FR 3014316 A1 20150612 FR 1362342 A 20131210 L'invention se rapporte au domaine des organes bioartificiels implantables et notamment se présentant sous la forme de chambres d'encapsulation de cellules sécrétant une substance d'intérêt. Les membranes permettant la fabrication de telles chambres d'encapsulation et organes bioartificiels sont également objets de l'invention. Le traitement de pathologies nécessitant un apport continu à l'organisme en substances d'intérêt thérapeutique a rendu nécessaire la mise au point de dispositifs qui puissent être implantés chez un patient et soient capables de libérer ces substances de manière efficace parfois pendant de longues périodes de temps. Pour répondre à ce besoin, il a été développé des organes bioartificiels qui renferment des cellules produisant une ou plusieurs substances d'intérêt thérapeutique. Les cellules contenues dans un organe bioartificiel sont confinées dans des espaces internes, ou chambres d'encapsulation, délimités par au moins une membrane semi-perméable. Une telle membrane est dite « semi-perméable » lorsqu'elle permet la diffusion des substances d'intérêt thérapeutique hors de la chambre d'encapsulation jusqu'aux cellules cibles dans le corps du patient, tout en étant imperméable aux anticorps et aux cellules du système immunitaire du patient, les empêchant donc de s'attaquer directement aux cellules produisant la ou les substances d'intérêt thérapeutique. Un organe bioartificiel est entendu comme un dispositif, en particulier destiné à être implanté chez un patient, comprenant au moins une chambre d'encapsulation constituée d'au moins une membrane semi-perméable ; ladite chambre d'encapsulation est destinée à contenir des cellules sécrétrices d'une ou de plusieurs substance(s) d'intérêt thérapeutique. Ces substances d'intérêt thérapeutique sont toute substance destinée à avoir un effet bénéfique chez le patient. Ce peut donc être un neurotransmetteur, une hormone, un facteur de croissance, un facteur de coagulation ou une cytokine. En particulier, ces substances peuvent être, sans caractère limitatif, l'insuline, le glucagon, l'hormone de croissance, le facteur de coagulation IX, le cofacteur de coagulation VIII, ou la calcitonine. Des exemples de dispositifs (organes bioartificiels, membranes semi-perméables, chambres d'encapsulation) sont connus dans l'art antérieur. On peut ainsi citer la demande WO 02/060409 qui décrit une membrane constituée d'un film biocompatible de polycarbonate poreux modifié en surface par 5 création de sites polaires et recouvert par une couche d'au moins un polymère hydrophile, et son utilisation pour la fabrication d'organes bioartificiels. La demande WO 2012/017337 décrit une membrane semi-perméable fonctionnalisée composée d'un support biocompatible poreux préalablement traité pour en augmenter l'énergie de surface et comprenant au moins deux couches 10 comprenant chacune un polymère hydrophile et au moins une molécule biologiquement active, ainsi que son utilisation notamment pour la fabrication d'un organe bioartificiel. La demande WO 2012/010767 décrit une poche pour former un organe artificiel implantable, qui comporte une enveloppe fermée et réalisée dans une 15 membrane semi-perméable. Cette poche comporte en outre une nappe contenue dans l'enveloppe, la nappe comportant à sa surface des protubérances afin de maintenir un espace pour des cellules entre la nappe et l'enveloppe. Il existe toutefois un besoin de mettre à disposition des chirurgiens de 20 nouveaux organes bioartificiels, qui présentent en particulier des caractéristiques biomécaniques intéressantes, c'est-à-dire une bonne résistance après implantation. En effet, les organes bioartificiels sont destinés à être implantés, généralement dans la cavité intra-péritonéale ou dans l'espace extra-péritonéal et sont susceptibles de subir des forces de traction ou cisaillement en fonction des 25 mouvements du patient récepteur. Par ailleurs, ces organes bioartificiels doivent pouvoir contenir un grand nombre de cellules, afin de pouvoir présenter un effet physiologique prolongé après implantation chez le patient. Il est donc nécessaire de designer des organes de taille suffisamment grande pour ce faire, mais qui présentent alors 30 l'inconvénient de risquer de se déchirer après implantation en raison des mouvements du patient (ce problème étant moins important pour les micro-organes ne contenant qu'un nombre restreint de cellules). L'augmentation de l'épaisseur des membranes pour améliorer la résistance mécanique ne peut être une solution, car la diffusion des molécules d'intérêt est alors fortement réduite 35 lorsque l'épaisseur de la membrane augmente. Il convient donc de mettre au point de nouvelles membranes semi-perméables aux propriétés mécaniques améliorées pour la fabrication d'organes bioartificiels. Les propriétés de perméabilité sélective doivent être au moins 5 conservées. Dans un premier mode de réalisation, l'invention se rapporte ainsi à une chambre d'encapsulation de cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique, comportant une enveloppe fermée et réalisée 10 dans une membrane semi-perméable, délimitant un espace susceptible de contenir les cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique, caractérisée en ce que ladite membrane comprend au moins une couche de polymère biocompatible poreux, et une couche de polymère biocompatible non-tissé. 15 Il est rappelé que le terme « biocompatible » se dit d'un matériau qui est bien toléré par un organisme vivant et qui ne provoque pas de réaction de rejet, de réaction toxique, de lésion ou d'effet nocif sur les fonctions biologiques de ce dernier. Ceci n'exclut pas la possibilité d'une réaction inflammatoire due à l'insertion du matériau dans l'organisme ou d'une réaction immunitaire dans le cas 20 d'un organe biocompatible comprenant des cellules exogènes : cette réaction immunitaire n'est alors pas due à l'organe en tant que tel, mais plutôt à son contenu (sécrétion de chémochines par les cellules exogènes). Ainsi que vu plus haut, la membrane semi-perméable présente un seuil de coupure, les molécules ayant une masse supérieure à ce seuil de coupure ne 25 pouvant traverser la membrane, alors que les molécules ayant une masse inférieure à ce seuil de coupure peuvent passer à travers la membrane. La détermination du seuil de coupure est effectuée par l'homme du métier, en fonction des caractéristiques des molécules qu'il souhaite arrêter ou laisser pénétrer. Dans un mode de réalisation préféré, et afin de permettre le passage de 30 petites molécules comme l'insuline, le glucagon ou le glucose et arrêter les molécules effectrices du système immunitaire (telles que les cytokines), ce seuil de coupure est compris entre 100 kDa et 500 kDa, de manière tout à fait préférée entre 100 kDa et 150 kDa. Le diamètre interne des pores du polymère semi-poreux permet d'obtenir le 35 seuil de coupure recherché. Ainsi, dans un cas particulier, le diamètre interne des pores présents sur la couche de polymère biocompatible poreux est compris entre 5 et 100 nm, et de manière tout à fait préférée entre 5 et 50 nm. Polymère non-tissé Il est rappelé qu'un polymère non-tissé (non-tissé) est tel que ses fibres sont maintenues de façon aléatoire. Il s'agit ainsi d'une feuille constituée de fibres orientées dans une direction particulière ou au hasard, liées par friction et/ou cohésion et/ou adhésion. Les fibres sont ainsi disposées de façon statistique, c'est-à-dire déposées au hasard. On peut réaliser des polymères non-tissés en utilisant tout type de fibres polymériques. On peut ainsi citer les polyesters : PET (poly(téréphtalate d'éthylène)), PBT (poly(téréphtalate de butylène)), PVC (poly(chlorure de vinyle)), PP (polypropylène), PE (polyéthylène) ou des mélanges de ces polymères. Les polyamides ou les polycarbonates peuvent également être utilisés pour 15 réaliser des polymères non-tissés. D'une façon préféré, le polymère non-tissé est choisi parmi le polycarbonate (PC), le polyester, la polyéthylénimine, le polypropylène (PP), le poly(téréphtalate d'éthylène) (PET), le poly(chlorure de vinyle) (PVC), le polyamide, et le polyéthylène (PE). Des mélanges de ces polymères peuvent aussi 20 être utilisés pour la réalisation du polymère non-tissé. Le polyéthylène téréphtalate (PET) est particulièrement préféré. Généralement, ce polymère non-tissé est obtenu par la méthode de soufflage par voie fondue (meltblown). Sa composition est un enchevêtrement de microfibres qui ont été « soufflées à l'état fondu ». 25 Cette méthode d'obtention est particulièrement adaptée pour les polymères qui peuvent être filés à l'état fondu en particulier les polypropylène, poly(téréphtalate d'éthylène), polyamides, ou polyéthylène. Cette méthode génère des non-tissés de plus grande résistance mécanique. 30 Dans un mode de réalisation particulier, ladite membrane comprend deux couches de polymères biocompatibles poreux, de part et d'autre de la couche de polymère non-tissé biocompatible. Ainsi, cette couche de polymère non-tissé biocompatible est localisée, positionnée, ou située entre ces deux couches de 35 polymères biocompatibles poreux. Un tel mode de réalisation permet d'optimiser la résistance du dispositif. En effet, cette couche de non-tissé peut être considérée comme se comportant comme une « éponge », ce qui lui apporte la capacité à absorber les chocs et à se déformer, augmentant ainsi la rigidité de la membrane in situ, mais ce qui peut s'avérer gênant en présence de cellules, qui peuvent avoir tendance à former des agrégats autour de ce non-tissé. Le fait de localiser la couche de non-tissé entre deux couches poreuses de polymères biocompatibles permet ainsi d'éviter l'agrégation de cellules tout en apportant une protection/résistance supplémentaire au dispositif, et sans effet sur la diffusion moléculaire des substances biologiques. Il n'est pas nécessaire que les biopolymères poreux et non-tissé soient identiques. De même, en présence de deux couches de biopolymères poreux, ceux-ci peuvent être d'un même polymère ou de polymères différents. Polymère biocompatible poreux Le polymère biocompatible poreux est constitué d'un polymère connu dans l'art. Ainsi, il peut être choisi parmi le polycarbonate (PC), le polyester, la polyéthylénimine, le polypropylène (PP), le polyéthylène téréphtalate (PET), le Polychlorure de vinyle (PVC), le polyamide, et le polyéthylène (PE). Dans un mode de réalisation particulier, au moins une couche ou les deux couches, selon le cas, sont en poly(téréphtalate d'éthylène) (PET). La formation des pores est effectuée par tout méthode connue dans l'art. En particulier, il est possible d'utiliser la méthode de bombardement électronique ou de bombardement d'ions lourds (cette seconde technique est notamment décrite dans le Brevet US 4,956,219). Dans le cas d'un bombardement d'ions lourds, la densité des ions lourds bombardés à la surface du support biocompatible détermine la densité des pores tandis que le temps de traitement d'érosion chimique détermine la taille des pores. Les membranes sont ainsi préparées en utilisant le procédé de « track30 etching », connu dans l'art et décrit notamment dans les brevets US 4,956, 219, DE19536033 ou CH701975. Cette technologie consiste en l'irradiation d'un film polymère au moyen d'ions lourds énergétiques conduisant à la formation de traces latentes linéaires caractérisées par une dégradation locale de ce polymère; ces traces sont alors 35 révélées sous la forme de pores par une attaque chimique sélective. La membrane est irradiée par un faisceau d'ions lourds. Les ions lourds traversent toute l'épaisseur du film polymère. En traversant le polymère, les ions lourds détruisent ou coupent les chaînes de polymère et forment ainsi une ouverture nette et droite à travers le matériau. L'alignement final des pores est déterminé par l'angle du faisceau par rapport au film polymère pendant le processus d'irradiation. Le faisceau peut ainsi être perpendiculairement au film de polymère ou à tout autre angle. Dans l'étape suivante, le film est passé dans un bain d'eau-forte et les ouvertures deviennent des pores après contact avec des solutions alcalines 10 comme l'hydroxyde de sodium ou l'hydroxyde de potassium. Contrairement au reste du film, ces ouvertures faites par les ions permettent le passage de la solution alcaline, qui les remplit et permet la gravure des pores en retirant le matériau (polymère) autour de ces ouvertures. La taille des pores est contrôlée par la concentration de la solution alcaline, 15 le temps de contact et la température de la solution. Si l'on utilise du polyester ou du polycarbonate, la membrane obtenue est hydrophile et peut soit être utilisée telle quelle ou encore traitée par des procédés de traitement de surface (plasma, pulvérisation ou revêtement). La préparation des membranes selon cette technologie de « track etching » 20 est plus précisément décrite dans les brevets US 4, 956, 219 et CH701975. Cette technologie permet la production de membranes polymères poreuses caractérisées notamment par une surface plane et un seuil de coupure étroit. L'avantage d'utiliser des membranes obtenues par cette technologie est la grande précision de la taille des pores, du nombre de pores, et des formes des 25 pores. Les pores sont préférentiellement cylindriques, mais cette technologie peut également permettre d'obtenir des pores d'autre forme telle que de forme conique. De façon préférentielle, les pores sont alignés, et présentent un angle compris entre 10° et 45°, par rapport à la verticale mais peuvent aussi présenter 30 des angles > 45° ou Cette méthode permet aisément d'obtenir des pores de taille contrôlée comprise entre 0,02 pm et 15 pm, une densité de pores comprise entre 103 pores/cm2 à 1010 pores/cm2 et des membranes d'épaisseur comprise entre 5 pm à 80 pm. Dans un mode de réalisation préféré, au moins l'une des couches de polymère biocompatible poreux de la membrane est rendue hydrophile. La propriété d'hydrophilie peut être atteinte par création de sites polaires en surface de cette couche de polymère biocompatible poreux. Cette modification de la surface peut être réalisée par des moyens physiques (tels que la création de sites polaires chargés à la surface, notamment par traitement de surface par plasma, par décharge couronne ou encore par décharge électromagnétique à pression atmosphérique ou sous vide) ou chimique (on peut envisager un traitement alcalin en particulier avec de la soude). De manière préférentielle, la couche de polymère biocompatible poreux est traité par un plasma radio-fréquence d'argon ou air. Elle peut être traitée à une puissance d'émission du réacteur à plasma comprise entre 3 et 10 watts par litre de capacité du réacteur, durant entre environ 1 et 20 minutes. Le traitement peut aussi être effectué par un plasma micro-onde, à la même, puissance, mais durant 5 secondes à 20 minutes. De manière préférée, le traitement par plasma est effectué sous vide. Les demandes WO 02/060409 et WO 2012/017337 décrivent notamment le traitement de surface par plasma pour introduire des sites polaires sur le polymère biocompatible poreux. Après qu'au moins une couche de biopolymère biocompatible poreux a été rendue hydrophile, il est possible de la recouvrir par au moins une couche de polymère hydrophile, voire par deux couches de polymères hydrophiles différents. Une molécule active peut éventuellement être contenue dans au moins une couche de polymère hydrophile . Les demandes WO 02/060409 et WO 2012/017337 décrivent également l'ajout d'au moins un polymère hydrophile sur la surface d'un polymère biocompatible poreux traitée pour être rendue hydrophile, notamment par ajout de sites polaires.35 Polymère hydrophile Constitue un polymère hydrophile au sens de l'invention, un polymère ou un mélange de polymères, lequel, après application sur un film de polymère biocompatible poreux présente une valeur d'angle inférieure à 40°, de préférence inférieure à 30° après mesure selon le test de la « goutte sessile » décrit à l'exemple 2 de WO 02/060409. Il convient de noter que la valeur d'angle selon le test de la « goutte sessile » peut varier selon le traitement du polymère. Ainsi, on peut observer des angles de contact inférieurs à 20° (de l'ordre de 16-17°) pour le biopolymère biocompatible, lorsque l'on effectue deux traitements plasma, cet angle augmentant (généralement inférieur 30°) lorsque l'on dépose le polymère hydrophile (en particulier HPMC) après les 2 traitements plasma. Si on utilise un mélange de polymères hydrophiles, qui contient aussi une molécule à activité biologique (en particulier un mélange HPMC, éthylcellulose + Héparine), l'angle peut être supérieur à 30°, mais reste inférieur à 40°. Préférentiellement, le polymère hydrophile est soluble dans l'eau. En effet, du fait de l'implantation de l'organe bio-artificiel dans le corps d'un organisme hôte, l'utilisation de solvants organiques est exclu car leur élimination totale est difficile, et leur présence, même en faibles quantités, n'est pas compatible avec une utilisation thérapeutique ou chirurgicale chez l'homme ou l'animal. De préférence, le matériau polymère hydrophile est choisi parmi les polymères hydrophiles suivants : - les celluloses et leurs dérivés, tels que l'éthylcellulose (EC), l'hydroxypropyl méthylcellulose (HPMC), ou la carboxyméthylcellulose (CMC) ; - les polyacrylamides et leurs copolymères - la polyvinylpyrrolidone (PVP) et ses copolymères, - les polyvinylalcools ; - les copolymères de l'acétate de vinyle, tel qu'un copolymère de polyacétate de vinyle et d'alcool polyvinylique; - les polyéthylène glycols - les propylène glycols ; - les poly(méth)acrylates hydrophiles, - les polyosides, - les chitosans. On utilise, en tant que polymère hydrophile, aussi bien un matériau polymère constitué de l'un des polymères hydrophiles tels que définis ci-dessus qu'un mélange de plusieurs des polymères hydrophiles ci-dessus, en général un 5 mélange de deux ou de trois des polymères hydrophiles ci-dessus. De préférence, le polymère hydrophile est choisi parmi les composés cellulosiques, notamment l'HPMC, EC, TEC ou la CMC, les polyvinylpyrrolidones, les polyvinylalcools, ou les polyacrylates tels que le poly(hydroxyéthyl acrylate) ("HEMA) ou des copolymères d'acide acrylique. 10 Le polymère hydrophile peut également être composé d'un mélange de deux ou plusieurs polymères hydrophiles mentionnés ci-dessus, en particulier un mélange de HPMC et CMC, ou de HPMC et EC. Sont préférées les celluloses et dérivées de cellulose, en particulier l'hydroxypropyl méthylcellulose (HPMC). 15 Lamination des membranes Pour une plus grande stabilité mécanique, la membrane de polymère biocompatible poreux est renforcée en utilisant une membrane en non tissé. La combinaison d'un polymère non tissé et de la membrane poreuse de 20 polymère biocompatible est préférentiellement effectuée par lamination, par des méthodes connues dans l'art, telle que la lamination thermique, avec ou sans présence d'adhésifs, de préférence sans adhésif. Ainsi, on peut améliorer le renforcement de la membrane via un système multicouche alternant des couches de polymères tissés ou non tissés et de 25 polymères poreux biocompatible. Il convient toutefois d'éviter toute dégradation des propriétés de diffusion. En particulier, on peut augmenter la stabilité mécanique en combinant une membrane fonctionnelle fine avec une haute densité de pores avec une membrane protectrice épaisse avec une faible densité de pores. 30 II n'y a pas de limitation au nombre de couches de polymères utilisables pour fabriquer la membrane. Molécule active Ainsi qu'indiqué plus haut, le polymère hydrophile déposé sur la couche de 35 polymère biocompatbile poreux peut éventuellement contenir une molécule active. Cette « molécule active » est mélangée au polymère hydrophile. Elle est destinée à être libérée dans le milieu environnant la membrane semi-perméable en particulier afin de diminuer l'inflammation due à l'implantation de l'organe bioartificiel, et/ou d'induire une réponse positive (notamment l'augmentation de la vascularisation) du ou des tissus du patient receveur de l'organe bioartificiel. Ainsi, on choisit la molécule active parmi les agents anti-inflammatoires, les agents anti-infectieux, les anesthésiques, des facteurs de croissance, les agents stimulants l'angiogenèse et/ou induisant la vascularisation, les agents inducteurs de la cicatrisation, les agents immunosuppresseurs, les agents anti-thrombotiques incluant les agents antiagrégants et les agents anticoagulants, les inhibiteurs de l'enzyme de conversion de l'angiotensine (EGA), ou encore les molécules stimulant l'insulino-sécrétion (l'IGF, le glucagon-like peptide 1 (GLP-1) ou ses dérivés, les mimétiques des incrétines). Parmi les agents anti-inflammatoires, on peut citer les anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) tels que l'acétaminophène, l'acide aminosalicylique, l'aspirine, le célécoxib, le choline magnésium trisalicylate, le déclofénac, le diflunisal, l'étodolac, le flurbiprofène, l'ibuprofène, l'indométacine, l'interleukine IL-10, IL-6 mutéine, anti-IL-6, les inhibiteurs de NO synthase (par exemple, le LNAME ou de L-NMDA), l'interféron, le kétoprofène, le kétorolac, le léflunomide, l'acide méfénamique, l'acide mycophénolique, la mizoribine, la nabumétone, le naproxène, l'oxaprozine, le piroxicam, le rofécoxib, le salsalate, le sulindac, et la tolmétine et les corticoïdes comme la cortisone, l'hydrocortisone, la méthylprednisolone, la prednisone, la prednisolone, le bétaméthasone, le dipropionate de bétaméthasone, le valérate de bétaméthasone, le dipropionate de béclométhasone, le budésonide, le phosphate sodique de dexaméthasone, le flunisolide, le propionate de fluticasone, le paclitaxel, le tacrolimus, le tranilast, l'acétonide de tnamcinolone, l'acétonide de fluocinolone, le fluocinonide, le désonide, la désoximétasone, la fluocinolone, la triamcinolone, la triamcinolone, le propionate de clobétasol, et la dexaméthasone. L'ibuprofène est particulièrement adapté et préféré. On préfère utiliser des agents antithrombotiques tels que les antiagrégants (l'acide acétylsalicylique, le clopidogrel, le ticlopidine, le dipyridamole, l'abciximab, l'eptifibatide et le tirofiban), les anticoagulants (l'héparine, la bivalirudine, le dabigatran, la lépirudine, le fondaparinux, le rivaroxaban, l'époprosténol, la warfarine, la phenprocoumone, la protéine C, la drotrécogine alfa, l'antithrombine, le pentosan) et les thrombolytiques (l'altéplase, l'urokinase, la ténectéplase et la rétéplase). On préfère particulièrement l'utilisation d'une héparine. Dans un autre mode de réalisation, on utilise l'ibuprofène.. En outre, il est possible d'utiliser une molécule permettant d'induire une vascularisation des tissus environnant l'organe bioartificiel, notamment le PDGF (Platelet derived growth factor), le BMP (protéine morphogénétique osseuse), le VEGF (Facteur de croissance de l'endothélium vasculaire), le VPF (facteur de perméabilité vasculaire), le EGF (Facteur de croissance épidermique) le TGF (Facteur de croissance de transformation), le FGF (Facteur de croissance des fibroblastes). On peut aussi utiliser IGF-1 et IGF-2, un facteur neurotrope (NGF). Dans un mode de réalisation particulier, on choisit un facteur de croissance cellulaire qui favorise la vascularisation par l'induction de l'angiogénèse tel que le facteur de croissance basique des fibroblastes (bFGF), le facteur de croissance de l'endothélium vasculaire (VEGF), le facteur de croissance des cellules endothéliales dérivé des plaquettes (PDGF A ou B), la protéine morphogénétique osseuse (BMP 2 ou 4), ou le facteur de croissance des hépatocytes (HGF). Pour la préparation de la couche de polymère hydrophile et de molécule 20 biologiquement active, le polymère hydrophile ou le mélange de polymères hydrophiles est mis en solution dans de l'eau. L'ajout du polymère hydrophile contenant éventuellement une molécule active sur la couche de polymère biocompatible poreux est effectuée selon les 25 méthodes décrites dans WO 02/060409 et WO 2012/017337. Dans un autre mode de réalisation, on peut ajouter, à la surface du polymère biocompatible poreux, deux couches comprenant chacune un polymère hydrophile et au moins une molécule biologiquement active, ainsi que décrit dans WO 2012/017337. 30 Caractéristiques physiques de la membrane biocompatible Dans le mode de réalisation préféré, la membrane selon l'invention comprend deux couches de polymère biocompatible poreux, recouvertes chacune par au moins un polymère hydrophile, qui entourent la couche de non tissé. 35 Diamètre et densité des pores Ainsi que vu plus haut, les pores sont introduits dans chacune des couches de polymère biocompatible poreux, par des méthodes connues dans l'art. On préfère lors qu'au moins la couche (si elle est unique) ou l'une des deux couches 5 de polymères biocompatibles poreux présente une densité de pores supérieure à 106 pores/cm2, de préférence supérieure à 107 pores/cm2. Cette densité de pores et généralement inférieure à 1011 pores/cm2, de manière préférée inférieure à 1010 pores/cm2. On utilise donc des membranes pouvant présenter une densité de pores préférentiellement supérieure à 106 pores/cm2, de façon plus préférée 10 supérieure à 107 pores/cm2. Cette densité est préférentiellement inférieure à 1011 pores/cm2, voire inférieure à 1010 pores/cm2. Cette densité est donc comprise entre 106 pores/cm2 et 1011 pores/cm2. Une densité supérieure à 109, et inférieure à 1010 pores/cm2 est parfaitement adaptée. Ainsi que vu plus haut, les pores des couches de polymère biocompatible 15 poreux ont un diamètre interne tel qu'ils permettent la semi-perméabilité de la membrane. Ainsi, au moins une des deux couches (ou la seule couche si tel est le cas) de polymère biocompatible poreux présente des pores ayant un diamètre interne supérieur à 5, et inférieur à 100 nm, et de manière préférée supérieur à 10 nm, et 20 inférieur à 50 nm, de manière plus préférée inférieur à 40 nm. La densité des pores est alors avantageusement supérieure à 2.109 et inférieure à 4.1010 pores/cm2. Lorsque la membrane présente deux couches de polymères biocompatibles poreux, le diamètre intérieur des pores de l'une des couches est préférentiellement 25 tel que ci-dessus. Le diamètre intérieur des pores de la seconde couche peut être plus important, l'effet de coupure à la taille désirée étant donné par le diamètre des pores de la première couche. Ainsi, le diamètre intérieur des pores de la seconde couche peut être supérieur à 100 et inférieur à 2000 nm, de préférence supérieur à 30 200 nm. Ces pores présentent de préférence un diamètre intérieur inférieur à 1000 nm. Un diamètre intérieur de pores supérieur à 400 et inférieur à 600 nm, ou d'environ 500 nm est parfaitement adapté. La densité des pores est alors avantageusement supérieure à 5.106 et inférieure à 5.107 pores/cm2. Lorsque la membrane comprend deux couches de polymère biocompatible 35 poreux, qui entourent la couche de non tissé, on préfère lorsque la chambre d'encapsulation est telle que la couche pour laquelle le diamètre des pores est le plus faible est située à l'intérieur de la chambre (au contact des cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique) et que la couche pour laquelle le diamètre des pores est le plus large est situé à l'extérieur (au contact de l'organisme du patient). Épaisseur des membranes Dans un mode de réalisation préféré, l'épaisseur totale de la membrane (comprenant la couche de polymère non-tissé et la ou les couches de polymère(s) poreux) est supérieure à 45 pm. Elle est généralement, et de façon préférée, inférieure à 200 pm, mais peut également être supérieure à cette taille ; on peut notamment envisager des épaisseurs allant jusqu'à 300 pm, voire au delà. De préférence, elle est supérieure à 50 pm. Elle est aussi préférentiellement inférieure à 150 pm. Cette membrane présente ainsi généralement une épaisseur comprise entre 45 et 200 pm. Lorsque la membrane présente deux couches de polymères biocompatibles poreux, celles-ci peuvent avoir la même épaisseur ou présenter des épaisseurs différentes. La couche de polymère non-tissé présente généralement une épaisseur supérieure à 40 pm, de préférence supérieure à 60 pm, de façon plus préférée supérieure à 80 pm. Cette couche présente une épaisseur généralement inférieure à 250 pm et de préférence inférieure à 150 pm. Ainsi, l'épaisseur de la couche de polymère non-tissé est souvent comprise entre 40 pm et 150 pm. Lorsque la membrane ne présente qu'une seule couche de polymère biocompatible, celle-ci présente alors une épaisseur supérieure à 5 pm. Cette couche est inférieure à 200 pm, de préférence inférieure à 100 pm, étant toutefois de façon préférée inférieure à 50 pm. Lorsque la membrane présente deux couches de polymère biocompatible poreux, et que celles-ci présentent des épaisseurs différentes, l'épaisseur de la première couche est alors supérieure à 5 pm. Elle est aussi de préférence inférieure à 200 pm, mais de préférence inférieure à 40 pm ; une épaisseur inférieure à 15 pm (et de préférence supérieure à 5 pm) est parfaitement adaptée. Cette épaisseur est préférentiellement l'épaisseur de la couche présentant des pores de diamètre intérieur le plus faible, si le diamètre intérieur des pores est différent pour les deux couches. L'épaisseur de la seconde couche est généralement supérieure à 25 pm. 5 Elle est de préférence inférieure à 200 pm, de préférence inférieure à 100 pm, de façon plus préférée inférieure à 50 pm ; une épaisseur comprise entre 30 et 50 pm est parfaitement adaptée. L'épaisseur de chaque couche de polymère hydrophile éventuellement 10 présente sur l'une ou les deux couches de polymères biocompatibles poreux est négligeable, par rapport à l'épaisseur totale de la membrane. Elle est en effet de préférence inférieure à 500 nm, et comprise généralement entre 25 et 250 nm. Dans un mode de réalisation préféré, la membrane présente deux couches 15 de polymères biocompatibles poreux de part et d'autre d'une couche de polymère non-tissé. Dans ce mode de réalisation, une couche de polymère biocompatible poreux présente des pores d'un diamètre intérieur supérieur à 100 nm, de préférence supérieur à 200 nm, de façon plus préférée supérieur à 400 et inférieur 20 à 1000 nm, de façon plus préférée inférieur à 600 nm, de préférence à une densité de l'ordre de 5.107 pores/cm2. Il est alors avantageux que cette couche soit celle d'épaisseur comprise entre 25 et 200 pm (voir ci-dessus). L'autre couche de polymère biocompatible poreux présente des pores d'un 25 diamètre intérieur supérieur à 5 nm, de préférence supérieur à 10 nm (et généralement inférieur à 100 nm, de préférence inférieur à 50 nm, de préférence inférieur à 40 nm), de préférence à une densité de l'ordre supérieure à 2.109 pores/cm2. Cette densité est aussi préférentiellement inférieure à 7.109 pores/cm2. Il est avantageux que ce soit la couche d'épaisseur comprise entre 5 et 200 30 pm (de préférence 5 à 15 pm). L'invention se rapporte également à une chambre d'encapsulation de cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique, comportant une enveloppe fermée et réalisée dans une membrane selon 35 l'invention, délimitant un espace susceptible de contenir les cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique. Cette chambre d'encapsulation peut aussi être dénommée « poche » et permet de former un organe bioartificiel implantable chez le patient. Dans un mode de réalisation particulier, cette chambre d'encapsulation 5 comprend également une nappe biocompatible contenue dans ladite enveloppe, ladite nappe comportant, de façon préférée, à sa surface des protubérances. Ces protubérances sont avantageuses pour maintenir un espace pour les cellules entre la nappe et l'enveloppe, mais aussi pour répartir les cellules de façon homogène et plane, permettant ainsi de maximiser la surface d'échange. Cette nappe est 10 préférentiellement en silicone. Un tel mode de réalisation est décrit dans la demande WO 2012/010767. Ainsi, dans un mode de réalisation préféré, l'enveloppe est formée de deux membranes thermosoudées entre elles. On peut utiliser la méthode décrite dans WO 2012/010767 ou une méthode de thermosoudure par ultrasons, connue dans 15 l'art. La méthode de formation de l'enveloppe est simple et permet d'enfermer la nappe dans l'enveloppe. Dans un mode de réalisation préféré, la chambre d'encapsulation est circulaire. Une telle forme présente plusieurs avantages : 20 - absence de « coins » ou parties saillantes qui sont susceptibles de créer des amas cellulaires ou inflammatoires lors de l'implantation - facilité de fabrication de la chambre d'encapsulation (pas besoin d'orienter les deux membranes et la nappe avant le thermosoudage) Dans un mode de réalisation particulier, le diamètre de la chambre 25 d'encapsulation est supérieur à 3 cm, de préférence supérieur à 5 cm, ou à 8 cm. Il est généralement inférieur à 20 cm, est préférentiellement inférieur à 15 cm, ou à 14 cm. Un diamètre compris entre 8 et 14 cm est parfaitement acceptable. Lorsque la chambre n'est pas ronde, sa plus grande dimension est généralement supérieure à 3 cm, de préférence supérieure à 5 cm, ou à 8 cm. Elle 30 est généralement inférieure à 20 cm, est préférentiellement inférieure à 15 cm, ou à 14 cm. Ainsi que vu plus haut, la chambre d'encapsulation permet préférentiellement de fabriquer un « macro » organe lorsque l'on y introduit les cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique, 35 c'est-à-dire qu'elle permet auxdites cellules de sécréter cette substance pendant une durée importante (supérieure à 3 mois, préférentiellement supérieure à 6 mois) à des taux présentant un intérêt physiologique (c'est-à-dire permettant de répondre au besoin du patient). Il convient donc que la chambre d'encapsulation puisse recevoir un nombre important de cellules. On estime généralement que le volume interne préféré de la chambre d'encapsulation doit être supérieur à 15 ml, de préférence supérieur à 20 ml, de façon plus préférée supérieur à 25 ml, et peut monter jusqu'à 50 ml, pour une utilisation chez l'homme. Pour une utilisation chez d'autres animaux, le volume sera différent (environ 1 ml chez le rat, par exemple). De telles chambres d'encapsulation doivent pouvoir contenir un nombre important de cellules. Dans le cadre du traitement du diabète, on doit pouvoir encapsuler l'équivalent de 500 000 îlots de Langerhans, au minimum, de préférence l'équivalent de plus de 700 000 îlots, et éventuellement jusqu'à l'équivalent d'un million d'îlots de Langerhans. Sachant qu'un îlot contient, en moyenne de l'ordre de 1000 cellules, ceci donne une estimation du nombre de cellules que peut contenir la chambre d'encapsulation selon l'invention. Le nombre de cellules variera évidemment selon le type de cellules que l'on souhaite encapsuler et implanter chez le patient. Dans un mode de réalisation préféré, la membrane formant la chambre d'encapsulation comprend deux couches de polymères biocompatibles poreux de part et d'autres du polymère non-tissé. Dans ce mode de réalisation, il est préféré qu'au moins la couche interne (située à l'intérieur de la chambre après formation de la chambre) soit la couche dont les ports assurent le caractère semi-perméable de la membrane (seuil de coupure), c'est-à-dire qui présente les pores ayant un diamètre interne supérieur à 5 nm (et généralement inférieur à100 nm) ou des autres dimensions mentionnées plus haut. la couche externe à l'enveloppe (en contact avec les tissus et cellules du patient) peut présenter des pores de diamètre interne supérieur, notamment 30 compris supérieur à 100 nm, mais de préférence inférieur à 2000 nm, ou des autres dimensions mentionnées plus haut. Dans un mode de réalisation, et ainsi que décrit dans WO 2012/ 010767, la chambre d'encapsulation peut comporter au moins un connecteur (notamment fixé 35 sur l'enveloppe et/ou la nappe), qui permet d'établir une communication entre l'extérieur et l'intérieur de l'enveloppe. En reliant ces connecteurs à des tuyaux flexibles, ceci permet de remplir et vider la chambre. L'invention se rapporte ainsi à un organe bioartificiel comprenant au moins une chambre d'encapsulation selon l'invention. Un tel organe bioartificiel présente également avantageusement les tuyaux reliés aux connecteurs et permettant de de remplir et vider l'organe bioartificiel, permettant de renouveler le contenu de l'organe bioartificiel lorsqu'il est implanté chez un patient, sans procéder à une explantation. Cet organe bioartificiel peut contenir divers types cellulaires. Cellules encapsulées dans l'organe bioartificiel Les cellules présentes dans l'organe bioartificiel produisent au moins une substance biologiquement active d'intérêt. Elles peuvent être notamment des cellules sécrétrices d'insuline ou des îlots de Langerhans, qui produisent de l'insuline, lorsque la chambre d'encapsulation est destinée à la fabrication d'un pancréas bioartificiel. Les cellules peuvent aussi être des cellules hépatiques lorsque la chambre 20 d'encapsulation est destinée à la fabrication d'un foie bioartificiel. Dans un mode de réalisation particulier, les cellules sont transfectées ou transformées par au moins un acide nucléique permettant l'expression d'une substance biologiquement active d'intérêt. Parmi les substances biologiquement actives d'intérêt, on peut citer, à titre illustratif, l'insuline, les cytokines, les 25 hormones peptidiques, l'hormone de croissance, les facteurs de coagulation VIII et IX et la calcitonine. De manière générale, on entend par « substance biologiquement active », une substance qui est libérée ou sécrétée par la cellule qui la produit et exerce son effet sur une cellule cible ou sur une molécule cible dans l'organisme hôte, comme 30 un neurotransmetteur, une hormone, un facteur de croissance, un facteur de coagulation ou une cytokine. Une grande diversité de cellules peut être utilisée, incluant des lignées cellulaires immortalisées comme des cultures primaires de cellules en division ou encore des cellules souches pluripotentes. Les cellules peuvent être par exemple des myoblastes, qui sont des cellules précurseur des cellules musculaires dérivées des populations de cellules souches du mésoderme, et qui peuvent être facilement transformées par un acide nucléique permettant l'expression de la substance biologiquement active d'intérêt. L'homme du métier pourra avantageusement se référer par exemple aux demandes WO 94/02129, WO 93/03768 et WO 90/15863. De préférence, les cellules contenues dans une chambre d'encapsulation selon l'invention sont incluses dans une matrice, telle qu'une matrice de collagène de type IV ou de fibrine, le cas échéant en association avec de la laminine, de 10 l'entactine et de l'héparane sulfate. Les cellules contenues dans une chambre d'encapsulation selon l'invention peuvent, de manière générale, être incluses dans une matrice composée de tout produit ou combinaison de produits permettant l'immobilisation de ces cellules sous une forme viable. 15 Les cellules produisant au moins une substance biologiquement active d'intérêt peuvent être également encapsulées dans une matrice d'alginate. Fabrication d'une chambre d'encapsulation On fabrique la chambre d'encapsulation par toute méthode connue dans 20 l'art. On utilise de préférence l'enseignement de WO 2012/010767, qui doit être considéré comme partie intégrante de la présente demande. L'invention se rapporte ainsi à une méthode de fabrication d'une chambre d'encapsulation selon l'invention comprenant une étape de thermosoudage de 25 deux membranes selon l'invention (voire d'une membrane repliée), de telle façon à former une poche destinée à recevoir des cellules produisant au moins une substance biologiquement active d'intérêt. Dans un mode de réalisation particulier, ainsi que vu plus haut, la chambre d'encapsulation contient une nappe, ainsi que un ou plusieurs connecteurs. La 30 méthode de fabrication d'une telle poche est décrite dans WO 2012/010767. Le lecteur est invité à se référer à WO 2012/010767 pour de plus amples explications quant au procédé de fabrication de la chambre d'encapsulation. Description des Figures Figure 1 : Perméabilité de membranes selon l'invention en polyéthylène téréphtalate (PET) ou polycarbonate (PC), traitées ou non traitées avec de l'Héparine, de l'EC et de l'H PMC, au glucose (A), à l'insuline (B) et aux IgG (C) en conditions statiques. Figure 2 : Sécrétion d'insuline d'îlots pancréatiques de rat stimulés au glucose à travers une membrane selon l'invention en PET traitée ou non traitée avec de l'Héparine, de l'EC et de I'HPMC. On observe un début de diffusion de l'insuline à partir de 4 heures et une perméabilité qui semble améliorée à 24 heures par le traitement de surface. Figure 3 : clichés des coupes préparés 30 jours après l'implantation de membranes selon l'invention en polyéthylène téréphtalate (PET) ou polycarbonate (PC) traitées ou non avec de l'héparine, de l'EC et de I'HPMC. Le traitement de surface diminue la fibrose et l'infiltration cellulaire (flèches noires) et augmente la vascularisation (*) pour les deux types de membrane. Figure 4 : Aspect des organes bioartificiels après 15 jours d'implantation chez le porc. L'un des dispositifs est composé de membranes PC monocouches et l'autre de membranes PET multicouches. Le dispositif avec membranes en PC présente de larges déchirures. Le dispositif avec membranes en PET multicouches ne présente, quant à lui, aucun dommage macroscopique. Ces dernières ont ainsi été analysées par microscopie électronique à balayage qui n'a mis en évidence aucune microfissure. Exemples Exemple 1 : Fabrication de membranes semi-perméables Les membranes sont fabriquées tel que 2 couches de PET (poly(téréphtalate d'éthylène)) poreux ont été préparées à partir de films PET biocompatibles, par le procédé de « track-etching », suivie par une lamination avec la couche de PET non-tissé d'une densité située entre 30 et 60 g/m2 (située entre les deux couches de PET biocompatibles poreux). On effectue une lamination thermique sans utilisation d'adhésifs. Une des couches de PET poreux possède une densité de pores située entre 2.109 et 7.109 pores/cm2 avec un diamètre interne des pores situé entre 10 et 30 nm. L'épaisseur de cette membrane se situe entre 8 et 12 pm. L'autre couche de PET poreux possède une densité de pores située entre 107 et 5.107 pores/cm2 avec un diamètre interne des pores situé entre 400 et 600 nm. L'épaisseur de cette membrane se situe entre 30 et 50 pm. L'épaisseur totale de la membrane est inférieure à 200 pm. Exemple 2 : Traitement de surface des membranes Les membranes préparées selon l'exemple 1 ont subi un traitement de surface selon le protocole de l'exemple 1 de WO 2012/017337. Les membranes sont fonctionnalisées avec une première couche d'Héparine mélangée à une solution d'Ethyle Cellulose (EC) puis recouverte d'une couche d'hydroxypropyl méthylcellulose (HPMC).. Exemple 3 : Caractérisation de la perméabilité membranaire Des essais de perméabilité au glucose à l'insuline et aux immunoglobulines (IgG) des membranes préalablement préparées ont été mis en oeuvre selon le protocole suivant : Matériel Chambre de diffusion constituée d'un compartiment haut et d'un compartiment bas séparés par la membrane dont on veut tester la perméabilité (l'étanchéité entre les deux compartiments est assurée par un joint), glucose (Fischer Scientifc, Illkirch, France, ref : G/0500/53), NaCI, IgG (Sigma, Lyon, France, ref : 19640), Insuline (Sigma, ref : 19278), eau distillée. Préparation des solutions - Sérum physiologique Pour 1 L : dissoudre 9 g de NaCI dans 1 L d'eau distillée. - Glucose (4 g/L) Pour 1 L : dissoudre 4g de Glucose dans 1 L de sérum physiologique. - IgG (5,75 pg/mL) Pour 60 mL : diluer 34,5 pL de solution mère d'IgG (10 mg/mL) dans 59,966 mL de sérum physiologique. - Insuline (10 pg/mL) Pour 60 mL : diluer 60 pL de solution mère d'insuline (10 mg/mL) dans 59,960 mL de sérum physiologique. Protocole 3 ml de sérum physiologique sont introduits dans le compartiment bas de la chambre de diffusion, la membrane dont on veut tester la perméabilité est positionnée sur le sérum physiologique en évitant la présence de bulles d'air. 3 ml de solution de glucose sont introduits dans le compartiment haut, puis la chambre de diffusion est fermée avec du parafilm et est incubée à 37°C. À l'issue du temps d'incubation, 1 ml de la solution se trouvant dans le compartiment haut de la chambre de diffusion est prélevé après homogénéisation douce. La membrane est ensuite retirée et 1 ml de la solution du compartiment bas est prélevé après homogénéisation. Le dosage enzymatique du glucose est réalisé à l'aide du kit Glucose RTU® (BioMérieux, Craponne, France ref : 61 269). Le dosage de l'insuline et des IgG est réalisé par la méthode de l'acide Bicinchonique (BCA) à l'aide du kit Quantipro BCA Assay (Sigma, ref : QPBCA-1KT). Les résultats sont exprimés en pourcentage de perméabilité, calculé de la manière suivante : Perméabilité (en %) = (Ccompartiment bas / Ccompartiment haut + Ccompartiment bas) X 100 C : concentration en Glucose, IgG ou Insuline. À l'équilibre, les concentrations dans le compartiment haut et dans le compartiment bas sont identiques, ce qui correspond à une perméabilité maximale de 50%. Résultats Les résultats sont présentés dans la Figure 1. On a testé des membranes multicouches en polyéthylène téréphtalate (PET) selon l'invention (exemple 1), ainsi que des membranes de l'art antérieur telles que décrites dans WO 02/060409 ou WO 2012/017337, fabriquées en polycarbonate et présentant une couche d'Héparine mélangée à de l'EC et une couche d'HPMC.. Une diffusion plus lente de l'insuline et du glucose est observée avec les membranes PET. Sans être lié par cette théorie, il est possible que ce soit dû à la présence des multicouches qui les composent. Les membranes en PET sont totalement imperméables aux IgG. Exemple 4 : Essais d'implantation des membranes semi-perméables Les membranes sont implantées dans la cavité péritonéale de rat Wistar sain, selon le protocole décrit dans l'exemple 3 de WO 2012/01733. Le,protocole relatif aux prélèvements a toutefois été modifié et les prélèvements sont effectués de la façon suivante : Prélèvements de tissus Solutions utilisées - Glutaraldéhyde à 2,5% préparée sous hotte à partir de glutaraldéhyde 25% (Sigma, ref : G5882 - 10x10 mL) diluée au dixième en eau ultrapure - PBS (Référence : GIBCO - 14190-094). - Pot préremplis avec du paraformaldéhyde 4 % (Labonord, ref : PFFOR0060AF59001) Les membranes testées sont les membranes en PET selon l'invention (multicouches) et les membranes en PC de l'art antérieur, ayant subi ou non un traitement de surface pour déposer de l'héparine, de l'EC et de l'HPMC.. Les résultats sont présentés sur la figure 3 : on observe que le traitement de surface avec de l'héparine diminue la fibrose et l'infiltration cellulaire (flèches noires) et augmente la vascularisation (*) pour les deux types de membrane. Exemple 5 : Test de stimulation au glucose des îlots à travers la membrane a) Isolement d'îlots pancréatiques de rats Animaux utilisés Les animaux utilisés sont des rats mâles Wistar de 250-300g (laboratoire Janvier, Le Gènes St. Île, France). Les rats sont hébergés en cages collectives standard à une température de 23±1°C, une hygrométrie de 55±3% et avec un cycle de 12h de lumière et 12h à l'obscurité. La nourriture SAFE-A04 (Villemoisson-sur-Orge, France) et l'eau sont disponibles ad libitum. Les expérimentations animales sont exécutées dans le respect de la directive européenne 2010/63/UE. Prélèvement du pancréas L'animal est anesthésié avec un mélange d'Imalgène 1000® (Principe actif : Kétamine, Centravet ref : IMA004) complété avec 2,7mL de Rompun® (Principe actif : Xylazine à 2 %, Centravet ref : ROM001) injecté en intrapéritonéal à une dose de 100pL/100g de poids corporel. Après avoir vérifié l'absence de réflexes de l'animal, il est placé en 35 décubitus dorsal. Une laparotomie est alors effectuée et le canal cholédoque est ligaturé au niveau de son embouchure duodénale. Il est ensuite cathétérisé au niveau de son embouchure hépatique et l'animal est sacrifié par exsanguination. Par le biais du cathéter mis en place, 10 mL de collagénase type XI (Sigma, ref : C7657) à 1 mg/mL à 4°C sont alors injectés dans le pancréas. Le pancréas est ensuite prélevé et placé dans un tube Falcon de 50 mL contenant 3,75 mL de « solution de perfusion » stérile. Cette solution est composée de 500 mL d'HBSS (Hanks Balanced Salt Solution, LONZA, ref : BE10- 527F), 2,1mL de Bicarbonate de sodium à 8,4%, 1,175mL de Chlorure de calcium 1M et 12,5 mL d'HEPES 1M. Pour limiter l'action de l'enzyme lors du prélèvement les tubes contenant les pancréas sont conservés dans la glace. Digestion Dès la fin du prélèvement des pancréas le tube est placé pendant 10 minutes au bain marie à 37°C. Il est ensuite agité fortement pendant quelques secondes afin que le tissu soit bien dissocié. Il est alors complété avec une solution de lavage froide. La solution de lavage est composée de M199 (Sigma, ref : M0393-50L) additionné de 0,35g/L de bicarbonate de sodium (Sigma, ref : S5761), de 10% de Sérum de Veau Foetal (SVF, Lonza, ref : DE14-801F) et de 1% d'AntiBiotique Anti-Mycotique (AB/AM, Fisher, ref : W3473M). Le contenu du tube est filtré sur des inserts (Corning Netwells inserts, Sigma, ref : CLS3480) et le filtrat est transféré dans un tube de type Corning de 200mL qui est centrifugé 1 minute à 1200 tours/minutesrpm à 4°C. Le surnageant est alors éliminé et le culot resuspendu avec de la solution de lavage froide, puis transféré dans un tube Falcon de 50mL. Après une centrifugation de d' 1 minute à 1200 tours/minutesrpm à 4°C, un maximum de surnageant est éliminé avant de passer à l'étape de purification. Purification La purification des îlots est réalisée à l'aide d'un gradient discontinu de 30 Ficoll (Fisher, ref : BP525-500) qui est composé de 3 solutions de densité différentes préparées au laboratoire : 1,108 (Ficoll 1) : 1,108, 1,096 (Ficoll 2) : 1,096 et 1,069 (Ficoll 3) : 1,069. Le culot cellulaire est resuspendu dans 12 mL de Ficoll 1 et 10 mL de Ficoll 2 puis de Ficoll 3 sont ajoutés délicatement par-dessus. Enfin 5 mL de PBS 35 (Fisher, ref : 20012-019) sont déposés sur le Ficoll 3. Le tout est centrifugé pendant 4 minutes à 400 tours/minuterpm à 4°C puis pendant 12 minutes à 2000 tours/minute à 4°C. Afin de ne pas perturber les gradients, les vitesses de freinage et d'accélération de la centrifugeuse sont réglées au minimum. Les îlots sont récupérés à l'interphase entre le Ficoll 2 et le Ficoll 3, puis 5 sont lavés trois fois dans une solution de lavage froide afin d'enlever toute trace de Ficoll. Mise en culture Les îlots sont mis en culture dans du milieu M199 (Gibco, ref : 22340-020) 10 contenant 10% de SVF (Lonza, ref : DE14-801F) et 1% d'ABAM (Fisher, ref : W3473M) dans des flasques de 25cm2 non traitée (Dutscher, ref : 690195), pendant 24 heures à 37°C et en atmosphère humide à 5% de CO2. b) Test de stimulation 15 Dix îlots de rat sont placés dans des inserts (sorte de cylindres) à une extrémité desquels est fixée la membrane en PET. Cette membrane est orientée de telle façon que la membrane nanoporeuse (présentant des pores de diamètre interne entre 10 et 50 nm et sélective pour les molécules jusqu'à 150 kDa), est à l'intérieur de l'insert, au contact des îlots de rat, la couche présentant les pores de 20 diamètre compris entre 400 et 600 nm étant orientée vers l'extérieur de l'insert. L'insert contient 400pL de solution de Krebs à 10 % de SVF et 2,5 mM de glucose. Les inserts ainsi remplis sont placés dans des puits de plaque 24 puits contenant 1 mL de solution de Krebs Krebs à 10 % de SVF et 25 mM de glucose. La plaque 24 puits est ensuite incubée à 37°C et des échantillons de milieu 25 contenu dans le puits sont prélevés à 1 h, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h et 24 h. L'insuline est ensuite dosée dans les échantillons par la méthode ELISA (Mercodia, ref : 125001). Les îlots sont également prélevés et placés dans 50pL de tampon de lyse (ThermoScientific, ref : 78501), complété par un inhibiteur de protéase 30 (ThermoScientific, ref : 78441), afin d'extraire les protéines totales. L'extraction est réalisée en plaçant les tubes sur glace pendant 30 min en vortexant régulièrement les échantillons. Le contenu total en protéines des îlots est déterminé par un dosage de Bradford et sert à normaliser la sécrétion d'insuline entre les différentes cultures d'îlots. 35 Exemple 7 : Implantation et explantation de MAILPAN® chez le porc Une chambre d'encapsulation (MAILPAN®, pour MAcro-encapsulation d'ILots PANcréatiques) est préparée selon la méthode décrite dans WO 2012/010767. Deux membranes semi-perméables sont soudées l'une à l'autre. Cette chambre d'encapsulation présente une nappe intérieure, ainsi que des connecteurs . Anesthésie La prémédication est systématique avant toute anesthésie et consiste en 10 l'administration intramusculaire d'une association d'une butyrophénone l'azapérone (Stresnil*) 2 mg/Kg et de kétamine (Imalgène*) 10 mg/Kg. L'anesthésie générale est réalisée selon le protocole décrit ci-après : - Les animaux sont amenés prémédiqués au bloc opératoire et installés sur table d'opération en décubitus latéral. 15 - Une veine périphérique est cathétérisée (G 22) sur une oreille et sa perméabilité assurée par un rinçage par une solution de NaCI 0,9%. - L'induction est réalisée par injection intraveineuse d'un hypnotique (thiopental 5 mg/Kg ou propofol 4 mg/Kg) et d'un agent curarisant (pancuronium 0,1 mg/Kg). Elle est immédiatement suivie de l'intubation orotrachéale (Portex Blue 20 Line, ballonnet basse pression, calibre 6 pour un sujet de 25 à 35 Kg) et de la ventilation pulmonaire à l'aide d'un système circulaire semi fermé branché sur un respirateur fonctionnant en mode pression contrôlée. La ventilation (Fi02 = 0,5 FiN2O = 0,5) est ajustée pour maintenir ETCO2 entre 35 et 45 mmHG. Le respirateur est un appareil humain de dernière génération (GE Avance*, Aisys* ou 25 Aespire*) muni des contrôles actuels de débit, de pression et de volume. - L'entretien de l'anesthésie est assuré sur le mode inhalatoire par de l'isoflurane (Fraction inspirée = 2 vol%) avec un débit de gaz frais de 2 L/min d'un mélange 02/N20 50%/50% servant de gaz vecteur. - Si cela s'avère nécessaire l'administration de doses subséquentes de 30 pancuronium assure une myorelaxation optimale sous couvert d'une anesthésie inhalatoire profonde (MAC de l'isoflurane en 02 pur = 1,15 vol % et MAC du N20 = 110 vol %). Implantation du MAILPAN® Après anesthésie de l'animal, l'abdomen des animaux endormis est aseptisé à l'aide d'éthanol 70% puis de la Bétadine (en prenant garde de ne pas générer une hypothermie) et est rasé à l'aide d'une lame de scalpel au niveau de l'abdomen. Une incision longitudinale de 10 à 15 centimètres environ des plans 5 cutanés et musculaires jusqu'au péritoine est réalisée au milieu de la zone dégagée. Après une laparotomie médiane, le prototype est implanté après être rempli de sérum physiologique en extra-péritonéal et fixé à la paroi par du fil (Vicryl 2/0). Les deux cathéters du MAILPAN (un servant pour le remplissage et l'autre pour la vidange des îlots dans le MAILPAN, dans une période ultérieure à 10 l'implantation) sont reliés à 2 chambres d'injection placées en sous-cutané avant ligature du péritoine par mouvement sinusoïdal, à l'aide de fil de suture 4-0. À l'issu de la chirurgie, les plaies sont infiltrées avec de la Naropeïne, et du fentanyl sera administré en IV avant le réveil de l'animal. Du fentanyl en granulé est administré en per opératoire avec la ration alimentaire, à raison de 2mg/kg. 15 Explantation des MAILPAN® Les dispositifs MAILPAN sont explantés à 15 jours et 60 jours post-transplantation sous anesthésie générale afin d'évaluer la résistance mécanique du MAILPAN, sa stérilité et sa biocompatibilité (vascularisation à la surface, 20 absence d'inflammation, absence de fibrose et d'inflammation sur les tissus environnant). Ainsi des prélèvements de tissus entourant le MAILPAN sont effectués à chaque explantation du dispositif pour tests histologiques ultérieurs. Les porcs sont sacrifiés après chaque explantation par injection intraveineuse de KCI. 25 Les prélèvements de tissus sont réalisés dans les mêmes conditions que pour le rat (voir exemple 5 : mêmes solutions pour tissus et membranes, mêmes analyses réalisées) 30 Exemple 8: Analyses des membranes par microscopie électronique à balayage Après prélèvement, les membranes sont rincées en eau ultrapure et fixées pendant 24 à 48 h à 4°C dans de la glutaraldéhyde (Sigma, ref : G5882) diluée à 2,5%. Les membranes fixées sont ensuite rincés pendant 10 minutes dans de l'eau 35 ultrapure. Les échantillons sont ensuite déshydratés grâce à des bains successifs d'éthanol : deux bains de 10 minutes dans de l'éthanol 50 %, un bain de 25 minutes dans de l'éthanol 70 %, puis un bain de 10 minutes de de l'éthanol 95 % et enfin deux bains de 10 minutes dans de l'éthanol 100 %. Afin d'éliminer totalement les traces d'eau qui pourraient être encore présentes dans les échantillons, une incubation de 2 minutes est réalisée dans de l' Hexaméthyl disilaxane (HMDS) (Sigma, ref : 440191). Après séchage à l'air libre, les échantillons sont ensuite collés à plat sur des plots (Deltamicroscopies, ref : 75220), à l'aide de colle conductrice au carbone 10 (Deltamicroscopies, ref : 76510). Une fois la colle solidifiée, les échantillons sont métallisés par dépôt d'une fine couche d'Or-Palladium, puis de carbone. L'observation est réalisée sur un microscope électronique à balayage (MEB) à effet de champ (Hitachi S800) (Plateforme d'imagerie in vitro du Centre de 15 Neurochimie de Strasbourg) à une tension de 5 KV, qui permet d'obtenir une bonne résolution sans endommager les échantillons.. Résultats On observe que le dispositif réalisé avec des membranes en PC présente 20 de larges déchirures (Figure 4). En revanche, le dispositif réalisé avec les membranes multicouches en PET ne présente, quant à lui, aucun dommage macroscopique. Ces dernières ont ainsi été analysées par microscopie électronique à balayage qui n'a mis en évidence aucune microfissure (Figure 4). 25 Il apparaît donc que les membranes selon l'invention permettent une diffusion similaire à celle observée pour les membranes de l'art antérieure et présentent bien la propriété de semi-perméabilité (bloquant les IgG, et autres protéines du système immunitaire). Ces membranes présentent une bien meilleure 30 résistance lorsqu'elles sont mises en oeuvre dans un organe bioartificiel implanté in vivo. REVENDICATIONS1. Chambre d'encapsulation de cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique, comportant une enveloppe fermée et réalisée dans une membrane semi-perméable, délimitant un espace susceptible de contenir les cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique, caractérisée en ce que ladite membrane comprend au moins une couche de polymère biocompatible poreux, et une couche de polymère biocompatible non-tissé. 2. Chambre d'encapsulation selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite membrane comprend une couche de polymère non-tissé biocompatible localisée entre deux couches de polymères biocompatibles poreux. 3. Chambre d'encapsulation selon la revendication 1 ou 2, caractérisée en ce que ledit polymère non-tissé est choisi parmi le polycarbonate (PC), le polyester, la polyéthylénimine, le polypropylène (PP), le polyéthylène téréphtalate (PET), le Polychlorure de vinyle (PVC), le polyamide, et le polyéthylène (PE). 4. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisée en ce que ledit polymère biocompatible poreux d'au moins une couche est choisi parmi le polycarbonate (PC), le polyester, la polyéthylénimine, le polypropylène (PP), le polyéthylène téréphtalate (PET), le Polychlorure de vinyle (PVC), le polyamide, et le polyéthylène (PE). 5. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisée en ce qu'au moins une, ou les deux couches de polymère biocompatible poreux sont rendues hydrophile par modification physique ou chimique en surface, et recouvertes par au moins un polymère hydrophile. 6. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 5, caractérisée en ce que la couche de polymère biocompatible poreux ou l'une des deux couches de polymères biocompatibles poreux présente une densité de pores comprise entre 106 pores/cm2 et 1011 pores/cm2.35 7. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisée en ce que l'épaisseur totale de la membrane est comprise entre 45 pm et 200 pm. 8. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisée en ce que, lorsque ladite membrane présente une seule couche de polymère biocompatible poreux, celle couche présente une épaisseur comprise entre 5 pm et 100 pm, et lorsque ladite membrane présente deux couches de polymère biocompatible poreux, l'épaisseur de l'une des couches de polymère biocompatible est comprise entre 5 et 40 pm, et que l'épaisseur de l'autre couche de polymère biocompatible est comprise entre 25 et 100 pm. 9. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 8, caractérisée en ce que lorsque ladite membrane présente une seule couche de polymère biocompatible poreux, le diamètre interne des pores présents sur cette couche de polymère biocompatible est compris entre 5 et 100 nm, et de manière tout à fait préférée entre 5 et 50 nm, et en ce que lorsque ladite membrane présente deux couches de polymère biocompatible poreux, le diamètre interne des pores présents sur l'une des couches de polymère biocompatible est compris entre 5 et 100 nm, le diamètre interne des pores présents sur l'autre couche de polymère biocompatible est compris entre 100 et 2000 nm, de préférence entre 200 et 1000 nm. 10. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 5 à 9, caractérisée en ce qu'au moins une couche contenant un polymère hydrophile contient au moins une molécule biologiquement active. 11. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 10, comprenant également une nappe biocompatible contenue dans ladite enveloppe, ladite nappe comportant éventuellement des protubérances à sa surface. 12. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 11, caractérisée en ce que ladite membrane comprend deux couches de polymères biocompatibles, la couche externe à l'enveloppe présentant des pores de diamètre interne compris entre 100 et 2000 nm, et la couche interne à l'enveloppe présentant des pores de diamètre interne compris entre 5 et 100 nm. 13. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 12, caractérisée en ce qu'elle comporte au moins un connecteur permettant l'établissement d'une communication entre l'extérieur et l'intérieur de l'enveloppe. 14. Chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisée en ce qu'elle est circulaire et présente un diamètre compris entre 3 cm et 20 cm. 15. Organe bioartificiel caractérisé en ce qu'il comprend au moins une chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 13, dans laquelle sont présentes des cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique. 16. Organe bioartificiel selon la revendication 14, caractérisé en ce qu'il s'agit d'un pancréas bioartificiel contenant des cellules sécrétrices d'insuline ou des îlots de Langerhans. 17. Procédé d'obtention d'une chambre d'encapsulation selon l'une des revendications 1 à 15, comprenant une étape de thermosoudure d'une ou de deux membranes comprenant au moins une couche de polymère biocompatible poreux, et une couche de polymère biocompatible non-tissé, de façon à former une poche fermée destinée à recevoir les cellules sécrétrices produisant au moins une substance d'intérêt thérapeutique.25