par exemple après solubilisation des cellules par une solution alcaline (par exemple une solution de soude) et récupération de la solution contenant la radioactivité à l'aide d'un tampon absorbant. Lorsque l'on utilise une enzyme sur l'anticorps spécifique, l'apparition d'un produit coloré ou fluorescent est obtenue en ajoutant une solution contenant le substrat de l'enzyme et un ou plusieurs réactifs auxiliaires permettant d'obtenir finalement comme produit de réaction, soit un produit coloré soluble dans le milieu, soit un produit coloré insoluble, soit un produit fluorescent soluble, comme cela a été expliqué précédemment. On mesure ensuite le signal lumineux provenant des échantillons ainsi traités, à l'aide de l'appareillage adapté à chaque cas : photomètre en transmission, ou en réflexion ou fluorimètre respectivement. Alternativement, on peut aussi évaluer à l'oeil la coloration obtenue, en s'aidant éventuellement d'une gamme de solutions colorées étalonnées. En utilisant comme enzyme la phosphatase alcaline, le couplage de cette enzyme avec l'anticorps spécifique est effectué selon la méthode proposée par Boehringer Mannheim-Biochemica. Les substrats préférentiels de cette enzyme sont le paranitrophénylphosphate pour une lecture fluorométrique ou le bromo-5 chloro-4-umbelliféryl phosphate pour une lecture fluorométrique ou le bromo-5 chloro-4 indolyl-6 phosphate pour obtenir un produit de réaction coloré insoluble. On peut de même utiliser comme enzyme la ss-galactosidase dont les substrats préférentiels sont l'orthonitrophényl -D-galactropyranoside ou le méthyl-4 umbelliféryl ss-D-galactopyranoside. Préférentiellement, on peut coupler les anticorps spécifiques à la péroxydase. Dans ce cas ; le procédé de couplage est dérivé de celui décrit par M.B. Wilson et P.K. Nakane in Immunofluorescence and related staining techniques, W. Knapp, K. Kolubar, G. Wicks ed. Elsevier/North Holland. Amsterdam 1978, p. 215-224. Les réactifs utilisés pour révéler la péroxydase conjuguée aux anticorps spécifiques contiennent de l'eau oxygénée, sustrat de l'enzyme, et un chromogène approprié par exemple de l'orthophénylénediamine ou l'acide azino- 2-2' bis (éthyl-3 thiazoline sulfonique-6) ou ABTS pour obtenir un produit final de réaction coloré et soluble dans le milieu ou bien la diamino-3,3' benzidine ou l'amino-3 éthyl-9 carbazole ou le chloro-4 a-naphtol pour obtenir un produit final de réaction insoluble, ou bien l'acide parahydroxyphényl propionique pour obtenir un produit de réaction fluorescent soluble dans le milieu. Un autre mode de réalisation de l'invention est l'utilisation d'anticorps spécifiques couplés à l'acétylcholinestérase. L'acétylcholinestérase est couplée à l'anticorps en utilisant préférentiellement un procédé dérivé de celui décrit dans le brevet français n 2 550 799 ou un procédé qui comporte schématiquement la préparation de fragments de l'anticorps par une technique connue, la modification de l'enzyme par réaction avec un agent hétérobifonctionnel approprié et enfin le couplage des produits ainsi obtenus. D'autres procédés connus de construction de conjugués immunoenzymatiques peuvent aussi être utilisés dans ce cas. La révélation de l'activité enzymatique spécifiquement liée à l'antigène reconnu par le conjugué à l'acéthylcholinestérase est réalisée de préfence selon la technique bien connue qui emploie l'acéthylthiocholine comme substrat de l'enzyme et le réactif d'Ellman, ou acide dithio-5,5' nitro-2 benzoïque comme chromogène, selon toute variante adaptée au cas examiné, par exemple celle décrite par Pradelles et al., dans Anal. Chem. 1985, 57 :1170-1173. Les chromogènes cités sont utilisés tels quels ou sous forme de sels solubles dans l'eau. La méthode de diagnostic sérologique de l'invention est adaptée à une utilisation dans des laboratoires de biologie et/ou d'anatomopathologie. Pour ce faire, on propose un dispositif pour la mise en oeuvre de cette méthode, qui comprend un support solide sur ou dans lequel on a déposé une solution contenant la bactérie selon l'invention, telle que définie précédemment. L'invention est aussi relative selon un autre aspect à une trousse pour la détection in vitro de Rickettsia pulicis . Cette trousse comprend comme composants : - une solution contenant Rickettsia pulicis selon l'invention, isolée et établie comme décrit ci-dessus, à titre de témoin positif; - une solution contenant un anticorps spécifique reconnaissant la bactérie selon l'invention, et/ou une solution contenant un anticorps spécifique d'une immunoglobuline humaine reconnaissant la bactérie selon l'invention, de préférence marqué ; - éventuellement, une solution de lavage. L'anticorps spécifique utilisé dans la trousse de l'invention est avantageusement marqué par une sonde radioactive, une enzyme ou un agent fluorescent. Lorsque l'anticorps spécifique est marqué par un enzyme, la trousse comprend en outre le substrat de l'enzyme et un ou plusieurs réactifs pour visualiser l'activité de l'enzyme. Lorsque l'anticorps spécifique est marqué par un agent fluorescent, on utilise de préférence l'iso(thio)cyanate de fluorescéine. Selon un mode de réalisation préféré de l'invention, on utilise comme anticorps spécifique une immunoglobuline, en particulier une immunoglobuline de souris. L'invention sera mieux comprise à l'aide de l'exposé ci-après, divisé en sections, qui concernent des expériences effectuées dans le but de réaliser l'invention, et qui sont données à titre purement illustratif. Exemple 1 Procédure d'isolement de R. pulicis sur cellules XTC 1- Primoisolement. Le primo isolement a été réalisé par la technique de centrifugation sur tubes bijoux inoculés avec la lignée de cellules de Xenopus laevis, lignée XTC-2 [Pudney M, Varma MRG, Leake CJ. Establihment of a cell line (XTC-2) from the south african clawed toad Xenopus laevis. Experimentia. 29:466-467]. Ces cellules sont cultivées sur du milieu Leibowitz-15 avec Lglutamine et L-amino-acides (Gibco, Gaithersburg, MD) additioné de 5% de sérum de veau foetal (Gibco) et de 2% de tryptose phosphate (Gibco). Les tubes bijoux (Sterilin-Felthan-England, 3. 7 ml) comportant une lamelle support de 12mm de diamètre sont inoculées avec 1 ml de milieu de culture contenant environ 50 000 cellules sont incubées à 28 C pendant 24 à48 heures de façon à obtenir un tapis de cellules sous-confluentes. L'isolement de la bactérie a été tenté sur 2 lots de puces de chat (Ctenocephalides felis). Chaque lot comportait 50 puces. Les puces ont été groupées en 20 groupes de 5 puces (groupes California 1 à 10 et Pete 1 à 10). Dans chaque groupe, les puces ont été décontaminées par une immersion de 5 min. dans de l'alcool méthylique à 70% iodée à 0. 2%. Les puces ont ensuite été rincées dans de l'eau distillée, puis congelées dans de l'azote liquide avant d'être broyées. Les puces écrasées ont ensuite été reprise avec 0,8 ml de milieu de culture et le broyat a été utilisée pour inoculer les tubes bijoux (1 par broyât). Ces tubes ont ensuite été centrifugés à 700 X g pendant 1 heure à 22 C. Le surnageant a ensuite été retiré, les tapis ont été lavés deux fois par du tampon PBS stérile, puis incubés à 28 C avec 1 ml de milieu additionné de cotrimoxazole à une concentration finale de 4 g/ml. Chaque semaine, le surnageant a été remplacé par du milieu de culture frais. Le surnageant retiré a été utilisé pour réaliser des cytocentrifugations pour coloration de Gimenez [Gimenez DF. 1964. Staining rickettsiae in yolk-sac cultures. Stain Technol. 39 :135-140]. Quand la coloration de Gimenez a permis de détecter des bactéries intracellulaires (entre J15 et J30 après l'inoculation), les cellules ont été décollées de la lamelle et inoculées sur un tapis cellulaire sous-confluent dans une boite de culture de 25-cm2 avec 5 ml de milieu de culture et incubées à 28 C. Le surnageant a été utilisé pour la détection de Rickettsia sp. par amplification et séquençage du gène de la citrate synthase. A l'exception du groupe California 1, tous les groupes étaient positifs. 2- Propagation de l'isolat. Le taux d'infection dans les boîtes de cultures cellulaires a ensuite été contrôlé tous les 2 jours par réalisation d'une coloration de Gimenez sur les cellules infectées du surnageant. Lorsque le taux d'infection a été maximal, les cultures cellulaires ont été repiquées sur des boîtes de culture de cellules XTC-2 saines sous-confluentes de 174 cm2 avec 30 ml de milieu de culture. Pour la production massive de la souche California 2 (URRWFXCal2) nous avons utilisé une technique de multiplication des cellules infectées par trypsination.Cinq à six jours après infection des cellules XTC-2 dans un boîte de culture de 174 cm2, lorsque le taux d'infection des cellules était supérieur à 80%, le surnageant de culture a été enlevé, le tapis cellulaire a été lavé par du Rinaldini puis incubé 5 minutes à 37 C avec de la trypsine à 0.05% (Gibco). Les cellules infectées ont été remises en suspension dans 150 ml de milieu de culture. Les cellules infectées ainsi diluées ont été réparties dans 5 boîtes de culture de 174 cm2 à raison de 30 ml par boîte. La même procédure a été effectuée pour chaque boîte tous les 5 jours afin de produire l'équivalent de 200 boîtes de culture de 174 cm2 afin d'obtenir du matériel en quantité suffisante pour les études ultérieures. L'absence de contaminants dans les cultures cellulaires a été vérifié tout au long de la production par mise en culture systématique des boîtes de culture récoltées sur gélose au sang et gélose trypticase soja. 3- Microscopie électronique. Des cellules infectées, inoculées 8 jours avant par la bactérie, ont été récoltées puis préparées pour l'étude en microscopie électronique. Les cellules ont été fixées dans une solution de glutaraldehyde à 2.5% en tampon PBS 0. 15 M (Biomérieux, Marcy l'étoile, France) pendant 1 h à 4 C. Les cellules ont été rincées une nuit dans le même tampon puis fixées 1 h à température ambiante dans du tetroxyde d'osmium en tampon PBS 0. 15 M. La déshydratation a été réalisée par rinçages successifs dans des solutions d'acétone (Carlo Erba, Val de Reuil, France) de concentrations croissantes. Les cellules ont ensuite été incluses en blocs d'Araldite (Fluka, st Quentin Fallavier, France). De fines sections ont ensuite été coupées à partie des blocs à l'aide d'un microtome Ultracut (Reichert-Leica, Marseille, France) puis colorées par une solution saturée d'acétate d'uranyl (Merck, Damstadt, Allemagne) en methanol et de nitrate de plomb et de citrate de sodium (Merck) en eau avant examen sur un microscope électronique Jeol 1220 (Jeol, Croissy sur Seine, France). Cet examen a permis d'observer les bactéries en localisation intracellulaire, libres dans le cytoplasme. Aucune bactérie n'a été observée dans le noyau. Exemple 2 Production and caractérisation des anticorps polyclonaux de souris. Les bactéries utilisées pour l'inoculation aux souris ont été préalablement purifiées à partir de boites de cultures cellulaires de 174 cm2 à 80% d'infection. Le surnageant a été retiré des boites, les cellules incubé 45 minutes à 30 C avec de la trypsine à 0. 5% (Gibco). Les cellules ont ensuite été reprises avec le surnageant puis lysées par 6 étapes de sonication (40 watts-1 min.). Les cellules résiduelles ont été ensuite retirée par centrifugation à 1500 rpm pendant 15 min. Le surnageant a été déposé sur une solution de sucrose à 25% en PBS. Après une centrifugation de 30 min. à 7500 rpm à 4 C, le culot contenant les bactéries a été repris dans 2 ml de PBS. Les bactéries ont enfin été purifiées par centrifugation à 25000 rpm pendant 1 h à 4 C dans un gradient de renograffine (45 à 25%). Après centrifugation, la couche correspondant aux bactéries a été récoltée et les bactéries rincée en PBS par 2 étapes de centrifugation à 10000rpm pendant 10 min. Des souris âgées de 6 à 8 semaines ont été inoculées par voie intrapéritonéale à J0, J10, J20 et J30 avec 0.5 mL d'une solution à 106/mL de bactéries purifiées et d'adjuvant complet de Freund. A J40, les souris ont été sacrifiées et le sang a été récolté par ponction intracardiaque. Après séparation, le sérum a été testé par immunofluorescence indirecte puis congelé à -20 C. Avant utilisation le sérum était dilué au 1 : 50 et adsorbé avec les cellules XTC-2 afin de retirer les anticorps anti-souris. Exemple 3 Sérodiagnostic par immunofluorescence indirecte et Western Blot 1- Préparation de l'antigène Rickettsia pulicis (URRWFXCal2) a été cultivée sur des tapis confluents de cellules XTC-2 comme décrit précédemment. R. conorii (Moroccan strain, ATCC VR 141), R. prowazekii (Brein-1) and R. typhi (Wilmington strain, ATCC VR 144) ont été cultivées sur des tapis confluents de cellules Vero dans des boites de culture cellulaires de 174 cm2 à respectivement 32 C , 35 C et 35 C. Quand 80% des cellules sont infectées, les cellules et les surnageants sont récoltés, centrifugés à 10,000 x g pendant 10 min, lavés 4 fois dans 40 ml de PBS, puis resuspendu enfin dans le plus petit volume possible d'eau distillée stérile. Le contenu final en protéine de cette solution est ensuite mesuré par spectrophotométrie ultraviolet puis ajustée à une concentration finale de 1 mg/mL avant congélation à -20 . 2- Immunofluorescence indirecte (IFA) Les 4 antigènes sont ensuite déposée à l'aide d'une plume dans chaque puits d'une lame à 30 puits (Dynatech Laboratories Ltd., Billingshurt, United Kingdom), séchés a l'air puis fixé dans de l'acétone pendant for 10 min. Tous les sérums ont été dilués au 1/4, 1/8,1/16, 1/32, 1/64 and 1/128 dans du PBS avec 3% de lait en poudre écrémé. L'immunofluorescence indirecte avec détermination des IgG et IgM après adsorption du facteur rhumatoïde a été réalisée par la technique usuellement utilisée dans le laboratoire [La Scola, B. et al. Laboratory diagnosis of rickettsioses : current approaches to diagnosis of old and new rickettsial diseases. (1997) J. Clin. Microbiol. 35 :2715-2727]. Des titres de 1/64 en IgG et/ou 1/32 en IgM ont été considérés comme positifs. En cas de réaction sérologique croisée entre plusieurs espèces de rickettsies, une réaction sérologique est considérée comme étant spécifiquement dirigée contre une espèce si la somme des titres d'IgG et d'IgM est d'au moins deux dilutions supérieure aux titres d'IgG+IgM contre la ou les espèces avec lesquelles la réaction croisée est observée. 3- Western blot R. pulicis, R.typhi et R.conorii après purification ont été suspendues dans de l'eau distillée stérile et ajustées à 2 mg/mL. La procédure utilisée pour la réalisation du Western blot a été antérieurement décrite [Eremeeva, M. N., el al. Sérologie response of patients suffering from primary and recrudescent typhus : comparison of complément fixation reaction, Weil-Felix test, microimmunofluorescence, and immunoblotting. Clin. Diaf. Lab.lmmunol. (1995) 1 :318-324]. Les anticorps réagissant contre les antigènes de 20-50 kD sont spécifiques du LPS chez R.typhi et R.conorii. L'intensité de la réactivité des différentes bandes a été évaluée par acquisition d'image en vidéo (The Imager, Appligene, Illkirch, France). 4- Choix des sérums Afin d'évaluer la séroprévalence contre R. pulicis dans la population générale, 100 sérums de donneurs de sang ont été testés. Afin de tester les réactions croisées entre les sérologies contre R.conorii et R.typhi, nous avons testé des sérum de phase aiguë de 97 patients ayant une fièvre boutonneuse méditerranéenne, 16 un typhus murin et 67 un typhus épidémique. Pour l'ensemble de ces patients, nous disposions de données cliniques et épidémiologiques. L'ensemble de ces sérums a été testé contre R. pulicis, R. prowazekii, R. typhi et R. conorii. 5- Résultats des sérologies Aucun des 100 sérums de donneurs de sang ne présentait de sérologie positive contre R.pulicis. Une réaction sérologique croisée entre R. prowazekii et R. pulicis a été observée pour 51 des 67 sérums de patients atteints de typhus épidémique (76.1 %). Cependant, aucun des 67 sérums ne présentait de titre d'anticorps antiR.pulicis supérieur au titre d'anticorps dirigé contre R. prowazekii, que ce soit en IgG ou en IgM. Une réaction sérologique croisée entre R. typhi et R. pulicis a été observée pour 11 des 16 sérums de patients atteints de typhus murin (68. 7%). Cependant, aucun des 16 sérums ne présentait de titre d'anticorps anti-R.pulicis supérieur au titre d'anticorps dirigé contre R. typhi, que ce soit en IgG ou en IgM. Une réaction sérologique croisée entre R. conorii et R. pulicis a été observée pour 67 des 97 sérums de patients atteints de fièvre boutonneuse méditerranéenne (69. 0%). 96 des 97 sérums présentaient des titres d'anticorps anti-R.pulicis inférieurs aux titres d'anticorps dirigé contre R. conorii, que ce soit en IgG ou en IgM. Un patient présentait des titres d'anticorps contre R. pulicis plus élevés de 2 dilutions que contre R. conorii et était par conséquent suspect d'infection à R. pulicis. Une procédure de confirmation par Western blot a été effectuée sur ce sérum et a confirmé que ce patient présentait des anticorps spécifiquement dirigés contre R. pulicis. REVENDICATIONS 1. Bactérie Rickettsia pulicis isolée et établie en culture. 2. Bactérie suivant la revendication 1 isolée sur culture cellulaire à une température de 25 à 30 C, de préférence 28 C; 3. Bactérie Rickettsia pulicis selon l'une quelconque des revendications 1 ou 2 obtenue par une méthode dans laquelle 1) on réalise une culture de cellules de préférence de cellules de Xenopus laevis, à la température de culture de 25 à 30 C de préférence 28 C, et 2) les bactéries sont inoculées par centrifugation du broyat de puces ou tout autre prélèvement d'origine humaine ou animale infecté par lesdites bactéries sur la couche de cellules en culture de l'étape 1 et incubation à 25 à 30 C de préférence 28 C jusqu'à détection d'une croissance bactérienne, 3) les bactéries sont établies en culture par repiquages successifs sur des cellules en culture. 4. Bactérie selon la revendication 3, caractérisée en ce que les bactéries sont purifiées par centrifugation du surnageant de culture des cellules de l'étape 3. 5. Bactérie selon l'une quelconque des revendications 1 à 4 déposée à la CNCM de l'Institut Pasteur, le 8 décembre 1999 sous le n de réception 1-2363 6. Anticorps spécifique dréssé contre un antigène de la bactérie selon l'une des revendications 1 à 5. 7. Anticorps suivant la revendication 6 caractérisé en ce qu'il s'agit d'un anticorps polyconal d'origine animale. 8. Anticorps suivant la revendication 7 caractérisé en ce qu'il s'agit d'une immunoglobuline de souris. 9. Culture cellulaire d'une bactérie selon l'une quelconque des revendications 1 à 5. 10. Culture suivant la revendication 9, caractérisée en ce que les cellules sont des cellules de Xenopus laevis infectées par ladite bactérie, de préférence obtenues à partir des cellules saines XTC-2, déposées à la CNCM de l'Institut Pasteur, le 8 décembre 1999 sous le n d'enregistrement I-2364. 11. Utilisation d'une bactérie selon l'une quelconque des revendications 1 à 5 ou d'une culture suivant les revendications 9 et 10 pour le diagnostic in-vitro de maladies liées à des infections par ladite bactérie. 12. Utilisation d'un anticorps selon l'une quelconque des revendications 6 à 8 le diagnostic in-vitro de maladies liées à des infections par des bactéries selon l'une quelconque des revendications 1 à 5. 13. Méthode pour le diagnostic sérologique in-vitro des infections à Rickettsia pulicis qui comprend l'étape consistant essentiellement à détecter une réaction immunologique entre un anticorps spécifique de la bactérie suivant l'une des revendications 6 à 8, et un antigène de ladite bactérie. 14. Méthode pour le diagnostic sérologique in vitro à Rickettsia pulicis qui comprend l'étape consistant essentiellement à détecter une réaction immunologique entre un anticorps spécifique d'une immunoglobuline humaine reconnaissant ladite bactérie selon l'une des revendications 1 à 5, et une dite immunoglobuline humaine reconnaissant ladite bactérie selon les revendications 1 à 5. 15. Méthode selon la revendication 14, caractérisée en ce que l'anticorps spécifique d'une immunoglobuline humaine, de préférence de type G, M ou A reconnaissant ladite bactérie Rickettsia pulicis selon l'une des revendications 1 à 5, est une immunoglobuline animale, de préférence de chèvre. 16. Méthode de diagnostic de maladies liées à l'infection par la bactérie Rickettsia pulicis suivant la revendication 14 ou 15 dans laquelle on met en contact la bactérie selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, une culture selon l'une des revendications 9 ou 10, et/ou un anticorps spécifique selon l'une quelconque des revendications 6 à 8, avec un échantillon provenant du patient consistant dans un sérum, un fluide biologique, des puces ou un prélèvement humain. 17. Méthode de diagnostic sérologique selon la revendication 16 qui comprend les étapes suivantes : - le dépôt dans ou sur un support solide de solution contenant la bactérie telle qu'elle est définie dans les revendications 1 à 5, - l'introduction dans ou sur le dit support du sérum ou du fluide biologique à tester, - l'introduction dans ou sur le support d'une solution d'un anticorps marqué spécifique d'une immunoglobuline humaine reconnaissant ladite bactérie, - l'observation d'une période d'incubation, - le rinçage du support solide, et - la détection de ladite réaction immunologique. 18. Méthode selon la revendication 17 dans lequel l'anticorps marqué est marqué par une sonde radioactive d'une enzyme ou d'un agent fluorescent. 19. Méthode selon la revendication 18 dans lequel l'agent fluorescent est l'isothiocyanate de fluorescéine 20. Méthode selon une des revendications 17 à 19 dans lesquelles on utilise 0,5 à 5 l de préférence environ 1 l de la dite solution contenant la bactérie. 21. Dispositif pour la mise en #uvre de la méthode selon l'une des revendications 17 à 20 qui comprend un support solide dans ou sur lequel la solution comprenant la bactérie était disposée. 22. Dispositif selon la revendication 21 selon laquelle le support solide est une lamelle de verre. 23. Trousse pour la détection in vitro de la bactérie Rickettsia pulicis selon la méthode d'une des revendications 13 à 20 comprenant essentiellement comme composants : - une solution contenant la bactérie ou une culture cellulaire telle que définie dans les revendications 1 à 5 et 9-10, et/ou, - une solution contenant un anticorps spécifique tel que défini dans les revendications 6 à 8, et/ou - une solution contenant un anticorps spécifique d'une immunoglobuline humaine reconnaissant ladite bactérie selon les revendications 1 à 5. 24. Trousse suivant la revendication 23 caractérisée en ce que ledit anticorps spécifique est marqué. 25. Trousse suivant la revendication 24 caractérisée en ce que ledit anticorps spécifique est marqué par un isotope radioactif, une enzyme ou un composé fluorescent.