FR 2705358 A1 19941125 FR 9305779 A 19930513 PROCEDE DE CULTURE IN VITRO DE DIFFERENTS STADES DE PARASITES TISSULAIRES, STADES PARASITAIRES OBTENUS ET APPLICATIONS BIOLOGIQUES L'invention a pour objet un procédé de culture invitro, de différents stades du cycle évolutif d'un parasite. Elle vise également les formes parasitaires obtenues et leurs applications biologiques. On sait que les parasites constituent un véritable fléau provoquant, par 1' intermédiaire de vecteurs, l'infection de millions d'hommes et d'animaux. Ainsi, les leishmanioses, répandues dans le monde -entier, sont provoquées par des protozoaires du genre Leishmania qui sont transmis le plus généralement par un moustique, le phlébotome. On distingue classiquement, selon leur localisation géographique, les leishmanioses de 1'Ancien Monde et celles du Nouveau Monde. Elles présentent des formes cliniques très diverses qui différent sensiblement par leur gravité et leur retentissement sur la santé. On distingue les leishmanioses cutanées, cutanéo-muqueuses (attaquant les muqueuses nasales, buccales et celles des oreilles) et les leishmanioses viscérales. Comme autre parasite ayant un effet dévastateur, on citera également le Trypanosoma cruzi, responsable de la maladie de Chagas. En Amérique du Sud, il provoque l'infection de millions de personnes. On dénombre jusqu a plus de 150 espèces d'animaux sauvages ou domestiques qui peuvent servir d'hôtes au parasite qui est transmis à lthomme par une punaise, à savoir un triatome, qui se nourrit de sang. L'infection peut passer inaperçue pendant des années jusqu'à ce que les trypanosomes s'attaquent au système nerveux, au coeur ou à l'appareil digestif. Le cycle évolutif de bon nombre de parasites comporte différents stades parasitaires, celui des leishmanies, par exemple, comprenant deux stades présentant d'importantes différences à la fois au plan structural, morphologique, biochimique, immunologique et physiologique, à savoir - chez l'insecte vecteur, une forme flagellée, appelée promastigote, qui s'y multiplie par scissiparité avant d'acquérir sa forme infectante, pour l'hôte mammifère, encore appelée métacyclique, - chez l'hôte mammifère, un stade non flagellé, appelé amastigote, qui parasite exclusivement les cellules phagocytaires mononucléées. La différenciation en amastigotes survient après l'attachement et la pénétration des promastigotes dans les monocytes. Mais seules les formes amastigotes persistent et se multiplient à l'intérieur du phagolysosome des macrophages de lthôte infecté. Actuellement, la plupart des recherches menées sur le diagnostic de ces parasitoses et l'élaboration de vaccins sont réalisées sur la forme promastigote dont la production en culture est facile et rapide. Or la seule forme présente chez l'hôte infecté est la forme amastigote qui, en persistant tout au long de l'infection, suscite la réponse immune et participe au développement de la pathologie. On mesurera le danger d'extrapoler systématiquement des résultats expérimentaux obtenus avec les formes promastigotes de culture dans 1 'objectif d'études immunoprophylactiques, diagnostiques ou thérapeutiques ciblées sur les formes amastigotes. Pour répondre à ce problème, divers auteurs se sont intéresses à l'obtention de formes amastigotes. On a ainsi rapporté l'obtention d'amastigotes à partir de tissus d'animaux expérimentalement infectés ou à partir de cultures de macrophages infectés. Mais il s'agit de méthodes d'isolement longues et fastidieuses, qui en outre aboutissent à l'obtention d'un nombre limité de parasites souvent dégradés et qui sont incapables de se multiplier et de survivre plus de 2 à 3 jours. De plus, de telles formes amastigotes sont contaminées par des molécules dérivées des macrophages, des tissus ou du plasma de l'hôte, limitant ou rendant impossible la réalisation de bon nombre d'études. Des procédés de culture en conditions axéniques, c'est-à-dire en l'absence de tout contaminant cellulaire, ont été proposés pour quelques espèces de leishmanies et pour T.cruzi, mais ne permettent pas de disposer d'une source abondante, en continu, de formes amastigotes, et n'apparaissent pas généralisables à un grand nombre d'espèces et à des germes différents. L'invention a pour but de résoudre les inconvénients ci-dessus et de fournir des modèles expérimentaux plus satisfaisants en produisant des formes amastigotes ou, si on le souhaite, des formes promastigotes dans des milieux de culture spécifiques, de composition simplifiée, voire, totalement définie. L'invention vise spécialement à fournir un procédé généralisable à un grand nombre d'espèces d'un parasite donné, permettant de produire de manière continue et en quantités illimitées des formes promastigotes ou des formes amastigotes de parasites. Elle vise également la réalisation invitro du cycle évolutif complet des parasites. Selon un autre aspect, l'invention a pour but les nouvelles formes parasitaires obtenues, correspondant aux différents stades du cycle des parasites et, pour chaque stade, les différentes phases de leur croissance. Selon encore un autre aspect, l'invention vise les applications des stades parasitaires obtenus et des produits générés ou isolés à partir de ces stades notamment dans le domaine du diagnostic de parasitoses, de l'immunoprophylaxie et du criblage d'activités médicamenteuses. Le procédé selon l'invention, pour l'adaptation et la culture invitro de différents stades de parasites tissulaires, tels que les leishmanies et T. cruzi, est caractérisé en ce qu'il est réalisé dans des conditions axéniques, en utilisant un milieu de culture monophasique liquide et que pour ltobtention de formes amastigotes, ce milieu est tamponné à un pH de 5,5 à 6,5 et présente une osmolarité d'au moins 440 milli osmoles/kg de liquide, et en particulier de 440 à 550 milli osmoles/kg de liquide, ou que, pour l'obtention de formes promastigotes, ce milieu est tamponné à un pH de 7 à 7,5 et présente une osmolarité d'au moins 300 milli osmoles/kg de liquide, et en particulier de 300 à 380 milli osmoles/kg de liquide. La valeur du pH de ces milieux, dans l'intervalle indiqué ci-dessus, assure un contrôle rigoureux des conditions de culture. Dans le cas de la culture d'amastigotes, lorsque le pH est supérieur à 6,5, on note en effet une tendance à la retransformation des amastigotes en promastigotes et lorsqu'il est inférieur à 5,5, on observe une mauvaise croissance. Selon un mode préféré de l'invention, pour l'obtention de formes amastigotes, on utilise un milieu de culture comprenant un milieu de base, élaboré essentiellement à partir - d'un milieu de culture de cellules d'insectes additionné de sels inorganiques, du type des sels de Hanks, et - de produits sources, notamment, d'acides aminés, comme la L-glutamine, le trypto-caséine soja R, des facteurs de croissance, comme le serum de veau foetal inactivé, et de sucres comme le D-glucose. Le milieu de culture de cellules d'insectes est avantageusement le milieu 199 H commercialisé par GIBCO. Différentes compositions de ce milieu 199H R sont données dans le catalogue GIBCO BRL page 48, édition 1992. Une composition spécialement préférée pour l'élaboration des milieux de culture de l'invention porte la référence 042-01181 à la page 48 de ce catalogue. On utilise plus spécialement le milieu 199H M qui est dépourvu de NaHC03 et est additionné de L-glutamine et d'isoleucine. Le milieu de base défini ci-dessus est nouveau et, en tant que tel, fait également partie de l'invention. Pour éviter l'oxydation des stades parasitaires, ce milieu de base est additionné d'agents anti-oxydants tels que l'hémine, qui présente également l'avantage de constituer une source de fer. Les milieux de culture résultants sont avantageusement caractérisés en ce qu'ils sont dépourvus, en tant qu'additifs, de nucléotides et de complexes vitaminiques. L'utilisation des milieux de culture résultants, comme illustré par les exemples donnés ciaprès, permettent de produire massivement des formes amastigotes, en condition axénique, de manière continue, capables de se multiplier invitro. Ces milieux sont particulièrement adaptés pour les formes amastigotes de protozoaires tissulaires, plus spécialement d'hématoprozoaires, tels que les leishmanies cutanées ou cutanéo-muqueuses, ou différents clones de T.cruzi, ou encore Plasmodium ou Babesia. Comme espèces de leishmanies, on citera L mexicana, L. amazonensis, et L. braziliensis ou encore L major, L. guyanensis et L. panamensis. D'autres milieux de culture préférés, particulièrement appropriés à la culture des formes amastigotes de leishmanies viscérales, comme L. donovani, L. infantum et L. chagasi, comprennent, en outre, des composés soufrés. Il s'agit en particulier, d'acides aminés soufrés, comme la cystéine, et notamment la forme L, et/ou des produits capables de mimer les produits de sécrétion cellulaire comme l'acide bathocuproïne sulfonique. Pour la différenciation de formes promastigotes en formes amastigotes, le milieu de culture cellulaire représente, par rapport au milieu final, environ 8 à 15 % (V/V), notamment de l'ordre de 10 %, les acides aminés, ou les produits sources de ces acides aminés, comme le trypto caséine soja R et la L-glutamine, sont présents, à raison de 4 à 8 % environ (P/V), notamment de 5 à 6 j environ et le sérum de veau foetal représente 15 à 30 %, notamment de l'ordre de 20 % (V/V), l'apport en sucre, notamment en glucose, est avantageusement réalisé à raison d'environ 2 à 4 % (P/V), notamment de 2 à 3 %, et les agents anti-oxydants comme l'hémine, à raison de 0,0002 à 0,008 % (P/V) notamment de l'ordre de 0,0005 %. Les composés soufrés, lorsqu'ils sont mis en oeuvre, notamment la L-cystéine sont utilisés à raison d'environ 0,25 à 0,50 % (P/V), notamment de l'ordre de 0, 3 % et l'acide bathocuproïne sulfonique, à raison d'environ 0,004 à 0,008 % (P/V). Dans un autre mode préféré de réalisation de l'invention, on utilise des milieux de culture tels que définis ci-dessus mais asériques, c'est-à-dire dépourvus de sérum de veau foetal. Ces milieux présentent donc l'avantage d'être dépourvus des macromolécules présentes dans le sérum de veau foetal qui peuvent masquer d'autres composants. Pour la culture des formes amastigotes, ces milieux de culture asériques renferment un produit de substitution du sérum de veau foetal, à savoir un acide gras essentiel insaturé en particulier l'acide linoléique. Celui-ci est le plus généralement complexé à un transporteur pour le véhiculer vers la forme amastigote. A titre d'exemple de transporteurs, on citera l'albumine. Ce produit de substitution (acide gras) représente environ 10-3 à 10-4 % (P/V) par rapport au milieu final. Pour la culture des stades promastigotes en conditions axénique et asérique, on utilise avantageusement un milieu de culture élaboré à partir d'un milieu de culture cellulaire tel que le milieu RPMI 1640, auquel on ajoute un acide aminé tel que la Lglutamine et un tampon pour ajuster le pH, à une valeur de 7 à 7,5, ce milieu étant également additionné d'un autre milieu de culture cellulaire, spécialement le milieu 199H M, renfermant des sels inorganiques tels que les sels de Hanks, et des agents anti-oxydants, tels que l'hémine. Ce milieu est donc dépourvu de tout contaminant sérique et ne contient aucune macromolécule comme prouvé par analyse en gel de polyacrylamide à 10 %. Le milieu 199H M est utilisé à raison d'environ au moins 2 % (P/V), notamment de 2 à 10 % environ et l'hémine bovine de 0,0002 à 0,000 8 % (P/V), notamment de l'ordre de 0,0005 %. On observera la simplicité de préparation d'un tel milieu, à partir de produits déjà a commercialisés. L'absence de sérum conduit de plus avantageusement à un produit de faible coût. L'invention vise également les milieux de culture en conditions axénique et les milieux de culture en conditions axénique et asérique tels que définis cidessus. Conformément à l'invention, ces milieux de culture sont mis en oeuvre dans un procédé pour l'adaptation et la production massive et continue de formes amastigotes ou de formes promastigotes dans des conditions axéniques et, le cas échéant, asériques. Pour l'adaptation et la culture continue in vitro de formes amastigotes, on ensemence des promastigotes de fin de phase exponentielle dans un milieu de culture tel que défini ci-dessus, en condition axénique, ou en conditions axénique et asérique à raison de 106 à 107 promastigotes/ml de milieu. Les conditions de réalisation de l'adaptation et de la culture sont avantageusement choisies de manière à assurer de façon reproductible la meilleure différenciation possible des parasites. L'adaptation, puis la culture, sont réalisées à des températures de l'ordre de 28 à 36"C, et notamment autour de 32"C à un pH de 5,5 à 6,5. On observe le plus généralement une transformation des formes promastigotes en formes amastigotes dépassant 90 % en 6 à 7 jours. Cette transformation est par exemple totale en quatre jours pour les leishmanies, après un nombre de passages qui varie selon l'espèce étudiée et qui correspond en général à 3 à 9 repiquages, et qui décroît lorsque la température d'incubation augmente. Pour l'adaptation et la culture continue in vitro de formes promastigotes dites de primo-culture ou de court terme de parasites, tels que les leishmanies, directement obtenues à partir des formes amastigotes, on ensemence des formes amastigotes telles qu'obtenues cidessus en condition axénique, à raison de 106 à 107 formes amastigotes/ml de milieu. On utilise avantageusement des formes amastigotes de fin de phase exponentielle. On effectue la culture à une température voisine de l'ambiante mais de préférence n'excédant pas 28"C à un pH de 7 à 7,5 dans un milieu de culture classique pour le développement de formes promastigotes, tel que le milieu RPMI additionné de sérum de veau foetal ou d'un milieu décrit en rapport avec la culture des formes amastigotes. Les formes promastigotes de court terme ainsi obtenues peuvent être utilisées dans l'étape d'ensemencement évoquée plus haut aux fins de différenciation en amastigotes. La transformation est très rapide et totale par exemple pour les leishmanies en 4 jours, après 2 à 5 repiquages, selon les espèces. En variante, on produit ces formes promastigotes de court terme en conditions axénique et asérique en utilisant les milieux de culture asériques définis plus haut. La mise en oeuvre des dispositions de l'invention permet d'obtenir des cultures standardisées et reproductibles des différentes formes correspondant aux différents stades parasitaires, dépourvues de tout contaminant cellulaire et capables de se multiplier In vitro. Ces dispositions ont été envisagées plus spécialement en rapport avec les formes promastigotes et les formes amastigotes de leishmanies, qu'il s'agisse de leishmanies cutanées, cutanéo-muqueuses, ou encore viscérales, mais s'appliquent également aux stades parasitaires de T. cruzi ou d'autres hématoprotozoaires comme Plasmodium et Babesia. Ces cultures peuvent être entretenues plusieurs mois, voire plusieurs années pour de nombreuses espèces, en particulier pour les leishmanies, qu'elles soient cutanées, cutanéo-muqueuses ou viscérales, ou pour T.cruzi Les stades parasitaires sont capables d'être cultivés à long terme, c'est-à-dire sur plus de 50 passages en cultures invitro et à court terme, c'est-àdire récemment transformées de formes promastigotes ou de formes amastigotes (forme antérieure du cycle) inférieur à 10 passages. L'invention fournit également les moyens pour réaliser un cycle parasitaire invitro. Un mode de réalisation d'un procédé, selon l'invention, de production des stades correspondant au cycle évolutif d'un parasite tel que les leishmanies est caractérisé en ce qu'il est mis en oeuvre en condition axénique et comprend - l'ensemencement de formes promastigotes de court terme ou de long terme dans un milieu de culture approprié, comme défini ci-dessus, de manière à obtenir la différenciation en formes amastigotes, - la récupération des formes amastigotes produites, leur ensemencement et leur culture comme indiqué plus haut de manière à obtenir la différenciation en formes promastigotes, le cycle étant répété dans sa totalité, ou partiellement, si on le souhaite. Un autre mode de réalisation d'un procédé, selon l'invention, de production des différents stades parasitaires est caractérisé en ce qu'il est mis en oeuvre en conditions axénique et asérique et comprend les étapes - d'ensemencement et de culture de formes promastigotes du parasite, telles qu'obtenues en culture axénique et asérique comme défini plus haut, - d'ensemencement et de culture des formes amastigotes obtenues dans un milieu de culture approprié pour le développement des formes promastigotes, également en conditions axénique et asérique, - le cycle étant répété dans sa totalité, ou partiellement, si on le souhaite. Par le procédé de l'invention, il est donc possible d'obtenir in vitro les différents stades parasitaires beaucoup plus rapidement et facilement que par les techniques invivo actuellement utilisées qui mettent en jeu des infections expérimentales qui sont parfois difficilement réalisables. Ces formes parasitaires, amastigotes ou promastigotes, sont exemptes de tout contaminant cellulaire et sont capables de se multiplier invitro. On dispose ainsi de moyens permettant d'obtenir de manière abondante, voire illimitée, les deux stades parasitaires récemment ou non différenciés du stade antérieur, notamment de leishmanies et ceux de T. cruzi (épimastigotes, trypomastigotes métacycliques et sanguicoles et amastigotes). L'invention a également pour objet les formes parasitaires du cycle évolutif d'un protozoaire tissulaire, comme les leishmanies ou T. cruzi, telles qu'obtenues par mise en oeuvre du procédé de culture défini ci-dessus. Ces formes sont caractérisées en ce que - elles sont dépourvues de contaminants cellulaires, notamment macrophagiques tissulaires et, plasmatiques accompagnant les formes parasitaires intracellulaires isolées de cultures intracellulaires ou d'animaux expérimentalement infectés, et le cas échéant, de tout contaminant sérique, tout en étant dotées du pouvoir infectieux invitro et invivo tel qu'observé sur les formes intracellulaires lorsque ces dernières sont habituellement infectieuses, et des caractéristiques morphologiques, biochimiques et immunologiques, - elles se présentent sous forme d'une population homogène par rapport à l'âge en culture et à l'état de différenciation pour un stade donné du cycle évolutif, cette population, provenant d'une culture standardisée, étant capable de se multiplier invitro et donc de survivre plus de 2 à 3 jours. Les formes amastigotes sont particulièrement préférées étant donné qu'elles correspondent aux formes développées lors de l'infection, chez l'homme ou 1' animal. Ces formes amastigotes sont encore caractérisées en ce qu'elles possèdent une activité enzymatique, plus spécialement une activité peptidasique qualitativement plus complexe que celles des promastigotes, et quantitativement différente, plus particulièrement au niveau des activités cystéineprotéases, comme exposé dans les exemples. L'invention vise plus spécialement les formes amastigotes de leishmanies aussi bien anthroponotiques, que zoonotiques, ou anthropozoonotiques. Il s'agit des formes amastigotes de leishmanies cutanées ou cutanéo-muqueuses. Parmi celles-ci, on citera L. mexicana, L. amazonensis, L. braziliensis, L. guyanensis et L. panamensis. Il s'agit encore des amastigotes de leishmanies viscérales comme L. chagasi, L. donovani ou L. infantum. D'autres formes amastigotes selon l'invention sont celles de différents clones de T. cruzi. L'invention vise également les formes promastigotes de court terme telles que définies cidessus. Il s'agit de populations directement transformées de formes amastigotes comme chez l'insecte vecteur et ayant un pouvoir infectieux analogue à celui de promastigotes récemment isolés d'un hôte infecté. Chacun des stades parasitaires, promastigote ou amastigote, présente différentes phases de croissance au cours de la multiplication invitro, à savoir une phase de latence, une phase exponentielle et une phase stationnaire qui correspondent respectivement à la préparation à la division, à une multiplication intense, puis à un stade de non division. L'invention permet avec avantage d'obtenir de manière ciblée des formes correspondant à l'une de ces phases et d'étudier leurs propriétés et caractéristiques biochimiques spécifiques. Des formes parasitaires préférées sont telles qu'obtenues en réalisant comme défini ci-dessus le cycle évolutif en conditions axénique et asérique. Ces formes sont caractérisées en ce qu'elles sont dépourvues de contaminants cellulaires et sériques. De plus, dans le cas des promastigotes, elles sont dépourvues de macromolécules. Il s'agit donc de populations définies correspondant à une phase de leur croissance bien déterminée. Les formes amastigotes, ou promastigotes de court terme, correspondantes sont particulièrement préférées. L'invention vise également les extraits polypeptidiques totaux de ces formes parasitaires tels qu'obtenus par lyse des cellules et récupération des produits solubles. Ces extraits sont également appelés dans les exemples extraits antigéniques totaux. Il s'agit en particulier d'extraits polypeptidiques totaux de formes promastigotes de court terme et tout spécialement d'extraits polypeptidiques totaux de formes amastigotes à différentes phases de leur croissance invitro. Ces extraits sont caractérisés par leur profil peptidique tel que révélé de manière classique en gel de polyacrylamide SDS-PAGE, en condition réductrice ou non, ou sur gel de polyacrylamide en condition non dénaturante, comme décrit dans les exemples pour certaines espèces de leishmanies. L'invention vise également les protéines éluées ou isolées à partir des fractions peptidiques totales de ces extraits. Les fractions polypeptidiques et peptides de ces extraits reconnus, selon une réaction du type antigène-anticorps, par des sérums d'animaux immunisés avec les extraits polypeptidiques totaux sont particulièrement préférés au regard des applications immunologiques visées par l'invention. Des peptides de ce type correspondent aux antigènes exprimés à la surface des formes amastigotes et aux antigènes somatiques présents au niveau de la poche flagellaire ou de type vacuolaire comme mis en évidence par les techniques d'immunofluorescence. Les peptides purifiés ou semi-purifiés et les solutions enrichies spécifiquement en un ou plusieurs de ces peptides entrent également dans le cadre de l'invention. D'autres peptides présentant un grand intérêt au regard des applications biologiques selon l'invention correspondent aux antigènes d'excrétion tels qu'obtenus à partir des surnageants de culture conditionnés par les formes promastigotes ou par les formes amastigotes cultivées en conditions axénique et asérique. D'autres peptides d'intérêt encore correspondent aux antigènes de différenciation sécrétés dans les milieux complètement définis, ctest-à-dire de culture en conditions axénique et asérique, lors de la différenciation selon le procédé de l'invention des formes promastigotes en formes amastigotes et lors de celle des formes amastigotes en forme promastigotes (lors de la réalisation du cycle in vitro). L'invention vise également les sérums d'immunisation tels qu'obtenus après administration des extraits, fractions et peptides définis ci-dessus selon les techniques habituelles, et les anticorps récupérés à partir de ces sérums. Elle vise également les sérums d'infection obtenus par infection d'animaux avec les formes amastigotes infectieuses. Les taux en anticorps de ces sérums varient selon la phase du stade parasitaire et sont plus élevés contre la phase stationnaire des formes amastigotes. Les anticorps de l'invention sont caractérisés en ce qu'il reconnaissent les peptides spécifiques de formes parasitaires amastigotes ou promastigotes en donnant lieu à une réaction de type antigène-anticorps. De tels anticorps comprennent ceux ne reconnaissant spécifiquement que les antigènes d'une forme parasitaire, amastigote ou promastigote, appartenant à une espèce homologue, c'est-à-dire à la même espèce que celle utilisée pour leur obtention, la forme reconnue étant celle contre laquelle ils ont été formés. Il s'agit par exemple des anticorps formés contre une forme amastigote de leishmanie d'une espèce donnée et qui ne reconnaissent spécifiquement que les peptides antigéniques des formes amastigotes de cette espèce de leishmanie. Les anticorps de l'invention comprennent également ceux qui présentent en outre une faible reconnaissance pour l'autre forme parasitaire de l'espèce considérée. On citera par exemple les anticorps antiamastigotes reconnaissant, dans une mesure plus faible, des antigènes des formes promastigotes de la même espèce. D'autres anticorps encore de l'invention sont en outre capables de reconnaltre, mais dans une mesure plus faible, les formes parasitaires d'une espèce hétérologue, ou d'un autre genre comme T. cruzi. Des anticorps de ce type correspondent par exemple à des anticorps anti-amastigotes d'une espèce de leishmanies reconnaissant des peptides amastigotes d'une autre espèce de leishmanies. Selon un autre aspect, l'invention vise les anticorps monoclonaux tels qu'obtenus avantageusement selon les techniques classiques de fusion d'une lignée cellulaire avec les lymphocytes de la rate ou de ganglions d'un animal immunisé par injection d'un extrait peptidique total ou d'un peptide antigénique tel que défini ci-dessus, ainsi que les clones d'hybridomes sécrétant ces anticorps monoclonaux. Ces anticorps constituent des outils pour séparer sélectivement des antigènes spécifiques d'espèces ou de stades à partir d'un milieu les contenant et notamment à partir des extraits polypeptidiques totaux évoqués ci-dessus par des techniques d'immunoaffinité. La réaction des immunsérums ci-dessus avec des fractions et peptides provenant d'une phase donnée du développement de la forme parasitaire permet d'identifier et d'isoler des antigènes spécifiques de ce stade. La possibilité de produire massivement, grâce à l'invention, des formes amastigotes de culture rend possible l'extraction des ARN totaux et messagers et, à partir de ceux-ci, la réalisation d'une banque d'ADNc. Selon encore un autre aspect, l'invention vise donc les ARN totaux tels que récupérés à partir de cultures parasitaires d'amastigotes ou de promastigotes, les ARN-m et les ADNc correspondants. Par comparaison avec une banque d'ADNc de formes promastigotes correspondantes, on met alors en évidence des peptides spécifiques d'un stade parasitaire donné et l'on procède à leur synthèse le cas échéant par génie génétique. L'obtention conformément à l'invention, de formes amastigotes extracellulaires infectantes invitro et invivo, ayant des caractéristiques morphologiques biologiques et biochimiques analogues à celles des formes amastigotes intracellulaires, ouvre de nouvelles et nombreuses applications dans les domaines de la recherche et de l'industrie. Les formes parasitaires de l'invention sont ainsi particulièrement utiles comme modèles expérimentaux pour effectuer un premier criblage invitro de produits susceptibles d'être actifs à leur égard invivo. Le procécé de criblage de l'invention comprend: - la mise en contact avec les produits à tester des formes parasitaires, plus spécialement des formes amastigotes telles que cultivées en conditions axénique et notamment asérique, et des formes promastigotes telles que cultivées en milieu complètement défini, - l'incorporation de nucléotides ou d'acides aminés marqués par un groupe radioactif, par exemple de la thymidine tritiée, pour déterminer l'activité des produits à tester ou la réalisation de tests de viabilité utilisant par exemple un sel de tétrazolium comme le MTT. Dans l'étape de mise en contact, les formes parasitaires sont utilisées à des concentrations de 106 parasites/ml et l'activité des médicaments est étudiée à des concentrations croissantes. Les produi résistance, rendue aisément possible en utilisant les modèles de l'invention, présente donc un grand intérêt. L'invention vise également un kit pour le criblage de produits susceptibles d'être utilisés pour le traitement de parasitoses, plus spécialement de leishmanies ou de la maladie de Chagas. Ce kit comprend un support tel qu'une plaque multipuits renfermant les formes parasitaires sur lesquelles on souhaite tester l'activité ou produit à étudier, certaines de ces formes étant utilisées comme témoins, et des réactifs pour déterminer l'activité médicamenteuse du produit sur les formes parasitaires. Comme indiqué plus haut, les travaux effectués jusqu'à présent n'ont pas permis d'identifier de manière satisfaisante les parasitoses. Chez l'homme, ou chez les animaux et notamment chez le chien, on établit le plus souvent le diagnostic par exemple de leishmaniose soit en isolant le parasite et en l'identifiant (examen parasitologique), soit en détectant des anticorps (circulants spécifiques) dans le sérum (tests immunosérologiques). La culture industrielle des formes amastigotes en condition axénique, et le cas échéant asérique, permet de disposer d'une source abondante d'outils de diagnostic de grand intérêt. Ils permettent ainsi de détecter de manière précoce, avec une grande sensibilité et une spécifité élevée, des anticorps circulants dirigés contre les parasites. L'invention vise donc une méthode de diagnostic d'une parasitose chez l'homme ou l'animal, plus spécialement d'une infection due à des leishmanies ou à T. cruzi, caractérisée en ce qu'elle comprend - la mise en contact d'un échantillon biologique provenant du patient ou de l'animal à examiner avec une forme amastigote de culture axénique ou de culture axénique et asérique ou une forme promastigote de culture asérique comme défini ci-dessus, ou d'un extrait polypeptidique total de ces formes amastigotes ou promastigotes, ou d'un ou plusieurs antigènes spécifiques de cet extrait purifiés ou semi-purifiés, - la détection du complexe immunologique. L'échantillon biologique est plus spécialement un fluide biologique tel que le sang, le sérum ou l'urine. Lorsqu'on utilise un antigène figuré purifié ou semi-purifié, celui-ci est immobilisé sur un support. On a recours par exemple à des billes de latex, des plaques Elisa ou des lames de fluorescence. La révélation de la réaction peut être directe par agglutination macroscopique dans les tests d'agglutination directe ou indirecte en faisant réagir un anticorps conjugué à la fluorescéine (technique d'immunofluorescence indirecte) ou à une enzyme comme la peroxydase ou la phosphatase alcaline (tests ELISA). Une réaction positive permet donc de diagnostiquer la présence d'anticorps circulants chez le patient ou l'animal examiné. L'invention vise également un kit pour la mise en oeuvre d'une méthode de diagnostic d'une parasitose, comme défini ci-dessus, chez l'homme ou l'animal. Ce kit est caractérisé en ce qu'il comprend - les réactifs antigéniques sous forme immobilisée, à savoir les formes amastigotes de culture axénique ou de culture axénique et asérique ou les formes promastigotes de culture définie, les extraits polypeptidiques totaux obtenus à partir de ces formes ou les antigènes spécifiques de ces extraits avec, le cas échéant, - un témoin positif, constitué par un sérum de titre connu, - un témoin négatif, ainsi que - les tampons et réactifs utilisables pour la révélation de la réaction immunologique. La détection des anticorps circulants antiparasites chez un patient ou un animal peut être réalisée en mettant en compétition avec les anticorps de l'échantillon, un anticorps spécifique de l'antigène, en particulier un anticorps monoclonal. Cet anticorps comporte avantageusement un marqueur, par exemple un groupe radioactif ou enzymatique. En variante, la méthode de diagnostic est basée sur la mise en évidence de la présence des déterminants antigéniques des formes parasitaires (détection des antigènes circulants). Dans cette variante, l'échantillon biologique provenant de l'homme ou de l'animal est mis en contact avec des anticorps spécifiques dirigés contre les antigènes de la forme parasitaire, ou des fragments de ces anticorps. La détection de la réaction immunologique est réalisée par exemple en utilisant le même anticorps mais marqué. Un kit de diagnostic correspondant comprend - une phase solide appropriée servant de support pour la réaction immunologique, telle qu'une plaque de micro-titration, - une préparation d'anticorps selon l'invention tels que définis ci-dessus, ou de fragments de ces derniers, immobilisés sur un support, - un témoin positif, constitué par un sérum de titre connu, - un témoin négatif, ainsi que - les tampons et réactifs utilisables pour la réalisation de la réaction immunologique et notamment l'anticorps homologue marqué. Selon un autre aspect, les outils de diagnostic de l'invention permettent d'effectuer un diagnostic différentiel entre plusieurs parasitoses. On observe en effet aussi bien chez l'homme que chez l'animal, par exemple les rongeurs, des réactions croisées entre T. cruzi, T. rangeli (trypanosome non pathogène chez l'homme) et des leishmanies viscérales ou cutanées. L'étude des formes parasitaires de l'invention, des extraits polypeptidiques totaux et des antigènes spécifiques définis plus haut a mis en évidence leurs fortes propriétés immunogéniques. L'invention vise donc également leur utilisation en tant qu'agents protecteurs vis-à-vis de parasitoses, plus spécialement de leishmanioses et de la maladie de Chagas. Les compositions de vaccins de l'invention sont caractérisées en ce qu'elles sont élaborées à partir des formes amastigotes de culture axénique ou de culture axénique et asérique, comme défini ci-dessus ou de formes promastigotes de culture asérique à différentes phases de leur croissance, ou de leurs constituants, en association avec un véhicule et/ou un adjuvant d'administration. Les constituants des formes amastigotes ou promastigotes en question comprennent les extraits polypeptidiques totaux obtenus par lyse de ces formes parasitaires. Ils comprennent également les fractions antigéniques et les antigènes protecteurs spécifiques isolés à partir des formes parasitaires, mais aussi à partir des surnageants de cultures conditionnés par les parasites lorsqu'ils sont cultivés en milieux complètement définis. L'administration de ces agents de protection à l'homme ou l'animal permet de leur conférer une immunité globale contre les parasitoses dans lesquelles ils interviennent dans le processus d'infection naturel. Leur effet avantageux a été mis en évidence spécialement au niveau de la réponse immunitaire à médiation cellulaire favorisant la stimulation des lymphocytes T sécrétant l'interleukine 2, et l'interféron gamma (TH1) ou inhibant l'activation des cellules T sécrétant les interleukines 4 et 5 (TH2). Ces agents de protection sont avantageusement sous forme lyophilisée. Dans le cas d'extraits polypeptidiques totaux, les compositions de vaccins sont administrées par la voie sous-cutanée à raison de 100 à 1000 pg chez l'homme et de 100 à 500 pg chez le chien en présence d'adjuvants tel que le muramyldipeptide ou la saponine. On rapporte dans les exemples qui suivent d'autres caractéristiques et avantages de l'invention. Dans ces exemples, il est fait référence aux figures 1 à 10, qui représentent respectivement - la figure la et lb, les courbes de différenciation des formes promastigotes en formes amastigotes et de croissance des parasites pour L. amazonensis, - la figure 2, le pourcentage de formes amastigotes de L. mexicana à différentes températures de culture, - les figures 3a et 3b, les cinétiques de culture des formes amastigotes de différentes leishmanies cutanées et cutanéo-muqueuses (3a) et d'une leishmanie viscérale (3b). - les figures 4a à 4c, les cinétiques de culture de formes promastigotes de leishmanies cutanées et cutanéo-muqueuses de leishmanies viscérales et de T, cruzi, - la figure 5 a, les caractéristiques cytologiques et la figure 5 b les caractéristiques ultrastructurales des formes amastigotes de culture de leishmanies, - les figures 6a et 6b, les analyses électrophorétiques en gel de polyacrylamide SDS-PAGE des profils polypeptidiques totaux de formes amastigotes de lésion et de culture selon l'invention, et de formes promastigotes de différentes leishmanies, - les figures 6c et 6d, les analyses électrophorétiques en gel d'empreinte des activités protéasiques de ces formes, - les figures 7a à 7d, les analyses indiquées ci-dessus, mais concernant des leishmanies viscérales, - les figures 8a et 8b, l'analyse des profils antigéniques de leishmanies par la technique d'immunoblotting à l'aide de sérums d'immunisation de lapin homologue, et - les figures 9 et 10, les cinétiques de différenciation de formes amastigotes obtenues selon l'invention en formes promastigotes, respectivement, pour des leishmanies cutanées et cutanéo-muqueuses, et pour des leishmanies viscérales, Exemple 1 : Elaboration d'un milieu de culture acellulaire pour formes amastigotes de leishmanies cutanées ou cutanéo-muqueuses ou de T. cruzi. On rapporte dans le tableau 1 suivant la formulation d'un milieu de culture supportant la croissance des formes amastigotes en condition axénique de différentes espèces de leishmanies responsables de leishmanioses cutanées et cutanéo-muqueuses et de différentes souches de T. cruzi. Tableau 1 Constituants Quantités pour 1 litre - Milieu 199H R (x10), avec sels de Hanks.................... 100 ml - Trypto-caséine sojaR 5 g - NaHC03 0,35 g - L-glutamine 0,75 g - HEPES 5,95 g - D(+) glucose 2,50 g - H2O.......................... Q.S. 800 ml - Hémine bovine 0,015 g - Sérum de veau foetal 200 ml Ce milieu, appelé dans la suite des exemples M1, est préparé comme suit A 100 ml de milieu 199H (avec sels de Hanks), concentré 10 fois, sont additionnés successivement dans les proportions indiquées dans le tableau, le trypto caséine sojaR, le bicarbonate de sodium, la L-glutamine, l'HEPES et le D(+) glucose. Le volume du milieu est alors ajusté à 800 ml avec de l'eau désionisée-distillée. Ce milieu de base est conservé pendant plusieurs mois à -20 C. Lors de son utilisation, l'hémine bovine (0,023 mM) et le sérum de veau foetal (200 ml) préalablement décomplémenté (56 C pendant 30 minutes) sont ajoutés aux 800 ml de milieu de base. Le milieu M1 résultant, conservé à 4 C, peut être utilisé durant 3 semaines sans altération de ses propriétés. Le pH du milieu est de 6,5 t 0,1 et la valeur de l'osmolarité a été déterminée à 443,3 + 2,3 milli osmoles par kg d'eau. On rappelle que les sels de Hanks répondent à la composition suivante : CaCl2, 2H20 (1,8 g/l), KCl (4 g/l), KH2P04 (0,6 g/l), MgS04, 7H20 (2 g/l), NaCl (80 g/l) et Na HP04, 7H20, (0,48 g/l). Les concentrations indiquées correspondent au milieu 199H lOX. Exemple2 : Elaboration d'un milieu de culture acellulaire pour formes amastigotes de leishmanies viscérales. On additionne au milieu M1 décrit ci-dessus de la L-cystéine (3 mM) et de l'acide bathocuproïne disulfonique (0,01 mM). La composition du milieu obtenu, appelé ci-après milieu M2, est donnée dans le tableau 2 suivant Tableau 2 Constituants Quantités - Milieu M1....................... 1000 ml - L-cystéine 3 mM - acide bathocuproïne disulfonique 0,01 mM Exemple : Elaboration de milieux de culture complètement définis (condition asérique) pour formes amastigotes et formes promastigotes de leishmanies. a. Milieux de culture complètement définis pour les formes amastigotes. Des milieux complètement définis supportant la croissance des formes amastigotes et promastigotes de leishmanies en condition axénique et asérique ont été mis au point. Pour les formes amastigotes, le sérum de veau foetal du milieu M1 ou M2 est substitué par un complexe albumine de sérum bovin (BSA) - acide linoléique à raison de 20 pg d'acide linoléique par ml de milieu M1 ou M2. Le pH du milieu est de 6,5 + 0,1 et la valeur de l'osmolarité a été déterminée à 467 + 2,9 milliosmoles par kg d'eau. On rapporte dans le tableau 3 ci-après la composition correspondante du milieu obtenu, appelé M3. Tableau 3 Constituants Quantités - M1 ou M2 sans SVF............... 100 ml - BSA - acide linoléique 0,002 * (P acide linoléique /V) b. Milieux de culture complètement définis pour les formes promastigotes. Le milieu asérique conçu pour la culture des formes promastigotes est constitué d'un mélange de milieux de culture commercialisés. A un litre de milieu RPMI 1640 concentré 1,1 fois et contenant 5,95 g d'Hepès, 20 ml de milieu 199H (avec sels de Hanks) modifié et 5 mg d'hémine bovine sont additionnés. Ce milieu est conservé 15 jours à +4 C sans altération de ses propriétés. Le pH du milieu est de 7,2 + 0,1 et la valeur de l'osmolarité a été déterminée à 353 + 3 milliosmoles par kg d'eau. La formulation pour un litre du milieu de culture supportant la croissance des formes promastigotes de leishmanies en condition asérique est rapportée dans le tableau 4 ci-après et est appelé M4. Tableau 4 Constituants Quantités RPMI 1640 (1,1 X)................... 1000 ml avec L-glutamine et HEPES Milieu 199H modifié (10 X) 2 % (P/V) Hémine bovine...................... 0,0005 % (g/l) Exemple : Adaptation et culture de formes amastigotes de leishmanies en condition axénique. Les formes promastigotes de différentes espèces de leishmanies sont mises en culture, puis sont différenciées en formes amastigotes. On indique ci-après les résultats de travaux effectués sur 17 souches de leishmanies. a. souches de leishmanies Les principales caractéristiques (pays, hôtes, année d'isolement et espèces) sont résumées dans le tableau 5 suivant. La caractérisation subspécifique des différentes espèces de leishmanies a été réalisée par typification génétique en analysant plus de 10 loci isoenzymatiques variables. Tableau 5 Nombre Nombre Désignation & Source Espèces de amastigotes passages (x107/ml) MHOM/BR/79/LI-01 L.chagasi 75 7,2 MHOM/IN(--)/61/L-13 L. donovani 64 5,9 MHOM/--/--/IT-2217 L. donovani 56 6,1 MHOM/IN/80/Ldd 8 C12 L. donovani 44 5,9 MHOM/IN/80/Ldd 8 C12 L. donovani 41 4,8 R60 MNYC/BZ/62/M-379 L. mexicana 167 7,5 MHOM/BO/83/LPZ-155 L. mexicana 97 6,2 MHOM/BR/76/LTB-012 L. amazonensis 149 7,2 MHOM/BR/73/M-2269 L. amazonensis 89 5,1 MHOM/BR/75/M-2904 L. braziliensis 145 6,3 MHOM/BO/90/CS L. braziliensis 64 6,2 MHOM/BO/90/AN L. braziliensis 37 5,9 MHOM/BR/75/M-4147 L. guyanensis 94 6,6 MHOM/BR/78/M-5378 L. guyanensis 42 5,4 MCHO/PA/OO/M-4039 L. panamensis 85 5,9 MHOM/PA/71/LS-94 L. panamensis 74 5,2 MHOM/EQ/91/A-8044 L. panamensis 39 4,8 b. culture des formes promastigotes Les formes promastigotes de ces différentes souches de leishmanies sont cultivées classiquement à 26 + 1"C dans un milieu synthétique monophasique liquide, le RPMI 1640, additionné de 10 % de sérum de veau foetal (en abrégé SVF) préalablement décomplémenté à 56"C pendant 30 minutes. La composition du milieu est la suivante - RPMI 1640................ 10,40 g - HEPES 5,95 g - NaHCO3 2,20 g - H2O...................... 900,00 ml Le pH est ajusté à 7,2 avec de la soude 1N ; le milieu est stérilisé par filtration sur une membrane Millipore R de 0,22 pm de porosité et peut être conservé ainsi pendant un mois à 4 C. Lors de son utilisation, 100 ml de SVF décomplémenté sont ajoutés. Les souches de leishmanies sont maintenues en culture routinière par deux repiquages hebdomadaires qui consistent à ensemencer des formes promastigotes de phase exponentielle (5 x 105 parasites par ml) dans 5 ml de milieu en flacon de culture de 50 ml. Les différentes souches sont conservées par cryocongélation à -180 C en présence de 5 g de DMSO. c. Différenciation in vitro des formes promastigotes en formes amastigotes 5 x 107 formes promastigotes, de fin de phase exponentielle, de leishmanies, obtenues comme indiqué cidessus, sont ensemencées dans 10 ml du milieu de culture M1 pour les promastigotes de leishmanies cutanées ou cutanéo-muqueuses et du milieu M2 pour celles de leishmanies viscérales. Aux différents jours de la cinétique de différenciation, 20 pl de la suspension parasitaire sont déposés sur une lame, séchés rapidement puis fixés au méthanol absolu et colorés selon la méthode de Giemsa. Le pourcentage de formes amastigotes est déterminé par comptage du nombre de formes amastigotes par rapport au nombre total de parasites en microscopie photonique (x 400) dans 20 champs successifs. Ces cultures sont réalisées à une température comprise entre 28 et 36"C. En opérant comme indiqué ci-dessus, on a réalisé des essais en dupliquette à 28, 32, 34 et 36"C avec L.mexicana et L.amazonensis et 28 et 32"C avec L.braziliensis, L. guyanensis et L. panamensis. Les différentes courbes de différenciation obtenues en fonction de la température, lors d'un premier passage en milieu M1 montrent que, d'une manière générale, dans les conditions de ces expériences, - la croissance invitro (nombre de parasites par ml) des organismes étudiés ne semble pas réellement altérée par l'augmentation de la température d'incubation de la culture. Seule la cinétique de multiplication de L.amazonensis à 36"C est fortement ralentie - la vitesse de différenciation (% de formes amastigotes au cours du temps) ainsi que les pourcentages de formes amastigotes, déterminés au huitième jour de la culture, augmentent significativement et de façon corrélée avec l'élévation de la température d'incubation; - plus de 90 % des formes promastigotes sont transformées en formes amastigotes au terme des différentes cinétiques de différenciation et ceci, pour des températures d'incubation supérieures ou égales à 320C. Afin d'illustrer les résultats obtenus, on a rapporté, sur les figures la et lb, le nombre de parasites par ml (O) et le pourcentage de formes amastigotes () en fonction du temps (en jours) pour L.mexicana à 34 et 36"C. On constate une différenciation élevée en formes amastigotes, qui augmente avec la température. Dans les mêmes conditions, mais en utilisant un milieu M2, on a étudié la différenciation de leishmanies viscérales comme L.chagasi et L. donovani. On obtient des pourcentages analogues de formes amastigotes. On notera que pour des températures supérieures ou égales à 32"C, la transformation des formes promastigotes en formes amastigotes est totale en 4 jours après un nombre de passages qui varie selon les espèces de leishmanies étudiées et qui décroît lorsque la température d'incubation s'élève. A 32"C, 3 ou 4, 6 à 8 et 8 ou 9 repiquages sont respectivement nécessaires pour les leishmanioses cutanées, cutanéo-muqueuses et viscérales, alors que 2 ou 3 et 7 passages à 36"C pour les leishmanioses cutanées et viscérales étudiées comme représenté sur la figure 2 qui donne le pourcentage de formes amastigotes en fonction du nombre de passages pour L. mexicana à 34 C et à 36"C. d. Cinétique de croissance des formes amastigotes Des courbes de cinétique de culture des formes amastigotes de différentes espèces de leishmanies ont été établies à différentes températures. On rapporte sur les figures 3a et 3b les résultats obtenus après au moins 25 repiquages de 5 x 106 formes amastigotes dans 10 ml de milieu Ml, à 32 C pour L. braziliensis (n), U guyanensis (-c ) et L. panamensis (" --0- ) et à 320C et 36 C pour L. chagasi. Les trois phases caractéristiques du cycle de croissance cellulaire observées classiquement au cours de la culture des formes promastigotes sont retrouvées - une phase de latence (2 jours), - une phase exponentielle pendant laquelle les parasites se multiplient rapidement (4 à 5 jours selon les espèces de leishmanies), - une phase stationnaire qui correspond à un stade de non division (à partir du 6ème ou 7ème jour). On observe une vitesse de multiplication, calculée au cours de la phase exponentielle (correspondant au temps de doublement réél), sensiblement la même pour les différentes cinétiques de culture, mais le temps de doublement des formes amastigotes est significativement différent. Il varie de 27 à 32 heures selon les espèces étudiées (alors qu'il n'est que de 16 à 21 heures pour les formes promastigotes correspondantes dans les mêmes conditions d'inoculum, du volume de milieu et d'aération). Enfin, les concentrations parasitaires déterminées à la confluence des cultures de formes amastigotes de leishmanies varient dans les conditions de ces expériences, de 4,8 à 7,5 x 107 formes amastigotes par ml de culture en 6 ou 7 jours selon l'espèce étudiée (voir tableau 5). Il est possible de cultiver les formes amastigotes des leishmanioses viscérales à 34"C et même 36 C. Les courbes de croissance sont semblables à celles obtenues à 32"C. Exemple 5 : Adaptation et culture continue des formes promastigotes en milieux complètement définis. On indique ci-après les résultats de travaux effectués sur 25 souches de leishmanies et une souche de T. cruzi. Les principales caractéristiques (pays, hôtes, année d'isolement et espèces) de ces souches sont résumées dans le tableau 6 suivant. La caractérisation subspécifique des différentes espèces de leishmanies et de T. cruzi a été réalisée par typification génétique en analysant plus de 10 loci isoenzymatiques variables. Tableau 6 Désignation et Source Espèces Nombre Nombre de de promastigotes passages (xlO7/ml) MHOM/BR/79/LI-O1 L.chagasi 249 6,6 MHOM/MA(BE)/67/IT-263 L. infantum 89 5,6 MHOM/MA/67/IT-263 clone 2 L. infantum 59 6,5 MHOM/MA/67/IT-263 clone 7 L. infantum 61 7,1 MHOM/IN/83H 570 L. donovani 161 6,9 MHOM/IN/(--)/61/L-13 L. donovani 149 7,8 MHOM/. . /. . /IT-2217 L. donovani 126 7,2 MHOM/IN/80/DD8 clone 2 L. donovani 129 7,3 MHYC/BZ/62/M-379 L. mexicana 229 7,9 MHOM/BO/83/LPZ-155 L. mexicana 102 5,6 MHOM/VE/76/JAP-78 L. amazonensis 176 6,5 MHOM/BR/76/LTB-012 L. amazonensis 142 6,9 MHOM/BR/73/M-2269 L. amazonensis 85 7,7 MHOM/BR/72/1670 L. braziliensis 111 6,5 MHOM/BR/75/M-2904 L. braziliensis 99 7,1 MHOM/BO/90/CS L. braziliensis 86 5,8 MHOM/BO/90/AN L. braziliensis 59 6,1 MCHO/PA/OO/M-4039 L. panamensis 107 6,6 MHOM/PA/71/LS-94 L. panamensis 136 5,3 MHOM/91/EQ/A8044 L. panamensis 98 6,8 MHOM/BR/78/M-5378 L. guyanensis 76 5,3 MHOM/BR/75/M-4147 L. guyanensis 113 6,2 MHOM/PE/85/FR-6 L. peruviana 79 5,5 schnur strain L. major 85 5,0 LTD L.tropica 80 6,8 SOUCHE TEHUANTEPEC T. cruzi 36 5,1 a. Culture des formes promastigotes en milieux complètement définis. Les formes promastigotes des différentes souches de leishmanies sont cultivées classiquement à 26"C dans le milieu RPMI 1640 additionné de 10 % de sérum de veau foetal (préalablement décomplémenté) comme il est indiqué dans l'exemple 4, b ci-dessus. La souche de T, cruzi est cultivée dans le même milieu, mais à une température d'incubation de 28"C. Une adaptation progressive des formes promastigotes cultivées classiquement dans le milieu RPMI 1640 contenant 10 * de sérum de veau foetal, est réalisée dans le milieu M4. Tous les essais sont réalisés en dupliquette à 26 + 1"C pour les leishmanies et 28 + 1"C pour T. cruzi en volume de 5 ml de milieu dans des flacons de 25 cm2 (50 ml). Les cultures sont tout d'abord diluées au demi dans le milieu M4 pendant au moins 2 passages qui ont lieu tous les 4 à 5 jours, puis au 1/5, au 1/10 et au 1/20 pendant un nombre de passages qui varie, selon les espèces étudiées, de 2 à 7 pour chaque nouvelle concentration pour enfin réaliser des repiquages correspondant à un ensemencement de 5 X 105 parasites par ml de milieu M4. b. Cinétique de croissance des formes promastigotes dans le milieu M4 Les courbes de cinétique de culture des formes promastigotes d'espèces de leishmanies et de T. cruzi sont rapportées sur les figures 4a à 4c. Elles ont été établies après au moins 30 repiquages de 5 x 106 parasites dans 10 ml de milieu M4. La figure 4a donne les résultats obtenus avec L. braziliensis braziliensis (), L. braziliensis guyanensis (-n-), L. braziliensis panamensis ( ), et L. peruviana (-O-), la figure 4 b avec L. donovani infantum (--0--), L. donovani donovani ( F-) et L. donovani chagasi ( ), la figure 4c avecL. mexicana mexicana (- > -), L. mexicana amazonensis G ), L. major l-) et T. cruzi (-O-). Les trois phases caractéristiques du cycle de croissance cellulaire observées classiquement au cours de la culture des formes promastigotes sont retrouvées : une phase de latence (2 jours), une phase exponentielle (6 jours) et une phase stationnaire (à partir du 7ème jour). Les temps de doublement réel, calculés au cours de la phase exponentielle, sont sensiblement les mêmes pour les différentes cinétiques de culture. Ils varient de 23 à 30 heures selon les espèces de leishmanies alors qu'ils fluctuent de 16 à 21 heures pour les formes promastigotes correspondantes cultivées en présence de sérum de veau foetal dans les mêmes conditions d'inoculum, de volume de milieu d'aération. Enfin, dans les conditions de ces expériences, les concentrations parasitaires déterminées à la confluence des cultures asériques (environ 7 jours) de formes promastigotes varient de 5,0 à 7,9 x 107 par ml de milieu M4. Certaines espèces de leishmanies sont maintenues en routine par un repiquage hebdomadaire depuis plus de trois ans. c. Etude de l'infectivité invitro et invivo des formes promastigotes de culture asérique Les formes promastigotes de culture asérique sont récoltées à 4 C par centrifugation à 2500 g. Le culot parasitaire est alors soumis à trois lavages, dans les mêmes conditions de centrifugation, en tampon PBS, pH 7,2. La concentration parasitaire est déterminée par comptage en cellule de Thoma. - Infectivité invitro On rapporte les résultats obtenus avec U chagasi, L. donovani, L. amazonensis, L. mexicana et L. braziliensis Selon le protocole décrit dans l'exemple 7, les macrophages péritonéaux de souris Balb/C sont infectés avec les formes promastigotes de phase stationnaire à raison de 10 parasites par macrophage. L'analyse des cinétiques d'infectivité invitro révèle qu'après 4 heures d'incubation, de 24 à 70 % des macrophages selon les espèces étudiées, présentent des formes promastigotes attachées à leur surface. Au cours de la cinétique, les pourcentages de macrophages infectés augmentent pour atteindre de 96 à 100 % à 48 heures selon les espèces de leishmanies. Ces résultats démontrent que les formes promastigotes obtenues selon l'invention sont capables d'infecter les macrophages in vitro. Infectivité invivo On rapporte les résultats obtenus avec Exemple 6 : Comparaison des formes amastigotes extracellulaires selon l'exemple 4 avec des formes amastigotes intracellulaires. On rapporte dans cet exemple les résultats obtenus avec L. amazonensis, L. mexicana, L. brazilensis, L.chagasi et L. donovani. obtention des formes extracellulaires Les formes amastigotes de culture axénique des différentes espèces de leishmanies sont récoltées par centrifugation à 2500 g. Le culot parasitaire est alors soumis à trois lavages successifs par centrifugation (même condition) en tampon PBS, pH 7,2. Pour certaines études et notamment les tests d'agglutination par une lectine, une dissociation mécanique est nécessaire de façon à séparer les parasites naturellement agglutinés. La concentration parasitaire est déterminée par comptage en cellule de Thoma. obtention des formes intracellulaires Les formes amastigotes intracellulaires de L.amazonensis et de L. mexicana sont isolées de lésions développées au point d'inoculation chez des souris BALB/C ayant subi une injection sous-cutanée, au niveau du coussinet plantaire de la patte arrière droite, de 5 x 107 formes promastigotes de phase stationnaire. Les lésions sont prélevées et broyées stérilement dans du tampon PBS, pH 7,2 contenant 2 % de glucose. Une première centri-fugation à faible vitesse (400 g) permet de se débarasser des tissus broyés. La suspension parasitaire est alors lavée trois fois en PBS par centrifugation à 2500 g. Les formes amastigotes intracellulaires sont comptées en cellule de Thoma. Les amastigotes intracellulaires de L.chagasi et L. donovani sont obtenues à partir d'un broyat de rates provenant de hamsters infectés par 5 x 107 formes promastigotes correspondantes, inoculées par voie intrapéritonéale. Ces formes sont isolées comme décrit cidessus. Etude morphologique Les caractéristiques cytologiques des formes amastigotes de culture selon l'invention ont été comparées aux formes amastigotes intracellulaires en microscopie optique après fixation et coloration au Giemsa des parasites. A titre illustratif, on donne les résultats observés avec L. amazonensis sur la figure 5 a. On vérifie à l'examen de cette figure que les amastigotes de culture présentent des caractéristiques morphologiques générales des leishmanies : noyau et kinétoplaste bien individualisés, mais aussi des critères spécifiques des formes amastigotes : formes rondes ou ovoïdes de 2 à 5 pm sur le plus grand axe et absence du flagelle. La flèche portée sur la figure indique des formes amastigotes en voie de division. Une étude ultrastructurale en microcospie électronique à balayage et à transmission a permis de confirmer l'analogie ultrastructurale entre les formes amastigotes intracellulaires et de culture (figure 5 b). Etude de l'infectivité in vitro des formes amastigotes de culture axénique selon l'invention Des macrophages péritonéaux de souris BALB/C sont récupérés par lavage de la cavité péritonéale. Ils sont répartis dans des plaques de culture de 24 puits au fond desquels est déposée une lamelle de verre de 12 mm de diamètre, à raison de 2,5 x 105 macrophages par puits dans 500 pl de RPMI 10 % SVF. Les plaques sont ensuite transférées à 36 + 1 C, dans une atmosphère enrichie à 5* de C02, pendant environ 14 heures. Un lavage est effectué le lendemain pour éliminer les macrophages qui n'ont pas adhéré à la lamelle. Les puits sont ensuite infectés avec les formes amastigotes de phase exponentielle ou de phase stationnaire à raison de 5 parasites par macrophage. Après 4 heures d'incubation à 36 + 1"C, tous les puits sont lavés trois fois avec du milieu RPMI additionné de 10 * de SVF pour éliminer les parasites non attachés aux macrophages. Deux lamelles sont prélevées, lavées en PBS stérile puis séchées rapidement, fixées et colorées selon la technique de Giemsa, de façon à évaluer le pourcentage de macrophages infectés et pour certaines espèces de leishmanies, le nombre de parasites par macrophage. Cette opération est répétée après 24, 48 et 72 heures d'incubation. Les écart-types sont calculés sur deux valeurs correspondant chacune à trois lectures de 500 cellules. L'étude des cinétiques d'infectivité invitro montre qu'après 4 heures d'incubation, de 35 à 75,4 * de macrophages selon les espèces présentent des formes amastigotes attachées à leur surface. A partir de 24 heures, les pourcentages de macrophages infectés (contenant des formes amastigotes) augmentent et atteignent 100 * à 72 heures pour la plupart des leishmanies. Ces résultats démontrent que les formes amastigotes obtenues selon l'invention sont capables de s'attacher aux macrophages, d'y pénétrer, de s'y multiplier et de coloniser d'autres macrophages. L'étude comparative des cinétiques d'infection invitro avec des formes amastigotes de leishmanies cutanées et de leishmanies viscérales intracellulaires correspondantes montre que les pourcentages de macrophages présentant des formes amastigotes attachées à leur surface (4 h) ainsi que les pourcentages de macrophages infectés au cours du temps (24, 48 et 72 h) sont très semblables. Etude de l'infectivité in vivo Les protocoles d'infection expérimentale sont différents selon qu'il s'agit de leishmaniose cutanée ou de leishmaniose viscérale. On rapporte les résultats obtenus avec L. mexicana et L. amazonensis d'une part et L.chagasi et L. donovani d'autre part. Leishmaniose cutanée 5 x 106 formes amastigotes intracellulaires et de culture (de phase exponentielle ou stationnaire selon l'invention) de L. mexicana et de L. amazonensis, contenues dans 25 ul de tampon PBS, sont respectivement injectées à douze souris BALB/C par voie sous-cutanée au niveau du coussinet plantaire de la patte arrière droite, la patte gauche servant de témoin. Les cinétiques d'infection sont suivies en mesurant, à l'aide d'un vernier de précision, la taille de la lésion développée au point d'inoculation. Des lésions caractéristiques apparaissent au point d'inoculation entre la quatrième et la cinquième semaine d'infection. Leur taille augmente rapidement au cours du temps et atteint 6 à 7 mm à la neuvième semaine. Chez les souris infectées par L. amazonensis, des lésions ulcératives sont observées à partir de la septième semaine d'infection. Une étude comparative des courbes d'infection expérimentale des formes amastigotes de culture selon l'invention et des formes intracellulaires montre une très bonne similitude. Leishmaniose viscérale Des lots de douze hamsters dorés sont respectivement infectés par une injection intrapéritonéale (200 pl) de 5 x 106 formes amastigotes intracellulaires et de culture (de phase exponentielle et stationnaire) selon l'invention de L.chagasi et de L. donovani. Tous les 21 jours, deux hamsters par lot sont sacrifiés. La rate ainsi qu'un lobe de foie sont prélevés et broyés stérilement dans 2 ml de tampon PBS. 500 pl de la suspension sont mis en culture dans deux types de milieu de culture (5 ml), le milieu RPMI additionné de 10 * de SVF à 26"C et le milieu M1 selon l'exemple 1 à 32"C. Des repiquages (dilution au tiers) sont réalisés tous les 4 jours. L'apparition de formes promastigotes et amastigotes est suivie dans le temps et la concentration parasitaire est estimée en microscopie photonique. La mise en culture des broyats de rates correspondants au 21ème jour d'infection montre que, dès la deuxième subculture dans le milieu RPMI ci-dessus, deux à cinq formes promastigotes de L.chagasi par champs sont observées en microscopie optique. Avec L. donovani on voit apparaître les premières formes promastigotes après quatre repiquages. Au 42ème jour de l'infection, de 2 à 5 formes promastigotes par champs sont visualisées dès le premier passage pour L.chagasi et lors du deuxième repiquage pour L. donovani. Au 63ème jour, plus de 10 parasites par champs sont dénombrés dès le premier repiquage pour les deux espèces de leishmanies. La mise en culture des broyats de rate des deux espèces de leishmaniose viscérale dans le milieu M1 32"C conduit à la survie, puis la multiplication, des formes amastigotes après 4 à 5 repiquages dans ce milieu. Ces résultats démontrent, sans conteste, que les formes amastigotes de culture, des leishmanioses cutanées et viscérales, telles qu'obtenues selon l'invention, sont infectantes invivo. Modulation de l'infectivité in vitro et in vivo des formes amastigotes de culture en fonction de l'âge des parasites en culture. De nombreux travaux mettent en évidence une modification de l'infectivité invitro (vis-à-vis des macrophages péritonéaux) et/ou invivo (dans un modèle expérimental) des formes promastigotes au cours de leur maturation en culture. Le développement séquentiel d'un stade peu infectant vers un stade très infectant a été démontré pour de nombreuses espèces de leishmanies. On a donc comparé l'infectivité invitro (visà-vis des macrophages péritonéaux de souris) et invivo (dans un modèle expérimental) des formes amastigotes de culture axénique selon l'invention à différentes phases de leur croissance. Etude invitro On a comparé l'infectivité in vitro des formes amastigotes de phase exponentielle et de phase stationnaire de différentes leishmanies, telles qu'obtenues selon l'exemple 4 Les formes amastigotes de phase exponentielle sont beaucoup moins infectantes que celles de phase stationnaire. Dès la 4ème heure d'incubation, les macrophages présentant des formes amastigotes de phase stationnaire attachées à leur surface sont environ deux fois plus nombreux. La détermination des pourcentages de macrophages infectés au cours des cinétiques d'infection révèle des différences du même ordre en faveur des formes amastigotes de phase stationnaire. Etude invivo De même, la comparaison des cinétiques d'infection invivo des formes amastigotes de culture de phase exponentielle avec celles de phase stationnaire montre que les formes amastigotes de phase stationnaire sont plus virulentes que celles de phase exponentielle. On démontre ainsi que l'augmentation de l'infectivité des formes amastigotes de culture de LL amazonensis, L.chagasi, et L. donovani, au cours de leur croissance, s'accompagne d'une perte d'agglutination par la lectine PNA (peanuts agglutinine). Exemple : Extraits polypeptiques totaux des amastigotes de culture selon l'invention et comparaison avec ceux des amastigotes intracellulaires. Dosage des protéines Des culots de 109 formes amastigotes de culture et intracellulaires (phase stationnaire), préalablement lavés, sont respectivement remis en suspension dans 500 p1 de solution d'extraction (NaCl 0,1 % (P/V), 0,1 % de Triton X100 (V/V) et soumis à une série de sonication à froid de 3 pulses de 10 secondes espacés de 30 secondes. Le surnageant obtenu après une centrifugation à 14000 g constitue l'extrait polypeptidique total. * Cet extrait est soumis à un dosage des protéines selon la méthode de Bradford (BioRad Protein Assay Kit Il). Analyse électrophorétique L'analyse électrophorétique en gel de polyacrylamide SDS-PAGE (conditions non réductrices) a été réalisée selon le protocole décrit par Laemmli U.K. et al, 1970, Nature, 227, 680. Les protéines sont concentrées dans un gel d'acrylamide à 5 %, puis séparées sur un gel d'électrophorèse à 10 *. 50 pg de protéines sont déposés par puits. Des protéines de poids moléculaires connus (Kit Low Weight, Biorad) servent de marqueurs. La migration s'effectue sous 85 volts pendant 2 heures à 4"C dans un tampon Tris/glycine, pH 8,3 contenant 0,1 % (P/V) de SDS. La coloration au bleu de Coomassie permet de visualiser les profils polypeptidiques. Les polysaccharides libres ou complexés sont révélés par le réactif de Schiff. Des photos des gels obtenus sont représentées sur les figures 6a et 6b. Dans la figure 6a, les profils 1, 2 et 3 sont respectivement les profils polypeptidiques totaux des formes promastigotes, des formes amastigotes de culture et des formes amastigotes de lésion, de L. mexicana. Dans la figure 6b, les profils 1, 2 et 3 sont respectivement ceux des formes amastigotes de culture, des formes promastigotes et des formes amastigotes de lésion de L. amazonensis. On observe une très bonne analogie entre les profils polypeptidiques totaux des formes amastigotes de culture axénique et ceux des formes amastigotes de lésion correspondantes (profils 3). Exemple 8 : Analyse des activités protéasiques en "gel d'empreinte". 5 mg de gélatine sont ajoutés à la solution d'acrylamide 10 % ci-dessus. Deux types de révélation sont alors effectuées : le gel est incubé 1 heure à température ambiante - dans une solution de PBS 0,01 M, pH 7,2, contenant 2,5 % (V/V) de Triton X 100R (pour éliminer le SDS) puis toute la nuit dans le tampon PBS seul - dans un tampon acétate, pH 5,5, contenant 2,5 % (V/V) de Triton X 100R, puis environ 14 heures dans le tampon acétate contenant du dithiotréitol (DTT) (49 mM). Les activités protéasiques sont révélées par une coloration du gel au bleu de Coomassie. Elles apparaissent alors en blanc sur fond bleu. Les figures 6 c et 6 d représentent les photos des gels d'empreinte. Ces figures illustrent des activités protéasiques d'amastigotes de culture (profils 1), de promastigotes (profils 2) et d'amastigotes de lésion (profils 3), obtenues, respectivement, à partir des souches de L. mexicana et de L. amazonensis de l'exemple 7. Comme pour les profils polypeptidiques totaux correspondants, on observe une très bonne analogie entre les profils d'activités peptidasiques des formes amastigotes de culture et des formes intracellulaires pour les deux espèces de leishmanies. Exemple : Comparaison entre formes promastigotes et formes amastigotes de culture axénique selon l'invention. Concentration protéique La détermination des concentrations en protéines est réalisée par spectrophométrie à 595 nm selon la méthode de Bradford à partir d'un extrait polypeptidique total soluble correspondant à l'extraction d'un culot parasitaire de 109 parasites. Quelles que soient les espèces de leishmanies étudiées, les formes promastigotes contiennent environ deux fois plus de protéines que les formes amastigotes correspondantes (4,9 + 0,7 mg pour 2,1 + 0,3 mg par ml). Comparaison des profils polypeptidiques totaux - de leishmanies cutanées. On procède à une analyse électrophorétique en gel de polyacrylamide SDS-PAGE de ces extraits. Les photos des gels d'électrophorèse obtenus avec L. mexicana et L. amazonensis sont données sur les figures 6a et 6 b. Comme le montre la figure 6 a, l'analyse comparative des profils polypeptidiques des formes promastigotes (profil 1) et des formes amastigotes de L. mexicana (profils 2 et 3) met en évidence d'importantes différences quantitatives et qualitatives. On relèvera - une protéine prédominante d'un poids moléculaire apparent d'environ 65 kilo dalton (Kd en abrégé) spécifiquement révélée par les formes promastigotes ; - trois polypeptides majeurs, ayant des poids moléculaires compris entre 55 et 90 Kd, révélés par les formes amastigotes, mais qui n'apparaissent pas présents dans l'extrait polypeptidique total des formes promastigotes. Quelques différences sont aussi mises en évidence chez L. amazonensis - une bande correspondant à un poids moléculaire d'environ 58 Kd, - plusieurs polypeptides situés dans des zones de poids moléculaires comprises entre 30 et 55 Kd, ainsi que - des bandes présentant des poids moléculaires supérieurs à 90 Kd, qui apparaissent spécifiques des formes amastigotes (figure 6 b). L'analyse des mêmes extraits parasitaires dans un gel de polyacrylamide coloré au réactif de Schiff démontre que la culture, selon l'invention, des formes amastigotes s'accompagne de l'expression croissante d'une molécule glycosylée de poids moléculaire d'environ 130 Kd. Cette molécule apparaît peu ou pas représentée dans les profils correspondants de formes promastigotes. Ces formes promastigotes révèlent en revanche la présence d'une molécule glycosylée avoisinant un poids moléculaire de 50 Kd. Leishikianies viscérales Les extraits polypeptidiques totaux de L. donovani et de L.chagasi sont soumis à une analyse électrophorétique en gel de polyacrylamide SDS-PAGE. Les photos des profils polypeptidiques totaux respectivement obtenus sont donnés sur les figures 8A et 8B. Sur la figure 7 a, les profils 1 et 2 correspondent respectivement aux formes promastigotes et aux formes amastigotes de culture de L. donovani et sur la figure 7 b, les profils 1 et 2 aux formes promastigotes et 3 et 4 aux formes amastigotes de culture L. chagasi. On constate chez L. donovani (Figure 7 a), une protéine majeure révélée chez les formes amastigotes (profil 2) correspondant à un poids moléculaire d'environ 85 Kd et une bande d'environ 105 Kd, qui ne sont pas rencontrées chez les formes promastigotes (profil 1), qui révèlent comme pour L. mexicana une bande majeure spécifique d'environ 65 Kd. Les formes amastigotes de phase exponentielle (profil 4) et stationnaire (profil 3) de L.chagasi (figure 7 b) présentent deux polypeptides majeurs correspondant à des poids moléculaires d'environ 55 et 60 Kd, qui sont absents des profils polypeptidiques totaux des formes promastigotes de phase exponentielle (profil 1) et de phase stationnaire (profil 2) correspondantes. Comparaison des activités protéasiques L'étude comparative des activités protéasiques des formes amastigotes et promastigotes correspondantes révèle d'une manière générale des profils d'activité qualitativement plus complexes et quantitativement plus importants chez les formes amastigotes de leishmanies, laissant apparaître des activités protéasiques spécifiques du stade amastigote. - de leishmanies cutanées Comme le montre la Figure 6c, les formes promastigotes (profil 2) de L. mexicana expriment une activité majeure d'un poids moléculaire apparent d'environ 65 Kd, correspondant à la métalloprotéase de surface, alors que les formes amastigotes (profils 1 et 3) présentent - un complexe de bandes qui encadrent ce poids moléculaire (de 60 à 85 Kd), - des activités de plus haut poids moléculaires (supérieurs à 110 Kd) avec des distances de migration variant selon le stade parasitaire, trois activités protéasiques ayant des poids moléculaires compris entre 17 et 35 Kd révélées spécifiquement par les formes amastigotes. Une bande mineure d'un poids moléculaire d'environ 25 Kd, devant correspondre à une activité cystéine protéase, mise en évidence seulement chez les formes promastigotes. De telles différences sont aussi mises en évidence pour L. amazonensis (figure 6d). Les activités protéasiques majeures des formes promastigotes (profil 2), de poids moléculaires de 65 Kd et 115 Kd environ, présentent, chez les formes amastigotes (profils 1 et 3), des migrations électrophorétiques sensiblement plus rapides. Au moins trois activités protéasiques ayant des poids moléculaires compris entre 24 et 36 Kd sont révélées spécifiquement par les formes amastigotes ; seule une bande mineure d'un poids moléculaire d'environ 24 Kd et devant correspondre à une activité cystéine protéase, est mise en évidence chez les formes promastigotes de phase stationnaire. - de leishmanies viscérales Chez L. donovani (figure 7 c), l'activité protéa- sique majeure des formes amastigotes de culture (profil 2) correspondant à un poids moléculaire d'environ 105 Kd n'est pas exprimée chez les formes promastigotes (profil 1). Ces dernières révèlent une bande mineure d'environ 65 Kd, qui est aussi faiblement rencontrée chez les formes amastigotes. Pour L.chagasi (figure 7 d), deux activités protéasiques, de poids moléculaires de 28 et 110 Kd environ, sont présentes aussi bien chez les formes amastigotes de phases exponentielle (profil 1) et stationnaire (profil 2) que chez les formes promastigotes correspondantes (profils 3 et 4). Ces deux activités sont cependant plus intenses chez les formes amastigotes de phase stationnaire. Les formes amastigotes de phase exponentielle et stationnaire présentent des activités mêtalloprotéases plus complexes que celles exprimées par les formes promastigotes correspondantes. Enfin, deux activités de poids moléculaires de 35 et 48 Kd environ sont spécifiques des formes amastigotes. Analyse antigénique L'étude comparative des profils antigéniques des formes promastigotes et amastigotes a été réalisée par la technique d'immunoblotting à l'aide de sérums de lapins immunisés par des extraits polypeptidiques totaux de formes amastigotes de culture selon l'invention. Les extraits polypeptidiques totaux des formes promastigotes et amastigotes sont séparés sur gel de polyacrylamide SDS-PAGE, transferrés sur une membrane de nitrocellulose qui est mise à incuber en présence des sérums d'immunisation correspondants. Les complexes antigène/anticorps sont révélés par un anticorps conjugué à la peroxydase dirigé contre les premiers anticorps. La figure 8 a illustre les résultats obtenus par mise en contact des formes amastigotes de culture axénique et des formes promastigotes de L. amazonensis avec un immunsérum de lapin dirigé contre les formes amastigotes de L. amazonensis. On constate que quatre antigènes sont spécifiquement reconnus chez les formes amastigotes un antigène majeur d'un poids moléculaire apparent de 62 Kd environ dont la migration est plus lente chez les formes promastigotes (65 Kd), - trois autres molécules correspondant à des poids moléculaires respectifs de 81, 58 et 35 Kd environ qui ne sont pas révélées chez les formes promastigotes, - deux antigènes de formes promastigotes ayant des poids moléculaires de 45 et 50 Kd environ, qui sont mieux reconnus par ce même immunsérum. La figure 8 b, correspond aux amastigotes et promastigotes de L. mexicana vis-à-vis de l'immunsérum de lapin dirigé contre les formes amastigotes de L. mexicana. L'examen de cette figure montre que quatre antigènes correspondant à des poids moléculaires de 98, 90, 53 et 35 Kd environ sont révélés uniquement chez les formes amastigotes. Comparaison de la réponse humorale vis-à-vis des formes amastigotes de culture axénique de l'invention et des formes promastigotes correspondantes. L'intensité de la réponse en anticorps est évaluée par la technique d'immunofluorescence indirecte (IFI). Cette dernière consiste à détecter semiquantitativement les anticorps circulants et présente la particularité d'utiliser comme substrat antigénique des parasites entiers fixés à la glutaraldéhyde 0,1 %. Etude avec des sérums d'iramunisation Les immunsérums de lapin anti-L.mexicana et anti-L. amazonensls sont testés en dilution sur les formes promastigotes et amastigotes de phase stationnaire de L. mexicana et de L. amazonensis. Les sérums de lapin, prélevés avant immunisation ont servi à déterminer les seuils de positivité des tests. Ils sont de 1/2 pour L. amazonensis et 1/10ème pour L. mexicana. Les résultats rapportés dans le tableau 7 suivant où l'antisérum de lapin anti-L. mexicana est appelé IS anti-Lma et celui de lapin anti-L.amazonensis est appelé IS anti-Lmm. Les lettres A et P représentent respectivement les formes amastigotes et promastigotes. Tableau 7 SERUMS / LAMES Lma P Lma A Lmm P Lmm A IS anti-Lma A - + 1/5 - + 1/40 IS anti-Lmm A - + 1/80 - + 1/40 L'examen de ce tableau montre que les deux immunsérums de lapin présentent uniquement des réactions positives avec les formes amastigotes de culture des deux espèces de leishmanies. La fluorescence est observée à la surface des formes amastigotes sous la forme d'un liseret et au niveau de la poche flagellaire. Ces résultats démontrent clairement que les formes amastigotes de leishmanies expriment à leur surface et au niveau de la poche flagellaire des antigènes spécifiques de stades communs aux deux espèces étudiées. Etude avec des sérums d'infection expérimentale Des sérums de hamsters, infectés respectivement par des formes promastigotes de L. mexicana et de LX amazonensis sont prélevés à différents temps de l'infection expérimentale qui sont 30 (D30), 50 (D50) et 221 (D221) jours pour L. amazonensis et 30 (D30), 90 (D90) et 180 (D180) jours pour L. mexicana. Ces différents sérums sont testés en dilution sur les formes promastigotes et amastigotes de phase stationnaire de LL mexicana et de L. amazonensis. Les seuils de positivité sont déterminés à l'aide de sérums de hamsters sains. Il est de 1/20 quel que soit l'espèce et le stade parasitaire analysés. Les résultats obtenus sont résumés sur le tableau 8 suivant où SIE anti-Lma et SIE anti-Lmm représentent respectivement les sérums d'infection expérimentale anti L. mexicana et anti-L. amazonensis. Tableau 8 SERA/LAMES Lma P Lma A Lmm P Lmm A SIE anti-Lma D30 - 1/40 - SIE anti-Lma D50 1/20 1/160 - SIE anti-Lma D221 1/20 1/160 - 1/20 SIE anti-Lmm D30 - - - 1/40 SIE anti-Lmm D90 - 1/20 1/40 1/80 SIE anti-Lmm D180 - 1/40 1/40 1/160 Les sérums d'infection précoce (D30) réagissent spécifiquement et uniquement avec les formes amastigotes de l'espèce homologue. D'une manière générale, les titres en anticorps obtenus vis-à-vis des formes amastigotes augmentent au cours des deux cinétiques d'infection. Les sérum D50 et D221 de L. amazonensis et D90 et D180 de L. mexicana révèlent aussi des réactions faiblement positives (1/20ème et 1/40ème respectivement) avec les formes promastigotes correspondantes. Les titres en anticorps obtenus sont toujours inférieurs à ceux révélés avec les formes amastigotes. Enfin les sérums D221 de L. amazonensis et D90, D180 de L. mexicana reconnaissent faiblement et uniquement les formes amastigotes de 1 'espèce hétérologue. Ces résultats confirment l'existence d'antigènes spécifiques du stade amastigote. Ils démontrent aussi que la réponse humorale générée au cours des infections expérimentales est plus spécifiquement dirigée contre des épitopes exprimés par les formes amastigotes. Enfin, ils montrent que les antigènes de formes amastigotes sont plus aptes à détecter une infection précoce. Etude de la réponse humorale au cours de la leishmaniose canine L'étude de la réponse humorale est réalisée en immunofluorescence indirecte sur 39 sérums de chiens leishmaniens. Elle consiste à comparer la réponse en anticorps vis-à-vis de deux substrats antigéniques, à savoir les formes promastigotes et amastigotes de phase stationnaire de L.chagasi. Deux groupes de sérums sont utilisés : 20 sérums présentant des titres anticorps inférieurs ou égaux à 1/160ème ("faiblement positifs") et correspondant vraisemblablement à des infections précoces et 19 sérums révélant des titres supérieurs ou égaux à 1/1280ème (fortement positifs), signant des infections bien établies. Le seuil de positivité est déterminé à l'aide de 12 sérums de chiens indemnes de leishmaniose. Dans les cond l'antigène figuré utilisé, le seuil de positivité est établi à 1/40ème. Les résultats de cette étude sont représentés sur les tableaux 9 a et 9 b suivants où Ldc = L.chagasi, le tableau 9 A correspondant aux sérums dits faiblement positifs et le tableau 9 B aux sérums dits fortement positifs. Tableau 9 A Différences exprimées en titres en anticorps obtenus sur les deux sbstrats antigéniques Antigènes figurés Nombre Ecart Ecart Ecart comparés de sérums Moyen minimum maximum Ldc A > Ldc P 12 2,0 + 1,2 1 4 Ldc A = Ldc P 3 0 0 O Ldc A Ldc P 5 2,2 + 1,3 1 4 Parmi les 20 sérums "faiblement positifs", 12 d'entre eux présentent des titres en anticorps plus élevés, 3 des titres équivalents et 5 des titres inférieurs vis-à-vis des formes amastigotes de L.chagasi (tableau 9 A). Les écarts exprimés en nombres de titres en anticorps supérieurs ou inférieurs sont très importants et varient de 1 à 4 titres. Tableau 9 B Différences exprimées en titres en anticorps obtenus sur les deux substrats antigéniques Antigènes figurés Nombre Ecart Ecart Ecart comparés de sérums Moyen minimum maximum Ldc A > Ldc P 17 2,5 + 1,6 1 6 Ldc A = Ldc P 2 0 0 0 Ldc A Ldc P O / / Comme le montre le tableau 9 B, l'analyse comparative des sérums "fortement positifs" est encore plus convaincante. En effet, tous les sérums révèlent des réactions plus intenses avec les formes amastigotes de LL chagasi, avec des écarts du nombre de titres en anticorps supérieurs allant de 1 à 6. Ce nouveau modèle expérimental permet de mettre en évidence une meilleure sensibilité de la technique d'immunofluorescence indirecte utilisant comme substrat antigénique les formes amastigotes de culture axénique en comparaison avec les formes promastigotes correspondates. Exemple 10 : Adaptation des formes amastigotes de culture en milieux complètements définis Les formes amastigotes de diverses leishmanies ont été adaptées dans le milieu M3 selon l'exemple 3, parmi lesquelles celles de L. mexicana, L. amazonensis, L. braziliensis et L.chagasi. Une adaptation progressive dans le milieu est réalisée comme suit : environ 107 formes amastigotes de culture selon l'exemple 4 sont inoculées dans 5 ml de milieu contenant 25 % puis 50 % puis 75 % et enfin 100 * de milieu M4. A chaque concentration, 4 à 5 repiquages sont effectués à raison de un, puis de deux passages par semaine. Les cinétiques de culture des formes amastigotes de culture axénique et asérique des différentes espèces de leishmanies étudiées, après plus de 20 repiquages dans le milieu M3, sont analogues à celles déterminées dans le milieu M1. Exemple 11 : Réalisation du cycle parasitaire invitro a. En condition axénique 107 formes amastigotes de phase exponentielle obtenues selon l'exemple 4 sont ensemencées dans 10 ml de milieu RPMI additionné de 10 % de SVF à 26"C. Aux différents jours de la culture, 20 pl de la suspension parasitaire sont déposés sur une lame, séchés rapidement puis fixés par du méthanol absolu pendant 2 minutes, colorés selon la méthode de Giemsa pendant 10 minutes. Le pourcentage de formes promastigotes est déterminé par comptage en microscopie optique (x 400) dans 20 champs successifs. Des repiquages successifs sont réalisés tous les 4 jours à raison de 106 parasites par ml avant d'établir les courbes de cinétique de différenciation. On a représenté sur les figures 9 et 10 le pourcentage de promastigotes obtenus, en fonction du temps (en heures) avec L. braziliensis - , L. guyanensis EE L. panamensis 01. (figure 9) et L. chagasi et L.donovani Sg (figure 10). L'examen de ces figures montre que la transformation des formes amastigotes de culture en formes promastigotes à 26"C est totale en 4 jours pour toutes les espèces de leishmanies étudiées. Ces formes promastigotes, encore appelées promastigotes de primo culture ou de court terme, inoculées dans le milieu M1 à raison de 106 parasites par ml, se différencient très rapidement (3 à 4 jours) en formes amastigotes à 32"C. La transformation est totale après 2 à 5 repiquages successifs selon les espèces de leishmanies étudiées. Par ce procédé, il est donc possible d'obtenir in vitro les différents stades parasitaires des leishmanies et ceci beaucoup plus rapidement et facilement que par les techniques in vive actuellement utilisées (infections expérimentales). De plus les formes parasitaires ainsi produites sont exemptes de tout contaminant cellulaire et sont capables de se multiplier in vitro (les formes amastigotes isolées de tissus infectés survivent 2 à 3 jours), ce qui permet de disposer d'une source abondante des deux stades parasitaires des principales espèces de leishmanies. On a étudié les cinétiques d'infection expérimentale chez la souris Balb/C des formes promastigotes de phase exponentielle de court terme et de phase stationnaire de long terme et de court terme. Les résultats obtenus sur L.amazonensis ont montré qu'il est possible de restaurer l'infectivité des formes promastigotes de "long terme" en réalisant le cycle parasitaire invitro. La même démonstration a été réalisée pour des leishmanies viscérales aussi bien in vitro que invivo. L'infectivité invivo des formes amastigotes de culture a aussi été étudiée au cours des différents repiquages successifs (17, 59 et 143 repiquages). Les cinétiques d'infectivité obtenues ne sont pas significativement différentes en fonction du nombre de passages en culture. Ces résultats montrent que, contrairement aux formes promastigotes correspondantes, la culture à "long terme" des formes amastigotes de culture ne conduit pas à une perte de leur infectivité in vivo . b. En condition axénique et asérique On rapporte les résultats obtenus avec L. chagasi et L. amazonensis. 107 formes promastigotes de culture asérique de fin de phase exponentielle/début de phase stationnaire sont inoculées dans 10 ml de milieu M3 selon l'invention et incubées à 32 + 1"C. Le pourcentage de formes amastigotes obtenu en fonction du temps est déterminé selon le protocole décrit précédemment. La différenciation des formes promastigotes en formes amastigotes est totale en 48 heures pour les deux espèces étudiées. I1 est alors possible de cultiver les formes amastigotes en conditions axénique et asérique comme il est indiqué dans l'exemple 10. 107 formes amastigotes de culture récemment transformées de formes promastigotes de culture asérique sont encemencées à 26 + 1"C dans 10 ml de milieu M4 selon l'invention. La transformation des formes amastigotes en formes promastigotes est alors complète en 3 à 5 jours. Les formes promastigotes ainsi obtenues encore appelées promastigotes de primo-culture ou de court terme, sont maintenues en culture dans le milieu M4 par un repiquage hebdomadaire comme il est indiqué dans l'exemple 5, a. Les procédés d'adaptation et de mise en culture, mis au point sur les principales espèces de leishmanies, ont été appliqués à la culture des formes amastigotes de souches de T. cruzi, agent de la maladie de Chagas. On rapporte ci-après les résultats obtenus avec les souches SO 34 cl 1, Gamba cl 1 et SO 3 cl 1, typifiées isoenzymatiquement par l'analyse de plus de 15 loci. Ces souches ont été rapidement adaptées et cultivées dans le milieu M1 à 32"C à partir des formes trypomastigotes métacycliques (formes infectantes de l'insecte vecteur) correspondantes. Les formes trypomastigotes sont obtenues à partir des formes épimastigotes (formes de multiplication de l'insecte vecteur) cultivées en milieu LIT contenant 10 % de SVF, selon un protocole décrit par Contreras et al (1985, Mol. Biochem. Parasitol., 16, 315). 5 x 107 formes épimastigotes sont incubées pendant 2 heures dans un milieu de synchronisation TAU (Tampon phosphate 8 mM, NaCl 190 mM, KCl 17 mM, CaC12 2 mM, pH 6), puis dans un milieu de différenciation TAUP (TAU + L-proline 10 mM, Ac. L- aspartique 2 mM, L-glutamine 50 mM et D-glucose 10 mM) jusqu a une totale transformation des formes épimastigotes en formes trypomastigotes. Environ 5 x 107 formes trypomastigotes métacycliques sont ensemencées dans 10 ml de milieu M1 32"C. La différenciation en formes amastigotes est totale après 4 repiquages successifs avec les souches SO 34 et Gamba et 11 repiquages pour la souche S 03. Des souches de ce type sont cultivées en condition axénique de façon continue par un repiquage hebdomadaire et ont subi plus de 25 passages dans le milieu Ml. En microscopie optique, les amastigotes de culture de T. cruzi présentent des caractéristiques morphologiques générales des formes amastigotes intracellulaires. Une culture massive (200 ml) de la souche SO 34 cl 1) a été réalisée. Environ 109 parasites laves (trois lavages en tampon PBS pH 7,2) sont obtenus à partir de 50 ml de culture. Différents essais de différenciation des formes amastigotes de culture des souches SO 34 et Gamba en formes épimastigotes (formes de multiplication de l'insecte vecteur) ou en formes trypomastigotes sanguicoles (formes infectantes de l'hôte) ont aussi été réalisés. Lorsque 5 x 106 formes amastigotes de culture sont inoculées dans 10 ml de milieu M1 contenant 10 % de sérum de veau, puis incubées à 26"C ou à température ambiante pendant 48 heures, la culture contient plus de 90 % de formes épimastigotes. Par contre, quand une culture de formes amastigotes de fin de phase exponentielle est mise à incuber à 37"C en présence de 5% de CO2 dans un milieu M1 contenant 30 % et plus de sérum de veau foetal pendant 4 jours, de 30 à 40 % des formes amastigotes sont transformées en formes trypomastigotes. Il est donc possible en jouant sur les conditions de température d'incubation et sur les concentrations en sérum de veau foetal de réaliser le cycle in vitro de Trypanosoma cruzi (formes épimastigotes, formes trypomastigotes métacycliques, formes amastigotes et formes trypomastigotes sanguicoles) en condition axéniques. Exemple 12 : Etude de l'effet leishmanicide direct sur les formes amastigotes de culture de l'oxyde nitrique, molécule effectrice de l'activation macrophagique. On a décrit récemment des activités antimicrobiales de l'oxyde nitrique synthétisé par des macrophages activés selon une nouvelle voie métabolique conduisant à la synthèse par le macrophage activé de dérivés de l'oxyde nitrique (NO, N02- et NO3-) à partir de la L-arginine. Cette molécule effectrice de l'immunité non spécifique est aussi responsable d'activités antiparasitaires (effet trypanostatique chez les trypanosomes africains et sur Toxoplasma gondii et effet lytique sur Schistosoma mansoni et Leishmania major). Grâce au nouveau modèle expérimental de l'invention, une activité leishmanicide directement dirigée contre les formes amastigotes de culture de différentes espèces de leishmanies a pu être démontré. De même, un des mécanismes conduisant à la lyse des formes amastigotes a été élucidé. En effet, les travaux effectués ont démontré que l'inhibition de la cisaconitase (enzyme du cycle de Krebs), due à l'intéraction du NO avec le groupement prosthétique Fe-S (Fer - soufre) de cette enzyme induit la lyse parasitaire. Ces résultats ont été obtenus en pulsant pendant 15 minutes du NO gazeux (1 %), véhiculé par de l'azote (99 %) dépourvu d'oxygène, directement sur les formes amastigotes de culture de L. mexicana, L. amazonensis, L. braziliensis et L. chagasi. La cinétique de culture ainsi que la différenciation des formes amastigotes en formes promastigotes ont été suivies après ce traitement. Dans certaines expériences, des milieux contenant 100 pM de FeS04 (source de fer) ou de l'acide a-cétoglutarique (3 mM) et de la cis-aconitate (3 mM), additionnés immédiatement aux parasites traités par le NO restaurent la croissance des formes amastigotes. L'étude comparative de différentes activités enzymatiques, et notamment celles du cycle de Krebs, sur les formes amastigotes traitées par le NO ou non a permis de mettre en évidence une inhibition de la cis-aconitase par le NO. REVENDICATIONS 1. Procédé pour l'adaptation et la culture in vitro de différents stades de parasites tissulaires, tels que les leishmanies et T. cruzi ou encore les hématoprotozoaires, caractérisé en ce qu'il est réalisé en condition axénique, en utilisant un milieu de culture monophasique liquide et que, pour l'obtention de formes amastigotes, ce milieu est tamponné à un pH de 5,5 à 6,5 et présente une osmolarité d'au moins 440 milli osmoles/kg de liquide, et en particulier de 440 à 550 milli osmoles/kg de liquide, ou que, pour l'obtention de formes promastigotes, ce milieu est tamponné à un pH de 7 à 7,5 et présente une osmolarité d'au moins 300 milli osmoles/kg de liquide. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le milieu de culture utilisé pour la différenciation de formes promastigotes en formes amastigotes comprend un milieu de base élaboré essentiellement à partir d'un milieu de culture de cellules d'insectes, additionné de sels inorganiques, du type des sels de Hanks, et de produits sources, notamment, d'acides aminés comme la L-glutamine et le trypto-caséine soja R, de facteurs de croissance comme le sérum de veau foetal inactivé, et de sucres comme le D-glucose, le milieu de culture cellulaire étant avantageusement le milieu 199H M dépourvu de NaHCO3 et additionné de L-glutamine et d'isoleucine, 3. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce que le milieu de culture mis en oeuvre renferme en outre, par exemple pour la culture du stade amastigote de leishmanies viscérales, des composés soufrés, comme la L-cystéine et/ou des produits capables de mimer les produits de sécrétion cellulaire comme l'acide bathocuproïne sulfonique. 4. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce que, par rapport au milieu final, le milieu de culture cellulaire représente environ 8 à 15 % (V/V), notamment de l'ordre de 10 *, les acides aminés, ou les produits sources de ces acides aminés, comme le trypto caséine soja R et la L-glutamine, sont présents, à raison de 4 à 8 % environ (P/V), notamment de 5 à 6 % environ et le sérum de veau foetal représente 15 à 30 %, notamment de l'ordre de 20 % (V/V), l'apport en sucre, notamment en glucose, est avantageusement réalisé à raison d'environ 2 à 4 % (P/V), notamment de 2 à 3 *, et les agents anti-oxydants comme l'hémine, à raison de 0,0002 à 0,008 % (P/V) notamment de l'ordre de 0,0005 *. 5. Procédé selon la revendication 3, caractérisé en ce que les composés soufrés, notamment la L-cystéine sont mis en oeuvre à raison d'environ 0,25 à 0,50 * (P/V), notamment de l'ordre de 0, 3 % et l'acide bathocuproïne sulfonique, à raison d'environ 0,004 à 0,008 % (P/V). 6. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il est en outre réalisé en condition asérique et en l'absence de macromolécule. 7. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que, pour la culture des stades amastigotes, on utilise un milieu tel que défini cidessus, mais dans lequel le sérum de veau foetal est remplacé par un acide gras essentiel tel que l'acide linoléique insaturé, avantageusement complexé à un transporteur comme l'albumine. 8. Procédé selon la revendication 7, caractérisé en ce que l'acide gras de substitution représente environ 10-3 à 10-4 % (P/V) par rapport au milieu final. 9. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que pour la culture des stades promastigotes, on utilise un milieu de culture élaboré à partir d'un milieu de culture cellulaire tel que le milieu RPMI 1640, auquel on ajoute un acide aminé tel que la L-glutamine et un tampon pour ajuster le pH, à une valeur de 7 à 7,5, ce milieu étant également additionné d'un autre milieu de culture cellulaire, spécialement le milieu 199H M, renfermant des sels inorganiques tels que les sels de Hanks, et des agents anti-oxydants, tels que l'hémine. 10. Procédé selon la revendication 9, caractérisé en ce que le milieu 199H M est utilisé à raison d'environ au moins 2 % (P/V), notamment de 2 à 10 % environ et l'hémine bovine de 0,0002 à 0,0008 g (P/V), notamment de l'ordre de 0,0005 %. 11. Milieux de culture tels que définis dans l'une quelconque des revendications 1 à 10. 12. Milieux de culture selon la revendication 11, caractérisés en ce qu'ils sont dépourvus de sérum de veau foetal. 13. Procédé pour l'adaptation et la culture continue invitro de formes amastigotes, caractérisé en ce qu'on ensemence des formes promastigotes de fin de phase exponentielle dans un milieu de culture tel que mis en oeuvre selon l'une des revendications 1 à 8, à raison de 106 à 107 formes promastigotes/ml de milieu, et qu'on realise l'adaptation et la culture à une température de l'ordre de 28 à 36"C, et notamment autour de 32"C, à un pH de 5,5 à 6,5. 14. Procédé pour l'adaptation et la culture continue, invitro, de formes promastigotes dites de court terme de parasites tels que les leishmanies, caractérisé en ce qu'il est réalisé en condition axénique et comprend l'ensemencement des formes amastigotes telles qu'obtenues selon le procédé de l'une des revendications 1 à 5 et selon la revendication 13, à raison de 106 à 107 formes amastigotes/ml de milieu, avantageusement des formes amastigotes de fin de phase exponentielle, leur culture à un pH de 7 à 7,5 dans un milieu de culture classique pour le développement de formes promastigotes, tel que le milieu RPMI additionné de sérum de veau foetal ou l'un des milieux selon l'une des revendications 1 à 5. 15. Procédé selon la revendication 13, caractérisé en ce que les formes promastigotes dites de court terme telles qu'obtenues selon la revendication 14 sont utilisées pour l'étape d'ensemencement. 16. Procédé pour l'adaptation et la culture continue, invitro, de formes promastigotes dites de court terme de parasites tels que les leishmanies, caractérisé en ce qu'il est réalisé en conditions axénique et asérique et comprend l'ensemencement des formes amastigotes telles qu'obtenues selon le procédé de l'une des revendications 6 à 8 et selon la revendication 13, leur culture comme défini dans la revendication 9 ou 10. 17. Procédé de production invitro des stades correspondant au cycle évolutif d'un parasite tel que les leishmanies, caractérisé en ce qu'il est réalisé en condition axénique et comprend les étapes - d'ensemencement et de culture, en opérant selon la revendication 13 ou 15, de formes promastigotes du parasite, - d'ensemencement et de culture, selon la revendication 14, des formes amastigotes obtenues, le cycle étant répété dans sa totalité, ou partiellement, si on le souhaite. 18. Procédé de production invitro des stades correspondant au cycle évolutif d'un parasite tel que les leishmanies, caractérisé en ce qu'il est réalisé en condition axénique et asérique et comprend les étapes - d'ensemencement et de culture de formes promastigotes dites de long terme selon la revendication 6, 9 ou 10, ou de formes promastigotes dites de court terme telles qu'obtenues selon la revendication 16, - d'ensemencement et de culture des formes amastigotes produites, dans un milieu de culture tel que défini dans la revendication 9, le cycle étant répété en totalité ou en partie si on le souhaite. 19. Les formes parasitaires du cycle évolutif d'un protozoaire tissulaire, telles qu'obtenues par mise en oeuvre d'un procédé de culture selon l'une des revendications 1 à 10 ou 13 à 18 et les phases de latence, exponentielle et stationnaire correspondant à ces formes. 20. Formes parasitaires selon la revendication 19, caractérisées en ce que - elles sont dépourvues de contaminants cellulaires, notamment macrophagiques tissulaires et, plasmatiques accompagnant les formes parasitaires intracellulaires isolées de cultures cellulaires ou d'animaux expérimentalement infectés, et le cas échéant, de tout contaminant sérique, tout en étant dotées du pouvoir infectieux invitro et invivo tel qu'observé sur les formes intracellulaires lorsque ces dernières sont habituellement infectieuses, et des caractéristiques morphologiques, biochimiques et immunologiques, - elles se présentent sous forme d'une population homogène par rapport à l'âge en culture et à l'état de différenciation pour un stade donné du cycle évolutif, cette population provenant d'une culture standardisée étant capable de se multiplier invitro et donc de survivre plus de 2 à 3 jours. 21. Formes parasitaires selon la revendication 19 ou 20, caractérisées en ce qu'il s'agit de formes amastigotes en particulier de leishmanies cutanées ou cutanéo-muqueuses, comme L. mexicana, L. amazonensis, L. braziliensis, L. guyanensis et L. panamensis ou viscérales comme L.chagasi, L. donovani ou L. infantum. 22. Formes parasitaires selon l'une des revendications 19 à 21, caractérisées en ce qu'elles sont telles qu'obtenues en realisant le cycle parasitaire en condition axénique et asérique et qu'il s'agit plus spécialement des formes amastigotes, ou encore des formes promastigotes de court terme. 23. Les extraits polypeptidiques totaux des formes parasitaires selon l'une des revendications 19 à 22, les formes promastigotes de culture synthétique, tels qu'obtenus par lyse de ces formes parasitaires et récupération des produits solubles, et les fractions et peptides de ces extraits reconnus par des sérums d'animaux immunisés avec les extraits polypeptidiques totaux, en particulier les fractions et peptides spécifiques de phase. 24. Les peptides selon la revendication 23 correspondant aux antigènes de surface des formes amastigotes et aux antigènes somatiques présents au niveau de la poche flagellaire ou de type vacuolaire. 25. Les antigènes d'excrétion tels qu'obtenus à partir des surnageants de culture conditionnés par les formes promastigotes ou par les formes amastigotes cultivées en conditions axénique et asérique selon l'une des revendications 6 à 10, 13 à 16. 26. Les antigènes de différenciation sécrétés dans les milieux de culture en conditions axénique et asérique selon l'une des revendications 6 à 10, 13 à 16. 27. Anticorps diriges spécifiquement contre les peptides antigéniques des formes parasitaires selon l'une des revendications 19 à 22, en particulier les anticorps ne reconnaissant spécifiquement que les antigènes d'une forme parasitaire appartenant à une espèce homologue, les anticorps reconnaissant également l'autre forme parasitaire de l'espèce considérée et les anticorps reconnaissant en outre les formes parasitaires d'une espèce hétérologue ou d'un autre genre comme T. cruzi. 28. Anticorps monoclonaux tels qu'obtenus par fusion de cellules myélomateuses avec les lymphocytes, en particulier de la rate ou des ganglions, d'un animal préalablement immunisé par injection d'un extrait polypeptidique total selon la revendication 23 ou d'un peptide antigénique selon l'une des revendications 24 à 26, criblage des surnageants des hybridomes obtenus selon la technique Elisa de manière à révéler les anticorps diriges spécifiquement contre une forme parasitaire d'une espèce, et souches d'hybridomes sécrétant ces anticorps monoclonaux. 29. Les ARN totaux et messagers tels que récupérés à partir des formes parasitaires selon l'une des revendications 19 à 22, et les ADNc correspondants. 30. Utilisation des formes parasitaires des leishmanies et de T. cruzi comme modèle expérimental, en particulier pour le criblage invitro de médicaments, le procédé de criblage comportant avantageusement - la mise en contact avec les produits à tester des formes parasitaires, plus spécialement des formes amastigotes telles que cultivées en conditions axénique et notamment asérique, selon la revendication 6, 7 ou 8, et des formes promastigotes telles que cultivées en milieu complètement défini, selon l'une des revendications 6, 9, 10, 14 ou 16, - l'incorporation de nucléotides ou d'acides amines marqués par un groupe radioactif, par exemple de la thymidine tritiée, pour déterminer l'activité des produits à tester ou la réalisation de tests de viabilité utilisant par exemple un sel de tétrazolium comme le MTT. 31. Kit pour le criblage de produits susceptibles d'être utilisés pour le traitement de parasitoses, plus spécialement de leishmanies ou de la maladie de Chagas, caractérisé en ce qu'il comprend - un support tel qu'une plaque multipuits renfermant les formes parasitaires utilisées selon la revendication 30, - les réactifs pour déterminer l'activité médicamenteuse des produits testés sur les formes parasitaires. 32. Methode de detection in vitro d'une parasitose, en particulier d'une leishmaniose ou de la maladie de Chagas, chez l r homme ou l'animal, caractérisée en ce qu'elle comprend - la mise en contact d'un échantillon biologique provenant de l'homme ou de l'animal à examiner avec une forme amastigote de culture axénique selon l'une des revendications 1 à 5 ou 13, ou de culture axénique et asérique selon l'une des revendications 6 à 8, 13 ou 15, ou avec une forme promastigote telle qu'obtenue selon l'une des revendications 1, 9, 10, 14 ou 16, un extrait polypeptidique total de cette forme selon la revendication 23 ou des peptides selon l'une des revendications 24 à 26, - la détection du complexe immunologique éventuellement formé. 33. Kit pour la détection invitro de parasitoses selon la revendication 32, caractérisé en ce qu il comprend - les réactifs antigéniques sous forme immobilisée, à savoir les formes amastigotes de culture axénique selon l'une des revendications 1 à 5, 13 ou 15, ou de culture axénique et asérique selon l'une des revendications 6 à 8, 13 ou 15, les formes promastigotes de culture axénique et asérique selon l'une des revendications 6, 9, 10, 14 ou 16, les extraits polypeptidiques totaux selon la revendication 23, ou les peptides selon l'une des revendications 24 à 26 avec, le cas échéant, - un témoin positif, constitué par un sérum de titre connu, - un témoin négatif, ainsi que - les tampons et réactifs utilisables pour la révélation de la réaction immunologique. 34. Méthode de détection invitro d'une parasitose chez l'homme ou l'animal, en particulier d'une infection par des leishmanies ou T. cruzi, caractérisée en ce qu'elle comprend - la mise en contact d'un échantillon biologique provenant de lthomme ou de l'animal à examiner avec des anticorps selon la revendication 27 ou 28, ou des fragments de ces derniers, immobilisés sur un support non immunogène, dans des conditions appropriées pour la production d'un complexe antigène-anticorps, - la mise en évidence de la formation du complexe. 35. Kit pour la détection in vitro de parasitoses selon la revendication 34, caractérisé en ce qu il comprend - une phase solide appropriée servant de support pour la réaction immunologique, telle qu'une plaque de micro-titration, - une préparation d'anticorps selon la revendication 27 ou 28, ou de fragments de ces derniers immobilisés sur un support, avec, le cas échéant, - un témoin positif, constitué par un sérum de titre connu, - un témoin négatif, ainsi que - les tampons et réactifs utilisables pour la réalisation de la réaction immunologique, et notamment l'anticorps homologue marque. 36. Compositions de vaccins contre des parasitoses, en particulier des infections par des leishmanies ou T. cruzi, caractérisées en ce qu'elles sont élaborées à partir de formes amastigotes de culture axénique, ou de culture axénique et asérique selon l'une des revendication 19 à 22, les formes promastigotes selon l'une des revendications 9, 10, 14 ou 16 les extraits polypeptidiques totaux, ou les fractions peptidiques et peptides selon l'une des revendications 23 à 26, en association avec un véhicule et/ou un adjuvant d'administration.