FR 3016371 A1 20150717 FR 1450349 A 20140116 LEVURES MODIFIÉES POUR UTILISER LE DIOXYDE DE CARBONE. L'invention est relative à la création de souches de levure modifiées dans le but de leur permettre d'utiliser le dioxyde de carbone comme source de carbone. L'activité humaine et industrielle génère des quantités croissantes de dioxyde de carbone qui est un des facteurs principaux de l'effet de serre, responsable d'un réchauffement global de la planète susceptible d'induire des changements climatiques majeurs. La capture du dioxyde de carbone et sa transformation en composés organiques sont naturellement effectuées par certains organismes, notamment dans le cadre de la photosynthèse. La photosynthèse comprend deux phases : pendant la première phase interviennent des réactions photochimiques à l'issue desquelles l'énergie lumineuse est convertie en énergie chimique sous forme d'ATP et de NADPH/NADH ; au cours de la seconde phase, dénommée cycle de Calvin, cette énergie chimique est utilisée pour incorporer le carbone provenant du dioxyde de carbone dans des molécules organiques. L'enzyme clé du cycle de Calvin est le complexe Rubisco (Ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase/oxygénase) qui convertit le ribulose 1,5 diphosphate en 2 molécules de 3-phosphoglycérate par capture d'une molécule de dioxyde de carbone. Il existe plusieurs formes de Rubisco (TABITA et al., J Exp Bot, 59, 1515 - 24, 2008), dont les plus représentées sont la forme I et la forme II. La forme I est constituée de deux types de sous-unités : des grandes sous- unités (RbcL) et des petites sous-unités (RbcS). Le complexe enzymatique fonctionnel est un hexadécamère constitué de huit sous-unités L et huit sous-unités S. L'assemblage correct de ces sous-unités nécessite en outre l'intervention d'au moins une chaperonne spécifique : RbcX (LIU et al., Nature, 463, 197-202, 2010). La forme II est beaucoup plus simple : il s'agit d'un dimère formé de deux sous-unités RbcL identiques. Le ribulose 1,5 diphosphate, substrat de la Rubisco, est formé par réaction du ribulose 5-phosphate avec l'ATP ; cette réaction est catalysée par une phosphoribulokinase (PRK). On connait 2 classes de PRKs : les enzymes de classe I qui se rencontrent chez les protéobactéries sont des octamères, tandis que celles de classe II qui se trouvent chez les cyanobactéries et chez les plantes sont des tétramères ou des dimères. Les organismes non-photosynthétiques, tels que les levures, ne possèdent ni Rubisco ni phosphoribulokinase, mais contiennent en revanche les autres enzymes du cycle de Calvin, car celles-ci interviennent également dans le métabolisme général des pentoses. Il a été proposé d'introduire la Rubisco et la PRK chez des levures afin de reconstituer un cycle de Calvin, et de leur permettre d'utiliser le dioxyde de carbone. Ainsi, GUADALUPE-MEDINA et al. (Biotechnology for Biofuels, 6, 125, 2013) rapportent que l'expression chez Saccharomyces cerevisiae de l'enzyme Rubisco de forme II de Thiobacillus denitrificans, et de la PRK de Spinacia oleracea permet d'améliorer la production d'éthanol en diminuant la formation de glycérol. Toutefois, jusqu'à présent, il n'avait pas été possible d'exprimer chez la levure une enzyme Rubisco de forme I d'origine bactérienne. En effet, du fait de la complexité de cette forme, la reconstitution d'une enzyme fonctionnelle nécessite la coexpression dans une stoechiométrie appropriée, des sous-unités RbcL et RbcS ainsi que de la chaperonne RbcX, et l'association correcte de ces sous-unités dans le complexe enzymatique. Or, la transposition chez un organisme eucaryote de la stoechiométrie d'expression qui chez les procaryotes est assurée par l'organisation des gènes en opérons, pose des problèmes. En outre, les différences existant entre eucaryotes et procaryotes au niveau de l'environnement intracellulaire peuvent se traduire notamment par des modifications posttraductionnelles interférant avec le repliement des chaînes peptidiques constituant les sous-unités enzymatiques et/ou avec l'assemblage de ces sous-unités. Les Inventeurs sont toutefois parvenus à exprimer chez la levure les différentes sous-unités de l'enzyme Rubisco de forme I de Synechococcus elongatus et à obtenir l'assemblage de ces sous-unités pour reconstituer le complexe enzymatique, en co-exprimant ces sous-unités avec la chaperonne spécifique RbcX, et avec les chaperonnes généralistes bactériennes GroES et GroEL. La présente invention a ainsi pour objet une cellule de levure, de préférence une cellule de Saccharomyces cerevisiae, transformée, caractérisée en ce qu'elle contient a) une cassette d'expression contenant une 10 séquence codant pour la sous-unité Rbol, d'une enzyme Rubisco de forme I d'origine bactérienne, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié ; b) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour la sous-unité RbcS de ladite enzyme 15 Rubisco, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié ; c) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour la chaperonne spécifique RbcX de ladite enzyme Rubisco, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur 20 approprié ; d) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour une chaperonne bactérienne GroES, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié ; e) une cassette d'expression contenant une 25 séquence codant pour une chaperonne bactérienne GroEL, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié. De préférence, l'enzyme Rubisco de forme I d'origine bactérienne est une enzyme Rubisco de cyanobactérie, avantageusement d'une cyanobactérie du genre Synechococcus et 30 de manière tout à fait préférée de Synechococcus elongatus. Les chaperonnes généralistes bactériennes GroES et GroEL peuvent provenir de la même espèce bactérienne que celle dont est issue l'enzyme Rubisco. Elles peuvent également provenir d'une bactérie d'un genre et d'une espèce différents, 35 par exemple de E. cou. Il peut également s'agir de chaperonnes généralistes d'origine mitochondriale. Selon un mode de réalisation préféré de la présente invention, ladite cellule contient en outre une cassette d'expression f) contenant une séquence codant pour une PRK, de préférence une PRK de classe II, par exemple une PRK de Spinnacia oleacera, Euglena gracilis, ou Synechococcus elongatus, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié. Une large variété d'outils (promoteurs, cassettes vecteurs d'expression, méthodes de transformation) utilisables pour l'expression de gènes d'intérêt dans des cellules de levure est disponible dans l'art (pour revue cf. par exemple « Methods in Yeast Genetics » D. Amberg, D. Burke and J. Strathem, Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2005). Des promoteurs utilisables dans le cadre de la présente invention incluent des promoteurs constitutifs, à savoir des promoteurs qui sont actifs dans la plupart des états cellulaires et des conditions environnementales, ainsi que des promoteurs inductibles qui sont activés ou réprimés par des stimuli physiques ou chimiques exogènes, et qui induisent donc un niveau d'expression variable en fonction de la présence ou de l'absence de ces stimuli. Pour les cassettes d'expression a) à e) on utilisera de préférence des promoteurs constitutifs, tels que par exemple TEF1, TDH3, PGI1, PGK, ADH1. De préférence, ces promoteurs seront différents d'une cassette à l'autre. Pour la cassette d'expression f) de la PRK on utilisera de préférence un promoteur inductible. A titre d'exemple, on citera le promoteur tetO-7 dont l'expression est réprimée par la doxicycline, et donc induite par l'absence de celle-ci. D'autres promoteurs inductibles utilisables dans 30 le cadre de la présente invention sont notamment les promoteurs tetO-2, GAL10, GAL10-cycl, PHO5. Les cassettes d'expression de l'invention comprennent en outre les séquences usuelles dans ce type de construction, telles que des terminateurs transcriptionnels, 35 et le cas échéant d'autres éléments de régulation de la transcription tels que des amplificateurs. Les cassettes d'expression conformes à l'invention peuvent être insérées dans l'ADN chromosomique de la cellule- hôte, et/ou portées par un ou plusieurs réplicon(s) extra-chromosomiques. Les souches de levure conformes à l'invention peuvent être cultivées dans les conditions usuelles de culture de souches de la même espèce. Avantageusement, ces cultures seront effectuées sous une atmosphère contenant au moins 90% de dioxyde de carbone. La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de description qui va suivre, qui se réfère à 10 des exemples non-limitatifs décrivant l'expression d'un complexe Rubisco et d'une PRK chez Saccharomyces cerevisiae. EXEMPLE 1 : EXPRESSION ET ASSEMBLAGE DU COMPLEXE RUBISCO DE SYNECHOCCOCUS E1ONGATVS CHEZ LA LEVURE SACCHAROMYCES CEREVISIAE. 15 Des gènes synthétiques codant pour les sous-unités RbcS et RbcL et pour la chaperone spécifique RbcX de la Rubisco de Synechoccocus elongatus pCC6301, et optimisés pour l'expression dans la levure, ont été préparés, et clonés dans le plasmide pBSII (Genecust). Des variants dans lesquels une 20 étiquette HA a été ajoutée à l'extrémité 3' de la séquence codante ont également été construits. Les séquences de ces gènes synthétiques (sans l'étiquette HA) sont respectivement indiquées dans la liste de séquences en annexe sous les numéros SEQ ID NO: 1 à 25 SEQ ID NO:3 Les séquences codant pour les chaperones GroES et GroEL de E. coli ont été amplifiées à partir de cultures d'E. coli et clonées dans le plasmide pSC-B-amp/kan (Stratagène). 30 Les séquences récupérées à partir des vecteurs de clonage ont été introduites dans des vecteurs d'expression de levure. Ces vecteurs hôtes sont listés dans le Tableau I ci-dessous. Tableau I Noms Origine réplication Marqueur de Cassette de transcription (promoteur-terminateur) Réplicon E. coli levure sélection pFPP5 2u URA3 pGAL10-CYC1-tPGK Yes (AmpR) pFPP10 2u URA3 pTDH3- -tADH Yes (AmpR) pFPP11 2u URA3 pTDH3- -tCYC1 Yes (AmpR) pFPP12 2u URA3 pTGI1- -tCYC1 Yes (AmpR) pFPP13 ARS-CEN6 LEU2 pTEF1-tPGK Yes (AmpR) Note : pGAL10-CYC1 : promoteur synthétique composé de l'UAS du gène GAL10 et de l'initiation de transcription du gène CYC1 (POMPON et al, Methods Enzymol, 272, 51-64, 1996). Les cassettes d'e xpression ainsi obtenues sont listées dans le Tableau II ci-dessous. Tableau II Noms Promoteur Phase ouverte de lecture Étiquette Terminateur CAS1 TEF1p RbcL- HA PGK CAS2 TEF1p RbcS- HA PGK CAS3 TEF1p RbcX- HA PGK CAS4 PGI1p RbcX sans CYC1 CAS5 TDH3p RbcL- HA ADH1 CAS6 TDH3p RbcL sans ADH1 CAS16 TEF1 RbcS Sans PGK CAS17 TDH3 RbcL- HA PGK CAS18 TDH3 RbcL Sans ADH CAS19 TEF1p RbcX Sans PGK CAS20 PGIl RbcX- HA CYC1 CAS21 PGI1p GroES Sans CYC1 CAS22 TDH3 GroEL Sans ADH Dans certains vecteurs, 2 ou 3 cassettes ont été insérées. Pour cela les plasmides ont été amplifiés dans la bactérie Escherichia DH5a et préparés par maxiprep, puis digérés par des enzymes de restriction adaptées. Enfin, les fragments sont intégrés aux vecteurs hôtes par ligation à la ligase T4 (FERMENTAS) . La liste des vecteurs construits est indiquée dans le Tableau III ci-dessous. Tableau III Noms Type Origine Cassette 1 Cassette2 Cassette 3 marqueurs Vecteur hôte pFPP6 2u CAS1 sans sans URA3 pFPP5 pFPP7 2u CAS2 sans sans URA3 pFPP5 pFPP18 2u CAS2* CAS6 sans URA3 pFPP5/pFPP10 pFPP19 2u CAS2 CAS6 sans URA3 pFPP5/pFPP10 pFPP23 ARS416-CEN6 CAS3 sans sans LEU2 pFPP13 pFPP40 2u CAS5 sans sans URA3 pFPP10 pFPP45 2u CAS6 CAS16 sans URA3 pFPP5/pFPP10 pFPP48 2u CAS20 sans sans URA3 pFPP12 pFPP49 2u CAS19 sans sans LEU2 pFPP12/pFPP13 pFPP55 ARS415-CEN6 CAS19 CAS21 CAS22 LEU2 pFPP13 pFPP56 ARS415-CEN6 CAS19 CAS21 CAS22* LEU2 pFPP13 * orientation Inverse Différents vecteurs ou combinaisons de vecteurs ont été utilisés pour transformer des cellules de levure S. cerevisiae (souche W303.1B). Ces vecteurs et combinaisons de vecteurs sont 5 indiqués dans le Tableau IV ci-dessous. Tableau IV Souche transformée Souche parente Vecteur 1 Vecteur 2 Vecteur 3 Protéines exprimées (§ indique une fusion C-terminale avec une étiquette HA) RbcS RbcL RbcX GroES GroEL 11.19 W303 pCM185 pFPP23 pFPP19 X§ X X§ 18.3 W303 pFPP45 pFPP49 X X X 22.2 W303 pFPP45 pFPP56 X X X X X 22.3 W303 pFPP45 pFPP55 X X X X X 30.1 W303 pCM185 11.5 W303 pCM185 pFL36 pFPP5 11.7 W303 pCM185 pFL36 pFPP18 X§ X 11.9 W303 pCM185 pFL36 pFPP19 X§ X 11.15 W303 pCM185 pFPP23 pFPP5 X§ 11.17 W303 pCM185 pFPP23 pFPP18 X§ X X§ 14.5 W303 pFPP6 X§ 14.12 W303 pFPP40 X§ 14.6 W303 pFPP7 X§ 14.7 W303 pFPP23 X§ 16.3 W303 pFPP48 X§ 16.5 W303 pFPP43 pFPP23 X§ n X§ 16.6 W303 pFPP43 X§ X§ yFB3 CEN.PK pFPP45 pFPP20 pFPP56 X X X X X Notes : pCM185 : plasmide ATCC 87659 ; pFL36 : plasmide ATCC 77202 Les cellules transformées sont cultivées à 30°C à l'air ambiant sur milieu YNB (yeast without nitrogen base 10 supplémenté en sulfate d'ammonium 6,7 g.L-1, glucose 20 g.L-1, agar 20 g.L-1 pour les géloses) complémenté avec un milieu commercial CSM (MP Biomedicals) adapté aux marqueurs de sélection des plasmides utilisés pour la transformation. Les cultures sont arrêtées par refroidissement à 4°C une 15 génération avant la fin de la phase exponentielle. Un aliquot est prélevé sur chaque culture et les cellules sont lysées à la soude en présence de SDS pour l'analyse des protéines totales sur gel SDS dénaturant. Le reste des cultures est centrifugé, puis des 20 sphéroplastes sont préparés par digestion enzymatique des parois cellulaires avec un mélange zymolyase-cytohélicase en milieu sorbitol hypertonique (1,2M sorbitol). Les sphéroplases sont lavés en milieu hypertonique sorbitol en présence de concentrations saturantes de PMSF et d'EDTA (inhibiteurs des protéases), puis cassés par pipetage répétés et sonication légère en milieu isotonique (0,6M) sorbitol. Après centrifugation à basse vitesse (1500 rpm) pour éliminer les gros débris puis à moyenne vitesse (4000rpm) pour récupérer les débris de tailles intermédiaires et les mitochondries, le surnageant est récupéré et les protéines sont précipitées à 80 % de saturation de sulfate d'ammonium avec maintien du pH à 6,5-7,0. Le précipité est redissous et dialysé en présence d'inhibiteurs des protéases, puis fractionné par tamisage moléculaire sur une colonne de Sephacryl S300 (GE Healthcare). Les fractions éluées sont regroupées par pools pour l'analyse sur gel. Le lysat total et les fractions triées par poids moléculaires (gamme protéine globulaire native de 104 à 1.5x 15 106 daltons) sont analysées sur gel dénaturant SDS-PAGE et sur gel non-dénaturant (précoloration au bleu de coomassie-PAGE). Les gels sont colorés au bleu de Coomassie et au rouge Ponceau pour l'analyse des protéines totales. Les protéines RbcL RbcS et RbcX sont détectées après électro-transfert sur nylon 20 chargé par immuno-détection. Dans le cas de RbcL la détection peut s'effectuer directement à l'aide d'un anticorps antiRbcL, et dans le cas de RbcS et RbcX, indirectement par l'intermédiaire d'un anticorps anti étiquette HA. Les différentes expériences ont été répétées en alternant la 25 coexpression de protéines étiquetées ou non afin de vérifier que la présence des étiquettes n'affectait pas le repliement ou l'assemblage des complexes. La Figure 1 représente l'analyse de lysats totaux de souches transformées. 30 lA : analyse SDS-PAGE d'un lysat total des souches 11.5, 11.15, 11.7, 11.17, 11.9, 11.19, 11.5, 11.19. ; IB : analyse par immuno-détection d'un lysat total des souches 14.5, 14.12, 14.6, 14.7, 16.3, 16.5, 16.6. Les 2 sous-unités sont exprimées dans la levure. 35 RbcL est exprimée à haut niveau (visible en coloration non spécifique des protéines totales d'un extrait). Le niveau d'expression de RbcS n'a pas été quantifié mais semble similaire à celui de RbcL sur la base des immunodétections. Les deux protéines ne présentent aucun signe de dégradation (absence de bandes floues ou multiples) suggérant une bonne qualité de repliement et une résistance aux protéases endogènes. La chaperone RbcX est aussi bien exprimée et ne présente aucun signe de dégradation. Les systèmes plasmidiques de coexpression des 3 composants sont opérationnels et ne démontrent pas d'interférence notable entre l'expression des différents composants. La Figure 2 représente l'analyse par immunodétection d'un lysat total (encadré sur la gauche de la Figure), et des fractions triées par poids moléculaire, de la souche 16.5, qui co-exprime RbcL, RbcS, et RbcX et de son contrôle, la souche 16.3 qui exprime RbcX. On observe une distribution mono-modale de la sous 15 unité RbCL au sein de complexes de taille supérieure ou égale à 500 kD alors que la masse de la sous-unité isolée est de 55 kD. La distribution de RbcS et RbcX est au contraire bimodale, un mode étant de taille similaire à celle observée pour RbcL, l'autre correspondant à des petites tailles, 20 proches de celles des protéines RbcS et RbcX isolées. Le complexe Rubisco natif n'est pas visible de manière probante en gel natif et en coloration non spécifique à la taille attendue (environ 500 kD) dans ces conditions. Néanmoins un complexe de très large taille est détectable au environ de 25 750-1000 kD (plus grand que la taille prévue) par immunodétection de RbcL. La Figure 3 représente les résultats de l'analyse sur gel non-dénaturant, suivie d'immunodétection à l'aide d'un anticorps anti-RbcL, des extraits totaux des souches 11.9, 30 18.3 et 22.2, et de fractions triées par poids moléculaire de la souche 22.2, qui co-exprime RbcL, RbcS, et RbcX, de S. Elongatus et les chaperonnes de E. cou. Puis en parallèle les fractions triées par poids moléculaire des souches 18.3 (à gauche) et 22.2 (à droite). 35 Ces résultats montrent que la co-expression avec les chaperonnes GroES et GroEL induit une réduction de la taille du complexe de haut poids moléculaire (environ de 7501000 kD) qui était détecté en l'absence de ces chaperonnes ; on observe dans les cellules co-exprimant RbcL, RbcS, RbcX, GroES et GroEL, une bande bien définie correspondant à la taille attendue (environ 500kD) pour le complexe Rubisco natif. Ces résultats montrent qu'un complexe Rubisco de forme I d'origine procaryote peut être exprimé et s'assembler correctement dans des cellules de S. cerevisiae, cet assemblage étant amélioré par la présence de chaperonnes généralistes GroES et GroEL. Pour l'analyse de l'activité Rubisco in vitro l'extraction des protéines solubles de la souche yFB3 est réalisée. Les cellules sont cultivées à 30°C à l'air ambiant sur milieu YNB (yeast without nitrogen base), supplémenté en sulfate d'ammonium 6,7 g.L-1, glucose 20 g.L-1, agar 20 g.L-1 pour les géloses) avec un milieu commercial CSM (MP Biomedicals), et adapté aux marqueurs de sélection des plasmides utilisés (milieu sans Leucine, sans Uracile et sans Tryptophane pour yFB3). Les cultures sont arrêtées par refroidissement à 4°C une génération avant la fin de la phase exponentielle. Les cultures sont centrifugées, puis des sphéroplastes sont préparés par digestion enzymatique des parois cellulaires avec un mélange zymolyase-cytohélicase en milieu sorbitol hypertonique (1,2M sorbitol). Les sphéroplastes sont lavés en milieu hypertonique sorbitol en présence de 1 mM de PMSF et d'EDTA (inhibiteurs des protéases), puis cassés par pipetages répétés et sonication légère en milieu isotonique (0,6M) sorbitol. Après centrifugation à basse vitesse (200 g pendant 5 min) pour éliminer les gros débris puis à moyenne vitesse (1500 g pendant 10 min) pour récupérer les débris de tailles intermédiaires et les mitochondries, le surnageant est récupéré. Les tests d'activité sur les extraits protéiques sont réalisés dans 50mM TRIS/HC1 (pH7.5), 60mM NaHCO3 (13C ou 35C) 10 mM MgC12 en présence de 2 mM de ribulose diphosphate (RiDP) et de 0.5 mg/ml de protéines totales d'extraits de yFB3. A t=10 min et t=60 min, 100 pL du mélange réactionnel sont prélevés, la réaction est arrêtée par l'ajout de 2 p1 d'HCl, et le prélèvement est centrifugé 10 min à 9300 g puis analysé par HPLM/MS (Phase réverse 018 en appariement d'ions avec un gradient tributylamine acétatelOmM /acétonitrile pH 6.0). Lès métabolites sont détectés par spectrométrie de masse électrospray en ionisation négative, et identifiés sur la base de leurs rapports m/e et de leurs temps d'élution, comparés à ceux de composés standards. Les résultats sont illustrés par la Figure 4. Cette Figure représente la quantité de 3-phosphoglycérate détectée (m/e de 185 et 186 c'est-à-dire les ions du 3-phosphoglycérate non marqué et du 3-phosphoglycérate marqué 130 sur un carbone en ES1 obtenue à différents temps de réaction (0,10 et 60 min). La quantité de 3-phosphoglycérate détectée sur les extraits seuls ou le RiDP seul à ces temps est inférieure à 20 UA (unités arbitraires). A gauche sont représentés les expériences réalisées .en présence de 13002 et à droite celles réalisées en présence de 1:02. En présence de 13002, le taux de marquage du 3-phosphoglycérate formé à 60 min est de 52% comme attendu. En effet, comme représenté en bas de la figure 8, la réaction catalysée par la Rubisco est la formation de 2 molécules de 3-phosphoglycérate à partir d'une molécule de CO2 et d'une molécule de RiDP. En présence de 12002, le 3-phosphoglycérate est formé mais uniquement sous sa forme non marquée. La Rubisco présente dans les extraits est donc capable d'incorporer le carbone du CO2 pour produire du 3-phosphoglycérate. EXEMPLE 2 : EXPRESSION DE PHOSPHORIBULOKINASES CHEZ LA LEVURE SACCHAROMYCES CEREVISIAE. Des gènes synthétiques codant pour 5 PRKs d'origine différente : Synechococcus elongatus (Syn), Rhodobacter sphaeroides (Rsph), Rhodopseudomonas palustris (Rpal), Spinnacia oleracea (Sole), Euglena gracilis (Egra) et optimisés pour l'expression dans la levure, et flanqués d'une étiquette HA en C-terminal, ont été préparés. Les séquences de ces gènes synthétiques (sans l'étiquette HA) sont respectivement indiquées dans la liste de séquences en annexe sous les numéros SEQ ID NO: 4 à SEQ ID NO: 8. Les PRKs Rsph et Rpal sont des PRKs de classe I existant sous forme native en octamère pour Rsph et hexamère pour Rpa. Les kinases Sole, Egra et Syn sont des kinases de classe II dont la forme native est un dimère pour les deux premières, et un tétramère pour la troisième. Les séquences de Rhodobacter sphaeroïdes (Rsph), Rhodopseudomonas palustris (Rpal), Spinacia oleracea (Sole) et Euglena gracilis (Egra) ont été synthétisées par la société Genecust et livrées dans un plasmide pBlueScript II+. Les plasmides ont été amplifiés dans la bactérie Escherichia coli DH5a. Une extraction par maxiprep est réalisée pour chacun des plasmides. Ils sont ensuite digérés par les enzymes BamHI et PstI puis le produit de la digestion est déposé sur un gel d'agarose 0,8% contenant du SYBER Safe. La migration est réalisée dans du tampon TAE lx à 50V pendant 30 minutes. Les bandes correspondantes aux phases ouvertes de lecture (972 bp pour PRK de Rpal, 966 bp pour Rsph, 1461 bp pour Egra et 1277 pour Sole) sont découpées dans le gel et l'ADN est extrait avec le kit d'extraction pour gel de la société FERMENTAS. Enfin, les fragments sont intégrés aux vecteurs pCM185, pCM188-2 et pCM188-7 par ligation à la ligase T4 (FERMENTAS) sous contrôle du promoteur tet0 répressible par la doxicycline, pour donner respectivement les vecteurs d'expression pFPP20, pJLP1, pJLP2, pJLP3, pJLP4. Les cassettes et vecteurs d'expression ainsi obtenus sont listés dans le Tableau V ci-dessous. Tableau V Noms Type Origine PromoteurTerminateur Phase ouverte de lecture MarqueursVecteur hôte pCM185 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 0 TRPI 0 pCM188-2ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 0 URA3 0 pCM188-7ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 0 URA3 0 pFPP20 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 PRK S. elongatus tag HA TRPI pCM185 pFPP21 ARS416-CEN4 TetO2 CYC1 PRK S. elongatus tag HA URA3 pCM188-2 pFPP22 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 PRK S. elongatus tag HA URA3 pCM188-7 pJLP1 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 PRK E. gracilis tag HA TRP1 pCM185 pJLP2 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 PRK R. sphaeroides tag HA TRP1 pCM185 pJLP3 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 PRK R. palustris tag HA TRPI pCM185 pJLP4 ARS416-CEN4 TetO7 CYC1 PRK S. oleracea tag HA TRP1 pCM185 Ces vecteurs ont été utilisés pour transformer des cellules de S. cerevisiae des souches W303.1B et CNPK. La première de ces souches est une souche typique de laboratoire, la seconde est une souche semi-industrielle. La transformation a été effectuée selon le protocole de CHEN et al (Curr Genet. 1992, 21, 83-4), en maintenant à toutes les étapes de transformation et de sous clonage une concentration de doxicycline de 2 pg/ml, adaptée à la répression du promoteur tetO. Les transformants ont été stockés en milieu glycérolé (50% gycerol) à -80C en présence de 2 pg/ml doxicycline. Les souches transformées obtenues sont listées dans le Tableau VI ci-dessous. Tableau VI Souche transformée Souche parente Vecteur 1 Vecteur 2 Vecteur 3 PRK exprimée 11.5 W303 pCM185 pFL36 pFPP5 30.2 W303 pFPP20 PRKsyn 11.6 W303 pFPP20 pFL36 pFPP5 PRKsyn yJL1 W303 pJLP1 PRK Egra yJL2 W303 pJLP2 PRK Rsph yJL3 W303 pJLP3 PRK Rpal yJL4 W303 pJLP4 PRK Sole yJL5 CENPK pFPP20 PRKsyn yJL6 CENPK pJLP1 PRK Egra yJL7 CENPK pJLP2 PRK Rsph yJL8 CENPK pJLP3 PRK Rpal yJL9 CENPK pJLP4 PRK Sole Les cellules transformées sont mises en préculture à partir du stock dans un milieu YNB (yeast without nitrogen base supplémenté en sulfate d'ammonium 6,7 g.L-1, glucose 20 g.L-1, agar 20 g.L-1 pour les géloses) avec un milieu commercial CSM (HP Biomedicalsadaptés au maintien de la sélection du plasmide et contenant une concentration de 2 pg/ml doxicycline adaptée à la répression de l'expression de la PRK. L'influence de l'expression des différentes PRKs sur la viabilité des cellules a été évaluée sur milieu gélosé en présence ou non de doxicycline : Chaque souche est cultivée en liquide sur milieu CSM sélectif avec doxicycline à 2 pg/mL. Un équivalent de 2 DO (DO à 600nm) est récupéré puis lavé 2 fois pour éliminer la doxicycline. Des dilutions au dixième sont réalisées. 10pL des dilutions sont déposées sous forme de gouttes (séries de dilutions sérielles) des suspensions de cellules, sur des boites de milieux gélosés (contenant ou non de la 2 pg/mL doxicycline) et incubées à 28°C en atmosphère normale ou alternativement en sac fermés dont l'atmosphère contient au moins 90 :10 de dioxyde de carbone/air (vol/vol). Les résultats en atmosphère normale sont illustrés par la Figure 4. Les résultats en atmosphère riche en CO2 sont illustrés par la Figure 5. On constate que toutes les PRKs sont plus ou moins toxiques dans la souche W3031B à haut niveau d'expression (induites). Néanmoins la toxicité apparait beaucoup plus faible dans la souche CENPK, ou seule la PRK de Syn est toxique à l'état induit. D'autres expériences montrent que dans la souche W303.1B, la toxicité est fortement atténuée dans une 15 atmosphère pauvre en oxygène et riche en dioxyde de carbone. L'influence de l'expression des différentes PRKs sur la croissance des cellules a été évaluée sur des cultures en milieu liquide : Les souches sont cultivées en milieu sélectif CSM dans des tubes fermés (contenant ou non de la 20 2 pg/mL doxicycline). La croissance est suivie grâce à la mesure de la densité optique à 600 nm jusqu'à l'entrée en phase stationnaire. Pour chaque souche on réalise le rapport entre le taux de croissance p (accroissement de la population par unité de temps) maximum de la souche et celui de la souche 25 témoin (souche + plasmide vide). Les rapports de taux de croissance p maximum (blmax) pour chaque souche sont illustrés par la Figure 6.* Barres foncées : état induit (haut niveau expression) du promoteur tetO (milieu ne contenant pas de doxicycline) ; barres 30 claires : état (partiellement) réprimé (bas niveau expression) du promoteur tetO (milieu contenant 2 pg/mL de doxicycline). Ces résultats confirment la toxicité moindre des kinases dans le contexte de la souche CNPK 113-7D que dans celui de la souche W303.1B. 35 Un effet de toxicité dose (niveau d'induction) - réponse (taux de croissance) est observé uniquement pour la kinase Sole et chez W303.1B. Chez W303.1B, on observe une toxicité significative des kinases Rpal, Rsph, Syn faiblement et fortement exprimées. La toxicité apparaît plus faible pour la kinase Egra. Pour l'analyse du métabolite Ribulose-1,5 bisphosphate du cycle carboné central' on effectue le lavage des cellules pour éliminer la doxicycline et leur mise en culture liquide à 30°C sur milieu YNB (yeast without nitrogen base) supplémenté en sulfate d'ammonium 6,7 g.L-1, glucose 20 g.L-1, (agar 20 g.L-1 pour les géloses) complémenté avec un milieu commercial CSM (MP Biomedicals), adapté, selon le marqueur de sélection du plasmide utilisé. Les cultures sont effectuées en tube fermé sans apport d'oxygène au-delà de 3-10 volumes d'air (non renouvelé) par volume de milieu de culture. Le dioxyde de carbone résultant de la culture est ainsi maintenu dans le volume du tube de culture. Cette procédure permet de limiter la toxicité de l'expression. Le métabolisme est bloqué par dilution de la culture dans du méthanol-eau 60:40 (v/v) à -80°c (mélange maintenu à -40°C dans un bain carboglace/acétonitrile), suivi de centrifugation rapide (température maintenue inférieure à -20°C) et de lyse des cellules dans un mélange méthanol-eau (60 :40 v/v) contenant de la soude 0.3M puis de congélation à -80°C selon le protocole décrit par LUO et al., (J. Chromatography A 1147:153-164, 2007). Après décongélation un aliquot est neutralisé par de l'acide acétique glacial, centrifugé et le surnageant analysé par HPLM/MS (Phase réverse C18 en appariement d'ions avec un gradient tributylamine acetate/ acetonitrile pH 6.0). Les métabolites sont détectés par spectrométrie de masse électrospray en ionisation négative, et identifiés sur la base de leurs rapports de masse m/e et de leurs temps d'élution, comparés à ceux de composés standards. Les résultats sont illustrés par la Figure 7. Cette Figure représente la détection du ribulose 1,5-disphosphate (de masse molaire 309 g/mol) en fonction du temps d'élution dans les différents extraits. Le panneau de gauche montre les chromatogrammes de la souche W303-1B cultivée dans des tubes fermés contenant le milieu CSM sélectif ; le panneau du centre montre les chromatogrammes de la souche CENPK cultivée dans des tubes fermés et milieu de sélection (milieu CSM), le panneau de droite représente les chromatogrammes obtenus pour la souche CENPK cultivée dans des tubes fermés et milieu minimum. Le niveau d'activité (non normalisé pour le niveau d'expression) estimé par le niveau d'accumulation du ribulose 1,5 diphosphate produit de la réaction apparait : très élevé pour la PRK Syn même en condition réprimée (50% du niveau induit). Cette activité s'accompagne d'une toxicité avec chute importante du niveau d'ATP intracellulaire ; - détectable mais plus faible pour les PRKs Egra 15 et Sole en milieu minimum ; indétectable dans les conditions utilisées pour les PRKs RspH et Rpai ; - dépendant du milieu de culture, avec pour la PRK Syn un niveau d'accumulation de ribulose 1,5 diphosphate 20 beaucoup plus élevé en milieu pauvre que riche. L'ensemble de ces observations indique que seules les kinases de classe II conduisent à l'accumulation de niveaux élevés de ribulose diphosphate chez S. cerevisiae. REVENDICATIONS1) Cellule de levure transformée, caractérisée en ce qu'elle contient : a) une cassette d'expression contenant une 5 séquence codant pour la sous-unité RbcL d'une enzyme Rubisco de forme I d'origine bactérienne, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié ; b) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour la sous-unité RbcS de ladite enzyme 10 Rubisco, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié ; c) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour la chaperonne spécifique RbcX de ladite enzyme Rubisco, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur 15 approprié ; d) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour une chaperonne bactérienne généraliste GroES, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié ; 20 e) une cassette d'expression contenant une séquence codant pour une chaperonne bactérienne généraliste GroEL, sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié. 2) Cellule de levure selon la revendication 1, 25 caractérisée en ce que ladite levure appartient à l'espèce Saccharomyces cerevisiae. 3) Cellule de levure selon une quelconque des revendications 1 ou 2, caractérisée en ce que l'enzyme Rubisco de forme I d'origine bactérienne est une enzyme Rubisco de 30 cyanobactérie. 4) Cellule de levure selon une quelconque des revendications 1 à 3 caractérisée en ce que ladite cyanobactérie appartient au genre Synechococcus. 5) Cellule de levure selon une quelconque des 35 revendications 1 à 4, caractérisée en ce qu'elle contient en outre une cassette d'expression contenant une séquence codantpour une phosphoribulokinase (PRK) sous contrôle transcriptionnel d'un promoteur approprié. 6) Cellule de levure selon la revendication 5, caractérisée en ce que ladite PRK est une PRK de classe II. 7) Cellule de levure selon la revendication 6, caractérisée en ce que ladite PRK de classe II est choisie parmi les PRK de Spinnacia oleacera, Euglena gracilis, ou Synechococcus elongatus. 8) Cellule de levure selon une quelconque des 10 revendications 5 à 7, caractérisée en ce que le promoteur contrôlant la transcription de la séquence codant pour la PRK est un promoteur inductible.