FR 2983492 A1 20130607 FR 1161202 A 20111206 PROCEDE EX VIVO DE PURGE TUMORALE D'UN ECHANTILLON BIOLOGIQUE DOMAINE TECHNIQUE La présente invention se rapporte à un nouveau procédé utilisant des inhibiteurs des aldéhydes déshydrogénases pour réaliser ex vivo une purge tumorale d'un échantillon biologique. Lesdits inhibiteurs des aldéhydes déshydrogénases (ALDH) sont choisis parmi les aminothiolesters alpha,beta- acétyléniques, en particulier les aminothiolesters N-substitués alpha,beta-acétyléniques. La présente invention trouve notamment une application dans les domaines de la médecine régénérative, de la greffe de moelle osseuse et de la transfusion sanguine, où il est impératif de disposer d'échantillon homogène « propre » à savoir exempt de cellules cancéreuses ou de cellules ayant la capacité de former des tumeurs ou tératomes. Dans la description ci-dessous, les références entre crochets ([ ]) renvoient à la liste des références présentée 20 à la fin du texte. ETAT DE LA TECHNIQUE Les aldéhydes déshydrogénases (ALDH) constituent une superfamille de 19 gènes identifiés à ce jour [Vasiliou et 25 Nebert, Hum. Genomics, 2 : 138-143, 2005] [1]. Elles sont exprimées de manière constitutive dans certains organes et sont localisés dans des organelles spécifiques, par exemple ALDH1A1 dans le cytosol du foie, des muscles squelettiques, des seins, des poumons, de la prostate, des ovaires 30 [Marchitti et al., Expert Opin. Drug Metab. Toxicol., 4(6) : 697-720, 2008 ; Sladek, J. Biochem. Mol. Toxicol., 17(1) : 723, 2003] [2, 3] ; ALDH2 dans les mitochnodries du foie, des reins, du pancréas, de la prostate ; ALDH3A1 dans le cytosol et le noyau des cornées, des seins, des cristallins, des 35 poumons, de la muqueuse stomacale. En plus de leur expression constitutive dans les tissus cités ci-dessus, certaines isoformes des ALDH sont inductibles en réponse à une « agression » par les aldéhydes résultant du métabolisme intracellulaire des xénobiotiques [Domeyer et Sladek, Biochem. Pharmacol., 29(21) : 2903-2912, 1980 ; Bunting et al., J. Biol. Chem., 269(37) : 23197-23203, 1994] [4, 5] et par les aldéhydes endogènes formés durant le métabolisme des constituants cellulaires normaux tels que les aminoacides, les vitamines, les stéroïdes et les lipides [Lindahl et Petersen, Biochem. Pharmacol., 41(11) : 1583- 1587, 1991 ; Canuto et al., Carcinogenesis, 15(7) : 13591364, 1994] [6, 7]. Les ALDH inductibles agissent comme un mécanisme de détoxification que les cellules mettent en jeu afin de se défendre vis-à-vis des effets délétères de ces composés électrophiles. Dans le cas des xénobiotiques, de bon exemples sont fournis par (i) l'ALDH1 et l'ALDH3 qui peuvent tous les deux oxyder l'aldophosphamide (le principe actif formé par l'action de l'enzyme CYP340 du foie sur le médicament antinéoplasique cyclophosphamide, en carboxyphosphamide [Domeyer et Sladek, 1980, précité ; Bunting et al., 1994, précité] [4, 5] ; (ii) l'ALDH3 spécifique des tumeurs qui a été identifiée dans les cellules MCF7 exposées à des hydrocarbures polyaromatiques et dans des cancers mucoépidermoïdes, qui est différente de l'enzyme constitutive [Sreerama et Sladek, Arch. Oral Biol., 41(6) : 597-605, 1996] [8] En ce qui concerne les aldéhydes endogènes dérivés du métabolisme des aminoacides et des lipides, deux des exemples les mieux connus sont (i) le 3-méthylthiopropanal (méthional) découlant de la méthionine et qui est oxydé par l'ALDH1 en acide méthylthiopropanoïque [Quash et al., Biochem. J., 305(Pt 3) : 1017-1025, 1995] [9] ; (ii) la 4-hydroxynonenal (HNE) provenant de la lipoperoxydation et qui est oxydé par l'ALDH3 en acide 4-hydroxynonenoïque [Pappa et al., Biochem. J., 376(Pt 3) : 615-623, 2003 ; Hayne et al., Mol. Pharmacol., 58(4) : 788-794, 2000] [10, 11]. D'une pertinence encore plus grande quant au rôle protecteur des ALDH sont les résultats sans équivoque montrant que le méthional et HNE sont des composés apoptogéniques potentiels à la fois sur les cellules normales et cancéreuses en culture lorsque leur 5 concentration intracellulaire atteint un seuil apoptogénique [Li et al., Toxicol. Appl. Pharmacol., 139(1) : 135-143, 1996] [12]. Donc les cellules avec une activité ALDH élevée (ALDHhi) sont hautement prolifératives car leur activité ALDH augmentée maintient le méthional et HNE sous leur seuil 10 apoptogénique. Cette interprétation fournirait un mécanisme pour « l'évasion de l'apoptose », l'une des six caractéristiques du cancer [Seyfried et Shelton, Nutr. Metab., 7 : 7, 2010] [13]. Sur cette base, une nouvelle approche de la 15 chimiothérapie du cancer pourrait consister en l'inhibition des mécanismes correctifs spécifiques que les cellules cancéreuses mettent en jeu afin de surmonter les effets létaux des voies endommagées, e.g. celles dues à l'action des espèces réactives de l'oxygène (ROS) [Halliwell et 20 Gutteridge, Free Radicals in Biology and Medicine 4e éd., OUP Oxford, 2007] [14]. Il a récemment été suggéré que certains inhibiteurs d'ALDH pourraient être utilisés dans des approches thérapeutiques ciblées dans le cadre des cancers 25 chimiorésistants [Quash et al., Curr. Med. Chem., 16(28) : 3686-3700, 2009] [15]. Il a été mis en évidence un effet inhibiteur de croissance d'un inhibiteur d'ALDH, le diéthylaminobenzaldéhyde (DEAB) sur les cellules souches hématopoïétiques [Muramoto et al., Stem Cells, 28(3) : 523- 30 534, 2010] [16]. Il a par ailleurs été mis en évidence une nouvelle famille de composés aminothiolesters alpha,betaacétyléniques, et leur potentielle utilisation en tant qu'inducteurs d'apoptose cellulaire [Demande de Brevet U.S. 2003/0181443 ; Quash et al., Eur. J. Med. Chem., 43(5) : 906- 35 916, 2008] [17, 18]. Parmi ceux-ci, l'acide-S-méthylester 4- diméthylamino-4-méthyl-pent-2-ynthiolque (diméthyl ampal thiolester, DIMATE) a présenté une apoptogénicité très importante (ED50 : 7mM) [Quash et al., Biochem. Pharmacol., 64(8) : 1279-1292, 2002] [19]. Son ajout aux cellules lymphoïdes dérivées de la moelle osseuse de souris BAF3bc12 a montré que l'activité ALDH1 cellulaire doit être inhibée de 30% afin que l'apoptose se mette en place [Quash et al., 2002, précité] [19]. Toutefois, compte tenu du nombre limité d'expérimentations réalisées jusqu'à présent sur les xénogreffes de tumeurs humaines chez des souris immunodéficientes [Hiltbrand et al., Curr. Med. Chem., 16(10) : 1184-1191, 2009] [20] et en l'absence de données sur leur toxicité in vivo, la réponse quant à savoir si des inhibiteurs des ALDH pourraient avoir une quelconque application à l'heure actuelle en tant qu'agents anti-cancer in vivo doit être un « non » catégorique. En outre, plusieurs membres de la superfamille des ALDH sont exprimés de manière constitutive dans certains organes vitaux (vide supra) qu'ils protègent des effets délétères des xénobiotiques et des métabolites endogènes nuisibles. Les cellules souches (SC) ont le potentiel de se différencier en de multiples lignées cellulaires. Par exemple les cellules souches mésenchymateuses (MSC) dérivées de la moelle osseuse humaine ont le potentiel de se différencier en de multiples lignées mésenchymateuses, incluant les ostéocytes, les chondrocytes, les adipocytes et les cellules du muscle squelettique sous conditions contrôlées [Pittenger et al., Science, 284(5411) : 143-147, 1999] [21]. Les MSCs remplissent tous les critères de vraies cellules souches (SC), i.e. autoreproductibilité, différentiation multilignées et reconstitution in vivo de tissu [Verfaillie, Trends Cell Biol., 12(11) : 502-508, 2002] [22]. Outre leur capacité à se différencier en de nombreux tissus mésenchymateux, les MSCs ont également montré leur capacité à se différencier en cellules endothéliales en utilisant un test d'angiogenèse in vitro où les cellules ont formé des structures de type capillaires caractéristiques [Oswald et al., Stem cells, 22(3) : 377-384, 2004] [23]. L'angiogenèse est un prérequis pour tous les tissus artificiels. Le système vasculaire délivre les nutriments et élimine les déchets 5 produits par toutes les parties du tissu. Sans un système vasculaire bien développé et fonctionnel, la possibilité de croissance cellulaire loin à partir de la surface du tissu ne peut être obtenue. Ces cellules endothéliales pré-différenciées sont considérées comme une nouvelle option pour 10 l'ingénierie de tissus artificiels basée sur les cellules MSC et les tissus conçus vascularisés. En plus des cellules souches trouvés dans les tissus adultes (i.e. MSC, cellules souches du sang, etc...), la récente dérivation de cellules souches embryonnaires (ES) 15 humaines à partir d'oeufs humains fertilisés in vitro a encore augmenté l'intérêt pour l'utilisation de telles cellules pour former des tissus spécialisés avec un potentiel thérapeutique. Les cellules ES, étant des cellules pluripotentes capables de se développer en chacun des types 20 cellulaires du corps adulte, nécessitent des signaux spécifiques pour une différenciation correcte. Actuellement l'innocuité et l'efficacité de la régénération tissulaire utilisant les cellules ES sont contestées par l'introduction de variations non souhaitées au cours de la manipulation des 25 sous-cultures, avec un risque conséquent de différenciation aberrante en plusieurs types cellulaires différents et de prolifération incontrôlée provoquant ainsi des tératomes. Cependant, du fait de leurs capacités combinées d'expansion illimitée et de pluripotence, les cellules ES restent en 30 théorie une source potentielle pour la médecine régénérative et le remplacement des tissus après une blessure ou une maladie. Les cellules souches (SC) sont généralement identifiées par la présence de marqueurs CD (CD34, CD133) [Lapidot et 35 al., Nature, 367(6464) : 645-648, 1994] [24]. Ces dernières années l'activité des aldéhydes déshydrogénases (ALDH) s'est révélée être une piste prometteuse comme marqueur discriminant additionnel [Hess et al., Blood, 107(5) : 21622169, 2004 ; Storms et al., Blood, 106(1) : 95-102, 2005] [25, 26]. La combinaison de ces marqueurs CD et ALDH a conduit à l'identification de deux sous-groupe de SC ayant des activités ALDH élevées (ALDHhi) ou faibles (ALDH1c)w) [Moreb, Curr. Stem Cell Res. Ther., 3(4): 237-246, 2008 ; Ma et Allan, Stem Cell Rev., 7(2) : 292-306, 2011] [27, 28]. La séparation de ces deux sous-groupes de SC par FACS et leur injection à des animaux immunodéficients a démontré que le sous-groupe ALDHhi est plus tumorigénique que le sous-groupe ALDH1ow [Croker et al., J. Cell. Mol. Med., 13(8B) : 22362252, 2009] [29] présentant ainsi une première preuve de l'existence d'un petit sous-groupe distinct de cellules souches qui ont été classés comme des cellules souches cancéreuses (CSC) et qui seraient très efficaces pour initier des tumeurs ou tératomes (alors que la majorité des cellules tumorales sont des cellules différenciées avec un potentiel réplicatif limité). Depuis, un consensus semble émerger pour restreindre la caractéristique ALDHhi aux CSC dans les tissus avec une activité ALDH faible ou quasi nulle [Ma et Allan, Stem Cell Rev., 2011, précité] [28]. Le risque de formation de tératomes constitue donc l'un des obstacles majeur à surmonter pour que des cellules souches différenciés in vitro puissent être garanties exemptes de tératomes avant leur utilisation par exemple en médecine régénérative [Teo et Vallier, Biochem J., 428 : 1123, 2010] [30]. Dans ce but, il est nécessaire de supprimer les cellules tumorales contaminant une population cellulaire normale, par exemple un greffon de cellules souches. Une telle déplétion peut être obtenue ex vivo/in vitro (par traitement du prélèvement recueilli) à l'aide d'anticorps monoclonaux et de complément, d'immunotoxine, de particules magnétiques ou de cytostatiques, et est généralement basée sur une expression différentielle des marqueurs de surface, tels que les marqueurs CD. Outre le risque d'altération des deux types de cellules (saines et tumorales), des études ont montré que les taux de rechute avec des greffons de cellules souches purgées ne sont pas diminués de façon significative en comparaison avec des greffons de cellules souches non purgées. Il apparait que cette rechute « endogène » résulte d'une suppression insuffisante des cellules tumorales contaminantes malgré une chimiothérapie à haute dose. Par ailleurs cette technique de purge tumorale comporte des limites lorsque les cellules cancéreuses à éliminer et les cellules normales expriment des marqueurs de surface identiques, comme dans le cas des cellules CS et CSC qui expriment toutes les deux les marqueurs CD34 et CD133. Par conséquent, il existe encore un besoin pour des 15 composés capables d'éliminer sélectivement les cellules cancéreuses et les cellules ayant la capacité de former des tumeurs ou tératomes contaminant une population cellulaire normale, en particulier une population de cellules souches différentiées, sans infliger de dommages collatéraux 20 irréversibles aux cellules normales. Ces composés permettraient ainsi d'obtenir des populations cellulaires homogènes « propres », car exemptes de cellules cancéreuses, utilisables en thérapie anti-cancer humaine ou animale sans risque de rechute « endogène ». 25 DESCRIPTION DE L'INVENTION C'est donc la première fois que les Inventeurs ont mis en évidence de manière tout à fait inattendue le rôle d'inhibiteurs des aldéhydes déshydrogénases (ALDH), les 30 aminothiolesters alpha,beta-acétyléniques, plus particulièrement les aminothiolesters N-substitués alpha,beta-acétyléniques, dans un processus de purge ex vivo de cellules cancéreuses et de cellules ayant la capacité de former des tumeurs et des tératomes présentes parmi une 35 population de cellules normales. Les Inventeurs ont plus particulièrement utilisé le DIMATE afin d'éliminer efficacement, sélectivement et de manière irréversible les cellules cancéreuses et les cellules capables de former des tumeurs ou tératomes mais sans infliger de dommages irréversibles aux cellules normales. Ils ont ainsi mis en évidence que le DIMATE présentait une innocuité vis-à-vis des cellules normales ou sinon constituait un composé cytostatique réversible sur des cellules souches mésenchymateuses normales une fois retiré du milieu de culture (figure 1), mais un agent apoptogénique irréversible sur des cellules cancéreuses (figure 4). Ils ont également mis en évidence que le DIMATE, en ne devenant actif que s'il est clivé par son enzyme cible, est un inhibiteur « suicide » [Quash et al., 2002, précité] [19] contrairement au DEAB. Ainsi les Inventeurs ont conclu que l'effet cytostatique réversible du DIMATE après 72h de contact avec des cellules épithéliales normales et des cellules souches normales, son innocuité sur des cellules MS dans un modèle in vitro d'angiogenèse sont de bonne augure pour une utilisation ex vivo dans laquelle l'intégrité des cellules normales doit être préservée. Par exemple, le DIMATE peut être utilisé pour purger les cellules cancéreuses présentes parmi des cellules normales, e.g. lors d'une transplantation de moelle osseuse autologue, ou encore pour éliminer les cellules ayant une capacité à former des tératomes présentes parmi une population de cellules souches différenciées. Sans se trouver limité par cette explication, l'effet du DIMATE, et par extension des autres aminothiolesters N-substitués alpha,beta-acétyléniques de formule générale (I) tels que définis ci-après, repose a priori sur la capacité d'induire une apoptose/nécrose spécifique et irréversible des cellules cancéreuses du fait de l'inhibition de l'activité de son enzyme cible, l'ALDHl. La présente invention a donc pour objet un procédé ex 35 vivo de purge tumorale d'un échantillon biologique caractérisé en qu'il comprend les étapes suivantes : (i) la mise en contact d'au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique avec ledit échantillon biologique ; (ii) la détection d'une éventuelle apoptose dans ledit échantillon biologique ; (iii) la séparation des éventuelles cellules apoptotiques des cellules vivantes dudit échantillon biologique ; (iv) la récupération dudit échantillon biologique purgé ; et où ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 0 S-R4 ( I ) dans laquelle - R1 représente : R5 OR5 R5 OR5 -N/\ ° ° C)N/ R6 Xe o R6 X u R7 u 5 R6 R6 R7 où R5 et R6 soit représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iv) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone, soit forment ensemble avec l'atome d'azote, un hétérocycle azoté saturé ou insaturé contenant de 2 à 6 atomes de carbone, ledit hétérocycle (i) comprenant en outre éventuellement un hétéroatome choisi parmi l'oxygène et le soufre, ou (ii) étant éventuellement substitué avec un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou un radical aryle contenant de 6 à 10 R2 R3 atomes de carbone, ou un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone, et/ou étant éventuellement fusionné avec un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone ; où R7 représente (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iv) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone ; et où X représente (i) un ion halogénure, ou (ii) un anion nitrate, sulfate, sulphonate, carboxylate, thiocyanate ou phosphate ; - R2 et R3 soit représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, 15 linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (ii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iii) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone, soit forment ensemble un cycle alkyle saturé contenant de 3 à 7 atomes de carbone ; 20 - R4 représente (i) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (ii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iii) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone. 25 Selon un mode de réalisation particulier, le procédé de l'invention comprend en outre une étape additionnelle de retrait dudit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique de formule générale (I) tel que défini ci-dessus entre les étapes ii) et iii) et son éventuel remplacement par 30 un véhicule, afin d'être en mesure de suivre l'élimination des cellules cancéreuses au cours du traitement par l'apparition de l'apoptose par tous moyens connus de l'homme du métier. Par exemple, l'élimination des cellules cancéreuses peut être contrôlée en suivant l'isopeptide libre 35 [Fesus et al. FEBS Lett., 284 :109-112, 1991] [31] sécrété dans le milieu de culture lorsque les cellules sont en apoptose (étape ii). En pratique, il convient de suivre, tous les jours, le niveau d'isopeptide libre et/ou lié dans le milieu de culture au cours du traitement pas ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique de formule générale (I) tel que défini ci-dessus. Lorsque ce niveau atteint un plateau, le traitement peut être interrompu car complet et le tri des cellules cancéreuses apoptotiques peut débuter (étape iii). On entend par « procédé ex vivo de purge tumorale » au sens de la présente invention, un procédé basé sur le traitement d'un échantillon biologique pour une élimination ciblée des cellules cancéreuses ou des cellules ayant la capacité d'initier des tumeurs ou tératomes contaminant ledit échantillon, par exemple un greffon de cellules souches. On entend par « échantillon biologique » au sens de la présente invention, toute population cellulaire ou tissu susceptible de contenir des cellules tumorales, des cellules ayant un potentiel tumoral et/ou des cellules ayant la capacité de former des tératomes. Par exemple, il s'agit d'une culture de cellules souches (SC), d'un greffon de moelle osseuse ou d'un fluide corporel tel que le sang. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 25 0 '( S-R4 ( I ) dans laquelle 30 (i) R4 représente un radical méthyle et R1, R2, R3, R5, R6 et R7 sont tels que définis dans la revendication 1, ou (ii) R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle Ri > R3 R2 et R1, R5, R6 et R7 sont tels que définis dans la revendication 1, ou (iii) R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle et R1 représente R5 / -NI\ R6 où R5, R6 et R7 sont tels que définis dans la revendication 1. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 0 '( S-R4 ( I ) dans laquelle 15 > R1 représente -N/\ R5 R6 où R5 et R6, sont tels que définis dans la revendication 1 ; > R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de 20 l'invention, ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 0 '( S-R4 10 Ri > R3 R2 Ri > R3 R2 (I) dans laquelle - R1 représente -N/\ R5 R6 13 où R5 et R6 soit représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical phényle, ou (iv) un radical benzyle ou 2-phényléthyle, soit forment ensemble avec l'atome d'azote (i) un hétérocycle azoté saturé contenant de 4 à 5 atomes de carbone, ledit hétérocycle comprenant en outre éventuellement un hétéroatome choisi parmi l'oxygène et le soufre, ou (ii) un hétérocycle azoté choisi parmi le 2,3- dihydro-1H-indole et le 1,3-dihydro-2H-isoindole ; - R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention,ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : R2 R3 S R4 dans laquelle R5 -1\j - /\ R6 où R5 et R6 représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé 25 linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical phényle, ou (iv) un radical benzyle ou 2- (I) R1 représente phényléthyle ; > R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta5 acétylénique de formule générale (I) est choisi parmi : H2N / nPr nPr N Ph / 0 'K SMe /eh 0 K 1^1\ SMe 0 Phyi SMe 0 '(/\ SMe 0 '(/\ SMe ID (SMe /r---Ph N / Ph SMe Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 10 R2 R3 S-R4 dans laquelle > R1 représente -N/\ R5 R6 où R5 et R6 forment ensemble avec l'atome d'azote (i) un hétérocycle azoté saturé contenant de 4 à 5 atomes de carbone, ledit hétérocycle comprenant en outre éventuellement un hétéroatome choisi parmi l'oxygène et le soufre, ou (ii) 5 un hétérocycle azoté choisi parmi le 2,3-dihydro-1H-indole et le 1,3-dihydro-2H-isoindole ; > R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta10 acétylénique de formule générale (I) est choisi parmi : 0 K SMe //o / sm SMe Selon un mode de réalisation particulier du procédé de l'invention, la purge tumorale d'un échantillon biologique 0 '( SMe 0 K SMe élimine les cellules tumorales, les cellules ayant un potentiel tumoral, et/ou les cellules ayant la capacité de former des tératomes. La présente invention a également pour objet un 5 échantillon biologique purgé obtenu par le procédé de l'invention. L'échantillon biologique purgé de l'invention ainsi obtenu est utilisé en médecine régénérative. L'échantillon biologique purgé de l'invention ainsi 10 obtenu est utilisé lors d'une greffe de moelle osseuse. L'échantillon biologique purgé de l'invention ainsi obtenu est utilisé lors d'une transfusion sanguine. La présente invention a également pour objet un dispositif pour la purge tumorale d'un échantillon biologique 15 comprenant : (i) une première chambre pour récupérer ledit échantillon biologique à purger ; (ii) une seconde chambre pour la mise en contact dudit échantillon avec au moins un aminothiolester alpha,bêta20 acétylénique tel que défini ci-dessus ; iii) une troisième chambre pour séparer les cellules apoptotiques dudit échantillon biologique ; et (iv) une quatrième chambre pour récupérer ledit échantillon biologique purgé. 25 Selon un mode de réalisation particulier, le dispositif de l'invention comprend en outre une chambre additionnelle entre les chambres ii) et iii) qui permet le retrait dudit au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique de formule générale (I) tel que défini ci-dessus, et son éventuel 30 remplacement par un véhicule. La présente invention a également pour objet un kit pour le procédé de l'invention caractérisé en ce qu'il comprend : (i) les moyens pour réaliser la purge tumorale dudit échantillon biologique ; 35 (ii) les moyens pour contrôler la purge tumorale dudit échantillon biologique. De préférence, les moyens pour réaliser la purge tumorale dudit échantillon biologique du kit de l'invention consistent en le dispositif de l'invention. Les exemples de mise en oeuvre de la présente invention 5 qui suivent, ainsi que les figures annexées, permettent d'illustrer l'invention et sont donnés à titre non limitatif. BREVE DESCRIPTION DES FIGURES - La figure 1 représente l'effet réversible du DIMATE 10 dans les cellules MSC. La prolifération des MSC a été contrôlée en utilisant le kit Cell Proliferation Kit II (XTT) et quantifiée optiquement en fonction de la capacité des cellules viables de produire le colorant formazan. Les cellules ont été cultivées dans un milieu de croissance 15 complet en présence de DIMATE (25 11M) pour une période initiale de 4 jours, et puis étendues pendant une période additionnelle de 4 jours en absence d'inhibiteur. La flèche indique le moment du retrait du DIMATE et son remplacement avec un véhicule (EtOH 0,01 %). Les contrôles ont consisté en 20 des cellules cultivées en milieu de croissance complet supplémenté avec le véhicule seul sur une période de 7 jours. Les traitements ont été réalisés en trois exemplaires. Les données sont représentatives de l'une des deux expérimentations indépendantes. 25 - La figure 2 représente l'effet des inhibiteurs d'ALDH MATE (10 gm) et DIMATE (10 11M) sur la différenciation des MSC dans un système de co-culture. Les MSC ont été induites à se différencier dans un système de co-culture avec des fibroblastes de prépuces dermiques humains pendant une 30 période de 16 jours. Les cellules ont été incubées en présence de MATE (10 gm), de DIMATE (10 11M), d'un véhicule (EtOH 0,01 %) ou de Suramine comme contrôle négatif, qui ont été ajoutés au milieu de culture tous les jours 2 pendant 16 jours. Les cellules co-cultivées ont été incubées avec un 35 anticorps monoclonal CD31 et un anticorps IgG secondaire anti-souris conjugué à la phosphatase alcaline. Les cellules MSC CD31+ différenciées ont alors été visualisées av le substrat BCIP/NBT. Les images sont représentatives de deux expérimentations répétées. - La figure 3 représente les cellules MSC différenciées 5 sur MATRIGEL traitées soit par un véhicule (EtOH 0,01 %), MATE (10 gm), DIMATE (10 11M) ou Suramine (contrôle négatif). La migration des MSC et l'organisation en structures de mailles de type endothélial sur un substrat de membrane basal (MATRIGEL) en présence de MATE (10 gm), DIMATE (10 11M), 10 véhicule (EtOH 0,01 %) ou Suramine (contrôle négatif) pendant une période de 8 heures. Les cellules viables ont été marquées avec la Calcéine AM 2 IM et ont été photographiées sur un microscope à fluorescence équipé avec un objectif x10. Les images sont représentatives de deux expérimentations 15 répétées. - La figure 4 représente l'effet cytotoxique de DIMATE sur la lignée cellulaire de tératocarcinome humain NT2/D1. Les cellules ont été étalées sur des boîtes de Pétri 35 mm et cultivées dans le milieu DMEM supplémenté avec FCS 10 % en 20 absence ou présence de DIMATE à différentes concentrations, comme indiqué. Les cellules ont été comptées en utilisant le bleu trypan afin d'exclure les cellules mortes. Le graphe représente le ratio de prolifération au jour 7, exprimé comme un pourcentage de cellules non traitées. EXEMPLES EXEMPLE 1 : EVALUATION DE LA TOXICITE DES INHIBITEURS DES ALDEHYDES DESHYDROGENASES (ALDH) SUR LES CELLULES SOUCHES 5 MESENCHYMATEUSES (MSC) Les cellules souches mésenchymateuses humaines dérivées de la moelle osseuse (MSC) ont été sélectionnées afin d'évaluer la toxicité des inhibiteurs des aldéhydes déshydrogénases (ALDH), MATE et DIMATE. 10 Les cellules MSC ont été fournies par le Dr. D.O. Borroto Escuela (Karolinska Institute, Stockholm). Les cellules ont été ensemencées dans des flacons de 25cm2 contenant du DMEM à faible concentration de glucose (GIBCO, Invitrogen), supplémentées en GlutaMAX-I 2mM (L-alanyl-L- 15 glutamine, GIBCO, Invitrogen), pénicilline 10 U/ml, streptomycine 100 mg, et sérum de veau foetal (FCS) 10 %. Les cultures de MSC ont été réalisées à 37°C sous CO2 5 %. Le milieu a été changé tous les deux jours et les cellules ont été utilisées pour les expérimentations au 20 passage 3-5. L'effet cytotoxique de l'inhibiteur d'ALDH DIMATE « maison » a été évalué par le kit Cell Proliferation Kit II (XTT) (Roche Diagncs GmbH, Mannheim, Allemagne) en suivant les instructions du fabricant. Le dosage est basé sur le 25 clivage du sel de tétrazolium jaune XTT pour former un colorant orange par les cellules métaboliquement actives. Le colorant formazan formé est soluble dans les solutions aqueuses et est directement quantifié en utilisant un spectrophotomètre multipuits à balayage (lecteur ELISA). 30 Les cellules MSC ont été ensemencées à une concentration de 5x103 cellules/puits dans 100 ml de milieu supplémenté dans des microplaques 96 puits, à fond plat. Les cellules ont été cultivées à 37°C et sous CO2 5 % en présence de DIMATE ou d'un véhicule (EtOH 0,01 %). Le composé 35 a été testé en trois exemplaires à des concentrations différentes : 1, 10, 25, 50, 100 gm. Les cellules ont été incubées pendant 24, 48, 72, 96 heures. Après chaque période d'incubation, 50 ml du mélange de marquage XTT, préparé à une concentration finale de 0,3 mg/ml ont été ajoutés aux puits et incubés pendant 8 heures à 37°C et sous CO2 5 %. La quantité de formazan produit a été quantifiée en utilisant un lecteur de plaque ELISA. Dans des expérimentations parallèles, l'effet réversible du DIMATE a été examiné. Les cellules MCS ont été ensemencées comme décrit ci-dessus et cultivées dans du milieu supplémenté contenant 25 gm de DIMATE changé toutes les 24 heures pendant une période de 4 jours. Les contrôles ont consisté en des cellules MCS cultivées dans du milieu supplémenté contenant un véhicule pendant 8 jours. Les données ont été analysées et tracées sous forme de graphe en utilisant le logiciel GraphPad Prism. Les résultats sont présentés dans la figure 1. MATE n'a présenté aucune toxicité vis-à-vis des MSC jusqu'à 100 gm. Une concentration similaire de DIMATE a résulté en une viabilité cellulaire de 85 % et un niveau de prolifération cellulaire diminué qui a commencé à se manifester à une concentration supérieures à 10 gm de composé. De manière intéressante, le retrait du DIMATE du milieu de culture a été suffisant pour restaurer la prolifération 25 des cellules MSC, suggérant un effet cytostatique réversible du DIMATE sur ces cellules lorsqu'utilisé à 25 gm. EXEMPLE 2 : DIFFERENCIATION DES CELLULES MSC DANS UN SYSTEME DE CO-CULTURE AVEC DES FIBROBLASTES DE PREPUCES DERMIQUES 30 Les cellules MSC ont été co-cultivées avec des fibroblastes de prépuces dermiques dans un milieu de différenciation endothélial conçu spécialement (kit V2a angiogenesis, TCS Cellworks, Buckingham, UK). Les cellules co-cultivées ont été laissées en culture pendant 16 jours. En 35 résumé, au jour 1, les cellules MSC ont été décongelées et ensemencées sur une couche de fibroblastes dermiques (ratio 1:5, respectivement) dans une plaque 24 puits dans le milieu Seeding. Au jour 2, le milieu a été remplacé par le milieu de croissance avec les différents traitements. Du milieu de croissance frais contenant les composés à tester a été changé tous les deux jours pendant une période de 16 jours. Les co-cultures ont été traitées avec les inhibiteurs d'ALDH MATE (10 1M) et DIMATE (10 Les expérimentations contrôles ont été réalisées en utilisant le véhicule EtOH (0,01 %), le promoteur d'angiogenèse VEGF comme contrôle positif, et la Suramine comme contrôle négatif, qui bloque la liaison de divers facteurs de croissance à leurs récepteurs correspondants sur les cellules. Pour visualiser la différenciation endothéliale et le développement des tubules dans les cultures, les cellules ont été fixées dans de l'éthanol froid (70 %) à température ambiante pendant 30 min, et lavées trois fois avec du PBS (BSA 1 %) pendant 5 min. Les cellules ont alors été incubées avec l'anticorps primaire anti-CD31 humain de souris pendant 60 min à 37°C. La solution d'anticorps primaire a été retirée et les cellules ont été lavées trois fois avant l'incubation avec l'anticorps secondaire (IgG anti-souris de chèvre conjugué à la phosphatase alcaline) pendant encore 60 min à 37°C. Les tubules ont été révélées en utilisant le substrat BCIP/NBT pendant 15-20 min à température ambiante. Après cette période de temps, les tubules ont développé une couleur violet foncé. Les puits ont été lavés trois fois avec de l'eau distillée, et laissés sécher à l'air libre avant que les plaques ne soient photographiées. La formation des tubules a été évaluée par le logiciel AngioSys Image Analysis (AngioSys 1.0). Les résultats sont présentés dans la figure 2. Lorsque les MSC ont été ensemencées sur une couche de fibroblastes dermiques, et cultivées pendant 16 jours dans un milieu de différenciation endothéliale spécial, les MSC se sont différenciées en cellules de type endothélial, avec l'expression du marqueur endothélial mature CD31. En outre, les cellules MSC différenciées se sont organisées en structure de type capillaire, avec formation d'anastomose et de lumina, un comportement typique des cellules endothéliales in vitro lorsqu'une différenciation est induite. Les co-cultures ayant reçu 10 gm de MATE ou DIMATE tous les deux jours au cours de la période de culture, n'ont présenté aucune différence ni sur la capacité de formation des tubules ni sur la longueur de ces tubules et l'anastomose, en comparaison avec les co-cultures ayant seulement reçu le véhicule (Et0H). Les données sont représentées dans le tableau 1 ci-après : Tableau 1 Effet du DIMATE sur la dans un essai de différenciation des MSC en co-culture de fibroblastes cellules de de prépuces type endothélial dermiques Jour 16 Aire (x103) Nombre de Nombre de Longueur totale tubules Longueur des jonctions tubules (x 0 des moyenne tubules Non traité 162±1,4 118±37 278±47 14±3,8 50±7 DIMATE (10 RM) 157 2,3 125 19 264 19 15 1,4 50 9 MATE 160 1,7 120 22 258 19 13 2,1 51 6 (10 gM) éhi=le 1117(1,11.: Suramine 22 7,6 7,5 3,1 48 7,6 1,2 0,1 33 1,4 Calibration = 1 pixel La Suramine, un inhibiteur pour plusieurs récepteurs de facteur de croissance, a été utilisée comme contrôle négatif dans ces expérimentations. Ces données ont confirmé que 10 IM de solution de ces composés n'affectent ni la prolifération des MSC ni leur capacité de se différencier en cellules de type endothélial. EXEMPLE 3 : DIFFERENCIATION DES CELLULES MSC DANS UNE MATRICE EXTRACELLULAIRE GELIFIEE Selon une approche différente, les fibroblastes dans la 5 culture cellulaire, ont été remplacés par une matrice extracellulaire gélifiée (MATRIGEL). La matrice de la membrane basale (BD Matrigel, facteur de croissance réduit (GFR), libre de rouge phénol, Bedford, MA) a été décongelée à 4°C et 80 ml ont été déposés par puits 10 dans des plaques 96 puits. Les plaques ont été transférées dans un incubateur de culture cellulaire et incubées à 37°C pendant 30 min pour permettre à la membrane basale d'épaissir. Les cellules MSC ont été pré-traitées pendant 24 heures 15 avec du DIMATE (10 gm), du MATE (10 gm), de la Suramine (contrôle négatif) ou un véhicule (EOH 0,01 %), et puis plaquées sur le dessus de la membrane basale gélifiée dans 1 ml de milieu 2 de croissance cellulaire endothélial (EBM-2, Lonza, Verviers, Belgique) supplémenté totalement avec FBS 20 2 %, hydrocortisone, bFGF, VEGF, hEGF, acide ascorbique, R3-IF, héparine et GA-100 et les différents composés (DIMATE, MATE, EtOH ou Suramine). Les plaques ont été incubées à 37°C, sous CO2 5 %, dans l'incubateur de culture cellulaire pendant une période de 25 8 heures. A la fin de cette période, les cellules vitales ont été visualisées après incubation avec la calcéine pendant 15 min et photographiées en utilisant un microscope à fluorescence inversé avec un filtre d'émission à 520 nm. Les résultats sont représentés dans la figure 3. 30 Les MSC ont pu se différencier sur le dessus de cette matrice riche en utilisant comme milieu de culture le milieu 2 basal endothélial (EBM-2) conditionné avec : facteur de croissance endothélial (VEGF), facteur B de croissance fibroblastique humain (rhFGF-B), héparine, acide ascorbique, 35 facteur de croissance épidermique humain (rhEGF), hydrocortisone, facteur 1 de croissance de type insuline long R recombinant (R3-IGF-1), gentamicine sulfate amphotéricine B et sérum de veau foetal (FBS). Sur une période de 8 heures de culture, les MSC ont migré pour aligner et former la structure de type capillaire en mailles, typique des cellules 5 endothéliales. Les cellules ont été incubées avec la calcéine 15 min avant que les photos soient prises, de sorte que seules les cellules métaboliquement actives ont été visualisées en fluorescence. D'après les images obtenues, aucun effet de MATE ou de DIMATE n'a été observé sur le 10 comportement des MSC dans la matrice extracellulaire gélifiée. EXEMPLE 4 : EVALUATION DE LA TOXICITE DES INHIBITEURS DES ALDEHYDES DESHYDROGENASES (ALDH) SUR LA LIGNEE CELLULAIRE 15 NTERA-2 cl.D1 Du fait de la pertinence générale médicale des cellules souches pluripotentes à envisager de nouvelles approches pour le traitement de pathologies dégénératives et malignes, et le besoin urgent de comprendre et prévenir les risques de 20 formation de tératomes dans les thérapies à base de cellules souches pluripotentes, l'effet cytotoxique du DIMATE a été évalué sur une lignée cellulaire de carcinome embryonnaire pluripotente maligne humaine, NTERA-2 cl.D1. La lignée cellulaire NTERA-2 cl.D1 [NT2/D1] est une 25 lignée de carcinome embryonnaire pluripotent malin humain dérivée par clonage de la lignée cellulaire NTERA-2. Les cellules ont été cultivées sous CO2 5 % humidifié, à 37°C dans du DMEM supplémenté en FCS 10 % (v/v), pénicilline 10 U/ml et streptomycine 100 mg. Les cellules utilisées dans 30 les expérimentations ont été ensemencées en trois exemplaires sur des boîtes de Pétri 35mm à une concentration de 10x103 cellules/boîte dans du milieu de culture complet contenant du DIMATE à différentes concentrations (1, 10, 25, 50, 100 gm) ou un véhicule (EtOH 0,01 %). Le milieu a été 35 changé tous les deux jours avec du milieu frais contenant les différents composés à tester. Au 2ème, 4ème et 7ème jour, les cellules ont été rincées au moins trois fois dans du PBS préchauffé et dispersées dans 2m1 de trypsine 0,125 % (w/v) dans du PBS exempt de CA2+/Mg2+ contenant de l'EDTA 50 mM, pendant 10 min, à 37°C. Les cellules viables en suspension ont ensuite été comptées en utilisant un hémocytomètre après coloration au bleu de trypan. Les résultats sont représentés dans la figure 4. Les données obtenues ont montré un effet inhibiteur de DIMATE sur la prolifération cellulaire (IC50 = 15 1M) avec une cytotoxicité irréversible, qui indique un rôle pivot pour ALDH1 dans la viabilité de ces cellules. REFERENCES 1. Vasiliou et Nebert, Hum. Genomics, 2(2) : 138-143, 2005 2. Marchitti et al., Expert Opin. Drug Metab. Toxicol., 5 4(6) : 697-720, 2008 3. Sladek, J. Biochem. Mol. Toxicol., 17(1) : 7-23, 2003 4. Domeyer et Sladek, Biochem. Pharmacol., 29(21) : 29032912, 1980 5. Bunting et al., J. Biol. Chem., 269(37) : 23197-23203, 10 1994 6. Lindahl et Petersen, Biochem. Pharmacol., 41(11) : 15831587, 1991 7. Canuto et al., Carcinogenesis, 15(7) : 1359-1364, 1994 8. Sreerama et Sladek, Arch. Oral Biol., 41(6) : 597-605, 15 1996 9. Quash et al., Biochem. J., 305(Pt 3) : 1017-1025, 1995 10. Pappa et al., Biochem. J., 376(Pt 3) : 615-623, 2003 11. Hayne et al., Mol. Pharmacol., 58(4) : 788-794, 2000 12. Li et al., Toxicol. Appl. Pharmacol., 139(1) : 135-143, 20 1996 13. Seyfried et Shelton, Nutr. Metab., 7 : 7, 2010 14. Halliwell et Gutteridge, Free Radicals in Biology and Medicine 4e éd., OUP Oxford, 2007 15. Quash et al., Curr. Med. Chem., 16(28) : 3686-3700, 2009 25 16. Muramoto et al., Stem Cells, 28(3) : 523-534, 2010 17. Demande de Brevet U.S. 2003/0181443 18. Quash et al., Eur. J. Med. Chem., 43(5) : 906-916, 2008 19. Quash et al., Biochem. Pharmacol., 64(8) : 1279-1292, 2002 30 20. Hiltbrand et al., Curr. Med. Chem., 16(10) : 1184-1191, 2009 21. Pittenger et al., Science, 284(5411) : 143-147, 1999 22. Verfaillie, Trends Cell Biol., 12(11) : 502-508, 2002 23. Oswald et al., Stem cells, 22(3) : 377-384, 2004 35 24. Lapidot et al., Nature, 367(6464) : 645-648, 1994 25. Hess et al., Blood, 107(5) : 2162-2169, 2004 26. Storms et al., Blood, 106(1) : 95-102, 2005 27. Moreb, Curr. Stem Cell Res. Ther., 3(4): 237-246, 2008 28. Ma et Allan, Stem Cell Rev., 7(2) : 292-306, 2011 29. Croker et al., J. Cell. Mol. Med., 13(8B) : 2236-2252, 2009 30. Teo et Vallier, Biochem J., 428 : 11-23, 2010 31. Fesus et al., FERS Lett., 284 : 109-112, 1991 REVENDICATIONS1) Procédé ex vivo de purge tumorale d'un échantillon biologique caractérisé en qu'il comprend les étapes 5 suivantes : (i) la mise en contact d'au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique avec ledit échantillon biologique ; (ii) la détection d'une éventuelle apoptose dans ledit échantillon biologique ; 10 (iii) la séparation des éventuelles cellules apoptotiques des cellules vivantes dudit échantillon biologique ; (iv) la récupération dudit échantillon biologique purgé ; 15 et où ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 0 S-R4 ( I ) dans laquelle - R1 représente : R5 OR5 R5 OR5 ---N -N/\( U / 0 0 / u u N X -N-R6 X° R6 R6 R7 R7 où R5 et R6 soit représentent, indépendamment l'un de 25 l'autre, (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iv) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone, soit forment R2 R3 20ensemble avec l'atome d'azote, un hétérocycle azoté saturé ou insaturé contenant de 2 à 6 atomes de carbone, ledit hétérocycle (i) comprenant en outre éventuellement un hétéroatome choisi parmi l'oxygène et le soufre, ou (ii) étant éventuellement substitué avec un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone, et/ou étant éventuellement fusionné avec un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone ; où R7 représente (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iv) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone ; et où X représente (i) un ion halogénure, ou (ii) un anion nitrate, sulfate, sulphonate, carboxylate, thiocyanate ou phosphate ; - R2 et R3 soit représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (ii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes de carbone, ou (iii) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de 25 carbone, soit forment ensemble un cycle alkyle saturé contenant de 3 à 7 atomes de carbone ; - R4 représente (i) un radical alkyle saturé ou insaturé, cyclique, linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (ii) un radical aryle contenant de 6 à 10 atomes 30 de carbone, ou (iii) un radical aralkyle contenant de 6 à 12 atomes de carbone. 2) Procédé selon la revendication 1, dans lequel ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique correspond à 35 la formule générale (I) suivante :'( S-R4 dans laquelle (i) R4 représente un radical méthyle et R1, R2, R3, R5, R6 et R7 sont tels que définis dans la revendication 1, ou (ii) R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle et R1, R5, R6 et R7 sont tels que définis dans la revendication 1, ou (iii) R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle et R1 représente R5 / -N1\ R6 où R5, R6 et R7 sont tels que définis dans la revendication 1. 3) Procédé selon la revendication 2, dans lequel ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : 0 '( S-R4 ( I ) dans laquelle Ri > R3 R2 30 ( I ) 20 Ri > R3 R2- R1 représente -N/\ R5 R6 où R5 et R6, sont tels que définis dans la revendication 1 ; - R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. 4) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans lequel ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : R3 R4 dans laquelle R5 - R1 représente N R6 R2 ( I ) où R5 et R6 soit représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou (iii) un radical phényle, ou (iv) un radical benzyle ou 2-phényléthyle, soit forment ensemble avec l'atome d'azote (i) un hétérocycle azoté saturé contenant de 4 à 5 atomes de carbone, ledit hétérocycle comprenant en outre éventuellement un hétéroatome choisi parmi l'oxygène et le soufre, ou (ii) un hétérocycle azoté choisi parmi le 2,3- dihydro-1H-indole et le 1,3-dihydro-2H-isoindole ; - R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. 5) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, dans lequel ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : / \ Ri R2 > R3 dans laquelle > R1 représente R4 R5 -Ni/\ ( I ) R6 où R5 et R6 représentent, indépendamment l'un de l'autre, (i) un atome d'hydrogène, ou (ii) un radical alkyle saturé linéaire ou ramifié contenant de 1 à 7 atomes de carbone, ou 10 (iii) un radical phényle, ou (iv) un radical benzyle ou 2- phényléthyle ; > R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. 6) Procédé selon la revendication 5, dans lequel ledit 15 au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique de formule générale (I) est choisi parmi : H2N 0 0 'K '(/\ SMe SMe 0 '/\ SMe nPr nPr N 0 '( SMePh 33 ID / 0 Phw (SMe rPh K N SMe Ph 0 K SMe 7) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, dans lequel ledit au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique correspond à la formule générale (I) suivante : R1 1 R2 R3 R4 dans laquelle > R1 représente -Ni/\ R5 R6 où R5 et R6 forment ensemble avec l'atome d'azote (i) un hétérocycle azoté saturé contenant de 4 à 5 atomes de carbone, ledit hétérocycle comprenant en outre éventuellement un hétéroatome choisi parmi l'oxygène et le soufre, ou (ii) un hétérocycle azoté choisi parmi le 2,3-dihydro-1H-indole et le 1,3-dihydro-2H-isoindole ; > R2, R3 et R4 représentent chacun un radical méthyle. 8) Procédé selon la revendication 7, dans lequel ledit au moins un aminothiolester alpha,bêta-acétylénique de 20 formule générale (I) est choisi parmi :) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 8, dans lequel la purge tumorale d'un échantillon biologique élimine les cellules tumorales, les cellules ayant un potentiel tumoral, et/ou les cellules ayant la capacité de former des tératomes. 10) Echantillon biologique purgé obtenu par le procédé 10 selon l'une quelconque des revendications 1 à 9. 11) Echantillon biologique purgé selon la revendication 10 pour son utilisation en médecine régénérative. 15 12) Echantillon biologique purgé selon la revendication pour son utilisation en greffe de moelle osseuse. o ( SM 34 0 K SMe 0 ( SMe 0 '( SMe 0 K SMe13) Echantillon biologique purgé selon la revendication 10 pour son utilisation en transfusion sanguine. 14) Dispositif pour la purge tumorale d'un échantillon biologique comprenant : (i) une première chambre pour récupérer ledit échantillon biologique à purger ; (ii) une seconde chambre pour la mise en contact dudit 10 échantillon avec au moins un aminothiolester alpha,bêtaacétylénique tel que défini dans l'une quelconque des revendications 1 à 8 ; (iii) une troisième chambre pour séparer les cellules apoptotiques dudit échantillon biologique ; et 15 (iv) une quatrième chambre pour récupérer ledit échantillon biologique purgé. 15) Kit pour un procédé ex vivo de purge tumorale d'un échantillon biologique tel que défini dans l'une quelconque 20 des revendications 1 à 9 caractérisé en ce qu'il comprend : (i) les moyens pour réaliser la purge tumorale dudit échantillon biologique ; (ii) les moyens pour contrôler la purge tumorale dudit échantillon biologique. 25 16) Kit selon la revendication 15, où les moyens pour réaliser la purge tumorale dudit échantillon biologique consistent en le dispositif selon la revendication 14.