FR 2795090 A1 20001222 FR 9907807 A 19990617 La présente invention concerne cinq souches pures de Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2204, Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2205, Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2207, Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2208 et Rhodococcus rhodnii CNCM 1-2206 capables de sélectivement éliminer le soufre organique de molécules organiques soufrées présentes dans certains combustibles fossiles et leur utilisation dans des procédés de désulfuration de ceux-ci, notamment du pétrole ou de certaines de ses fractions et leurs dérivés. Outre le carbone, des combustibles fossiles comme le charbon et le pétrole contiennent d'autres éléments comme par exemple le soufre et l'azote. Ainsi, le pétrole brut contient du soufre, principalement sous forme organique, dans des concentrations plus ou moins fortes, se situant en général entre 0,025 % et 5 %. Ce soufre se retrouve ensuite en proportion plus ou moins élevée dans les coupes pétrolières obtenues par distillation (par exemple jusqu'à 10 % dans certaines coupes lourdes) puis dans les différents produits pétroliers. Dans le pétrole brut, le soufre est présent principalement sous forme de soufre organique (sulfures, thiols, thiophène, benzothiophène, dibenzothiophène et leurs dérivés substitués). Dans quelques pétroles bruts tels que celui du Texas, environ 70 % du soufre organique est présent sous forme de dibenzothiophène (DBT) ou de dérivés alkylés du DBT. La combustion du soufre présent dans les combustibles provoque la formation de dioxydes de soufre qui sont à l'origine des pluies acides et qui sont parmi les polluants majeurs de l'air. Afin de limiter ces émissions nocives, la législation a fixé des normes sur la teneur en soufre des carburants pétroliers. De plus, ces normes deviennent de plus en plus sévères. Par exemple, les pays de l'Union Européenne ont décidé de fixer la limite supérieure de la teneur en soufre du gazole à 350 ppm en l'an 2000 et probablement aux alentours de 50 ppm en 2005. Les spécifications actuelles pour le gazole sont de 500 ppm depuis octobre 1996 et la précédente spécification était de 0,2 %. De telles spécifications imposent de réaliser une désulfuration poussée des produits pétroliers par des procédés performants et économiques. Les procédés classiques de désulfuration utilisés dans l'industrie du raffinage mettent en #uvre des techniques physico-chimiques d'hydrodésulfuration qui permettent la réduction des liaisons C-S en hydrogène sulfuré (ILS). Cette réaction est catalysée par des catalyseurs métalliques et a lieu en présence d'hydrogène et à haute température. Les procédés de désulfuration profonde nécessités par les nouvelles normes imposent de travailler à de plus hautes températures et à des pressions partielles d'hydrogène de plus en plus élevées et à allonger les temps de séjour dans les réacteurs. Tous ces facteurs augmentent considérablement le coût du procédé de désulfuration. De plus, pour atteindre de très basses teneurs en soufre, il devient nécessaire de se débarrasser des composés soufrés les plus réfractaires à l'hydrodésulfuration. Pour reprendre l'exemple du gazole, les composés les plus réfractaires sont souvent représentés par le DBT et ses dérivés. Il est alors nécessaire d'augmenter la pression d'hydrogène, la température et le temps de séjour pour atteindre de faibles teneurs en soufre, augmentant ainsi substantiellement le coût de l'opération. De surcroît, les conditions opératoires d'hydrodésulfuration peuvent être parfois si sévères qu'il en résulte une possible dégradation d'hydrocarbures autres que les composés soufrés visés. Enfin, dans certains cas, la forte concentration de métaux lourds dans le pétrole peut limiter l'utilisation des catalyseurs d'hydrodésulfuration qui sont sensibles à la présence de ceux-ci. Comme la concentration de métaux lourds et la concentration en soufre augmentent souvent de façon parallèle au cours du raffinage, ce problème peut limiter également la mise en #uvre de procédés d'hydrodésulfuration. C'est pourquoi la mise au point de procédés de désulfuration du pétrole, ou tout au moins de certains des composés pétroliers, autres que l'hydrodésulfuration chimique est étudiée depuis quelques années. C'est en particulier le cas des procédés biologiques encore appelés procédés de biodésulfuration (BDS). Plusieurs voies de désulfuration microbiologique ont été décrites dans la littérature. Ainsi, certains microorganismes anaérobies sulfato-réducteurs sont capables de dégrader le DBT avec production d'H2S. Ce sont des processus lents qui nécessitent des éléments réducteurs qui peuvent être fournis par voie électrochimique comme décrit dans le brevet US N 4 954 229 ou sous forme d'hydrogène moléculaire. Il existe des microorganismes capables d'oxyder le DBT par voie aérobie. Dans la majeure partie des cas, de tels systèmes dégradent le DBT en utilisant la voie métabolique dite de Kodama (Kodama et al., Agr. Biol. Chem., 34,1320, (1970)). Dans ce cas, il n'y a pas de désulfuration proprement dite puisque l'oxydation se produit sur un des noyaux aromatiques du DBT sans que le produit final n'ait perdu son atome de soufre. De la même façon, il existe des microorganismes capables de minéraliser le DBT par voie aérobie (Kropp and Fedorak, Canad. J. Microbiol., 44,605 (1998)). L'utilisation de ces microorganismes à fins de désulfuration n'est pas envisagée car il en résulterait une perte notable du pouvoir calorifique du carburant ainsi traité. La découverte de la souche Rhodococcus sp. IGTS8 (ATCC No. 53968) décrite dans le brevet US 5104801 a permis de considérer la biodésulfuration comme un procédé envisageable et qui puisse être économiquement intéressant. Cette souche est capable d'enlever le soufre du dibenzothiophène en aérobie par oxydation spécifique du soufre selon la voie métabolique dite des 4S (sulfoxyde, sulfone, sulfinate, sulfite ou sulfate). Le produit final de l'action de la désulfuration du DBT est le 2-hydroxybiphényl et le soufre est libéré sous forme de sulfite (Oldfield et al ., Microbiology, 143,2961 (1997)). Cette nouvelle voie métabolique a fait l'objet de nombreuses études. Le phénotype désulfuration du DBT est conféré par un opéron dsz, localisé sur un plasmide. Cet opéron code pour trois enzymes, Dsz A, B et C qui sont responsables des réactions d'oxydation du DBT en hydroxybiphényl (Li et al., J. Bacteriol., 178,6409 (1996)). Cet opéron a été cloné et séquence et la voie métabolique élucidée (Piddington et al., Appl. Environm. Microbiol., 61, 468 (1995)). Une quatrième enzyme, DszD, qui intervient pour le transport d'électrons, est également impliquée dans ce métabolisme (Xi et al., Biochem. Biophys. Res. Commun., 230,73 (1997)). Ces différentes enzymes ont été purifiées et caractérisées (Gray et al., Nature Biotechnol., 14,1705 (1996)). L'analyse génétique a mis en évidence l'existence d'un promoteur et de mécanismes de régulation des activités. Ainsi, l'expression des gènes de la voie des 4S est réprimée par le soufre facilement disponible comme le sulfate, la cystéine ou la méthionine. De nombreux brevets ont été déposés sur l'utilisation de la souche IGTS8. Depuis que l'isolement de la souche IGTS8 a été décrit, plusieurs autres groupes de chercheurs ont relaté l'isolement d'autres souches capables d'utiliser la voie des 4S par enrichissement sur milieu minéral minimum ne contenant que du DBT comme source de soufre. On peut ainsi citer Rhodococcus sp. SY1 (Omori et al., Biosci. Biotechnol. Bioeng., 59,1195(1995)) d'abord décrite comme étant un Corynebacterium (Omori et al., Appl. Environm. Microbiol., 58,911 (1992)), Rhodococcus erythropolis D-1 (Izumi et al., Appl. Environm. Microbiol., 60,223 (1994)), Rhodococcus erythropolis H-2 (Ohshiro et al., FEMS Microbiol. Lett., 142,65 (1996)), Rhodococcus UM3 et UM9 (Purdy et al., Curr. Microbiol., 27,219 (1993)), Rhodococcus erythropolis (Wang et Krawiec, Arch. Microbiol., 161,266 (1994)), Mycobacterium sp. strain G3 (Nekodzuka et al., Biocatal. Biotrans., 15,17 (1997)), Paenibacillus sp. strain Al 1-1et Al 1-2 (Konishi et al., Appl. Environm. Microbiol., 63,3164 (1997)) qui ont la particularité d'être thermophiles, Arthrobacter paraffineus ECRD-1 (Lee et al., Appl. Environm. Microbiol., 61, 4362 (1995)) qui a été reclassée comme étant en réalité un Rhodococcus (Denis-Larose et al., Appl. Environm. Microbiol., 63,2915 (1997)) et qui a été isolée sur 4,6-diéthyl dibenzothiophène, Arthrobacter sp. (E. P. 795603) qui présente la particularité d'agir sur des produits pétroliers sans adjonction de tensioactifs, Gordona CYSK1 (Rhee et al., Appl. Environm. Microbiol., 64,2327 1998), Sphingomonas sp. strain AD 109 (PCT 98/45446 ). Rhodococcus sp. IGTS8 présente de nombreuses propriétés qui l'ont rendu particulièrement attractif pour la mise au point d'un procédé de biodésulfuration (U.S. Patents N 5 104 801,5 132 219, 5 198 341, 5 232 854,5 344 778, 5 356 801,5 356 813, 5 358 869,5 358 870,5 387 523,5 472 875,5 496 729,5 510 265,5 516 677,5 529 930, 5 578 478,5 733 773,5 772 901,5 811285, ...). La mise en oeuvre d'un tel procédé consiste en plusieurs étapes : 1) cultiver la souche sélectionnée en fermenteur en présence de sources de carbone et autres nutriments de façon à obtenir la plus grande quantité possible de cellules de microorganismes présentant une activité la plus élevée possible ; 2) récolter ces cellules (séparation de la biomasse bactérienne du milieu de culture) ; 3) mettre en #uvre ces cellules sous forme de resting cells , c'est-à-dire de cellules non proliférantes, dans un procédé de biodésulfuration au cours duquel ont lieu les réactions enzymatiques permettant la transformation du soufre organique de la charge à traiter en sulfate ou sulfite. Cette étape a lieu en présence d'une phase aqueuse ; 4) séparer les différentes phases (huile, phase aqueuse chargée en sulfates, phase solide de biocatalyseur) ; 5) recycler tout ou partie du biocatalyseur en y ajoutant du nouveau biocatalyseur de manière à obtenir suffisamment d'activité ; 6) enlever l'eau de la phase huile désulfurée ; 7) à enlever le sulfate de la phase aqueuse. Cependant, pour être utilisé dans un procédé industriel, tout biocatalyseur de biodésulfuration doit présenter une stabilité suffisante. Par stabilité, on entend ici la stabilité du biocatalyseur lors de l'opération de biodésulfuration elle-même et non stabilité de la souche (c'est-à-dire sa conservation). D'un point de vue économique, il est important de travailler dans l'étape 3 avec un biocatalyseur le plus stable possible, le coût du biocatalyseur intervenant pour une part importante dans le coût global du process. La stabilité est, au même titre que l'activité elle même, un des paramètres clés de la faisabilité d'un procédé de biodésulfuration. Le coût du procédé lui est directement proportionnel. Ainsi, une opération de biodésulfuration en continu ne peut être sérieusement envisagée que si l'on dispose d'un biocatalyseur suffisamment stable. De plus, cela permet également d'éviter les chargements répétés de biocatalyseur. Dans le cas d'une opération en batch, le temps pendant lequel pourra durer l'opération et donc la quantité de substrat qui sera traitée sera dépendante de la stabilité opérationnelle du biocatalyseur. Or, il est connu que les souches décrites pour l'utilisation dans un procédé de biodésulfuration ont des stabilités limitées. Ainsi, la souche IGTS8 est présentée comme ayant un temps de demi-vie à 30 C de 6 à 10 heures ( Commercial Development Progress Report & Market Update on Biocatalytic Desulfurization (BDS) , by J. A. Nagel presented at the Catalytic Advances Program Meeting, 25-26 février, 1996). Par temps de demi-vie, on entend le temps au bout duquel le système biocatalytique a perdu la moitié de son activité initiale. Des souches présentant des activités de désulfuration beaucoup plus stables dans le temps permettraient de faire des gains substantiels en termes de coût. La présente invention est basée sur la découverte, l'isolement et l'utilisation de nouvelles souches bactériennes capables d'attaquer sélectivement les liaisons C-S de molécules organiques soufrées présentes dans des produits carbonés sans altérer la structure carbonée de ces molécules et présentant des stabilités qui permettent d'éviter les inconvénients cités ci-dessus pour leur utilisation dans un procédé de biodésulfuration. Des échantillons de ces souches ont été déposées le 20 mai 1999 à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes de l'Institut Pasteur (CNCM) sous les numéros 1-2204, 1-2205, 1-2206, 1-2207, 1-2208. L'isolement des souches décrites dans ce brevet a été effectué à partir d'échantillons de sols prélevés dans différents sites de stockage de charbon. L'isolement a été effectué par des phases successives d'enrichissement en milieu liquide et de purification sur un milieu de culture contenant différentes sources de carbone (glycérol, glucose, succinate, éthanol) et du dibenzothiophène comme unique source de soufre. Une attention particulière a été portée à la composition de ce milieu afin qu'il ne contienne aucune trace de soufre autre que le DBT. Il s'agit d'un milieu minimum synthétique défini, ne contenant aucune source d'azote organique et dont la pureté des constituants a été choisie pour que la concentration en sulfates dans le milieu soit la plus faible possible. A partir des différents échantillons, une quinzaine de souches pures capables d'utiliser le DBT comme seule source de soufre ont été isolées. Nous avons ensuite éliminé les souches dont le produit de dégradation du DBT en milieu liquide n'était pas l'hydroxy biphényle (HBP). Ainsi, nous n'avons gardé que les souches capables de dégrader le DBT par la voie des 4S. Pour confirmer cette hypothèse et évaluer l'activité de désulfuration (vitesse de disparition du DBT par des cellules non proliférantes) de ces souches, nous les avons cultivées sur le milieu de culture habituel (milieu minimum en présence de DBT) en fioles, puis nous avons récupéré les cellules par centrifugation et après lavage par du tampon phosphate et centrifugation, utilisé ces cellules en bioconversion comme resting cells sur du DBT. Les produits de la réaction ont ensuite été analysés par HPLC après ajout d'acétonitrile dans le milieu de conversion. Les concentrations en DBT résiduel et en HBP formé ont ainsi pu être déterminées. Seules les souches conduisant à un niveau d'activité supérieur à 1 mg de DBT dégradé par gramme de cellules (poids sec) et par heure ont été conservées. Ayant ainsi un lot d'une dizaine de souches présentant une activité de désulfuration du DBT selon la voie des 4S, nous avons sélectionné les souches les plus stables. La stabilité de l'activité des souches a été déterminée par incubation des resting cells récoltées après culture des différentes souches dans des conditions similaires. L'activité initiale des cellules a été estimée selon la méthode habituelle. Ensuite, les cellules ont été mises à incuber dans le milieu de conversion exempt de DBT à 30 C et sous agitation. L'activité des cellules après différents temps d'incubation à 30 C sous agitation a été déterminée de la façon habituelle après simple ajout de DBT dans le milieu d'incubation pour initier la réaction de désulfuration. Cette activité a ensuite été comparée à celle qu' avaient initialement les cellules pour évaluer la stabilité. Ce critère est essentiel en termes de procédé puisqu'il reflète la stabilité opérationnelle du système de désulfuration dans des conditions de pH et de température similaires aux conditions opératoires. Or, ces deux paramètres sont connus pour avoir un effet important sur la stabilité des systèmes enzymatiques. Sur ce critère, seules cinq souches ont été sélectionnées. Le critère de sélection repose sur une activité résiduelle de désulfuration du DBT au moins égale à 10% de l'activité initiale après 96 heures d'incubation en milieu aqueux à 30 C et à pH 7. Avantageusement, les souches choisies peuvent présenter une activité résiduelle de désulfuration de DBT après 96 heures d'incubation en milieu aqueux à 30 C et à pH 7 d'au moins 30 %, de préférence d'au moins 50 %, le plus souvent d'au moins 70 %. Par ailleurs, ces souches présentent une bonne stabilité en milieu diphasique eau/huile, milieu représentatif des conditions de désulfuration de charges pétrolières. Ces cinq souches pures ont été caractérisées. Elles ont été soumises à examen morphologique par microscopie optique, à la coloration de Gram ainsi qu'à différents tests biochimiques Caractère 1-2204 1-2205 1-2206 1-2207 1-2208 Gram + + + + + Morphologie Bacille Bacille Bacille Bacille Bacille corynéforme corynéforme corynéforme corynéforme corynéform coryneforme e Mobilité non non non non non Forme sporulée non non non non non Capsule non non non non non Ramification non non non non non Croissance sur faible oui oui oui oui milieux nutritifs ordinaires (24 h à 30 C) Pigmentation faible non rose non non pigmentation rosée Métabolisme ininterprétable aérobie strict aérobie strict aérobie ininterprétable strict respiratoire strict Catalase + + + + + Nitrate ± réductase Urée + + + + + Esculine + + + + + (faiblement) (tardivement) Amylase- Dnase- + Protéolyse ± - (faiblement) Tween-80-estérase- + + + La caractérisation des souches s'est poursuivie en les mettant en #uvre sur des galeries API Coryne destinées à l'identification des bactéries corynéformes comme celles décrites dans la présente invention : Caractère 1-2204 1-2205 1-2206 1-2207 1-2208 Réduction des nitrates + +Pyrazinamidase + + + + Pyrrolidonyl arylamidase Phosphatase alcaline + + + + + P-Glucuronidase - - - ss-Galactosidase - - a-Glucosidase + + + + + N-acétyl-pGlucosaminidase Esculine ± + + + (P-Glucosidase) Uréase + + + + + Gélatine (hydrolyse)Fermentation du Glucose- + Ribose- - - - Xylose - - - Mannitol- Maltose- - - LactoseSaccharose- - - - Glycogène- - - - Catalase + + + + + Sur la base de ces seules caractéristiques, il était difficile d'identifier précisément ces souches. C'est pourquoi des analyses chimiotaxonomiques complémentaires ont dû être effectuées. Celles-ci consistent en une analyse de la composition des parois bactériennes et en une analyse globale du contenu protéinique des cellules. La détermination du type de peptidoglycane ne fait pas apparaître de différence majeure entre les cinq souches, le diamino acide de jonction étant l'acide mésodiaminopimélique (détermination par chromatographie sur couche mince ou CCM). Les sucres constitutifs des polymères de la paroi sont de l'arabinose, du galactose et du glucose (analyse CCM). Les cinq souches contiennent les mêmes sucres et ne présentent pas de différences significatives. Elles contiennent toutes les cinq des mycolates et la souche 1-2206 diffère par un acide mycolique de mobilité plus élevée (analyse CCM). Les lipides polaires sont analysés par chromatographie en couche mince avec révélation spécifique des lipides phosphorylés, lipides aminés et lipides glycosylés ainsi que les lipides totaux. Sont mis en évidence dans les cinq souches les présences de phosphatidylglycérol, de phosphatidyléthanolamine, de phosphatidylinositol. Finalement, ces cinq souches ont des caractéristiques pariétales très proches. La comparaison avec les banques de données évoque l'appartenance à l'ensemble RhodococcuslGordona. Pour affiner l'identification, il a été procédé à une détermination du profil électrophorétique des protéines totales de chacune des cinq souches ( sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electroporesis ou SDS-PAGE). Les isolats ont été classifiés par analyse numérique des profils en protéines totales et comparaison avec la banque de profils. Les quatre isolats 1-2204, 1-2205, 1-2207 et I- 2208 sont inclus dans le taxon Rhodococcus erythropolis alors que 1-2206 est agrégé avec le cluster Rhodococcus rhodniilGordona. En ce qui concerne 1-2206, le coefficient de similitude étant plus élevé vis-à-vis des souches de la banque appartenant à l'espèce Rhodococcus rhodnii que vis-à-vis des souches de Gordona référencées dans la banque, il nous est apparu plus logique de la dénommer Rhodococcus rhodnii. Plus précisément, l'invention concerne un procédé de désulfuration d'une charge hydrocarbonée contenant des molécules organiques soufrées par une culture bactérienne en présence d'eau et en atmosphère oxydante, à une température comprise entre 20 et 40 C et à un pH compris entre 5 et 9 caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) on met en contact la charge et la phase aqueuse avec la culture biologique comportant au moins une souche bactérienne formé par Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2204 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2205 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2207 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2208 Rhodococcus rhodnii CNCM 1-2206 ou avec ses dérivés enzymatiques, et on obtient un milieu réactionnel ; b) on sépare du milieu réactionnel une phase huileuse désulfurée que l'on récupère et une phase aqueuse contenant la culture biologique, et c) on recycle au moins en partie la phase aqueuse à l'étape (a). Le milieu réactionnel peut comporter une phase émulsionnée comprenant de ladite culture biologique, de la phase aqueuse et de la phase huileuse, on sépare ladite phase émulsionnée du milieu réactionnel et on la recycle au moins en partie dans l'étape a). Selon une autre caractéristique, la phase aqueuse peut contenir des sulfates qui peuvent être éliminés par des techniques conventionnelles décrites par exemple ci-dessus. Le procédé de désulfuration à l'aide de ces souches peut consister à mettre la souche ou le complexe enzymatique (extrait brut) isolé de l'une quelconque de ces souches en contact avec le substrat devant être désulfuré en présence d'eau. La quantité d'eau présente peut être très faible ou importante. Il peut s'agir d'une émulsion ou d'un mélange biphasique non émulsionné. Dans le cas où la quantité d'eau est très faible, il est possible que toute cette eau soit piégée par les cellules et que le milieu réactionnel puisse être assimilé à une suspension de cellules dans un milieu organique (milieu défini comme microaqueux). Le rapport volumique huile/eau peut être très variable. Dans le cas d'une émulsion, celle-ci peut être obtenue à l'aide d'agents tensio-actifs ou par des systèmes mécaniques. Le mélange est en règle générale amené à la température ambiante et à la pression atmosphérique. En fait, tout procédé de désulfuration décrit peut être utilisé puisque l'amélioration tient au biocatalyseur lui-même qui est plus stable que les biocatalyseurs décrits dans l'art antérieur. Le procédé de désulfuration décrit dans la présente invention peut être effectué sur des pétroles bruts ou sur des fractions issues de distillation atmosphérique ou sous vide ou sur des gazoles issus d'unités de désulfuration (HDS) auxquels on veut appliquer une désulfuration profonde, ou sur toute autre charge dont on veut abaisser la teneur en soufre. Le procédé de désulfuration de la présente invention peut être réalisé en batch ou en fed-batch ou en continu et comprend les opérations unitaires décrites ci-dessous. 1) Culture des bactéries Les biocatalyseurs sont obtenus par culture aérobie des cellules en fermenteur. La fermentation peut être réalisée en batch, en fed-batch ou en continu. Le milieu de culture contient au moins une source de carbone assimilable par les souches décrites dans le présent document, au moins une source d'azote et des sels minéraux. La source de carbone peut être par exemple du glycérol fourni sous forme de glycérine industrielle, de l'éthanol, de l'acide acétique ou un de ses sels, un autre acide organique ou un de ses sels, etc. La source d' azote est constituée par des sels d'ammonium ou de nitrate ou par de l'urée. Le milieu de culture peut également contenir des sources d'azote organique, comme de l'extrait de levure, du corn steep, des peptones, etc., à condition que leur apport ne soit pas à l'origine d'un excès de sulfate dans le milieu de culture. Les sels minéraux sont présents de façon à assurer les besoins des souches en potassium, sodium, magnésium, phosphore, chlore, fer, calcium,.... Le milieu de culture contient également au moins une source de soufre organique ou minéral fourni de façon la plus courante afin de ne pas réprimer la synthèse des enzymes responsables de la désulfuration, c'est-à-dire en s'assurant que la concentration en sulfate dans le milieu de culture soit faible, par exemple inférieure à 50 mg/L. Dans ce cas, la source de soufre organique peut être du DMSO, du DBT ou tout autre composé contenant des molécules de soufre organique assimilables par les souches décrites dans la présente invention, par exemple une coupe gazole soufrée. Dans le cas où le milieu de culture contient du sulfate en concentration trop importante, par exemple supérieure à 50 mg/L, il sera nécessaire, après leur culture, d' incuber les cellules en présence d'au moins une source de soufre organique telle que du dibenzothiophène par exemple avant de les utiliser afin d'induire les activités de désulfuration. La croissance des cellules a lieu habituellement à des températures comprises entre 20 et 35 C, de préférence aux alentours de 30 C, sous agitation et aération, et à un pH aux alentours de la neutralité, 5 à 9 par exemple. Plusieurs étapes de fermentation sont le plus souvent nécessaires avant de réaliser la culture dans le fermenteur de production, ces étapes constituent les précultures. Elles permettent de passer de cultures en faible volume à des cultures en grand volume de façon progressive. Le rapport entre le volume d'inoculum et le volume de la culture considérée est le taux d'ensemencement (avantageusement compris entre 0,2 et 10%). Par exemple, la culture de la souche CNCM 1-2207 peut être effectuée selon le protocole suivant : On réalise des précultures à partir d'un congelat de culture pure de cette souche. Quand le développement de la préculture a permis d' obtenir une biomasse suffisante, correspondant par exemple à une densité optique mesurée à 600 nm de l'ordre de 5 par culture en batch sur un milieu identique à celui décrit dans l'exemple 1 décrit plus loin, la préculture ou une partie de celle-ci est transférée stérilement dans le fermenteur de production de biocatalyseur de façon à obtenir un taux d'ensemencement de 5 %. Le fermenteur de production renferme initialement un milieu de culture liquide contenant les sels minéraux et compléments vitaminiques usuels, en évitant toute présence de sulfates, du diméthyl sulfoxyde (0,8 g/L) comme source de soufre, une source d'azote (2 g/L nitrate d'ammonium) et 5 g/L d'acétate de sodium comme source de carbone et d'énergie. La concentration de cette source de carbone pourrait être très faible voire nulle si l'on démarre l'alimentation en substrat carboné rapidement après l'ensemencement. Elle n'excédera jamais la concentration inhibitrice, par exemple 15 g/L dans le cas de l'acétate ou de l'acide acétique. On alimente ensuite le réacteur, de préférence en continu, avec une solution aqueuse stérile contenant le milieu minéral concentré 5 fois (tout composant confondu à l'exception de la source de carbone) et de l'acide acétique 6 N. Cette solution sert d'agent de régulation du pH, celui-ci étant régulé à 7. Ainsi, la vitesse d'alimentation est automatiquement modulée de façon à ne pas excéder une concentration résiduelle en acide organique supérieure à la concentration inhibitrice et à ne pas avoir une concentration en acide qui reste trop longtemps nulle puisque la demande en acide organique liée au développement de la souche est assurée par l'alimentation en agent de régulation du pH. C'est le principe du pH-stat qui est alors avantageusement mis en application. Le milieu de fermentation est agité (500 ppm) et aéré et la température du milieu est régulée aux alentours de 30 C. Ainsi, après 90 heures de fermentation, la concentration en cellules est de 18,5 g/L (poids sec) pour une concentration en substrat carboné consommé de 61,4 g/L d'acide acétique. L'alimentation en source de carbone peut également se faire indépendamment de l'addition d'agent de régulation en veillant à ne pas dépasser la concentration inhibitrice en acide acétique sans pour autant avoir une concentration résiduelle en acide qui soit nulle. Il est également possible de soutirer du milieu de culture en continu de façon à effectuer une fermentation continue avec alimentation en acide organique. 2) Préparation du biocatalyseur Après culture en fermenteur, les cellules sont utilisées telles quelles (milieu de culture) ou sont récoltées et séparées de leur milieu de culture par filtration, centrifugation ou décantation ou tout autre moyen connu de l'homme de l'art. Elles peuvent alors éventuellement être soumises à des traitements de préparation particuliers telles que séchage, lyophilisation, perméabilisation, immobilisation en vue de leur utilisation dans le traitement de biodésulfuration. De même, il peut être envisagé d'utiliser le système enzymatique de désulfuration plutôt que les cellules entières. Dans ce cas, un extrait enzymatique sera préparé selon les méthodes habituelles, comme un simple broyage des cellules suivi d'une centrifugation. 3) Biodésulfuration La réaction de biodésulfuration peut être effectuée en batch ou en fed-batch ou en continu, et dans ce dernier cas en une seule étape ou dans des réacteurs en série. II est possible d'utiliser des réacteurs de type air-lift ou des réacteurs agités qui assurent à la fois aération du milieu (la réaction nécessite de l'oxygène) et une bonne dispersion des différentes phases mises en jeu. La réaction peut être effectuée en milieu diphasique eau/huile ou en milieu émulsionné. Le ratio volumique eau/huile est variable et peut varier de 1/99 à 95/5. Il est préférable d'avoir des ratios eau/huile compris entre 5/95 et 90/10 et le plus souvent entre 20/80 et 80/20. La phase aqueuse mise en #uvre peut être constituée au moins en partie de l'eau récupérée après élimination éventuelle des sulfates. Elle peut aussi être issue du milieu de culture des microorganismes. La réaction de désulfuration est effectuée habituellement à une température comprise entre 20 et 40 C, de préférence entre 25 et 35 C et à un pH compris entre 5 et 9, de préférence entre 6 et 8 et sous une pression généralement comprise entre 1 et 3 bars (un bar = 0,1MPa). La phase aqueuse peut contenir une source d'énergie afin d'assurer une fourniture physiologique d'électrons. Le biocatalyseur utilisé est constitué de l'une quelconque des formes décrites ci- dessus. Il peut être issu d'une opération de recyclage après séparation des phases mises enjeu. Toutes ces opérations peuvent être réalisées en continu. Il peut également être envisagé d'utiliser un réacteur colonne en continu, ce réacteur étant au préalable rempli du biocatalyseur sous forme solide, de préférence immobilisé sur un support solide permettant un bon écoulement de la charge sans colmatage et assurant le maintien d'une humidité suffisante (quelques %) autour du biocatalyseur pour qu'il reste actif lors du passage de la charge à traiter. Le passage de la charge peut s'effectuer à contre-courant. 4) Séparation des phases Les procédés classiques susceptibles de permettre la séparation d'une phase huile d'une phase aqueuse peuvent être appliqués. II en résulte les trois phases suivantes : a) la phase huile désulfurée. Celle-ci peut éventuellement être déshydratée avant utilisation. b) Une phase aqueuse contenant du biocatalyseur et éventuellement des sulfates. Celle-ci peut éventuellement être réutilisée dans la première ou la troisième étape après élimination éventuelle des sulfates. Les biocatalyseurs pouvant être sensibles à la teneur en sulfates, le nombre de recyclages de la phase aqueuse va dépendre à la fois de cette sensibilité et de la concentration en sulfates générés par la biodésulfuration (c'est-à-dire à la teneur en soufre de la charge à traiter). Ainsi, la concentration tolérable en sulfates dans cette phase aqueuse sera fonction des souches utilisées. A titre d'exemple, l'activité de désulfuration de la souche 1-2204 n'est pas affectée par des concentrations en sulfates égales à 5 g/L. c) Une phase émulsionnée contenant les cellules de biocatalyseur en présence d'huile désulfurée et d'eau. Cette phase, qui peut être recyclée directement, peut également être soumise à une autre étape de séparation (centrifugation par exemple) ou à une autre étape de lavage à l'eau, à la suite de laquelle les phases huiles et eau obtenues pourront être assimilées aux phases correspondantes décrites ci-dessus. 5) Elimination des sulfates Les phases aqueuses obtenues lors des différentes étapes décrites ci-dessus sont rassemblées avant élimination éventuelle des sulfates. Ceux-ci peuvent être précipités par addition d'éléments générant des sels de sulfates insolubles. Ils peuvent également être soumis à un traitement biologique anaérobie par des microorganismes sulfato-réducteurs ou à un traitement biologique aérobie. La présente invention sera mieux comprise et ses avantages apparaîtront plus clairement à la lecture des exemples suivants. Ceux-ci sont donnés à titre illustratif et non limitatif de l'invention. En particulier, dans ces exemples, la source de soufre utilisée pour mettre en évidence les activités de biodésulfuration est dans tous les cas le dibenzothiophène (DBT). En l'occurrence, ce composé sert de molécule modèle, mais les souches décrites ou citées dans la présente invention peuvent être évidemment utilisées dans tout procédé de biodésulfuration de charges pétrolières contenant du soufre organique sous forme de thiophène, benzothiophène, dibenzothiophène, naphtobenzothiophène,... et leurs dérivés. Exemple 1 : Stabilité de l'activité de désulfuration de la souche Rhodococcus sp. ATCC No. 53968 (IGTS8) en milieu aqueux (art antérieur) La souche Rhodococcus sp. ATTC No. 53968 a été cultivée sur un milieu liquide contenant initialement 5 g/L de glycérol, 5 g/L succinate de sodium hexahydrate, 2 g/L de NH4N03, 0,5 g/L de KH2P04, 4 g/L de K2HP04, 0,2 g/L de MgCl2#6H2O, 1 mg/L de CaCl2#2H2O, 10 mg/L de NaCI, 0,8 g/L de diméthylsulfoxyde (DMSO), 10 mL/L d'une solution d'oligoéléments et 1 mL/L d'une solution de vitamines. La solution d'oligoéléments contient 0,5 g/L de MnCl2, 0,5 g/L de FeSO4#4H2O, 0,5 g/L de ZnCl2, 0,5 g/L de Na2Mo044, 0,25 g/L de CuCl2, 0,25 g/L de Na2W04.4H20 et 120mL/L d'HCl IN. La solution de vitamines contient 5 mg/L de biotine, 5 mg/L de thiamine, 2,5 mg/L de pantothénate de calcium, 2,5 mg/L d'inositol, 2,5 mg/L de niacine, 2,5 mg/L de pyridoxine-HCl et 2,5 mg/L d'acide para-aminobenzoïque. Après stérilisation et ensemencement, les fioles sont mises en incubation à 30 C sous agitation pendant environ 48 h. La densité optique finale (mesurée à 600 nm) de la suspension cellulaire est de 7, ce qui équivaut à une concentration en poids sec cellulaire de l'ordre de 3 g/L. Les cellules produites sont ensuite récupérées par centrifugation à 4 C à 12 000 rpm pendant 15 minutes. Elles sont ensuite lavées par du tampon phosphate 0,1 M, pH 7, puis le culot est conservé à 4 C jusqu'à son utilisation (au plus tard dans les 20 heures). Les bioconversions sont réalisées dans des tubes à essai contenant initialement 50 mg/L de DBT mis en suspension dans du tampon phosphate pH 7,0,1 M, contenant 2 g/L (poids sec) de cellules. Le DBT est choisi comme molécule organique soufrée modèle. Il est apporté en solution éthanolique à 5 mg/mL, dont 10 }iL sont ajoutés dans le milieu de bioconversion. Le volume réactionnel est de 1 mL et la concentration initiale en DBT y est donc de 50 mg/L. La réaction a lieu à 30 C sous agitation en présence d'air. Les concentrations de DBT et du produit final, le 2-hydroxybiphényl (HBP), sont déterminées par chromatographie liquide haute pression (HPLC) après ajout de 2 mL d' acétonitrile dans la totalité du milieu réactionnel (1mL). Les échantillons sont analysés après filtration sur des filtres de porosité de 0,45 m. Le système d'analyse HPLC est constitué d'une boucle d'injection de 20 L, d'une pompe pour HPLC Spectra-Physics P4000 fonctionnant à un débit de 1,5 mL/min, d'une colonne de séparation HPLC C18-Hypersyl ODS 5 120 A (150 x 4,6 d.i..) et d'un détecteur UV Milton Roy Spectro Monitor 2100. L'éluant est un mélange acétonitrile/tampon phosphate 0,01 M, pH 6 dans le rapport 75/25. La détection du DBT et du 2hydroxybiphényl se fait à deux longueurs d'onde différentes : 232 nm pour le DBT et 207 nm pour le HBP. Les temps de rétention du DBT et de l'HBP sont respectivement de 3,4 min et 1,6 min. Le détecteur est au préalable étalonné avec des solutions étalons de ces deux produits. Pour déterminer l'activité des cellules, la disparition du DBT et l'apparition du HBP sont suivies au cours du temps, entre 0 et 24 heures. Il faut préparer autant de tubes que l'on veut faire de déterminations des concentrations de substrat et de produit, en général après 0 heure, 1 heure, 2 heures, 4 heures, 6 heures et 24 heures de réaction. La réaction est arrêtée par addition de l'acétonitrile dans le tube de bioconversion. Comme il y a une différence entre la vitesse de disparition du DBT et la vitesse d'apparition de l'HBP, les deux vitesses sont calculées pour chaque prélèvement. Les vitesses de disparition du DBT et d'apparition de l'HBP sont linéaires en fonction du temps de réaction entre 1 et 6 heures. Pour le calcul des activités, les concentrations de chacun des deux produits après deux heures de réaction sont prises en compte. Les activités sont calculées en mg de DBT (ou d'HBP) disparu (ou apparu) par g de cellule (poids sec) et par heure. Des essais témoins sont réalisés en parallèle. Le premier consiste à incuber du DBT dans les mêmes conditions et en absence de cellules. Le second consiste à incuber les cellules dans les conditions décrites mais en absence de DBT. Dans les deux cas, les résultats montrent qu'il n'y a pas de disparition du DBT en absence de biocatalyseur et que les cellules de biocatalyseur ne relarguent pas de DBT ou d'hydroxybiphényl en absence de substrat. La stabilité dans le temps des cellules a été estimée de la façon suivante. Après récolte et lavage des cellules cultivées sur le milieu de culture décrit ci-dessus, celles-ci sont utilisées le plus rapidement possible. Elles sont alors mises à incuber dans des fioles contenant du tampon phosphate 0,1M, pH 7, à 30 C, sous agitation. Le volume réactionnel est de 10 mL et la concentration cellulaire est de 2 g/L. Pour chaque temps d'incubation pour lequel on veut déterminer l'activité (0,24, 48,72, et 96 heures), une fiole est utilisée. L'activité après un temps d'incubation déterminé est évaluée par l'addition de 50 mg/L de DBT en solution éthanolique. Pour ce faire, le contenu de la fiole est réparti dans des tubes à essai (1mL de suspension cellulaire par tube) dans lesquels on initie la réaction de désulfuration par ajout du DBT. La cinétique de disparition du DBT est déterminée selon le protocole décrit dans le paragraphe précédent. Le tableau 1 montre les résultats obtenus avec la souche ATCC N 53968. Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 (en heures) Vitesse de disparition du DBT 5,1 3,4 0 0 0 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 1,5 0,7 0 0 0 (en mg/g cellules .h) Tableau @:Effet de l'incubation en milieu aqueux à 30 C sur les cellules de Rhodococcus sp ATCC No. 53968 On constate que l'activité des cellules décroit rapidement au cours du temps pour être égale à zéro dès 48 heures d'incubation. Exemple 2 : Stabilité de l'activité de désulfuration de la souche Rhodococcus sp. ATCC No. 53968 (IGTS8) en milieu diphasique hexadécane/eau (art antérieur) Les cellules de Rhodococcus sp. ATTC No. 53968 utilisées sont préparées de façon identique à celle décrite dans l'exemple 1. L'incubation se fait dans des conditions similaires à celles de l'exemple 1 à l'exception de la composition du milieu qui contient 50 % en volume d'hexadécane et 50 % de phase aqueuse (de composition identique à celle utilisée dans l'exemple 1). L'incubation est réalisée dans des fioles contenant 20 mL de suspension cellulaire. Après 24,48, 72 et 96 heures, on rajoute le DBT dans une fiole de façon à obtenir une concentration de 50 mg/L. Les cinétiques de disparition du DBT et d'apparition de l' HBP sont déterminées à partir des concentrations de ces produits déterminées dans des prélèvements de 3 mL. Ceux-ci sont centrifugés de façon à récolter la phase organique (hexadécane) qui est ensuite analysée par HPLC après filtration (protocole d'analyse identique à celui de l'exemple 1). Ces essais en milieu diphasique sont réalisés de façon à estimer la stabilité en présence d'une phase huile. Les résultats obtenus sont présentés dans le tableau 2. Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 (en heures) Vitesse de disparition du DBT 4,1 2,3 1,6 0 0 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 1,1 0,7 0,6 0 0 (en mg/g cellules .h) Tableau 2 :Effet de l'incubation en milieu diphasique (50% tampon phosphate / hexadécane) à 30 C sur les cellules de Rhodococcus sp ATCC No. 53968 On constate que l'activité des cellules décroît rapidement au cours du temps pour être égale à zéro dès 72 heures d'incubation. Exemple 3 : Stabilité de l'activité de désulfuration en milieu aqueux des souches 1-2204, 1-2205, I- 2206,1-2207 et 1-2208 sélectionnées et isolées selon la présente invention Les souches décrites dans le texte ont été cultivées selon le protocole décrit dans l'exemple 1. De la même façon, elles ont été récoltées après 48 à 72 heures de culture puis mises à incuber à 30 C dans des conditions rigoureusement identiques à celles décrites dans l'exemple 1. Les méthodes d'analyse sont elles aussi celles décrites dans l'exemple 1. La stabilité des souches décrites dans la présente invention ont pu être évaluées et les résultats obtenus figurent dans les tableaux 3 à 7. Du fait de la meilleure stabilité de ces souches, les temps d'incubation ont été prolongés jusqu'à 120 heures. Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 120 (en heures) ~~~~ ~~~~ ~~~~ ~~~~ ~~~~ Vitesse de disparition du DBT 4,2 3,4 4,0 3,9 3,2 2,7 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 2,5 0,8 0,7 0,4 0,3 0,4 (en mg/g cellules .h) Tableau 3 :Effet de l'incubation en milieu aqueux à 30 C sur les cellules de 1-2204 Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 120 (en heures) Vitesse de disparition du DBT 4,7 3,7 3,6 3,9 3,7 2,9 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 1,0 0,6 0,5 0,4 0,4 0,3 (en mg/g cellules .h) Tableau 4 : Effet de l'incubation en milieu aqueux à 30 C sur les cellules de 1-2205 Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 120 (en heures) Vitesse de disparition du DBT 3,8 3,5 4,0 3,8 3,6 3,0 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 0,5 0,5 0,4 0,3 0,3 0,3 (en mg/g cellules .h) Tableau 5 : Effet de l'incubation en milieu aqueux à 30 C sur les cellules de 1-2206 Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 120 (en heures) Vitesse de disparition du DBT 4,4 4,0 3,6 3,7 3,1 2,9 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 3,0 1,9 1,3 1,2 0,8 0,7 (en mg/g cellules .h) Tableau 0 : Effet de l'incubation en milieu aqueux à 30 C sur les cellules de @-2207 Temps d'incubation à 30 C 0 24 48 72 96 120 (en heures) Vitesse de disparition du DBT 3,9 3,2 3,1 3,3 3,4 3,2 (en mg/g cellules .h) Vitesse d'apparition de l'HBP 1,5 0,7 0,5 0,4 0,4 0,3 (en mg/g cellules .h) Tableau 7: Effet de l'incubation en milieu aqueux à 30 C sur les cellules de 1-2208 Le tableau 8 fait la synthèse de ces résultats en présentant les activités résiduelles après 96 heures d'incubation. Les résultats obtenus sont à comparer avec ceux de la souche ATCC No. 53968 (exemple 1) dont l'activité résiduelle était nulle après 48 heures d'incubation dans des conditions rigoureusement identiques. Souche 1-2204 1-2205 1-2206 1-2207 1-2208 % d'activité (disparition du DBT) 76 79 95 70 87 après 96 h d'incubation % d'activité (d'apparition de l'HBP) 12 36 60 27 27 après 96 h d'incubation Tableau 8 : résiduelles de désulfuration des souches 1-2204, 1-2205, 1-2206, 1-2207, 1-2208 après 96 heures d'incubation à 30 C Les souches Rhodococcus erythropolis 1-2204, Rhodococcus erythropolis 1-2205, Rhodococcus erythropolis 1-2207, Rhodococcus erythropolis 1-2208, et Rhodococcus rhodnii 1-2206 s'avèrent remarquablement stables. Exemple 4 : Stabilité de l'activité de désulfuration en milieu diphasique (hexadécane/eau) des souches CNCM 1-2204, 1-2205, 1-2206, 1-2207 et 1-2208 sélectionnées et isolées selon la présente invention Les souches décrites dans le texte ont été cultivées selon le protocole décrit dans l'exemple 1. De la même façon, elles ont été récoltées puis mises à incuber à 30 C dans des conditions rigoureusement identiques à celles décrites dans l'exemple 2. Les méthodes d'analyse sont elles aussi celles décrites dans l'exemple 2. La stabilité des souches en milieu diphasique a été estimée par mesure des activités d'apparition du HBP et de disparition du DBT après 96 heures d'incubation. Les activités résiduelles sont présentées dans les tableaux 9 à 13. Disparition du DBT Apparition de l'HBP Activité initiale 1,9 1,0 (en mg/g cellules .h) ~~~~~~~~~~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~~ Activité après 96 h 1,4 0,8 (en mg/g cellules .h) Activité résiduelle 74 82 (% / activité initiale) Tableau 9 : Effet de l'incubation en milieu diphasique (50 % hexadécane/50 % tampon phosphate) à 30 C sur les cellules de 1-2204 Disparition du DBT Apparition de l'HBP Activité initiale 1,4 1,0 (en mg/g cellules .h) Activité après 96 h 1,5 0,5 (en mg/g cellules .h) Activité résiduelle 100 48 (%/ activité initiale) Tableau 10 : Effet de l'incubation en milieu diphasique (50 % hexadécane/50 % tampon phosphate) à 30 C sur les cellules de 1-2205 Disparition du DBT Apparition de l'HBP Activité initiale 1,3 0,7 (en mg/g cellules .h) ~~~~~~~~~~~~~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~~ Activité après 96 h 1,8 1,1 (en mg/g cellules .h) ~~~~~~~~~~~~~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~~ Activité résiduelle 100 100 (% / activité initiale) Tableau Il : Effet de l'incubation en milieu diphasique (50 % hexadécane/50 % tampon phosphate) à 30 C sur les cellules de 1-2206 Disparition du DBT Apparition de l'HBP Activité initiale 2,7 0,6 (en mg/g cellules .h) ~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~ Activité après 96 h 1,0 0,6 (en mg/g cellules .h) Activité résiduelle 35 98 (% / activité initiale) tableau 12 : Effet de l'incubation en milieu diphasique [du % hexadecane/50% tampon phosphate) a 30 C sur les cellules de 1-2207 Disparition du DBT Apparition de l'HBP Activité initiale 2,0 1,3 (en mg/g cellules .h) ~~~~~~~~~~~~~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~~ Activité après 96 h 0,9 0,3 (en mg/g cellules .h) Activité résiduelle 46 24 (% / activité initiale) ~~~~~ ~~~~~~~~~~~~~~~ Tableau 13 :Effet de l'incubation en milieu diphasique (50 % hexadécanel50 % tampon phosphate) à 30 C sur les cellules de 1-2208 Par rapport à la souche utilisée dans l'art antérieur, dont les activités de désulfuration étaient nulles après 72 heures d'incubation en milieu diphasique, on constate que les souches décrites dans la présente invention ont une stabilité nettement améliorée. Exemple 5 : Activité de désulfuration des souches IGTS8, 1-2204, 1-2205, 1-2206, 1-2207 et 1-2208 sur le 2,4 diméthyl dibenzothiophène. Le 2,4 diméthyl dibenzothiophène constitue une molécule soufrée présente dans les fractions gazoles et est très récalcitrante à l'hydrodésulfuration. Nous avons donc étudié sa susceptibilité à la désulfuration par les souches à notre disposition. Les souches ont été cultivées et récoltées dans des conditions identiques à celles décrites dans l'exemple 1. Les activités de désulfuration sur le 2,4 diméthyl dibenzothiophène ont été déterminées de la même façon que sur le DBT (50 mg/L de substrat, 2 g/L de cellules, pH 7, 30 C). La disparition du 2,4 diméthyl dibenzothiophène a été suivie de façon similaire à celle décrite dans l'exemple 1 pour le DBT (HPLC avec détection UV à 232 nm). Le tableau 14 rassemble les activités de disparition du 2,4 diméthyl dibenzothiophène des différentes souches testées. Dans le cas des souches IGT et 1-2206, les activités sont faibles et la vitesse de disparition du 2,4 diméthyl dibenzothiophène a été calculée en considérant la concentration résiduelle après 96 heures. Dans les autres cas, la vitesse a été calculée comme d'habitude sur 2 heures. Souche IGT 1-2204 1-2205 1-2206 1-2207 1-2208 Vitesse de disparition du 0,04* 1,2 3,6 0,17* 6,3 1,3 2,4 diméthyl DBT (en mg/g cellules .h) * :vitesse calculée sur 96 heures (au lieu de 2 h) Tableau 14 : Activité des souches sur 2,4 diméthyl dibenzothiophène Les souches Rhodococcus erythropolis 1-2204, Rhodococcus erythropolis 1 2205, Rhodococcus erythropolis 1-2207, Rhodococcus erythropolis 1-2208 ont de fortes activités sur le 2,4 diméthyl dibenzothiophène, et Rhodococcus rhodnii 1-2206 a une activité nettement plus faible que les autres souches mais néanmoins quatre fois supérieure à celle de la souche Rhodococcus sp. IGT S8. Il apparaît donc que les souches sélectionnées dans la présente invention ont un spectre d'activité convenable vis-à-vis des composés du gazole récalcitrants à l'hydrodésulfuration. Revendications 1. Une culture biologique d'au moins une souche bactérienne choisie dans le groupe formé par Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2204 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2205 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2207 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2208 Rhodococcus rhodnii CNCM 1-2206 capable d'attaquer sélectivement les liaisons C-S de molécules organiques présentes dans des hydrocarbures sans en altérer substantiellement leur structure carbonée et présentant une stabilité améliorée. 2. Une culture selon la revendication 1, présentant une activité résiduelle de désulfuration du dibenzothiophène au moins égale à 10 % de l'activité initiale après 96 heures d'incubation en milieu aqueux à 30 C et à pH 7. 3. Procédé de désulfuration d'une charge hydrocarbonée contenant des molécules organiques soufrées par une culture bactérienne en présence d'eau et en atmosphère oxydante, à une température comprise entre 20 et 40 C et à un pH compris entre 5 et 9 caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) on met en contact la charge et la phase aqueuse avec la culture biologique comportant au moins une souche bactérienne formé par Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2204 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2205 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2207 Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2208 Rhodococcus rhodnii CNCM 1-2206 ou avec ses dérivés enzymatiques, et on obtient un milieu réactionnel ; b) on sépare du milieu réactionnel une phase huileuse désulfurée que l'on récupère et une phase aqueuse contenant la culture biologique, et c) on recycle au moins en partie la phase aqueuse à l'étape (a). 4. Procédé selon la revendication 3, dans lequel le milieu réactionnel comprend une phase aqueuse émulsionnée comprenant de ladite culture biologique, de la phase aqueuse et de la phase huileuse, on sépare ladite phase émulsionnée du milieu réactionnel et on la recycle au moins en partie dans l'étape a). 5. Procédé selon l'une des revendications 3 ou 4 dans lequel la phase aqueuse contient des sulfates et dans lequel on élimine sensiblement tous les sulfates. 6. Procédé selon l'une des revendications 3 à 5, dans lequel la charge hydrocarbonée en présence d'eau est une émulsion ou un mélange biphasique non émulsionné. 7. Procédé selon l'une des revendications 3 à 6, dans lequel le rapport volumique phase aqueuse sur charge est 1/99 à 95/5 et de préférence 5/95 à 90/10. 8. Procédé selon la revendication 7 dans lequel le rapport phase aqueuse sur charge est 20/80 à 80/20. 9. Procédé selon l'une des revendications 4 à 6 dans lequel la phase émulsionnée est soumise à une étape de séparation ou de lavage de façon à obtenir la phase huileuse, de la phase aqueuse et la culture, on recycle la culture et la phase aqueuse à l'étape a) de la revendication 3 et on récupère la phase huileuse. 10. Procédé selon l'une des revendications 3 à 9 dans lequel on met en culture au moins une desdites souches bactériennes en présence au moins d'une source de carbone, d'au moins une source d'azote, d'au moins une source de soufre et de sels minéraux, à une température comprise entre 20 et 35 C, sous agitation et aération et à un pH compris entre 5 et 9. 11. Procédé selon l'une des revendications 3 à 10 dans lequel la charge est un pétrole brut, une fraction pétrolière, un distillat d'une distillation, un résidu d'une distillation ou leurs mélanges, ou un gazole issu d'unité de conversion et/ou d'hydrotraitement. 12. Procédé selon l'une des revendications 3 à 11 dans lequel l'activité résiduelle de désulfuration du dibenzothiophène présentée par la culture est au moins égale à 70% de l'activité initiale après 96 heures d'incubation en milieu aqueux à 30 C et à pH 7. 13. Procédé selon l'une des revendications 3 à 12 dans lequel la souche est Rhodococcus erythropolis CNCM 1-2207 et/ou Rhodococcus rhodnii CNCM 1-2206.