FR 3013219 A1 20150522 FR 1302644 A 20131118 Procédé d'obtention d'extraits d'algues marines La présente invention concerne un procédé de fractionnement d'algues marines en ses différents compartiments biochimiques. Les algues marines contiennent des composés actifs comme des sucres, des acides aminés, des polysaccharides de réserve et pariétaux, des polyphénols, des lipides. Ces composés peuvent être utilisés comme principes actifs pour la fabrication de préparations cosmétiques. Pour cela, il est nécessaire de développer des méthodes efficaces qui permettent d'extraire le principe actif dans de bonnes conditions, c'est-à-dire sans perte de l'efficacité de la molécule active et avec des rendements acceptables pour une exploitation à l'échelle industrielle. On connaît des procédés d'extraction, tels que celui décrit dans le document FR 2 946 878, permettant l'obtention d'un extrait d'algue par un procédé mettant en oeuvre une extraction aqueuse ou hydro glycérinée avec un chauffage maintenu pendant une durée inférieure à deux heures. Il est possible d'obtenir un extrait par cette méthode, cependant il n'est pas mentionné la valorisation des déchets qui peuvent contenir des principes actifs et qu'il serait intéressant de valoriser aux fins de préparation des compositions cosmétiques, voire thérapeutiques. En outre, un tel procédé d'extraction aqueuse permet de n'avoir accès qu'à un extrait cytoplasmique ne contenant que les composés hydrosolubles de bas poids moléculaires et ne donne pas accès à d'autres types d'extraits aux fins de valoriser toutes les substances actives de l'algue. Pour pallier aux déficiences de l'état de l'art et permettre d'obtenir des extraits contenant une plus grande diversité de principes actifs à partir d'algues dans de bonnes conditions, la présente invention a pour objet un procédé de fractionnement d'au moins une algue marine comprenant une étape de traitement par une protéase, en milieu aqueux et à pH basique, de cette algue prédécoupée. On entend par pH basique, avantageusement un pH de 7.5 à 10. Les inventeurs ont mis en évidence que l'action d'une protéase sur une suspension aqueuse dans laquelle on a préalablement dispersé une matière composée d'au moins une algue marine, permettait d'obtenir un extrait enzymatique (polypeptidique) incorporant des substances actives pour la préparation de compositions cosmétiques. Les espèces d'algues utilisées peuvent aussi bien provenir des trois embranchements que sont les algues rouges (Rhodophyta), les algues brunes (Ochrophyta) et les algues vertes (Chlorophyta). Le procédé selon l'invention a permis d'obtenir des extraits utiles dans le domaine cosmétique de la macro- algue brune Pylaiella littoralis appartenant à l'ordre des Ectocarpales dont aucune espèce n'a encore été valorisée pour ses propriétés cosmétiques. Le texte de la description qui suit donne d'autres exemples d'algues valorisées illustrant les trois catégories susvisées (brune, rouge et verte). On effectue avantageusement, au préalable avant l'étape mettant en oeuvre la protéase, une extraction de la matière première sous forme déshydratée par une solution aqueuse. On peut utiliser des algues déshydratées après récolte. Les algues sont éventuellement broyées, mais on préfère utiliser des algues qui ont subi une simple découpe, on dit qu'elles sont prédécoupées en petits morceaux avant traitement. L'extraction consiste à agiter la suspension aqueuse comprenant l'algue à température ambiante pendant au moins 30 minutes. Il s'agit d'un choc osmotique en vue de faire éclater les cellules des morceaux d'algues en suspension dans le liquide. On obtient une pâte qui décante après arrêt de l'agitation, une filtration sur toile de nylon permet de séparer la pâte du filtrat. Le filtrat est remis en contact au moins une fois sur la pâte par rinçage afin de récupérer le maximum de substance active. Le filtrat est passé sur filtre-presse équipé de plaques permettant une filtration clarifiante puis stérilisante ayant des pores de 0.2 pm de diamètre pour obtenir l'extrait cytoplasmique. Le filtrat obtenu est un extrait cytoplasmique utile pour la préparation de compositions cosmétiques. La pâte obtenue est ensuite reprise dans l'eau et traitée par la protéase comme indiqué précédemment dans le cadre de la présente invention. De préférence, l'algue qui est traitée dans le procédé selon l'invention est choisie parmi Pylaiella spp (genre), Calliblepharis Jubata (espèce), Bifurcaria spp (genre), Polysiphonia spp (genre) et/ou Cladophora spp (genre). C'est-à-dire que la source d'algue utilisée pour la mise en oeuvre du procédé selon l'invention peut être un mélange d'au moins deux des types d'algues énumérés ci-avant. L'algue traitée suivant le procédé selon l'invention est avantageusement sélectionnée parmi au moins l'une des espèces suivantes : Pylaiella &tores, Calliblepharis Jubata, Bifurcaria bifurcata, Polysiphonia elongata, et Cladophora rupestris. Les protéases de choix pour opérer le traitement enzymatique dans le cadre du procédé selon l'invention sont avantageusement des sérines protéase, de préférence, on utilise la subtilisine. De préférence, le procédé selon l'invention comporte, en outre, après l'action de la protéase dans le milieu aqueux, une étape de traitement par au moins un acide. L'extrait enzymatique peut être contenu dans un filtrat. Le filtrat est remis au contact des résidus solides (rinçage) au moins une fois pour extraire le maximum de substances actives piégées dans les résidus solides qui se présentent généralement sous forme d'une pâte. L'acidification du milieu permet de dénaturer l'enzyme. On peut utiliser une toile en nylon pour effectuer la séparation du filtrat des résidus solides. Le pH du filtrat est réglé préférentiellement à 4.5 par ajout d'hydroxyde de sodium à 10% puis conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté entre 4 et 5 (bornes comprises) par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat est avantageusement repris sur un filtre presse équipé de plaques comportant des pores (porosité) de 0.5 à 0.8 pm, voire de 0.6 à 0.7 pm, de diamètre. De préférence, le procédé de fractionnement selon l'invention comprend les étapes suivantes : a) découper des algues après récolte et séchage; b) ajouter 30 à 98 % en masse d'eau ; c) ajouter une base pour ajuster le pH de la solution entre 7 et 10; d) porter le mélange obtenu à l'étape c) à une température de 60°C à 80°C; e) ajouter la protéase et laisser agir sous agitation pendant au moins 2 heures en régulant le pH entre 7 et 10; f) abaisser la température en dessous de 45°C; g) acidifier tel que le mélange ait un pH de 1.5 à 2.5; et h) éliminer la pâte obtenue par décantation et filtration, et collecter le filtrat. Les pourcentages massiques sont exprimés par rapport à la masse totale du mélange obtenu comprenant l'algue sèche. Alternativement on peut utiliser une algue réduite en poudre. Le pH est avantageusement maintenu entre 7.5 et 8.5, idéalement à 8, pendant les étapes c) à f). Entre l'étape b) et l'étape c) du procédé selon l'invention tel que décrit 25 précédemment, on ajoute avantageusement 30 à 70 % en masse de glycérine. La présente invention concerne aussi un procédé de traitement de résidus solides récupérés en dernière étape du procédé décrit précédemment dans le cadre de l'invention, en reprenant dans de l'eau les résidus solides obtenus, par 30 exemple sous forme d'une pâte, et en les traitant par adjonction d'un acide pour atteindre un pH de 1.5 à 2.5, en appliquant ensuite un chauffage pendant au moins 3 heures à au moins 70°C , et finalement en ajoutant une base de sorte à obtenir un pH de 6 à 8 pour obtenir un extrait polysaccharidique après filtration. On effectue une séparation de la pâte et du filtrat, et on rince la pâte au moins 35 une fois avec le filtrat. On peut utiliser une toile en nylon pour effectuer cette séparation. Le filtrat obtenu comporte l'extrait polysaccharidique. Le filtrat est conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté entre 4 et 5 (bornes comprises) par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat est avantageusement repris sur un filtre presse équipé de plaques comportant des pores (porosité) de 0.5 à 0.8 pm, voire de 0.6 à 0.7 pm, de diamètre, pour récupérer en sortie l'extrait polysaccharidique attendu. Les polysaccharides sont extraits dans des conditions douces sans excès d'acide. La catalyse de la réaction d'hydrolyse se produit grâce aux protons internes des polysaccharides anioniques. Cette réaction provoque la réduction de la taille des polymères et en facilite l'extraction pendant la neutralisation. De préférence, on agite la suspension aqueuse préparée à l'étape b) à température ambiante pendant au moins 30 minutes, puis on effectue une séparation par filtration pour obtenir une pâte et un extrait cytoplasmique, seule la pâte est ensuite traitée selon les étapes c) à h). La présente invention concerne également un procédé d'extraction de la fraction insoluble obtenue à la fin du procédé de traitement des résidus solides tel que décrit ci-dessus, qui est reprise, déshydraté et extraite au CO2 supercritique. L'extraction au CO2 supercritique peut se faire avec un mélange de triglycérides d'acide caprique et caprylique comme co-solvant et à haute pression. On obtient un extrait huileux qui est avantageusement valorisé comme ingrédient actif d'une composition cosmétique. La présente invention sera mieux comprise à la lecture de la partie expérimentale qui va suivre, dont les exemples et les figures sont uniquement donnés à titre illustratif et ne peuvent nullement être considérés comme limitatifs. PARTIE EXPERIMENTALE PROTOCOLES: Méthode au BCA : Évaluation de la concentration de protéines à l'aide du Kit dénommé « Bicinchoninic acide Protein Assay » (vendu sous la référence BCA1, par la société Sigma TM, France). Préparation du réactif BCA en travaillant en combinant les réactifs A et B (50 : 1). Mélanger le réactif BCA de travail jusqu'à ce que la solution soit uniforme, et de couleur vert clair. Préparation des normes protéiques BSA afin d'obtenir les concentrations suivantes : 25 à 800 mg / ml (ou 200 à 1000 mg /m1), ajout de 25 pl de chaque échantillon. Ajouter 200 pL du réactif de travail - BCA. Faire subir une agitation rotative à la plaque doucement et laisser incuber pendant 30 min à 37° C. Mesurer l'absorbance à 570 nm avec un appareil Multiskan ® EX (Thermo Labsystems, France). Test au WST1 : Mise en culture sur plaque de cellules HEK001 à 32 000 cellules/puits/80 pl dans leur milieu de culture en plaque de 96 puits. Incubation à 37° C et 5 % de CO2. Jeter le milieu de culture. Ajout des essais de concentrations des substances d'essai, des contrôles positifs et des solvants (8 pl). Incubation à 37° C et 5 % de CO2 pendant 24 h. Chauffage à 45° C pendant 90 min dans un four à hybridation. Incubation à 37° C et 5 % de CO2 pendant 22h30. Ajout du réactif WST-1 de la prolifération cellulaire dans chaque puits (10 pl/puits). Incubation des cellules pendant une durée de 30 min à 4 h, à 37° C et avec 5 % de CO2. Agitation des plaques de 96 puits pendant 1 mn avec Multiskan® EX appareils (Thermo Labsystems Tell, France). I. PREPARATION DES EXTRAITS 1.1) Préparation d'un extrait cytoplasmique à partir de Pvlaiella littoralis : Au niveau phylogénique, Pylaiella littoratis appartient à l'embranchement des Ochrophytes, à la classe des Phéophyceae, à l'ordre des Ectocarpales, et à la famille des Acinetosporaceae. Les algues déshydratées (4% en masse), entières, sont extraites par un mélange eau(38.4%)/glycérine(57.6%) (40/60) à température ambiante pendant 30 mn. La fraction insoluble est ensuite séparée du filtrat sur une toile de nylon. Le filtrat est conservé par exemple avec du sorbate de potassium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur comprise entre 4 et 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.2 pm pour obtenir l'extrait cytoplasmique. 1.2) Préparation d'un extrait enzymatique à partir de Pvlaiella littoralis : La fraction insoluble obtenue lors du traitement décrit dans la partie 1.1) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.1). On ajoute une solution d'hydroxyde de sodium à 10% et on contrôle le pH de sorte à obtenir un pH=8. On porte le mélange à 60°C, puis on ajoute une protéase, la subtilisine (Alcalase® 2.4 L FG commercialisée par la société Novozymee) afin de réaliser la protéolyse et on maintient sous agitation à cette température et pH pendant 2 h. On abaisse la température à 40°C et on ajuste le pH à 2 avec de l'acide chlorhydrique à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est réglé à un pH de 4.5 par ajout d'hydroxyde de sodium à 10% puis conservé, par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur comprise entre 4 et 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait enzymatique. 1.3) Préparation d'un extrait polysaccharidique à partir de Pvlaiella littoralis La fraction insoluble obtenue à l'issue de la partie 1.2) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.2). On ajuste le pH à 2 à l'aide d'une solution d'acide chlorhydrique à 10% et on laisse sous agitation pendant 4 h à 80°C. La suspension obtenue est ensuite neutralisée à pH=7 par ajout d'une solution d'hydroxyde de sodium à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est conservé, par exemple, avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur comprise entre 4 et 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait polysaccharidique. Les polysaccharides sont extraits dans des conditions douces sans excès d'acide. La catalyse de la réaction d'hydrolyse se produit grâce aux protons internes des polysaccharides anioniques. Cette réaction provoque la réduction de la taille des polymères et en facilite l'extraction pendant la neutralisation. La fraction insoluble est déshydratée par lyophilisation 1.4) Préparation d'un extrait huileux à partir de Pvlaiella littoralis : La fraction insoluble obtenue à la fin du traitement de la partie 1.3) est extraite au CO2 supercritique avec un mélange de triglycérides d'acide caprique et caprylique comme co-solvant et en opérant à haute pression dans un extracteur spécifique. L'extrait huileux obtenu est dilué avec cette même huile pour obtenir un rendement de 30% par rapport à la matière première. 1.5) Bilan matière : Le tableau suivant récapitule les pourcentages massiques obtenus pour les différents extraits aqueux par rapport à la masse d'algue sèche traitée : Tableau 1 : répartition de la matière Rendement extrait cytoplasmique en % / algue sèche 24.7 Rendement extrait enzymatique en % / algue sèche 10.6 Rendement extrait polysaccharidique en % / algue sèche 13.8 Rendement total sur l'ensemble des fractions 50.9 On constate que plus de 50% de la matière sèche algale a été valorisée dans les 3 extraits. 1.6) Préparation d'un extrait cytoplasmique à partir de Calliblepharis Jubata Calliblepharis jubata est une algue rouge appartenant à l'ordre des Gigartinales et à la famille des Cystocloniaceae (Classification : Rhodophyta /Florideophyceae /Gigartinales /Cystocloniaceae). Elle se compose d'un thalle foliacé, épais, couleur rouge brun de 10 à 30 cm de long fixé par un ensemble de crampons ramifiés. La lame présente des proliférations épineuses latéralement. Un aspect original de ses modes de reproduction est sa capacité à se bouturer grâce à ses proliférations épineuses qui se détachent en été, dérivent sous forme de pelotes entre deux eaux et se fixent en automne. C'est une algue pérennante qui repart de ses bases. Elle se situe dans la zone infra-littoral : c'est-à-dire au bas de la zone de balancement des marées. Les algues déshydratées (4% en masse), entières, sont extraites par de l'eau (96%) à température ambiante pendant 30 mn. La fraction insoluble est ensuite séparée du filtrat sur une toile de nylon de mailles de 500 pm à lmm de diamètre interne. Le filtrat est conservé avec 0.5% de benzoate de sodium et son pH ajusté à une valeur comprise entre 4 et 5 par ajout d'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.2 pm pour obtenir l'extrait cytoplasmique. 1.7) Préparation d'un extrait enzymatique à partir de Calliblepharis Jubata : La fraction insoluble obtenue lors du traitement décrit dans la partie 1.6) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.6). On ajoute une solution d'hydroxyde de sodium à 10% et on ajuste le pH à une valeur de 8. On porte le mélange à 60°C, puis on ajoute une protéase, la subtilisine (Alcalase® 2.4 L FG commercialisée par la société Novozymee) afin de réaliser la protéolyse et on maintient sous agitation à cette température et ce pH pendant 2 h. On abaisse la température à 40°C et on ajuste le pH à 2 avec de l'acide chlorhydrique à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est réglé à un pH de 4.5 par ajout d'hydroxyde de sodium à 10% puis conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait enzymatique. 1.8) Préparation d'un extrait polysaccharidique à partir de Calliblepharis 5 Jubata : La fraction insoluble obtenue à l'issue de la partie 1.7) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.7). On ajuste le pH à 2 à l'aide d'une solution d'acide chlorhydrique à 10 % et on laisse sous agitation pendant 3 h à 80°C. La 10 suspension obtenue est ensuite neutralisée à pH=7 par ajout d'une solution d'hydroxyde de sodium à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur comprise entre 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un 15 acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait polysaccharidique. La fraction insoluble est déshydratée par lyophilisation. 20 1.9) Préparation d'un extrait cytoplasmique à partir de Polvsiphonia elonqata: Polysiphonia elongata est une algue rouge appartenant à l'ordre des Céramiales. 25 Elle forme des touffes de filaments rouge vif, de 20 à 30 cm de hauteur. Les algues déshydratées (4% en masse), entières, sont extraites par de l'eau (96%) à température ambiante pendant 30 mn. La fraction insoluble est ensuite séparée du filtrat sur une toile de nylon de mailles de 500 pm à 1 mm de 30 diamètre interne. Le filtrat est conservé, par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.2 pm pour obtenir l'extrait cytoplasmique. 35 1.10) Préparation d'un extrait polysaccharidique à partir de Polvsiphonia elonqata: La fraction insoluble obtenue après traitement en 1.9) suivi d'un traitement en vue 40 de recueillir un extrait enzymatique (non décrit) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ. On ajuste le pH à 2 à l'aide d'une solution d'acide chlorhydrique à 10 % et on laisse sous agitation pendant 3 h à 80°C. La suspension obtenue est ensuite neutralisée à pH=7 par ajout d'une solution 45 d'hydroxyde de sodium à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre 50 presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait polysaccharidique. 1.11) Préparation d'un extrait cytoplasmique à partir de Cladophora rupestris : Cladophora rupestris est une algue verte de la famille des Cladophoraceae, de l'ordre des Cladophorales, de la classe des Ulvophyceae et de l'embranchement des Chlorophyta. Cette espèce forme des touffes très ramifiées jusqu'à 30 cm de longueur. Les parois cellulaires peuvent devenir très épaisses ce qui donne de la raideur au thalle. Elle est abondante à mi-marée sur des rochers ensablés. Les algues déshydratées (4% en masse), entières, sont extraites par de l'eau (96%) à température ambiante pendant 30 mn. La fraction insoluble est ensuite séparée du filtrat sur une toile de nylon de mailles de 500 pm à 1 mm de diamètre interne. Le filtrat est conservé, par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite réglé de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.2 pm de diamètre pour obtenir l'extrait cytoplasmique. 1.12) Préparation d'un extrait enzymatique à partir de Cladophora rupestris La fraction insoluble obtenue lors du traitement décrit dans la partie 1.11) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.11). On ajoute une solution d'hydroxyde de sodium à 10% et on contrôle le pH de sorte à obtenir un pH=8. On porte le mélange à 60°C, puis on ajoute une protéase, la subtilisine (AlcalaseC 2.4 L FG commercialisée par la société Novozymee) afin de réaliser la protéolyse et on maintient sous agitation à cette température et pH pendant 2 h. On laisse revenir à 40°C et on ajuste le pH à 2 avec de l'acide chlorhydrique à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est réglé à un pH de 4.5 par ajout d'hydroxyde de sodium à 10%, puis conservé, par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait enzymatique. 1.13) Préparation d'un extrait polysaccharidique à partir de Cladophora rupestris : La fraction insoluble obtenue à l'issue de la partie 1.12) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.12). On ajuste le pH à 2 à l'aide d'une solution d'acide chlorhydrique à 10 % et on laisse sous agitation pendant 4 h à 80°C. La suspension obtenue est ensuite neutralisée à pH=7 par ajout d'une solution d'hydroxyde de sodium à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait polysaccharidique. 1.14) Préparation d'un extrait cytoplasmique à partir de Bifurcaria bifurcata : Bifurcaria bifurcata est une algue brune appartenant à la famille des Sargassaceae, à l'ordre des Fucales, à la classe des Pheophyceae et à l'embranchement des Ochrophyta. C'est une algue pérennante. Elle peut mesurer jusqu'à 40 cm de long et se présente sous la forme de cordons cylindriques dichotomes, d'un diamètre d'environ 3 à 5 mm. Elle se situe dans la partie haute de l'étage infra-littoral et est très rarement émergée, sauf au moment des grands coefficients de marées. Elle est présente plus haut sur l'estran dans des cuvettes sur des faciès rocheux (mode battu) et caractérise une flaque à Bifurcaria (enclave écologique spécifique) située en général en dessous des fucacées. La présence de Bifurcaria bifurcata dans des cuvettes à des niveaux plus élevés sur l'estran l'expose à des amplitudes importantes de conditions physico-chimiques comme la concentration saline et la température. Bifurcaria bifurcata est donc capable de réguler la pression osmotique intra-cellulaire. Confrontée à des stress oxydants forts, Bifurcaria bifurcata se défend en synthétisant des phlorotannins qui sont des anti-oxydants. Les algues déshydratées (5% en masse), entières, sont extraites par un mélange eau(57%)/glycérine(38%) à température ambiante pendant 30 mn. La fraction insoluble est ensuite séparée du filtrat sur une toile de nylon de mailles de 500 pm à 1 mm de diamètre interne. Le filtrat est conservé, par exemple avec du sorbate de potassium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.2 pm pour obtenir l'extrait cytoplasmique. 1.15) Préparation d'un extrait enzymatique à partir de Bifurcaria bifurcata La fraction insoluble obtenue lors du traitement décrit dans la partie 1.14) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.14). On ajoute une solution d'hydroxyde de sodium à 10% et on contrôle le pH de sorte à obtenir un pH=8. On porte le mélange à 60°C, puis on ajoute une protéase, la subtilisine (Alcalase® 2.4 L FG commercialisée par la société Novozymee) afin de réaliser la protéolyse et on maintient sous agitation à cette température et pH pendant 2 h. On laisse revenir à 40°C et on ajuste le pH à 2 avec de l'acide chlorhydrique à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est réglé à un pH de 4.5 par ajout d'hydroxyde de sodium à 10%, puis conservé, par exemple, avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite ajusté à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait enzymatique. 1.16) Préparation d'un extrait polvsaccharidique à partir de Bifurcaria 50 bifurcata La fraction insoluble obtenue à l'issue de la partie 1.15) est remise en suspension dans de l'eau afin d'obtenir une solution aqueuse de poids équivalent à celui du mélange de départ décrit au 1.15). On ajuste le pH à 2 à l'aide d'une solution d'acide chlorhydrique à 10 % et on laisse sous agitation pendant 4 h à 80°C. La suspension obtenue est ensuite neutralisée à pH=7 par ajout d'une solution d'hydroxyde de sodium à 10%. La fraction insoluble est séparée du filtrat sur une toile de nylon. Puis on rince la fraction insoluble (pâte) avec le filtrat. Le filtrat est conservé par exemple avec du benzoate de sodium. Le pH est ensuite réglé à une valeur de 4 à 5 par adjonction de la quantité nécessaire d'un acide organique, tel que l'acide citrique. Le filtrat obtenu est ensuite filtré sur filtre presse équipé de plaques comportant des pores de 0.65 pm pour obtenir l'extrait polysaccharidique. 11. TESTS DE L'EFFICACITE COSMETIQUES SUR LES EXTRAITS 11.1) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait cytoplasmique de Pvlaiella 15 littoralis: L'extrait cytoplasmique a été incubé avec des cellules de l'épiderme : des kératinocytes stressés par la chaleur et des mélanocytes. En complément, les propriétés anti-radicalaires des phlorotanins contenus dans cet extrait ont été 20 mesurées par le test ORAC. Stressés par la chaleur, les kératinocytes produisent des protéines chaperonnes (en anglais "Heat Shock Proteines", ou HSP) qui s'associent aux protéines pour les protéger de la dénaturation. Les osmolytes sont des solutés compatibles ; 25 c'est-à-dire qu'ils s'accumulent dans les cellules sans les intoxiquer et tout en contribuant au maintien des conformations protéiques. L'expérience qui suit démontre l'activité protectrice de l'extrait cytoplasmique. Des kératinocytes HEK001 sont cultivés sur plaque jusqu'à confluence puis 30 incubés 24 h avec 0,05 % et 0,1 % en masse (doses non cytotoxiques démontrées par la détermination de la viabilité cellulaire par le test au WST1) de l'extrait cytoplasmique dans le milieu de culture avant de subir un choc thermique à 45°C pendant 1 h 30 (voire 2 h 30). Après 22 h 30 d'incubation (post-traitement thermique), les protéines sont extraites, dosées par la méthode au BCA et 35 l'HSP70 dosé par une méthode ELISA. Les quantités d'HSP70 normalisées par rapport aux protéines sont déterminées. Les essais ont été réalisés en triplicata, soit trois plaques par concentration. Le traitement statistique appliqué est une comparaison des moyennes entre les 40 essais en présence de l'extrait cytoplasmique et l'essai réalisé avec le milieu nutritif. Le test appliqué est le test t de Student (test statistique normalisé pour éliminer les chiffres aberrants et vérifier si les résultats sont significatifs). Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour un risque p Conclusion : on a donc pu démontrer que l'extrait cytoplasmique de Pylaiella littoralis augmente significativement la quantité d'HSP 70 produite par les kératinocytes stressés par la chaleur contribuant ainsi à la protection des systèmes enzymatiques cellulaires. Des mélanocytes murins B16-F10 ont également été implantés dans leur milieu de culture dans des plaques de 6 puits. Ils sont cultivés pendant 24 h avant l'ajout des différentes solutions : - L'extrait cytoplasmique de Pylaiella littoralis à 0,1 % et 0,5 %; - L'acide kojique à 200 pg/ml comme témoin positif ; - Le milieu de culture comme témoin. Les cellules sont incubées 48 h puis les protéines et la mélanine sont extraites et dosées. La mélanine est dosée par spectrophotométrie à 405 nm et la concentration en mélanine déterminée par rapport à une courbe de calibration d'une solution standard de mélanine. Les protéines, après réaction avec le BCA, sont dosées par colorimétrie à 570 nm. Les concentrations sont déterminées par rapport à une droite de calibration d'une solution d'albumine de sérum bovin. Les résultats sont exprimés en pg de mélanine/ pg de protéines et comparés au milieu et l'acide kojique. Les essais sont réalisés en triplicata. Le test appliqué est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p La capacité anti-oxydante de l'extrait cytoplasmique de Pylaiella littoralis a été déterminée par le test ORAC par rapport au Trolox qui est un dérivé soluble de la vitamine E (diagramme 3). La vitamine E est d'ailleurs le principal capteur de radicaux peroxyles au niveau cellulaire. Le test mesure la protection de l'oxydation de la fluorescéine par un radical peroxyle (APPH). La fluorescéine est dosée par fluorescence. Il est donc possible de suivre dans le temps pendant 1 heure, l'oxydation de la fluorescéine avec (courbe avec les points en losange et avec les points en croix) et sans molécules anti-oxydantes (courbe avec les points en triangle). La mesure de la surface comprise entre les deux courbes corrélée à la concentration en Trolox permet de calculer la capacité anti-oxydante de l'extrait 10 testé. La capacité anti-oxydante est exprimée en équivalent Trolox en pmole/kg (valeur ORAC), elle est reportée au tableau 2. 15 Tableau 2 : valeur ORAC de l'extrait cytoplasmique de Pylaiella littoralis Dilution de (Aire sous la Trolox équivalent en gmolen. l'extrait courbe)-(Aire de CYTOPLASMA de Pylaiella testé en % sous la courbe du &tores tampon phosphate) 5 24,48 11728 Des tests d'innocuité ont démontré, par ailleurs, que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 30 11.2) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait enzymatique de Pvlaiella littoralis: Des algopeptides sont produits par le procédé biotechnologique de protéolyse. L'enzyme solubilise des peptides en coupant les liaisons peptidiques entre deux 35 acides aminés au sein de la protéine, et les inventeurs ont démontré qu'elle favorise l'extraction d'autres composés comme des phlorotanins. Les phlorotanins sont spécifiques des algues brunes et sont notamment impliqués dans les mécanismes de défense des algues contre les effets 40 délétères des rayonnements UV en neutralisant les molécules oxydantes (espèce activée de l'oxygène, radicaux libres). Les phlorotannins présents dans les algopeptides de Pylaiella littoralis sont de faibles tailles. Le dosage des polyphénols totaux par la méthode de Folin associés à un dosage par la méthode au DMBA permet de calculer un ratio (Phlorotannin (Méthode de 45 Folin)/Phlorotannin (Méthode au DMBA)). Plus ce ratio est élevé, plus le phlorotannin est polymérisé (voir le tableau 3.) Tableau 3: caractéristiques des phlorotanins des alqopeptides de Pylaiella 50 littoralis 20 25 Méthode Résultats en g d'équivalent phloroglucinol par L Folin 0,11 DMBA 0,05 Ratio 2,2 Des pré-adipocytes 3T3-L1 sont cultivés pendant 5 jours. Leur différenciation en adipocytes est initiée 3 jours après le début de la culture par l'ajout d'un cocktail lipogénique. Les milieux de culture sont changés à J5, c'est-à-dire au cinquième 20 jour, (post induction de la différenciation) et remplacés par des milieux frais contenant les polypeptides à différentes concentrations, de la caféine (témoin de la lipolyse), le cocktail de différentiation (témoin de la lipogenèse) et le milieu de culture sont ajoutés. Ce changement de milieu est renouvelé à J7. A J10, les cellules sont colorées à l'huile rouge et les lipides extraits par de l'isopropanol 25 puis dosés par spectrophotométrie à 500 nm. Les densités optiques obtenues sont comparées au témoin (milieu de culture, indiqué comme Ref. au diagramme 4), à un témoin positif de la lipolyse (caféine à 0,1 mM) et à un témoin positif de la lipogenèse (cocktail de différenciation). Comme contrôle positif de la lipogenèse, la solution de mélange d'insuline, 3' isobutyle 1 méthylxanthine et 30 dexaméthasone a été choisie, laquelle induit jusqu'à 150 à 200 % de lipogenèse par rapport à un contrôle non traité. Comme contrôle positif de la lipolyse, la caféine a été choisie, laquelle induit jusqu'à 40 % de la lipolyse par rapport à un contrôle non traité. 35 Deux expériences indépendantes ont été réalisées et chaque concentration a été testée en double. Le traitement statistique appliqué est une comparaison des moyennes entre les essais en présence des algopeptides et l'essai réalisé avec le milieu nutritif. Le test appliqué est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p Des tests d'innocuité ont démontré, par ailleurs, que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 11.4) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait cytoplasmique de 30 Callibleoharis Jubata : Calliblepharis jubata est une algue rouge appartenant à l'ordre des Gigartinales et à la famille des Cystocloniaceae (Classification : Rhodophyte /Florideophyceae 35 /Gigartinales /Cystocloniaceae). Elle se compose d'un thalle foliacé, épais, couleur rouge brun de 10 à 30 cm de long fixé par un ensemble de crampons ramifiés. La lame présente des proliférations épineuses latéralement. Un aspect original de ses modes de 40 reproduction est sa capacité à se bouturer grâce a ses proliférations épineuses qui se détachent en été, dérivent sous forme de pelotes entre deux eaux et se fixent en automne. C'est une algue pérennante qui repart de ses bases. Elle se situe dans la zone infra-littoral : c'est-à-dire au bas de la zone de balancement des marées. 45 Les algues subissent après récolte un traitement post-récolte dans différents bains d'eau de mer, dilué avec de l'eau douce ou enrichi en chlorure de sodium. L'extrait cytoplasmique préparé selon la partie 1.6) a été incubé avec des cellules 50 de l'épiderme : des kératinocytes stressés par la chaleur. Stressés par la chaleur, les kératinocytes produisent des protéines chaperonnes (ou "Heat Shock Proteines" (HSP) en anglais) ou qui s'associent aux protéines pour les protéger de la dénaturation. Les osmolytes sont des solutés compatibles ; c'est-a-dire qu'ils s'accumulent dans les cellules sans les intoxiquer et tout en contribuant au maintien des conformations protéiques. Des kératinocytes sont cultivés jusqu'à confluence puis incubés 24 h avec 0,1 % et 0,25 % (doses non cytotoxiques démontrées par la détermination de la viabilité cellulaire par le test au WST1) de l'extrait cytoplasmique dans le milieu de culture avant de subir un choc thermique a 45°C pendant 2 h 30. Après 22 h 30 d'incubation (post-traitement thermique), les protéines sont extraites, dosées par la méthode au BCA et l'HSP70 dosée par une méthode ELISA. Les quantités d'HSP70 normalisées par rapport aux protéines sont déterminées. Les essais ont été réalises en triplicata. Le traitement statistique appliqué est une comparaison des moyennes entre les essais en présence d'extrait cytoplasmique et l'essai réalisé avec le milieu nutritif. Le test applique est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p Aux 2 concentrations testées, les quantités d'HSP70 ont été augmentées de 47 % et de 70 % par rapport au témoin stressé en présence du milieu de culture. L'extrait cytoplasmique de Calliblepharis jubata augmente significativement la quantité d'HSP70 produite par les kératinocytes stressés par la chaleur contribuant ainsi à la protection des systèmes enzymatiques cellulaires. 11.5) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait polysaccharidique de Calliblepharis Jubata : L'extrait polysaccharidique préparé en 1.8) contient un mélange de galactanes sulfatés et d'amidon floridéen. Ils sont solubilisés par un procédé original d'auto-hydrolyse. L'amidon floridéen est le polysaccharide dit de réserve des algues rouges. C'est un polymère de D-glucose lié en a 1,4, avec des ramifications en a 1,6, dont la structure se situe entre celle de l'amylopectine et celle du glycogène qui est la substance de réserve des cellules animales. Il a été dosé après hydrolyse des polysaccharides, réduction et méthylation, et analyse chromatographique des dérivés méthylés. Il représente 3 % du mélange de polysaccharides. Les polysaccharides représentent 65 % de la masse sèche de l'extrait. Ils sont principalement constitués d'oses neutres, d'anhydro-galactose et de sulfate. Des kératinocytes humains (lignée HEK001) sont cultivés jusqu'à 70% de confluence pendant 4 jours. Les cellules sont incubées avec des doses 0,1%, 0,25% et 1% de l'extrait polysaccharidique préparée en 1.8) pendant 24h avant d'être traitées par un rayonnement UV B (32 mJ/cm2 à 312 nm). Après l'irradiation, les cellules sont incubées 24h. Après ces 24h de culture, Les cellules sont séparées du milieu de culture par centrifugation. L'IL-6 est dosée dans le surnageant par une méthode ELISA. Les protéines sont extraites du culot cellulaire et dosées par la méthode au BCA par rapport à une courbe de calibration de BSA. Les résultats sont exprimés en pg/pg de protéines et comparés à ceux obtenus sur le milieu de culture. Un témoin positif de vitamine 03 est également testé pour valider l'étude. Les essais sont réalisés en triplicata. Le test statistique de comparaison de moyenne appliqué aux résultats est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p Des fibroblastes humains (lignée MRC-5) sont cultivés pendant 96 h (confluence) puis incubés 48h en présence de 0,4% (dose non cytotoxique) de l'extrait préparée en 1.8). Les protéines sont extraites et dosés par la méthode au BCA. Leurs teneurs sont exprimées en pg/ml de BSA et comparées à celle du milieu témoin (duplicat). Le collagène total est extrait et dosé par la méthode au rouge sinus (colorimétrie à 500 nm). La densité optique est comparée à celle du milieu témoin (triplicata). Le rapport des résultats des deux dosages exprimés par rapport au milieu nutritif est calculé. Un témoin positif contenant deux facteurs de croissance (TGF6 et EGF) est testé en parallèle afin de valider l'étude. Le diagramme 8 montre les résultats obtenus, on y voit mesuré en ordonné que la quantité de collagène total (normalisée par rapport aux protéines, c'est-à-dire que l'ordonnée exprime le ratio (collagène / protéines) / milieu) est augmentée de 72% par rapport aux cellules traitées par le milieu de culture. Cette stimulation est équivalente à celle provoquée par un mélange de deux facteurs de croissance, le TGF et l'EGF (Facteur de croissance de transformation et facteur de croissance épidermique). Conclusion : l'extrait polysaccharidique de Calliblepha ris jubata stimule la production de collagène par les cellules de la peau. Des tests d'innocuité ont démontré, par ailleurs, que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 11.6) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait cytoplasmique de 50 Polysiphonia Elongata : Polysiphonia elongata est une algue rouge appartenant à l'ordre des Céramiales. Elle forme des touffes de filaments rouge vif, de 20 à 30 cm de hauteur. Il existe 13 espèces de Polysiphonia sp en Bretagne qui se ressemblent au niveau morphologique rendant leur identification délicate. L'utilisation de la méthode de barcoding (méthode de caractérisation génétique) s'est donc révélée indispensable pour identifier cette espèce, l'échantillonner et en développer la culture. Polysiphonia elongata vit en milieu infra-littoral, dans des eaux calmes et éclairées. Cette espèce est photophile, c'est-à-dire qu'elle vit exposée en pleine lumière. Des kératinocytes humains (lignée HEK001) ont été cultivés 24h puis incubés 96h en présence de 0.1% de l'extrait cytoplasmique de Polysiphonia elongata préparé au 1.9). La viabilité cellulaire a été déterminée par la mesure de l'activité mitochondriale par le dosage au WST1 et comparée aux cellules traitées par le milieu de culture. Le WST1 est réduit dans les mitochondries des cellules viables en dérivé soluble du formazan qui absorbe à 450 nm. Les essais sont réalisés en quadricat. Le test appliqué est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p Le diagramme 9 montre que l'extrait préparé au 1.9) stimule significativement la croissance des kératinocytes puisqu'en effet, une augmentation de 40% du nombre de cellules par rapport au témoin (Ref.) a été mesurée après 96 h de culture (l'ordonnée mesurant % cytostimulation / milieu de référence). Conclusion : On constate donc une cytostimulation des cellules de la peau en présence de l'extrait cytoplasmique de Polysiphonia elongata. En parallèle, des tests ont montré une stimulation de la synthèse de collagène et que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 11.7) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait polysaccharidique de Polysiphonia Elongata : Des kératinocytes humains HEK001 ont été cultivés 96 h, puis incubés 48 h en présence de 0.1 % de l'extrait de Polysiphonia Elongata préparé au 1.11). La viabilité cellulaire a été déterminée par la mesure de l'activité mitochondriale par le dosage au WST1 et comparée aux cellules traitées par le milieu de culture. Le WST1 est réduit dans les mitochondries des cellules viables en dérive soluble du formazan qui absorbe a 450 nm. Les essais sont réalises en triplicata. Le test applique est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p Des kératinocytes humains (lignée HEK001) sont cultivés jusqu'a 70 % de confluence pendant 4 jours. Les cellules sont incubées avec 0,1 % de l'extrait préparé en 1.11) de Polysiphonia elongata pendant 24h, avant d'être traitées par un rayonnement UV B (32 mJ/cm2 à 312 nm). Après l'irradiation, les cellules sont incubées 24h. Après ces 24h de culture, Les cellules sont séparées du milieu de culture par centrifugation. L'IL-6 est dosée dans le surnageant par une méthode ELISA. Les protéines sont extraites du culot cellulaire et dosées par la méthode au BCA par rapport à une courbe de calibration de BSA. Les résultats sont exprimés en pg/pg de protéines et comparés à ceux obtenus sur le milieu de culture. Un témoin positif de vitamine D3 est également testé pour valider l'étude. Les essais sont réalisés en triplicata. Le test statistique de comparaison de moyenne appliqué aux résultats est le test t de Student. Les moyennes sont 10 considérées comme significativement différentes pour p Des kératinocytes sont cultivés jusqu'à confluence puis incubés 24 h avec 0,05 % et 0,1 % et 0.25 % (doses non cytotoxiques démontrées par la détermination de la viabilité cellulaire par le test au WST1) de l'extrait cytoplasmique dans le milieu de culture avant de subir un choc thermique à 45°C pendant 2 h 30. Après 22 h 30 d'incubation (post-traitement thermique), les protéines sont extraites, dosées par la méthode au BCA et l'HSP70 dosée par une méthode ELISA. Les quantités d'HSP70 normalisées par rapport aux protéines sont déterminées. Les essais ont été réalisés en triplicata. Le traitement statistique appliqué est une comparaison des moyennes entre les essais en présence de l'extrait cytoplasmique et l'essai réalisé avec le milieu nutritif. Le test appliqué est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p En parallèle, des tests ont montré que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 11.9) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait polysaccharidique de Cladophora rupestris : Des kératinocytes humains (lignée HEK001) sont cultivés jusqu'à 70 % de confluence pendant 4 jours. Les cellules sont incubées avec des doses de 0.10 %, 0,25 % et 1 % de l'extrait polysaccharidique préparé en 1.14) pendant 24 heures avant d'être traitées par un rayonnement UV B (32 mJ/cm2 à 312 nm). Après l'irradiation, les cellules sont incubées 24 h. Après ces 24 h de culture, les cellules sont séparées du milieu de culture par centrifugation. L9L-6 est dosée dans le surnageant par une méthode ELISA. Les protéines sont extraites du culot cellulaire et dosées par la méthode au BCA par rapport à une courbe de calibration de BSA. Les résultats sont exprimés en pg/pg de protéines et comparés à ceux obtenus sur le milieu de culture. Un témoin positif de vitamine D3 est également testé pour valider l'étude. Les essais sont réalisés en triplicata. Le test statistique de comparaison de moyenne appliqué aux résultats est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p En parallèle, des tests ont montré que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 11.10) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait cytoplasmique de Bifurcaria bifurcata : Stressés par la chaleur, les kératinocytes produisent des "Heat Shock Protéines" (HSP) ou protéines chaperonnes qui s'associent aux protéines pour les protéger de la dénaturation. Les osmolytes sont des solutés compatibles ; c'est-à-dire qu'ils s'accumulent dans les cellules sans les intoxiquer et tout en contribuant au maintien des conformations protéiques. Des kératinocytes sont cultivés jusqu'à confluence puis incubés 24 h avec 0,1 % et 0,25 % (doses non cytotoxiques démontrées par la détermination de la viabilité cellulaire par le test au WST1) de l'extrait cytoplasmique dans le milieu de culture avant de subir un choc thermique à 45°C pendant 2 h 30. Après 22 h 30 d'incubation (post-traitement thermique), les protéines sont extraites, dosées par la méthode au BCA et l'HSP70 dosée par une méthode ELISA. Les quantités d'HSP70 normalisées par rapport aux protéines sont déterminées. Les essais ont été réalisés en triplicata. Le traitement statistique appliqué est une comparaison des moyennes entre les essais en présence de l'extrait cytoplasmique et l'essai réalisé avec le milieu nutritif. Le test appliqué est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p Des mélanocytes murins B16-F10 sont implantés dans leur milieu de culture dans des plaques de 6 puits. Ils sont cultivés pendant 24 h avant l'ajout des différentes solutions : ,/ l'extrait cytoplasmique de Bifurcaria bifurcata à 0.25 %; -( l'acide kojique à 200 pg/ml comme témoin positif ; le milieu de culture comme témoin. Les cellules sont incubées 48 h puis les protéines et la mélanine sont extraites et dosées. La mélanine est dosée par spectrophotométrie à 405 nm et la concentration en mélanine déterminée par rapport à une courbe de calibration d'une solution standard de mélanine. Les protéines, après réaction avec le BCA, sont dosées par colorimétrie à 570 nm. Les concentrations sont déterminées par rapport à une droite de calibration d'une solution d'albumine de sérum bovin. Les résultats sont exprimés en pg de mélanine/pg de protéines et comparés au milieu et l'acide kojique. Les essais sont réalisés en triplicata. Le test appliqué est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p La fluorescéine est dosée par fluorescence. Il est donc possible de suivre dans le temps pendant 1 heure l'oxydation de la fluorescéine avec (courbe avec les points en losange et avec les points en croix) et sans molécules anti-oxydantes (courbe avec les points en triangle). La mesure de la surface comprise entre les deux courbes corrélée à la concentration en Trolox permet de calculer la capacité anti-oxydante de l'extrait testé (voir le diagramme 18). La capacité anti-oxydante est exprimée en équivalent Trolox en pmole/kg (valeur 15 ORAC). Tableau 4 valeur ORAC de l'extrait cytoplasmique de Bifurcaria bifurcata Dilution de (Aire sous la Trolox équivalent en l'extrait courbe)-(Aire micromole/L de testé en % sous la courbe CYTOPLASMA (extrait du tampon cytoplasmique) de phosphate) Bifurcaria bifurcata 5 25,5 12629 En parallèle, des tests ont montré que l'extrait est tout à fait compatible avec une utilisation cosmétique. 11.11) Test de l'efficacité cosmétique de l'extrait polysaccharidique de Bifurcaria bifurcata : 30 Des kératinocytes humains (lignée HEK001) sont cultivés jusqu'à 70 % de confluence pendant 4 jours. Les cellules sont incubées avec 0,01 % et 0.05 % de l'extrait polysaccharidique de bifurcaria bifurcata pendant 24 h avant d'être traités par un rayonnement UV B (32 mJ/cm2 à 312 nm). Après l'irradiation, les cellules 35 sont incubées 24 h. Après ces 24 h de culture, les cellules sont séparées du milieu de culture par centrifugation. L'IL-6 est dosée dans le surnageant par une méthode ELISA. Les protéines sont extraites du culot cellulaire et dosées par la méthode au BCA par rapport à une 40 courbe de calibration de BSA. Les résultats sont exprimés en pg/pg de protéines et comparés à ceux obtenus sur le milieu de culture. Un témoin positif de vitamine D3 est également testé pour valider l'étude. Les essais sont réalisés en triplicata. Le test statistique de 45 comparaison de moyenne appliqué aux résultats est le test t de Student. Les moyennes sont considérées comme significativement différentes pour p L'enrichissement du milieu nutritif avec un extrait polysaccharidique de Bifurcaria bifurcata ou de la vitamine D3 protège les kératinocytes contre les rayonnements UV-B (voir le diagramme 20). La viabilité cellulaire (test au WST1) est supérieure pour les essais avec l'extrait polysaccharidique de Bifurcaria bifurcata ou la vitamine D3 par rapport au milieu nutritif seul. REVENDICATIONS1. Procédé de fractionnement d'une suspension aqueuse d'algue marine comprenant une étape de traitement d'au moins une algue prédécoupée, par action d'une protéase, en milieu aqueux et à pH basique. 2. Procédé de fractionnement d'algue marine selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'on effectue une extraction de la suspension aqueuse dans laquelle on a préalablement dispersé une matière composée de ladite algue marine par agitation de ladite solution aqueuse à température ambiante pendant au moins 30 minutes, suivie d'une séparation par filtration pour obtenir une pâte et un extrait cytoplasmique. 3. Procédé de fractionnement d'algue marine selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que ladite algue est sélectionnée parmi au moins l'une des catégories suivantes : Pylaiella spp, Calliblepharis Jubata, Bifurcaria spp, Polysiphonia spp et Cladophora spp. 4. Procédé de fractionnement d'algue marine selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que la protéase est une sérine protéase. 5. Procédé de fractionnement d'algue marine selon l'une des revendications 1 à 4, comprenant, en outre, après l'action de la protéase dans le milieu aqueux, une étape de traitement par au moins un acide. 6. Procédé de fractionnement d'algue marine selon l'une des revendications 1 à 5, comprenant les étapes successives consistant à: a) découper ladite algue après récolte et séchage; b) ajouter 30 à 98 % en masse d'eau ; c) ajouter une base pour ajuster le pH de la solution entre 7 et 10 d) porter le mélange obtenu à l'étape c) à une température de 60°C à 80°C; e) ajouter ladite protéase et laisser agir sous agitation pendant au moins 2 heures en régulant le pH entre 7 et 10;7. 8. 9. 10. f) abaisser la température du mélange en dessous de 45°C; g) acidifier tel que le mélange ait un pH de 1.5 à 2.5 ; et h) éliminer la pâte obtenue par décantation et filtration, et collecter le filtrat. Procédé de fractionnement selon la revendication 6, caractérisé en ce qu'entre l'étape b) et l'étape c) on ajoute 30 à 70 % en masse de glycérine. Procédé de fractionnement selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisé en ce qu'on reprend en outre dans de l'eau les résidus solides obtenus suite à l'action de la protéase, et qu'on les traite par adjonction d'un acide pour atteindre un pH de 1.5 à 2.5, suivie d'un chauffage pendant au moins 3 heures à au moins 70°C, puis d'un ajout d'une base de sorte à obtenir un pH de 6 à 8, pour obtenir un extrait polysaccharidique après filtration. Procédé de fractionnement selon l'une des revendications 6 à 8, caractérisé en ce qu'on agite la suspension aqueuse préparée à l'étape b) à température ambiante pendant au moins 30 minutes, puis on effectue une séparation par filtration pour obtenir une pâte et un extrait cytoplasmique, seule la pâte est ensuite traitée selon les étapes c) à h). Procédé de fractionnement selon la revendication 9, caractérisé en ce que la fraction insoluble obtenue en fin de traitement est reprise, déshydratée et extraite au CO2 supercritique, pour obtenir un extrait huileux.