FR 2803913 A1 20010720 FR 0000376 A 20000113 L'invention concerne un procédé d'immobilisation de réactif(s) affin(s) sur une phase solide hydrophobe utilisable en essais biologiques de détection d'analyte, les complexes réactifs obtenus par ce procédé, l'utilisation desdits complexes dans des trousses pour essais biologiques. On connaît depuis des décennies des essais d'analyse biologique qui mettent en oeuvre des réactifs ayant une affinité l'un pour l'autre. On désignera ci-après ces derniers par le terme "réactifs affins" ou "réactifs de paire d'affinité". Ainsi on sait rechercher et détecter un membre d'une paire d'affinité au moyen de l'autre. Parmi les essais biologiques mettant en oeuvre une réaction d'affinité entre des réactifs affins, ou "essais d'affinité", on trouve les analyses enzymatiques mettant en oeuvre, par exemple, une enzyme et son substrat, les immunoessais qualitatifs ou quantitatifs, initiés par les travaux pionniers de Berson et Yalow (1959) et mettant en jeu la réaction d'un anticorps avec l'antigène ou le haptène correspondant, plus récemment les essais d'hybridation d'acide nucléique mettant en oeuvre un oligo- ou poly-nucléotide cible avec une sonde nucléotidique complémentaire, capable de s'hybrider spécifiquement avec lui, etc.... Depuis les années 1960, on a cherché à mettre en oeuvre, dans les essais d'affinité nécessitant une séparation des complexes libres et des complexes liés obtenus, des phases solides (ou supports solides) réactives, afin de simplifier cette étape de séparation. L'immobilisation des réactifs affins sur une phase solide peut être pratiquée par couplage covalent, par exemple à l'aide du glutaraldéhyde. On sait aussi, depuis les travaux de Catt et Tregear en 1967, réaliser l'immobilisation d'un réactif affin sur une phase solide par simple adsorption passive. L'immobilisation par adsorption passive présente l'avantage de la simplicité, mais elle peut entraîner le relargage dans un milieu liquide du réactif non convenablement immobilisé. Les couplages covalents sur phase solide présentent en général l'avantage de conduire à une plus grande stabilité du réactif final, mais aussi ils permettent d'immobiliser davantage de réactif affin sur un support solide. Nombreux sont les modes et agents de couplage covalent sur phase solide qui sont actuellement disponibles : on citera, à titre d'exemples non limitatifs, les couplages au glutaraldéhyde, au bromure de cyanogène, aux carbodiimides, en présence ou non de coactivateur, tel que la DMAP (diméthyl-aminopyridine), le HOBt (1-hydroxybenzotriazole), le N-hydrosuccinimide, le s-NHS (sulfo N-hydroxysuccinimide) bien connus de l'homme du métier. Les différents protocoles d'immobilisation de réactif affin sur une phase solide par couplage covalent se réalisent soit en une étape, soit en deux, voire trois étapes. Lors des couplages en une étape, tous les ingrédients sont mis en contact les uns avec les autres. Les couplages en deux étapes font en général intervenir une première étape où le support solide est activé par un agent dit "agent d'activation", puis lavé afin que soit éliminé tout excès d'agent d'activation qui n'a pas réagi, pour être enfin mis en présence du réactif affin, ce qui permet de réaliser, dans une seconde étape, le couplage proprement dit. De nombreuses phases ou supports solides sont connus et utilisés : les phases solides hydrophiles (comme, par exemple, le SephadexR commercialisé par la société Pharmacia) et les phases solides hydrophobes (comme, par exemple, le polypropylène, le polystyrène, les latex ...). Ces dernières sont généralement rendues réactives par l'intermédiaire de fonctions qui leur sont préalablement greffées, telles que les fonctions amine, carboxyle, tosyle, aldéhyde, hydroxyle, thiol, chlorométhyle, hydrazide, etc.... Différentes techniques ont été proposées pour coupler de façon covalente des réactifs affins à des phases solides hydrophobes fonctionnalisées par un groupe carboxyle : diverses combinaisons de tampon et agent d'activation sont utilisées comme la combinaison du MES (acide 2-[N-morpholino]-éthane sulfonique) avec un carbodiimide. On citera, à titre d'exemple, le couplage covalent d'anticorps à des latex carboxyliques, en présence de MES et d'EDC (l-éthyl-3-[3-diméthylaminopropyl]-carbodiimide), décrit par D. BastosGonzalez et al., J. of Colloid and Interface Science, 176, 232-239 (1995) ou par C. Bieniarz et al., Bioconjugate Chem., 1996, 7, 88-95. Toutefois, on sait depuis longtemps que la combinaison de tampon phosphate et carbodiimide - comme agent d'activation - est à éviter, car les carbodiimides ont l'inconvénient d'activer aussi les phosphates et de perdre ainsi une grande partie de leur réactivité. Il s'ensuit donc à la fois une insuffisance d'efficacité de couplage covalent, une grande proportion d'adsorption passive et, par voie de conséquence, une instabilité des produits obtenus (Wong, S. dans "Chemistry of protein conjugation and crosslinking", chapitre 6, page 196, (1991) et M. A. Gilles et al., Analytical Biochemistry 184,244-248, (1990). Bangs (Bangs Laboratories Inc., Tech. Note # 13c, Covalent coupling protocols, page 3) a proposé un protocole d'activation des phases solides hydrophobes fonctionnalisées par un groupe carboxyle à l'aide du carbodiimide EDC en solution aqueuse, mais les résultats obtenus sont loin d'être satisfaisants sur le plan de l'efficacité de couplage. En effet, le couplage n'est pas quantitatif et la part d'adsorption passive est importante par rapport au couplage covalent (voir exemple 1 ci-après). D'une manière générale, avec toutes les techniques de l'art antérieur visant à immobiliser par couplage covalent un réactif affin sur une phase solide hydrophobe fonctionnalisée par un groupe carboxyle, on observe, en même temps que le couplage covalent proprement dit entre le réactif affin et la phase solide, la coexistence indésirée d'une fixation importante par adsorption passive dudit réactif affin sur la ladite phase solide. En d'autres termes, ces techniques ont l'inconvénient de ne pas pouvoir permettre la fixation covalente maximale souhaitée. L'adsorption passive ne pouvant pas être maîtrisée au profit du couplage covalent, il s'ensuit que ces techniques ne permettent pas d'optimiser au mieux la fixation covalente du réactif affin, ni donc d'obtenir des couplages covalents reproductibles. En conséquence, elles donnent naissance à des produits instables dans le temps. Il existe donc un réel besoin de disposer d'une méthode d'immobilisation de réactif affin sur phase solide hydrophobe fonctionnalisée par un groupe carboxyle qui permette de maîtriser et d'optimiser de manière reproductible le caractère covalent du couplage tout en éliminant au maximum la possibilité d'adsorption passive simultanée. On a maintenant trouvé, de façon surprenante, qu'il était possible de maîtriser et d'optimiser de manière reproductible le caractère covalent d'une réaction d'immobilisation de réactif affin sur une phase solide hydrophobe fonctionnalisée par un groupe carboxyle à l'aide d'une combinaison d'un carbodiimide et d'un tampon phosphate, comme agent d'activation. L'invention a donc pour objet un procédé d'immobilisation d'un réactif affin sur une phase solide hydrophobe fonctionnalisée par un groupe carboxyle, ledit procédé comprenant une étape d'activation de ladite phase solide et une étape de couplage du réactif affin sur la phase solide et étant caractérisé en ce que l'on utilise, lors de l'étape d'activation de ladite phase solide, une combinaison d'un carbodiimide et d'un tampon phosphate en milieu acide, en présence de coactivateur, et en ce que l'étape de couplage du réactif affin est réalisée en milieu basique. On peut utiliser aux fins de l'invention n'importe quel carbodiimide utilisé dans ce domaine à titre d'agent d'activation de fonction carboxyle, ainsi que dans le domaine de la synthèse peptidique. Des exemples de carbodiimides sont décrits notamment par Lundblad, R. L. et al., Chemical Reagents for Protein Modification, vol. 2, Chap- 4, CRC Press, Boca Raton, F. L. et Marion Mikolajczyk et al. Tetrahedron vol. 37, pp 233-284 (1981). Parmi les carbodiimides utilisables comme activateur dans le cadre de l'invention, on peut citer notamment le CMC (N-cyclohexyl-N'-(2- morpholinoéthyl)-carbodiimide méthyl-p-toluène sulfonate), l'EDC (1-éthyl-3-[3- diméthylaminopropyl]carbodiimide, le CMC étant particulièrement préféré. Le carbodiimide doit être utilisé en excès par rapport à la fonction COOH. Avantageusement, on utilise une quantité de 20 à 50 équivalents molaires par fonction COOH. Par "tampon phosphate" on entend, dans le cadre de l'invention, tout tampon phosphate classique (de sodium et/ou potassium) utilisé à une concentration allant généralement de 30 à 200 mM, le tampon phosphate 50 mM étant plus particulièrement préféré . On peut utiliser n'importe quel coactivateur utilisé dans ce domaine. Des exemples de coactivateurs sont décrits notamment par Staros, J.V. Biochemistry 21, 3950-3955 (1982) ; O'Sullivan, M. J. et al., Anal. Biochem. 100, 100-108 (1979) et Abdella, P. M., et al. Biochem. Biophys. Res. Commun. 87, 734-742(1979). Panni les coactivateurs utilisables selon l'invention, on peut utiliser notamment le s-NHS (sulfo N-hydroxysuccinimide), l'HOBt (hydroxy-1 benzotriazole), le N-hydroxysuccinimide, le s-NHS (sulfo N-hydroxysuccinimide) étant particulièrement préféré. Comme le carbodiimide, le coactivateur doit être utilisé en excès par rapport à la fonction COOH. Avantageusement, on utilise une quantité de 3 à 10 équivalents molaires par fonction COOH. Par "milieu acide" dans l'étape d'activation du procédé de l'invention, on entend tout milieu ayant un pH allant d'environ 4 à environ 6,5, le pH 6 étant plus particulièrement préféré, le caractère acide dudit milieu étant conféré par le tampon phosphate. Par "milieu basique" dans l'étape de couplage du procédé de l'invention, on désigne un milieu ayant un pH allant d'environ 7,2 à environ 10,5, un milieu contenant 50 % d'un tampon de pH 8,5 étant plus particulièrement préféré. Le caractère basique du milieu est obtenu par l'utilisation de tampons classiques appropriés, par exemple un tampon borate ou un mélange tampon phosphate/tampon borate. Ainsi, dans un mode de réalisation préféré de l'invention, on met en oeuvre, lors de l'étape d'activation de la phase solide, une combinaison de 20 à 50 équivalents molaires par fonction COOH de CMC, en tampon phosphate 30- 200 mM, en présence de 3 à 10 équivalents molaires par fonction COOH de coactivateur sulfo N-hydroxysuccinimide, en milieu acide ayant un pH allant d'environ 4 à environ 6,5 et l'on réalise le couplage en milieu basique ayant un pH allant d'environ 7,2 à environ 10,5. Dans un mode de réalisation particulièrement préféré de l'invention, on met en oeuvre, lors de l'étape d'activation de la phase solide, une combinaison de 30 équivalents molaires par fonction COOH de CMC, en tampon phosphate KH2P04 50 mM, en présence de 5 équivalents molaires par fonction COOH de coactivateur sulfo N-hydroxysuccinimide, à pH 6, et l'on réalise le couplage dans un milieu contenant 50 % d'un tampon borate de pH 8,5. La combinaison judicieuse des paramètres d'activation : carbodiimide, tampon phosphate, coactivateur, et pH acide associée aux conditions de couplage décrites ci-dessus, est essentielle pour la mise en oeuvre du procédé de l'invention. Les réactifs affins que l'on peut immobiliser dans le cadre de l'invention sont tous les composés qui ont une fonction amine ou peuvent en être artificiellement pourvus. On citera, à titre de tels réactifs affins, les protéines, les peptides, les immunoglobulines, les antigènes, les haptènes, les anticorps, les enzymes, les substrats enzymatiques, les oligonucléotides, les polynucléotides, etc... ainsi que tout autre réactif biologique connu de l'homme du métier. Par "phase solide hydrophobe", on désigne dans la présente description les phases solides constituées de polymères hydrophobes couramment utilisés dans ce domaine, par exemple les polypropylènes, les polymères vinylaromatiques, tels que les polystyrènes, notamment les latex de ces polymères. Ces phases solides sont fonctionnalisées par un groupe carboxyle selon les techniques bien connues de l'homme du métier. A cet effet, on pourra se référer par exemple à l'article de Ottewill R. H. et al., dans Kolloid Zu Z Polymère 215 :161-166 (1967). Parmi les phases solides hydrophobes fonctionnalisées par un groupe carboxyle utilisables selon l'invention, on citera les particules de latex, par exemple celles connues sous la marque EstaporR(Prolabo, France), les particules magnétiques DynabeadsRde la société Dynal, les microsphères PolybeadRde la société Polysciences, Inc., et leurs équivalents, etc... L'invention a aussi pour objet les complexes solides réactifs obtenus par le procédé selon l'invention, tels que des complexes phase solide-antigène, les complexes phase solide-haptène, les complexes phase solide-anticorps, etc..., utilisables en immunoessais, ou les complexes phase solide-oligo- ou polynucléotide, utilisables en essais d'hybridation nucléique, d'amplification, etc... les complexes phase solide-enzyme ou les complexes phase solide-substrat enzymatique, etc..... L'invention a encore pour objet l'utilisation de ces complexes dans des "trousses" ou "nécessaires" ou "kits" pour essais biologiques, comme par exemple, et sans restriction, les immunoessais, les essais d'hybridation d'acide nucléique, les essais d'amplification d'acide nucléique, les essais enzymatiques, etc... connus de l'homme du métier, qu'ils soient qualitatifs ou quantitatifs. L'invention sera mieux comprise à l'aide des exemples qui suivent et qui ne doivent aucunement être compris comme restreignant la portée de l'invention, mais sont donnés à titre simplement illustratif. EXEMPLE 1 : D'UN PEPTIDE SUR DES BILLES CARBOXYLIQUES a) Réactifs al) Billes carboxyliques Comme phase solide hydrophobe à groupe carboxyle, on a utilisé des billes de latex carboxyliques magnétiques produites par la société Prolabo, France (référence Estapor MI-070/60). Elles sont constituées de particules polydisperses de polystyrène et d'oxyde de fer, fonctionnalisées par des fonctions COOH. La phase solide utilisée a les caractéristiques suivantes : diamètre moyen (0,8 um), pourcentage de fer (62%), taux de fonctionnalisation (150 eq COOH/g), présentée en suspension aqueuse à 0,1g/ml. Toutes les étapes de lavage des billes sont réalisées de la façon suivante : Dans chaque expérience, les billes magnétiques présentes dans les tubes à essai sont séparées des solutions à l'aide d'un support aimanté. Les surnageants sont éliminés à l'aide d'une pipette, les billes magnétiques étant retenues dans lesdits tubes à l'aide du support aimanté. Après chaque addition d'une nouvelle solution ou d'un nouveau tampon, les billes sont remises en suspension par vortexage pendant environ 10 secondes. Un lavage comprend l'addition de la solution de lavage, la remise en suspension des billes et l'élimination de cette solution par aimantation. a2) Peptide Dans cet exemple, on a utilisé le peptide de 17 acides aminés ayant la séquence suivante: KGSYSVDHFRWGRPVSG-NH2. Ce peptide a été préparé selon le mode opératoire décrit par E. Atherton and R. L. Sheppard, dans "Solid phase peptide synthesis, a practical approach", IRL PRESS, (1989), Oxford University Press, pp. 25-34. La solution de tampon phosphate utilisée était une solution aqueuse de KH2P04 50 mM, à pH 6. Toutes les opérations ont été réalisées à température ambiante, soit à 19-24 C. b) immobilisation du peptide sur les billes carboxyliques bl) Couplage covalent du peptide sur les billes carboxyliques Etape 1 :lavage des billes carboxyliques : Dans un tube à essai, 50 l de billes de latex carboxyliques magnétiques sont lavées 2 fois avec 750 l de NaOH 0,1mM, pH 9, une fois avec 750 l d'eau bi-distillée et, enfin, une dernière fois avec 750 ).il de tampon phosphate. Etape 2 :activation des billes carboxyliques : Au culot de billes lavées obtenues à l'étape 1, on ajoute 250 l de tampon phosphate préparé, 200 l (30 eq/ fonction COOH) d'une solution aqueuse de CMC [[N-cyclohexyl-N'-(2-morpholino)-carbodiimide méthyl-p-toluène sulfonate] (Fluka) ] et 50 ul (5 eq/COOH) d'une solution aqueuse de [s-NHS (sulfo N-hydroxysuccinimide) (Pierce) ]. On laisse incuber l'ensemble réactionnel pendant 1 heure à température ambiante, sous agitation. Les billes ensuite sont lavées avec 500 (il de tampon phosphate. Etape 3 : couplage d'un peptide sur les billes Au culot de billes activées obtenues à l'étape 2, on ajoute 250 l de tampon phosphate, et 250 l d'une solution de tampon borate 37,5 mM/NaCl 50 mM, pH 8,5 contenant 0,25 eq (par rapport aux fonctions COOH) du peptide décrit à la section a2). On laisse incuber l'ensemble réactionnel pendant 1 heure à température ambiante, sous agitation. Les billes sont séparées par aimantation et le surnageant est conservé pour un dosage par HPLC (cf. section c ci-après). Après lavage, les billes sont conservées dans du tampon PBS pH 7,4 ou tout autre tampon équivalent adapté. b2) Adsorption passive du peptide sur les billes carboxyliques Un couplage de type "passif - encore appelé "adsorption passive" - est réalisé en utilisant exactement les même réactifs que ci-dessus, mais en omettant les agents d'activation et de couplage CMC et s-NHS. Après couplage de type passif , les billes sont séparées par aimantation et le surnageant conservé pour dosage HPLC (cf.section c) . c) Calcul du rendement de couplage covalent et évaluation du couplage passif par HPLC Les couplages sont suivis par chromatographie liquide à haute performance (HPLC) en phase inverse sur un appareil (Waters, par exemple) avec une phase stationnaire apolaire (C 18) et une phase mobile polaire (gradient d'acétonitrile-TFA à 0,08 % dans l'eau -TFA à 0,1 %). A la fin de chaque couplage (covalent ou passif), on injecte dans l'appareil HPLC un volume de 30 l du surnageant obtenu à la section b1) ou b2). En outre, un volume identique de "solution témoin" (c'est-à-dire de la même solution de peptide contenu dans les 250 l de tampon borate 37,5 mM/NaCl 50 mM, pH 8,5 et les 250 l de tampon phosphate, utilisée lors des couplages, mais non soumise à couplage avec les billes magnétiques) est aussi injecté dans l'appareil HPLC. Les chromatogrammes HPLC, obtenus en mesurant l'absorbance à 214 nm en fonction du temps T exprimé en minutes, sont représentés sur les figures 1à 3. Le chromatogramme de la figure 1 montre le pic obtenu avec une solution témoin (essai sans couplage avec les billes magnétiques) à To. Elle sert de référence en indiquant la quantité totale de peptide introduite. Le chromatogramme de la figure 2 montre le pic obtenu avec un surnageant prélevé à T0+1 heure à la fin du couplage covalent décrit à la section bl). Le chromatogramme de la figure 3 montre le pic obtenu avec un surnageant prélevé à T0+1 heure à la fin de l'adsorption passive décrite à la section b2). Pour chaque chromatogramme, l'aire du pic est intégrée par un logiciel (logiciel Millenium, par exemple). On mesure ainsi l'aire AO pour la solution témoin, l'aire A1pour le couplage covalent et l'aire A2 pour le couplage de "type passif'. Le rendement de couplage est ainsi déterminé par un dosage en retour, connu de l'homme du métier, par la formule suivante : % de couplage covalent = (AO - AO A1 ) x 100 (AO - A2) % de couplage "passif" = AD x 100 d) Comparaison du couplage selon l'invention et de couplages selon l'art antérieur L'étude a été réalisée sur 3 protocoles de l'art antérieur et sur le protocole selon l'invention. Un couplage dans des conditions "passives", en omettant l'agent de couplage et l'agent d'activation, a été réalisé en parallèle, pour tous les protocoles. Les rendements de couplage covalent et de couplage passif ont été évalués selon la méthode décrite en c). Protocoles de l'art antérieur: - protocole "Bangs", Bangs Laboratories Inc., Tech note #13c, Covalent coupling protocols, page 3. Les billes ont été lavées dans un tampon de pré-activation (tampon phosphate 50 mM, pH 4,5), puis activées par une solution aqueuse d'EDC en présence d'un faible pourcentage (20 %) de tampon de pré-activation. Le couplage a été réalisé en tampon borate 0,2 M, pH 8,5. Après couplage, les fonctions carboxyliques n'ayant pas réagi ont été bloquées par une solution d'éthanolamine. Les billes ont été conservées dans un tampon contenant de la BSA, de la glycine, du détergent TweenRet de l'azoture de sodium. - protocole J. Sackrison, Covalent coupling to latex particles and diagnostic development using microspheres, the latex course, 1997. Les billes ont été lavées plusieurs fois par une solution de tampon borate 10 mM, pH 8,5 ; une solution d'acétate de sodium 10 mM, pH 5,0 ; par une solution de diéthanolamine 50 mM, pH 10,2, puis activées par une solution de CMC en tampon diéthanolamine 50 mM. pH 10,2. Le couplage a été réalisé en tampon phosphate 100 mM, NaCl 150 mM, pH 7,4. - 1) Protocole 1. décrit par D.Bastos-Gonzalez et al. J. of colloid and interface science 176, 232-239, 1995. On a ajouté des billes de latex à une solution tampon (MES) de pH 5,6. Le couplage a été réalisé en milieu faiblement acide (en tampon MES, pH 5,6). Une solution aqueuse d'EDC a été ajoutée, puis l'échantillon a été mis à incuber à température ambiante. Après couplage, les fonctions carboxyliques en excès ont été bloquées par un traitement avec de l'éthanolamine. Les résultats obtenus par dosage HPLC sont indiqués dans le tableau 1 sous forme de rendements (%) de couplage et différence (A) entre couplage covalent et adsorption passive : Tableau I Protocole % de peptide % de peptide couplé couplé par (covalent - passif) passivement covalence Bangs 47 57 10 Latex course 80 82 2 (J. Sackrison) Protocole 1 8 13 5 (D. Bastos-Gonzalez et al.) Protocole selon l'invention 54 100 46 Les meilleures performances sont obtenues avec le protocole de couplage selon l'invention, en comparaison avec celles obtenues avec les protocoles de l'art antérieur ; ainsi avec le protocole de couplage selon l'invention, le rendement de couplage covalent est quantitatif (100 %) et la différence entre couplage covalent et couplage passif est notable, contrairement aux protocoles de l'art antérieur où la différence entre les 2 formes de couplage est peu significative. e) Reproductibilité du procédé de couplage selon l'invention La reproductibilité du procédé de couplage selon l'invention a été étudiée par la réalisation, d'une part, de 3 couplages sur un même lot de billes, et, d'autre part, d'un couplage sur un lot de billes différent. Un couplage covalent selon le protocole décrit dans la section b.1 (ci-dessus) et un couplage de type "passif' selon le protocole décrit dans la section b. 2 (ci-dessus) ont été réalisés en parallèle à chaque expérience. Le calcul du rendement de couplage et l'évaluation du couplage passif ont été déterminés selon le protocole c) ci-dessus. Les résultats obtenus par dosage HPLC sont indiqués dans le tableau II sous forme de rendements (%) de couplage et différence (A) entre couplage covalent et adsorption passive : Tableau II Lot de Billes % de peptide couplé % de peptide couplé # passivement par covalence (covalent - passif) 477 52 98 46 477 54 100 42 477 58 100 46 583 56 93 37 Ces résultats montrent qu'avec un même lot (lot 477), la reproductibilité est excellente. Avec un lot différent (lot 583), le rendement de couplage est tout à fait acceptable, et comparable au rendement obtenu avec le premier lot. Exemple 2 a) Couplage de sérumalbumine bovine (BSA) et de billes magnétiques carboxvliques 175 g de BSA (Pantex) sont couplés selon les conditions décrites pour l'exemple 1, à la section bl). La réaction de couplage proprement dite est réalisée pendant 22 heures (au lieu d'l heure) à température ambiante. Une adsorption passive est réalisée selon les mêmes conditions en omettant les agents de couplage, CMC et de co-activation, s-NHS. Après couplage, les billes sont séparées par aimantation et le surnageant est conservé pour un dosage en HPLC. b) Comparaison du couplage de la BSA selon l'invention et de couplages de l'art antérieur Le protocole selon l'invention a été comparé à 2 protocoles de l'art antérieur : protocole "Bangs" et protocole "latex course" (J. Sackrison). Les rendements de couplage covalent et d'adsorption passive à l'aide des 3 protocoles ont été évalués selon la méthode décrite dans l'exemple 1, au paragraphe c). Les résultats obtenus par dosage HPLC sont indiqués dans le tableau III sous forme de rendements (%) de couplage et de différence (A) entre couplage covalent et adsorption passive : Tableau III Protocole % BSA couplée % BSA couplée A ~~~~~~~~~~~ passivement par covalence (covalent - passif) Bangs 13 17 4 Latex course 31 34 3 (J. Sackrison) Protocole selon 25 65 40 l'invention Les résultats montrent la supériorité du protocole de l'invention par rapport aux protocoles de l'art antérieur, puisqu'il permet l'obtention d'un A de couplage (covalent - passif) beaucoup plus élevé. Exemple 3 Application à un test diagnostique de détection des anticorps anti virus VIH Les billes obtenues selon le procédé de l'invention comme indiqué ciaprès ont été utilisées pour la détection d'anticorps anti virus VIH dans un test ELISA connu : test AccessRHIV 1-2 New, commercialisé par, et disponible chez, Bio-Rad Laboratories, Marnes la Coquette, France, numéro de catalogue : 34 020) dans lequel un anticorps spécifique anti VIH2 est pris en sandwich entre un antigène de capture immobilisé sur des billes magnétiques et un antigène marqué par une enzyme. La révélation et la mesure du signal sont réalisées par addition d'un substrat chimioluminescent de l'enzyme et lecture de la luminescence générée. a) Matériels et méthodes al) Antigène de capture (peptide) Un peptide de 27 AA contenant l'épitope immunodominant essentiel, l'heptapeptide CAFRQVC de la gp36 du virus VIH-2 a été synthétisé selon la méthode de E. Atherton et R. L. Sheffard mentionnée précédemment, puis couplé à la BSA par un couplage covalent à l'aide d'un réactif homobifonctionnel : le bis- (sulfosuccinimyl)-subérate. Le conjugué BSA-peptide VIH-2 obtenu est ci-après désigné "BSA-VIH2". a2) Immobilisation de l'antigène de capture Le conjugué BSA-VIH2 ci-dessus a ensuite été couplé à des billes de latex carboxyliques magnétiques (Estapor) selon le protocole de couplage covalent de l'invention et selon un protocole de l'art antérieur # 12 g de conjugué BSA-VIH2 ont été couplés à 100 l de billes selon la méthode décrite à l'exemple 1b). # 12 g de conjugué BSA-VIH2 ont été couplés à 100 ul de billes selon une méthode de l'art antérieur (protocole 1 de Bastos-Gonzalez : voir exemple Id). Les billes magnétiques porteuses de BSA-peptide VIH-2 obtenues sont ci-après désignées "billes BSA-VIH2". a3) Antigène de révélation Le même peptide de 27 AA contenant l'épitope immunodominant essentiel, l'heptapeptide CAFRQVC de la gp36 du virus VIH-2 utilisé en a.l ci-dessus, a été couplé à la phosphatase alcaline (ci-après désignée "PAL"), de la société Biozyme, par couplage covalent à l'aide d'un réactif homobifonctionnel : le bis-(sulfosuccinimyl)subérate. Le conjugué peptide VIH-2-PAL obtenu est ci après désigné "peptide-PAL". a4) Détection du signal Un substrat, spécifique de la phosphatase alcaline, et à base de dioxétane, est utilisé pour la révélation. La lecture du signal se fait dans le luminomètre AccessR, disponible chez Bio-Rad Laboratories, France. Le signal est exprimé en unités RLU (Relative Luminescence Units/unités de luminescence relative). a5) Echantillons Des sérums humains positifs en anticorps anti VIH2 dilués en sérum humain négatif : qcl, qc2, qc3, et un sérum négatif en anticorps anti VIH : CO, ont été utilisés pour l'essai. b) Protocole de l'essai Deux séries en parallèle ont été réalisées. bl) 50 l de sérum ont été mis en présence de 50 g de billes BSA-VIH2 obtenues selon le protocole de couplage covalent de l'invention, et de 350 ul de conjugué peptide-PAL. Le mélange a été mis à incuber pendant 20 minutes à 37 C, puis les billes ont été séparées par aimantation et le surnageant a été éliminé. 200 l de substrat ont été ajoutés et mis à incuber pendant 5 minutes à 37 C. La lecture a été réalisée et les RLU enregistrées. Les résultats sont exprimés par le rapport de RLU "Signal/ CO" : voir le Tableau IV. b2) 50 ul de sérum ont été mis en présence de 50 g de billes BSA-VIH2, obtenues selon le protocole 1 de Bastos-Gonzalez, et de 350 l de conjugué peptide-PAL. Le reste du protocole est identique à celui de l'exemple b1) ci-dessus. c) Résultats et comparaison avec l'art antérieur Les résultats obtenus avec le couplage selon l'invention et ceux obtenus avec le couplage selon le protocole 1 sont indiqués dans le tableau IV Tableau IV Sérum testé Protocole 1 Protocole selon l'invention RLU SIGNAL/CO RLU SIGNAL/CO CO 15205 0,98 10767 1,00 15 741 1,02 10 771 1,00 moyenne 15 473 10 769 qcl 171 048 11,05 1894150 175,89 168 968 10,92 1 904 600 176,86 qc2 15517 1,00 181 888 16,89 15 444 1,00 183 826 17,07 qc3 12731 0,82 80437 7,47 12 591 0,81 80462 7,47 Les résultats montrent, pour les échantillons positifs, un rapport "Signal/CO" obtenu par le protocole selon l'invention considérablement supérieur à celui obtenu par le protocole 1 de fart antérieur. Ceci se traduit par une bien meilleure immunoréactivité et une meilleure sensibilité analytique, et reflète très clairement que la méthode de couplage selon l'invention a permis un couplage covalent optimum par rapport au protocole 1. Exemple 4 Essais de stabilité des billes de latex carboxylique magnétique revêtues du conjugué BSA-VIH2 ("billes BSA-VIH2") de l'invention. Une étude de stabilité à long terme, 7 mois à + 4 C, a été réalisée à l'aide du protocole de l'exemple 3 pour des billes BSA-VIH2. Le tableau V résume les résultats obtenus qui montrent que le lot n'a pas perdu significativement d'immunoréactivité en 7 mois à + 4 C. Tableau V Sérum testé TO T = 7 mois RLU SIGNAL/CO RLU SIGNAL/CO CO 12 144 13 962 11866 13692 12 005 1,00 13 827 1,00 qc2 139 029 184 633 141796 185 985 140413 12 185 309 13 qcl 1 732230 2 166 040 1 799880 2 142 940 1 766055 147 2154490 156 Exemple 5 Couplage covalent d'acide nucléique à des billes de latex carboxyliques magnétiques. a) matériel et méthodes Des tampons 5xSSC et 2xSSC sont préparés selon la méthode décrite dans Maniatis T. et al., Molecular Cloning. A laboratory manual, Cold Spring Harbor laboratory, New York (1982). Des sondes (ADN) fonctionnalisées par une fonction amine en 5' sont obtenues par l'intermédiaire d'un synthétiseur automatique et l'utilisation du réactif commercial aminolink 2 de la Société Perkin Elmer, citées ci-après : sondes 5'-NH2 L'analyte utilisé est soit de l'ARN, soit de l'ADN. Les performances du couplage de sondes sont évaluées dans un format d'hybridation sandwich sur l'appareil AccessR de la Société Beckman. Une sonde ADN spécifique de l'analyte est couplée à des particules magnétiques selon le protocole décrit ci-après en b). Elle sert à capturer l'analyte (sonde de capture). La révélation est réalisée à l'aide d'une sonde de détection spécifique (différente de la première sonde) de l'analyte marqué, par exemple avec l'enzyme phosphatase alcaline, selon des procédés connus de l'homme du métier. Des exemples de marquage non radioactif de sondes sont décrits, par exemple, dans le brevet FR n 78.10975, ou par M.S. Urdea et al., Nucleic Acids Symp. Ser., 24, 1991,197-200, ou encore par R. Sanchez-Pescador, J. Clin. Microbiol. 26,1988, 1934-1938. Le rendement de couplage covalent d'acide nucléique à des billes de latex carboxyliques magnétiques est évalué comme dans l'exemple 1 par HPLC en utilisant des conditions adaptées aux acides nucléiques : par exemple, phase stationnaire (C 18) et phase mobile (gradient de tampon A : acétate de triéthylammonium 10-2 M , et tampon B : acétonitrile / A : 95/5). b) Couplage covalent d'une sonde 5' - NH2 à des billes de latex carboxylique magnétique 20 g de sonde 5'-NH2 (i. e. porteuse de fonction NH2 en position 5') sont couplés à 200 l de billes de latex carboxylique magnétique Estapor Ml-070/60 selon les conditions similaires à l'exemple b.l. Ensuite, les billes sont lavées 2 fois avec 500 l de tampon 5xSSC, 2 fois avec 500 l de tampon 2xSSCC. Les billes sont conservées dans du tampon 2xSSC NaN3 à 0,02 %. Essai d'hybridation : l'hybridation des sondes de capture et de détection sur l'analyte peut se faire séparément (en deux étapes) ou simultanément (en une étape), notamment selon l'une des méthodes décrites par Langhale et Malcolm, Gène 36, 1985, 201-210 ou par Ranki et al, Gène 21, 1993,77-85, par Dunn et Hassel, Cell, 12, 1977,23-36 ou encore par Ranki et Soderlund dans les brevets US 4 486 539 et US 4 563 419. L'homme du métier sera à même de reproduire sans difficulté des expériences d'hybridation et de comparer la méthode de couplage selon l'invention à des techniques de couplage de l'art antérieur. On citera comme techniques de couplage de l'art antérieur la fixation de la sonde de capture sur le support solide selon des procédés bien connus, notamment par adsorption passive ou par couplage covalent (Cook et al., Nucleic Acids Res. 16, 1988, 4077-4095 ; Nagata et al., FEBS Lett. 183, 1985,379-382 ; M. Longlaru et ci/., EP 420 260 A2 ; T. Gingeras et al., EP 276 302 ; E.Kornes et L.M. Kornes, EP 446 260). REVENDICATIONS 1. Procédé d'immobilisation d'un réactif affin sur une phase solide hydrophobe fonctionnalisée par un groupe carboxyle comprenant une étape d'activation de ladite phase solide et une étape de couplage du réactif affin sur ladite phase solide, caractérisé en ce que l'on utilise, lors de l'étape d'activation de ladite phase solide, une combinaison d'un carbodiimide et d'un tampon phosphate, en présence d'un coactivateur et en milieu acide, et en ce que l'étape de couplage est réalisée en milieu basique. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'on utilise comme carbodiimide un composé choisi dans le groupe comprenant le CMC (N -cyclohexyl-N' -(2-morpholinoéthyl)-carbodiimide méthyl-p-toluène sulfonate) et l'EDC (1-éthyl-3-[3diméthylaminopropyl] carbodiimide. 3. Procédé selon l'une des revendications 1 ou 2, caractérisé en ce que l'on utilise comme coactivateur un composé choisi dans le groupe comprenant le s-NHS (sulfo N-hydroxysuccinimide), l'HOBt (hydroxy-1 benzotriazole) et le N-hydroxysuccinimide. 4. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que l'on utilise comme carbodiimide le CMC (N-cyclohexyl-N'- (2-morpholinoéthyl)-carbodiimide méthyl-p-toluène sulfonate) et comme coactivateur le s-NHS (sulfo N-hydroxysuccinimide). 5. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que le carbodiimide est utilisé à raison de 20 à 50 équivalents molaires par fonction COOH. 6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que le coactivateur est utilisé à raison de 3 à 10 équivalents molaires par fonction COOH. 7. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que l'on utilise, lors de l'étape d'activation de la phase solide, une combinaison de 20 à 50 équivalents molaires par fonction COOH de CMC, en tampon phosphate 30-200 mM, en présence de 3 à 10 équivalents molaires par fonction COOH de coactivateur sulfo N-hydroxysuccinimide, en milieu acide ayant un pH allant d'environ 4 à environ 6,5 et en ce que l'on réalise le couplage en milieu basique ayant un pH allant d'environ 7,2 à environ 10,5. 8. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que l'on utilise, lors de l'étape d'activation de la phase solide, une combinaison de 30 équivalents molaires par fonction COOH de CMC, en tampon phosphate KH2P04 50 mM, en présence de 5 équivalents molaires par fonction COOH de coactivateur sulfo N-hydroxysuccinimide, à pH 6, et l'on réalise le couplage dans un milieu contenant 50 % d'un tampon de pH 8,5. 9. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 8, caractérisé en ce que le réactif affin contient une fonction amine ou peut en être artificiellement pourvu. 10. Procédé selon la revendication 9, caractérisé en ce que le réactif affin est choisi dans le groupe comprenant les protéines, les peptides, les immunoglobulines, les antigènes, les haptènes, les anticorps, les enzymes, les substrats enzymatiques, les oligonucléotides, et les polynucléotides. 11. Complexe solide réactif obtenu par un procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 10. 12. Complexe solide réactif selon la revendication 11, caractérisé en ce qu'il est choisi dans le groupe comprenant les complexes phase solide-antigène, les complexes phase solide-protéine, les complexes phase solide-peptide, les complexes phase solide-haptène, les complexes phase solide-anticorps, les complexes phase solide-immunoglobuline, les complexes phase solide-oligonucléotide, les complexes phase solide-poly-nucléotide, les complexes phases solide-enzyme et les complexes phase solide-substrat enzymatique. 13. Utilisation du complexe selon l'une des revendications 11ou 12 dans des trousses d'immunoessais, des trousses d'hybridation, des trousses d'essai enzymatique.