FR 3014319 A1 20150612 FR 1362418 A 20131211 PREPARATIONS INJECTABLES A BASE DE COLLAGENES CAPABLES DE CONTROLER LES SAIGNEMENTS ET/OU DE SE SUBSTITUER A DES PLAQUETTES DANS LE CAS DE SYNDROMES HEMORRAGIQUES DOMAINE DE L'INVENTION L'invention porte sur une préparation injectable à base de collagènes pour son utilisation dans le traitement des hémorragies. La préparation injectable comprend des protéines et peptides dérivés du collagène capables, à eux seuls, d'induire à la fois l'adhésion et l'activation des plaquettes, voire même leur agrégation. ARRIERE PLAN DE L'INVENTION L'hémorragie se définit comme un écoulement de sang en dehors de la circulation sanguine normale. Elle peut consister en un simple saignement ou devenir massive dans certaines situations, notamment traumatiques, et aboutir à un état de choc hémorragique associé à une chute de la tension artérielle. Différents contextes cliniques conduisent à un risque hémorragique tels que la chirurgie, un traumatisme, un traitement, une thrombopénie ou un déficit constitutionnel ou fonctionnel (comme l'hémophilie) (Spahn D et coll. Critical Care 2013, 17:R76). Dans les hémorragies sévères, une coagulopathie est observée. La coagulopathie correspond à une consommation des facteurs plaquettaires et de la coagulation. Sa prise en charge est une urgence vitale qui conditionne fortement l'issue de cette hémorragie. Différentes stratégies de prise en charge sont actuellement suivies. Une approche consiste à utiliser un support transfusionnel à base de plasmas frais congelés (PFC), de concentrés globulaires ou de concentrés plaquettaires. Cependant, le succès de l'approche à base de plaquettes est limité par plusieurs facteurs parmi lesquels l'accessibilité aux plaquettes, leur durée de vie réduite (5 jours en moyenne), les inconvénients liés aux conditions de conservation, au risque de contamination de ce type d'échantillons, leur coût et le risque d'inefficacité voire d'intolérance par alloimmunisation. Une autre approche est basée sur l'utilisation de concentrés en facteurs de la coagulation tels que les concentrés en fibrinogène et les concentrés en complexe prothrombine (facteurs Il, VII, IX et X). Des études ont également suggéré l'utilisation du facteur Vila (NovoSeven®). Cependant, cette dernière utilisation n'est pas recommandée du fait du taux élevé de thrombose induite. Enfin, une autre approche consiste à utiliser, dans des situations d'urgence, de l'acide tranexamique qui est un antagoniste puissant de l'activation du plasminogène et donc se comporte comme un anti-fibrinolytique (Fries D. Transfusion 2013;53:91S-95S). Aucune des approches proposées à ce jour ne permet d'induire l'activation et l'agrégation des plaquettes alors que celles-ci correspondent à une étape clé dans l'arrêt des saignements. En effet, lors d'une atteinte vasculaire conduisant à un saignement, une suite d'étapes, regroupée sous le terme d'hémostase primaire, se met en place. Elle implique les plaquettes, cellules anucléées de forme discoïdale biconvexe et de diamètre approximatif de 2 à 5 pm. Différents acteurs participent à ce processus qui conduit à la formation d'un clou hémostatique. La première phase dite d'adhésion permet le recrutement de plaquettes circulantes au niveau du site lésé. Cette étape fait intervenir le facteur Willebrand, le collagène et des récepteurs plaquettaires dits récepteurs au collagène (GpVI et a2(31). La deuxième phase dite d'activation plaquettaire se traduit notamment par la libération de facteurs d'hémostase et l'expression en surface des plaquettes de protéines telles que la P- sélectine. Cette phase est suivie de la phase dite d'agrégation faisant notamment intervenir le fibrinogène et un récepteur plaquettaire GpIlb/Illa. Ces étapes sont renforcées par l'intervention des facteurs de la coagulation permettant in fine la formation du caillot fibrinoplaquettaire et l'arrêt du saignement. Le rôle central des plaquettes dans l'arrêt des saignements est à l'origine de travaux récents visant à développer des produits dérivés ou mimant les plaquettes (plaquettes synthétiques). Parmi les approches proposées sont distinguées celles basées sur des produits dérivés de cellules, telles que les thromboérythrocytes et les thrombosomes, ou celles utilisant des particules de taille micrométrique recouvertes de peptides dérivés de protéines impliquées dans la cascade d'activation des plaquettes, telles que les synthocytes ou FibrocapsTM à base de peptides dérivés du fibrinogène (peptides RGD ou dodécapeptide H12), ou celles recouvertes de peptides de liaison au facteur Willebrand, au collagène et à GpIlb/Illa (Lashof-Sullivan M et coll. Nanoscale 2013, 5, 10719-10728). Un effet hémostatique a été décrit pour ces particules recouvertes de peptides de liaison au facteur Willebrand, au collagène et à GpIlb/Illa laissant entrevoir une application dans le contexte hémorragique. Cependant, cette approche pose un problème majeur d'industrialisation pour ce type de produit qui combine plusieurs peptides au niveau d'une seule particule avec, à la clé, la nécessité de maitriser et de qualifier des paramètres tels que le taux de greffage et le ratio pour chacun des peptides ainsi que la stabilité du produit une fois injecté, sans compter le fait de devoir injecter à ce jour des doses très importantes (de l'ordre de plusieurs dizaines de mg par kg) (Modery-Pawlowski C et coll. Biomaterials 2013 :516-541). Un besoin existe donc pour la mise à disposition de nouveaux moyens de traitement des hémorragies, qui, de manière avantageuse, soient facilement industrialisables et puissent être employés à de faibles concentrations. BREVE DESCRIPTION DE L'INVENTION La présente invention porte sur une préparation injectable pour son utilisation dans le traitement des hémorragies comprenant : - des particules, ou fibrilles de longueur inférieure à 10 pm, lesdites particules ou fibrilles comprenant des protéines ou peptides induisant l'adhésion et l'activation des plaquettes, voire même leur agrégation ; et - au moins un véhicule ou excipient pharmaceutiquement acceptable. BREVE DESCRIPTION DES FIGURES La figure 1 présente la mesure de la taille des particules par DLS après concentration d'un facteur 50 d'un extrait protéique du polypeptide de SEQ n°1. La figure 2 présente un résultat obtenu par ELISA de la liaison du facteur Willebrand purifié (Willfactin, LFB) utilisé à 2 Ul/dL final aux polypeptides de SEQ n°1 sous forme de particules de différentes tailles, utilisés à 2 pg/mL final et au collagène de type I (Collagène SIRCOL, contrôle positif) utilisé à 10 pg/mL. La figure 3A représente un profil type de l'expression de la P-sélectine en surface de plaquettes obtenu en cytométrie en flux pour le polypeptide de SEQ n°1 et du collagène de type I (Horm). La figure 3B représente les intensités moyennes de fluorescence obtenues pour différents agonistes. La figure 4 présente un résultat d'agrégation obtenu avec le polypeptide de SEQ n°1 sous forme de particules. DESCRIPTION DES SEQUENCES SEQ IN N°1 : polypeptide codant pour une protéine recombinante capable d'induire l'adhésion et l'activation des plaquettes. DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION La présente invention porte sur une préparation injectable pour son utilisation dans le traitement des hémorragies comprenant : -des particules, ou fibrilles ayant une longueur inférieure à 10 pm, lesdites particules ou fibrilles comprenant des protéines ou peptides induisant l'adhésion et l'activation des plaquettes ; et - au moins un excipient ou véhicule pharmaceutiquement acceptable. Les préparations injectables selon la présente invention permettent de stimuler l'activité des plaquettes. Dans certains modes de réalisation, les particules ou fibrilles comprennent des protéines ou peptides induisant l'adhésion et l'activation des plaquettes et également l'agrégation des plaquettes. Protéines ou peptides induisant l'adhésion, l'activation voire l'agrégation des plaquettes Les protéines ou peptides entrant dans la formulation des préparations de la présente invention possèdent la capacité d'induire à la fois l'adhésion et l'activation des plaquettes, voire également l'agrégation des plaquettes. Il doit être compris que ces deux ou trois activités sont portées par une seule et même protéine ou peptide. Ces protéines ou peptides sont sous forme de particules ou de fibrilles ayant une longueur inférieure à 10 pm. Ces protéines ou peptides sont capables de lier voire d'activer le facteur VVillebrand, responsable de l'adhésion des plaquettes et d'induire l'expression de surface de la Psélectine voire de la phosphatidylsérine, marqueurs d'activation des plaquettes. Dans certains modes de réalisation, les protéines ou peptides sont capables d'induire in vitro l'agrégation d'un plasma riche en plaquettes ou en sang total. Dans certains modes de réalisation, les protéines ou peptides peuvent stimuler les plaquettes et induire l'arrêt d'un saignement sans nécessairement être capables d'induire l'activation de la coagulation et la génération de thrombine qui en découle. Ceci permet de limiter le risque de thrombose induite après une injection systémique de la préparation. Une famille de protéines, les collagènes, possède la capacité d'induire les trois activités ci- dessus mentionnées grâce à la présence dans la séquence de certains collagènes, principalement les collagènes de type I et III, de motifs peptidiques capables de se lier au facteur Willebrand circulant ainsi qu'à deux récepteurs plaquettaires, GpVI et a2f31. L'ensemble concourt à l'adhésion des plaquettes, à leur activation puis à leur agrégation. Ainsi, les protéines entrant dans la formulation des préparations de la présente invention peuvent être choisies parmi les collagènes, en particulier les collagènes de type I et III. A ce jour, il n'a cependant pas été proposé d'utiliser du collagène pour traiter les hémorragies. Ceci peut être expliqué par le fait que parmi les collagènes natifs, seuls ceux sous forme fibrillaire sont décrits comme capables d'induire l'adhésion, l'activation et l'agrégation des plaquettes (Clementson K. ThrombosisResearch 2012 129 220-224). Cependant, cette forme fibrillaire, avec des fibres pouvant atteindre plusieurs micromètres de long, n'est pas compatible avec une injection dans la circulation sanguine. Les formes particulaires de la présente invention sont compatibles avec une injection dans la circulation sanguine. Des formes particulaires du collagène, telles que les microsphères, les microflorettes, les dendrimères peuvent être obtenues par des méthodes telles que décrit par Pires M et Chmielewski J. J. Am. Chem. Soc. 2009 131,2706-2712; Przybyla D et coll. J. Am. Chem. Soc. 2013, 135,3418-3422; Kojima C et coll. J. Am. Chem. Soc. 2009 131, 30652-6053; Siatter D et coll. Peptides 2012 36, 86-93; Kar et coll. Jounal of Biological Chemistry 2006 vol 281, n°44 33283-33290. Pour obtenir ces formes particulaires, différentes approches ont été utilisées, basées notamment sur l'utilisation de métaux, de sels, sur l'ajout de cystéine (ponts disulfures) ou d'acides aminés aromatiques dans la séquence peptidique ou encore sur le ratio entre acides aminés de nature différente (polaires, apolaires, acides, basiques). Outre les collagènes, les protéines entrant dans la formulation des préparations de la présente invention peuvent être des protéines recombinantes telles que celles décrites dans la demande de brevet internationale WO 2010/034718. Ces protéines recombinantes dérivées du collagène sont capables d'induire l'agrégation des plaquettes de façon équivalente à du collagène natif. D'autres protéines utiles dans la présente invention et dérivées du collagène sont telles que celles décrites dans la demande de brevet européen EP 2013/071816. Ces protéines sont capables de se lier au facteur VVillebrand, liaison impliquée dans l'adhésion initiale des plaquettes au niveau d'un site vasculaire lésé. Ainsi, les protéines entrant dans la formulation des préparations de la présente invention peuvent être choisies parmi les collagènes natifs, tels que les collagènes de type I ou III, ou les protéines recombinantes dont la séquence inclut au moins un polypeptide choisi parmi : - le polypeptide de la séquence ID n°1 ; - un polypeptide ayant des séquences formées de la répétition de triplets GXY où G désigne la glycine et X et Y n'importe quels acides aminés répétés n fois avec n supérieur ou égal à 2; - le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ; ou - un polypeptide présentant au moins 70% d'identité sur toute sa longueur avec le polypeptide de la séquence ID n°1 ou avec le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1. Le peptide de la position 1 à la position 24 de la SEQ ID No. 1 correspond au peptide signal permettant la sécrétion de la protéine recombinante par une cellule hôte. Ce peptide signal pourra être absent ou remplacé par un autre peptide signal selon des techniques bien connues de l'homme du métier. L'homme du métier saura choisir le peptide signal homologue ou hétérologue approprié pour l'expression et la sécrétion des polypeptides dans différents systèmes d'expression procaryotes ou eucaryotes. De préférence, les polypeptides sont produits dans des cellules ou des organismes eucaryotes et en particulier dans des cellules de mammifères. Dans un mode de réalisation particulier de l'invention, les polypeptides comprennent un peptide signal permettant leur sécrétion dans le milieu extracellulaire. Dans une autre mode de réalisation, le polypeptide mature est obtenu après clivage du peptide signal. Dans certains modes de réalisation, la séquence des protéines recombinantes inclut au moins un polypeptide comprenant les motifs peptidiques suivants : - GX1X2GER dans lequel X, et X2 représentent indépendamment un acide aminé choisi parmi A, R, N, D, Q, E, G, H, I, K, M, F, P, S, T, W, Y, V et 0 ; - (GPX3)' avec n compris entre 4 et 10 et X3 représente Pou 0 ; et - GPRGQX4GVMGFX5 où X4 et X5 représentent indépendamment P ou O. P est la proline et O est l'hydroxyproline. Dans certains modes de réalisation, la séquence des protéines recombinantes inclut au moins un polypeptide comprenant les motifs peptidiques suivants : - GAPGER, - KPGEPGPK, - (GPP),, avec n compris entre 4 et 10, - RGD. Les protéines recombinantes comprennent ainsi : (a) des séquences peptidiques présentant au minimum une répétition de 4 triplets GPO ; (b) des séquences peptidiques ayant une activité de liaison aux différents récepteurs plaquettaires et présentes dans la séquence native des collagènes ; et (c) des séquences de liaison formées de la répétition de triplets GXY entre les séquences (a) et (b) dans lesquels G désigne la glycine et X et Y désignent n'importe quel acide aminé. Les protéines recombinantes entrant dans la formulation des préparations de la présente invention peuvent présenter une séquence incluant au moins un polypeptide présentant au moins 70% d'identité sur toute sa longueur avec le polypeptide de la séquence ID n°1 ou avec le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1. Dans certains modes de réalisation, les polypeptides présentent au moins 70%, 80%, 90%, 95%, 98% et préférentiellement au moins 99% d'identité avec le polypeptide de la SEQ ID No. 1. Le pourcentage d'identité désigne le pourcentage d'acides aminés identiques (acides aminés invariants ou inchangés entre deux séquences). Ces polypeptides peuvent présenter une délétion, une addition ou une substitution d'au moins un acide aminé par rapport au polypeptide de la SEQ ID No. 1. Les méthodes de mesure du pourcentage d'identité entre polypeptides sont connues de l'homme du métier. Vector NTi 9.1.0, programme d'alignement AlignX (Clustal W algorithm) (Invitrogen INFORMAX, http ://www.invitrogen.com) peut être utilisé. De préférence, les paramètres par défaut sont utilisés. Les protéines recombinantes peuvent être produites par des bactéries et des cellules de mammifères par des méthodes bien connues de l'homme du métier, en particulier telles que décrites dans WO 2010/034718 et EP 2013/071816. Dans certains modes de réalisation, les protéines sont également capables de se lier au collagène présent au niveau des sites vasculaires lésés, notamment via la présence dans leur séquence d'un motif GPO répété n fois avec n = 3 à 10. Dans certains modes de réalisation, les protéines peuvent être PEGylées ou PASylées (addition n fois des acides aminés proline, alanine et sérine). Les peptides entrant dans la formulation des préparations de la présente invention peuvent être tels que ceux décrits ci-dessus. Ainsi, les peptides peuvent être choisis parmi : - le polypeptide de la séquence ID n°1 ; - un polypeptide ayant des séquences formées de la répétition de triplets GXY où G désigne la glycine et X et Y n'importe quels acides aminés répétés n fois avec n supérieur ou égal à 2; - le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ; ou -un polypeptide présentant au moins 70% d'identité sur toute sa longueur avec le polypeptide de la séquence ID n°1 ou avec le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1. Les polypeptides sont isolés ou purifiés de leur environnement naturel. Les polypeptides peuvent être préparés au moyen de différents procédés. Ces procédés sont notamment la production de polypeptides recombinants par des cellules hôtes appropriées et leur purification ultérieure, la production par synthèse chimique ou, enfin, une combinaison de ces différentes approches. Ces différents procédés de production sont bien connus de l'homme du métier. De préférence, les polypeptides sont produits par des cellules procaryotes ou eucaryotes recombinantes. Les polypeptides peuvent ainsi être produits dans des bactéries ou dans des cellules de mammifères. Dans certains modes de réalisation de l'invention, les polypeptides sont glycosylés. Le polypeptide de la SEQ ID No. 1 possède notamment des sites de 0-glycosylation situés sur les acides aminés lysine présents en position 102 et 141 (en position 3 d'un triplet GXY). Dans un mode de réalisation préféré, le résidu asparagine en position 93 du polypeptide de la SEQ ID No. 1 est glycosylé. Protéines sous forme fibrillaire Les protéines entrant dans la formulation des préparations injectables selon la présente invention peuvent être structurées sous forme de fibrilles présentant une longueur inférieure à 10 pm. Les formes fibrillaires comprenant des fibres présentant une longueur supérieure à 10 pm et pouvant atteindre plusieurs micromètres de long ne sont pas compatibles avec une injection dans la circulation sanguine. La longueur d'une fibrille peut être mesurée par des méthodes bien connues de l'homme du métier, en particulier par microscopie comme la microscopie à force atomique (AFM). Les fibrilles (petites fibres) se distinguent des particules en ce qu'elles ont une forme allongée par opposition aux particules qui ont une forme relativement sphérique. Généralement, les fibrilles présentent une longueur au moins deux fois supérieure à leur largeur. Particules Les particules entrant dans la formulation des préparations de la présente invention peuvent comprendre, ou consister en, des protéines ou peptides induisant l'adhésion et l'activation des plaquettes, voire leur agrégation. Les protéines et peptides sont tels que décrits ci- dessus. Dans certains modes de réalisation, les particules peuvent être obtenues par adhésion des protéines ou peptides sur un support. Ainsi, les particules entrant dans la formulation des préparations de la présente invention comprennent des supports sur lesquels sont adhéré(e)s des protéines ou peptides induisant l'adhésion, l'activation voire l'agrégation des plaquettes. Les supports peuvent être des microparticules organiques ou inorganiques. Des exemples de microparticules incluent l'albumine, des lipides, des métaux tels que l'or, le titane, le fer, l'argent ou leurs oxydes, du graphène, de la silice ou des polymères. L'adhésion des protéines ou peptides sur les supports peut se faire par liaison covalente, par exemple via des fonctions présentes en surface de la particule ou via un agent de liaison bifonctionnel ou un polymère bifonctionnel. L'agent de liaison bifonctionnel ou le polymère bifonctionnel permet de fonctionnaliser les microparticules. Il présente à l'une de ses extrémités un groupement fonctionnel lui permettant de se greffer de manière covalente en surface des microparticules, et à l'autre extrémité, un groupement fonctionnel lui permettant de se greffer de manière covalente aux protéines ou peptides. De préférence, le polymère bifonctionnel est un polymère hétérobifonctionnel. La présence de deux groupements fonctionnels différents permet de limiter les couplages non désirés, tels que le greffage des deux extrémités du polymère sur les microparticules. De préférence, l'affinité entre les groupements fonctionnels terminaux du polymère est également faible afin de limiter l'auto-condensation du polymère par interaction entre ces deux extrémités. Différents types de polymères bifonctionnels peuvent être utilisés pour fonctionnaliser les microparticules. Ainsi, les polymères bifonctionnels peuvent être choisis parmi les polyéthylène glycols (PEG), les poly(acide lactique-coglycolique) (PLGA), les poly(caprolactone) (PLCL), les poly(acide lactique) (PLA), les polymères de glycolide (PGA), les chitosan et dextran, etc. De préférence, le polymère est un polyéthylène glycol bifonctionnel, de préférence hétérobifonctionnel. La masse moléculaire du polymère varie généralement de 500 Da à 10 000 Da, de préférence de 2000 à 8000 Da, de préférence aux alentours de 5000 Da. La masse moléculaire du polymère est typiquement choisie de manière à ce que lorsqu'une protéine ou peptide est couplé(e) aux microparticules par l'intermédiaire du polymère bifonctionnel, la chaîne du polymère atteigne une longueur suffisante pour que les propriétés de la protéine ou du peptide ne soient pas altérées par la présence de la microparticule. Dans certains modes de réalisation, les particules peuvent être obtenues par auto- assemblage des protéines ou peptides. Dans de tels modes de réalisation, les particules ne comprennent pas de support, elles consistent uniquement en des protéines ou peptides. L'auto-assemblage peut être réalisé par différents moyens, tels que par coacervation ou par agrégation, induits par exemple par précipitation, concentration, ajouts de métaux ou de sels, variation de température. Les particules de la présente invention peuvent avoir un diamètre moyen allant de 0.05 pm à 6 pm, ou de 1 à 5 pm ou de 2 à 4 pm tel que mesuré par diffusion dynamique de la lumière (DLS). Dans certains modes de réalisation, les particules sont capables d'induire l'adhésion, l'activation et l'agrégation des plaquettes, tout particulièrement lorsque les particules présentent un diamètre moyen supérieur à 2 pm tel que mesuré par DLS et comprennent ou consistent en des protéines recombinantes dont la séquence inclut au moins un polypeptide choisi parmi : - le polypeptide de la séquence ID n°1 ; - le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ; ou - un polypeptide présentant au moins 70% d'identité sur toute sa longueur avec le polypeptide de la séquence ID n°1 ou avec le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1. Véhicule ou excipient pharmaceutiquement acceptable Des véhicules ou des excipients pharmaceutiquement acceptables selon l'invention, c'est à dire des véhicules ou des excipients dont l'administration à un individu ne s'accompagne pas d'effets délétères significatifs, sont bien connus de l'homme du métier. De manière non limitative, des exemples d'excipients ou véhicules pharmaceutiquement acceptables incluent les solvants, agents d'écoulement, agents de mise en suspension, agents de solubilisation, stabilisants, conservateurs, tampons, antioxydants et agents chélatants. Les préparations injectables selon la présente invention peuvent être préparées selon des méthodes bien connues de l'homme du métier. Les préparations injectables selon la présente invention sont capables de contrôler les saignements et/ou de se substituer à des plaquettes dans le cas des syndromes hémorragiques. La présente invention concerne donc des méthodes de traitement des hémorragies comprenant l'administration par injection à un individu d'une quantité efficace d'une préparation telle que définie ci-dessus. La présente invention concerne, enfin, l'utilisation d'une préparation telle que définie ci-dessus pour la préparation d'un médicament pour traiter les hémorragies. EXEMPLES Production d'un collagène et auto-assemblage en particules (méthode de détermination de la taille des particules par DLS) Une pré-culture des cellules CHO-S (Invitrogen) de 3 semaines est réalisée avant la transfection. Les cellules sont entretenues dans un milieu dédié aux cellules CHO (Power- CHO, EXCEL 302, proCHO4, proCHO5, ...) complémenté avec 4 mM de L-glutamine (Lonza) et 1X de proHT (Lonza) en shakeflask 125 mL et en conditions agitées (80 rpm) dans un incubateur à 37°C avec 5% de CO2. Deux jours avant la transfection, les cellules sont ensemencées à 5.105 cellules viables/mL par un changement complet du milieu utilisé et cultivées dans 12,5 mL de milieu dédié aux cellules CHO complémenté en shakeflask 125 mL. Le jour de la transfection, 5.106 cellules viables sont culotées par centrifugation (5 min à 1000 g), puis reprises dans 5 mL de milieu RPMI (Lonza) complémenté avec 4 mM de L-Glutamine (Lonza) et 1X de ProHT (Lonza). Quatre mL de suspension sont alors répartis dans 4 shakeflasks 25 mL (1 mL par flask) contenant 9 mL de milieu RPMI complémenté (1.106 cellules viables par shakeflask). Les cellules CHO-S sont alors transfectées avec le vecteur contenant la séquence codante pour le polypeptide de SEQ n°1 décrit précédemment. Un contrôle positif de transfection est réalisé en transfectant les cellules avec le vecteur pMAX-GFP et 2 contrôles négatifs de la transfection sont réalisés soit en transfectant les cellules avec un vecteur ne possédant pas la cassette de résistance à la généticine soit en ne leur faisant subir aucun traitement. La transfection est réalisée à l'aide de l'agent de transfection Fecturine (PolyPlus Transfection) ou tout autre agent de transfection adapté et selon le protocole commercial du produit optimisé. Pour la Fecturine, les conditions de transfection retenues sont 6 pg d'ADN pour 12 pL de Fecturine (ratio ADN/Agent de transfection = 1/2) pour 106 cellules viables. L'homme de métier saura définir l'agent de transfection le plus adapté pour une transfection dite transitoire ou pour une transfection dite stable. Qu'il s'agisse d'un mode de transfection dit transitoire ou stable, les cellules sont incubées en présence des complexes de transfection en conditions statiques à 37°C et 5% 002. A 4h post-transfection, les cellules sont resuspendues dans du milieu dédié aux cellules CHO complémenté et repassées en conditions agitées. A 24h post-transfection, une quantification de l'efficacité de transfection est réalisée sur un aliquot des témoins positif et négatifs de transfection par cytométrie en flux. Pour la production du polypeptide de SEQ n°1 en mode dit transitoire, un premier prélèvement de surnageant est réalisé à J+3 (JO correspondant au jour de la transfection) puis la culture est stoppée à J+5. Le surnageant de culture contenant le polypeptide de SEQ n°1 sécrété par les cellules est récupéré après centrifugation à 3 000 g pendant 10 minutes, permettant ainsi l'élimination des cellules et débris cellulaires, puis congelé à -20°C. Pour la production du polypeptide de SEQ n°1 en mode dit stable, un comptage cellulaire est réalisé à 48 heures post-transfection. La totalité des cellules est ensuite centrifugée à 1000 g pendant 5 min puis ensemencée à 3.105 cellules viables/mL dans du milieu dédié aux cellules CHO complémenté + généticine (G418 Merck) à 700 pg/mL (pression de sélection). Les cellules sont ensuite entretenues trois fois par semaine par ensemencement de la totalité des cellules - dans un volume permettant de conserver un taux d'ensemencement à 3.105 cellules viables/mL de milieu complet + G418 à 700 pg/mL en ShakeFlasks 125 mL. On observe une diminution de la concentration cellulaire et/ou de la viabilité cellulaire dans la première semaine de culture sous pression de sélection. La viabilité cellulaire augmente de nouveau après 2-3 semaines sous pression de sélection uniquement pour les cellules transfectées avec le vecteur contenant la séquence codante pour le polypeptide de SEQ n°1. La viabilité des cellules non transfectées ou transfectées avec le vecteur ne possédant pas la cassette de résistance à la généticine continue de descendre jusqu'à devenir nulle. Lorsque la culture atteint plus de 95 % de viabilité, une cryo-conservation à 5.106 cellules viables/ampoule (au nombre de 10 ampoules) est réalisée. Les cellules sont congelées dans du milieu dédié aux cellules CHO complémenté + 10% de DMSO. Pour réaliser une production du polypeptide de SEQ n°1, les cellules modifiées génétiquement pour produire le polypeptide de SEQ n°1 sont décongelées et entretenues dans un milieu adapté. Les cellules sont placées dans 12,5 mL de milieu final et placées dans un shakeflask 125 mL dans un agitateur LabTherm® Kühner agité à 80 rpm, régulé à 5% de CO2 et avec une humidité comprise entre 40 et 80 %. Les cellules sont entretenues à 3.105 cellules viables/mL pendant une à deux semaines. Ensuite, les cellules sont amplifiées afin d'avoir la quantité nécessaire pour réaliser une production. L'amplification consiste à entretenir les cellules dans des volumes plus élevés à chaque entretien pour garder toutes les cellules à une concentration viable. Lorsque la quantité de cellules nécessaire à la production est obtenue, la production peut être lancée. Les cellules sont ensemencées à 3.105 cellules viables/mL. La production peut être réalisée dans différents équipements : shakeflask placés dans un agitateur LabTherm® Kühner, Cultibag RM 20/50® (Sartorius), CellReady® (Merck Millipore), BioBundle® (Applikon) et d'autres équipements équivalents, de même échelle ou d'échelle supérieure. La culture des cellules est réalisée pendant 5 jours ou plus, au maximum 10 jours, selon les conditions de réalisation de la culture. Chaque jour, les paramètres de la production sont suivis ainsi que la concentration cellulaire et la viabilité cellulaire. Au cours de la production, des composants tels que des acides aminés, des vitamines, du glucose ou tout autre élément présentant un intérêt pour la production ou pour les cellules peuvent être ajoutés. Dans ce cas, il s'agit d'une culture en mode « fed - batch » ou « semi continu » qui permet de cultiver les cellules pendant au maximum 21 jours. Si aucun composé n'est ajouté pendant la culture, on parle de culture en mode « batch » ou « discontinu ». La purification du polypeptide de SEQ n°1 peut être réalisée par exemple via une étiquette de purification comme le tag-6(His) présent dans sa séquence. Ainsi, les cellules et débris cellulaires présents dans le milieu contenant le polypeptide de SEQ n°1 sont éliminés par centrifugation ou filtration en profondeur (POD Millistak+® Merck Millipore ou tout un autre type de support équivalent) ou filtration tangentielle sur une membrane présentant un seuil de coupure de 0,2 pm. Le surnageant ainsi obtenu est purifié par chromatographie d'affinité sur une colonne chélatée avec un métal tel que le nickel, le cobalt, le zinc ou le cuivre. Afin de favoriser l'accroche du polypeptide de SEQ n°1, un tampon contenant de 0 à 50 mM imidazole, de 0 à 500 mM NaCI, de 5 à 20 mM (Na2HPO4, 2H20) et de 5 à 20 mM (NaH2PO4, H2O) est ajouté au surnageant et ajusté à un pH entre 7 et 8. L'élution du polypeptide selon l'invention est soit réalisée par gradient en utilisant un mélange de deux tampons (tampon 1: 500 mM imidazole, 500 mM NaCI, 10 mM (Na2HPO4, 2H20) et 10 mM (NaH2PO4, H2O) ; tampon 2 : 20 mM imidazole, 500 mM NaCI, 10 mM (Na2HPO4, 2H20) et 10 mM (NaH2PO4, H2O) ajustés à un pH entre 7 et 8), soit de façon isocratique, avec un tampon contenant de 50 à 500 mM imidazole, de 0 à 500 mM NaCI, de 5 à 10 mM (Na2HPO4, 2H20) et de 5 à 10 mM (NaH2PO4, H2O) ajusté à un pH entre 7 et 8. Eventuellement, afin d'améliorer la pureté du polypeptide de SEQ n°1, d'autres étapes de purification peuvent être ajoutées. Il peut s'agir de filtrations, de chromatographie d'échange d'ions, de chromatographie d'affinité, de chromatographie d'interaction hydrophobe, d'exclusion stérique ou de tout autre type de chromatographie. Les fractions d'élution d'intérêt sont mises à migrer dans un gel d'électrophorèse en conditions natives et colorées au bleu de Coomassie, avant d'être regroupées selon leur profil et dialysées dans de l'eau ou un tampon phosphate ou tout autre tampon adapté à la conservation du polypeptide selon l'invention. La concentration du polypeptide est déterminée par le kit Sircol® (TebuBio) selon les instructions du fabricant ou par le test au Bradford ou tout autre test adapté à la quantification du polypeptide de SEQ n°1. Le polypeptide de SEQ n°1 est concentré plusieurs fois (50 fois) par rapport à son volume initial par ultrafiltration, permettant d'atteindre une concentration protéique suffisante pour induire l'auto-assemblage du polypeptide de SEQ n°1 et la formation de particules. L'extrait protéique contenant le polypeptide de SEQ n°1 est ainsi concentré sur des colonnes d'ultrafiltration ayant un cut-off de 10 000 Da (Vivaspin 4 ; Sartorius) par des centrifugations répétées réalisées à 4°C et à 4 000 rpm. Une fois la solution concentrée, une mesure de la taille des particules ainsi formées est réalisée par la technique de diffusion dynamique de la lumière (DLS) à l'aide d'un appareil de la série Zétasizer nano de chez Malvern. La mesure en DLS est une technique d'analyse spectroscopique non destructive permettant d'accéder à la taille de particules en suspension dans un liquide particulièrement adapté pour la mesure de l'auto-assemblage ou de l'agrégation de protéines comme le polypeptide de SEQ n°1. La figure 1 présente un résultat caractéristique de mesure de la taille des particules obtenu par DLS après concentration d'un facteur 50 d'un extrait protéique du polypeptide de SEQ n°1. Une série de pics correspondant à différentes tailles de particules présentes dans la solution est observée. Ainsi, trois pics sont majoritaires. Ils correspondent à des tailles de particules de 1,25 ; 3 et 5,5 pm. Afin de relier l'activité biologique du polypeptide de SEQ n°1 à la taille des particules ainsi générées, 20 mM finaux d'acide chlorhydrique sont ajoutés à la solution. On observe alors la disparition des trois pics préalablement mesurés et l'apparition de 2 pics à environ 500 nm et 1.8 pm. Visuellement, on observe un « éclaircissement » de la fraction qui passe d'un aspect granuleux à un aspect translucide. Mesure de l'activité de liaison au facteur Willebrand en fonction de la taille des particules La préparation à base du polypeptide de SEQ n°1 sous forme de particules possède la capacité à lier le facteur Willebrand. La mesure de l'activité de liaison du facteur Willebrand au polypeptide de SEQ n°1 par la technique dite ELISA est réalisée dans des plaques 96 puits (Nunc Maxisorp). Pour cela, un volume de 100 pL d'une solution contenant le polypeptide à 2 pg/mL dans du tampon phosphate ou tout autre tampon adapté est ajouté dans chaque puits et incubé 18-20h à 22°C. Après trois lavages avec 200 pL de PBS-0,05% Tween, 200 pL d'une solution de BSA 1% dans du tampon phosphate (Euromedex, filtrée sur 0,45 pm) sont ajoutés dans chaque puits et incubés 2h à température ambiante (22°C). Après trois lavages avec 200 pL de PBS-0,05% Tween, 100 pL de différentes concentrations (exprimées en Ul/dL) de facteur Willebrand purifié (Wilfactin 100 Ul/mL, LFB) et/ou de plasma de patient dilué dans du tampon phosphate ou tout autre tampon adapté sont incubés 1h30 à température ambiante (22°C). Après trois nouveaux lavages, 100 pL d'une solution contenant un anticorps primaire anti-vWF couplé à la peroxydase de raifort (Rabbit anti-human VWF/HRP, DAKO) dilué au 1/8 000e dans du tampon phosphate ou tout autre tampon adapté sont incubés 1h à 22°C puis 4 lavages sont réalisés comme décrit ci-dessus. 125 pL de solution de tétraméthylbenzidine sont ensuite ajoutés comme substrat pour la peroxydase (TMB, Sigma) puis on incube 10 à 45 minutes maximum à l'obscurité. La réaction est interrompue par l'ajout de 125 pL d'HCI 2N (Sigma). L'absorbance est rapidement mesurée à 450 nm dans un spectrophomètre (Wallacvictor 3). Un blanc est réalisé en remplaçant le vWF purifié ou le plasma par du tampon phosphate ou tout autre tampon adapté. La figure 2 présente un résultat obtenu par ELISA de la liaison du facteur Willebrand purifié (Willfactin, LFB) utilisé à 2 Ul/dL final aux polypeptides de SEQ n°1 sous forme de particules de différentes tailles, utilisés à 2 pg/mL final et au collagène de type I (Collagène SIRCOL, contrôle positif) utilisé à 10 pg/mL. Les résultats montrent que le polypeptide de SEQ n°1, formé majoritairement de particules de taille supérieure à 2 pm, est capable de lier le facteur Willebrand de façon équivalente au collagène de type I. L'activité de liaison au facteur Willebrand est fortement augmentée lorsque le polypeptide de SEQ n°1 est sous forme de particules de taille inférieure à 2 pm. Ce dernier résultat suggère que l'auto-assemblage du polypeptide de SEQ n°1 en particules de plus haute taille diminue le nombre de sites de reconnaissance au facteur Willebrand, ces derniers étant probablement « masqués » à l'intérieur des particules de haute taille. Ce résultat montre qu'un polypeptide de SEQ n°1 structuré en particules de taille comprise entre 1 et 5 pm est bien capable de lier le facteur Willebrand.35 Mesure de l'expression de surface de la P-sélectine induite par du collagène en fonction de la taille des particules La préparation à base du polypeptide de SEQ n°1 sous forme de particules possède la capacité à induire l'activation des plaquettes. Cette activation peut être déterminée en sang total en mesurant par cytométrie en flux l'expression en surface des plaquettes de la P- sélectine. Dans des plaquettes au repos, cette dernière est stockée dans des granules, dits grains alpha. Lors de l'activation des plaquettes par différents agonistes, la P-sélectine est déchargée de ces granules et elle est détectable en surface des plaquettes. Un prélèvement de sang est réalisé sur tube citraté (BD Vacutainer, BD Biosciences) puis stabilisé 1h avant d'être utilisé. Dans des tubes en verre, un volume de 50 pL de sang est ajouté dans un volume de 50 pL d'une solution de tampon phosphate contenant le polypeptide de SEQ n°1 à 50 pg/mL (correspond à 25 pg/mL en final) puis le tout est incubé 10 minutes à température ambiante. La réaction est ensuite stabilisée par ajout de 500 pL de tampon phosphate dans chaque tube. Dans des tubes de cytométrie, un volume de 20 pL du mix réactionnel précédemment décrit est ensuite ajouté à 20 pL d'une solution contenant soit un anticorps primaire antiCD62P couplé à la FITC (FITC Mouse Anti-Human CD62P, BD Biosciences) soit un anticorps isotype contrôle couplé à la FITC (FITC Mouse IgG1 K isotype control, BD Biosciences;) et est incubé 10 minutes à température ambiante dans l'obscurité. Un volume de 2 mL de tampon phosphate est ensuite ajouté dans chaque tube. La moyenne de fluorescence (MFI ; Mean Fluorescence lntensity) est rapidement mesurée à 520nm à l'aide d'un cytomètre en flux (LSRII, BD Biosciences). Un contrôle négatif est réalisé en remplaçant le polypeptide de SEQ n°1 par du tampon phosphate. Deux contrôles positifs sont réalisés en remplaçant le polypeptide de SEQ n°1 par l'activateur plaquettaire dérivé de la thrombine TRAP (kit de diagnostique clinique humain: PLT Gp/Receptors Kit (Biocytex) ou l'activateur ionophore A23187 (Calbiochem (Merck); Streptomyces chartreusensis). Un référent est réalisé en remplaçant le polypeptide par du collagène de type I utilisé à 50 pg/mL (Horm). La figure 3A correspond à une représentation d'un profil type de l'expression de la Psélectine en surface de plaquettes obtenu en cytométrie en flux pour le polypeptide de SEQ n°1 et du collagène de type I (Horm), collagène de référence. Le tableau de la figure 3B regroupe les intensités moyennes de fluorescence obtenues pour différents agonistes. Le TRAP et le calcium ionophore sont utilisés comme contrôles positifs d'activation. Le polypeptide de SEQ n°1 présentant des tailles de particules supérieures à 2 pm est capable d'induire l'activation des plaquettes caractérisée par l'expression en surface de la P- sélectine. Cette activation est équivalente à celle induite par le collagène de type I fibrillaire (fibres supérieures à 1 pm), utilisé à la même concentration. Le polypeptide de SEQ n°1 présentant des tailles de particules inférieures à 2 pm (SEQ N°1 + 20 mM HCI) est également capable d'induire l'expression de la P-sélectine et donc l'activation des plaquettes mais de façon moins importante (47.3 vs. 70.4 MFI). Mesure de l'agrégation plaquettaire induite par du collagène en fonction de la taille des particules La préparation à base du polypeptide de SEQ n°1 sous forme de particules possède une activité pro-agrégante sur les plaquettes sanguines humaines détectée à l'aide d'un thrombo-agrégomètre (société Soderel, Florange, France), selon la technique de référence (Born 1962). Le plasma riche en plaquettes (PRP) est mis en contact avec un agoniste (10 pL dans 290 pL de PRP) et l'éclaircissement du milieu (lié à la formation d'agrégats) est suivi en temps réel (courbe d'agrégation). En l'absence d'agrégation plaquettaire, le signal reste plat (milieu trouble persistant). Il est possible de vérifier l'absence ou la présence d'agrégats à l'examen du tube à la fin de la mesure. L'évaluation de la réponse en test d'agrégation plaquettaire est effectuée à 37°C, en agitation continue (1000 rpm). L'appareil est étalonné comme suit : 0% d'agrégation avec le plasma riche en plaquettes (préparation obtenue par centrifugation lente et concentration ajustée à 300 x 109 / L) et 100% d'agrégation avec le plasma pauvre en plaquettes (préparation obtenue par centrifugation rapide). La qualité des préparations plaquettaires est validée en vérifiant la réponse à des agonistes de référence (ADP 5 pM et collagène 1 pg/mL), utilisés pour la mise au point des thérapeutiques antiplaquettaires. Une protéine est considérée pro-agrégante quand elle est capable d'induire une agrégation supérieure à 40% et ce, de façon irréversible. La figure 4 présente un résultat d'agrégation obtenu avec le polypeptide de SEQ n°1 sous forme de particules. La voie 1 montre que la préparation du polypeptide de SEQ n°1 présentant des tailles de particules supérieures à 2 pm est capable d'induire l'agrégation des plaquettes en moins de 1 minute et de façon équivalente au collagène de type I Horm (voie 4), collagène de référence de forme fibrillaire. A l'inverse, le polypeptide de SEQ n°1 présentant des tailles de particules inférieures à 2 pm n'est pas capable d'induire l'agrégation des plaquettes (voie 2) même après 10 minutes. Cette absence d'activité n'est pas liée à la présence dans la solution de 20 mM de HCI car la voie 3 montre une agrégation normale des plaquettes lorsqu'elles sont stimulées par du collagène de type I, ajouté après 6 minutes, en présence de 20 mM de HCI. Ce résultat montre que pour obtenir une activité pro-agrégante le polypeptide de SEQ n°1 doit être structuré sous forme de particules de tailles supérieures à 2 pm. En conclusion, ces différents exemples ont montré que le polypeptide de SEQ n°1 est capable de se structurer sous forme de particules de taille comprise entre 1 et 6 pm, que ces particules possèdent la capacité de se lier au facteur Wllebrand, d'induire l'activation des plaquettes (expression de surface de la P-sélectine) et, uniquement lorsque la taille des particules est supérieure à 2 pm, de provoquer l'agrégation des plaquettes.. REFERENCES Spahn D et coll. Critical Care 2013, 17:R76 Fries D. Transfusion 2013; 53:91S-95S Lashof-Sullivan M et coll. Nanoscale 2013, 5, 10719-10728 Modery-Pawlowski C et coll. Biomaterials 2013: 516-541 Clementson K. ThrombosisResearch 2012 129 220-224 Pires M et Chmielewski J. J. Am. Chem. Soc. 2009 131, 2706-2712 Przybyla D et coll. J. Am. Chem. Soc. 2013, 135, 3418-3422 Kojima C et coll. J. Am. Chem. Soc. 2009 131, 30652-6053 Slatter D et coll. Peptides 2012 36, 86-93 Kar et coll. Jounal of Biological Chemistry 2006 vol 281, n°44 33283-33290 REVENDICATIONS1. Préparation injectable pour son utilisation dans le traitement des hémorragies comprenant : - des particules ou fibrilles de longueur inférieure à 10 pm, lesdites particules ou fibrilles comprenant des protéines ou peptides induisant l'adhésion et l'activation des plaquettes ; et - au moins un véhicule ou excipient pharmaceutiquement acceptable. 2. Préparation injectable pour utilisation selon la revendication 1 dans laquelle les protéines ou peptides induisent en outre l'agrégation des plaquettes. 3. Préparation injectable pour utilisation selon la revendication 1 ou 2 dans laquelle les protéines sont choisies parmi les collagènes ou les protéines recombinantes dont la séquence inclut au moins un polypeptide choisi parmi : - le polypeptide de la séquence ID n°1 ; - le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ; - un polypeptide présentant au moins 70% d'identité sur toute sa longueur avec le polypeptide de la séquence ID n°1 ou avec le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ; - un polypeptide ayant des séquences formées de la répétition de triplets GXY où G désigne la glycine et X et Y n'importe quels acides aminés répétés n fois avec n supérieur ou égal à 2. 4. Préparation injectable pour utilisation selon la revendication 1 ou 2 dans laquelle les peptides sont choisis parmi : - le polypeptide de la séquence ID n°1 ; - le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ;- un polypeptide présentant au moins 70% d'identité sur toute sa longueur avec le polypeptide de la séquence ID n°1 ou avec le polypeptide ayant la séquence de la position 25 à 184 de la séquence ID n°1 ; ou - un polypeptide ayant des séquences formées de la répétition de triplets GXY où G désigne la glycine et X et Y n'importe quels acides aminés répétés n fois avec n supérieur ou égal à 2. 5. Préparation injectable pour utilisation selon l'une des revendications précédentes dans laquelle les particules consistent en des peptides ou protéines choisies parmi les collagènes ou les protéines recombinantes. 6. Préparation injectable pour utilisation selon la revendication 5 dans laquelle les particules sont obtenues par coacervation, agrégation ou auto-assemblage. 7. Préparation injectable pour utilisation selon l'une des revendications 1 à 4 dans laquelle les particules comprennent des supports sur lesquels sont adhéré(e)s les peptides ou protéines. 8. Préparation injectable pour utilisation selon la revendication 7 dans laquelle les supports sont des microparticules organiques ou inorganiques, de préférence choisies dans le groupe comprenant l'albumine, les lipides, les métaux et leurs oxydes, le graphène, la silice et les polymères. 9. Préparation injectable pour utilisation selon la revendication 8 dans laquelle l'adhésion des protéines en surface des microparticules est réalisée par liaison covalente. 10. Préparation injectable pour utilisation selon l'une des revendications précédentes dans laquelle les particules ont un diamètre moyen allant de 1 à 6 pm. 11. Préparation injectable pour utilisation selon l'une des revendications précédentes dans laquelle le collagène ou les protéines sont pégylées ou pasylées.