FR 3027307 A1 20160422 FR 1459935 A 20141016 MOLECULE PROTEIQUE HYBRIDE APTE A INHIBER AU MOINS UN ANTIBIOTIQUE ET COMPOSITION PHARMACEUTIQUE LA COMPORTANT Domaine de l'invention Le domaine de l'invention est celui de la prévention des effets indésirables des antibiotiques, secondaires à leur action sur la flore gastro-intestinale et la sélection de souches bactériennes résistantes. Généralités De nombreux antibiotiques administrés par voie parentérale peuvent être excrétés par le foie dans la bile sous forme active non modifiée ou de métabolites actifs. Ces antibiotiques peuvent être réabsorbés au niveau iléal et retournent ainsi au foie par voie portale pour être éventuellement excrétés, ce cycle étant dit entéro-hépatique. Lorsqu'ils sont excrétés dans le tube digestif sous forme active non-modifiée ou de métabolites actifs, ces antibiotiques peuvent exercer une pression de sélection sur les populations bactériennes constituant la microflore normale de l'intestin et du côlon. Une telle sélection microbienne a deux principales conséquences : la survenue de diarrhées aigües induites par les antibiotiques, ainsi que la sélection et la dissémination de souches bactériennes résistantes. L'apparition d'une diarrhée aiguë induite par les antibiotiques est d'observation courante en cas d'antibiothérapie parentérale à large spectre. Sa fréquence et sa gravité sont conditionnées par différents facteurs parmi lesquels la durée de traitement, le spectre d'activité de l'antibiotique utilisé et la dose administrée (Aires, Kohler et al. 1999). Une diarrhée aigüe induite par les antibiotiques est ainsi observée chez environ 5-10% des patients recevant une antibiothérapie par amoxicilline, 10-25% sous association amoxicilline- acide clavulanique, et 2-5% sous céphalosporines de 3e génération, fluoroquinolones, azithromycine, clarithromycine, érythromycine et tétracyclines (Gilbert 1994, Bartlett 1996, Hogenauer, Hammer et al. 1998, Wistrom, Norrby et al. 2001). Si dans la majorité des cas les diarrhées aigües induites par les antibiotiques sont bénignes, elles peuvent s'accompagner d'une colite dans 10-20% des cas qui peut être sévère. Dans la majorité des cas, cette colite est secondaire à la sélection de Clostridium difficile,une bactérie sporulée Gram-positif anaérobie résistante à la plupart des antibiotiques (Gerding 1989, Anand, Bashey et al. 1994). La pathogénicité de cette bactérie est liée à la production de deux toxines A et B. Ces toxines induisent une réaction inflammatoire intense avec recrutement de polynucléaires au niveau de la lamina proprio et dans les formes les plus sévères, une colite pseudomembraneuse, ainsi dénommée en raison de l'aspect que prend la muqueuse colorectale (Kelly, Pothoulakis et al. 1994). La mortalité des colites pseudomembraneuses est élevée, particulièrement chez les jeunes enfants et les sujets âgés. Ces colites auraient été responsables de plus de 7200 décès aux Etats-Unis en 2010 (Sherry, Murphy et al. 2012). D'autres agents pathogènes peuvent être responsables de diarrhées aigües induites par les antibiotiques de gravité variable, tels que Klebsiella oxytoca, Clostridium perfrin gens de type A, Staphylocoque aureus et Candida albicans (Sparks, Carman et al. 2001, Gorkiewicz 2009). La pression de sélection que les antibiotiques exercent sur la microflore intestinale contribue également à la dissémination de bactéries résistantes dans l'environnement. La majorité de ces infections causées par ces micro-organismes en milieu hospitalier, aussi dénommées infections nosocomiales, sont particulièrement fréquentes et graves en soins intensifs et en milieu chirurgical. Il s'agit notamment d'infections de cathéters, d'infections urinaires, de pneumopathies et d'infections post-opératoires. Elles sont principalement causées par des entérobactéries Gram-négatif, des staphylocoques coagulase positif ou négatif, des entérocoques et des Candida albicans (Richards, Edwards et al. 2000). Les infections nosocomiales constituent une cause importante de mortalité et un véritable enjeu de santé publique. L'émergence de bactéries résistantes, secondaire à la généralisation de l'antibiothérapie, complique le traitement de ces infections nosocomiales et représente un coût considérable pour la société. En Europe, les infections nosocomiales sont directement responsables d'environ 25000 décès chaque année et d'un surcoût de dépenses de santé et des pertes de productivité estimé à plus de 1,5 milliard d'euros par an (ECDC/EMEA Joint Working Group 2009). Aux Etats-Unis, environ 1,7 million d'infections nosocomiales sont responsables directement ou indirectement de près de 99000 décès chaque année (Klevens, Edwards et al. 2007). Les antibiotiques, en particulier les tétracyclines, sont largement utilisés en médecine vétérinaire pour le traitement d'animaux d'élevage et familiers. De plus, l'utilisation de ces antibiotiques est autorisée aux Etats-Unis pour favoriser la croissance et la prise de poids des animaux d'élevage. Cette utilisation intensive participe bien sûr à la dissémination dans le milieu naturel de bactéries résistantes (lnstitute of Medicine 1998, Committee on Drug Use in Food Animals 1999, Georgetown University Center for Food and Nutrition Policy 1999). Bêta-lactamines Les bêta-lactamines inhibent les transpeptidases et des transglycosylases impliquées dans la formation du peptidoglycane, un constitutif essentiel de la paroi des bactéries Gram positif et négatif (Walsh 2000). Elles possèdent un noyau bêta-lactamine, ainsi que des chaines latérales variables (e.g. céphalosporines de 1, 2ème, 3ème et 4ème génération) qui modifient leurs propriétés pharmacocinétiques et leur spectre d'efficacité antimicrobien (Turner 2005). Cette classe regroupe les pénicillines, les céphalosporines, les carbapénemes et les monobacta mes. Les antibiotiques de la classe des bêta-lactamines sont les agents antimicrobiens les plus communément prescrits. Ils sont très largement utilisés en clinique pour différents types d'infections (e.g. otites, infections respiratoires et gastro-intestinales). Plusieurs voies d'administration peuvent être utilisées mais c'est la voie parentérale qui est préférée pour les sepsis graves, généralement traités en milieu hospitalier. Ils sont fréquemment associés à d'autres classes d'antibiotiques en cas d'infections graves, comme par exemple l'association amoxicilline/acide clavulanique avec un macrolide en cas de pneumopathie atypique. L'usage intensif des bêta-lactamines a favorisé l'émergence de résistance bactérienne dont le principal mécanisme est l'acquisition de bêta-lactamases, des enzymes capables d'hydrolyser leur noyau bêta-lactamine. Il existe à ce jour plusieurs centaines voire milliers de bêta-lactamases différentes qui peuvent être regroupées en familles selon leur homologie de séquence, leur structure, ou enfin leur propriétés biochimiques (substrat et inhibiteurs). Ces enzymes sont généralement classifiées en fonction de leur substrat préférentiel (pénicillinase, céphalosporinase, imipénèmase, etc.). De plus, les bêtalactamases ont évolué pour soit devenir résistantes aux inhibiteurs, soit élargir leur spectre d'action sur les bêta-lactamines les plus récentes (Turner 2005, Drawz and Bonomo 2010). Ces inhibiteurs (acide clavulanique, sulbactam, etc.) sont généralement administrés simultanément à des bêta-lactamines et se fixent de manière irréversible aux bêta- lactamases bactériennes. La classification d'Ambler illustre la gigantesque diversité de ces enzymes bêta-lactamases, qui sont regroupées en quatre familles A, B, C et D selon leurs séquences nucléotidiques (Ambler 1980). Les groupes A, C et D ont une sérine catalytique alors que le groupe B regroupe les métallo-bêta-lactamases dépendantes du zinc. Les bêta-lactamases de classe A regroupent plusieurs sous-familles, dont les enzymes de type TEM (Bush and Jacoby 1997), enzymes ancestrales permettant la résistance aux pénicillines et aminopénicillines (e.g. ampicilline, amoxicilline, bacampicilline). TEM-36 est une IR-TEM, c'est-à-dire une bêta-lactamase résistante à l'acide clavulanique ((Zhou, Bordon et al. 1994, Henquell, Chanal et al. 1995, Chaibi, Sirot et al. 1999); identifiant TEM-36 ou IRT- 7 sur le site de Lahey Clinic (http://www.lahey.org/Studies/temtable.asp). L'acide clavulanique est cliniquement utilisé en association avec l'amoxicilline pour élargir le spectre de l'antibiotique aux germes ayant acquis une bêta-lactamase classique (TEM-1). Sous la pression de sélection, les TEM ont acquis progressivement la résistance à l'inhibiteur en mutant quelques acides aminés aujourd'hui bien caractérisés (Chaibi, Sirot et al. 1999). Parmi les bêta-lactamases de classe A, nous retrouvons également les cefotaximases, enzymes ayant évolué à partir des TEM pour élargir leur spectre d'action aux céphalosporines de 3ème génération (Salverda, De Visser et al. 2010). Par exemple, l'enzyme CTX-M16 (identifiant Genbank de la protéine: AAK32961) hydrolyse préférentiellement la cefotaxime par rapport aux différentes pénicillines(Bonnet, Dutour et al. 2001). L'enzyme PC1 (identifiant UniProtKB/Swiss-Prot de la protéine: P00807) codée par le gène blaZ est une bêta-lactamase de classe A à serine catalytique (Ambler 1975, Knott-Hunziker, Waley et al. 1979, Kemal and Knowles 1981, Herzberg and Moult 1987). Cette enzyme produite par Staphylococcus oureus coagulase positif et Bacillus subtilis methi-R hydrolyse le noyau bêta-lactamine de la méthicilline (Novick 1963). Aminoglycosides Les aminoglycosides, aussi dénommés aminosides, sont des sucres aminés liés par un pont glycosidique à un noyau central aminocyclitol. La structure de ce noyau central permet de distinguer trois groupes : les streptomycines (Streptomycine), les désoxystreptamines (Kanamycine, Amikacine, Gentamicine) et les fortimicines (Dactamicine). Le spectre antibiotique théorique des aminoglycosides est très large incluant des bactéries Gram-négatif aérobies (bacilles, cocci et coccobacilles), les staphylocoques coagulase positif ou négatif, ainsi que les bacilles Gram-positif. En outre, la streptomycine est active sur Mycobacterium tuberculosis et l'amikacine sur les mycobactéries atypiques (Mycobacterium avium intracellulare, etc.), ainsi que Nocardia asteroides. Les aminoglycosides ont une activité synergique avec les bêta-lactamines et la vancomycine. Les aminoglycosides sont généralement administrés par voie parentérale, car peu ou pas absorbés au niveau digestif. Ils sont éliminés sous forme inchangée principalement dans les urines par filtration glomérulaire (85 à 90 % de la dose administrée est éliminée en 24 heures), ainsi qu'a moindre degré dans la bile sans cycle entéro-hépatique (de l'ordre de 0,5 à 2 % de la dose administrée selon l'antibiotique) (Leroy, Humbert et al. 1978). Cette excrétion digestive des aminoglycosides a pour conséquence la sélection de bactéries résistantes, ce qui expose à un risque faiblement accru de colite pseudomembraneuse par Clostridium difficile (Anand, Bashey et al. 1994). L'effet bactéricide des aminoglycosides est rapide sur de nombreux agents pathogènes. Les aminoglycosides se fixent sur la sous-unité ribosomale 30S procaryote et altèrent la fidélité de la traduction bactérienne (Poehlsgaard and Douthwaite 2005). La plupart des aminoglycosides se fixe à l'ARN ribosomique 16S, le constituant ARN de la sous-unité ribosomale 30S, au niveau du site de décodage (site A). Les bactéries peuvent acquérir une résistance aux aminoglycosides par trois mécanismes principaux qui peuvent coexister dans une même cellule (Ramirez and Tolmasky 2010). Un premier mécanisme d'origine chromosomique aboutit à une réduction d'affinité de l'aminoglycoside pour sa cible ribosomale, l'ARN ribosomal 16S, par le biais de sa méthylation (Doi and Arakawa 2007). Un second mécanisme repose sur un défaut de perméabilité cellulaire par modification de la perméabilité membranaire (Hancock 1981) ou un efflux de l'aminoglycoside hors de la cellule par un mécanisme actif (Aires, Kohler et al. 1999). Enfin, l'inactivation enzymatique est le mécanisme le plus fréquemment observé. Les gènes codant pour ces enzymes sont portés par des plasmides et/ou des transposons. Il s'agit donc d'une résistance transférable et donc souvent épidémique en milieu hospitalier. Ces enzymes catalysent la liaison irréversible de l'aminoglycoside à différents groupements chimiques et sont regroupées en trois grandes classes (Shaw, Rather et al. 1993, Ramirez and Tolmasky 2010). Les phosphotransférases (APH) qui catalysent une réaction de transfert d'un radical phosphate de l'ATP ou du GTP, les nucléotidyltransférases (ANT) permettent le transfert d'un radical adényl et utilisent l'ATP comme substrat et les acétyltransférases (AAC) transfèrent un radical acétyle utilisant l'acétyl-CoA comme substrat. Chaque classe enzymatique comporte différentes sous-classes suivant le substituant de l'aminoglycoside. Une même enzyme peut inactiver plusieurs aminoglycosides présentant des sites moléculaires identiques. AAC(6')-lb-cr (identifiant Genbank de la protéine : ABC17627.1) est une enzyme appartenant à la famille des N-acétyltransférases naturellement produite par des entérobactéries. Elle catalyse l'acétylation d'un groupement -NH2 en position 6', ce qui confère à cette enzyme un profil de résistance identique à celui d'autres enzymes de la sous-classe AAC(6') (Robicsek, Strahilevitz et al. 2006). Tout comme les autres enzymes de la famille AAC(6'), AAC(6')-lb-cr est active sur une large gamme d'aminoglycosides parmi lesquels l'amikacine et les énantiomères Cla et C2 de la gentamicine, mais a une activité très faible sur l'énantiomère Cl de la gentamicine (Robicsek, Strahilevitz et al. 2006). AAC(6')-lb-cr, qui résulte probablement de l'évolution de l'enzyme AAC(6')-lb par mutation des résidus Trp102Arg et Asp179Tyr. Ceci a pour conséquence l'acquisition d'une activité enzymatique vis-à-vis de la ciprofloxacine, une fluoroquinolone, activité qui est nettement plus faible pour la norfloxacine et la péfloxacine. Fluoroquinolones Les fluoroquinolones (e.g. norfloxacine, ofloxacine, ciprofloxacine et péfloxacine) constituent une large classe d'antibiotiques bactéricides de synthèse qui dérivent des quinolones par modifications chimiques, notamment addition d'un atome de fluor. Les fluoroquinolones sont des antibiotiques à large spectre qui diffère d'un antibiotique à l'autre. Le spectre des fluoroquinolones inclut notamment des bacilles Gram-négatif (Salmonella spp., Escherichia spp., Shigella spp., Proteus spp., Enterobacter spo.,Helicobacter pylori), des cocci gram positif (staphylocoque coagulase positif et négatif, streptocoque, entérocoque), des cocci gram négatif (gonocoque, méningocoque) et des bacilles Gram positif. La distribution tissulaire des fluoroquinolones est excellente y compris dans le liquide céphalo-rachidien, la prostate, les os, et la bile. Les fluoroquinolones sont donc largement utilisées en cas d'infections tissulaires (méningite, pneumopathie, infection ostéoarticulaire, infection urinaire haute ou prostatique,etc.). Par contre, le taux sérique de fluoroquinolones est souvent bas et peut même être inférieur à la CMI (Concentration Minimale Inhibitrice) de certains germes, favorisant l'émergence de résistances bactériennes. La voie d'élimination des fluoroquinolones dépend du produit utilisé. Elle est principalement hépatique pour la péfloxacine, alors qu'elle est principalement rénale pour l'ofloxacine et les autres fluoroquinolones. Leur élimination biliaire et digestive explique le risque de colite pseudomembraneuse par Clostridium difficile, notamment par la souche BI/NAP1/027 qui est particulièrement virulente (Vardakas, Konstantelias et al. 2012, Deshpande, Pasupuleti et al. 2013, Slimings and Riley 2013). Les fluoroquinolones ont pour cible l'ADN gyrase et les topoisomérases II et IV bactériennes. Elles forment un complexe irréversible entre ces enzymes et l'ADN bactérien, ce qui empêche la réplication de l'ADN et entraine la mort de la bactérie. Quatre mécanismes de résistance aux quinolones ont été caractérisés (Robicsek, Jacoby et al. 2006) : (i) une augmentation d'activité de pompes à efflux, ce qui entraine une diminution de la concentration intracellulaire de l'antibiotique (Monta, Kodama et al. 1998), (ii) la production de protéines se liant à l'ADN gyrase ou la topoisomérase IV, les protégeant ainsi de la fixation des fluoroquinolones (Robicsek, Jacoby et al. 2006), (iii) une modification de l'ADN gyrase ou de la topoisomérase IV responsables des résistances à haut niveau par réduction d'affinité des fluoroquinolones pour leurs cibles (Robicsek, Jacoby et al. 2006), (iv) enfin, la production d'une aminoglycoside N-acétyltransférase, AAC(6')-Ib-cr (identifiant Genbank de la protéine : ABC17627.1), susceptible de cataboliser la modification de la ciprofloxacine, ainsi qu'a moindre degré de la norfloxacine et la péfloxacine (Robicsek, Strahilevitz et al. 2006). Ces mécanismes de résistance, dont la fréquence augmente rapidement, ont été identifiés dans de nombreuses espèces bactériennes, parmi lesquelles des Staphylocoques aureus coagulase positif, des streptocoques bêta-hémolytiques et des entérocoques (Robicsek, Jacoby et al. 2006). Macrolides Les macrolides constituent une famille homogène d'antibiotiques naturels et semi- synthétiques dont le nombre de représentants est relativement limité (e.g. érythromycine, spiramycine, josamycine, clarithromycine, roxithromycine, azithromycine et télithromycine). Le spectre d'activité des macrolides est large et inclut des cocci Gram positif aérobies (streptocoque, pneumocoque, staphylocoque et entérocoque) et anaérobies, des cocci gram négatif, certains bacilles gram négatif comme Helicobacter pylori, et différentes bactéries à réplication intracellulaire stricte comme Legionella pneumophilia, Mycoplasma pneumoniae et Mycoplasma urealyticum, Clam ydiae pneumoniae et Clam ydiae trachomatis. Par contre, les entérobactéries sont intrinsèquement résistantes aux macrolides, leur membrane cellulaire externe empêchant le passage de molécules hydrophobes comme les macrolides. Les macrolides se distribuent de façon large dans l'organisme, à l'exception du liquide céphalorachidien, du cerveau et des urines. Leur élimination est essentiellement biliaire, après métabolisation par le cytochrome P450. L'administration de macrolides est associée à un risque accru de colite pseudomembraneuse secondaire à la sélection de Clostridium difficile (Gilbert 1994, Bartlett 1996, Hogenauer, Hammer et al. 1998, Wistrom, Norrby et al. 2001). Les macrolides sont des inhibiteurs qui se lient de façon réversible à la sous-unité 50S des ribosomes procaryotes, au niveau du site P. Ils empêchent ainsi le transfert et la dissociation du complexe peptidyl-ARNt (ARN de transfert) depuis le site P vers le site A, et ainsi inhibent l'élongation de la chaîne peptidique (Tenson, Lovmar et al. 2003). Trois mécanismes de résistance acquise aux macrolides sont connus (Roberts, Sutcliffe et al. 1999, Roberts 2008): (i) une modification de la cible par méthylation ou mutation de l'ARN ribosomal bactérien 23S, qui compose l'ARN ribosomal 50S. Ce mécanisme de résistance, qui est celui le plus fréquemment rencontré, est macrolides, lincosamides et les streptogramines B (Weisblum 1995), (ii) production par cellule de pompes qui effluent l'antibiotique hors de la cellule, ce qui entraine une diminution de sa concentration intracellulaire, (iii) une inactivation par des enzymes (érythromycine estérases et érythromycine phosphotransférases) modifiant les macrolides au point de réduire fortement leur affinité pour le ribosome. Ce type de résistance est également transmis par des éléments génétiques mobiles. Les enzymes érythromycine estérases inactivent les macrolides par hydrolyse du noyau macrolactone. La plupart de ces enzymes appartient à deux sous-classes : ereA (Ounissi and Courvalin 1985) et ereB (Arthur, Autissier et al. 1986). L'enzyme ereB (identifiant UniProtKB/Swiss-Prot de la protéine : P05789.1) a un spectre très large (érythromycine, clarithromycine, roxithromycine et azithromycine), la télithromycine étant par contre résistante à l'hydrolyse (Morar, Pengelly et al. 2012). Tétracyclines Les cyclines ou tétracyclines constituent une famille d'antibiotiques bactéricides dérivés de la tétracycline (e.g. chlorotétracycline, doxycycline, minocycline). Ces molécules ont pour caractéristique de posséder quatre cycles accolés, d'où leur nom. Le spectre d'activité des tétracyclines s'étend à de nombreuses bactéries gram positif et négatif, aérobies et anaérobies. Les tétracyclines sont également actifs sur des agents pathogènes non conventionnels tels que Mycoplasma spp., Chlamydia spp., rickettsies tréponèmes, ainsi que certains protozoaires (Babesia divergens, Babesia microti, Theileria parva). Les mycobactéries, et les entérobactéries des genres Proteus et Pseudomonas sont naturellement résistantes. La plupart des tétracyclines est éliminée par filtration glomérulaire sous forme active à l'exception de la chlorotétracycline. Les tétracyclines sont également éliminées par voie biliaire avec cycle entéro-hépatique. La prise de tétracyclines est également associée à un risque accru de colite pseudomembraneuse secondaire à la sélection de Clostridium difficile (Gilbert 1994, Bartlett 1996, Hogenauer, Hammer et al. 1998, Wistrom, Norrby et al. 2001). Les antibiotiques de la famille des cyclines inhibent la fixation de l'aminoacyl-ARNt du site A de la sous-unité ribosomale30S et inhibent ainsi la traduction (Chopra and Roberts 2001). Au moins trois mécanismes de résistance ont été identifiés : (i) l'expression de protéines d'efflux, ce qui entraine une diminution de la concentration intracellulaire de tétracyclines, (ii) une modification enzymatique de la cible moléculaire, ce qui empêche la liaison des tétracyclines, (iii) une inactivation par TetX (identifiant GenBank de la protéine : AAA27471.1), une tétracycline oxydoréductase NADPH-dépendante (Speer, Bedzyk et al. 1991). Cette enzyme induit une résistance bactérienne vis-à-vis de toutes les tétracyclines. Lincosamides Les lincosamides (lincomycine et son dérivé semi-synthétique clindamycine) sont des antibiotiques bactériostatiques qui, bien que de structure chimique distincte de celle des macrolides, possèdent un mode d'action similaire et sont regroupés avec les spectogramines B dans une même famille dite MLS (macrolides, lincosamides et streptogramines). Le spectre d'action des lincosamides recouvre à la majorité des bactéries gram positif (e.g. Bacillus cereus, Corynebacterium diphtheriae, Enterococcus faecium, Staphylococcus méti-S et méti-R, Streptococcus B, Streptococcus non groupable, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes) à quelques exceptions près telles Streptococcus faecalis, ainsi que de nombreuses bactéries anaérobies à l'exception notable de Clostridium difficile (e.g. actinomyces, bacteroides, fusobacterium, Propionibacterium acnes). La plupart des bactéries gram négatifs sont résistantes en dehors de quelques rares exceptions (i.e. Bordetella pertussis, Camp ylobacter, Chlamydia, Helicobacter, et Legionella). Les lincosamides sont principalement éliminées par voie urinaire, ainsi qu'a moindre degré par voie biliaire avec cycle entéro-hépatique. Leur élimination par voie digestive et leur spectre d'activité antibactérien explique la fréquence élevée de colites pseudomembraneuses par sélection de Clostridium difficile. Comme les macrolides, les lincosamides inhibent la traduction bactérienne en se fixant de façon réversible à la sous-unité 50S des ribosomes, au niveau des sites A et P (Tu, Blaha et al. 2005). Trois mécanismes de résistance acquise aux lincosamides sont connus (Roberts, Sutcliffe et al. 1999) : (i) une modification de la cible par méthylation ou mutation de l'ARN ribosomal bactérien 23S, qui compose l'ARN ribosomal 50S. Ce mécanisme de résistance qui est celui le plus fréquemment rencontré, est commun aux macrolides, lincosamides et les streptogramines B (Weisblum 1995), (ii) expression par la bactérie de pompes qui effluent l'antibiotique hors de la cellule, ce qui entraine une diminution de sa concentration intracellulaire, (iii) une inactivation enzymatique des lincosamides qui réduit leur affinité pour leur cible moléculaire. Les enzymes susceptibles d'inactiver les lincosamides appartiennent à la famille des lincomycine nucleotidyltransferases Inu(A) ou lin(A) chez staphylocoques, Inu(B) ou lin(B) chez Enterococcus faecium, et linB-like chez des anaérobies (Leclercq, Brisson-Noel et al. 1987, Bozdogan, Berrezouga et al. 1999). Par exemple, l'enzyme Inu(B) (identifiant UniProtKB/TrEMBLde la protéine : Q9WVY4) catalyse le transfert d'un résidu adenyl sur le groupement hydroxyle en position 3 de la lincomycine et la clindamycine (Bozdogan, Berrezouga et al. 1999). Contrer les effets secondaires de ces antibiotiques Il est connu de l'art antérieur des inhibiteurs d'antibiotiques visant à diminuer les effets 15 secondaires précédemment présentés au niveau intestinal. Ces inhibiteurs sont essentiellement ciblés contre les bêta-lactamines et consistent principalement en des bêtalactamases administrées par voie orale pour leur diffusion au niveau du tractus intestinal. Le brevet EP0671942 se rapporte à une application médicale, à un procédé médical et à une préparation pharmaceutique. Cette invention permet de cibler l'action des bêta-lactamines 20 administrés par voie parentérale et de réduire leurs effets secondaires grâce à l'inactivation d'une partie de l'antibiotique dans le tractus digestif, en administrant, séparément de l'antibiotique ou simultanément à lui, une enzyme, telle que la B-lactamase, par voie orale qui entraîne la dégradation de l'antibiotique. La demande de brevet EP2086570 utilise d'une manière similaire une bêta-lactamase de 25 classe A, plus spécifiquement l'enzyme P1A, pour réduire les effets secondaires intestinaux associés à une antibiothérapie combinant une bêta-lactamine et un inhibiteur de bêtalactamase. L'efficacité de la bêta-lactamase P1A a été évaluée pré-cliniquement et cliniquement. Cette enzyme hydrolyse les aminopénicillines (e.g. amoxicilline) et les ureidopénicillines (e.g. 30 pipéracilline), mais est sensible aux inhibiteurs des bêta-lactamines. Son administration orale chez le chien, simultanément à une administration parentérale d'ampicilline, réduisait de manière dose dépendante la quantité d'ampicilline détectée dans la lumière du jéjunum de ces animaux. De plus, la présence de la bêta-lactamase P1A n'était pas détectée au niveau circulant et les concentrations sériques d'ampicilline n'étaient pas significativement 35 modifiées (Harmoinen, Vaali et al. 2003, Harmoinen, Mentula et al. 2004). L'administration de cette enzyme par voie orale à des souris recevant une administration parentérale de pipéracilline a permis de réduire de manière très significative le nombre de microorganismes résistants à cet antibiotique dans les selles (VRE-Enterococcus faecium, Klebsiella pneumoniae et Candida glabrata) (Stiefel, Pultz et al. 2003, Mentula, Harmoinen et al. 2004). Enfin, une étude clinique a montré que l'administration orale de la bêta-lactamase P1A permettait de diminuer le nombre d'isolats d'entérobactéries résistantes à l'ampicilline chez les volontaires sains après administrations intraveineuses d'ampicilline, ainsi que le nombre d'isolats d'entérobactéries résistantes à d'autres classes d'antibiotiques, en particulier résistants aux tétracyclines (Tarkkanen, Heinonen et al. 2009). Des enzymes bêta-lactamases recombinantes appartenant à d'autres classes de bêtalactamases ont également été développées. Le brevet EP2038411 décrit une métallo bêta- lactamase mutante et son procédé de synthèse pour réduire les effets secondaires intestinaux chez des patients recevant des carbapénemes. On connaît également de l'art antérieur des formes galéniques pour cibler la délivrance de ces enzymes au niveau de l'intestin. Le brevet FR2843302 décrit des formes galéniques multi-particulaires administrables par voie orale pour la délivrance limitée au colon d'enzymes capables d'inhiber des macrolides, par exemple l'érythromycine estérase. Inconvénient des solutions de l'art antérieur Les solutions de l'art antérieur utilisent des enzymes ne ciblant qu'un seul type d'antibiotique, les bêta-lactamases dégradant les bêta-lactamines ou l'érythromycine estérase inhibant les macrolides. Différents antibiotiques sont généralement utilisés chez les malades en milieu hospitalier, voire même combinés chez un même malade. L'inhibition d'une seule classe d'antibiotique n'a donc qu'un effet attendu modeste ou minime sur l'émergence de souches bactériennes résistantes. A titre d'exemple, les infections sévères à bacilles gram négatifs sont fréquemment traitées par association d'une céphalosporine de 3e génération et d'un aminoglycoside, alors que les pneumopathies atypiques sont volontiers traitées par association amoxicilline-acide clavulanique et macrolide ou tétracycline. Les inhibiteurs d'antibiotiques décrits dans l'art antérieur étant dirigés contre une unique classe d'antibiotiques, ils ne permettent pas de prévenir efficacement l'émergence de souches bactériennes résistantes dans un environnement où sont utilisées simultanément différentes classes d'antibiotiques, notamment en milieu hospitalier. Solution apportée par l'invention La présente invention se propose dans son acceptation la plus générale de remédier aux inconvénients de l'art antérieur en proposant une molécule protéique hybride comportant au moins deux protéines apte à inhiber l'activité d'au moins un antibiotique, chaque protéine ayant des caractéristiques biochimiques différentes, lesdites protéines étant liées entre elles. Dans un mode de réalisation, lesdites protéines sont liées entre elles de manière covalente. La molécule protéique hybride conformément à l'invention inhibe l'activité d'au moins un antibiotique pour diminuer les effets secondaires intestinaux des antibiotiques, tels que les diarrhées aigües induites par les antibiotiques et les infections nosocomiales secondaires à une antibiothérapie parentérale. L'on comprend que la présente invention présente donc un spectre d'action élargi par rapport aux solutions de l'art antérieur. Préférentiellement, la molécule protéique hybride de la présente invention est administrée oralement. La molécule protéique hybride conforme à l'invention peut comporter des protéines aptes à inhiber de nombreuses classes d'antibiotiques, et notamment les associations les plus couramment utilisées en pratique clinique. Ainsi, l'administration de la seule molécule protéique hybride permet de cibler plusieurs antibiotiques, ce qui réduit le nombre de produits prescrits. On entend par molécule protéique hybride une protéine hybride constituée par l'assemblage artificiel de deux ou plusieurs chaines polypeptidiques. On entend par inhibition de l'activité antibiotique tout processus aboutissant à une réduction ou une suppression de l'activité biologique de l'antibiotique considéré, ce qui inclus, sans être limité, à une fixation de l'antibiotique à une autre molécule de manière spécifique (e.g. grâce à un anticorps monoclonal ou un fragment d'anticorps monoclonal) ou aspécifique (e.g. par adsorption), une modification de l'antibiotique par addition enzymatique ou non-enzymatique d'un groupement chimique, ou l'hydrolyse de l'antibiotique par un mécanisme antibiotique ou non-antibiotique. Avantageusement, l'une au moins des protéines est une enzyme apte à inhiber l'activité d'au moins un antibiotique. Selon un autre mode de réalisation, chaque protéine est une enzyme apte à inhiber préférentiellement l'activité d'au moins un antibiotique. Avantageusement, chaque protéine inhibe préférentiellement l'activité d'antibiotiques différents. L'on comprend que dans un mode particulier de réalisation de la présente invention, la molécule protéique hybride comporte au moins deux enzymes aptes à inhiber l'activité d'au moins un antibiotique, chaque enzyme ayant des caractéristiques biochimiques différentes, lesdites enzymes étant liées entre elles de manière covalente. L'on comprend que chaque enzyme dégrade préférentiellement deux antibiotiques différents. La présente invention démontre, de manière inattendue, que les molécules protéiques hybrides comme définies précédemment combinent les activités fonctionnelles respectives des protéines les constituant, ce qui aboutit à l'élargissement de leur spectre d'action et la potentialisation de leur efficacité dans un environnement hospitalier soumis à forte pression de sélection. Plusieurs types de protéines capables d'inactiver un ou plusieurs antibiotiques peuvent être utilisés pour constituer cette molécule protéique hybride, incluant des fragments d'anticorps monoclonaux (par exemple ScFy monovalent ou bivalent), des enzymes de type hydrolase ou catalysant d'autres types de modifications. Avantageusement, la molécule protéique hybride selon l'invention est constituée d'une ou plusieurs protéines aptes à inhiber l'activité d'un antibiotique, et de préférence un antibiotique choisi parmi une bêta-lactamine, un aminoglycoside, une fluoroquinolone, un macrolide, une tétracycline et/ou une lincosamide. Préférentiellement, chaque protéine de la molécule protéique hybride inhibe l'activité d'antibiotiques différents. Dans un mode de réalisation, la molécule protéique hybride comporte deux protéines aptes à inhiber l'activité d'antibiotiques appartenant à la même classe. Avantageusement, la séquence de l'une au moins des protéines constitutives de la protéine hybride présente une homologie de séquence protéique d'au moins 40% avec les SEQ ID1 à SEQ ID7. Cette homologie de séquence est déterminée au moyen du logiciel CLUSTALW2 avec des paramètres standards de calculs (Thompson, Higgins et al. 1994, Larkin, Blackshields et al. 2007). Les protéines constitutives de la molécule protéique hybride peuvent comporter aucune, une ou plusieurs glycosylations. Selon un mode de réalisation, les protéines sont fusionnées en une protéine unique monocaténaire. Ces protéines hybrides peuvent être obtenues artificiellement sous la forme d'une seule chaine protéique résultant de la traduction d'un unique cadre de lecture obtenu soit par fusion directe des cadres de lecture respectifs des protéines la constituant, soit par l'intermédiaire d'une séquence nucléotidique codant pour un adaptateur constitué d'un ou plusieurs acides-aminés. Cet adaptateur, réputé inerte et sans action biologique particulière, peut être souple, semi-rigide ou rigide (Chen, Zaro et al. 2013). Selon un autre mode de réalisation, les protéines sont liées entre elles de manière covalente par cross-linking. Ces protéines hybrides peuvent également être obtenues artificiellement par cross-linking au moyen d'agents chimiques (Chen, Nielsen et al. 2013), d'une catalyse enzymatique (Paguirigan and Beebe 2007), d'une exposition aux ultra-violets (Fancy and Kodadek 1999), ou tout autre procédé aboutissant à la formation d'une liaison covalente. Alternativement, ces protéines hybrides peuvent être obtenues par assemblage entre elles de plusieurs sous- unités protéiques de manière non covalente au moyen de ligands de forte affinité, tels que par exemple le complexe (strept)avidin/biotine (Schultz, Lin et al. 2000, Lin, Pagel et al. 2006, Pagel, Lin et al. 2006). La présente invention selon un autre aspect porte sur une composition pharmaceutique à usage humain ou vétérinaire comportant la molécule protéique hybride conformément à l'invention pour une utilisation dans la prévention de modifications de la flore intestinale. Avantageusement, l'invention porte sur une composition pharmaceutique pour une utilisation dans la prévention des infections nosocomiales. Avantageusement, l'invention porte sur une composition pharmaceutique pour une utilisation dans la prévention des diarrhées associées à la prise d'antibiotiques. Selon un mode de réalisation préférentiel, la composition pharmaceutique comportant la molécule protéique hybride conforme à l'invention est sous une forme galénique pour une administration par voie orale. L'on comprend que l'invention porte sur une composition pharmaceutique comportant une molécule protéique hybride pour la prévention de modifications de la flore intestinale normale dans le but de prévenir la dissémination de bactéries résistantes dans l'environnement, réduire le risque et/ou la gravité des infections nosocomiales causées par des microorganismes multi-résistants, ainsi que de diminuer la fréquence et la gravité de diarrhées induites par les antibiotiques. Avantageusement, la composition pharmaceutique est destinée à une administration chez l'Homme, y compris en pédiatrie. L'on comprend que la composition pharmaceutique selon la présente invention peut être administrée, préférentiellement par voie orale, avant, simultanément ou après à une administration d'un ou plusieurs antibiotiques. Selon un autre mode de réalisation, la composition pharmaceutique est à usage vétérinaire pour une utilisation dans la prévention de la dissémination de résistance bactérienne aux antibiotiques par les animaux domestiques de compagnie et chez les animaux d'élevage recevant des antibiotiques. La composition pharmaceutique selon la présente invention comporte également toute substance pharmaceutiquement acceptable telle que des adjuvants, des excipients, des stabilisants, des sels, des texturants, des liants, des lubrifiants, des agents d'enrobage, des colorants, des arômes, ou tout autre agent classiquement utilisé et connu de l'Homme du métier. La composition pharmaceutique selon l'invention peut être sous forme solide ou liquide, non limitativement sous forme de gel, de sirop, de gélules, de comprimés, de suspension ou d'émulsion. Selon une variante, la composition pharmaceutique comporte au moins un agent 10 gastroprotecteur. L'on entend par agent gastroprotecteur un agent résistant aux sucs gastriques pour une libération différée de la molécule protéique hybride au niveau de l'intestin, préférentiellement au niveau du duodénum et du jéjunum. L'agent gastroprotecteur peut également être un agent d'enrobage tel que non limitativement des polyméthacrylates (par 15 exemple Eudragitl, des polymères à base de cellulose (éthers de cellulose : par exemple Duodcell®, esters de cellulose), des copolymères d'acétate de polyvinyl (par exemple Opadry®) ou tout autre agent d'enrobage ou d'encapsulation ou procédé connus de l'Homme du métier. Selon un autre aspect, l'invention porte sur un procédé de production de la molécule 20 protéique hybride dans un organisme recombinant vivant. L'on entend par organisme recombinant vivant toute cellule apte à être génétiquement modifiée pour la production de la molécule protéique hybride. De façon non limitative, on entend par cellule apte à être génétiquement modifiée toute cellule procaryote (e.g. Escherichia cou), levure (e.g. Saccharomyces cerevisiae, Pichia 25 pastoris, Kluyveromyces lactis, Yarrowia lipolytica), cellules d'insecte infectées ou non par un baculovirus, cellules de mammifères (e.g. CHO, CHO-K1, HEK293, HEK293T). Description La présente invention sera mieux comprise à la lumière de la description des exemples non 30 limitatifs suivants. Description des figures La figure 1 décrit un alignement de séquences protéiques de différentes bêta-lactamases appartenant à la famille des IR-TEM (Amber Classe A). L'alignement a été effectué avec le logiciel CLUSTALW2 sur le site https://www.ebi.ac.uk/Tools/msa/clustalw2/ en utilisant les paramètres par défaut. La figure 1 montre par un alignement de plusieurs séquences, que les enzymes IR-TEM présentent >90% d'identité protéique entre elles. Ces enzymes sont relativement bien conservées partageant entre 80 et 99% d'identité de séquence protéique entre elles, et également bien caractérisées (Bonnet 2004). La figure 2 décrit un alignement de séquences protéiques de différentes bêta-lactamases appartenant à la famille des CTX-M cefotaximases (Ambler Classe A). L'alignement a été effectué sur le site https://www.ebi.ac.uk/Tools/msa/clustalw2/ en utilisant les paramètres par défaut du logiciel. La figure 3 représente une illustration de la technique de PCR utilisée pour générer les protéines hybrides. Deux protéines sont tout d'abord amplifiées séparément avec une séquence commune (aux extrémités 3' et 5' respectivement) constitutive d'un linker. Les deux fragments sont alors hybridés au niveau de la séquence d'ADN complémentaire (celle du linker) et le tout est réamplifié à l'aide d'amorces externes. La figure 4 décrit l'ensemble des constructions utilisées pour exprimer les protéines TEM-36 (SEQ ID1), CTXM-16 (SEQ ID2), TEM36-GGGGGG-CTXM16 (SEQ ID8), CTXM16-GGGGGGTEM36 (SEQ ID9) et TEM36-G(EAAAK)2-CTXM16 (SEQ ID 10) chez Pichia pastoris. Le clonage dans le vecteur pJexpress915 a été effectué en Xhol/Notl en utilisant lorsque nécessaire des digestions modérées pour préserver les sites Notl internes à la séquence ADN codante de CTXM16. La figure 5 montre les fragments d'ADN clonés en Xhol / Notl codant pour TEM-36 (SEQ IDl), CTXM-16 (SEQ ID2), TEM36-GGGGGG-CTXM16 (SEQ ID8), CTXM16-GGGGGG-TEM36 (SEQ ID9) et TEM36-G(EAAAK)2-CTXM16 (SEQ ID 10) et qui ont été obtenus par PCR en utilisant les amorces pJexpress915-SEQ-F et pJexpress915-SEQ-R et le programme suivant (95°C 30 sec - 25 cycles [95°C 30sec - 53°C 45sec - 72°C 1min] - 72°C 5 min - 4°C). La figure 6 montre les protéines hybrides et leurs enzymes constitutives TEM-36 (SEQ IDl) et CTXM-16 (SEQ ID2) sur un gel SDS-PAGE 12% telles que obtenues par expression et purification dans Pichia Pastoris ainsi qu'après avoir subi un traitement de déglycosylation par EndoHf. La figure 7 décrit l'ensemble des constructions utilisées pour exprimer les protéines TEM-36 (SEQ IDl), CTXM-16 (SEQ ID2) et les protéines hybrides TEM36-GGGGG-CTXM16, CTXM16- GGGGG-TEM36 chez Escherichia cou. Le clonage dans le vecteur pET-26b(+) a été effectué en Ndel/HindIII. La figure 8 montre les fragments d'ADN clonés en Ndel / HindlIl dans le pET-26b(+) codant pour TEM-36 (SEQ IDl), CTXM-16 (SEQ ID2), TEM36-GGGGG-CTXM16, CTXM16-GGGGG- TEM36 et qui ont été obtenus par PCR en utilisant les amorces T7-F et T7-R et le programme suivant (95°C 30 sec - 25 cycles [95°C 30sec - 55°C 45sec - 72°C 1min] - 72°C 5 min - 4°C). La figure 9 montre les protéines hybrides (TEM36-G5-CTXM16 et CTXM16-G5-TEM36) et leurs enzymes constitutives TEM-36 (SEQ ID1) et CTXM-16 (SEQ ID 2) sur un gel SDS-PAGE 12% telles que obtenues par expression dans E. cou i et purification à partir de la fraction périplasmique. Description du listage de séquences La table 1 ci-après récapitule les séquences du listage de séquence et fait correspondre à chaque identifiant SEQ-ID (N° ID dans le tableau) le type de séquence, son nom, son origine, son organisme d'expression, sa taille. Nature SEQ ID Nom commun Identifiant Hôte d'origine Micro-organisme Longueur Description d'expression Protéique 1 TEM36 Non disponible Escherichia cou i E. coli / P. pastoris 263 aa plactamase (aminopenicillinase) Protéique 2 CTXM16 AAK32961 Escherichia coli E. coli / P. pastoris 263 aa 13-lactamase (cefotaximase) Protéique 3 PC1 P00807 Staphylococcus aureus E. coli / P. pastoris 257 aa 13-lactamase (methicillinase) Protéique 4 AAC-6'-lb-cr ABC17627.1 Escherichia coli E. coli / P. pastoris 199 aa fluroquinolone acetylating aminoglycoside acetyltransferase Protéique 5 EreB P05789.1 Escherichia cou i E. coli / P. pastoris 419 aa Erythromycine estérase Protéique 6 TetX AAA27471.1 Bacteroides E. coli / P. pastoris 388 aa Tétracycline oxydo-reductase fragilis NADPH-dépendante Protéique 7 LnuB (ou linB) Q9WVY4 Enterococcus E. coli / P. pastoris 267 aa Lincomycine faecium nucleotidyltransferase Protéique 8 TEM36-66-CD(M16 Non applicable Artificielle Pichia Pastoris 532 aa Fusion TEM36 et CTXM16 avec linker flexible 6 Glycines Protéique 9 CTXM16-G6-TEM36 Non applicable Artificielle Pichia Pastoris 532 aa Fusion CTXM16 et TEM36 avec linker flexible 6 Glycines Protéique 10 TEM36-G(EAAAK)2- Non applicable Artificielle Pichia Pastoris 537 aa Fusion TEM36 et CTXM16 avec CTXM16 linker rigide G(EAAAK)2 Nucléotidique 11 TEM36 Non disponible Artificielle E. coli / P. pastoris 4158 bp Séquence totale du vecteur plexpress915 avec l'insert Nucléotidique 12 CTXM16 AAK32961 Escherichia coli E. coli / P. pastoris 900 bp Séquence de l'insert CTXM16 cloné en Xhol/Notl Nucléotidique 13 TEM36-66-CD(M16 Non applicable Artificielle Pichia Pastoris 1634 bp Séquence de l'insert TEM36-G6CTXM16 cloné en Xhol/Notl (Fusion 1) Nucléotidique 14 CTXM16-G6-TEM36 Non applicable Artificielle Pichia Pastoris 1634 bp Séquence de l'insert CD(M16-66- TEM36 cloné en Xhol/Notl (Fusion 2) Nucléotidique 15 TEM36-G(EAAAK)2- Non applicable Artificielle Pichia Pastoris 1648 bp Séquence de l'insert TEM36- CTXM16 Xhol/Notl G(EAAAK)2-CTXM16 cloné en (Fusion 3) Table 1. Identification des séquences du listage de séquences Exemple 1: molécule protéique hybride constituée de la fusion de TEM-36 et de CTX-M16 par un linker flexible Le premier mode de réalisation de la présente invention décrit la fusion d'une IR-TEM (SEQ ID1 ; (Chaibi, Sirot et al. 1999)) avec une cefotaximase (SEQ ID2 ; (Bonnet, Dutour et al. 2001)) par l'intermédiaire d'un linker flexible polyglycine (6 résidus glycine dans cet exemple) et donnant naissance à une protéine hybride (SEQ ID8) capable d'hydrolyser l'amoxicilline même en présence d'acide clavulanique ainsi que la ceftriaxone. Les séquences nucléotidiques codant pour les protéines TEM-36 (SEQ ID1) et CTX-M16 (SEQ ID2) ont été obtenues commercialement par synthèse de gène dans un vecteur d'expression pour Pichia pastoris (htips.Wwww.dna20.comilservices/hene- synthesis?qclid=CPnQlp3c9r0CFahewwodnREAlq). La séquence nucléotidique de TEM-36 insérée dans le vecteur d'expression correspond à la SEQ ID 11 et la séquence nucléotidique de CTX-M16 insérée dans le vecteur d'expression correspond à la SEQ ID 12. Ces séquences ont alors été amplifiées par PCR (95°C 30 sec - 25 cycles [95°C 30 sec - TM°C45sec - 72°C 1min] - 72°C 5 min - 4°C) en utilisant une ADN polymerase de haute-fidélité (Pfu, Promega) et des amorces partiellement complémentaires et constitutives du linker protéique (GGGGGG dans cet exemple) comme indiqué dans tableau 1. TEM-36 a été amplifiée en utilisant le couple d'amorce TEM36-F et TEM36-6G-R avec un TM de 57°C. CTXM16 a été amplifiée en utilisant le couple d'amorce 6G-CTXM16-F et CTXM16-R avec un TM de 57°C. Les séquences constitutives du linker GGGGGG sont indiquées en gras souligné dans la table 2. Table 2. Liste des amorces utilisées pour construire et séquencer la protéine hybride TEM36/CTX-M16 à linker rigide. Nom amorce Séquence5'-3' Hôte TEM36-F GAGGGTGTCTCTCTCGAG Pichia Pastoris TEM36-6G-R TCCACCTCCACCTCCTCCCCAATGTTTGATTAGGGA Pichia Pastoris 6G-CTXM16-F GGAGGTGGAGGTGGACAGACGTCAGCCGTGCAGCAAAAG Pichia Pastoris CTXM16-R GCTAGGCGGCCGCTTTTACAAACCTTCAGC Pichia Pastoris Les deux fragments PCR ainsi obtenus ont été hybridés à un TM de 55°C et complémentés pendant 5 cycles de PCR sans amorces (95°C 30sec - 55°C 45 sec - 72°C 2min15) en utilisant une ADN polymérase de haute-fidélité (Pfu, Promega). La séquence totale codant pour la protéine hybride a été réamplifiée après rajout des amorces externes (TEM36-F + CTXM16- R). Ce mode de réalisation des fusions par PCR est schématiquement représenté dans la Figure 3. La fusion TEM36-GGGGGG-CTXM16 ainsi réalisée a été clonée avec les enzymes de restrictions Xhol et Notl dans le vecteur pJexpress915 (expression Pichia pastoris) (Figure 4). La séquence de la construction hybride a été vérifiée dans les 2 sens et correspond à la fusion décrite. La figure 5 récapitule les fragments PCR obtenus avec les amorces pJexpress915-SEQ-F &pJexpress915-SEQ-R. Les vecteurs d'expressions pJexpress915 exprimant TEM-36, CTX-M16 et la fusion TEM36- GGGGGG-CTXM16 ont été amplifiés dans Escherichia cou i DH1OB en maintenant une pression de sélection Zéocine (Invitrogen) à 25 ug/m1 sur milieu LB appauvri en sel (Extrait de Levure 5 g/I ; Tryptone 10 g/I ; NaCI 5 g/I pH=7.5). Pour transformer Pichia pastoris, 2 lig de vecteur linéarisé avec l'enzyme Swa I ont été électroporés dans 60 ul de cellules compétentes par un choc à 1500 V. Les cellules transformées sont reprises dans 1 ml de Sorbitol 1 M froid et cultivées 2 heures à 30°C avant étalement (par 200 pi) sur milieu YPD-agar (Extrait de levure 10 g/I ; Peptone 20 g/I ; Dextrose 20 g/L ; agar 15g/I - Phosphate 10mM pH=6.8) contenant 100 à 400 ug/mIde Zéocine et de la nitrocéfine (20 ug/m1). L'expression dans Pichia pastoris à partir du vecteur pJexpress915 aboutit à une sécrétion des protéines d'intérêt qui se retrouvent dans le milieu de culture. Sur boîtes YPD-agar contenant de la nitrocéfine, les bêta-lactamases sécrétées induisent un halo d'hydrolyse rouge (?\. = 486 nm) autour des colonies qui est représentatif du niveau d'expression. Après 48 heures d'incubation, les transformants présentant la meilleure expression pour chaque construction sont inoculés en tube sterilin contenant 5 ml de YPD et 100 ug/mIde Zéocine et cultivés pendant 48 heures à 30°C et 200 rpm pour l'agitation. Les pré-cultures sont alors inoculées dans 400 ml (200 ml par erlen baflé) de milieu YPD frais sans pression de sélection antibiotique avec une densité optique initiale de 0.2 à 600 nm. La culture est réalisée 48 heures à 30°C sous une agitation de 100 rpm. Après centrifugation à 10,000 xg pendant 15 minutes à 4°C, le milieu de culture (surnageant) est conservé à 4°C en présence de benzamidine (1 mM final). Les protéines du milieu de culture sont concentrées 10 fois par filtration tangentielle sur une membrane de 10 kDa (Module Vivaflow 10, Sartorius) jusqu'à un volume de 40 ml, puis jusqu'à 10 ml par ultrafiltration sur membrane de 10 kDa (Centricon, Millipore). Les 10 ml sont injectés sur une colonne de chromatographie d'exclusion (Superdex G75 pour les protéines TEM-36 et CTX-M16, Superdex G200 pour la fusion ; colonnes 26*60 GE Healthcare), et éluées en tampon phosphate de sodium 10 mM pH = 7.0 par fraction de 1 ml et avec un débit de 1 ml/min. Les fractions présentant la plus forte activité sur nitrocéfine (VWR) et la meilleure pureté (SDS-PAGE) sont combinées et concentrées à environ 0.1-0.5 mg/ml. La teneur protéique des échantillons est mesurée par BCA (Pierce), absorbance à 280 nm et vérification sur gel SDS-PAGE. La figure 6 présente les résultats obtenus. Pour CTX-M16 et la fusion, qui présentent des sites de N-glycosylation, la glycosylation est vérifiée par coupure des sucres avec l'enzyme EndoHf (New EnglandBiolabs) selon les recommandations du fabricant (sur la nuit à 37°C en conditions non-dénaturantes). Les protéines produites et purifiées ont été confirmées par digestion trypsique et analyse spectrométrie de masse MALDI-TOF. Comme indiqué par la figure 6, la protéine TEM-36 n'est pas glycosylée et présente une taille compatible avec la taille attendue de 28 kDa, contrairement aux protéines CTX-M16 et les différentes fusions réalisées. Ces dernières ont un poids moléculaire apparent supérieur sur gel SDS-PAGE (45 kDa contre 28 kDa et >66 kDa contre 56 kDa pour CTX-M16 et les fusions respectivement). La coupure avec EndoHf permet d'obtenir des protéines de poids moléculaire attendu (28 kDa et 56 kDa pour CTX-M16 et les fusions respectivement) ce qui confirme que ces protéines sont glycosylées. Les protéines purifiées ont été testées sur différentes bêta-lactamines (amoxicilline (Apollo Scientific), Augmentine (GlaxoSmithKline) et Ceftriaxone (Rocéphinee, Roche)). Les dosages sont effectués au pH-STAT (Titrino 2.5, Metrohm) dans un volume réactionnel de 25 ml à 37°C et pH = 7.0. Les substrats sont préparés à 4 g/I dans un tampon Tris 0.3 mM, NaCI 150 mM. L'hydrolyse enzymatique des noyaux bêta-lactame libère un acide et entraine une baisse du pH. Le principe du dosage consiste à compenser cette acidification par ajout de soude 0,1 N de manière à rester à pH = 7.0. Dans ces conditions, une unité correspond à 1 urnole de soude ajoutée par minute, c'est-à-dire une urnole de bêta-lactame hydrolysée par minute. La table 3 ci-dessous récapitule les activités spécifiques mesurées pour chaque protéine sur les trois substrats (moyenne de 6 réplicats). 'iiiProtéines Activitéctivité spécifique (U/mg) Amoxicilline Augmentin° Ceftriaxone TEM-36 816± 90 97± 74 0 CTX-M16 31±2 0 306±44 TEM36-GGGGGG-CTXM16 695±98 42±33 114 ±44 Table 3. Activités spécifiques de protéine hybride TEM-36/CTX-M16à linker flexible et de leurs enzymes constitutives produites et purifiées dans Pichia pastoris Ces résultats montrent que la fusion entre TEM-36 et CTX-M16 génère une protéine hybride ayant une activité à la fois sur une aminopénicilline avec ou sans inhibiteur de bêtalactamase et une céphalosporine de troisième génération. Ces deux activités étant décrites comme antagonistes dans la littérature (Ripoll, Baquero et al. 2011), il n'existe aucune enzyme naturelle connue ayant des constantes catalytiques aussi élevées sur ces deux substrats. Exemple 2: molécule protéique hybride constituée de la fusion de CTX-M16 et de TEM-36 par un linker flexible Le deuxième mode de réalisation de la présente invention décrit la fusion d'une céfotaximase (SEQ ID2 ; (Bonnet, Dutour et al. 2001)) avec une IR-TEM (SEQ ID1 ; (Chaibi, Sirot et al. 1999)) par l'intermédiaire d'un linker flexible polyglycine (6 résidus glycine dans cet exemple) et donnant naissance à une protéine hybride (SEQ ID9) capable d'hydrolyser l'amoxicilline même en présence d'acide clavulanique ainsi que la céftriaxone. Ce mode de réalisation est identique à celui décrit dans l'exemple 1 à l'exception des amorces de PCR utilisées pour l'amplification des séquences CTXM16 et TEM-36. CTXM-16 a été amplifiée en utilisant le couple d'amorce CTXM16-F et CTXM16-6G-R avec un TM de 58°C. TEM-36 a été amplifiée en utilisant le couple d'amorce 6G-TEM36-F et TEM36-R avec un TM de 58°C. Les séquences constitutives du linker GGGGGG sont indiquées en gras souligné dans la table 4. Nom amorce Séquence5'-3' Hôte CTXM16-F GAGGGTGTCTCTCTCGAG Pichia Postons CTXM16-6G-R TCCTCCTCCTCCTCCTCCCAAACCTTCAGCTATGATCCG Pichia Postons TEM36-6G-F GGAGGAGGAGGAGGAGGACAC OCT GAGACAC TT GT CAAG Pichia Postons TEM36-R TTGAGCGGCCGCCCCTCA Pichia Postons Table 4. Liste des amorces utilisées pour construire et séquencer la protéine hybride CTX- M16/TEM-36 à linker flexible. Les deux fragments PCR ainsi obtenus ont été hybridés à un TM de 55°C et complémentés pendant 5 cycles de PCR sans amorces (95°C 30 sec - 55°C 45 sec - 72°C 2min15) en utilisant une ADN polymérase de haute-fidélité (Pfu, Promega). La séquence totale codant pour la protéine hybride a été réamplifiée après rajout des amorces externes (CTXM16-F + TEM-36- R). Les conditions utilisées pour l'expression et la purification de la protéine hybride CTXM16- GGGGGG-TEM36 ont été strictement identiques à celles décrites dans l'exemple 1. La protéine hybride ainsi obtenue est également glycosylée comme le montre la figure 6 et combine une activité pénicillinase persistante en présence d'acide clavulanique avec une activité céfotaximase. Comme dans le cas de l'exemple 1, aucune protéine naturelle ne présente les activités spécifiques décrites dans la table 5 sur les deux substrats amoxicilline et ceftriaxone. 'iiiProtéines Activitéctivité spécifique (U/mg) Amoxicilline Augmentin° Ceftriaxone TEM-36 816± 90 97± 74 0 CTX-M16 31 ± 2 0 306 ± 44 CTXM16-GGGGGG-TEM36 890± 83 45 ±14 123 ± 35 Table 5. Activités spécifiques de protéine hybride CTX-M16/TEM-36 à linker rigide et de leurs enzymes constitutives produites et purifiées dans Pichia pastoris Exemple 3: molécule protéique hybride constituée de la fusion de TEM-36 et de CTX-M16 par un linker rigide Le troisième mode de réalisation de la présente invention décrit la fusion d'une IR-TEM (SEQ ID1 ; (Chaibi, Sirot et al. 1999)) avec une cefotaximase (SEQ ID2 ; (Bonnet, Dutour et al. 2001)) par l'intermédiaire d'un linker protéique rigide (motif G(EAAAK)2 dans cet exemple) et donnant naissance à une protéine hybride (SEQ ID10) capable d'hydrolyser l'amoxicilline même en présence d'acide clavulanique ainsi que la ceftriaxone. Ce mode de réalisation est identique à celui décrit dans l'exemple 1 à l'exception des amorces de PCR utilisées pour l'amplification des séquences CTXM16 et TEM-36. TEM-36 a été amplifiée en utilisant le couple d'amorce TEM36-F et TEM36-G(EAAAK)2-R avec un TM de 58°C. CTXM16 a été amplifiée en utilisant le couple d'amorce CTXM16-G(EAAAK)2-F et CTXM16-R avec un TM de 58°C. Les séquences constitutives du linker G(EAAAK)2 sont indiquées en gras souligné dans la table 6. Nom amorce Séquence5'-3' Hôte TEM36-F GAGGGTGTCTCTCTCGAG Pichia Postons CTXM16-R GCTAGGCGGCCGCTTTTACAAACCTTCAGC Pichia Postons TEM36-G(EAAAK)2-R TGCTGCCTCTTTAGCGGCCGCCTCTCCCCA Pichia Postons ATGTTTGATTAGGGA CTXM16-G(EAAAK)2-F GCCGCTAAAGAGGCAGCAGCAAAACAGAC G Pichia Postons TCAGCCGTG Table 6. Liste des amorces utilisées pour construire et séquencer la protéine hybride CTX- M16 et TEM-36 à linker rigide. Les 2 fragments PCR ainsi obtenus ont été hybridés à un TM de 55°C et complémentés pendant 5 cycles de PCR sans amorces (95°C 30 sec - 55°C 45 sec - 72°C 2min15) en utilisant une ADN polymérase de haute-fidélité (Pfu, Promega). La séquence totale codant pour la protéine hybride a été réamplifiée après rajout des amorces externes (TEM36-F + CTXM16- R). Les conditions utilisées pour l'expression et la purification de la protéine hybride TEM36- G(EAAAK)2-TEM36 ont été strictement identiques à celles décrites dans l'exemple 1. La protéine hybride ainsi obtenue est également glycosylée (Figure 6) et combine une activité pénicillinase persistante en présence d'acide clavulanique avec une activité céfotaximase. 'iiiProtéines Activitéctivité spécifique (U/mg) Amoxicilline Augmentin° Ceftriaxone TEM-36 816± 90 97± 74 0 CTX-M16 31 ± 2 0 306 ± 44 TEM36-G(EAAAK)2-CTXM16 809 ±176 34±6 141±55 Table 7. Activités spécifiques de protéine hybrideCTX-M16/TEM-36 à linker flexible et de leurs enzymes constitutives produites et purifiées dans Pichia pastoris Comme dans les exemples 1 et 2, aucune protéine naturelle ne présente les activités spécifiques décrites dans le tableau 7 sur les deux substrats amoxicilline et ceftriaxone. Exemple 4: molécules protéiques hybrides non-glycosylées constituées de la fusion de TEM-36 et de CTX-M16 (et inversement) par un linker flexible Les séquences codantes pour TEM-36 (SEQ ID1) et CTXM16 (SEQ ID2) ont été obtenues commercialement par synthèse génique (https://www.dna20. com/servicesMenesynthesis?qclid=CPnQ1p3c9r0CFooewwocinREAlq) dans un vecteur d'expression périplasmique pour E. cou. Les séquences nucléotidiques ont été obtenues en phase avec le cadre de lecture codant pour un peptide d'adressage périplasmique (MSIQHFRVALIPFFAAFCLPVFA) avec un site de restriction Ndel au niveau de la méthionine initiatrice et un site de restriction HindlIl après le codon stop. Les fragments géniques Ndel/HindlIl ont ensuite été sous-clonés dans le vecteur pET-26b(+) (Invitrogen). Comme indiqué dans la figure 3, nous avons réalisé deux molécules protéiques hybrides par PCR de chevauchement. La séquence nucléotidique de TEM-36 et de CTX-M16 ont été amplifiées par PCR (95°C 30 sec - 25 cycles [95°C 30 sec - TM°C45sec - 72°C 1min] - 72°C 5 min - 4°C) en utilisant une ADN polymérase de haute-fidélité (Pfu, Promega) et des amorces partiellement complémentaires et constitutives du linker protéique (GGGGGG dans cet exemple). TEM-36 a été amplifiée avec un TM de 55°C en utilisant soit le couple d'amorce T7-F et TEM36-G6-R-co soit le couple d'amorces TEM36-G6-F-co et T7-R. CTXM16 a été amplifiée avec un TM de 55°C en utilisant le couple d'amorce CTXM16-G6-F-co et T7-R soit le couple d'amorce CTXM16-G6-R-co et T7-F. Les séquences constitutives du linker GGGGGG sont indiquées en gras souligné dans la table 8. Nom amorce Séquence5'-3' Hôte T7-F TAATACGACTCACTATAGGGGAAT E. coui TEM36_G6_R_co TCCTCCTCCTCCTCCTCCCCAATGTTTAATCAGGCT E. coui CTXM16_G6_F_co GGAGGAGGAGGAGGACAGAC GTCAGCCGTGCAGCAAAAG E. coui CTXM16_G6_R_co TCCTCCTCCTCCTCCTCCCAAACCTTCAGCTATGATCCG E. coui TEM36-6G-F GGAGGAGGAGGAGGAGGACAC C CTGAGACACTT GT CAAG E. coui T7-R CTAGTTATTGCTCAGCGGTGG E. coli Table 8. Liste des amorces utilisées pour construire et séquencer la protéine hybride TEM- 36/CTX-M16 à linker flexible. Les fragments PCR ainsi obtenus (TEM36-G6 + G6-CTXM16 et CTXM16-G6 + G6-TEM36) ont été hybridés à un TM de 53°C et complémentés pendant 5 cycles de PCR sans amorces (95°C 30 sec - 53°C 45 sec - 72°C 2min15) en utilisant une ADN polymérase de haute-fidélité (Pfu, Promega). La séquence totale codant pour la protéine hybride a été réamplifiée après rajout des amorces externes (T7-F + T7-R) fonctionnant à un TM de 55°C. Les fusions TEM36-GGGGGG-CTXM16 et CTX-M16-GGGGGG-TEM36 ainsi réalisées ont été clonées avec les enzymes de restrictions Ndel et HindlIl dans le vecteur pET26b+ (expression dans E. cou) (Figure 7). Les séquences des constructions hybrides ont été vérifiées dans les 2 sens et ont révélé que le linker des 2 molécules protéiques hybrides était en fait constitué de seulement 5 glycines. Un réarrangement nucléique plus favorable a probablement eu lieu au moment des PCR d'hybridations. La figure 8 récapitule les fragments PCR obtenus avec les amorces T7-F & T7-R. Les vecteurs d'expressions pET-26b(+) exprimant TEM-36 (SEQ ID1), CTX-M16 (SEQ ID2) et les fusions TEM36-G5-CTXM16 et CTXM16-G5-TEM36 ont été amplifiés dans Escherichia coui DH1OB en maintenant une pression de sélection Kanamycine (Euromedex) à 50 ug/m1 sur milieu LB (Extrait de Levure 5 g/I ; Tryptone 10 g/I ; NaCI10 g/I pH=7). La souche d'expression BL21(DE3) pLysS a été transformée avec les vecteurs d'expression par choc thermique. Les cellules transformées sont étalées sur milieu LB-agar (Extrait de levure 5 g/I ; Tryptone10 g/I ; NaCI10 g/L ; agar 15g/IpH=7) contenant 50 ug/m1 de Kanamycine. L'expression dans E. cou i à partir du vecteur pET-26b(+) aboutit à un adressage des protéines d'intérêt dans le compartiment périplasmique des bactéries où elles sont fonctionnelles. Les fusions créées telles que décrites dans l'exemple 4 ont été évaluées de 2 façons complémentaires, i) en caractérisant biochimiquement les protéines partiellement purifiées et ii) en comparant les concentrations minimales inhibitrices (CMI) de différents b-lactams (amoxicilline, Augmentin et Rocéphine) sur les souches d'expressions. Purification des molécules protéiques hybrides et de leur constituant dans E. cou: Les bactéries transformées sont mises en culture dans 100 ml de LB + 50 ug/m1 de Kanamycine à 37°C et sous 200 rpm d'agitation jusqu'à saturation. Les pré-cultures sont alors inoculées au 1/40ème dans 1 L de milieu LB + Kanamycine 50 ug/ml. Lorsque la D0600 nm a atteint une valeur de 0.6 (environ 2 heures), la production de protéine est induite par ajout d'IPTG 0.5 mM final et se poursuit pendant 16 heures à 20°C sous une agitation de 200 rpm. Les cellules sont centrifugées à 5,000 xg pendant 15 minutes à 4°C et le culot immédiatement repris dans un tampon d'osmolyse pour casser la membrane externe et récupérer le périplasme. Les cellules sont reprises avec 1 ml de tampon (Phosphate 100 mM, Sucrose 500 mM, EDTA 1 mM pH = 7.0) pour 120 Unités de D0600 nm et incubées quelques minutes avec homogénéisation au vortex (protocole adapté de (Schlegel, Rujas et al. 2013)). Après centrifugation à 12,000 xg pendant 20 minutes à 4°C, le surnageant contenant les protéines périplasmiques est concentré sur Amicon Ultra (15 ml, 10 kDa, Millipore) jusqu'à un volume inférieur à 10 ml. La totalité des protéines est injectée sur une colonne de chromatographie d'exclusion (Superdex G75, GE Healthcare) et les protéines sont éluées en tampon phosphate (Phosphate 10 mM, NaCI 100 mM pH = 7.0) par fraction de 1 ml et avec un débit de 1 ml/min. Les fractions présentant la plus forte activité sur nitrocéfine (VWR) et la meilleure pureté (SDS-PAGE) sont combinées et concentrées à environ 0.1-0.5 mg/ml. La teneur protéique des échantillons est mesurée par absorbance à 280 nm et vérification sur gel SDS-PAGE. La figure 9 présente les protéines partiellement purifiées telles qu'obtenues avant caractérisation biochimiques. Les activités enzymatiques des protéines purifiées ont été mesurées sur différentes bêta- lactamines (amoxicilline (Apollo Scientific), Augmentine (GlaxoSmithKline) et Ceftriaxone (Rocéphinee, Roche)) tel que décrit dans les exemples précédents et les résultats sont compilés dans la table 9 ci-dessous. 'iiiProtéines Activitéctivité spécifique (U/mg) Amoxicilline Augmentin° Ceftriaxone TEM-36 3593 ± 87 385 ± 31 1 ± 1 CTX-M16 21 ± 1 0 158± 14 TEM36-GGGGG-CTXM16 633 ± 99 24 ± 5 138 ± 32 CTXM16-GGGGG-TEM36 566 ± 32 17 ± 5 103 ± 14 Table 9. Activités spécifiques des molécules protéiques hybrides TEM36-G5-CTXM16 et CTXM16-G5-TEM36 (linker flexible) et de leurs enzymes constitutives produites et purifiées dans Escherichia cou i BL21(DE3) pLysS. Comme dans les exemples 1 à 3, aucune protéine naturelle ne présente les activités spécifiques décrites dans le tableau 9 sur les deux substrats amoxicilline et ceftriaxone. Résistance des souches d'E. cou i exprimant les molécules protéiques hybrides aux divers (3- lactames: Les bactéries transformées (exprimant TEM36, CTXM16 ou les fusions TEM36-G5-CTXM16 et CTXM16-G5-TEM36) ou la souche vide (BL21(DE3)pLysS) sont mises en culture dans 5 ml de LB + 50 ug/m1 de Kanamycine lorsque nécessaire à 37°C et sous 200 rpm d'agitation jusqu'à saturation. Les pré-cultures sont alors inoculées au 1/40ème dans 5 ml de milieu LB + Kanamycine 50 ug/m1 et lorsque la D0600 nm a atteint une valeur de 0.6 (environ 2 heures), la production de protéine est induite par ajout d'IPTG 1 mM final et se poursuit pendant 1.5 heure à 37°C sous une agitation de 200 rpm. Les cellules sont normalisées à 108 cfu/ml et diluées en cascade à 107, 106, 105, 104 cfu/ml et 5 pi de chaque suspension sont déposés sur une boite LB-Agar contenant des concentrations croissantes d'antibiotiques (Amoxicilline 0, 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128, 256, 512, 1024 ug/m1; Augmentin 0, 1, 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128, 256, 512 ug/mlet Rocéphine 0, 0.5, 1, 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128, 256, 512 ug/m1). Les boites sont incubées à 37°C sur la nuit et les résultats sont enregistrés le lendemain. Les CMIs correspondent à la concentration d'antibiotique la plus faible à laquelle le plus fort inoculum ne pousse plus. Les données sont répertoriées dans la table 10 ci-dessous. CMI(ug/m1) Antibiotiques Souche Amoxicilline Augmentin Rocéphine BL21(DE3)pLysS 1024 512 1024 4 512 BL21(DE3)pLysS + TEM36-G5-CTXM16 >1024 128 64 BL21(DE3)pLysS + CTXM16-G5-TEM36 >1024 128 128 Table 10. CMIs d'antibiotiques p-lactames pour des souches d'E.coli exprimant les molécules protéiques hybrides TEM36-G5-CTXM16 et CTXM16-G5-TEM36 (linker flexible) et de leurs enzymes constitutives. Les cellules d'E.coli exprimant les molécules protéiques hybrides telles que décrites dans l'exemple 4 présente un phénotype de résistance multiple aux aminopénicillines (avec ou sans inhibiteurs comme l'acide clavulanique) et aux céphalosporines de 3ème génération comme la ceftriaxone. Aucune souche bactérienne naturelle n'a pour l'instant été décrite dans la littérature avec un tel phénotype.10 Références Aires, J. R., T. Kohler, H. Nikaido and P. Plesiat (1999). "Involvement of an active efflux system in the natural resistance of Pseudomonas aeruginosa to aminoglycosides." Antimicrob Agents Chemother43(11): 2624-2628. Ambler, R. P. (1975). "The amino acid sequence of Staphylococcus aureus penicillinase." Biochem J151(2): 197-218. Ambler, R. P. (1980). "The structure of beta-lactamases." 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Molécule protéique hybride comportant deux enzymes inhibant l'activité d'au moins un antibiotique, l'une desdites enzymes étant une bêta-lactamase et l'autre desdites enzymes étant une enzyme choisie parmi les bêta-lactamases, les enzymes inhibant un aminoglycoside, les enzymes inhibant une fluoroquinolone, les enzymes inhibant un macrolide, les enzymes inhibant une tétracycline ou les enzymes inhibant une lincosamide, lesdites enzymes étant liées entre elles. 2. Molécule protéique hybride selon la revendication 1 caractérisée en ce qu'elle comporte deux enzymes bêta-lactamases liées entre elles 3. Molécule protéique hybride selon la revendication 1 caractérisée en ce que l'enzyme inhibant un aminoglycoside est une phosphotransférase, une nucléotidyltransférase ou une acétyltransférase 4. Molécule protéique hybride selon la revendication 1 caractérisée en ce que l'enzyme inhibant une fluoroquinolone est une aminoglycoside N-acétyltransférase 5. Molécule protéique hybride selon la revendication 1 caractérisée en ce que l'enzyme inhibant un macrolide est une érythromycine estérase ou une érythromycine phosphotransférase 6. Molécule protéique hybride selon la revendication 1 caractérisée en ce que l'enzyme inhibant une tétracycline est une tétracycline oxydoréductase NADPI-1 dépendante 7. Molécule protéique hybride selon la revendication 1 caractérisée en ce que l'enzyme inhibant une lincosamide est une lincomycine nucléotidyltransférase 8. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de l'une au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQID1 9. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de rune au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQ 1D2 10. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de l'une au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQ ID3 11. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de l'une au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQ ID4 12. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de l'une au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQ 13. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de l'une au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQ 106 14. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que la séquence de l'une au moins des enzymes présente une homologie de séquence d'au moins 40% avec la SEQ1D7 15. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes caractérisée en ce que les enzymes sont fusionnées en une protéine unique monocaténaire 16. Molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications 1 à 14 caractérisée en ce que les enzymes sont liées entre elles de manière covalente par cross-linking 17 Composition pharmaceutique à usage humain ou vétérinaire comportant la molécule protéique hybride selon l'une quelconque des revendications précédentes pour une utilisation dans la prévention des modifications de la flore intestinale 18. Composition pharmaceutique selon la revendication 17 pour une utilisation dans la prévention des infections nosocomiales 19. Composition pharmaceutique selon la revendication 17 ou 18 pour une utilisation dans la prévention des diarrhées associées à la prise d'antibiotiques 20. Composition pharmaceutique selon l'une quelconque des revendications 17 à 19 caractérisée en ce qu'elle est sous une forme galénique pour une administration par voie orale. 21. Composition pharmaceutique selon l'une quelconque des revendications 17 à 20 caractérisée en ce qu'elle comporte au moins un agent gastroprotecteur 22. Procédé de production de la molécule protéique hybride conformément à l'une quelconque des revendications 1 à 16 dans un organisme recombinant vivant non humain