FR 3069644 A1 20190201 FR 1757263 A 20170728 Méthode pour mesurer la modulation de l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G Domaine technique L'invention concerne un nouveau procédé pour mesurer la modulation de l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG ou GPCR en anglais), par exemple un procédé pour déterminer la capacité d'une molécule à moduler l'activation d'un RCPG. Le procédé selon l'invention permet notamment de détecter l'apparition ou la disparition d'une protéine G vide ou d'une protéine G pleine dans une préparation de RCPG. Arrière-plan technologique Les récepteurs couplés aux protéines G (RCPG ou GPCR en anglais) sont une famille de récepteurs membranaires chez les mammifères et dans tout le règne animal. Les protéines G sont des protéines hétérotrimériques (3 sous unités : alpha, bêta et gamma) qui sont activées par les RCPG. Au travers des RCPG, les protéines G ont un rôle de transduction d'un signal de l'extérieur de la cellule vers l'intérieur de la cellule (i.e. réponse cellulaire à un stimulus externe). Leur mécanisme d'action communément décrit est présenté dans la Figure 1 et résumé ci-après : - dans son état inactif, de repos, la sous unité alpha de la protéine G est liée au nucléotide GDP (protéine G pleine liée au GDP) ; - après activation du RCPG, ce dernier se lie à la sous unité alpha de la protéine G et enclenche un processus d'activation de la protéine G constitué de deux étapes : 1) la sortie du GDP de la protéine G pour donner une protéine G vide, et la formation d'un complexe RCPG / protéine-G-vide inactif, et 2) la fixation du GTP qui conduit à la formation d'une protéine G active, sous forme GTP (protéine G pleine liée au GTP). Dans la première étape, la protéine G liée au récepteur est sous une forme appelée « forme vide ». Cet état est décrit dans la littérature comme étant transitoire puisqu'il est décrit que le nucléotide GTP se lie rapidement à la sous unité alpha de la protéine G. Par ailleurs, les sous unités bêta/gamma de la protéine G activée se dissocient de la sous unité alpha ; - la sous unité alpha de la protéine G pleine liée au GTP se fixe alors aux effecteurs pour les activer. Les effecteurs activent à leur tour des voies de signalisation entraînant une réponse cellulaire ; 2 - le GTP est ensuite hydrolysé en GDP par la sous unité alpha de la protéine G et la sous unité alpha se réassocie aux sous unité bêta/gamma pour reformer la protéine G pleine liée au GDP (état inactif). Il existe plusieurs sous types de protéines G alpha présentant des profils de sélectivité 5 différents pour les différents effecteurs et induisant ainsi l'activation de voies de signalisation préférentielles. Les RCPG sont associés à de nombreuses fonctions physiologiques importantes et sont considérés comme l'une des cibles thérapeutiques privilégiées pour un grand nombre de pathologies. Ainsi, de nombreux tests de criblage in vitro ont été développés pour 10 identifier des molécules capables de moduler les RCPG. Les tests mis au point exploitent différents mécanismes d'activation des protéines G et mettent en oeuvre des technologies variées (Zhang et al. ; Tools for GPCR drug discovery ; (2012) Acta Pharmacologica Sinica). On peut citer notamment les tests d'affinité qui utilisent des ligands radiomarqués pour 15 mesurer l'affinité du ligand au RCPG, les tests de scintigraphie de proximité qui utilisent des billes de scintigraphie sur lesquelles des RCPG ont été fixés ou les tests fonctionnels utilisant du GTP faiblement ou non hydrolysable comme le GTPyS. Ces tests sont néanmoins difficiles à mettre en oeuvre et nécessitent parfois des étapes de filtration sur membrane qui peut limiter leur utilisation comme tests de criblage à haut débit (HTS). 20 D'autres tests ont été développés pour mettre en évidence l'activation des RCPG. Ces tests se basent notamment sur les techniques de transfert d'énergie (RET - acronyme anglais de « Resonance Energy Transfer »), comme le FRET (acronyme anglais de « Fluorescence Resonance Energy Transfer ») ou le BRET (acronyme anglais de « Bioluminescence Resonance Energy Transfer »). On peut citer par exemple les 25 techniques de transfert d'énergie mettant en évidence l'interaction entre un RCPG et la protéine G en utilisant soit un donneur fusionné au RCPG et un accepteur fusionné à la protéine G (WO 2006/086883 et WO 2003/008435) soit un accepteur fusionné à la sous-unité alpha de la protéine G et un donneur fusionné à la sous-unité bêta et/ou gamme de la protéine G (Bunemann et al. Proc. Natl. Acad. Sci., 2003, 26, 16077-16082). Ces 30 techniques sont néanmoins contraignantes puisqu'elles nécessitent la préparation de protéines de fusion et elles ne permettent pas d'étudier les RCPG et les protéines G exprimés de façon endogène par les cellules (i.e. non modifiés et non sur-exprimés). D'autre part, afin de discriminer les différents sous types de protéines G alpha pouvant être activées par le récepteur, ces techniques nécessitent la préparation d'échantillons 3 membranaires multiples (une préparation spécifique pour chaque sous type de protéine G alpha). Les techniques de transfert d'énergie ont également été utilisées pour la mise au point de tests visant à visualiser la modulation de la forme GTP (active) de la protéine G ou de la 5 forme GDP (inactive) de la protéine G. On peut tout d'abord citer par exemple l'utilisation d'un format avec la protéine G fusionnée à une étiquette biotine ainsi liée à un donneur lui-même couplé à une protéine streptavidine et un accepteur lié à un analogue GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable (WO 2006/035208). D'autre part, un autre format utilise des peptides BioKey® biotinylé (KaroBio) discriminant la forme GTP de la forme 10 GDP et qui sont liés à un donneur grâce à une protéine streptavidine couplée au donneur. L'accepteur est lié au RCPG, qui est fusionné avec une étiquette 6HI5, à l'aide d'un anticorps anti 6HI5 (WO 2004/035614). Ces techniques sont également contraignantes puisqu'elles nécessitent aussi la préparation de protéines de fusion et elles ne permettent pas d'étudier les RCPG et les protéines G exprimés de façon endogène par les cellules. De 15 même, afin de discriminer les différents sous type de protéines G alpha pouvant être activées par le récepteur, ces techniques nécessitent la préparation d'échantillons membranaires multiples. Enfin, un dernier format à base de transfert d'énergie utilise les peptides BioKey® biotinylés (Karobio) décrits ci-dessus avec de la streptavidine couplée à un donneur et un 20 analogue GTP7S lié à un accepteur (Frang et al., https://shop. perki nel mer.com/Content/related materia I s/posters/sps_006943gtpla nce. pdf). Ce dernier format ne permet toutefois pas de discriminer la forme de la protéine G non associée (protéine G liée à un nucléotide GDP ou GTP) de la forme associée au RCPG lorsque celui est activé par un composé (protéine G vide). 25 II existe donc un réel besoin de disposer d'une méthode sensible et fiable qui permet de déterminer facilement la modulation de l'activation d'un RCPG, par exemple pour déterminer facilement la capacité d'une molécule à moduler l'activation d'un RCPG, et/ou de déterminer quelle sous type de protéine G est activé par le RCPG. 30 Résumé de l'invention La présente invention vise à proposer une nouvelle méthode pour le criblage in vitro de molécules capables de moduler les RCPG. Cette nouvelle méthode est notamment basée sur la capacité à discriminer une forme pleine de protéine G (Protéine G pleine liée au 4 GTP ou protéine G pleine liée au GDP) et une forme vide de protéine G, approche qui à la connaissance des inventeurs n'a jamais été utilisée pour mesurer l'activation d'un RCPG. En particulier la présente invention a comme avantages 1) d'utiliser une méthode de détection à base de fluorescence donc non radioactive ; 2) de ne nécessiter aucune étape 5 de lavage et ainsi de simplifier sa mise en oeuvre notamment pour des activités de criblage de composés à haut débit ; 3) de permettre de travailler notamment sur des protéines G et RCPG non modifiés ; 4) de permettre la discrimination de différents sous-types de protéines Galpha activées par le RCPG dans une même préparation membranaire comportant ces différents sous types (la discrimination étant apportée par l'utilisation de 10 ligands de détection discriminant les sous-types de protéines Galpha). Selon un premier aspect, l'invention concerne une méthode pour mesurer l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : 15 - d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un 20 second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; 25 c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ou (ii) dans le premier contenant, d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; 30 e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une modulation de l'activation du RCPG. 5 Selon un deuxième aspect, l'invention concerne une méthode pour déterminer la capacité d'une molécule à moduler l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : 5 - d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un 10 second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; 15 c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et de la molécule à tester ou (ii) dans le premier contenant, de la molécule à tester ; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une 20 diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une capacité de la molécule à moduler l'activation du RCPG. Selon un troisième aspect, l'invention concerne une méthode pour détecter l'apparition ou la disparition d'une protéine G vide ou d'une protéine G pleine dans une préparation de récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes 25 suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : - d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, 30 - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit 6 individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et 5 d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ou (ii) dans le premier contenant, d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une 10 diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une apparition ou une disparition de la protéine G vide ou de la protéine G pleine. Brève description des figures La figure 1 représente le mécanisme d'action d'activation d'un RCPG et de la protéine G. 15 La figure 2 représente le concept de détection de l'activation du RCPG et de la protéine G associée par la discrimination d'une forme initiale de la protéine G pleine (liée au GDP ou au GTP ou au GTP non hydrolysable / lentement hydrolysable) d'une forme finale vide (pas de nucléotide). Les figures 3A à 3D illustrent 4 formats d'essai selon l'invention. 20 Les figures 4A et 4B illustrent un test d'activation selon le format 2B avec le couple de ligands de détection : Peptide Biotin-KB1753/SA-XL + anticorps anti Galphai 5C13533- Lumi4Tb. Les figures 5A et 5B illustrent un test d'activation selon le format 2B avec le couple de ligands de détection : anticorps anti Galphai D5V365-d2 + anticorps anti Galphai 25 5C13533-Lumi4Tb. Les figures 6A et 6B illustrent un test d'activation selon le format 2B avec le couple de ligands de détection : anticorps anti Galphai D5V395-d2 + anticorps anti Galphai 5C13533-Lumi4Tb. Les figures 7A et 7B illustrent un test d'activation selon le format 2B avec le couple de 30 ligands de détection : anticorps anti Galphai DSV3S-d2 + anticorps anti Galphai D5V365- Lumi4Tb. 7 Les figures 8A et 8B illustrent un test d'activation selon le format 1A avec le couple de ligands de détection : anticorps anti Galphai D5V395-d2 + anticorps anti Galphai D5V265Lumi4Tb. Les figures 9A et 9B illustrent un test d'activation selon le format 2A avec le couple de 5 ligands de détection : anticorps anti Galphai D5V395-d2 + anticorps anti Galphai D5V265- Lumi4Tb. La figure 10 illustre un test d'activation selon le format 2B avec le couple de ligands de détection : peptide Biotin-KB1753/SA-XL + anticorps anti Galphai 5C13533-Lumi4Tb, avec validation du format d'essai sur quatre RCPG différents (Delta Opioïde, GalanineR1, NOP, 10 5HT1A) et sur deux fonds cellulaires différents (HEK293 et CHO-K1). La figure 11 illustre un test d'activation selon le format 2A avec le couple de ligands de détection : anticorps anti Galphai D5V395-d2 + anticorps anti Galpai D5V265-Lumi4Tb, avec validation du format d'essai avec du GTPyS ou du GTP. 15 Description détaillée de l'invention Définitions Au sens de l'invention, le terme « protéine G » désigne une protéine hétéro-trimérique composée de trois sous-unités appelées protéine Galpha, protéine Gbêta et protéine Ggamma. 20 Au sens de l'invention, le terme « Protéine Galpha » ou « Galpha » désigne la sous-unité alpha de la protéine G. La protéine Galpha possèdent deux domaines, le domaine GTPase, et le domaine hélice alpha. Il existe au moins 20 protéines Galpha différentes, qui peuvent se classer parmi les principales familles de protéines suivantes : Galphas (connu pour activer l'adénylate cyclase afin d'augmenter la synthèse de l'AMPc), Galphai (connu 25 pour inhiber l'adénylate cyclase), Galphaolf (associé aux récepteurs olfactifs), Galphat (connu pour la transduction des signaux visuels dans la rétine en conjonction avec la rhodopsine), Galphaq (connu pour stimuler la phospholipase C) ou la famille Galpha12/13 (connue pour réguler le cytosquelette, les jonctions cellulaires, et d'autres processus liés au mouvement de la cellule). Dans un mode de réalisation préféré de l'invention, la 30 protéine Galpha est choisie parmi la protéine Galphai1, Galphai2, Galphai3, Galphao1, Galphao2, Galphaq, Galpha12, Galpha13, Galphas, Galphaz, Galphat1, Galphat2, Galpha11, Galpha14, Galpha15, Galpha16 et Galphagus, de préférence choisie parmi la protéine Galphai1, Galphai2 et Galphai3. 8 Au sens de l'invention, le terme « Protéine Galpha pleine » désigne une protéine Galpha liée au GTP ou au GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable ou au GDP. Ce terme désigne donc à la fois la protéine Galpha liée au GDP (« Protéine Galpha pleine liée au GDP ») et la protéine Galpha liée au GTP ou au GTP non hydrolysable ou lentement 5 hydrolysable (« Protéine Galpha pleine liée au GTP »). La protéine Galpha pleine (liée au GDP ou au GTP) est représentée à la Figure 1. Le terme « GDP » désigne la guanosine diphosphate. Le terme « GTP » désigne la guanosine triphosphate. Le terme « GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable » désigne un analogue du 10 GTP qui n'est pas hydrolysé ou peu hydrolysé en GDP. On peut citer par exemple le GTPgammaS (CAS no. 37589-80-3), le GppNHp (CAS no. 148892-91-5) ou le GppCp (CAS no. 10470-57-2). Au sens de l'invention, le terme « Protéine Galpha vide » désigne une protéine Galpha qui n'est pas liée au GTP ou au GDP ou au GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable. 15 La protéine Galpha vide est décrite dans la littérature comme un état transitoire entre la forme pleine liée au GDP et la forme pleine liée au GTP ou au GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable. La protéine Galpha vide est représentée à la Figure 1. Au sens de l'invention, le terme « préparation membranaire » désigne une préparation comprenant des membranes cellulaires ou des fragments de membranes cellulaires ou 20 des systèmes artificiels mimant des membranes cellulaires qui portent (ou qui expriment à leur surface) un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) Galpha. Ainsi, le terme « préparation membranaire » englobe les cellules entières, les cellules entières perméabilisées, les cellules lysées, les membranes cellulaires purifiées et les complexes RCPG / Protéine Galpha purifiés et reconstitués dans des nanodisques (aussi appelés 25 « nanoscale phospholipid bilayers ») ou des mélanges de détergents qui portent (ou qui expriment à leur surface) un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) Galpha. Un « anticorps » selon l'invention peut être d'origine mammifère (ex. humain ou de souris ou de camélidé), humanisé, chimérique, recombinant. Il s'agit de préférence d'un anticorps monoclonal produit de manière recombinante par des cellules génétiquement 30 modifiées selon des techniques largement connues de l'homme de l'art. L'anticorps peut être de n'importe quel isotype, par exemple IgG, IgM, IgA, IgD ou IgE. Un « fragment d'anticorps » selon l'invention peut par exemple être choisi parmi les fragments Fv, Fab, Fab', Fab'-SH, F(ab')2, les diabodies, les anticorps linéaires (aussi 9 appelés « Single Domain Antibodies » ou sdAb, ou nanobodies), les anticorps avec une seule chaine (ex. les scFv). Au sens de l'invention, les termes « ligand capable de se lier spécifiquement à la forme vide » et « ligand capable de se lier spécifiquement à la forme pleine » désignent 5 respectivement un ligand capable de se lier préférentiellement à la forme vide ou à la forme pleine de la protéine G. C'est à dire un ligand présentant respectivement une meilleure affinité (i.e un Kd plus petit) pour la forme vide ou la forme pleine de la protéine G vis-à-vis respectivement de la forme pleine ou de la forme vide de la protéine G. Le facteur de sélectivité (rapport du Kd pour la forme préférentiellement reconnue sur le Kd 10 pour l'autre forme) est, par exemple, au moins d'un facteur deux. Au sens de l'invention, les termes « ligands capables de se lier spécifiquement, en association, à la protéine Galpha vide » et « ligands capables de se lier spécifiquement, en association, à la protéine Galpha pleine » désignent respectivement : 1) une paire de ligands capable de se lier préférentiellement à une forme vide de la 15 protéine Galpha, c'est à dire une paire de ligands dont au moins un des deux ligands présente, seul ou en association avec le deuxième ligand, une meilleure affinité (i.e un Kd plus petit) pour la forme vide de la protéine Galpha vis-à-vis de la forme pleine de la protéine Galpha. Le facteur de sélectivité (rapport du Kd pour la forme vide sur le Kd pour la forme pleine) est, par exemple, au moins d'un 20 facteur deux. 2) une paire de ligands capable de se lier préférentiellement à une forme pleine de la protéine Galpha, c'est à dire une paire de ligands dont au moins un des deux ligands présente, seul ou en association avec le deuxième ligand, une meilleure affinité (i.e un Kd plus petit) pour la forme pleine de la protéine Galpha vis-à-vis 25 de la forme vide de la protéine Galpha. Le facteur de sélectivité (rapport du Kd pour la forme pleine sur le Kd pour la forme vide) est, par exemple, au moins d'un facteur deux. Il peut également s'agir d'une paire de ligands capable de générer un signal de RET plus élevé avec une forme donnée de la protéine Galpha vis-à-vis de l'autre forme de la 30 protéine Galpha. Le rapport de signal de RET (rapport du signal de RET pour la forme préférentiellement reconnue sur le signal de RET pour l'autre forme) est, par exemple, au moins d'un facteur 1.3. Au sens de l'invention, le terme « molécule capable de moduler l'activation du RCPG » désigne une molécule capable d'activer ou d'inhiber un RCPG, et donc d'induire la 10 transduction ou d'empêcher la transduction d'un signal de l'extérieur de la cellule vers l'intérieur de la cellule via le RCPG. Il peut s'agir d'un agoniste, d'un antagoniste ou d'un agoniste inverse. Au sens de l'invention, le terme « molécule à tester » est une molécule susceptible de 5 moduler l'activation du RCPG. Dans la présente description, le terme « molécule », sans autre précision, désigne à la fois les termes « molécule capable de moduler l'activation du GPCR » et « molécule à tester ». Le terme « RET » (de l'anglais « Resonance Energy Transfer ») désigne les techniques de 10 transfert d'énergie. Le terme « FRET» (de l'anglais « Fluorescence Resonance Energy Transfer ») désigne le transfert d'énergie entre deux molécules fluorescentes. Le FRET est défini comme un transfert d'énergie non radiatif résultant d'une interaction dipôle-dipôle entre un donneur et un accepteur d'énergie. Ce phénomène physique nécessite une compatibilité 15 énergétique entre ces molécules. Cela signifie que le spectre d'émission du donneur doit recouvrir, au moins partiellement, le spectre d'absorption de l'accepteur. En accord avec la théorie de Fôrster, le FRET est un processus qui dépend de la distance séparant les deux molécules, donneur et accepteur : lorsque ces molécules sont à proximité l'une de l'autre, un signal de FRET sera émis. 20 Le terme « BRET » (de l'anglais « Bioluminescence Resonance Energy Transfer ») désigne le transfert d'énergie entre une molécule bioluminescente et une molécule fluorescente. Au sens de l'invention, le terme « ligand » désigne une molécule capable de se lier spécifiquement et de manière réversible à une molécule cible. Dans le cadre de l'invention, la molécule cible est la protéine Galpha vide ou la protéine Galpha pleine. Le 25 ligand peut être de nature protéique (ex. une protéine ou un peptide) ou de nature nucléotidique (ex. un ADN ou un ARN). Dans le cadre de l'invention, chaque ligand est avantageusement choisi parmi un anticorps, un fragment d'anticorps, un peptide ou un aptamère. Au sens de l'invention, le ligand est marqué par un membre d'un couple de partenaires de 30 RET. Le ligand peut être marqué de manière directe ou indirecte selon des méthodes bien connues de l'homme du métier, par exemple comme décrit ci-après, mais de manière préférée, le ligand est marqué de manière directe, par liaison covalente avec un membre d'un couple de partenaires de RET. 11 Le terme « couple de partenaires de RET » désigne un couple constitué d'un composé donneur d'énergie (ci-après « composé donneur ») et d'un composé accepteur d'énergie (ci-après « composé accepteur »); lorsqu'ils sont à proximité l'un de l'autre et lorsqu'ils sont excités à la longueur d'onde d'excitation du composé donneur, ces composés 5 émettent un signal de RET. Il est connu que pour que deux composés soient partenaires de RET, le spectre d'émission du composé donneur doit recouvrir partiellement le spectre d'excitation du composé accepteur. Par exemple, on parle de « couples de partenaires de FRET» lorsqu'on utilise un composé fluorescent donneur et un composé accepteur ou de « couple de partenaires de BRET » lorsqu'on utilise un composé bioluminescent donneur 10 et un composé accepteur. Le terme « signal de RET » désigne tout signal mesurable représentatif d'un RET entre un composé donneur et un composé accepteur. Par exemple, un signal de FRET peut donc être une variation de l'intensité ou de la durée de vie de luminescence du composé fluorescent donneur ou du composé accepteur lorsque ce dernier est fluorescent. 15 Le terme « contenant » désigne un puits d'une plaque, un tube à essai ou de tout autre contenant approprié au mélange d'une préparation membranaire avec les réactifs nécessaires à la mise en oeuvre de la méthode selon l'invention. Selon un premier aspect, l'invention concerne une méthode pour mesurer l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes 20 suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : - d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, 25 - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine 30 Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ou (ii) dans le premier contenant, d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ; 12 d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant 5 une modulation de l'activation du RCPG. Selon un deuxième aspect, l'invention concerne une méthode pour déterminer la capacité d'une molécule à moduler l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : 10 - d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un 15 second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; 20 c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et de la molécule à tester ou (ii) dans le premier contenant, de la molécule à tester ; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une 25 diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une capacité de la molécule à moduler l'activation du RCPG. Selon un troisième aspect, l'invention concerne une méthode pour détecter l'apparition ou la disparition d'une protéine G vide ou d'une protéine G pleine dans une préparation de récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes 30 suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : - d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, 13 - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit 5 individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ou (ii) dans le premier contenant, 10 d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant 15 une apparition ou une disparition de la protéine G vide ou de la protéine G pleine. Etape a) Selon les trois aspects de la présente invention, l'étape a) consiste à introduire, dans un premier contenant les trois éléments suivants : - une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs 20 protéine(s) G, - une source de GDP et/ou d'une source de GTP, - un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de 25 partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine. Dans le cadre de l'invention, le GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable et/ou le GDP sont des sources préférées, de préférence le GDP seul ou le GTP non hydrolysable ou 30 lentement hydrolysable seul. Avantageusement, le GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable est choisi parmi le GTPgammaS (GTPyS), GppNHp et GppCp, de préférence le GTPgammaS (GTPyS). A l'étape a), le premier contenant ne comprend pas la molécule capable de moduler ou susceptible de moduler l'activation du GPCR, par exemple le premier contenant ne 14 contient pas la molécule à tester. Il permet de mesurer le niveau basal du signal de RET et/ou le bruit de fond du signal de RET. Les trois éléments peuvent être introduits dans le contenant de manière séquentielle dans n'importe quel ordre, ou de manière simultanée ou quasi-simultanée. Le mélange des 3 5 éléments permet d'obtenir une solution réactionnelle adaptée à la mise en oeuvre d'un RET. D'autres éléments peuvent être ajoutés dans le contenant afin d'adapter la solution à la mise en oeuvre du RET. Par exemple, on peut ajouter la coelentérazine h (benzylcoelentérazine) ou la bisdésoxycoelentérazine (DeepBlueCTM) ou didéshydrocoelenterazine (coelentérazine-400a) ou la D-luciférine. 10 Les ligands sont capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine. Dans un premier mode de réalisation, chacun des deux ligands peut se lier spécifiquement et individuellement à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine, c'est à dire qu'un ligand peut se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha 15 pleine en présence et en l'absence de l'autre ligand. Dans un second mode de réalisation particulier, les deux ligands en association peuvent se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine, c'est à dire qu'au moins un des deux ligands ne peut se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleinequ'en présence de l'autre ligand. 20 Dans un mode de réalisation particulier, on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide. Ce mode de réalisation permet de discriminer la protéine Galpha vide de la protéine Galpha pleine liée au GDP. Dans un autre mode de réalisation particulier, on utilise une source de GDP et des ligands 25 capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha pleine. Ce mode de réalisation permet de discriminer la protéine Galpha pleine liée au GDP de la protéine Galpha vide. Dans un autre mode de réalisation particulier, on utilise une source de GTP et/ou GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier 30 spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide. Ce mode de réalisation permet de discriminer la protéine Galpha vide de la protéine Galpha pleine liée au GTP et/ou au GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable. Dans un autre mode de réalisation particulier, on utilise une source de GTP et/ou GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier 15 spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha pleine. Ce mode de réalisation permet de discriminer la protéine Galpha pleine liée au GTP et/ou au GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable de la protéine Galpha vide. Avantageusement, la protéine Galpha est choisie parmi la protéine Galphai1, Galphai2, 5 Galphai3, Galphao1, Galphao2, Galphaq, Galpha12, Galpha13, Galphas, Galphaz, Galphat1, Galphat2, Galpha11, Galpha14, Galpha15, Galpha16 et Galphagus, de préférence choisie parmi la protéine Galphai1, Galphai2 et Galphai3. Dans un mode de réalisation particulier, le premier ligand est un peptide et le second ligand est un anticorps ou un fragment d'anticorps. Par exemple, le premier ligand est un 10 peptide de séquence Ser-Ser-Arg-Gly-Tyr-Tyr-His-Gly-Ile-Trp-Val-Gly-Glu-Glu-Gly-Arg-Leu- Ser-Arg (SEQ ID No: 1) (peptide KB1753, qui reconnait spécifiquement la protéine Galpha pleine liée au GTP) et le deuxième ligand est un anticorps anti-Galphai. Par exemple, l'anticorps anti-Galphai est l'anticorps du fournisseur Santa Cruz Biotechnologies de référence #5C13533 (clone R4, qui reconnait les formes vide et pleine de la protéine 15 G). Dans un autre mode de réalisation particulier, le premier ligand et le second ligand sont des anticorps ou des fragments d'anticorps. Dans un mode de réalisation particulier, le ou les anticorps utilisés pour la mise en oeuvre du procédé selon l'invention est/sont choisi(s) parmi D5V365, DSV3S, D5V395, D5V265 20 (anticorps DSV disponibles auprès de Cisbio Bioassays sur demande) et #5C13533. Etape b) Selon les trois aspects de la présente invention, l'étape b) consiste à mesurer le signal de RET émis dans le premier contenant, c'est-à-dire le contenant obtenu à l'étape a). Le signal mesuré correspond au signal obtenu dans le contenant en absence de la molécule 25 à tester. La mesure peut se faire par des méthodes conventionnelles largement connues de l'homme du métier et ne pose pas de problème particulier. On utilise généralement un appareil qui permet de détecter et de mesurer le signal de RET, comme par exemple le lecteur de microplaques PHERAstar FS (BMG Labtech) avec le mode de lecture TR-FRET ou bioluminescence. 30 Etape c) Dans un mode de réalisation, l'étape c) consiste à introduire dans un second contenant les mêmes réactifs qu'à l'étape a) et une molécule capable de moduler l'activation du RCPG (ou la molécule à tester pour le deuxième aspect). Avantageusement, le second contenant est préparé de la même manière que le premier contenant, la seule différence 16 étant la présence dans le deuxième contenant d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG (ou la molécule à tester pour le deuxième aspect). Ce mode de réalisation est avantageux car il permet d'effectuer la mesure du signal de RET émis dans le premier contenant et dans le deuxième contenant de manière simultanée. Ce mode de 5 réalisation permet également d'effectuer la mesure simultanée du signal de RET émis dans un ou plusieurs seconds contenants. Ainsi, ce mode de réalisation est particulièrement avantageux puisqu'il permet de tester plusieurs molécules différentes en parallèle. Dans un autre mode de réalisation, l'étape c) consiste à introduire dans le premier 10 contenant une molécule capable de moduler l'activation du RCPG (ou la molécule à tester pour le deuxième aspect). Ce mode de réalisation présente l'avantage de n'utiliser qu'un seul contenant pour la mise en oeuvre de la méthode selon l'invention. Etape d) Selon les trois aspects de la présente invention, l'étape d) consiste à mesurer le signal de 15 RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c). Le signal mesuré correspond au signal obtenu dans le contenant en présence de la molécule à tester. Comme à l'étape b), la mesure peut se faire par des méthodes conventionnelles largement connues de l'homme du métier et ne pose pas de problème particulier. On utilise généralement un appareil qui permet de détecter et de mesurer le signal de RET, 20 comme par exemple le lecteur de microplaques PHERAstar FS (BMG Labtech) avec le mode de lecture TR-FRET ou bioluminescence. Etape e) Selon les trois aspects de la présente invention, l'étape e) consiste à comparer les signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une diminution du signal obtenu à 25 l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une modulation de l'activation du GPCR. L'homme du métier peut aisément comparer les signaux des étapes b) et d) et définir un seuil lui permettant de qualifier l'augmentation ou la diminution, par exemple un écart entre les signaux supérieur à 5%, supérieur à 10%, supérieur à 15%, supérieur à 20% ou 30 supérieur à 25%. On peut par exemple calculer le ratio entre les signaux des étapes b) et d). De manière générale, pour un couple de ligands donné, plus l'écart entre les signaux est important, plus le ratio entre les signaux sera important et plus la modulation de l'activation du RCPG (e.g. activation ou inhibition) est importante. L'écart entre les signaux est toutefois susceptible de varier en fonction du couple de ligands utilisés pour la 17 mise en oeuvre du procédé selon l'invention. Le niveau de modulation de l'activation du RCPG permet d'identifier des molécules plus ou moins agonistes, antagonistes ou agonistes inverse. Quand on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement à la 5 protéine Galpha vide, une augmentation du signal indique que la molécule est un agoniste du RCPG. Quand on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide, une diminution du signal indique que la molécule est un agoniste inverse du RCPG. 10 Quand on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide, une diminution du signal, entre une condition avec la molécule à tester seule et une condition avec la molécule à tester en association avec un agoniste, indique que la molécule est un antagoniste du RCPG. Quand on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement à la 15 protéine Galpha pleine, une diminution du signal indique que la molécule est un agoniste du RCPG. Quand on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha pleine, une augmentation du signal indique que la molécule est un agoniste inverse du RCPG. 20 Quand on utilise une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha pleine, une augmentation du signal, entre une condition avec la molécule à tester seule et une condition avec la molécule à tester en association avec un agoniste, indique que la molécule est un antagoniste du RCPG. Quand on utilise une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement 25 hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide, une augmentation du signal indique que la molécule est un agoniste du RCPG. Quand on utilise une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide, une diminution du signal indique que la molécule est un agoniste inverse du RCPG. 30 Quand on utilise une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha vide, une diminution du signal, entre une condition avec la molécule à tester seule et une condition avec la molécule à tester en association avec un agoniste, indique que la molécule est un antagoniste du RCPG. 18 Quand on utilise une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha pleine, une diminution du signal indique que la molécule est un agoniste du RCPG. Quand on utilise une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement 5 hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha pleine, une augmentation du signal indique que la molécule est un agoniste inverse du RCPG. Quand on utilise une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement à la protéine Galpha pleine, une augmentation du signal, entre une condition avec la molécule à tester seule et une 10 condition avec la molécule à tester en association avec un agoniste, indique que la molécule est un antagoniste du RCPG. Marquage du ligand par un membre d'un couple de partenaires de RET Un ligand peut être marqué de manière directe ou indirecte. Le marquage direct du ligand par un membre d'un couple de partenaires de RET, par 15 exemple un composé fluorescent quand on met en oeuvre un FRET, peut être effectué par les méthodes classiques connues de l'homme du métier, reposant sur la présence de groupes réactifs sur le ligand. Par exemple, lorsque le ligand est un anticorps ou un fragment d'anticorps, les groupes réactifs suivants peuvent être utilisés : le groupe amino terminal, les groupes carboxylates des acides aspartique et glutamique, les groupes 20 amines des lysines, les groupes guanidines des arginines, les groupes thiols des cystéines, les groupes phénols des tyrosines, les cycles indoles des tryptophanes, les groupes thioéthers des méthionines, les groupes imidazoles des histidines. Les groupes réactifs peuvent former une liaison covalente avec un groupe réactif porté par un membre d'un couple de partenaires de RET. Les groupes réactifs appropriés, portés 25 par le membre d'un couple de partenaires de RET, sont bien connus de l'homme du métier, par exemple un composé donneur ou un composé accepteur fonctionnalisé par un groupe maléimide sera par exemple capable de se lier de manière covalente avec les groupes thiols portés par les cystéines portées par une protéine ou un peptide, par exemple un anticorps ou un fragment d'anticorps. De même, un composé 30 donneur/accepteur portant un ester de N-hydroxysuccinimide sera capable de se fixer de manière covalente à une amine présente une protéine ou un peptide. Le ligand peut également être marqué par un composé fluorescent ou bioluminescent de manière indirecte, par exemple en introduisant dans le milieu de mesure un anticorps ou un fragment d'anticorps, lui-même lié de manière covalente à un composé 19 accepteur/donneur, ce deuxième anticorps ou fragment d'anticorps reconnaissant de manière spécifique le ligand. Un autre moyen de marquage indirect très classique consiste à fixer de la biotine sur le ligand à marquer, puis d'incuber ce ligand biotinylé en présence de streptavidine marquée 5 par un composé accepteur/donneur. Des ligands biotinylés appropriés peuvent être préparés par des techniques bien connues de l'homme du métier ; la société Cisbio Bioassays commercialise par exemple de la streptavidine marquée avec un fluorophore dont la dénomination commerciale est « d2 » (réf. 610SADLA). Dans le cadre de l'invention, le premier ligand et le second ligand sont chacun marqués 10 par un membre d'un couple de partenaires de RET, l'un des membres du couple étant un composé fluorescent donneur ou luminescent donneur et l'autre membre du couple étant un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). Marquage pour la mise en oeuvre d'un FRET Dans un mode de réalisation particulier, le premier ligand et le deuxième ligand sont 15 chacun marqués par un membre d'un couple de partenaires de FRET, c'est à dire un composé fluorescent donneur ou un composé fluorescent accepteur d'énergie. La sélection du couple de partenaires de FRET pour obtenir un signal de FRET est à la portée de l'homme du métier. Par exemple, des couples donneur-accepteur utilisables pour étudier les phénomènes de FRET sont notamment décrits dans l'ouvrage de Joseph 20 R. Lakowicz (Principles of fluorescence spectroscopy, 2nd edition 338), auquel l'homme du métier pourra se référer. Composés fluorescents donneurs Les composés fluorescents donneurs d'énergie à durée de vie longue (> 0,1 ms, de préférence comprise dans la gamme allant de 0,5 à 6 ms), en particulier les chélates ou 25 cryptates de terres rares sont avantageux puisqu'ils permettent d'effectuer des mesures en temps résolu, c'est-à-dire de mesurer des signaux de TR-FRET (en langue anglaise, « Time Resolved FRET ») en s'affranchissant d'une grande partie du bruit de fond émis par le milieu de mesure. Ils sont pour cette raison et de manière générale préférés pour la mise en oeuvre du procédé selon l'invention. Avantageusement, ces composés sont des 30 complexes de lanthanides. Ces complexes (tels que chélates ou cryptates) sont particulièrement appropriés en tant que membre du couple de FRET donneur d'énergie. Les complexes d'europium (Eu3+), de terbium (Tb3+), de dysprosium (Dy3+), de samarium (5m3+), de neodymium (Nd3+), d'ytterbium (Yb3+) ou encore d'erbium (Er3+) sont des complexes de terres rares également appropriés aux fins de l'invention, 20 les complexes d'europium (Eu3+) et de terbium (Tb3+) étant particulièrement préférés. De très nombreux complexes de terres rares ont été décrits et plusieurs sont actuellement commercialisés par les sociétés Perkin Elmer, Invitrogen et Cisbio Bioassays. Des exemples de chélates ou cryptates de terres rares appropriés aux fins de l'invention 5 sont : - Les cryptates de lanthanides, comportant un ou plusieurs motifs pyridine. De tels cryptates de terre rare sont décrits par exemple dans les brevets EP 0 180 492, EP 0 321 353, EP 0 601 113 et dans la demande internationale WO 01/96 877. Les cryptates de terbium (Tb3+) et d'europium (Eu3+) sont particulièrement 10 appropriés aux fins de la présente invention. Des cryptates de lanthanides sont commercialisés par la société Cisbio Bioassays. On peut citer à titre d'exemple non limitatif les cryptates d'europium de formules ci-dessous (qui peuvent être couplés au composé à marquer via un groupe réactif, ici par exemple un groupe NI-12) : TrisBiPy-Eu H 15 Py-BiPy-Eu N Eu3-EN--, N N- \ 'S 21 NH2 HOOC /,COOH HOOC COOH TrisBiPy-tetraacide-Eu H ° NNH2 Py-BiPy-tetraacide-Eu - Les chélates de lanthanides décrits notamment dans les brevets US 4 761 481, US 5 032 677, US 5 055 578, US 5 106 957, US 5 116 989, US 4 761 481, 5 US 4 801 722, US 4 794 191, US 4 637 988, US 4 670 572, US 4 837 169, US 4 859 777. Les brevets EP 0 403 593, US 5 324 825, US 5 202 423, US 5 316 909 décrivent des chélates composés d'un ligand nonadenté tel que la terpyridine. Des chélates de lanthanides sont commercialisés par la société Perkin Elmer. 10 - Des complexes de lanthanides constitués d'un agent chélatant, tel que le tétraazacyclododécane, substitué par un chromophore comportant des cycles aromatiques, tels que ceux décrits par Poole R. et al. dans Biomol. Chem, 2005, 3, 1013-1024 "Synthesis and characterisation of highly emissive and kinetically stable lanthanide complexes suitable for usage in cellulo", peuvent également être utilisés. 15 On peut aussi utiliser les complexes décrits dans la demande WO 2009/10580. 22 - Les cryptates de lanthanides décrits dans les brevets EP 1 154 991 et EP 1 154 990 sont également utilisables. - le cryptate de terbium de formule ci-dessous (qui peut être couplé à un composé à marquer via un groupe réactif, ici par exemple un groupe NH2) : et dont la synthèse est décrite dans la demande internationale WO 2008/063721 (composé 6a page 89). 10 - Le cryptate de terbium Lumi4-Tb de la société Lumiphore, commercialisé par Cisbio Bioassays. - Le quantum dye de la société Research Organics, de formule ci-dessous (qui peut être couplé au composé à marquer via un groupe réactif, ici NCS) : - NOS '--,----- 15 - Les chélates de ruthénium, en particulier les complexes constitués d'un ion ruthénium et de plusieurs bipyridines comme le ruthénium(II) tris(2,2'-bipyridine). - Le chélate de terbium DTPA-cs124 Tb, commercialisé par la société Life technologies 5 H2N-(CH2)4 HN '..'..- NI-1 HN '__.. ..N /.> 23 de formule ci-dessous (qui peut être couplé au composé à marquer via un groupe réactif R) et dont la synthèse est décrite dans le brevet américain US 5 622 821. 5 10 - Le chélate de terbium de formule ci-dessous et décrit par Latva et al (Journal of Luminescence 1997, 75(2): 149-169) : 15 NOS Tb-W14016 Avantageusement, le composé fluorescent donneur est un partenaire de FRET choisi parmi : un cryptate d'europium, un chélate d'europium, un chélate de terbium, un 20 cryptate de terbium, un chélate de ruthénium, un quantum dot, les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène et le nitrobenzoxadiazole. 24 De manière particulièrement avantageuse, le composé fluorescent donneur est un partenaire de FRET choisi parmi : un cryptate d'europium; un chélate d'europium ; un chélate de terbium ; un cryptate de terbium ; un chélate de ruthénium ; et un quantum dot ; les chélates et les cryptates d'europium et de terbium étant particulièrement 5 préférés. Composés fluorescents accepteurs Les composés fluorescents accepteurs peuvent être choisis dans le groupe suivant : les allophycocyanines, en particulier celles connues sous la dénomination commerciale XL665 ; les molécules organiques luminescentes, telles que les rhodamines, les cyanines 10 (comme par exemple Cy5), les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène (commercialisés sous la dénomination « Bodipy »), les fluorophores connus sous la dénomination « Atto », les fluorophores connus sous la dénomination «DY», les composés connus sous la dénomination « Alexa », le nitrobenzoxadiazole. Avantageusement, les composés 15 fluorescents accepteurs sont choisis parmi les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole. Les expressions « les cyanines » et « les rhodamines » doivent être respectivement comprises comme « les dérivés de cyanine » et « les dérivés de rhodamine ». L'homme 20 du métier connaît ces différents fluorophores, disponibles dans le commerce. Les composés « Alexa » sont commercialisés par la société Invitrogen; les composés « Atto » sont commercialisés par la société Attotec ; les composés « DY » sont commercialisés par la société Dyomics ; les composés « Cy » sont commercialisés par la société Amersham Biosciences ; les autres composés sont commercialisés par divers 25 fournisseurs de réactifs chimiques, tels que les sociétés Sigma, Aldrich ou Acros. Les protéines fluorescentes suivantes peuvent également être utilisées en tant que composé fluorescent accepteur : les protéines fluorescentes cyans (AmCyan1, Midori-Ishi Cyan, mTFP1), les protéines fluorescentes vertes (EGFP, AcGFP, TurboGFP, Emerald, Azami Green, ZsGreen), les protéines fluorescentes jaunes (EYFP, Topaz, Venus, mCitrine, 30 YPet, PhiYFP, ZsYellow1, mBanana), les protéines fluorescentes oranges et rouges (Orange kusibari, mOrange, tdtomato, DsRed, DsRed2, DsRed-Express, DsRed-Monomer, mTangerine, AsRed2, mRFP1, 3Red, mCherry, mStrawberry, HcRed1, mRaspberry, HcRedTandem, mPlim, AQ143), les protéines fluorescentes dans le rouge lointain (mKate, mKate2, tdKatushka2). 25 Avantageusement, le composé fluorescent accepteur est un partenaire de FRET choisi parmi : les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du barondipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole et un quantum dot, la GFP, les variants GFP 5 choisis parmi GFP10, GFP2 et eGFP, la YFP, les variants YFP choisis parmi eYFP, YFP topaz, YFP citrine, YFP venus et YPet, le mOrange, le DsRed. Marquage pour la mise en oeuvre d'un BRET Dans un mode de réalisation particulier, le premier ligand et le deuxième ligand sont chacun marqués par un membre d'un couple de partenaires de BRET, c'est à dire un 10 composé luminescent donneur ou un composé fluorescent accepteur d'énergie. Un ligand peut être marqué de manière directe ou indirecte. Le marquage direct du ligand par un composé luminescent donneur ou un composé fluorescent accepteur de type protéine, membre d'un couple de partenaires de BRET, peut être effectué par les méthodes classiques connues de l'homme du métier et 15 notamment décrites dans l'article de Tank Issad et Ralf Jockers (Bioluminescence Resonance Energy Transfer to Monitor Protein-Protein Interactions, Transmembrane Signaling Protocols pp 195-209, Part of the Methods in Molecular BiologyTM book series MIMB, volume 332) auquel l'homme du métier pourra se référer. Le marquage direct du ligand par un composé fluorescent accepteur de type molécule 20 organique, membre d'un couple de partenaires de BRET, peut être effectué par les méthodes classiques connues de l'homme du métier, reposant sur la présence de groupes réactifs sur le ligand comme cité ci-dessus. Par exemple, lorsque le ligand est un anticorps ou un fragment d'anticorps, les groupes réactifs suivants peuvent être utilisés : le groupe amino terminal, les groupes carboxylates des acides aspartiques et glutamiques, les 25 groupes amines des lysines, les groupes guanidines des arginines, les groupes thiols des cystéines, les groupes phénols des tyrosines, les cycles indoles des tryptophanes, les groupes thioéthers des méthionines, les groupes imidazoles des histidines. Les groupes réactifs peuvent former une liaison covalente avec un groupe réactif porté par un membre d'un couple de partenaires de BRET. Les groupes réactifs appropriés, 30 portés par le membre d'un couple de partenaires de BRET, sont bien connus de l'homme du métier, par exemple un composé accepteur fonctionnalisé par un groupe maléimide sera par exemple capable de se lier de manière covalente avec les groupes thiols portés par les cystéines portées par une protéine ou un peptide, par exemple un anticorps ou un fragment d'anticorps. De même, un composé accepteur portant un ester de N- 26 hydroxysuccinimide sera capable de se fixer de manière covalente à une amine présente une protéine ou un peptide. Le ligand peut également être marqué par un composé bioluminescent ou fluorescent de manière indirecte, par exemple en introduisant dans le milieu de mesure un anticorps ou 5 un fragment d'anticorps, lui-même lié de manière covalente à un composé accepteur/donneur, ce deuxième anticorps ou fragment d'anticorps reconnaissant de manière spécifique le ligand. Un autre moyen de marquage indirect très classique consiste à fixer de la biotine sur le ligand à marquer, puis d'incuber ce ligand biotinylé en présence de streptavidine marquée 10 par un composé accepteur/donneur. Des ligands biotinylés appropriés peuvent être préparés par des techniques bien connues de l'homme du métier ; la société Cisbio Bioassays commercialise par exemple de la streptavidine marquée avec un fluorophore dont la dénomination commerciale est « d2 » (réf. 610SADLA). La sélection du couple de partenaires de BRET pour obtenir un signal de BRET est à la 15 portée de l'homme du métier. Par exemple, des couples donneur-accepteur utilisables pour étudier les phénomènes de BRET sont notamment décrits dans l'article de Dasiel O. Borroto-Escuela (BIOLUMINISCENCE RESONANCE ENERGY TRANSFER (BRET) METHODS TO STUDY G PROTEIN-COUPLED RECEPTOR-RECEPTOR TYROSINE KINASE HETERORECEPTOR COMPLEXES, Methods Cell Biol. 2013 ; 117: 141-164), auquel 20 l'homme du métier pourra se référer. Composés luminescents donneurs Dans un mode de réalisation particulier, le composé luminescent donneur est un partenaire de BRET choisi parmi : la Luciférase (luc), Renilla Luciférase (Rluc), les variants de Rénilla Luciférase (Rluc8) et la Firefly Luciférase. 25 Composés fluorescents accepteur Dans un mode de réalisation particulier, le composé fluorescent accepteur est un partenaire de BRET choisi parmi : les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole, un quantum dot, la GFP, les variants GFP 30 (GFP10, GFP2, eGFP), la YFP, les variants YFP (eYFP, YFP topaz, YFP citrine, YFP venus, YPet), le mOrange, le DsRed. 27 Exemples Matériel - les membranes de cellules exprimant les récepteurs étudiés et la protéine Galphai ont été achetées chez Perkin Elmer. Le tableau ci-dessous liste les fonds cellulaires et 5 références des différents échantillons utilisés : Récepteur Fond Fournisseur Référence cellulaire Delta Opioïde HEK293 Perkin Elmer 6110549400UA Delta Opioïde CHO-K1 Perkin Elmer RBHODM400UA Galanine R1 (GALR1) HEK293 Perkin Elmer 6110537400UA NOP (ORL-1) HEK293 Perkin Elmer RBHORLM400UA 5HT1A HEK293-EBNA Perkin Elmer RBHS1AM400UA - l'anticorps anti-Galphai SC13533 a été acheté chez Santa Cruz Biotechnology (référence catalogue 5C13533). Cet anticorps lie non spécifiquement les trois formes de la protéine Galpha (protéine Galpha vide, protéine Galpha pleine liée au GDP et protéine Galpha 10 pleine liée au GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable). - les anticorps D5V365, DSV3S, D5V395, D5V265 ont été générés par Cisbio Bioassays et sont disponibles auprès de Cisbio Bioassays sur demande (sous les références respectives D5V365, DSV3S, DSV39S, D5V265). Les anticorps ont été marqués avec les sondes fluorescentes compatibles pour une détection TR-FRET (accepteur rouge - d2 ou donneur 15 Lumi4Tb). Le peptide KB1753 biotinylé a été généré par Cisbio Bioassays. - l'anticorps D5V365 lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable par rapport aux formes de la protéine Galpha vide et GDP - l'anticorps DSV3S lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha vide par 20 rapport aux formes GDP et GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable. - l'anticorps DSV26S lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha vide par rapport aux formes GDP et GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable. 25 - l'anticorps DSV39S lie non spécifiquement les trois formes de la protéine Galpha (protéine Galpha vide, protéine Galpha pleine liée au GDP et protéine Galpha pleine liée au GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable). 28 - le peptide KB1753 lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable par rapport aux formes de la protéine Galpha vide et GDP. - le couple de ligands peptide KB1753 / anticorps anti-Galphai SC13533 lie 5 spécifiquement la forme de la protéine Galpha GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable par rapport aux formes de la protéine Galpha vide et GDP. - le couple de ligands anticorps anti-Galphai DSV36S / anticorps anti-Galphai SC13533 lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable par rapport aux formes de la protéine 10 Galpha vide et GDP. - le couple de ligands anticorps anti-Galphai DSV39S / anticorps anti-Galphai SC13533 lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable par rapport aux formes de la protéine Galpha vide et GDP. 15 - le couple de ligands anticorps anti-Galphai DSV3S / anticorps anti-Galphai DSV36S lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable par rapport aux formes de la protéine Galpha vide et GDP. - le couple de ligands anticorps anti-Galphai DSV39S / anticorps anti-Galphai DSV26S lie spécifiquement la forme de la protéine Galpha vide par rapport aux 20 formes de la protéine Galpha GDP et GTP ou GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable. - la streptavidine marquée avec l'accepteur rouge XL665 a été généré par Cisbio Bioassays (référence catalogue 610SAXLB). - les nucléotides GTP, GDP et GTPyS ont été achetés chez Sigma Aldrich (références 25 catalogues respectives G8877, G7127 et G8634). - l'agoniste du RCPG Delta Opioïde 5NC162 et l'antagoniste du RCPG Delta Opioïde Naltrindole ont été achetés chez Tocris (références catalogues respectives 1529 et 0740). - les plaques 384 puits Low volume, blanches à fond blanc ont été achetées chez Greiner Bio One (référence Catalogue 784075). 30 Méthode - Préparation des réactifs : Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCI 50mM pH 7,4, MgC12 10mM, NaCI 10mM, BSA 0,1%. Les membranes ont été préparées 4X pour distribuer 1pg/puits (hormis autres spécifications). Les nucléotides GDP, GTP ou GTPyS et les composés à tester 29 (agonistes ou antagonistes) ont été pré-mixés et préparés 4X pour obtenir les concentrations finales dans les puits mentionnées dans les graphiques. L'ensemble des réactifs anti Galphai utilisés pour la détection ont été préparés 4X pour viser les concentrations finales dans les puits suivantes : anticorps SC13533-Lumi4Tb (0.25nM) ; 5 anticorps DSV36S-d2 (0.1nM) ; anticorps DSV36S-Lumi4Tb (0.25nM) ; anticorps DSV3S- d2 (10nM) ; anticorps DSV39S-d2 (10nM) ; anticorps DSV26S-Lumi4Tb (0.25nM) ; peptide KB1753-Biotine (50nM) en association avec streptavidine-XL665 (SA-XL) (25nM) (pré-incubés 30 minutes à température ambiante avant distribution dans les plaques). - Distribution des réactifs dans les plaques 384 puits : 10 o Membranes exprimant le RCPG et la protéine G : 5pL o Nucléotides (GDP ou GTP ou GTPyS) +/- composés à tester (agonistes et/ou antagonistes) : 5pL o Ligand anti Galphai-accepteur (d2 ou XL665) : 5pL o Ligand anti Galphai-donneur (Lumi4Tb) : 5pL 15 Le signal non spécifique (bruit de fond de fluorescence) a été mesuré avec des puits ne contenant que les deux réactifs de détection (marqués avec le donneur et l'accepteur), les autres composants ayant été remplacés par leur tampon de dilution. - Lecture du signal HTRF : Les plaques ont été incubées à 21°C pendant 3h ou 20h puis le signal HTRF a été mesuré 20 sur le lecteur PHERAstar (BMG Labtech) avec la configuration suivante : o Module : HTRF (Excitation 337nm, Emission 665nm et 620nm) o Excitation : laser, 40 flashs o Fenêtre de lecture : délais : 60ps - Intégration : 400ps - Traitement du signal : 25 A partir des signaux bruts à 665nm et 620nm, le Ratio HTRF a été calculé selon la formule suivante : Ratio HTRF = Signal à 665nm / Signal à 620nm * 10,000 Formats d'essais La figure 3A illustre la discrimination de la forme protéine Galpha vide de la forme 30 protéine Galpha pleine liée au GDP (format 1A). Après activation du RCPG et de la protéine Galpha par un agoniste des RCPG, l'augmentation de la proportion de la forme protéine Galpha vide est détectée spécifiquement à l'aide de deux ligands marqués avec des partenaires de RET. L'activation du RCPG entraine une augmentation de signal de RET. 30 La Figure 3B illustre la discrimination de la forme protéine Galpha pleine liée GDP de la forme protéine Galpha vide (format 1B). Après activation du RCPG et de la protéine Galpha par un agoniste des RCPG, la diminution de la proportion de la protéine forme Galpha pleine liée au GDP (due à une augmentation de la proportion de la protéine 5 Galpha vide) est détectée spécifiquement à l'aide de deux ligands marqués avec des partenaires de RET. L'activation du RCPG entraine une diminution de signal de RET. La figure 3C illustre la discrimination de la forme protéine Galpha vide de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS (format 2A). Après activation du RCPG et de la protéine Galpha par un agoniste des RCPG, l'augmentation de la proportion 10 de la forme protéine Galpha vide est détectée spécifiquement à l'aide de deux ligands marqués avec des partenaires de RET. L'activation du RCPG entraine une augmentation de signal de RET. La figure 3D illustre la discrimination de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS de la forme protéine Galpha vide (format 2B). Après activation du RCPG 15 et de la protéine Galpha par un agoniste des RCPG, la diminution de la proportion de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS (due à une augmentation de la proportion de la forme protéine Galpha vide) est détectée spécifiquement à l'aide de deux ligands marqués avec des partenaires de RET. L'activation du RCPG entraine une diminution de signal de RET. 20 Exemples 1 à 4 - Test d'activation selon le format 2B: discrimination de la forme GTP ou GTPyS de la forme vide avec des couples de ligands de détection marqués avec des partenaires de TR-FRET Dans un premier temps, la capacité des couples de ligands de détection à détecter 25 spécifiquement la protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS vis-à-vis de la protéine Galpha vide a été mise en évidence en utilisant des membranes de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai. Les membranes ont été incubées avec un excès de GTPyS (10pM), permettant de charger la protéine G avec le nucléotide (forme protéine Galpha pleine liée au GTPyS), ou avec du tampon seul (forme 30 protéine Galpha vide). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que les 4 paires de ligands de détection utilisées (Peptide KB1753-biotine/SA-XL / anticorps anti-Galphai 5C13533-Lumi4Tb - Exemple 1 / Figure 4A; anticorps anti-Galphai D5V365-d2 / anticorps anti-Galphai 5C13533-Lumi4Tb - Exemple 2 / Figure 5A; anticorps anti-Galphai D5V395-d2 / anticorps anti-Galphai 31 5C13533-Lumi4Tb - exemple 3 / Figure 6A; anticorps anti-Galphai DSV3S-d2 / anticorps anti-Galphai D5V365 -Lumi4Tb - Exemple 4 / Figure 7A) permettent de discriminer la forme protéine Galpha liée au GTP7S de la forme protéine Galpha vide. Dans un second temps, la capacité d'un agoniste du RCPG à moduler la proportion de 5 protéine Galpha sous forme vide a été testée avec les mêmes membranes et paires de ligands de détection. Les membranes de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai ont été incubées avec du GTP7S (10nM) et de l'agoniste du RCPG (5NC162) en concentration croissante. La diminution du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l'agoniste signifie que la proportion de forme protéine 10 Galpha vide augmente. Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la sortie du GTPgS de la protéine G qui passe alors sous forme vide et entraîne la diminution du signal TR-FRET. Dans une deuxième condition, l'activation par une concentration fixe d'agoniste du RCPG 5NC162 (10nM) a été inhibée par une concentration croissante d'antagoniste du RCPG (Naltrindole). Cette inhibition d'activation est observée par 15 l'augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF). Ces résultats sont représentés sur les figures 4B (Exemple 1), 5B (Exemple 2), 6B (Exemple 3) et 7B (Exemple 4, dans lequel la deuxième condition n'a pas été mise en oeuvre). Exemple 5 - Test d'activation selon le format lA : discrimination de la forme 20 protéine Galpha vide de la forme protéine Galpha pleine liée au GDP) avec un couple de ligands de détection marqués avec des partenaires de TR-FRET Dans un premier temps, la capacité du couple de ligands de détection à détecter spécifiquement la forme protéine Galpha vide vis-à-vis de la forme protéine Galpha pleine liée au GDP a été mise en évidence en utilisant des membranes de cellules HEK293 25 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai. Les membranes ont été incubées avec un excès de GDP (10pM), permettant de charger la protéine G avec le nucléotide (forme protéine Galpha pleine liée au GDP), ou avec du tampon seul (forme protéine Galpha vide). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que la paire de ligands de détection utilisée (anticorps anti-Galphai 30 D5V395-d2 + anticorps anti-Galphai D5V265-Lumi4Tb -Figure 8A) permet de discriminer la forme protéine Galpha vide de la forme protéine Galpha pleine liée au GDP. Dans un second temps, la capacité d'un agoniste du RCPG à moduler la proportion de protéine G sous forme vide a été testée avec les mêmes membranes et la même paire de ligands de détection. Les membranes de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta Opioïde 32 et la protéine Galphai ont été incubées avec du GTPyS (10nM) et de l'agoniste du RCPG (5NC162) en concentration croissante. L'augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l'agoniste signifie que la proportion de protéine G sous forme vide augmente. Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la sortie 5 du GDP de la protéine G qui passe alors sous forme vide et entraine l'augmentation du signal TR-FRET. Dans une deuxième condition, l'activation par une concentration fixe d'agoniste du RCPG 5NC162 (10nM) a été inhibée par une concentration croissante d'antagoniste du RCPG (Naltrindole). Cette inhibition d'activation est observée par la diminution du signal TR-FRET (Ratio HTRF). Ces résultats sont représentés sur la figure 10 8B. Exemple 6 - Test d'activation selon le format 2A: discrimination de la forme vide de la forme GTP ou GTPyS) avec un couple de ligands de détection marqués avec des partenaires de TR-FRET 15 Dans un premier temps, la capacité du couple de ligands de détection à détecter spécifiquement la forme protéine Galpha vide vis-à-vis de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS a été mise en évidence en utilisant des membranes de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai. Les membranes ont été incubées avec un excès de GTP7S (10pM), permettant de charger la protéine G 20 avec le nucléotide (forme protéine Galpha pleine liée au GTPyS), ou avec du tampon seul (forme protéine Galpha vide). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que la paire de ligands de détection utilisée (anticorps anti-Galphai D5V395-d2 + anticorps anti-Galphai D5V265-Lumi4Tb -Figure 9A) permet de discriminer la forme protéine Galpha vide de la forme protéine Galpha pleine liée au 25 GTPyS. Dans un second temps, la capacité d'un agoniste du RCPG à moduler la proportion de protéine G sous forme vide a été testée avec les mêmes membranes et la même paire de ligands de détection. Les membranes de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai ont été incubées avec du GTPyS (10nM) et de l'agoniste du RCPG 30 (5NC162) en concentration croissante. L'augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l'agoniste signifie que la proportion de protéine G sous forme vide augmente. Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la sortie du GTPgS de la protéine G qui passe alors sous forme vide et entraine l'augmentation du signal TR-FRET. Dans une deuxième condition, l'activation par une concentration fixe 33 d'agoniste 5NC162 (10nM) est inhibée par une concentration croissante d'antagoniste du RCPG (Naltrindole). Cette inhibition d'activation est observée par la diminution du signal TR-FRET (Ratio HTRF). Ces résultats sont représentés sur la figure 9B. 5 Exemple 7 - Validation du test d'activation sur différents récepteurs RCPG et différents fonds cellulaires (sur le format 2B: discrimination de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS de la forme protéine Galpha vide avec le couple de ligands de détection marqués avec des partenaires de TR-FRET : Peptide KB1753-biotine/SA-XL / anticorps anti- 10 Galphai SC13533-Lumi4Tb) Le principe de détection de l'activation a été validé sur quatre récepteurs RCPG différents (Delta Opioïde, GalanineR1, NOP, 5HT1A) et sur deux fonds cellulaires différents (HEK293 et CHO-K1). D'une part, des membranes (10pg/puits) de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta 15 Opioïde ou GALR1 (récepteur à la Galanine) ou NOP (Récepteur à la Nociceptine) ou 5HT1A et la protéine Galphai ont été incubées avec du GTPyS (100nM) seul ou en combinaison avec une concentration fixe saturante (1pM) de l'agoniste du récepteur (5NC162, Galanine, Nociceptine et sérotonine respectivement). Pour les quatre RCPG, la diminution du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l'agoniste 20 du récepteur signifie que la proportion de protéine G sous forme vide augmente. Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la sortie du GTPgS de la protéine G qui passe alors sous forme vide et entraine la diminution du signal TR-FRET. Les différences de signaux d'un récepteur à l'autre sur la condition des membranes incubées avec le GTPyS seul peuvent être expliquées par des différences de niveaux d'expression des 25 protéines Galphai dans les différentes préparations membranaires. De même les différences d'amplitude de modulation de signaux observées entre les différents RCPG peuvent être dues à des différences de niveaux d'expression des protéines Galphai ou des récepteurs RCPG. D'autre part, des membranes (10pg/puits) de cellules HEK293 ou CHO-K1 exprimant le 30 RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai ont été incubées avec du GTPyS (100nM) seul ou en combinaison avec une concentration fixe saturante (1pM) de l'agoniste du récepteur (5NC162). Pour les deux fonds cellulaires, la diminution du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l'agoniste signifie que la proportion de protéine G sous forme vide augmente. Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste 34 active à son tour la protéine G qui passe alors sous forme vide et entraine la diminution du signal TR-FRET. Ces résultats sont représentés sur la figure 10. 5 Exemple 8- Comparaison du GTPyS et du GTP pour le test d'activation selon le format 2A (discrimination de la forme protéine Galpha vide de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP ou liée au GTPyS) avec le couple de ligands de détection : anticorps anti-Galphai DSV39S-d2 + anticorps anti-Galphai DSV26S-Lumi4Tb 10 Des membranes (1pg/puits) de cellules HEK293 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine Galphai ont été incubées avec du GTPyS ou du GTP (50, 1000 ou 20000 nM) seuls ou en combinaison avec une concentration fixe saturante (1pM) de l'agoniste du RCPG (5NC162). Pour les deux nucléotides, GTPyS et GTP, l'augmentation du signal TRFRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l'agoniste signifie que la proportion 15 de protéine G sous forme vide augmente. Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la sortie du GTP ou du GTPgS de la protéine G qui passe alors sous forme vide et entraine l'augmentation du signal TR-FRET. Si les deux conditions (GTPyS et GTP) fonctionnent pour détecter une activation du RCPG par l'agoniste, l'amplitude de modulation de signal observée avec le GTPyS est significativement meilleures qu'avec le 20 GTP. Ces différences d'amplitude de modulation de signaux peuvent être expliquées par une instabilité de la forme protéine Galpha pleine liée au GTP (i.e REVENDICATIONS1. Méthode pour mesurer l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ou (ii) dans le premier contenant, d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une modulation de l'activation du RCPG. 2. Méthode pour déterminer la capacité d'une molécule à moduler l'activation d'un récepteur couplé à une protéine G (RCPG), ladite méthode comprenant les étapes suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de 36 partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; 5 c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et de la molécule à tester ou (ii) dans le premier contenant, de la molécule à tester ; d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une 10 diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une capacité de la molécule à moduler l'activation du RCPG. 3. Méthode pour détecter l'apparition ou la disparition d'une protéine G vide ou d'une protéine G pleine dans une préparation de récepteur couplé à une protéine G (RCPG), 15 ladite méthode comprenant les étapes suivantes : a) introduction, dans un premier contenant : d'une préparation membranaire portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéine(s) G, - d'une source de GDP et/ou d'une source de GTP, 20 - d'un premier ligand de la sous-unité alpha d'une protéine G (protéine Galpha) marqué par un premier membre d'un couple de partenaires de RET, et d'un second ligand de la protéine Galpha marqué par un second membre du couple de partenaires de RET, lesdits ligands étant capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide ou à la protéine 25 Galpha pleine ; b) mesure du signal de RET émis dans le premier contenant ; c) introduction (i) dans un second contenant, des mêmes réactifs qu'à l'étape a) et d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG ou (ii) dans le premier contenant, d'une molécule capable de moduler l'activation du RCPG; 30 d) mesure du signal de RET émis dans le second contenant ou dans le premier contenant obtenu à l'étape c) ; e) comparaison des signaux obtenus aux étapes b) et d), une augmentation ou une diminution du signal obtenu à l'étape d) par rapport à celui obtenu à l'étape b) indiquant une apparition ou une disparition de la protéine G vide ou de la protéine G pleine. 37 4. Méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans laquelle on utilise aux étapes a) et c) une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide. 5 5. Méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans laquelle on utilise aux étapes a) et c) une source de GDP et des ligands capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha pleine. 6. Méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans laquelle on utilise 10 aux étapes a) et c) une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha vide. 7. Méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans laquelle on utilise 15 aux étapes a) et c) une source de GTP et/ou de GTP non-hydrolysable/lentement hydrolysable et des ligands capables de se lier spécifiquement, soit individuellement soit en association, à la protéine Galpha pleine. 8. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle 20 ladite protéine Galpha est choisie parmi la protéine Galphai1, Galphai2, Galphai3, Galphao1, Galphao2, Galphaq, Galpha12, Galphal3, Galphas, Galphaz, Galphat1, Galphat2, Galpha11, Galpha14, Galpha15, Galpha16 et Galphagus, de préférence choisie parmi la protéine Galphai1, Galphai2 et Galphai3. 25 9. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle le premier ligand et le second ligand sont choisis parmi un anticorps, un fragment d'anticorps, un peptide ou un aptamère. 10. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle le 30 premier ligand est un peptide et le second ligand est un anticorps ou un fragment d'anticorps. 11. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle le premier ligand et le second ligand sont des anticorps ou des fragments d'anticorps. 38 12. Méthode selon la revendication 11, dans laquelle le premier ligand est un peptide de séquence Ser-Ser-Arg-Gly-Tyr-Tyr-His-Gly-Ile-Trp-Val-Gly-Glu-Glu-Gly-Arg-Leu-Ser-Ar g (SEQ ID No: 1) (peptide KB1753) et le deuxième ligand est un anticorps anti-Galphai. 5 13. Méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 3 et 6 à 12, dans laquelle la source de GTP est un GTP non-hydrolysable ou lentement hydrolysable, de préférence choisi parmi le GTPgammaS (GTPyS), Gpell-lp et GppCp. 10 14. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, dans laquelle le premier ligand et le second ligand sont chacun marqués par un membre d'un couple de partenaires de RET, l'un des membres du couple étant un composé fluorescent donneur ou luminescent donneur et l'autre membre du couple étant un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). 15 15. Méthode selon la revendication 14, dans laquelle le composé fluorescent donneur est un partenaire de FRET choisi parmi : un cryptate d'europium, un chélate d'europium, un chélate de terbium, un cryptate de terbium, un chélate de ruthénium, un quantum dot, les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les 20 proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène et le nitrobenzoxadiazole. 16. Méthode selon l'une quelconque des revendications 14 ou 15, dans laquelle le composé fluorescent accepteur est un partenaire de FRET choisi parmi : les 25 allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole, un quantum dot, la GFP, les variants GFP choisis parmi GFP10, GFP2 et eGFP, la YFP, les variants YFP choisis parmi eYFP, YFP topaz, YFP citrine, YFP venus et YPet, le mOrange, le DsRed. 30 17. Méthode selon la revendication 14, dans laquelle le composé luminescent donneur est un partenaire de BRET choisi parmi : la Luciférase (luc), Renilla Luciférase (Rluc), les variants de Rénilla Luciférase (Rluc8) et la Firefly Luciférase. 39 18. Méthode selon l'une quelconque des revendications 14 ou 17, dans laquelle le composé fluorescent accepteur est un partenaire de BRET choisi parmi : les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le 5 nitrobenzoxadiazole, un quantum dot, la GFP, les variants GFP choisis parmi GFP10, GFP2 et eGFP, la YFP, les variants YFP choisis parmi eYFP, YFP topaz, YFP citrine, YFP venus et YPet, le mOrange, le DsRed.