FR 3018690 A1 20150925 FR 1452424 A 20140321 Nouveaux composés antimicrobiens, milieux réactionnels les comprenant, et leurs utilisations Domaine technique La présente invention concerne de nouveaux composés antimicrobiens, de nouveaux milieux réactionnels les comprenant, ainsi que leurs utilisations. En particulier, les nouveaux composés selon l'invention s'avèrent efficaces à l'encontre des micro-organismes multirésistants aux antimicrobiens et notamment à l'encontre des bactéries multirésistantes aux antibactériens conventionnels. Etat de la technique L'augmentation des micro-organismes présentant des résistances multiples aux agents antimicrobiens classiques (par exemple aux antibactériens) nécessite régulièrement la mise au point de nouveaux agents antimicrobiens dotés de modes d'action d'un nouveau type. Un manque préoccupant de nouveaux antimicrobiens, notamment concernant le traitement des bactéries à gram-négatif multirésistantes, comme celles produisant des carbapénémases, s'avère particulièrement préoccupant. Qui plus est, ces micro-organismes multirésistants sont susceptibles de donner lieu à des diagnostics erronés, générant des résultats faussement positifs lorsque lesdits micro-organismes multirésistants sont présents au sein de milieux réactionnels dits « spécifiques » d'autres micro-organismes, induisant ainsi des problèmes majeurs en termes de spécificité de détection. Les techniques de diagnostic microbiologique reposent encore largement sur des étapes de culture pour isoler les micro-organismes d'intérêt. Lorsqu'elles sont utilisées pour rechercher des pathogènes potentiellement présents en faible quantité au sein d'une flore microbienne commensale abondante, il est nécessaire d'utiliser des milieux de culture sélectifs. Ces milieux reposent notamment sur l'utilisation d'inhibiteurs spécifiques agissant sur les principales espèces de la flore commensale sans inhiber la croissance des pathogènes recherchés. À la fin des années 1970, des « peptides mimétiques » ont été développés pour leurs propriétés antibactériennes. Ceux-ci étaient typiquement constitués d'une partie « active » antibactérienne liée par liaison covalente à un ou plusieurs acide(s) aminé(s) destiné(s) à faciliter l'absorption de ces « peptides mimétiques » par l'intermédiaire du système de transport de peptides microbiens. Un clivage hydrolytique intracellulaire (dû à une activité aminopeptidase) libérait alors la partie active antibactérienne à l'intérieur des bactéries d'intérêt pour une interaction avec sa cible. A titre de « peptide mimétique », l'on peut citer l'alafosfaline (acide L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique), développée par la société Roche à la fin des années 1970. L'absorption bactérienne de l'alafosfaline est décrite dans la littérature comme étant accomplie par l'intermédiaire de LL-dipeptide perméases. Une fois à l'intérieur des bactéries cibles, la partie active antibactérienne, en l'espèce la fosfaline (acide L-1-aminoéthylphosphonique), est hydrolysée, puis se lie à l'alanine racémase, empêchant ainsi la synthèse de D-alanine, ingrédient essentiel pour la biosynthèse du peptidoglycane L'alafosfaline a été décrite comme possédant un large spectre d'activité antibactérienne 121, à la fois in vitro et in vivo, vis-à-vis de certains micro-organismes aérobies à Gram positif (Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, mais ni les streptocoques du Groupe A ni ceux du Groupe B comme les S. agalactiae, ni les Streptococcus pneumoniae), des bactéries anaérobies (Bacteroides sp. et Clostridium perfringens, mais pas Clostridium difficile) et de nombreuses espèces de bacilles à Gram négatif, mais pas Pseudomonas ou Acinetobacter. L'utilisation de l'alafosfaline a également était décrite dans la demande de brevet WO 02/22785 et dans le brevet EP-B-1325024 en tant qu'agent sélectif pour la mise au point d'un milieu de culture sélectif permettant l'isolement de micro-organismes appartenant à la famille Salmonella spp. Toutefois, Gibson et al. 131 mettent en évidence le fait que, dès 1984, l'alafosfaline s'avérait inactive contre de nombreuses souches bactériennes en raison de la fréquence élevée des souches résistantes. D'autres antibactériens synthétiques mis au point dans les années 1980 exploitaient une voie d'administration et/ou un mode d'action voisin(s). Par exemple, Cheung et al. 141 ont étudié l'activité antibactérienne de plusieurs dipeptides halogénés, parmi lesquels le L-echloroalanyl-L-g-chloroalanine. La g-chloroalanine, libérée par hydrolyse, apparaît interagir avec un certain nombre de systèmes enzymatiques, dont l'alanine racémase, et apparaît également présenter un large spectre d'activité antibactérienne Pl Dans le cadre d'une tentative d'optimisation des substrats de Cheung et al. Pl, le résidu g-Cl-L-Alanine (g-Cl-LAla) a été incorporé dans divers di- et tripeptides Pl Cependant, non seulement aucun des peptides ainsi obtenus n'a permis d'améliorer, de manière significative, l'activité antibactérienne du composé L-g-chloroalanyl-L-g-chloroalanine, mais les auteurs de cette publication ont conclu que les di- et tri-peptides comprenant un résidu L-alanyl étaient dénués d'activité antibactérienne, notamment en ce qui concerne les micro-organismes à Gram négatif Les auteurs de cette publication en ont déduit que l'absence d'activité antibactérienne observée pour ce qui concerne les résidus di- et tri-peptides comprenant un résidu L-alanyl pouvait être corrélée avec la propriété de la L-alanine de protéger l'alanine racémase des bactéries à Gram négatif contre les résidus g-Cl-L-Ala. En d'autres termes, une compétition semble s'opérer entre le résidu g-Cl-L-Ala et le résidu L-alanyl par rapport à l'alanine racémase. Toujours dans un souci d'optimisation, Atherton et al. 161 ont tenté de combiner, dans une même molécule, l'alafosfaline d'une part, et la g-chloro-L-alanine (g-Cl-L-ala), de l'autre. Toutefois, cette tentative s'est soldée par un échec, dans la mesure où cette molécule hybride ne présentait pas d'activité antibactérienne, malgré les propriétés antibactériennes connues de la g-chloroalanine Pl Atherton et al. avaient conclu que ce résultat était lié à l'incapacité des L,L dipeptide perméases à transporter efficacement ce composé au sein des bactéries. A l'heure où la résistance aux antimicrobiens classiques/conventionnels augmente, un objectif consiste donc à mettre au point de nouveaux composés antimicrobiens, tant sur le plan de la thérapie humaine ou animale, que sur le plan du diagnostic in vitro mettant en oeuvre ces nouveaux agents antimicrobiens en tant qu'agents sélectifs. Cette tâche est d'autant plus ardue que, tel qu'indiqué précédemment (cf. publications 151 et 161), les modifications et autres combinaisons de composés antimicrobiens existants sont susceptibles d'entraîner une diminution - voire une perte totale - de leur activité antimicrobienne. Exposé de l'invention La Demanderesse a découvert, de manière surprenante, que l'objectif susvisé était atteint par les composés de formule générale (I) : CH3 0% Ri N 13 /\ H (1) HO OH ainsi que leur(s) sel(s), dérivé(s) et analogue(s), dans laquelle R1 est une partie peptidique consistant en une séquence linéaire d'un à cinq résidus d'acide aminé ; ladite partie peptidique R1 comprenant au moins un résidu de 13- chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine. De préférence, ladite partie peptidique R1 est représentée par la formule générale (II) : 0 H ......./.....','c N---____ R2 dans laquelle R2 est un atome d'hydrogène ou une séquence linéaire d'un à quatre résidus d'acide aminé, comprenant avantageusement au moins un résidu de P-chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine, et/ou au moins un résidu de norvaline, de préférence de L-norvaline, et/ou au moins un résidu de méthionine, de préférence de L-méthionine. Par définition, lorsque R2 est un atome d'hydrogène, R1 est une partie peptidique comportant un seul résidu d'acide aminé, à savoir un résidu de P-chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine. Selon un mode de réalisation préféré, lorsque R2 est une séquence linéaire d'un à quatre résidus d'acide aminé, celle-ci comprend au moins un résidu de P-chloroalanine (de préférence P-chloro-L-alanine), et/ou au moins un résidu de norvaline (de préférence de Lnorvaline), et/ou au moins un résidu de méthionine (de préférence de L-méthionine). Avantageusement, le susdit résidu de P-chloroalanine (de préférence P-chloro-L-alanine), de norvaline (de préférence de L-norvaline) ou de méthionine (de préférence de L-méthionine) est directement lié par une liaison peptidique au résidu de P-chloro-L-alanine représenté sur la formule générale (II). Selon un mode de réalisation particulier, R2 consiste en un résidu de norvaline, de préférence de L-norvaline ou en un résidu de méthionine, de préférence de L-méthionine. Selon ce mode de réalisation particulier, R2 consiste avantageusement en un résidu de norvaline, préférablement de L-norvaline. Selon un mode de réalisation préféré, ladite partie peptidique R1 est représentée par la formule générale (III) : 0 CI13 10 15 N....,.... R3 H a H - . - , , 3, , , , ., , '( , N - . . . . . . ....._ 0 CI 13 20 dans laquelle R3 est un atome d'hydrogène ou une séquence linéaire d'un à trois résidus d'acide aminé ; comprenant avantageusement au moins un résidu de P-chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine. Par définition, lorsque R3 est un atome d'hydrogène, R1 est une partie peptidique 25 comportant uniquement deux résidus d'acide aminé identiques, à savoir deux résidus de 13- chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine, reliés l'un à l'autre par une liaison peptidique. Le motif ainsi constitué est dénommé «13-chloroalany1-13-chloroalanine ». Selon un mode de réalisation particulier, R3 comprend un résidu de norvaline, de préférence de L-norvaline, ou un résidu de méthionine, de préférence de L-méthionine. Avantageusement, ledit résidu de norvaline (de préférence de L-norvaline) ou de méthionine (de préférence de L-méthionine) est directement lié par une liaison peptidique au motif 13-chloroalany1-13-chloroalanine (de préférence de 13-chloro-L-alany1-13-chloro-L- alanine) représenté sur la formule générale (III). Comme cela est bien connu de l'homme du métier, la formation de cette liaison peptidique est obtenue par une réaction de condensation entre la fonction amine primaire du motif p-chloroalanyl-p-chloroalanine (de préférence de 13-chloro-L-alany1-13-chloro-L-alanine) et la fonction acide carboxylique de la norvaline (de préférence de L-norvaline) ou de la méthionine (de préférence de L- méthionine), afin de former une liaison peptidique entre ledit motif 13-chloroalany1-13- chloroalanine et ladite norvaline (de préférence de L-norvaline) ou ladite méthionine (de préférence de L-méthionine). Selon un mode de réalisation particulier, R3 consiste en un résidu de norvaline, de préférence de L-norvaline, ou un résidu de méthionine, de préférence de L-méthionine. De préférence, ladite partie peptidique R1 du composé de formule générale (I) consiste en un enchaînement linéaire de deux à trois, et de préférence de deux résidus d'acide aminé. De manière générale, lesdits résidus d'acide aminé du composé antimicrobien selon l'invention sont sélectionnés parmi les formes L et D, de préférence L, des résidus de 13- chloroalanine, d'alanine, d'arginine, d'asparagine, d'acide aspartique, de cystéine, d'acide glutamique, d'acide gamma-glutamique, de glutamine, de glycine, d'histidine, d'isoleucine, de leucine, de lysine, de méthionine, de norvaline, de phenylalanine, de proline, d'acide pyroglutamique, de sarcosine, de sérine, de thréonine, de tryptophane, de tyrosine, de valine. Avantageusement, lesdits résidus d'acide aminé sont sélectionnés parmi les formes L et D, de préférence L, des résidus de P-chloroalanine, d'alanine, de méthionine, de norvaline et de valine. Selon un mode de réalisation préféré, le composé antimicrobien selon l'invention consiste en l'acide 13-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, l'acide 13-chloro-L-alany1-13-chloroL-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, ou un mélange des deux. Selon un mode de réalisation préféré de l'invention, la fonction amine N-terminale du composé antimicrobien selon l'invention est protégée par un groupement protecteur tel qu'un groupement tertiobutylocarbonyle, 9-fluorenylmethoxycarbonyl ou benzyloxycarbonyl. La présente invention concerne également un milieu réactionnel comprenant au moins un composé antimicrobien tel que défini précédemment, ledit composé étant présent dans une concentration finale comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L. Selon un mode de réalisation préféré, ledit milieu réactionnel est un milieu permettant la détection et/ou l'identification et/ou le dénombrement d'au moins un micro-organisme cible, de préférence au moins une bactérie cible, dans un échantillon susceptible de le contenir, tel qu'un échantillon d'origine industrielle ou d'origine clinique, dans lequel ledit au moins un composé est au moins un agent sélectif permettant d'inhiber la survie et/ou la croissance de(s) micro-organisme(s) non-cible(s) de façon à privilégier la survie et/ou la croissance dudit au moins un micro-organisme cible. Avantageusement, ledit milieu réactionnel est un milieu de culture comprenant au moins un nutriment permettant la croissance dudit au moins un micro-organisme cible, dans lequel ledit au moins un agent sélectif permet d'inhiber la croissance de(s) micro- organisme(s) non-cible(s) de façon à privilégier la croissance dudit au moins un microorganisme cible. De manière préférentielle, ledit milieu réactionnel comprend, en outre, un substrat enzymatique spécifique d'une activité enzymatique dudit au moins un micro-organisme cible. De préférence, ledit milieu réactionnel comprend au moins un agent sélectif consistant en : l'acide 13-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, de préférence à une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L, l'acide 13-chloro-L-alany1-13-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, de préférence à une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L, ou un mélange des deux. Selon un mode de réalisation avantageux, ledit milieu réactionnel permet la détection et/ou l'identification et/ou le dénombrement d'au moins un micro-organisme cible appartenant au genre Salmonella, de préférence ledit milieu comprenant : au moins un agent nutritif (tel que des peptones, par exemple d'origine porcine ou bovine) à une concentration comprise entre 0,2 et 30,0 g/L, éventuellement un tampon, au moins un marqueur chromogène, tel qu'un substrat enzymatique d'estérase et/ou un substrat enzymatique d'alpha-galactosidase, à une concentration comprise entre 0,05 et 15 ,0 g/L, de l'agar à une concentration comprise entre 9,0 et 28,0 g/L, et au moins un agent sélectif tel que défini précédemment, de préférence à une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L. Avantageusement, ledit milieu réactionnel comprend un mélange d'au moins un substrat enzymatique d'estérase et d'au moins un substrat enzymatique d'alpha-galactosidase. Il peut en outre comprendre un substrat enzymatique de glucosidase et/ou un substrat enzymatique de galactosidase. Un exemple de milieu réactionnel de ce type est illustré ci-après, au sein du tableau 2 (cf. exemple 3.1 infra). De préférence, le(s)dit(s) micro-organisme (s) non-cible (s) compris dans le groupe constitué par la famille des Enterobacteriaceae, le genre Enterococcus et le genre Staphylococcus, de préférence le(s) micro-organisme(s) non-cible(s) est/sont résistant(s) à au moins un antibactérien conventionnel. Un autre objet de l'invention concerne, l'utilisation in vitro d'un milieu réactionnel pour détecter et/ou identifier et/ou dénombrer au moins un micro-organisme cible, de préférence au moins une bactérie cible, dans un échantillon susceptible de le contenir, tel qu'un échantillon d'origine industrielle ou d'origine clinique. Un autre objet de l'invention concerne un procédé de détection et/ou d'identification et/ou 5 de dénombrement d'au moins un micro-organisme cible, de préférence au moins une bactérie cible, dans un échantillon susceptible de le contenir, tel qu'un échantillon d'origine industrielle ou d'origine clinique, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : a) ensemencer le milieu réactionnel tel que défini précédemment avec ledit échantillon, 10 b) si nécessaire incuber le tout durant un laps de temps suffisant pour permettre la détection et/ou l'identification et/ou le dénombrement d'au moins un microorganisme cible, c) identifier les colonies formées par ledit au moins un micro-organisme cible. 15 L'invention concerne également le composé antimicrobien, tel que défini ci-dessus, pour son utilisation en tant que médicament à usage humain ou vétérinaire. Un autre objet de l'invention concerne l'utilisation du composé tel que défini ci-dessus pour son utilisation en tant que médicament dans le traitement des infections microbiennes, de 20 préférence des infections bactériennes, humaines ou vétérinaires. Selon un mode de réalisation préféré, les composés de formule (I), ainsi que leurs sels, dérivés et analogues, sont particulièrement efficaces contre les bactéries présentant des résistances multiples (également dénommées multirésistantes) aux antibiotiques 25 conventionnels (notamment aux antibiotiques classiques), à des concentrations variant de 0,002 à 1024,0 mg/L préférentiellement de 0,003 à 32,0 mg/L, préférablement de 0,2 à 8,0 mg/L, avantageusement de 0,2 à 2,0 mg/L. Ainsi, la présente invention concerne de nouveaux composés antimicrobiens, 30 préférentiellement antibactériens (par exemple antibiotiques bactéricides ou antibiotiques bactériostatiques), permettant de traiter les infections microbiennes, et de préférence bactériennes, difficiles à traiter en utilisant des agents antibactériens conventionnels tels que des antibiotiques classiques, à savoir communément utilisés pour traiter lesdites infections. Par « résidu d'acide aminé », l'on entend, au sens de la présente invention, le reste d'un acide aminé d'intérêt après que celui-ci a établi au moins une liaison peptidique avec au moins un autre acide aminé. Par « composé antimicrobien », l'on entend un composé actif contre les micro-organismes, à savoir destiné à lutter contre ces derniers. Selon un mode de réalisation préféré, ce composé antimicrobien est un composé antibactérien, à savoir actif contre les bactéries (et destiné à lutter contre ces dernières). Au sens de la présente invention, le composé antibactérien peut être un antibiotique bactéricide, à savoir qui détruit des bactéries ou un antibiotique bactériostatique, à savoir qui bloque la croissance bactérienne ; en d'autres termes qui empêche la multiplication des bactéries sans nécessairement les tuer. A noter qu'un antibiotique peut être bactériostatique à faible dose et bactéricide à une dose plus élevée. Selon un autre mode de réalisation, le « composé antimicrobien », peut consister en un composé « antifongique ». Par « composé antifongique », l'on entend tout composé susceptible d'empêcher ou de ralentir la croissance d'une levure ou d'une moisissure. A titre indicatif, l'on peut citer notamment l'amphotéricine B, le fluconazole, l'itraconazole, le voriconazole, la cycloheximide. De préférence, lorsque l'on utilise au moins un agent antifongique, ce dernier est utilisé à des concentrations connues de l'homme du métier pour obtenir l'effet susvisé. Par « milieu réactionnel », l'on entend un milieu comprenant tous les éléments nécessaires à l'expression d'un métabolisme et/ou la survie et/ou la croissance des micro-organismes. Ce milieu réactionnel peut soit servir uniquement de milieu de révélation, soit servir de milieu de culture et de révélation. Dans le premier cas, la culture des micro-organismes peut être effectuée avant ensemencement, et, dans le second cas, le milieu réactionnel constitue également le milieu de culture. Le milieu réactionnel peut être solide, semi-solide ou liquide. Par « milieu semi-solide », l'on entend, par exemple, un milieu gélifié. L'agar est l'agent gélifiant traditionnel utilisé en microbiologie pour la culture des micro-organismes, mais il est possible d'utiliser d'autres agents gélifiants comme par exemple la gelrite, la gélatine, l'agarose ainsi que d'autres gélifiants naturels ou artificiels. Un certain nombre de préparations sont disponibles dans le commerce, comme par exemple l'agar Columbia, la gélose Trypcase-soja, la gélose Mac Conkey, la gélose Mueller Hinton ou plus généralement celles décrites dans le Handbook of Microbiological Media (CRC Press). Le milieu réactionnel selon l'invention peut en outre comprendre d'éventuels additifs comme par exemple des acides aminés, des peptones (dans une concentration appropriée et connue de l'homme du métier pour ne pas risquer d'annuler l'effet inhibiteur des composés antimicrobiens objet de la présente invention), un ou plusieurs facteurs de croissance, des hydrates de carbone, des acides aminés, des nucléotides, des minéraux, des vitamines, un ou plusieurs agents sélectifs, des tampons, un ou plusieurs agents gélifiants, etc. Ledit milieu réactionnel peut également comprendre un colorant. A titre indicatif, l'on peut citer comme colorant le bleu d'Evans, du rouge neutre, du sang de mouton, du sang de cheval, un opacifiant tel que l'oxyde de Titane, de la nitroaniline, du vert malachite, du vert brillant, un ou plusieurs indicateurs métaboliques, un ou plusieurs régulateurs métaboliques, etc. Ce milieu réactionnel peut, par exemple, se présenter sous forme liquide à savoir de gel prêt à l'emploi, c'est-à-dire prêt à l'ensemencement en tube, flacon ou sur boîte de Petri. L'homme du métier peut également utiliser une bi-boite, permettant de comparer aisément deux milieux, comprenant différents substrats ou différents mélanges sélectifs, sur lesquels un même échantillon biologique aura été déposé. Le milieu réactionnel peut comprendre un ou plusieurs agents sélectifs. Par « agent sélectif», l'on entend tout composé susceptible d'empêcher ou de ralentir la croissance d'un micro-organisme dit « non-cible », à savoir autre que le ou les micro- organisme(s) cible(s). Sans être limitatif, une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L, est particulièrement adaptée à la présente invention. D'une manière générale, nous indiquons une concentration en agent sélectif comprise entre 0,01 mg/let 5,0 g/l. Par « détection », l'on entend la détection à l'oeil nu ou à l'aide d'un appareil optique de l'existence d'une croissance des micro-organismes cibles (de préférence des bactéries cibles). Lorsque le milieu réactionnel à partir duquel l'on souhaite détecter les micro- organismes cibles comprend un substrat chromogène ou fluorogène, la détection peut être effectuée à l'aide d'un appareil optique pour les substrats fluorogènes, ou à l'oeil nu ou à l'aide d'un appareil optique pour les substrats chromogènes. Par « dénombrement d'au moins un micro-organisme cible », l'on entend le fait de comptabiliser/quantifier le nombre de micro-organismes cibles, par exemple le nombre de colonies bactériennes lorsque le micro-organisme cible est une bactérie. Par « échantillon », l'on entend une petite partie ou petite quantité isolée d'une entité pour l'analyse. L'échantillon peut être d'origine industrielle, soit, selon une liste non exhaustive, un prélèvement d'air, un prélèvement d'eau, un prélèvement effectué sur une surface, une pièce ou un produit manufacturé, un produit d'origine alimentaire. Parmi les échantillons d'origine alimentaire, on peut citer de façon non exhaustive un échantillon de produits lactés (yaourts, fromages...), de viande, de poisson, d'oeufs, de fruits, de légumes, d'eau, de boisson (lait, jus de fruits, soda, etc.). Ces échantillons d'origine alimentaire peuvent aussi provenir de sauces ou de plats élaborés. Un échantillon alimentaire peut enfin être issu d'une alimentation destinée aux animaux, telle que notamment des farines animales ou végétales. L'échantillon peut être d'origine biologique, soit animale, végétale ou humaine. Il peut alors correspondre à un prélèvement de fluide biologique (sang total, sérum, plasma, urine, liquide céphalo-rachidien, sécrétion organique, selle, ...), un prélèvement externe (peau, nez, gorge, périnée, rectum, vagin, ...) ou tissulaire ou des cellules isolées. Ce prélèvement peut être utilisé tel quel ou, préalablement à l'analyse, subir une préparation de type enrichissement, extraction, concentration, purification, selon des méthodes connues de l'homme du métier. Le contrôle microbiologique correspond à l'analyse d'un échantillon dans le but de détecter et/ou dénombrer des micro-organismes suspectés/susceptibles d'être présents au sein dudit échantillon. A titre de nutriment permettant la croissance d'au moins un micro-organisme cible sur le milieu réactionnel ou au sein du milieu réactionnel selon l'invention, l'on peut notamment citer les acides aminés, des peptones (dans une concentration appropriée et connue de l'homme du métier pour ne pas risquer d'annuler l'effet inhibiteur des composés antimicrobiens objet de la présente invention), des hydrates de carbone, des nucléotides, des minéraux et des vitamines. Lorsque, le milieu réactionnel selon l'invention comprend en outre un substrat enzymatique spécifique d'une activité enzymatique d'au moins un micro-organisme cible, l'on utilise de préférence un substrat chromogène et/ou fluorogène. Par «substrat chromogène et/ou fluorogène », l'on entend un substrat permettant la détection d'une activité enzymatique ou métabolique des micro-organismes cibles/recherchés grâce à un signal détectable directement ou indirectement. Pour une détection directe, ce substrat peut être lié à une partie faisant office de marqueur, fluorescent ou coloré Pl Pour une détection indirecte, le milieu réactionnel selon l'invention peut comporter en sus un indicateur de pH, sensible à la variation de pH induite par la consommation du substrat et révélant le métabolisme des micro-organismes cibles. Ledit indicateur de pH peut être un chromophore ou un fluorophore. L'on citera, comme exemple de chromophore, le bromocresol pourpre, le bleu de bromothymol, le rouge neutre, le bleu d'aniline, le bleu de bromocresol. Les substrats enzymatiques chromogènes utilisables au sens de la présente invention peuvent être de différentes natures. Premièrement, il convient de mentionner les substrats à base d'indoxyl et ses dérivés qui, après hydrolyse et en présence d'oxygène, produisent un précipité variant du bleu au rose. Ces substrats à base d'indoxyl et ses dérivés sont particulièrement préférés au sens de la présente invention du fait de leur mise en oeuvre relativement aisée et de leur bonne sensibilité dans le cadre de la détection et/ou du dénombrement de bactéries. Leurs applications concernent essentiellement les activités enzymatiques de type osidases, estérases, lipases et phosphatases (la phosphatase étant une activité estérase de l'acide phosphorique). Bien adaptés à une utilisation sur support solide ou semi-solide (filtre, gélose, gel d'électrophorèse, etc.), ils le sont moins à une utilisation en milieu liquide (formation d'un précipité). Certains dérivés d'indoxyl de type Aldol® représentent des substrats enzymatiques d'intérêt au sens de la présente invention, dans la mesure où l'apparition d'un précipité coloré ne nécessite aucun ajout (oxygène, sels de métaux, etc.). L'utilisation de tels substrats enzymatiques peut donc s'avérer particulièrement avantageuse dans le cadre d'un ensemencement dans la masse des bactéries. Ces dérivés d'indoxyl de type Aldol® sont des dérivés d'indoxyl (1H-indoly1-3-y1) particuliers, à savoir des substrats à base d'indoxyl conjugués sur l'amine cyclique (N-arylés), tels que divulgués dans la demande de brevet PCT publiée sous la référence WO 2010/128120 (au nom de Biosynth® AG [CH]). Ces substrats enzymatiques peuvent être obtenus auprès de la société Biosynth® AG, et en particulier, peuvent être commandés via le site internet de la société Biosynth® AG, à savoir : http://www.biosynth.com. Deuxièmement, il existe des substrats enzymatiques à base d'hydroxyquinoline, de dihydroxyanthraquinone, de catéchol, de dihydroxyflavone ou d'esculétine et leurs dérivés qui, en présence de sels de fer, produisent un précipité coloré. Là encore, leurs applications concernent essentiellement des activités enzymatiques de type osidases, estérases et phosphatases. Troisièmement, l'on peut mentionner les substrats enzymatiques à base de nitrophénol et nitroaniline et dérivés, lesquels résultent en la formation d'un composé de couleur jaune. Ils permettent de détecter des activités osidases, estérases et phosphatases dans le cas de substrats à base de nitrophénol et des activités peptidases dans le cas de substrats à base de nitroaniline. Cependant, dans le cas de la détection d'activités peptidases, la nitroaniline libérée est toxique pour les bactéries que l'on souhaite identifier ou caractériser, ce qui peut s'avérer préjudiciable pour des analyses en cours ou ultérieures. D'autre part, ils sont généralement peu adaptés à une utilisation sur support solide et mieux adaptés à une utilisation en milieu liquide. De plus, la couleur (jaune) est peu contrastée dans les milieux biologiques (ce qui influe sur la sensibilité de détection des tests microbiologiques correspondants). Quatrièmement, il existe des substrats enzymatiques à base de naphthol et naphthylamine et ses dérivés. Dans ce cas, la réaction enzyme-substrat s'effectue en deux temps, le naphthol ou naphthylamine libéré par l'activité enzymatique subit un "azo-coupling" en présence d'un sel de diazonium qui est ajouté au moment de la révélation, conduisant à la formation d'un composé insoluble coloré. Ils permettent de détecter les activités osidases et estérases par l'intermédiaire du naphthol et les activités peptidases par l'intermédiaire de la naphthylamine. La réaction d'"azo-coupling" s'effectue dans un milieu souvent chimiquement agressif, toxique pour les bactéries et rendant l'échantillon inutilisable pour d'autres analyses, de plus les naphtylamines sont cancérigènes. Parmi les substrats enzymatiques fluorogènes utilisables au sens de la présente invention, l'on peut notamment citer les dérivés de coumarine, de fluorescéine, de rhodamine, de phénoxazine et d'hydroxyflavone, ou encore les substrats enzymatiques ELF®97 ou leurs dérivés. Selon un mode de réalisation préféré, lorsque le milieu réactionnel selon l'invention dans lequel les composés antimicrobiens selon l'invention sont utilisés en tant qu'agent sélectif afin de cibler spécifiquement une bactérie à Gram négatif (Gram-), telle que celle appartenant au genre Salmonella, ledit milieu réactionnel peut également comprendre au moins un système sélectif anti Gram positif (anti Gram+) et/ou antifongique. Les systèmes sélectifs anti Gram+ et/ou antifongique sont bien connus de l'homme du métier. A titre d'exemple, l'on peut citer les tensio-actifs, les glycopeptides, l'amphotéricine, les azolés, le cristal violet (liste non exhaustive) à des concentrations connues de l'homme du métier pour obtenir l'effet escompté, à savoir l'élimination des bactéries à Gram positif Par analogie, lorsque le milieu réactionnel selon l'invention utilise au moins un nouveau composé antimicrobien en tant qu'agent sélectif d'au moins une bactérie à Gram positif (Gram+), telle qu'une bactérie de l'espèce Staphylococcus aureus, l'on peut utiliser au moins un système sélectif anti Gram- et/ou antifongique, bien connu de l'homme du métier. A titre d'exemple, l'on peut citer l'aztréonam, les polymixines, l'acide nalidixique. Lorsqu'une incubation est nécessaire afin de permettre la croissance des micro-organismes cibles/recherchés, le milieu réactionnel selon l'invention ensemencé avec l'échantillon biologique à tester est incubé. Par « incuber », l'on entend porter et maintenir entre 1 et 48 heures, préférentiellement entre 4 et 24 heures, plus préférentiellement entre 16 et 24 heures, à une température appropriée, généralement comprise entre 20°C et 50°C, préférentiellement entre 30 et 45 °C. Par « au moins un micro-organisme cible», l'on entend, au sens de la présente invention, au moins un micro-organisme que l'on souhaite détecter et/ou identifier et/ou dénombrer. A l'inverse, par « micro-organismes non-cibles », l'on entend des micro-organismes que l'on ne souhaite pas détecter et/ou identifier et/ou dénombrer et qui ne présentent pas d'intérêt dans la mesure où l'on ne souhaite pas les détecter et/ou identifier et/ou dénombrer. Il est primordial de s'affranchir de ce ou ces micro-organisme(s) non-cible(s) dans la mesure où ceux-ci sont susceptibles d'induire des résultats faussement positifs et donc d'affecter la spécificité de la détection et/ou de l'identification et/ou du dénombrement dudit au moins un micro-organisme cible. Brève description des dessins et des figures La figure 1 présente la structure des six composés antimicrobiens A-F dont le pouvoir inhibiteur vis-à-vis des principaux groupes de bactéries est évalué dans l'exemple 2 infra (les nouveaux composés antimicrobiens selon l'invention étant illustrés par les structures C et E; les structures A, B, D et F concernant des composés de l'art antérieur). La figure 2, quant à elle, illustre les différentes étapes d'un procédé de synthèse pour la préparation du composé P-chloro-L-alanine de l'acide g-chloro-L-alanyl-L-1- aminoéthylphosphonique 18 (représenté par la structure C sur la figure 1) et de l'acide g- chloro-L-alanyl-g-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique 24 (pour la structure représentée par la structure E sur la figure 1). La figure 3 présente, de manière schématique, le procédé de synthèse d'un autre composé antimicrobien selon la présente invention, à savoir le composé L-Norvalinyl-L-13- chloroalanyl-DL-fosfaline 37. La figure 4 illustre les différentes étapes de synthèse d'un intermédiaire réactionnel permettant l'obtention du composé L-Norvalinyl-L-P-chloroalanyl-DL-fosfaline 37, à savoir l'ester 0-benzylique de P-chloro-L-alanine 32 (à partir de tBoc-L-sérine 41). La figure 5, quant à elle, représente les différentes étapes de synthèse d'un autre intermédiaire réactionnel permettant l'obtention du composé L-Norvalinyl-L-13- chloroalanyl-DL-fosfaline 37, à savoir l'ester diéthylique de DL-fosfaline 35. Description détaillée de l'invention Les exemples ci-après permettront de mieux appréhender la présente invention. Toutefois, ces exemples ne sont donnés qu'à titre illustratif et ne doivent en aucun cas être regardés comme limitant la portée de ladite invention d'une quelconque manière. Exemple 1: Procédé de synthèse des composés antimicrobiens C et E selon l'invention (figure 1) 1.1 Généralités La synthèse des composés de l'art antérieur représentés par les formules A, B, D et F sur la figure 1 est bien connue de l'homme du métier. Le procédé de synthèse des nouveaux composés antimicrobiens selon l'invention est illustré ci-après, pour les composés représentés par les formules C et E sur la figure 1. Ce procédé de synthèse est en outre schématisé en figure 2. Les réactifs et conditions utilisés dans le cadre de ce procédé de synthèse sont les suivants : i) bromure de benzyle, DBU, benzène ; ii) C13CCN, PPh3, DCM, Nz, t.a. ; iii) Hz, 10 % Pd/C, Me0H ; iv) PFP, DCC, Et0Ac ; v) DCC, DCM, DMF ; vi) HBr, AcOH, puis oxyde de propylène Les spectres RMN ont été obtenus sur un spectromètre Bruker Ultrashield 300 (à 300 MHz pour les spectres 1H et à 75 MHz pour les spectres 13C). Les déplacements chimiques sont indiqués en ppm en aval du tétraméthylsilane, en utilisant le chloroforme résiduel (6=7,26 en 1H RMN) ou le pic du milieu du triplet de carbone de CDC13 (6=77,23 en 13C RMN) comme étalon interne. Les points de fusion ont été obtenus au moyen d'un microscope à platine chauffante Reichart-Kofler et sont non corrigés. Les spectres infrarouges ont été enregistrés à l'aide d'un instrument PerkinElmer Spectrum BX FT-IR. Les spectres de masse à faible résolution ont été enregistrés sur un analyseur Bruker Esquire 3000plus en utilisant une source d'électrovaporisation en mode ion positif Les spectres à masse à haute résolution ont été obtenus sur un instrument LTQ Orbitrap XL en mode d'ionisation à nanopulvérisation. Les analyses élémentaires ont été effectuées à l'aide d'un Exeter Analytical CE-440 Elemental Analyzer. Tous les réactifs et solvants disponibles dans le commerce ont été obtenus auprès de Sigma-Aldrich, Alfa-Aesar, Fisher Scientific et Fluka et ont été utilisés sans aucune purification supplémentaire. La chromatographie sur couche mince a été effectuée sur des plaques au gel de silice Merck (60E-254). 1.2 Préparation de l'ester benzylique de tBoc-L-sérine 12 On a dissous de la tBoc-sérine 11 (16,60 g 81,0 mmol) dans du benzène (250 mL) et on a ajouté du DBU (18,90 g, 21,6 mL, 124,0 mmol). Au mélange réactionnel agité, on a ajouté goutte à goutte du bromure de benzyle (21,25 g, 15 mL, 124,0 mmol). Après agitation à température ambiante toute une nuit, la réaction a été neutralisée avec une solution 1 M de HC1 (150 mL). Le benzène a été éliminé sous pression réduite et le résidu a été repris dans de l'acétate d'éthyle. La solution a été lavée avec de la saumure, la couche organique a été séchée sur Na2SO4, puis le solvant a été éliminé sous vide pour donner le produit brut. Après chromatographie sur colonne (50 % d'éther de pétrole, 50 % d'acétate d'éthyle), on a obtenu l'ester benzylique de tBoc-sérine 12 sous forme de solide blanc (16,90 g 57,0 mmol, 71 %) ; point de fusion 61-63 °C (point de fusion de la littérature 69-70 °C 1161); [Trouvé : C, 60,63; H, 7,16; N, 4,64. Ci5H21N05 demande C, 61,00; H, 7,17; N, 4,74 %]; vniax/cm-1- 3417, 3356 (NH et OH), 1756 (C=0, ester), 1667 (C=0, carbamate), 1523 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) SH 1,44 (9H, s, C(CH3)3), 2,24 (1H, br, OH), 3,91 (1H, br d, J=11,1 Hz, CHa-3), 3,98 (1H, br d, J=11,1 Hz, CHb-3), 4,41 (1H, br, CH-2), 5,19 (1H, d, J=12,3 Hz, COOCHa), 5,24 (1H, d, J=12,3 Hz, COOCHb), 5,44 (1H, br, NH), 7,35-7,37 (5H, m, 5 x CH); I-3C RMN (75 MHz, CDC13) Sc 27,9 (CH3, C(CH3)3), 55,6 (CH, C-2), 63,3 (CH2), 67,1 (CH2), 80,1 (quat., C(CH3)3), 127,8 (2 x CH), 128,1 (CH), 128,3 (2 x CH), 134,9 (quat., CA,), 153,0 (quat., C=0), 170,3 (quat., C=0) ; SM (EST) m/z 318,3 (MNa+). 1.3 Préparation de l'ester benzylique de tBoc-13-chloro-L-alanine 13 À une solution d'ester benzylique de tBoc-sérine 12 (15,58 g 52,8 mmol) dans du dichlorométhane (200 mL), sous azote, on a ajouté du trichloro-acétonitrile (15,16 g 10,5 mL, 105,0 mmol), suivi de 10 minutes d'agitation à température ambiante. On a dissous de la triphénylphosphine (27,54 g 105,0 mmol) dans du dichlorométhane (150 mL) sous azote et on a ajouté goutte à goutte cette solution au mélange réactionnel agité. Après agitation à température ambiante toute une nuit, la réaction a été neutralisée avec de la saumure (250 mL) ; après séparation, la couche organique a été extraite avec de la saumure (3x 100 mL). La couche organique a été séchée sur sulfate de sodium anhydre et le solvant a été éliminé sous pression réduite pour donner le produit brut. Une purification par chromatographie sur colonne (70 % d'éther de pétrole, 30 % d'acétate d'éthyle) a donné le produit 13 sous forme de solide blanc (14,94 g, 47,6 mmol, 90 %) ; point de fusion 54-57 °C; [Trouvé : C, 57,53; H, 6,49; N, 4,38. Ci5H20C1N04 demande C, 57,42; H, 6,42; N, 4,46 %] ; vmax/cm-1- 3364 (NH), 1725 (C=0, ester), 1680 (C=0, carbamate), 1518 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) SH 1,45 (9H, s, C(CH3)3), 3,84 (1H, dd, J=3,3 et 11,4 Hz, CHa-3), 4,00 (1H, dd, J=3,3 et 11,4 Hz, CHb-3), 4,74 (1H, m, CH-2), 5,22 (1H, d, J=12,3 Hz, COOCHa), 5,27 (1H, d, J=12,3 Hz, COOCHb), 5,43 (1H, d, J=7,2 Hz, NH), 7,36 (5H, m, 5 x CH); I-3C RMN (75 MHz, CDC13) Sc 28,3 (CH3, C(CH3)3), 45,5 (CH2, C-3), 54,6 (CH, C-2), 67,8 (COOCH2), 80,5 (quat., C(CH3)3), 128,3 (CH), 128,6 (2 x CH), 128,6 (2 x CH), 134,9 (quat., C,), 155,0 (quat., C=0), 169,0 (quat., C=O); SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (Ci5H21NO4C1)+ 314,1154, trouvé 314,1159. 1.4 Préparation de l'ester benzylique de p-chloro-L-alanine HBr 14 On a dissous de l'ester benzylique de tBoc-13-chloro-L-alanine 13 (1,40 g 4,46 mmol) dans une quantité minimale d'acide acétique (5 mL), puis on a ajouté HBr dans AcOH (33 % m/m) (5,53 mL, 30,7 mmol de HBr) et on a agité le mélange réactionnel pendant 10 minutes à température ambiante. La réaction a été neutralisée avec de l'éther diéthylique (200 mL) et la solution a été gardée au congélateur toute une nuit. Pendant le repos, un solide blanc a précipité, lequel a été recueilli par filtration, et lavé avec de l'éther diéthylique froid pour donner le produit 14 (1,10 g, 3,6 mmol, 81 %) ; point de fusion 131-134 °C ; [Trouvé : C, 40,56; H, 4,51; N, 4,68. Cl0Hl3BrC1NO2 demande C, 40,77; H, 4,45; N, 4,75 %] ; vmax/cm-1- 2950, 2875, 2846 (br NH3), 1750 (C=0, ester), 1489, 1228, 1208 (C-0) ; 1-11 RMN (300 MHz, D20) Su 4,17 (1H, dd, J=3,3 et 12,6 Hz, CHa-3), 4,31 (1H, dd, J=3,3 et 12,6 Hz, CHb-3), 4,81 (1H, m, CH-2), 5,31 (1H, d, J=12,3 Hz, COOCHa), 5,39 (1H, d, J=12,3 Hz, COOCHb), 7,55 (5H, m, 5 x CHAr) ; I-3C RMN (75 MHz, D20) Sc 41,8 (CH2, C-3), 53,9 (CH, C-2), 69,2 (COOCH2), 128,7 (2 x CH), 128,9 (2 x CH), 129,1 (CH), 134,5 (quat., CA,), 167,0 (quat., C=0) ; SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (CloH1335C1NO2)+ 214,0629, trouvé 214,0630. 1.5 Préparation du composé tBoc-fl-chloro-L-alanine 15 OH 0 On a dissous de l'ester benzylique de tBoc-13-chloro-L-alanine 13 (1,57 g, 5,0 mmol) dans du méthanol (50 mL) et on a ajouté du palladium à 10 % sur charbon (0,16 g) dans de l'acétate d'éthyle (20 mL). La réaction a été agitée sous une pression de 1,5 bar de H2 toute une nuit Le catalyseur a été éliminé par filtration à travers un bouchon de Célite et lavé avec du méthanol (200 mL). Après élimination du méthanol sous pression réduite, le produit brut a été purifié par chromatographie sur colonne (95 % de dichlorométhane, 5 % de méthanol) pour donner le produit 15 sous forme de solide blanc (0,99 g 4,4 mmol, 88 %) ; point de fusion 119-123 °C (point de fusion de la littérature 123-125 °C (13)) ; vmax/cm-1- 3434 (NH), 2975 (OH), 1752 (C=0), 1734 (C=0), 1677, 1521 (amide II), 1370, 1212; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) 6111,47 (9H, s, C(CH3)3), 3,90 (1H, dd, J=2,7 et 11,1 Hz, CHa-3), 4,05 (1H, d, J=11,1 Hz, CHb-3), 4,78 (1H, m, CH-2), 5,47 (1H, d, J=6,3 Hz, NH) ; I-3C RMN (75 MHz, CDC13) bc 28,3 (CH3, C(CH3)3), 45,2 (CH2, C-3), 54,3 (CH, C-2), 80,9 (quat., C(CH3)3), 155,3 (quat., C=0, C-4), 173,2 (quat., C=0, C-1) ; SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (C81-113N0435C1)- 222,0539, trouvé 222,0541. 1.6 Préparation de l'ester de pentafluorophénol de tBoc-13-chloro-L- alanine 16 On a dissous de la tBoc-13-chloro-L-alanine 15 (1,16 g 5,2 mmol) et du pentaf1uorophénol (0,95 g, 5,7 mmol) dans de l'acétate d'éthyle (25 mL) et on a refroidi dans un bain de glace. On a ajouté du dicyclohexylcarbodiimide (1,05 g 5,7 mmol) et la solution a été agitée pendant 3 heures. Le sous-produit d'urée précipité a été éliminé par filtration. Le résidu a été concentré sous pression réduite et tout précipité supplémentaire a été éliminé par filtration. L'acétate d'éthyle restant a été éliminé par évaporation. L'huile ainsi obtenue a été triturée avec de l'éther de pétrole pour donner le produit 16 sous forme de solide blanc (3,35 g, 8,6 mmol, 69 %) qui a été recueilli par filtration ; point de fusion 128-131 °C ; [Trouvé : C, 43,53 ; H, 3,49; N, 3,63. C141-11335C1F5N04 demande C, 43,15; H, 3,36; N, 3,59 %] ; vmax/cm-1 3367 (NH), 1780 (C=0), 1681 (C=0), 1518 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) SH 1,48 (9H, s, C(CH3)3), 3,94 (1H, dd, J=3,6 et 11,4 Hz, CHa-3), 3,96 (1H, dd, J=3,6 et 11,4 Hz, CHb-3), 5,10 (1H, br t, J=3,6 Hz, CH-2), 5,46 (1H, d, J=7,5 Hz, NH) ; I-3C RMN (75 MHz, CDC13) Sc 28,25 (CH3, C(CH3)3), 44,78 (CH2, C-3), 54,55 (CH, C-2), 81,26 (quat., C(CH3)3), 118,94 (m, CFA,), 154,74 (quat., C-1'), 154,79 (quat., C=0, C-4), 166,77 (quat., C=0, C-1) ; I-9F RMN (282 MHz, CDC13) 6F161,67 (2F, t, J=19,8 Hz, CF-3' et 5'), -156,73 (1F, t, J=23,1 Hz, CF-4'), - 151,63 (2F, d, J=18,9 Hz, CF-2' et 6') ; SM (EST) m/z 388,8 (M-H)-. 1.7 Préparation de l'ester diéthylique de tBoc-13-chloro-L-alanyl-L-fosfaline 17 On a dissous de l'ester diéthylique de L-fosfaline 3 (1,10 g, 6,1 mmol) dans du DCM sec (50 mL) et on a refroidi dans un bain de glace. On a ajouté par portions de l'ester de tBoc-13- chloro-alanylpentafluorophénol 16 (2,37 g, 6,1 mmol) et le mélange réactionnel a été agité à température ambiante jusqu'à achèvement. La réaction a été neutralisée avec de l'eau (150 mL), puis on a extrait avec du dichlorométhane (3 x 100 mL). La couche organique a été séchée sur Mg504 anhydre et le solvant a été éliminé sous vide. Le résidu a été purifié par chromatographie sur colonne (50 % d'éther de pétrole, 50 % d'acétate d'éthyle jusqu'à 90 % d'acétate d'éthyle, 10 % de méthanol) pour donner le produit 17 sous forme de solide blanc (1,45 g, 3,8 mmol, 62 %) ; point de fusion 80-83 °C; [Trouvé : C, 43,46; H, 7,27; N, 7,21. Ci4H28C1N206P demande C, 43,47; H, 7,30; N, 7,24 %] ; vmax/cm-1- 3303, 3215, 3065, 2978 (NH), 1716 (C=0), 1667 (C=0), 1555, 1518 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) SH 1,25-1,42 (9H, m, 3 x CH3), 1,46 (9H, s, C(CH3)3), 3,73 (1H, dd, J=4,2 et 11,1 Hz, CHa-3), 4,00 (1H, dd, J=4,2 et 11,1 Hz, CHb-3), 4,07-4,18 (4H, m, 2 x OCH2), 4,39-4,54 (2H, m, CH-2 et 2'), 5,35 (1H, d, J=8,4 Hz, NH), 6,77 (1H, d, J=8,7 Hz, NH) ; I-3C RMN (75 MHz, CDC13) Sc 15,8 (CH3, C-3'), 16,3-16,5 (2 x CH3, m, CH3CH20), 28,2 (3 x CH3, C(CH3)3), 40,3 (CH), 42,4 (CH), 44,9 (CH2, C-3), 62,6 (CH2, d, J=6,75 Hz, OCH2CH3), 62,9 (CH2, d, J=6,6 Hz, OCH2CH3), 80,8 (quat., C(CH3)3), 155,0 (quat., C=0), 168,3 (quat., C=O); 31P RMN (121,5 MHz, CDC13) bp 24,6 (m) ; SM (EST) m/z 387,3 (MH+), 409,3 (MNa+), 385,1 (M-). 1.8 Obtention du composé 13-chloro-L-alanyl-L-fosfaline 18 (composé C sur la figure 1) Cl 0 G 0 1 111 2' P)(° H3N ......./ t " 0F1 z 3' On a agité de l'ester diéthylique de tBoc-P-chloro-L-alanyl-L-fosfaline 17 (1,33 g 3,4 mmol) dans 33 % m/m de HBr dans de l'acide acétique (17 mL) pendant 24 h. Le mélange réactionnel a été déversé dans de l'éther diéthylique (200 mL) et placé au congélateur (- 15 °C) toute une nuit. L'éther diéthylique a été décanté et le précipité résiduel a été repris dans une quantité minimale de méthanol (environ 10 mL). Ensuite, on a ajouté de l'oxyde de propylène en grand excès (environ 250 mL). Le précipité hygroscopique a été filtré et recristallisé à partir d'eau et d'acétone pour donner le produit 18 sous forme de solide blanc (0,99 g, 3,2 mmol, 93 %) ; point de fusion 210-212 °C ; [Trouvé : C, 25,80; H, 5,21; N, 12,04. C51-112C1N204P demande C, 26,04; H, 5,25; N, 12,15 %] vmax/cm-1- 3258 (br NH), 3100, 2930 (br) (OH), 1654 (C=0), 1565, 1514 (amide II), 1038; 1-11 RMN (300 MHz, D20) ISH 1,30 (3H, dd, J=7,2 et 15 Hz, CH3-3'), 3,97-4,11 (3H, m, CH2-3 et CH-2'), 4,39 (1H, m, CH-2) ; I-3C RMN (75 MHz, D20) 6c 15,2 (CH3, C-3'), 42,6 (CH2, C-3), 44,2 (CH, d, J=147,9 Hz, C-2'), 54,2 (CH, C2), 165,6 (quat., C=0, C-1) ; 31-P RMN (121,5 MHz, CDC13) bp 18,6 (m) ; SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (C51-111N204P35C1)- 229,0150, trouvé 229,0154. 1.9 Préparation de l'ester benzylique de tBoc-13-chloro-L-alany1-13-chloro-Lalanine 19 On a dissous du bromohydrate d'ester benzylique de P-chloro-L-alanine 14 (1,13 g 3,9 mmol) dans du DMF (30 mL) et on a ajouté à une solution d'ester de pentaf1uorophénol de tBoc-13-chloro-L-alanine 16 (1,50 g 3,9 mmol) dans du dichlorométhane (10 mL) à 0 °C. À 0 cette solution, on a ajouté goutte à goutte de la diisopropyléthylamine (0,50 g, 0,66 mL, 3,9 mmol). Le mélange ainsi obtenu a été agité à température ambiante pendant 2 heures, puis chauffé à 35 °C, et l'avancement de la réaction a été surveillé par CCM (80 % d'éther de pétrole, 20 % d'acétate d'éthyle). Une fois la réaction terminée, elle a été neutralisée avec une solution 1M de HC1 (50 mL) et la couche organique a été lavée avec de l'eau (100 mL) et de la saumure (100 mL). La couche organique a été séchée sur sulfate de sodium anhydre et le solvant a été évaporé sous vide. Le produit brut a été purifié par chromatographie sur colonne à gradient (de 80 % d'éther de pétrole, 20 % d'acétate d'éthyle ; à 50 % d'éther de pétrole, 50 % d'acétate d'éthyle) pour donner le produit 19 sous forme de solide blanc (1,16 g, 2,8 mmol, 70 %) ; point de fusion 89-91 °C ; [Trouvé : C, 51,83; H, 5,78; N, 6,78. C181-12435C12N205 demande C, 51,56; H, 5,77; N, 6,68 %] ; vmax/cm-1- 3336 (NH), 3321 (NH), 1739 (C=0), 1655 (m, C=0), 1508 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) ISH 1,48 (9H, s, C(CH3)3), 3,73 (1H, dd, J=4,8 et 11,1 Hz, CH), 3,89-4,06 (3H, m, 3 x CH), 4,55 (1H, br, CH), 4,98 (1H, m, CH), 5,24 (2H, m, C00CH2), 5,35 (1H, br, NH), 7,25 (1H, br, NH), 7,37 (5H, br s, 5 x CHAr) ; I-3C RMN (75 MHz, CDC13) 6c 28,24 (CH3, C(CH3)3), 33,90 (CH2Ph), 44,5 (CH), 44,60 (CH2), 53,61 (CH), 68,13 (CH2), 81,37 (quat., C(CH3)3), 128,22 (CH,), 128,41 (CH,), 128,69 (CH), 134,71 (quat.), 168,19 (2 x quat., C=0), 168,90 (quat., C=O); SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (C181-125N20535C1)+ 419,1135, trouvé 419,1139. 1.10 Préparation du composé tBoc-13-chloro-L-alany1-13-chloro-L-alanine 20 CI 0 0 H >r)-L, ..., 4 IN 2 ' OH H E 0 , 6 3 -Ci On a dissous de l'ester benzylique de tBoc-13-chloro-L-alanine-13-chloro-L-alanine 19 (1,00 g 2,4 mmol) dans du méthanol (50 mL) et on a ajouté du palladium à 10 % sur charbon (0,10 g) dans de l'acétate d'éthyle (20 mL). Le mélange réactionnel a été agité sous une atmosphère de H2 (1,8 bar) pendant 24 h, puis a été filtré à travers un bouchon de Célite et lavé avec du méthanol (200 mL). Les solvants ont été éliminés sous vide et, après purification par chromatographie sur colonne (95 % de DCM, 5 % de méthanol), on a obtenu lors d'une trituration avec de l'éther de pétrole le produit 20 sous forme de solide blanc (0,52 g, 1,6 mmol, 66 %) ; point de fusion 72-74 °C; vmax/cm-1- 3320 (NH), 2978 (NH), 1724 (C=0), 1665 (C=0), 1530 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, DMSO-d6) ISH 1,39 (9H, s, C(CH3)3), 3,67 (1H, dd, J=8,4 et 11,1 Hz, CH), 3,79-3,95 (3H, m, CH2 et CH), 4,36 (1H, br, CH), 4,61-4,67 (1H, m, CH), 7,16 (1H, d, J=8,1 Hz, NH), 8,38 (1H, d, J=7,5 Hz, NH) ; SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (C111-11735C12N205)- 327,0520, trouvé 327,0517; 1.11 Préparation de l'ester de pentafluorophénol de tBoc-13-chloro-L-alany1-13- chloro-L-alanine 22 On a dissous de la tBoc-13-chloro-L-alany1-13-chloro-L-alanine 20 (0,48 g, 1,46 mmol) dans de l'acétate d'éthyle (50 mL) et on a refroidi dans un bain de glace, suivi par l'addition de pentafluorophénol (0,29 g, 1,56 mmol) et de dicyclohexylcarbodiimide (0,33 g, 1,61 mmol). La solution a été agitée à 0 °C pendant 2 heures et l'urée précipitée a été éliminée par filtration. Le résidu a été concentré sous vide et toute nouvelle précipitation a également été éliminée par filtrage. L'acétate d'éthyle a été éliminé sous vide et l'huile ainsi obtenue a été triturée avec de l'éther de pétrole pour donner le produit 22 sous forme de solide blanc (0,65 g, 1,3 mmol, 89 %), qui a été recueilli par filtration et emmené à l'étape suivante sans autre purification ; vmax/cm-1- 3334 (NH), 3006, 2970, 2939 (NH), 1787 (C=0), 1688 (C=0), 1664 (C=0), 1514 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) ISH 1,46 (9H, s, C(CH3)3), 3,76 (1H, dd, J=4,7 et 11,3 Hz, CHa), 3,98 (1H, dd, J=3,5 et 11,7 Hz, CH,), 4,06 (1H, dd, J=4,4 et 11,3 Hz, CHb), 4,16 (1H, dd, J=3,2 et 11,7 Hz, CHd), 4,53 (1H, br, CH), 5,32-5,37 (2H, m, CH et NH), 7,31 (1H, d, J=7,1 Hz, NH) ; 1.12 Préparation de l'ester diéthylique de tBoc-13-chloro-L-alany1-13-chloro-Lalanyl-L-fosfaline 23 Ci 0 3" H f o 2 1 " H H 1 0 3' ,C) Ci 1 On a dissous de l'ester de pentafluorophénol de tBoc-13-chloro-L-alany1-13-chloro-L- alanine 22 (0,95 g, 1,9 mmol) et du diéthyl 1-aminoéthylphosphonate 3 (0,32 g 1,9 mmol) dans du dichlorométhane (25 mL) à 0 °C, puis on a agité à température ambiante jusqu'à achèvement de la réaction, suivi par une CCM. Après extraction avec de l'eau (100 mL), la couche organique a été séchée sur MgSO4 anhydre et les composants volatils ont été éliminés sous pression réduite. Le solide brut a été purifié par chromatographie sur colonne (97 % de DCM, 3 % de Me0H) pour donner le produit 23 sous forme de solide blanc (0,62 g 1,3 mmol, 66 %) ; point de fusion 154,6-155,9 °C; vmax/cm-1- 3291, 3265, 2962, 2848 (NH), 1680 (C=0), 1639 (C=0), 1523 (amide II) ; 1-11 RMN (300 MHz, CDC13) SH 1,35-1,41 (9H, m, 3 x CH3), 1,48 (9H, s, C(CH3)3), 3,73-3,80 (2H, m, CHa-3 et CHa-3'), 4,01-4,2 (6H, m, CHb-3, CHb- 3' et 2 x OCH2), 4,43-4,54 (2H, m, CH-2" et CH-2), 4,79-4,84 (1H, m, CH-2'), 5,38 (1H, d, J=6,9 Hz, NH), 7,05 (1H, d, J=9,0 Hz, NH), 7,19 (1H, d, J=7,8 Hz, NH) ; I-3C RMN (75 MHz, CDC13) Sc 15,7 (CH3, C-3'), 16,6 (CH3, OCH2CH3), 16,7 (CH3, OCH2CH3), 28,4 (3 x CH3, C(CH3)3), 40,7 (CH), 44,5 (CH2), 44,6 (CH2), 49,4 (CH), 54,1 (CH), 62,8 (CH2, d, 1=15,5 Hz, OCH2CH3), 63,1 (CH2, d, J=15,7 Hz, OCH2CH3), 81,6 (quat., C(CH3)3), 156,9 (quat., C=0), 168,9 (quat., C=0), 177,3 (quat., C=O); SM m/z 514,3, 515,2, 516,2 (MNa+) ; SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (C17H33N207P35C12)+ 492,1428, trouvé 492,1422. 1.13 Obtention de la 13-chloro-L-alany1-13-chloro-L-alanyl-L-fosfaline 24 15 (composé E sur la figure 1) On a dissous de l'éther diéthylique de tBoc-13-chloro-L-alany1-13-chloro-L-alanyl-L-fosfaline 23 (0,36 g 0,7 mmol) dans de l'acide acétique (5 mL) et on a ajouté HBr dans de AcOH (33 % m/m (4 mL). La solution a été agitée à température ambiante toute une nuit, puis la 20 réaction a été neutralisée avec de l'éther diéthylique (200 mL). Après repos au congélateur (-15 °C) pendant 4 h, l'huile brune ainsi obtenue a été séparée par décantation de l'éther diéthylique. Le produit brut a été ensuite lavé avec de l'éther diéthylique froid (5x 50 mL). Le résidu a été repris dans du méthanol (3 mL) et, à l'addition d'oxyde de propylène (150 mL), un précipité blanc s'est formé. La couche liquide a été décantée et le résidu a été 25 trituré avec de l'éther diéthylique froid (5x 30 mL) pour donner le produit 24 sous forme de solide blanc (0,18 g 0,4 mmol, 59 %) ; point de fusion 157-159 °C ; vmax/cm-1- 3285, 3258 (br NH), 1646 (br) (C=0), 1539 (large amide II), 1152, 1044; 1-11 RMN (300 MHz, D20) SH 1,37 (3H, dd, J=7,2 et 15,3 Hz, CH3-3"), 3,98-4,2 (5H, m, CH2-3 et CH2-3' et CH), 4,62 (1H, t, J=4,8 Hz, CH), 4,87-4,90 (1H, m, CH) ; I-3C RMN (75 MHz, D20) Sc 15,4 (CH3, C-3"), 42,4 (CH2), 30 43,4 (CH2), 45,1 (CH, C-2"), 53,8 (CH), 55,1 (CH), 166,8 (quat., C=0), 168,9 (quat., C=0) ; SMHR (ionisation par nanopulvérisation) calculé pour (C81-115N305P35C12)- 336,0102, trouvé 336,0096. Exemple 2 : Evaluation de l'activité antibactérienne des composés antimicrobiens C et E synthétisés selon l'Exemple 1 2.1 Introduction Cet exemple 2 présente les résultats d'une étude visant à: - évaluer l'activité antibactérienne des composés selon l'invention, tels que synthétisés à l'Exemple 1, à savoir les composés C et E tels que représentés sur la figure 1, et - mettre en perspective cette activité antibactérienne avec celle obtenue par trois peptides mimétiques de l'art antérieur, à savoir les composés A, B et D de la figure 1 et la fosfomycine (composé F). L'activité antibactérienne des cinq composés A-E a été évaluée avec une large collection de 297 bactéries qui incluaient une prédominance de souches multirésistantes y compris des entérobactéries productrices de carbapénémase (n = 128), des staphylocoques dorés résistants à la méticilline (n = 37) et les entérocoques résistants aux glycopeptides (n = 43). La fosfomycine, un antibiotique présent naturellement contenant également un groupe acide phosphonique (F) a été inclus à des fins de comparaison. Pour rappel, les composés A-F sont les suivants : A: acide L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique (alafosfaline) ; B : acide L-alanyl-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique (di-alanyl fosfaline) ; C : acide g-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique (S-Cl-alafosfaline) ; D : g-chloro-L-alanyl-g-chloro-L-alanine (S-Cl-Ala-S-Cl-Ala) ; E : acide g-chloro-L-alanyl-g-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique (S-Cl-Ala-S-Clalafosfaline) ; F : phosphonate de [(2R,3S)-3-méthyloxiran-2-yl] disodique (fosfomycine). 2.2 Matériels et méthodes Agents antibactériens et milieux. La fosfomycine, l'alafosfaline, le glucose-6-phosphate et tous les ingrédients du milieu gélosé sans antagoniste ont été achetés auprès de Sigma Chemical Company, Poole, Royaume-Uni. Le milieu gélosé IsoSensitest a été acheté auprès d' Oxoid, Basingstoke, Royaume-Uni. Isolats bactériens. Les entérobactéries (n = 197) ont été obtenues auprès de diverses sources internationales et toutes possédaient des g-lactamases qui ont été définies à un niveau moléculaire par des laboratoires de référence et/ou des experts reconnus dans le domaine. Celles-ci incluaient Citrobacter freundii (n = 5), d'autres espèces de Citrobacter (n = 4), Enterobacter aerogenes (n = 1), Enterobacter cloacae (n = 27), Escherichia cou i (n = 53), Klebsiella oxytoca (n = 5), Klebsiella pneumoniae (n = 87), Kluyvera spp (n= 1), Proteus mirabilis (n = 8), Providencia rettgeri (n = 2), Salmonella spp (n = 3), et Serratia marcescens (n = 1). Parmi ces 197 isolats, il y avait 128 (65 %) producteurs de carbapénémase, y compris ; 87 avec NDM-1, 9 avec IMP, 11 avec KPC, 14 avec OXA-48 et 7 avec VIM. La plupart des producteurs de carbapénémase ont produit conjointement des ,8-lactamases à spectre étendu (BLSE) ou des céphalosporinases (AmpC -lactamases), mais celles-ci ne sont pas documentées à des fins de clarté. Parmi les isolats restants, 47 possédaient des BLSE (20 avec CTX-M, 19 avec un type SHV, et 8 avec un type TEM) et 22 possédaient des AmpC (3 avec ACC-1, 6 avec un type CMY, 6 avec DHA-1, 3 avec un type FOX et 4 avec un type LAT). Une collection de 50 isolats de staphylocoques dorés incluait 36 souches de S. aureus résistants à la méticilline (SARM) fréquemment rencontrées en Europe, y compris des souches isolées en Belgique, en Finlande, en France, en Allemagne, et au Royaume-Uni. Une autre souche de SARM, NCTC 11939, a été incluse en tant que témoin, ainsi qu'un témoin sensible à la méticilline (NCTC 6571). Douze autres isolats de staphylocoques dorés sensibles à la méticilline (SASM) récemment récupérés de cultures sanguines ont également été inclus. Enfin, 50 isolats d'entérocoques incluaient deux souches témoins (Enterococcus faecalis NCTC 755 et Enterococcus faecium NCTC 7171) et 48 isolats provenant d'échantillons cliniques obtenus auprès d'au moins trois hôpitaux différents. Les isolats cliniques incluaient E. faecalis (n = 10), E. faecium (n = 33), Enterococcus casseliflavus (n = 3), Enterococcus gallinarum (n = 2). Parmi les 50 isolats, 43 étaient résistants à la vancomycine, comme démontré par la valeur de CMI et la confirmation des gènes de résistance par PCR. Déterm" " m des co cer "rations minimales " dribitrices (CMI). Toutes les CMI ont été déterminées en utilisant un procédé de dilution en gélose 1161. Celui-ci a nécessité l'utilisation d'un milieu sans antagoniste défini (sans peptone), préparé de la manière décrite précédemment avec l'inclusion de 2 % de sang de cheval lysé à la saponine, 25,0 lig/mL de NAD et 25,0 lig/mL d'hémine[1.71. Les composés testés ont été dissous dans de l'eau désionisée stérile et incorporés dans le milieu gélosé à une plage de concentration de 0,0031 à 8,0 lig/mL (0,016 à 32 lig/mL pour les bactéries à gram-positif). Tous les isolats ont été préparés à une densité équivalente à 0,5 unité McFarland dans de l'eau désionisée stérile à l'aide d'un densitomètre (environ 1,5 x 108 UFC/mL), puis dilués à 1 pour 15. Une aliquote de 1 g de chaque suspension diluée a été ensuite placée sur des plaques avec un inoculateur multipoint pour donner l'inoculation finale recommandée de 10 000 UFC/point (ou « spot » en langue anglaise) 1161. Les CMI de la fosfomycine ont été déterminées par le même procédé, si ce n'est que l'on a utilisé le milieu IsoSensitest (Oxoid, Basingstoke, Royaume-Uni) complété avec 25,0 lig/mL de glucose-6-phosphate (Sigma, Poole, Royaume- Uni) et une plage étendue de concentrations en fosfomycine. Toutes les boîtes (y compris les témoins sans antimicrobien) ont été incubées 22 heures à 37 °C. Tous les essais ont été réalisés sur au moins deux réplicats indépendants afin d'examiner la reproductibilité. 2.3 Résultats Les concentrations minimales inhibitrices (CMI) 50 et 90 des cinq composés A-E ont été calculées et sont présentées dans le Tableau 1 infra. Ces valeurs correspondent respectivement à la plus petite concentration d'antibiotique suffisante pour inhiber in vitro 50 et 90 % de la croissance d'une souche de bactéries, respectivement CMIso et CMI90. Plus précisément, le Tableau 1 infra indique les CMI des six antimicrobiens vis-à-vis des principaux groupes de bactéries testés. L'alafosfaline a présenté une bonne activité vis-à-vis de la plupart des isolats d'entérobactéries, bien que différentes espèces aient montré différents degrés de sensibilité. Une forte activité a été observée vis-à-vis de 53 isolats d'E. cou, dont 35 isolats (66 %) étaient des producteurs de carbapénémase. La CMI90 pour E. coui était de 0,25 lig/mL et la croissance de tous les isolats a été inhibée par 2 lig/mL. On a trouvé que l'activité de l'alafosfaline était environ quatre fois plus élevée que celle de la fosfomycine. Bien que l'activité antibactérienne de l'alafosfaline vis-à-vis de E. cou i soit satisfaisante, tel qu'indiqué précédemment, l'activité de la S-Cl-alafosfaline vis-à-vis d'E. cou i s'est avérée être au moins deux fois celle de l'alafosfaline et au moins huit fois plus élevée que celle de la fosfomycine. La CMI90 était de 0,125 lig/mL et tous les isolats ont vu leur croissance inhibée par 0,5 lig/mL. K pneumoniae a été moins sensible à tous les composés testés lorsque l'on compare à E. cou, bien que de nombreux isolats aient présenté des CMI relativement basses. Par exemple, 87 % d'isolats de K pneumoniae ont été inhibés par 8 lig/mL d'alafosfaline et 93 % ont été inhibés par 8 lig/mL de g-Cl-alafosfaline. Tous les isolats d' E. cloacae (n = 27) ont été inhibés par 4 lig/mL d'alafosfaline, qui a été typiquement 32 fois plus active que la fosfomycine vis-à-vis de cette espèce. Comme précédemment, la g-Cl-alafosfaline s'est révélée être le composé le plus actif avec tous les isolats inhibés par 1 lig/mL. Les autres espèces d'entérobactéries sont exclues du Tableau 1, car il y a eu moins de 10 isolats testés. Pour les taxa Citrobacter (n = 9), E. aerogenes (n =1), Kluyvera sp. (n = 1), et S. marcescens (n = 1), tous les isolats ont été sensibles à 4 lig/mL d'alafosfaline et 2 lig/mL de g-Cl- alafosfaline. Un des cinq isolats de K oxytoca a demandé une CMI >8 lig/mL d'alafosfaline, mais tous ont été inhibés par 2 lig/mL de g-Cl-alafosfaline, démontrant une fois encore l'activité antibactérienne très satisfaisante de cette dernière. Huit isolats de P. mirabilis et deux isolats de P. rettgeri ont demandé des CMI 8 lig/mL pour tous les agents testés (y compris la fosfomycine). Trois isolats de Salmonella ont montré des CMI 8,0 lig/mL pour l'alafosfaline mais uniquement de 2,0 à 4,0 lig/mL pour la g-Cl-alafosfaline. La g-Cl-alafosfaline et la g-Cl-Ala-g-Cl-Ala ont eu la plus forte activité vis-à-vis des staphylocoques dorés, mais il y a eu une légère différence globale entre les cinq antimicrobiens peptidiques. 90% des isolats de SARM, provenant de diverses sources géographiques, ont été inhibés par 8,0 lig/mL d'alafosfaline et tous les isolats ont été inhibés par 2,0 lig/mL de g-Cl-alafosfaline, démontrant, une fois de plus, une activité antibactérienne supérieure à celle de l'alafosfaline. Vis-à-vis des entérocoques, l'observation la plus visible a été l'activité élevée de la di-alanyl fosfaline, pour laquelle les CMI ont été (en moyenne) 16 fois plus basses que celles de l'alafosfaline et, dans certains cas, 256 fois plus basses. Parmi les 34 isolats d' E. faecium (y compris 31 isolats résistants à la vancomycine), tous ont été inhibés par 32 lig/mL d'alafosfaline ou 4 lig/mL de di-alanyl fosfaline. En tout état de cause, parmi les entérocoques, l'activité antibactérienne de la S-Cl-Ala-S-Cl-alafosfaline (composé selon l'invention) s'est avérée supérieure à celle de l'alafosfaline. 2.4 Conclusion Comme nous l'avons montré dans cette étude, les composés antimicrobiens selon la présente invention, et notamment la S-Cl-alafosfaline, présentent une activité antibactérienne in vitro intéressante (très fréquemment supérieure à celle de l'alafosfaline) vis-à-vis de la plupart des bactéries et notamment des bactéries multirésistantes. Ainsi, à titre d'exemple, CMIso et CMI90 de l'alafosfaline pour les EPC ont été respectivement de 1 lig/mL et 4 lig/mL, alors que le phosphonopeptide selon l'invention, la S-Cl-alafosfaline, a présenté une des valeurs de 0,5 lig/mL et 2 lig/mL. L'alafosfaline n'a été que modérément active vis-à-vis du SARM présentant un CMI90 de 8 lig/mL, alors que la S-Cl-alafosfaline a été plus active avec un CMI90 de 2 lig/mL. Par rapport à l'alafosfaline, la S-Cl-Ala-S-Cl-alafosfaline permet un gain d'inhibition ciblé sur certaines espèces. Ceci peut être très utile pour inhiber une espèce sans altérer le reste de la flore microbienne, par exemple inhibition d'E. cou i sans inhiber les autres entérobactéries ou d' E. faecalis sans inhiber E. faecium. Cela devient particulièrement avantageux pour isoler spécifiquement une espèce en inhibant les autres bactéries, par exemple pour rechercher S. aureus. Organisme (nombre testé) et Concentration (ug/mL) agent antimicrobien CMI modale CMIso CMI90 Plage (CMI la plus fréquente) Enterobacteriaceae (197) Alafosfaline 2 2 > 8 13,031 - >8 Di-alanyl fosfaline > 8 8 > 8 13,031 - >8 E-CI-Alafosfaline 1 0,5 8 13,031 - >8 E-CI-Ala-E-CI-Ala > 8 > 8 > 8 2 - >8 E-CI-Ala-E-CI-Alafosfaline 4 2 > 8 13,031 - >8 Fosfomycine 4 4 > 32 0,125 - >32 E. cou i (53) Alafosfaline 0,063 0,125 0,25 13,031 - 2 Di-alanyl fosfaline 0,25 0,5 2 13,031 - >8 E-CI-Alafosfaline 0,063 0,063 0,125 13,031 - 0,5 E-C1-Ala-E-C1-Ala 8 8 > 8 2 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline Fosfomycine 0,25 0,25 1 0,031 - 1 0,5 0,5 1 0,125 - 8 K pneumoniae (87) 2 2 > 8 0,25 - >8 > 8 > 8 > 8 0,5 - >8 Alafosfaline Di-alanyl fosfaline E-C1-Alafosfaline 1 1 8 0,125 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Ala > 8 > 8 > 8 8 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 4 4 > 8 0,5 - >8 Fosfomycine 4 8 > 32 2 - >32 E. cloacae (27) Alafosfaline 1 1 1 0,125 - 4 Di-alanyl fosfaline 4 > 8 > 8 0,25 - >8 E-C1-Alafosfaline 0,5 0,5 0,5 0,063 - 1 E-C1-Ala-E-C1-Ala > 8 > 8 > 8 8 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 1 1 4 0,25 - 8 Fosfomycine 16 16 32 4 - >32 EPC (128) Alafosfaline 2 1 4 0,031 - >8 Di-alanyl fosfaline > 8 8 > 8 0,063 - >8 E-C1-Alafosfaline 1 0,5 2 0,031 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Ala > 8 > 8 > 8 2 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 4 2 8 0,031 - >8 Fosfomycine 16 4 32 0,125 - >32 BLSE (47) Alafosfaline 2 2 > 8 0,031 - >8 Di-alanyl fosfaline > 8 8 > 8 0,031 - >8 E-C1-Alafosfaline 0,063 0,5 > 8 0,031 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Ala > 8 > 8 > 8 2 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline > 8 4 > 8 0,063 - >8 Fosfomycine > 32 8 > 32 0,125 - >32 AmpC (22) Alafosfaline > 8 4 > 8 0,063 - >8 Di-alanyl fosfaline > 8 > 8 > 8 0,063 - >8 E-C1-Alafosfaline > 8 2 > 8 0,031 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Ala > 8 > 8 > 8 8 - >8 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline > 8 8 > 8 0,25 - >8 Fosfomycine 32 8 > 32 0,125->32 Tous les S. aureus (50) Alafosfaline 4 4 8 0,125 - 16 Di-alanyl fosfaline 4 8 16 0,5 - 32 E-C1-Alafosfaline 2 1 2 0,125 - 4 E-C1-Ala-E-C1-Ala 2 2 4 0,125 - 16 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 16 16 16 2 - 16 Fosfomycine 8 4 16 0,5 - >32 SARM (37) Alafosfaline 4 4 8 0,125 - 16 Di-alanyl fosfaline E-C1-Alafosfaline E-C1-Ala-E-C1-Ala E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline Fosfomycine 4 2 2 16 8 8 2 2 16 4 16 2 4 16 16 0,5 - 32 0,125 - 2 0,125 - 16 2 - 16 0,5 - >32 SASM (13) Alafosfaline 4 4 8 0,25 - 16 Di-alanyl fosfaline 16 8 16 0,5 - 32 E-C1-Alafosfaline 1 1 2 0,5 - 4 E-C1-Ala-E-C1-Ala 1 1 2 0,5 - 2 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 16 16 16 4 - 16 Fosfomycine 4 4 16 2 - 16 Tous les Enterococci (50) Alafosfaline 8 16 > 32 4 - >32 Di-alanyl fosfaline 0,5 0,5 2 0,016 - >32 E-C1-Alafosfaline 8 8 16 2 - >32 E-C1-Ala-E-C1-Ala 16 16 32 2 - 16 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 8 8 16 0,125 - >32 Fosfomycine >32 >32 >32 16 - >32 E. faecalis (11) Alafosfaline 8 8 32 4 - >32 Di-alanyl fosfaline 0,031 0,063 0,5 0,016 - >32 E-C1-Alafosfaline 8 8 16 4 - >32 E-C1-Ala-E-C1-Ala 8 8 16 4 - 16 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 0,25 0,25 4 0,125 - >32 Fosfomycine 32 32 > 32 32 - >32 E. faecium (34) Alafosfaline 16 16 16 4 - 32 Di-alanyl fosfaline 0,5 0,5 2 0,016 - 4 E-C1-Alafosfaline 4 4 8 2 - 32 E-C1-Ala-E-C1-Ala 16 16 32 2 - >32 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 8 8 8 0,125 - >32 Fosfomycine >32 >32 >32 16 - >32 ERG (43) Alafosfaline 16 16 > 32 4 - >32 Di-alanyl fosfaline 0,5 0,5 > 32 0,016 - >32 E-C1-Alafosfaline 4 8 16 2 - >32 E-C1-Ala-E-C1-Ala 16 16 > 32 4 - >32 E-C1-Ala-E-C1-Alafosfaline 8 8 16 0,125 - >32 Fosfomycine > 32 > 32 > 32 32 - >32 Tableau 1 : Concentrations inhibitrices minimales de divers agents antimicrobiens vis-à-vis de groupes de bactéries, y compris des isolats dotés de mécanismes de résistance définis. Abréviations : EPC : Enterobacteriaceae productrices de carbapénémase ; BLSE: Enterobacteriaceae avec une g-lactamase à spectre étendu ; SARM : Staphylococcus aureus résistants à la méticilline ; SASM : Staphylococcus aureus sensibles à la méticilline ; ERG : enterocoques résistants aux glycopeptides. Exemple 3: Milieu réactionnel selon l'invention pour la détection de bactéries du genre Salmonella 3.1 Composition du milieu Le présent Exemple 3 a pour but de comparer la spécificité de détection d'un milieu réactionnel selon l'invention, destiné à détecter les bactéries du genre Salmonella, à savoir le milieu «chromID Salmonella modifié » par rapport à un milieu de détection de référence pour ces mêmes bactéries, à savoir le milieu « chromID Salmonella ». Les compositions respectives du milieu réactionnel selon la présente invention et du milieu réactionnel de référence sont présentées ci-après, au sein du Tableau 2. Milieu chromID Salmonella Milieu chromID Salmonella = modifié=beta IDSalm g/1 g/1 Peptones 6,25g Peptones 6,25g Glucose 0,5 Glucose 0,5 Sels biliaires 1,5 Sels biliaires 1,5 NaC1 5,0 NaC1 5,0 Tampon 0,2 Tampon 0,2 Agar 14,0 Agar 14,0 Mélange chromogène 9,6 Mélange chromogène 9,6 S-C1-Alafosfaline 0,002 Tableau 2 : Compositions du milieu réactionnel selon l'invention et du milieu de référence 3.2 Résultats Les résultats obtenus sont présentés dans le tableau 3 infra IDSalm beta Reference # Bactérie Croissance Couleur Croissance Couleur Salmonella montevideo ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella seftenberg ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella choleraesuis ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella meleagridis ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve NCTC 12023 Salmonella typhimurium ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella berta ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella stanley ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve NCTC 6676 Salmonella enteritidis ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella simsburg ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella lexington ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella limete ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella corvalis ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella haifa ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella zanzibar ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella indiana ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella javiana ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve NCTC 11304 Salmonella indiana ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella oranienburg ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve NCTC 4840 Salmonella poona ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella tennessee ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella emek ++ ++ Mauve ++ + Mauve Salmonella virohrady ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella java ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella augustenborg ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella alachia ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella panama ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella virchow ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella paratyphi ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella orthmarschen ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella vilvorde ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve Salmonella gallinarium + +/- Mauve + +/- Mauve NCTC 8385 Salmonella typhi ++ + Mauve + NCTC 9528 K pneumoniae ++ ++ Bleue ++ ++ Bleue NCTC 11936 E. cloacae ++ + Bleue ++ + Bleue NCTC 10322 S. marcescens ++ ++ Bleue ++ ++ Bleue NCTC 10662 P. aeruginosa - - - NCTC S. maltophilia +/- - +/- NCTC 19606 A. baumannii ++ ++ Mauve ++ ++ Mauve NCTC 7475 P. rettgeri - - - WILD 462213 M morganii ++ - ++ 69052 Escherichia cou i ++ - ++ 68957 Escherichia cou i ++ - ++ 68958 Escherichia cou i ++ +/- Bleue ++ 68805 Escherichia cou i ++ +/- Bleue + 69367 Escherichia cou i + +/- Bleue + - 69371 Escherichia cou i ++ - ++ 69035 Escherichia cou i ++ Tr. Bleue ++ 69051 Escherichia cou i + +/- Bleue + 69017 Escherichia cou i ++ - ++ 69148 Escherichia cou i - - - 68880 Escherichia cou i ++ - ++ 68886 Escherichia cou i ++ - ++ 69102 Escherichia cou i ++ - ++ 69157 Escherichia cou i 1 colony - +/- 69285 Escherichia cou i 2 colonies - +/- 69130 Escherichia cou i ++ - ++ 69134 Escherichia cou i ++ - ++ 69135 Escherichia cou i + - + 69174 Escherichia cou i - - - 69176 Escherichia cou i +/- +/- Bleue +/- Tableau 3 : Résultats 3.3 Conclusion L'ajout de S-Cl-Alafosfaline dans le milieu chromID Salmonella permet d'inhiber sélectivement les activités osidases des souches d'Escherichia coll. Dans la mesure où il s'avère plus aisé de détecter une à quelques colonies mauves au milieu de colonies incolores qu'au milieu de colonies bleues, lorsqu'une souche de salmonelle est présente à faible concentration en mélange avec une ou plusieurs souches d'Escherichia cou, il devient dès lors significativement plus aisé de la détecter sur le milieu réactionnel de la présente invention. Exemple 4 : Procédé de synthèse d'un composé antimicrobien selon l'invention, différent des composés C et E : la L-Norvalinyl- p -chloro-L-alanyl-D/L-fosfaline La L-Norvalinyl- 3 -chloro-L-alanyl-D/L-fosfaline est représentée par la formule suivante : 5" 0 6" H 3' 0 N..........?... _ N H CI La synthèse de ce composé antimicrobien est détaillée ci-après. Le procédé de synthèse correspondant est en outre illustré en figure 3. Tel que représenté sur la figure 3, le susdit composé selon l'invention a été synthétisé à partir de tBoc-L-norvaline (disponible dans le commerce), d'ester 0-benzylique de 13-chloroL-alanine (dont la synthèse est représentée en figure 4) et d'ester diéthylique de DLfosfaline (dont la synthèse est représentée en figure 5). 4.1 Synthèse de l'intermédiaire réactionnel ester 0-benzylique de p-chloro-L- alanine 32 à partir du composé tBoc-L-sérine 41 (comme illustré en figure 4). 4.1.1 Synthèse du (S)-benzyl 2-((tert-butoxycarbonyl)amino)-3- hydroxypropanoate (ester 0-benzylique de tBoc-L-sérine) 43191 HO 0 ../.... Références bibliographiques 111 Rao J, Lahiri J, Weis RM, Whitesides GM. 2000. Design, synthesis, and characterization of a high-affinity trivalent system derived from vancomycin and L-Lys-D-Ala-D-Ala. J. Am. Chem. Soc. 122:2698-2710. 121 Kametani T, Suzuki Y, Kigasawa K, Hiiragi M, Wakisaka K, Sugi H, Tanigawa K, Fukawa K, Irino 0, Saita 0, Yamabe S. 1982. Studies on the synthesis of chemotherapeutics. Part XIII. Synthesis and biological studies on phosphonopeptides having alkyl-, phenyl-, and heterocyclic substituents. Heterocycles 18:295-319. 131J. Bacteriol. 1984, 160(1), 122-130 Gibson et al 141 Cheung et al, Chloroalanyl and Propargylglycyl Diperptides. Suicide Substrate Containing Antibacterials. J. Med. Chem. 1983, 26, 1733-1741 151 Cheung KS, Boisvert W, Lerner SA, Johnston M. 1986. Chloroalanyl antibiotic peptides: antagonism of their antimicrobial effects by L-alanine and L-alanyl peptides in gram- negative bacteria. J. Med. Chem. 29:2060-2068. 161 Atherton et al., Synthesis and Structure -Activity Relationships of Antibacterial Phosphonopeptides Incorporating (1-Aminoethyl)phosphonic Acid and (Aminomethyl)phosphonic Acid, Chemistry Department, Roche Products Limited, 1984 [7]Arfin et al., Inhibition of Growth of Salmonella typhimurium and of Threonine Deaminase and Transamine B by g-Chloroalanine 181 Orenga et al., 2009 ; J. Microbiol. Methods ; 79(2 :139-55) 191 Lavielle, S.; Ling N. C.; Saltman, R.; Guillemn, R. C. Carbo hydrate Research, 1981, 89(2), 229 1101 Nakata, T.; Nakatani, M. ; Takahashi, M.; Okai, J.; Kawaoka, Y.; Kouge, K.; Okai, H. Bulletin of Chemical Society of Japan, 1996, 69(4), 1099 1111 Thèse de doctorat de Varadi, L., Université de Sunderland, 2012 1121 Kudzin, Z. H.; Stec, W. J. Synthesis, 1978, 469. 1131 Boduszek, B.; Soroka, M. Polish Journal of Chemistry, 2002, 76(8), 1105 1141 Kudzin, Z. H.; Luczak, J. Synthesis, 1995, 1995(5), 509. 1151 Yuan, C. ; Xu, C. ; Zhang, Y. Tetrahedron, 2003, 59(32), 6095 1161 Andrews JM. 2001. Determination of minimum inhibitory concentrations. J. Antimicrob. Chemother. 48 Suppl 1:5-16. 1171 Atherton FR, Hall MJ, Hassall CH, Lambert RW, Ringrose PS. 1979. Phosphonopeptides as antibacterial agents: rationale, chemistry, and structure-activity relationships. Antimicrob. Agents Chemother. 15:677-683. REVENDICATIONS1. Composé antimicrobien, ainsi que ses sels, dérivés et analogues, ledit composé étant représenté par la formule générale (I) : CH3 0% Ri N A H (1) HO OH dans laquelle R1 est une partie peptidique consistant en une séquence linéaire d'un à cinq résidus d'acide aminé ; ladite partie peptidique R1 comprenant au moins un résidu de 13- chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine. 2. Composé antimicrobien selon la revendication 1, dans lequel la partie peptidique R1 est représentée par la formule générale (II) : 0 H N---, R2 dans laquelle R2 est un atome d'hydrogène ou une séquence linéaire d'un à quatre résidus d'acide aminé, comprenant avantageusement au moins un résidu de 13- chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine, et/ou au moins un résidu denorvaline, de préférence de L-norvaline, et/ou au moins un résidu de méthionine, de préférence de L-méthionine. 3. Composé antimicrobien selon la revendication 1, dans lequel ladite partie peptidique R1 est représentée par la formule générale (III) : ci 13 H .....,... N R3 H 0 ci 13 dans laquelle R3 est un atome d'hydrogène ou une séquence linéaire d'un à trois résidus d'acide aminé, comprenant avantageusement au moins un résidu de P-chloroalanine, de préférence de P-chloro-L-alanine. 4. Composé selon l'une des revendications 1 à 3, dans lequel ladite partie peptidique R1 consiste en un enchaînement linéaire de deux ou trois, et de préférence deux, résidus d'acide aminé. 5. Composé antimicrobien selon l'une des revendications 1 à 4, dans lequel lesdits résidus d'acide aminé sont sélectionnés parmi les formes L et D, de préférence L, des résidus de P-chloroalanine, d'alanine, d'arginine, d'asparagine, d'acide aspartique, de cystéine, d'acide glutamique, d'acide gamma-glutamique, de glutamine, de glycine, d'histidine, d'isoleucine, de leucine, de lysine, de méthionine, de norvaline, de phenylalanine, de proline, d'acide pyroglutamique, de sarcosine, de serine, de threonine, de tryptophane, de tyrosine, de valine. 0 a 6. Composé antimicrobien selon l'une des revendications 1 à 5, dans lequel lesdits résidus d'acide aminé sont sélectionnés parmi les formes L et D, de préférence L, des résidus de P-chloroalanine, d'alanine, de méthionine, de norvaline et de valine. 7. Composé selon l'une des revendications 1 à 6, ledit composé consistant en l'acide 13 - chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, l'acide 13 -chloro-L-alanyl-beta-chloro-Lalanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, ou un mélange des deux. 8. Composé selon l'une des revendications 1 à 7, dans lequel la fonction amine N- terminale dudit composé est protégée par un groupement protecteur tel qu'un groupement tertiobutylocarbonyle, 9-fluorenylmethoxycarbonyl ou benzyloxycarbonyl. 9. Milieu réactionnel comprenant au moins un composé selon l'une des revendications 1 à 8, de préférence ledit composé étant présent dans une concentration finale comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L. 10. Milieu réactionnel selon la revendication 9, ledit milieu étant un milieu permettant la détection et/ou l'identification et/ou le dénombrement d'au moins un micro- organisme cible, de préférence au moins une bactérie cible, dans un échantillon susceptible de le contenir, tel qu'un échantillon d'origine industrielle ou d'origine clinique, dans lequel ledit au moins un composé est au moins un agent sélectif permettant d'inhiber la survie et/ou la croissance de(s) micro-organisme(s) non- cible(s) de façon à privilégier la survie et/ou la croissance dudit au moins un micro- organisme cible. 11. Milieu réactionnel selon la revendication 10, ledit milieu étant un milieu de culture comprenant au moins un nutriment permettant la croissance dudit au moins un micro- organisme cible, dans lequel ledit au moins un agent sélectif permet d'inhiber la croissance de(s) micro-organisme(s) non-cible(s) de façon à privilégier la croissance dudit au moins un micro-organisme cible. 12. Milieu réactionnel selon la revendication 10 ou 11, ledit milieu comprenant en outre un substrat enzymatique spécifique d'une activité enzymatique dudit au moins un microorganisme cible. 13. Milieu réactionnel selon l'une des revendications 10 à 12, dans lequel ledit au moins un agent sélectif consiste en : - l'acide 13-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, de préférence à une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L, l'acide P-chloro-L-alanyl-beta-chloro-L-alanyl-L-1-aminoéthylphosphonique, de préférence à une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L, ou - un mélange des deux. 14. Milieu réactionnel selon l'une des revendications 10 à 13, ledit au moins un microorganisme cible appartenant au genre Salmonella. 20 15. Milieu réactionnel selon la revendication 14, ledit milieu comprenant : au moins un agent nutritif, tel que des peptones, par exemple d'origine porcine ou bovine, à une concentration comprise entre 0,2 et 30,0 g/L, éventuellement un tampon, 25 au moins un marqueur chromogène, tel qu'un substrat enzymatique d'estérase et/ou un substrat enzymatique d'alpha-galactosidase, avantageusement un mélange d'au moins un substrat enzymatique d'estérase et/ou d'au moins un substrat enzymatique d'alpha-galactosidase, à une concentration comprise entre 0,05 et 15 ,0 g/L, 30 de l'agar à une concentration comprise entre 9,0 et 28,0 g/L, et au moins un agent sélectif tel que défini précédemment, de préférence à une concentration comprise entre 0,002 et 1024,0 mg/L, préférablement entre 0,003 et 32,0 mg/L, avantageusement entre 0,2 et 8,0 mg/L, de manière préférée entre 0,2 et 2,0 mg/L. 16. Milieu réactionnel selon l'une des revendications 10 à 15, dans lequel le(s) microorganisme(s) non-cible(s) est/sont compris dans le groupe constitué par la famille des Enterobacteriaceae, les genres Enterococcus et le genre Staphylococcus, de préférence le(s) micro-organisme(s) non-cible(s) est/sont résistant(s) à au moins un antibactérien conventionnel. 17. Utilisation in vitro d'un milieu réactionnel selon l'une des revendications 10 à 16 pour détecter et/ou identifier et/ou dénombrer au moins un micro-organisme cible, de préférence au moins une bactérie cible, dans un échantillon susceptible de le contenir, tel qu'un échantillon d'origine industrielle ou d'origine clinique. 18. Procédé de détection et/ou d'identification et/ou de dénombrement d'au moins un micro-organisme cible, de préférence au moins une bactérie cible, dans un échantillon susceptible de le contenir, tel qu'un échantillon d'origine industrielle ou d'origine clinique, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : a) ensemencer le milieu réactionnel selon l'une des revendications 9 à 16 avec ledit échantillon, b) si nécessaire incuber le tout durant un laps de temps suffisant pour permettre la détection et/ou l'identification et/ou le dénombrement d'au moins un micro- organisme cible, c) identifier les colonies formées par ledit au moins un micro-organisme cible. 19. Composé selon l'une des revendications 1 à 8 pour son utilisation en tant que médicament à usage humain ou vétérinaire. 20. Composé selon l'une des revendications 1 à 8 pour son utilisation en tant médicament dans le traitement des infections microbiennes, de préférence des infections bactériennes, humaines ou vétérinaires.30