FR 2983213 A1 20130531 FR 1160964 A 20111130 PROCEDE DE MESURE EN TEMPS REEL DES SECRETIONS INDIVIDUELLES D'UNE CELLULE Domaine de l'invention La présente invention concerne un procédé pour la détermination et la quantification de composés secrétés par une cellule individuelle en temps réel. Arrière plan technique La communication entre cellules est un événement biologique de première importance. Elle peut avoir lieu pour permettre un transfert de signal entre des êtres unicellulaires, mais aussi et surtout, entre les cellules d'un même organisme. Les modes de communication peuvent avoir différentes formes, comme un contact physique entre cellules ou bien l'émission de composés par une cellule et la réception de ces composés par une autre cellule. Dans ce dernier mode, qui est un mode de communication chimique, c'est un ensemble de paramètres, dont la nature, la quantité, la fréquence et la durée de sécrétion des composés, qui porte l'information, ainsi que le type cellulaire de la cellule émettrice et le type cellulaire de la cellule réceptrice (ou cellule "cible") du message. Ainsi, le réseau complexe des activités sécrétrices est l'objet de nombreuses investigations biomédicales : il s'agit de l'ensemble des cascades immunitaires, dont d'une part, le fonctionnement normal est impliqué dans certaines maladies, par exemple les infections les cancers et dont, d'autre part, les dysfonctionnements peuvent se traduire dans des états pathologiques comme une maladie auto-immune ou une allergie. Par ailleurs, la manipulation des cascades immunitaires présente un intérêt pour prévenir certains états pathologiques comme c'est le cas pour les vaccins ou le traitement des rejets de greffe. La possibilité de suivre le déclenchement d'une réponse immunitaire est donc un enjeu important pour de nombreuses applications biomédicales diagnostiques et thérapeutiques. Dans ce cadre, il est important de pouvoir détecter les sécrétions cellulaires à l'échelle d'une cellule unique afin de différencier les différentes populations cellulaires concernées. A l'heure actuelle, un seul produit permettant l'analyse de la réponse immunitaire à l'échelle cellulaire est approuvé pour une utilisation diagnostique. Il s'agit du test de diagnostic de la tuberculose T-SPOT®.TB (Oxford Immunotec), notamment décrit dans la demande internationale WO 9823960 et dans l'article de Leung et al. (2010) American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine 182:834-840. Ce test se base sur la technique dite ELISPOT mise au point dans les années 1980 (Czerkinsky et al. (1983) J. Immunol. Methods 65:109-21). Cette technique implique la culture, dans des plaques multipuits, d'échantillons cellulaires pendant des intervalles de temps plus ou moins longs (de quelques heures à quelques jours), suivie du lavage de ces puits (élimination des cellules sécrétrices), et d'une succession d'étapes de lavage/révélation selon le principe du test sandwich ELISA : le fond de ces puits étant recouvert d'anticorps spécifiques d'un composé sécrété, un montage moléculaire à l'aide d'un deuxième anticorps suivi d'une révélation colorimétrique permet de visualiser a posteriori des taches ou « spots » à l'emplacement où une cellule a sédimenté pendant la culture et a secrété un composé dans le milieu de culture. La diffusion des composés dans l'environnement proche d'une cellule permet donc de faire apparaître des taches caractéristiques d'une activité sécrétrice cellulaire individuelle. Toutefois, bien que de plus en plus utilisée, cette approche souffre de différentes limites, dont un temps d'incubation relativement long (de un à deux jours) avant l'étape de révélation, ainsi que l'impossibilité de collecter les échantillons contenant des cellules sécrétrices puisque celles-ci sont lysées avant de procéder à l'étape de marquage. Enfin, il faut préciser que la technique ELISPOT ne permet pas de donner accès aux paramètres cinétiques de sécrétion cellulaire. Différentes techniques permettant d'avoir accès aux sécrétions cellulaires en temps réel sont connues. Il est ainsi possible de citer le procédé de patch-clamp dans lequel il est possible de quantifier, par mesure de capacitance et/ou ampérométrique, la sécrétion de composés électriquement chargés par la partie de la membrane plasmique obstruant la pipette (voir par exemple Westerink & Ewing (2008) Acta Physiol. (Oxf) 192:273-85). Ce procédé présente toutefois plusieurs inconvénients. Il nécessite tout d'abord d'isoler une cellule. Ensuite, il ne permet pas d'avoir accès aux sécrétions d'une cellule dans son ensemble. Enfin, il ne permet que de mesurer la sécrétion de composés électriquement chargés, de surcroit de manière non spécifique. D'autres techniques impliquent la révélation chimique ou enzymatique en temps réel de composés sécrétés. Il s'agit, dans ces techniques, d'ajouter dans le milieu de culture cellulaire un ou plusieurs réactif(s) susceptible(s) de réagir avec le produit sécrété par des cellules. Ce peut être par exemple du luminol réagissant avec les espèces réactives de l'oxygène qui sont produites par des monocytes lors de leur différentiation en macrophages (Kasai et al. (2005) Analytica Chimica Acta 549:14-19) ou des enzymes métabolisant les produits libérés (Clark et al. (2009) Analytical Chemistry 81:2350-2356 ; Inoue et al. (2010) Biosens Bioelectron. 25:1723-8). Cependant, en plus de nécessiter l'ajout d'éléments non indispensables à la culture cellulaire, ces approches se limitent à l'étude de composés sécrétés qui doivent, soit avoir des propriétés chimiques particulières, soit être des substrats enzymatiques (comme le glycérol par exemple) pour être détectés. De fait, cette technique exclut la quasi-totalité des protéines que l'on peut trouver dans un échantillon biologique, ce qui pourrait expliquer l'absence d'exemple d'application de cette technique à la détection de cytokines. Enfin, il a été récemment montré que des techniques optiques, notamment l'imagerie de résonance de plasmons de surface (SPRi), pouvaient être mises en oeuvre avec succès pour la détection de sécrétions cellulaires, mais sans permettre de mesurer une sécrétion spécifique à l'échelle de cellules individuelles. Ainsi, Stybayeva et al. (2010) Colloids Surf B. Biointerfaces 80:251-5 décrivent une analyse à l'aide de deux modules, ou compartiments : l'un dédié à la capture spécifique de types cellulaires d'intérêt, l'autre à l'analyse du milieu extra-cellulaire conditionné. Toutefois, ce montage ne permet pas d'établir un lien entre un produit sécrété et une cellule sécrétrice particulière. Par ailleurs, Peterson et al. (2009) BMC Cell. Biol. 10:16 décrivent une méthode mettant en évidence la sécrétion, à l'échelle cellulaire, de biomolécules dans le milieu extra-cellulaire, mais ne permettent pas d'identifier la nature des produits sécrétés. Enfin, Milgram et al. (2011) Biosens. Bioelectron. 26:2728-2732 et Milgram et al. (2009) IEEE Sensors Journal 1768-1771, décrivent une méthode permettant l'évaluation, en temps réel, de la présence d'un analyte dans une solution. L'avantage principal de la méthode Milgram et al. est la détection en temps réel de l'analyte en solution, ce qui n'est pas possible à l'aide de l'ELISA. Toutefois cette méthode ne donne pas accès aux sécrétions individuelles d'une cellule. Description de l'invention La présente invention découle de la mise en évidence inattendue, par les inventeurs, qu'il était possible de suivre, en temps réel et de façon spécifique, la sécrétion d'un composé par une cellule individuelle par imagerie de résonance de plasmons de surface. Ainsi, la présente invention concerne un procédé de mesure en temps réel de la sécrétion d'au moins un composé par au moins une cellule individuelle, comprenant : - la culture d'au moins une cellule dans une chambre de culture dont au moins une paroi comprend au moins une zone sensible, une zone sensible comprenant au moins un ligand, fixé sur un support solide, le ligand pouvant se lier spécifiquement à un composé, et un élément de mesure en temps réel d'un signal produit par la liaison d'un composé au ligand ; - l'identification dans une zone sensible d'au moins une tache émettant un signal produit par la liaison d'au moins un composé respectivement à au moins un ligand ; la mesure en temps réel du signal produit par la tache identifiée, représentant la quantité de composé sécrétée par une cellule individuelle. Comme on l'entend ici, le « signal » est produit lors et/ou à partir de la liaison du composé au ligand et est mesurable par l'élément de mesure du signal. La « mesure » d'un signal désigne la détermination de la présence ou de l'absence du signal, et/ou sa quantification. L'expression en « temps réel » signifie que le signal est produit et mesuré essentiellement au moment où la liaison du composé et du ligand a lieu. La mesure du signal selon l'invention est effectuée directement. Ainsi, le signal ne nécessite pas la médiation de molécules présentes dans la chambre de culture ou ajoutées à la chambre de culture, autres que le composé et le ligand, pour être produit. A titre d'exemple, le signal selon l'invention ne provient pas d'une sonde d'oxydoréduction, ou de la liaison additionnelle d'un marqueur spécifique du composé, tel qu'un anticorps marqué, sur un composé déjà fixé par le ligand. La mesure du signal selon l'invention peut être effectuée par un élément tel qu'un système de lecture optique comme un imageur de résonance de plasmons de surface. Le signal peut être mesuré par une technique optique sensible à des interactions se déroulant sur un support, et de préférence par résonance plasmonique de surface. Les systèmes de lecteur optique de résonance de plasmons de surface sont bien connus de l'homme du métier et combinent généralement une source lumineuse, par exemple de type LED, afin de provoquer une excitation plasmonique et une caméra, par exemple de type CCD, pour enregistrer le signal produit par la résonance plasmonique. A ce titre, on préfère que le signal soit suivi en mode imagerie, plutôt qu'en mode de lecture monopoint, en particulier afin de suivre en temps réel les perturbations liées à des évènements cellulaires. Comme l'homme du métier le sait bien, le mode imagerie consiste à suivre les variations de signal de tous les pixels constituant l'image de la caméra CCD utilisée, alors que le mode monopoint consiste lui à définir, ou à prédéfinir, des régions de l'image, c'est-à-dire un ensemble de pixels, dont la moyenne des signaux obtenus reflète un signal moyen de la région de l'image choisie. Le signal est mesuré sur une « tache » c'est-à-dire une portion continue et discrète de la zone sensible. Il s'agit d'une portion de la zone sensible où plusieurs ligands localisés à proximité les uns des autres se sont liés chacun à un composé et, le cas échéant, qui est séparée d'une ou plusieurs autres portions semblables de la zone sensible. La tache peut également être nommée « spot », en référence à la technique ELISPOT, et correspond à une portion de la zone sensible en contact avec les sécrétions d'une cellule individuelle. Une portion est dite continue lorsqu'elle ne comprend pas plusieurs sous-portions distinctes émettant un signal, séparées par des sous-portions n'émettant pas de signal ; autrement dit l'ensemble de la portion continue émet un signal. Une portion est dite discrète lorsqu'elle est d'une surface limitée, en rapport avec distance de diffusion maximale des sécrétions provenant d'une cellule au cours de la culture. En conséquence, la mesure du signal émis par une tache, c'est à dire une portion continue et discrète, de la zone sensible vise à s'assurer que l'on mesure bien les sécrétions provenant d'une cellule individuelle. Une chambre de culture selon l'invention peut comprendre une ou plusieurs zones sensibles, chaque zone sensible pouvant être spécifique d'un seul composé ou de composés différents. Comme cela apparaîtra clairement à l'homme du métier la spécificité de chaque zone sensible vis-à-vis d'un ou plusieurs composés et portée par le ou les ligands qui la composent. Ainsi, chaque zone sensible selon l'invention peut comprendre une pluralité de ligands, identiques ou différents, se liant spécifiquement à un même composé, ou plusieurs groupes de ligands respectivement spécifiques de plusieurs composés différents. Par ailleurs, on peut envisager que le procédé selon l'invention mette en oeuvre, outre 20 une zone sensible, une zone du support solide ne comprenant pas de ligand ou comprenant un ligand non-spécifique du composé, afin de pouvoir mesurer les signaux provenant d'une interaction non spécifique du composé avec le support solide ou avec un ligand. Le procédé de l'invention permet de mesurer les sécrétions provenant d'une cellule individuelle, c'est à dire que les sécrétions provenant d'une cellule unique peuvent être 25 mesurées et distinguées des sécrétions de cellules qui seraient également présentes dans la chambre de culture que ces cellules soient du même type cellulaire, cas d'une population homogène de cellules, ou de types cellulaires différents, cas d'une population hétérogène de cellules. Comme cela apparaitra de manière claire à l'homme du métier, la cellule individuelle 30 selon l'invention peut être de toute origine phylogénétique ou histologique. En particulier, la cellule individuelle selon l'invention peut provenir de cellules qui sont isolées dans leur environnement naturel ou bien de cellules qui sont associées à d'autres cellules, que ce soit par des interactions physiques directes, transitoires ou non, ou par des interactions à distance, notamment par l'émission et la réception de messagers biochimiques. Ainsi, de préférence, la cellule selon l'invention est sélectionnée dans le groupe constitué de cellules bactériennes, de cellules de champignon, de cellules d'algues, de cellules de protozoaire, et de cellules de métazoaire, tel qu'un végétal ou un animal. Par ailleurs, différents types de cellules peuvent être présents dans la chambre de culture. De préférence également, la cellule selon l'invention provient d'un échantillon biologique, d'un échantillon alimentaire, d'un échantillon d'eau, notamment d'eau douce, d'eau de mer ou d'eau usée, d'un échantillon de sol, d'un échantillon de boue et d'un échantillon d'air. Plus préférablement, la cellule selon l'invention provient d'un échantillon biologique, tel que : du sang, du liquide céphalorachidien, une sécrétion buccale, notamment de la salive, - du sperme, - une sécrétion vaginale, - de l'urine, - des selles, - du liquide synovial, une biopsie, - un prélèvement provenant d'un lavage d'organe ou de cavité anatomique, en particulier un lavage du nez, de la bouche, de la gorge, de l'estomac, des intestins, du vagin, ou un lavage bronchoalvéolaire des poumons, un échantillon de drainage d'un liquide biologique, en particulier du liquide d'ascite, du liquide lymphatique, du pus, ou de la bile ou un prélèvement d'une sérosité cutanée ou conjonctivale. On préfère aussi que la cellule selon l'invention soit sélectionnée dans le groupe constitué de cellules immunitaires, de cellules nerveuses, de cellules endocrines, de cellules souches, de cellules épithéliales, de cellules infectées par un agent infectieux, tel qu'un virus, une bactérie ou un protozoaire, et de cellules de cancer. Le composé selon l'invention peut être de tout type susceptible d'être secrété par une cellule. Ainsi, sur un plan structural, il peut s'agir de composés unimoléculaires ou plurimoléculaires résultant de l'association non covalente d'un nombre limité de sous-unités, généralement moins de 10 sous-unités, tels qu'une protéine, un polypeptide, ou un peptide, un lipide, une glycoprotéine, un glycolipide, une lipoprotéine, un ion inorganique, ou une petite molécule organique, comprenant de préférence de 1 à 100 atomes de carbone. Il peut également s'agir de composés particulaires ou supramoléculaires, tels qu'une vésicule, notamment un exosome ou une particule microbienne, telle qu'une particule virale par exemple. Par ailleurs, sur un plan fonctionnel, le composé selon l'invention est de préférence sélectionné dans le groupe constitué : de composés de signalisation intercellulaire, tels qu'une hormone, un neurotransmetteur une cytokine ou une chimiokine, - d'une protéine de la matrice extra-cellulaire ; d'une immunoglobuline ; d'un agent infectieux, tel qu'une bactérie, un virus, ou un parasite protozoaire, ou d'une sous-unité d'un agent infectieux, c'est-à-dire un constituant ou une production d'un agent infectieux, tel qu'une protéine ou une particule virale ou une toxine bactérienne. Le ligand selon l'invention est spécifique du composé, c'est à dire qu'il se lie spécifiquement ou préférentiellement au composé lorsque le composé est présent dans un mélange comprenant des molécules différentes. Le ligand selon l'invention peut être de toute nature. Ainsi il peut s'agir d'un peptide, d'un polypeptide, d'une protéine, d'une glycoprotéine, d'un oligosaccharide, d'un polysaccharide, d'un acide nucléique, d'un lipide, d'un glycolipide, d'une lipoprotéine, d'un polymère, notamment adapté à la fixation spécifique d'ions inorganiques, tel que ceux décrits par Lange et al. (2008) Anal. Chim. Acta 614:1-26, ou à la fixation d'un sucre, tel que le glucose, en particulier par un polymère du type poly(N-isopropylacrylamide) (pNIPAM) ou pNIPAM-co-acrylamidophénylboronate (pNIPAM-co-APBA), ou d'un composé organique comprenant de 1 à 100 atomes carbone. De préférence, le ligand selon l'invention est sélectionné dans le groupe constitué d'un anticorps, d'un fragment d'anticorps, notamment comprenant la partie de liaison à l'antigène de l'anticorps, d'un scFv, d'un antigène, d'un haptène, d'un aptamère, d'une lectine, et d'un agent chélatant. Le support solide est adapté à la mesure du signal. Il peut s'agir d'un support en verre ; en silicium ; en matériau polymère organique, en particulier de type acrylate, polydiméthylsiloxane (PDMS), copolymère oléfinique cyclique (COC), polyéther éther cétone (PEEK), nitro-cellulose ; en matériau métallique, en particulier en argent, en or, ou en platine ; d'un conducteur carboné, en particulier de type carbone vitreux, graphite, graphène, nanostructure carbonée, ou diamant ; ou d'une combinaison d'au moins deux de ces matériaux. Lorsque la mesure est effectuée par résonance plasmonique de surface, le support solide est approprié à une excitation plasmonique et à la propagation d'une onde évanescente à sa surface. On préférera alors un matériau transparent, par exemple du verre, recouvert d'une couche métallique, notamment d'or, en particulier d'épaisseur 10 à 100 nm, et plus particulièrement d'épaisseur 50 nm. La fixation du ligand sur le support solide pour former la zone sensible selon l'invention peut être effectuée par toute technique adaptée. On peut en particulier envisager une simple adsorption, des interactions électrostatiques, ou un greffage covalent. A titre d'exemple, lorsque le support solide est du verre, on préférera utiliser des réactifs de type silane ; lorsque le support solide est en or ou comprend une partie en or, on préfèrera complexer des ligands sur le métal par l'intermédiaire d'une fonction thiol. Il est également possible d'immobiliser les ligands dans des matrices polymères. De préférence, la densité de ligand dans une zone sensible selon l'invention est de 108 à 1012 ligands/mm2. La culture selon l'invention est conduite in vitro dans un milieu permettant la diffusion du composé depuis les cellules vers les ligands. En outre, comme cela apparaîtra de manière claire à l'homme du métier, la culture selon l'invention est conduite de manière à obtenir la survie des cellules et à permettre la sécrétion du composé par les cellules. Ainsi, la culture selon l'invention est, de préférence, conduite en milieu liquide ou fluide, tel qu'un milieu gélifié. Les techniques et les conditions de culture de cellules, notamment en milieu liquide ou fluide, sont bien connues de l'homme du métier, qui sait notamment définir, pour chaque microorganisme, et chaque type cellulaire, le milieu nutritif adéquat, la température de culture optimale, par exemple 37°C pour de nombreuses cellules de mammifères, ainsi que l'atmosphère nécessaire au maintient de la viabilité des cellules. La durée de culture est également adaptable pour chaque type cellulaire, en fonction de sa vitesse de sécrétion. Généralement, la durée de culture sera inférieure à 24 h. En outre, la culture pourra être stoppée dès que l'information recherchée, telle que la détection d'un composé secrété, aura pu être obtenue. Comme l'homme du métier le comprendra bien, lorsque la cellule selon l'invention provient d'un échantillon ou d'une composition, la culture selon l'invention de la cellule peut être mise en oeuvre directement à partir de l'échantillon ou de la composition, ou bien après isolement et/ou concentration des cellules. De préférence, la paroi de la chambre de culture comprenant au moins une zone sensible selon l'invention est une paroi basale vers laquelle les cellules peuvent sédimenter. Plus préférablement, la quantité de cellules dans la chambre de culture rapportée à la surface de la zone sensible est de 1 à 106 cellules/mm2. Description des figures Figure 1 La figure 1 est une représentation schématique du dispositif expérimental mis en oeuvre dans l'Exemple. La zone sensible du dispositif (prisme doré) est chimiquement modifiée par la fixation d'anticorps spécifiques d'un composé sécrété par des cellules. Deux échantillons cellulaires ont été cultivés conjointement sur le dispositif : dans la chambre de culture de gauche, des cellules sécrétant le composé d'intérêt et dans la chambre de culture de droite des cellules ne sécrétant pas cette molécule. Cette configuration à deux chambres de culture permet de mesurer et quantifier les signaux parasites, non spécifiques. Le composé sécrété est détecté en temps réel et sans marquage par SPRi à l'aide d'une LED, d'un filtre polariseur et d'une caméra CCD. Figure 2 La figure 2 représente une image SPR de la surface du prisme doré du dispositif utilisé dans l'Exemple. Cette surface est divisée en une zone sensible (en haut) fonctionnalisée avec l'anticorps et une zone contrôle (en bas) non fonctionnalisée. Sur ces zones, ont été incubées les cellules dans 2 chambres de culture distinctes, l'une dans laquelle les cellules ne sont pas stimulées (à droite), l'autre dans lequel les cellules sont stimulées avec de la ConA (à gauche). Des taches (ou « spots ») claires correspondant aux composés sécrétés fixés sur la surface sensible sont apparus sur la partie de la zone sensible sur laquelle ont été incubées les cellules stimulées par la ConA (en haut à gauche). La partie de la zone sensible encadrée en blanc est agrandie dans la Figure 3. Figure 3 La figure 3 est un agrandissement de la partie de la zone sensible encadrée en blanc dans la figure 2. Des masques en forme de cercle sont représentés, ils délimitent des portions d'intérêt de la zone sensible correspondant à une tache (ou « spot ») (cercles c, d, e, et f). Des portions témoins (sans tache) ont également été sélectionnées (cercles a et b). I 0 Figure 4 La figure 4 représente la variation de réflectivité relative (axe des ordonnées, en %) des portions a, b, c, d, e, et f de la zone sensible représentés dans la figure 3 en fonction du temps (axe des abscisses, en minutes).5 EXEMPLE Dans cet exemple, l'interféron gamma (IFNy) sécrété par des splénocytes de souris a été détecté en temps réel, à l'échelle de cellules individuelles par imagerie de résonance de plasmons de surface (SPRi), suite à une stimulation cellulaire utilisant la Concanavaline A (conA). Les cellules stimulées ont été étudiées, ainsi que des cellules non stimulées, donc ne sécrétant pas l'IFNy, utilisées comme contrôle négatif sur le même dispositif. I. Dispositif expérimental et réactifs Dans cet exemple, le dispositif (voir la Figure 1) comprend : deux chambres de culture et d'analyse contenant du milieu AIMV (Gibco) permettant le maintien en culture (viabilité et activité sécrétrice) de deux échantillons cellulaires en parallèle ; un anticorps monoclonal de rat dirigé contre l'interféron gamma de souris (anti-IFNy, BD Biosciences) utilisé en tant que ligand spécifique pour le produit sécrété ; un prisme en verre recouvert d'un film de 50 nm d'or (GenOptics) en tant que support solide de l'anticorps anti-IFNy ; un imageur par résonance de plasmons de surface SPRi-lab+ (GenOptics) en tant qu'élément de transduction du signal permettant une lecture optique en temps réel des interactions entre l'anticorps (IgG anti-INFT) et le composé sécrété (INFy de souris) ; une étuve (Memmert) permettant de maintenir l'ensemble du dispositif à 37°C, température favorable à la sécrétion cellulaire. Réactifs nécessaires : - Tampon phosphate salin (PBS, Sigma-Aldrich) ; - Milieu de culture Roswell Park Memorial Institute (RPMI, Sigma-Aldrich) - Acide I 1-mercapto-undécanoïque (Sigma-Aldrich) ; - N,N'-Dicyclohexylcarbodiimide (DCC, Sigma-Aldrich) ; - N-hydroxysuccinimide (NHS, Sigma-Aldrich) ; - diméthylformamide (DMF, Sigma-Aldrich) ; Solution antibiotique: pénicilline 5000U/m1 - streptomycine 5mg/m1 (Sigma-Aldrich) ; - Concanavaline A (Sigma-Aldrich). 2. Fabrication de la zone sensible : fixation des anticorps sur la surface d'or Les anticorps ont été fixés sur la surface d'or par complexation de produits thiolés. Brièvement, les anticorps ont été couplés à une molécule de 11-mercapto-undecanoy1-1-Nhydroxysuccinimide ester (Thiol-NHS), synthétisée à partir d'acide 11-mercapto- undecanoïque, N,N'-Dicyclohexylcarbodiimide (DCC) et N-hydroxysuccinimide (NHS) dans du diméthylformamide (DMF). Le couplage avec l'anticorps a été effectué dans du PBS équilibré à pH8, une nuit à 4°C, avec un ratio molaire de Thiol-NHS/anticorps de 10:1. Les anticorps ainsi couplés ont ensuite été purifiés par ultracentrifugation sur une membrane présentant un seuil de coupure à 30 kDa, puis concentrés à 2pM dans du PBS contenant 10% de glycérol. Les anticorps couplés ont été déposés et étalés sur la surface d'or et ainsi greffés par liaison Soufre-Or. Une zone contrôle non fonctionnalisée et une zone sensible, fonctionnalisée avec les anticorps, ont été délimitées sur la même puce. 3. Culture cellulaire Les splénocytes murins ont été prélevés chez une souris de type C57B1/6. Après prélèvement de la rate, les cellules ont été dissociées sur une grille en tamis et suspendues dans du milieu RPMI. Après centrifugation de 5 min à 300g, la suspension cellulaire a été incubée pendant 5 min en présence d'un tampon de lyse des globules rouges (8,3 g/1 de NH4C1, 0,8 g/1 de NaHCO3, 0,04g/1 d'EDTA) afin d'éliminer ce type cellulaire de l'échantillon. Après un lavage dans du PBS, les cellules ont été à nouveau centrifugées (5 min, 300g) et mises en suspension à une densité de 106 cellules/ml dans du milieu RPMI contenant 10% de sérum de veau foetal (SVF), 1% de solution antibiotique. La viabilité des cellules a été vérifiée par comptage après coloration au bleu trypan. Juste avant l'expérience, les cellules ont été centrifugées 5 min à 300 g et remises en suspension à une densité de 200 000 cellules/mi dans du milieu AIMV tamponné contenant ou non de la Concanavaline A à 2 pg/ml. 4. Détection de sécrétions cellulaires Avant l'analyse, la zone sensible a été traitée par incubation dans du milieu AIMV pendant 30 min. Le prisme a ensuite été mis en place dans l'imageur SPR, sous les chambres de culture afin de compléter le dispositif. L'ensemble a été placé dans une étuve à 37°C. 500 pl de suspension cellulaire préparée comme décrit ci-dessus ont été déposés dans chacune des chambres de culture et incubé le temps de l'expérience. Ainsi, des cellules stimulées par la ConA ont été cultivées dans une chambre tandis que des cellules témoins non stimulées ont été incubées dans l'autre chambre. La liaison des composés sécrétés par les anticorps a été détectée par SPRi. Une caméra CCD 12-bit a permis la quantification du signal constitué des variations de réflectivité provoquées par l'interaction IFNranticorps dans la zone sensible. Des images des variations de réflectivité à la surface de la zone sensible ont été enregistrées en temps réel. Des taches ou « spots » sont apparues sur la surface de la zone sensible (Figure 2), formées par les composés sécrétées par chaque cellule individuelle liés par les anticorps de la zone sensible. Des « masques » ont alors été tracés sur les images (représentés par les cercles notés a, b, c, d, e, et f dans la Figure 3) afin de délimiter des portions de la zone sensible correspondant a priori à des anticorps liant l'IFI\Iy produit par une seule et même cellule (cercles c, d, e, et f). Des portions sans tache ont également été sélectionnées comme témoins (cercles a et b) dans la zone sensible en présence de cellules stimulées. La moyenne de la variation de réflectivité par pixel contenus dans chacune des portions sélectionnées a été tracée au cours du temps pour chaque portion c, d, e, et f (de même pour les portions témoins a et b). La variation de "réflectivité relative" exprimée en pourcentage de réflectivité, des portions de la zone sensible contenant les cellules stimulées a été calculée par soustraction du bruit, c'est-à-dire de la variation de réflectivité moyenne enregistrée dans la partie de la zone sensible contenant les cellules témoins non-stimulées et donc non-sécrétrices (Figure 4). Les courbes c, d, e, et f de la Figure 4 montrent des variations de réflectivité avec des cinétiques propres à chaque tache, mettant ainsi en évidence des comportements individuels propre à chaque cellule. REVENDICATIONS1. Procédé de mesure en temps réel de la sécrétion d'au moins un composé par au moins une cellule individuelle, comprenant : la culture d'au moins une cellule dans une chambre de culture dont au moins une paroi comprend au moins une zone sensible, une zone sensible comprenant au moins un ligand, fixé sur un support solide, le ligand pouvant se lier spécifiquement au composé, et un élément de mesure en temps réel d'un signal produit par la liaison du composé au ligand ; l'identification dans une zone sensible d'au moins une tache émettant un signal produit par la liaison d'au moins un composé respectivement à au moins un ligand ; la mesure en temps réel du signal produit par la tache identifiée, représentant la quantité de composé sécrétée par une cellule individuelle. 2. Procédé selon la revendication 1, dans lequel le signal est mesuré par une technique 15 optique en champ proche et de préférence par résonnance plasmonique de surface. 3. Procédé selon la revendication 1 ou 2, dans lequel la cellule est sélectionnée dans le groupe constitué de cellules bactériennes, de cellules de champignon, de cellules d'algues, de cellules de protozoaire, et de cellules de métazoaire. 20 4. Procédé selon l'une des revendications 1 à 3, dans lequel la cellule provient d'un échantillon sélectionné dans le groupe constitué d'un échantillon biologique, d'un échantillon alimentaire, d'un échantillon d'eau, d'un échantillon de sol, d'un échantillon de boue et d'un échantillon d'air. 25 5. Procédé selon l'une des revendications 1 à 4, dans lequel la cellule provient d'un échantillon biologique sélectionné dans le groupe constitué du sang, du liquide céphalorachidien, d'une sécrétion buccale, du sperme, d'une sécrétion vaginale, de l'urine, des selles, du liquide synovial, d'une biopsie, d'un prélèvement provenant d'un lavage 30 d'organe ou de cavité anatomique, d'un échantillon de drainage d'un liquide biologique, et d'un prélèvement d'une sérosité cutanée ou conjonctivale. 6. Procédé selon l'une des revendications 1 à 5, dans lequel la cellule est sélectionnée dans le groupe constitué de cellules immunitaires, de cellules nerveuses, de cellules endocrines, decellules souches, de cellules épithéliales, de cellules infectées par un agent infectieux, et de cellules de cancer. 7. Procédé selon l'une des revendications 1 à 6, dans lequel le composé est sélectionné dans le groupe constitué d'une protéine, d'un polypeptide, d'un peptide, d'un lipide, d'une glycoprotéine, un glycolipide, une lipoprotéine, un ion inorganique, une petite molécule organique, une vésicule, une particule microbienne et une particule virale. 8. Procédé selon l'une des revendications 1 à 7, dans lequel le composé est sélectionné dans le groupe constitué de composés de signalisation intercellulaire, d'une protéine de la matrice extra-cellulaire, d'une immunoglobuline, et d'un agent infectieux ou d'une sous-unité d'un agent infectieux. 9. Procédé selon l'une des revendications I à 8, dans lequel le ligand est sélectionné dans le groupe constitué d'un peptide, d'un polypeptide, d'une protéine, d'une glycoprotéine, d'un oligosaccharide, d'un polysaccharide, d'un acide nucléique, d'un lipide, d'un polymère, et d'un composé organique comprenant de 1 à 100 atomes carbone. 10. Procédé selon l'une des revendications 1 à 9, dans lequel le ligand est sélectionné dans le groupe constitué d'un anticorps, d'un fragment d'anticorps, d'un scFv, d'un antigène, d'un haptène, d'un aptamère, d'une lectine, et d'un agent chélatant. 11. Procédé selon l'une des revendications 1 à 10, dans lequel le support solide est constitué d'un matériau sélectionné dans le groupe constitué de verre, de silicium, d'un polymère 25 organique, d'un matériau métallique et d'un conducteur carboné. 12. Procédé selon l'une des revendications 1 à 11, dans lequel la paroi de la chambre de culture comprenant la zone sensible est une paroi basale vers laquelle les cellules peuvent sédimenter et la quantité de cellules dans la chambre de culture rapportée à la surface de la 30 zone sensible est de 1 à 106 cellules/mm2. 13. Procédé selon l'une des revendications 1 à 12, dans lequel la densité de ligand dans la zone sensible est de 108 à 1012 ligand/mm2.