FR 2980271 A1 20130322 FR 1158245 A 20110916 Procédé de détermination de la glycosylation d'un anticorps Domaine de l'invention : L'invention est relative à un procédé de détection de la liaison d'un anticorps à un récepteur des fragments cristallisables Fc (ci-après « récepteurs Fc » ou FcR) présents à la surface d'une cellule et également un procédé de détermination du niveau de glycosylation d'un anticorps. Etat de la technique Les anticorps monoclonaux recombinants ont permis, depuis quelques années, une révolution thérapeutique. Bien que leur efficacité clinique ne soit plus à prouver, leur mode d'action chez les patients reste peu connu. L'effet thérapeutique des anticorps ciblant des antigènes membranaires passe notamment par le recrutement de cellules effectrices exprimant des récepteurs pour le fragment cristallisable des anticorps (ci-après, « récepteurs Fc ») Les récepteurs Fc sont des protéines présentes à la surface de certaines cellules contribuant aux fonctions du système immunitaire, en particulier des cellules NK (« natural killer », tueuses naturelles), des macrophages, des neutrophiles et des mastocytes. Leur nom provient de leur capacité à se lier à la région Fc (fragment crystallisable) des anticorps. Il en existe plusieurs types, qui sont classés en fonction du type d'anticorps qu'ils reconnaissent : les récepteur Fc gamma (FcyR) se lient aux IgG, le récepteur Fc alpha (FcaR) se lie aux IgA et les récepteur Fc epsilon (FcER) se lient aux IgE. La liaison du récepteur Fc avec un anticorps déclenche différents mécanismes en fonction de la nature de la cellule sur laquelle est exprimé ce récepteur. La table 1 est un résumé de la distribution cellulaire des différents récepteurs Fc et des mécanismes déclenchés par la liaison du récepteur à un anticorps.30 Table 1 !Récepteur Anticorps ;Distribution lEffet suivant liaison à l'anticorps reconnu Cellulaire IgG IgG !Cellules NK Macrophages (certains tissus) :Macrophages Neutrophiles !Eosinophiles !Cellules !dendritiques Macrophages !Neutrophiles !Eosinophiles Plaquettes !Cellules de Langerhans Lymphocytes B Mastocytes Macrophages :Neutrophiles Eosinophiles , FcyRIIB1 (CD32) FcyRIIB2 (CD32) 1FcyRI IgG1 et (CD64 ) IgG3 FcyRIIA (CD32 ) IgG FcyRIIIA (CD16A ) !IgG phagocytose activation cellulaire génération d'oxygène réactif destruction de microbes phagocytose dégranulation (éosinophiles) aucun phagocytose inhibition de l'activité des cellules ;phagocytose !inhibition de l'activité des cellules !induction de la cytotoxicité à médiation cellulaire dépendante !d'anticorps- (ADCC) induction de la libération de cytokines par les macrophages FcyRIIIB (CD16b )IgG FcERI FcERII (CD23 ) IgE lIgA et !destruction de microbes dégranulation molécule d'adhésion possible Eosinophiles Macrophages Neutrophiles Mastocytes Cellules !dendritiques !folliculaires Mastocytes Eosinophiles !Basophiles !Cellules de Langerhans Lymphocytes B Eosinophiles !Cellules de Langerhans Monocytes !Macrophages Neutrophiles Eosinophiles Lymphocytes B M Cellules ig" I mésangiales Macrophages FcaRI (CD89 ) Fca / pR endocytose destruction de microbes ;phagocytose destruction de microbes Monocytes Macrophages Cellules dendritiques FcRn lIgG Cellules épithéliales Cellules endothéliales Hépatocytes transfert d'IgG de la mère au foetus par le placenta transfert d'IgG de la mère à l'enfant dans le lait Protège IgG de la dégradation Au regard de l'importance des mécanismes liés à la liaison des récepteurs Fc aux anticorps, il serait particulièrement avantageux de pouvoir détecter cette liaison lorsque ces récepteurs sont dans un contexte cellulaire, en particulier dans le cadre du développement d'anticorps ou de fragments Fc à vocation diagnostique ou thérapeutique. Des anticorps thérapeutiques déclenchant le mécanisme ADCC sont actuellement commercialisés (Herceptin®, Cetuximab®) et indiqués dans le traitement de certains cancers : le fragment Fc de ces anticorps se lie à un récepteur Fc présent sur les cellules NK, alors que les domaines variables de ces anticorps reconnaissent un antigène présent sur des cellules tumorales (Herceptin : Her2, Cetuximab : Her1). La liaison de ces anticorps à la fois à une cellule NK et à une cellule cancéreuse entraîne notamment la destruction de cette dernière par l'activation du mécanisme ADCC. Il est par ailleurs connu que la glycosylation du fragment Fc des anticorps influence l'affinité de ces anticorps pour les FcR, et donc leur capacité à recruter des cellules effectrices. En particulier des anticorps thérapeutiques modifiés ne comportant pas ou peu de résidus fucoses au niveau des groupes N-Glycans du fragment Fc provoquent une forte réponse ADCC à de faibles concentrations et avec une bien meilleure efficacité en comparaison avec leurs équivalents fucosylés (Shields et al, J Biol Chem. 2002 Jul 26;277(30):26733-40, Suzuki et al Clin Cancer Res. 2007 Mar 15;13(6):1875-82). La liaison des anticorps aux FcR a été mesurée dans ces études par un dosage de type ELISA (acronyme de « enzyme linked immunosorbent assay »), ou bien de manière fonctionnelle, par la mesure de la réponse ADCC. De manière générale, une méthode de détection de la liaison d'anticorps potentiellement thérapeutiques aux récepteurs Fc exprimés par une cellule intacte serait un outil précieux pour le développement d'anticorps thérapeutiques, ou encore pour l'étude de mécanismes du système immunitaires médiés par les récepteurs Fc. Les techniques actuellement disponibles pour étudier la liaison d'anticorps aux recepteurs Fc sont relativement fastidieuses. Le système commercialisé sous le nom Biacore® permet la détection d'interactions entre deux partenaires de liaison et est basé sur le phénomène de la résonnance plasmon de surface. Ce système a été utilisé pour étudier l'effet de la glycosylation de fragments Fc d'anticorps sur leur liaison au récepteur FcyRIII. Il nécessite l'immobilisation du récepteur Fc ou bien d'un fragment du domaine Fc de l'anticorps testé à une micropuce, capable de générer un signal qui dépend de l'indice de réfraction à sa surface (Biacore Journal Number 1, 2009, 15-17). Cette approche présente plusieurs inconvénients, notamment une étape critique de fixation d'un des partenaires de liaison à la surface de la micropuce, la nécessité d'un équipement couteux qui requiert une certaine expertise, et le fait que la technique ne permette pas de travailler avec des cellules vivantes exprimant le récepteur Fc étudié. Par ailleurs, cette approche ne fournit pas non plus d'information quant à l'éventuelle liaison de l'anticorps testé à son antigène dans sa conformation cellulaire. La demande de brevet Français FR2844521 décrit une approche selon laquelle un anticorps est mis en contact avec des cellules exprimant le récepteur CD16 en présence de l'antigène dudit anticorps, et au moins une cytokine produite par les cellules est mesurée, une augmentation de la quantité de cytokine étant représentative de l'activation desdites cellules. Cette technique ne permet pas la mesure directe de la liaison de l'anticorps au FcR. Elle nécessite également une étape de centrifugation du surnageant pour détecter les cytokines sécrétées par les cellules. La demande de brevet Européen EP 1 298 219 décrit une méthode de dosage de l'effet du fragment Fc d'un anticorps sur une cellule exprimant un FcR, consistant à immobiliser ledit anticorps sur un support solide, à cultiver des cellules exprimant ledit récepteur en présence dudit anticorps, et à mesurer l'effet éventuel du FcR en présence de l'anticorps. Dans cette méthode, l'activation du FcR est également mesurée de manière indirecte en détectant la production de cytokines par la cellule. Cette technique présente les mêmes inconvénients que celle décrite dans la demande FR2844521, notamment une étape de centrifugation. La demande de brevet américain US 2009/0176220 présente une variante des approches précédentes consistant à mettre en contact des cellules exprimant des FcR avec des anticorps ayant fait l'objet d'une agrégation préalable. Comme dans les techniques précédentes, l'activation des cellules est déterminée par la mesure de cytokines sécrétées par la cellule. La société Cisbio Bioassays commercialise une gamme de produit sous la dénomination Tag-lite®, permettant le marquage de protéines exprimées par des cellules par des composés fluorescents, ainsi que des composés fluorescents partenaires de FRET (HTRF®). Le phénomène de FRET entre un composé donneur d'énergie et un composé accepteur étant dépendant de la distance entre ces deux composés, les produits de la gamme Tag-lite® permettent d'étudier des interactions moléculaires dans un contexte cellulaire. Une des applications de cette technique est l'étude de l'interaction entre un récepteur couplé aux protéines G (RCPG) marqué par un partenaire de FRET, avec son ligand marqué par un deuxième partenaire de FRET. Cette approche permet par exemple d'effectuer des dosages par compétition pour évaluer la liaison de nouveaux ligands potentiels de ces RCPG. Un autre exemple d'application de ces produits est l'étude de la dimérisation de RCPG marqués par des composés partenaires de FRET. Il n'existe pas aujourd'hui de méthode permettant de mesurer directement la liaison d'un anticorps à un récepteur Fc exprimé à la surface d'une cellule intacte. Les techniques existantes présentent plusieurs inconvénients : dosages indirects de cytokines sécrétées par les cellules, étapes de centrifugation peu adaptées à une mise en oeuvre automatisée, ou encore utilisation d'approches nécessitant des étapes préliminaires fastidieuses et dont la mise en oeuvre est relativement longue. Ces techniques ne permettent pas non plus d'obtenir facilement et rapidement des informations sur le niveau de glycosylation d'un anticorps donné et son effet sur la liaison aux récepteurs Fc. Les inventeurs ont mis au point une méthode permettant de résoudre ces problèmes. Description L'invention consiste en un procédé in vitro de détermination de la liaison d'un anticorps avec un récepteur Fc exprimé dans des membranes cellulaires ou des cellules intactes présentes dans un milieu de mesure, comprenant les étapes suivantes : (i) Marquage direct ou indirect dudit récepteur Fc par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET, ou bien introduction dans le milieu de membranes cellulaires ou de cellules intactes dont les récepteurs Fc ont été préalablement marqués de manière directe par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET ; (ii) Ajout dans le milieu de mesure dudit anticorps, marqué de manière directe ou indirecte par le second membre dudit couple de partenaires de FRET ; (iii)Mesure du signal de FRET, l'existence d'un signal de FRET étant représentative de la liaison de l'anticorps au récepteur Fc. Ce procédé peut être notamment utilisé pour déterminer la constante de dissociation d'un complexe récepteur Fc-Anticorps. Dans ce cas, elle est répétée avec différentes concentrations d'anticorps, en particulier des concentrations croissantes d'anticorps, afin d'établir une courbe de saturation, représentant l'évolution du signal de FRET en fonction de la concentration en anticorps. Cette courbe permet de déterminer la constante de dissociation (« Kd »), correspondant à la concentration d'anticorps à 50% de la saturation du récepteur Fc. Un format de dosage par compétition constitue une mise en oeuvre préférée de l'invention. Dans cette mise en oeuvre, l'invention consiste en un procédé in vitro de détermination de la liaison d'un anticorps (ci-après « anticorps compétiteur ») avec un récepteur Fc exprimé dans des membranes cellulaires ou des cellules intactes présentes dans un milieu de mesure, par compétition avec un anticorps de référence, comprenant les étapes suivantes : (i) Marquage direct ou indirect dudit récepteur Fc par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET, ou bien introduction dans le milieu de membranes cellulaires ou de cellules intactes dont les récepteurs Fc ont été préalablement marqués de manière directe par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET ; (ii) Ajout dans le milieu de mesure de l'anticorps compétiteur ; (iii) Ajout dans le milieu de mesure d'un anticorps de référence, marqué de manière directe ou indirecte par le second membre dudit couple de partenaires de FRET ; (iv)Mesure du signal de FRET, une diminution du signal mesuré en présence de l'anticorps compétiteur par rapport à celui mesuré en son absence étant représentative de la liaison de cet anticorps au récepteur Fc. Les étapes (i) (ii) et (iii) sont mises en oeuvre de préférence dans cet ordre, mais il est possible de mettre en contact les différents éléments dans un ordre différent (par exemple ((i), (iii), (ii)), ou encore simultanément. L'étape (iv) est mise en oeuvre après un temps d'incubation qui peut aller de quelques minutes (par exemple 3, 4, 5 minutes), à plusieurs heures (par exemple de 1 à 20 heures). Si la concentration de l'anticorps compétiteur est connue, alors on peut comparer le signal obtenu à l'étape (iv) avec le signal mesuré lorsque le procédé est mis en oeuvre avec un anticorps de référence non-marqué à la place de l'anticorps compétiteur, et conclure quant à l'affinité de ce dernier pour le récepteur Fc. En particulier, à concentration égale, si le signal de FRET mesuré en présence de l'anticorps compétiteur est inférieur à celui mesuré en présence de l'anticorps de référence non-marqué, alors l'anticorps compétiteur a une meilleure affinité que ce dernier, et inversement. L'anticorps de référence non-marqué peut être le même que celui de l'étape (iii), ou bien un autre anticorps auquel on veut comparer l'anticorps compétiteur. Par ailleurs, lorsque le procédé de dosage par compétition ci-dessus est reproduit en présence de différentes quantités d'anticorps à tester et d'une quantité fixe d'anticorps de référence les résultats obtenus permettent de déterminer l'EC50 de l'anticorps compétiteur. L'EC50 de l'anticorps peut être comparée à celle de l'anticorps de référence, l'anticorps ayant l'EC50 la plus basse étant celui ayant la meilleure affinité pour le récepteur Fc. Par « EC50 » on entend la concentration permettant d'atteindre 50% d'un effet donné. Ici, l'EC50 d'un anticorps compétiteur correspondra à la concentration de cet anticorps inhibant 50% de la liaison de l'anticorps de référence au récepteur Fc. L'homme du métier est familier de cette notion et des logiciels sont disponibles pour calculer automatiquement les EC50 à partir des résultats obtenus dans le cadre de la mise en oeuvre précédente. Il est à noter que le procédé selon l'invention ne nécessite pas que l'anticorps compétiteur soit utilisé sous forme purifiée : il peut être inclus dans un mélange, par exemple un surnageant de culture de cellules produisant cet anticorps. C'est l'un des avantages du procédé de l'invention que de pouvoir étudier des anticorps non purifiés, puisqu'il ne nécessite pas d'étapes fastidieuses de préparation des anticorps à tester. Les procédés ci-dessus sont mis en oeuvre avec des récepteurs Fc exprimés dans des membranes cellulaires ou des cellules intactes. Ces membranes peuvent être préparées de manière classique à partir de cellules soumises à un traitement chimique ou mécanique. Le terme « membranes cellulaires » inclut les membranes de cellules intactes, et la mise en oeuvre de l'invention avec des cellules intactes est particulièrement avantageuse et préférée puisque le procédé est alors effectué dans un contexte relativement proche de la réalité biologique. Par « anticorps de référence », on entend un anticorps dont on sait de manière certaine qu'il se fixe au récepteur Fc. Ainsi si le récepteur Fc est un récepteur Fc gamma (FcyR), l'anticorps de référence pourra être tout anticorps de la classe des IgG, quelle que soit sa spécificité épitopique. De même, si le récepteur Fc est un récepteur Fc alpha ou epsilon, l'anticorps de référence pourra être tout anticorps de la classe des IgA ou des IgE, respectivement. De manière inattendue, le procédé selon l'invention est suffisamment sensible pour permettre l'observation de variations d'affinité lorsque certaines modifications sont opérées sur les anticorps. Plus précisément, les inventeurs ont découvert que les modifications connues pour augmenter ou diminuer l'affinité d'un anticorps avec un récepteur Fc étaient corrélées avec des variations d'EC50 mesurées avec le procédé selon l'invention. Ainsi, dans une mise en oeuvre particulière, l'anticorps de référence et l'anticorps compétiteur diffèrent notamment en ce que ce dernier a été fabriqué selon un procédé, ou bien a fait l'objet d'un traitement, visant à altérer le niveau de glycosylation de son fragment Fc. En particulier et dans une mise en oeuvre préférée, l'anticorps à tester a été fabriqué selon un procédé, ou bien a fait l'objet d'un traitement, visant à altérer la fucosylation de son fragment Fc. De tels procédés et traitements sont connus de l'homme du métier et sont utilisés pour améliorer l'efficacité de certains anticorps thérapeutiques. Ces traitements, décrits entre autre par Yamane-Ohnuki et al. (MAbs. 2009 May-Jun;1(3):230-6) sont de trois types : - Procédé de production d'anticorps par génie génétique dans des organismes eucaryotes (levures) ou des cellules végétales dont les voies de Nglycosylation ont été modifiées pour les rendre plus proches de celles des mammifères : cette approche consiste à désactiver certains gènes impliqués dans les mécanismes de N-glycosylation de ces organismes et à en introduire d'autres qui sont spécifiques des voies de N-glycosylation des mammifères. - Procédé de production d'anticorps par génie génétique dans des cellules de mammifères (1) ayant naturellement une activité intrinsèque de fucosylation a-1,6 limitée, ou (2) dans lesquelles les mécanismes de fucosylation a-1,6 ont été inhibés par l'introduction de petits brins d'ARN interférant (connus sous l'acronyme siRNA), ou encore (3) dans lesquelles ont été introduits l'ADN codant pour la 13-1,4-N- acétylglucosanninyltransférase (GnTIII) et celui codant pour l'a-mannosidase II (ManII) du Golgi, ou enfin (4) dont la fonction de fucosylation a-1,6 a été inhibée au niveau du locus génomique responsable de cette voie de glycosylation. - Contrôle de la fucosylation d'anticorps in vitro, par traitement avec des enzymes catalysant la fucosylation de protéines non-fucosylées ou bien des fucosylases capables de cliver les résidus sucrés de protéines fucosylées. L'invention permet de tester facilement les anticorps ainsi obtenus pour leur capacité à se lier aux récepteurs Fc, ce qui constitue une information très précieuse car indicative de l'efficacité thérapeutique potentielle de ces anticorps. Une variante de l'invention permet de déterminer le niveau de glycosylation d'un anticorps à tester. Elle est caractérisée en ce qu'elle comprend les étapes suivantes : - mise en oeuvre du procédé de dosage par compétition avec plusieurs anticorps compétiteurs ayant des niveaux connus de glycosylation ou de déglycosylation, ce procédé étant reproduit en présence de différentes quantités de chaque anticorps compétiteur et d'une quantité fixe d'anticorps de référence puis - mise en oeuvre du procédé de dosage par compétition mais cette fois avec l'anticorps à tester en tant qu'anticorps compétiteur, ce procédé étant reproduit en présence de différentes quantités d'anticorps à tester et d'une quantité fixe d'anticorps de référence, et - détermination du niveau de glycosylation de l'anticorps testé par comparaison de son EC50 avec celle de chacun des anticorps compétiteurs dont les niveaux de glycosylation ou de déglycosylation sont connus. Ce procédé permet en particulier de déterminer le niveau de fucosylation d'un anticorps. Ces dernières mises en oeuvre permettant l'étude d'anticorps dont la glycosylation ou la fucosylation a été limitée d'une manière ou d'une autre, sont particulièrement adaptées au cas où le récepteur Fc est un récepteur Fc gamma et en particulier le récepteur CD16a ou un de ses variants, dont la liaison aux fragments Fc des anticorps de la classe des IgG1 est connue pour être liée au niveau de fucosylation de ces anticorps. Dans la mesure où le niveau de fucosylation des anticorps est directement corrélé à l'intensité de la réponse de la cellule effectrice, par exemple à l'intensité de la réponse ADCC, ce procédé permet de prédire la capacité de l'anticorps à déclencher une réponse via la cellule effectrice. Dans les mises en oeuvre précédentes, des membranes cellulaires dont les récepteurs ont été préalablement marqués (et les membranes cellulaires éventuellement congelées) peuvent également être utilisées, et l'étape (i) consiste alors en l'introduction dans le milieu de mesure de membranes cellulaires dont les récepteurs Fc ont été préalablement marqués de manière directe par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET. Dans le cas où des cellules marquées congelées sont utilisées, elles auront fait l'objet d'un lavage après leur décongélation et préalablement à leur ajout dans le milieu de mesure. Les termes utilisés ci-dessus ont les significations suivantes : « Couple de partenaires de FRET » : cette expression désigne un couple constitué d'un composé fluorescent donneur d'énergie (ci-après « composé fluorescent donneur ») et d'un composé accepteur d'énergie (ci-après « composé accepteur »); lorsqu'ils sont à proximité l'un de l'autre et lorsqu'ils sont excités à la longueur d'onde d'excitation du composé fluorescent donneur, ces composés émettent un signal de FRET. Il est connu que pour que deux composés fluorescents soient partenaires de FRET, le spectre d'émission du composé fluorescent donneur doit recouvrir partiellement le spectre d'excitation du composé accepteur. « Signal de FRET » : désigne tout signal mesurable représentatif d'un FRET entre un composé fluorescent donneur et un composé accepteur. Un signal de FRET peut donc être une variation de l'intensité ou de la durée de vie de luminescence du composé fluorescent donneur ou du composé accepteur lorsque ce dernier est fluorescent. « Milieu de mesure » : désigne le contenu du puits d'une plaque, d'un tube à essai ou de tout autre contenant approprié au mélange de cellules ou de membranes cellulaires avec les réactifs nécessaires à la mise en oeuvre de l'invention. Le récepteur Fc est choisi parmi les récepteurs de la table 1, et de manière préférée est le recepteur CD16a (FcyRIIIa) ou un de ses variants. Plusieurs variants de ce récepteur sont connus, en particulier les variants naturels L66H, L66R, G147D, Y158H, F203S, F176V (ou F158V dans certaines publications). Dans une mise en oeuvre préférée, c'est le variant V158 (ou V176) qui est utilisé. Dans une autre mise en oeuvre c'est le variant F158 (ou F176). Les différents moyens de marquage du récepteur Fc sont décrits ci-après, mais de préférence le récepteur Fc est marqué de manière directe via une enzyme suicide, cette enzyme pouvant être en particulier choisie parmi : les mutants de la déshalogénase, ou un fragment de la protéine de transport d'acyles, les mutants de l'06-alkylguanine DNA alkyltransférase, ces derniers étant préférés. Comme indiqué par ailleurs, cette méthode de marquage du récepteur Fc implique que les cellules aient fait l'objet d'un traitement préalable permettant l'expression d'une protéine de fusion comprenant le récepteur Fc et l'enzyme suicide. Le marquage sera effectué par ajout du substrat de l'enzyme, conjugué à l'un des membres du couple de partenaires de FRET. De même, les moyens de marquage de l'anticorps marqué par fluorophore sont décrits ci-après mais de manière préférée, cet anticorps est marqué de manière directe, par liaison covalente avec un des partenaires de FRET. Dans une mise en oeuvre particulière, le récepteur Fc est marqué par le composé accepteur et l'anticorps par le composé donneur. Dans une autre mise en oeuvre, le récepteur Fc est marqué par le composé donneur et l'anticorps par le composé accepteur. Cette dernière mise en oeuvre est préférée. Marquage du récepteur Fc (a) Couplage du récepteur Fc avec un donneur ou un accepteur de manière indirecte (non covalente) Le donneur ou l'accepteur peuvent être couplés avec le récepteur Fc via une protéine capable de s'associer au récepteur Fc, cette protéine étant elle-même marquée de manière directe ou indirecte par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET. Il est par exemple connu que le récepteur FeyRIIIA (CD16a) est associé dans la membrane cellulaire à la chaîne gamma du récepteur FcERI ou à la sous unité zeta de CD3 ; le récepteur CD16a peut ainsi être marqué de manière indirecte via ces chaînes gamma ou zeta, elles-mêmes marquées directement par un composé fluorescent. Le donneur ou l'accepteur peut être couplé avec le récepteur Fc par l'intermédiaire d'un couple de partenaires de liaison dont l'un au moins est de nature protéique. Dans cette approche, le récepteur Fc est fusionné avec le partenaire de liaison de nature protéique par les techniques classiques de biologie moléculaire (construction d'un vecteur d'expression comprenant une séquence de nucléotides codant pour le récepteur Fc, fusionnée avec celle codant pour le partenaire de liaison protéique, et introduction du vecteur d'expression dans la cellule). Le donneur ou l'accepteur est conjugué de manière covalente à l'autre partenaire de liaison, que l'on appelle ici agent de couplage, qui sera ensuite ajouté au milieu extracellulaire. La reconnaissance des partenaires de liaison permet le marquage indirect du récepteur Fc par le donneur ou l'accepteur. A titre d'exemple non limitatif de ce type de partenaires de liaison, on peut citer : - Le couple constitué par un anticorps spécifique d'un épitope naturellement présent sur le récepteur Fc, marqué par un composé fluorescent, et cet épitope. Lorsque cette méthode de marquage est utilisée, il convient de vérifier que la liaison de cet anticorps à cet épitope ne gêne pas la liaison du récepteur Fc aux fragments Fc d'anticorps. Par ailleurs, dans cette mise en oeuvre, il convient d'éviter d'utiliser un anticorps dont le fragment constant pourrait être reconnu par le récepteur Fc d'intérêt. - Le couple constitué de la séquence cystéine-cystéine-X-X-cystéine-cystéine (SEQ ID N°1) dans laquelle X est un acide aminé quelconque et d'un composé bi-arsenic. Ces composés bi-arsenic peuvent être facilement marqués avec une molécule organique du type fluorescéine ou rhodamine (voir B.A.Griffin et al. (1998) Science. 1998, 281, 269-271 et S.A. Adams et al. (2002) 3. Am. Chem. Soc. 2002, 124, 6063-6076 pour des détails sur la technologie). - Le peptide BTX (bungarotoxine), composé de 13 acides aminés qui est reconnu par la bungarotoxine (BTX), peut être couplé à une molécule fluorescente (voir C. M. McCann et al. (2005), Biotechnique (2005), 38, 945952). - Le couple streptavidine (ou avidine) / biotine : la séquence de liaison de la Streptavidine (SBP-Tag) est une séquence formée par 38 acides aminés qui présente une haute affinité pour la biotine pouvant être préalablement marquée avec un donneur ou un accepteur (voir C. M. McCann et al. (2005), Biotechnique (2005), 38, 945-952). - La séquence de l'enzyme dihydrofolate réductase d'E. coli (eDHFR) qui lie spécifiquement et avec une haute affinité des ligands, tels que la triméthoprime sur lesquels peuvent être greffés le donneur ou l'accepteur selon la technologie dénommée « Ligand link Universal labelling technology » de la Société Active Motif. - Les couples tags/antitags sont des partenaires de liaison fréquemment utilisés pour marquer des protéines. Le terme « tag » désigne une petite « étiquette » protéique constituée d'une séquence d'acides aminés, généralement mais pas obligatoirement assez courte (moins de 15 acides aminés), qui est fusionnée au récepteur Fc. Le terme « antitag » désigne un anticorps se liant de manière spécifique audit « tag ». Dans cette mise en oeuvre, l'anticorps « antitag » est lié de manière covalente au donneur ou à l'accepteur. Lorsque l'anticorps ainsi marqué est ajouté au milieu extracellulaire, il se lie au « tag » conjugué au récepteur Fc et l'interaction « tag/antitag » permet le marquage indirect de cette protéine par le donneur ou l'accepteur. A titre d'exemple non limitatif de couples « tags/antitags », on peut citer les couples suivants dont les membres sont disponibles commercialement : GST/anticorps anti-GST dans lequel GST représente la glutathione S-transférase ou un de ses fragments ; 6HIS/anticorps anti6HIS dans lequel 6HIS est un peptide constitué de 6 histidines ; Myc/anticorps anti-Myc dans lequel Myc est un peptide constitué des acides aminés 410-419 de la protéine Myc humaine ; FLAG/anticorps anti-FLAG dans lequel FLAG est un peptide ayant les 8 acides aminés DYKDDDDK (SEQ ID N°2) ; HA/anticorps anti HA dans lequel HA est un épitope de l'hémaglutinine d'Influenza, constitué des 9 acides aminés YPYDVPFYA (SEQ ID N°3). Il est clair que la nature exacte du tag n'est pas critique pour la mise en oeuvre de l'invention. (b) Couplage du récepteur Fc avec un donneur ou un accepteur de manière 5 covalente Dans cette approche, le donneur ou l'accepteur est couplé au récepteur Fc par une liaison covalente ; plusieurs techniques ont été décrites et les réactifs nécessaires à leurs mises en oeuvre sont disponibles commercialement. Pour ce couplage, on pourra utiliser l'une des techniques ci-après : 10 - Formation d'une liaison covalente au niveau d'un groupe réactif présent sur le récepteur Fc, en particulier au niveau d'un des groupes suivants : le groupe amino terminal, les groupes carboxylates des acides aspartiques et glutamiques, les groupes amines des lysines, les groupes guanidines des 15 arginines, les groupes thiols des cystéines, les groupes phénols des tyrosines, les cycles indoles des tryptophanes, les groupes thioéthers des méthionines, les groupes imidazoles des histidines. Ces groupes présents sur le récepteur Fc peuvent former une liaison 20 covalente avec un groupe réactif porté par le donneur ou l'accepteur. Les groupes réactifs appropriés sont connus de l'homme du métier : un donneur ou l'accepteur fonctionnalisé par un groupe maléimide sera par exemple capable de se lier de manière covalente avec les groupes thiols portés par les cystéines de la protéine. De même, un donneur/accepteur portant un 25 ester de N-hydroxysuccinimide sera capable de se fixer de manière covalente à une amine du récepteur membranaire. - Utilisation d'une enzyme suicide Par enzyme suicide on entend des protéines qui ont une activité 30 enzymatique modifiée par des mutations spécifiques qui leur confèrent la capacité de lier rapidement et de façon covalente un substrat. Ces enzymes sont dites « suicides » car chacune ne peut lier qu'une seule molécule fluorescente, l'activité de l'enzyme étant bloquée par la fixation du substrat. Ces enzymes constituent par conséquent un outil de choix pour marquer 35 spécifiquement des récepteurs d'intérêt avec un rapport d'une molécule fluorescente pour une protéine. Dans cette approche, une enzyme suicide est fusionnée, par les techniques classiques de biologie moléculaire, avec le récepteur Fc -de préférence dans sa partie N-terminale- et le substrat de l'enzyme lié de manière covalente à un donneur/accepteur est introduit dans le milieu extracellulaire. La réaction enzymatique a pour conséquence la liaison covalente du substrat marqué à l'enzyme, et donc le marquage du récepteur Fc par le donneur ou l'accepteur. On peut citer à titre d'exemple non limitatif les enzymes suivantes : - les mutants de l'O6-alkylguanine DNA alkyltransférase (AGT). Les enzymes SNAP-tag (Juillerat et al, Chemistry & biology, Vol.10, 313- 317 Avril 2003) et CLIP-tag (Gautier et al, Chemistry et Biology, 15, 128-136, février 2008) commercialisées par la société Cisbio Bioassays sont des mutants de l'AGT humaine dont les substrats sont respectivement, l'06-benzylguanine (ci-après abrégée BG) et l'02-benzylcytosine (ci-après abrégée BC). L'enzyme N-AGT (Gronemeyer et al. (Protein engineering, design & selection, vol. 19, no 7, pp 309-3016, 2006)) est un autre mutant de cette enzyme dont la réactivité avec l'O6-benzylguanine est meilleure que celle de l'enzyme SNAP-tag. - les mutants d'une déshalogénase (telle que l'enzyme HaloTag commercialisée par Promega) qui génère également une réaction enzymatique du type suicide (voir W02004/072232), dont certains des substrats sont des composés de la famille des chloroalcanes, en particulier les chloroalcanes comportant le motif -NH-CH2CH2-0- CH2CH2-0-(CH2)6-Cl. Dans ce cas, le donneur/accepteur sera conjugué à ce type de motif. - La protéine ACP (« Acyl Carrier Protein »), protéine transporteur d'acyles, sur laquelle est transféré, en présence de phosphopantéthéine transférase, le résidu 4'-phosphopantéthéine du coenzyme A sur une sérine de l'ACP (N. George et al, Journal of the American Chemical society 126 (2004) p 8896-8897). Lorsque cette approche est utilisée pour marquer le récepteur Fc par le donneur ou l'accepteur, il est nécessaire de rajouter au milieu réactionnel de la phosphopantéthéine transférase. La société NEB commercialise un fragment de l'ACP sous le nom commercial « ACP-Tag » pour le marquage de protéines. Lorsque cette approche est utilisée pour marquer le récepteur d'intérêt, les cellules sont transfectées avec un plasmide d'expression comportant l'ADN codant pour une protéine de fusion comprenant l'enzyme suicide et le récepteur d'intérêt. Ce plasmide peut également comprendre, en amont de l'ADN codant pour ces protéines, l'ADN codant pour une étiquette telle que par exemple l'épitope FLAG, l'épitope myc, ou encore celui de l'hémaglutinine de l'influenza (HA). Ces étiquettes ne sont pas essentielles mais facilitent la manipulation de la protéine de fusion à des fins de contrôle ou de purification. La transfection est opérée par les techniques classiques, telle que l'électroportion. Pour s'assurer que la protéine de fusion sera exprimée dans la membrane cellulaire, il peut être utile d'inclure dans le plasmide d'expression, en amont de la séquence codant pour le récepteur d'intérêt et de l'enzyme suicide, celle codant pour un peptide d'adressage membranaire, tels que le peptide signal T8 ou le peptide signal du récepteur mGluR5, dont l'utilisation à cet effet est connue de l'homme du métier. Enfin, il peut également être souhaitable de s'assurer que la séquence codant pour le récepteur d'intérêt ne comporte pas de séquence d'adressage membranaire native qui pourrait faire l'objet d'un clivage post-traductionnel de la liaison entre le récepteur d'intérêt et l'enzyme suicide : si c'est le cas, il est préférable de ne pas introduire ce domaine dans le plasmide d'expression. Finalement, lorsqu' une enzyme suicide est utilisée pour marquer le récepteur Fc avec le partenaire de FRET, l'invention comprend une étape préliminaire de transfection des cellules par un vecteur d'expression comprenant la séquence d'ADN codant pour une protéine de fusion correspondant au récepteur Fc, fusionné dans sa partie N-terminale avec une enzyme suicide. Les techniques de transfection telles que l'électroporation ou l'utilisation de lipofectamine sont connues de l'homme du métier. L'introduction dans le milieu extracellulaire du substrat de l'enzyme conjugué à un partenaire de FRET aura pour conséquence le marquage du récepteur d'intérêt par ce partenaire de FRET. La société Cisbio Bioassays commercialise des plasmides Tag-Lite® permettant l'expression de protéines de fusion avec les enzymes suicides connues sous les noms commerciaux de SNAP-tag®, CLIP-tag® et Halotag®. Les séquences d'ADN codant pour les récepteurs Fc de la table 1 sont connues et sont disponible dans les bases de données telles que Genbank. Marquage de l'anticorps L'anticorps peut également être marqué de manière directe ou indirecte. Le marquage direct de l'anticorps par un composé fluorescent peut être effectué par les méthodes classiques connues de l'homme du métier, reposant sur la présence de groupes réactifs sur l'anticorps, en particulier des groupes suivants : le groupe amino terminal, les groupes carboxylates des acides aspartiques et glutamiques, les groupes amines des lysines, les groupes guanidines des arginines, les groupes thiols des cystéines, les groupes phénols des tyrosines, les cycles indoles des tryptophanes, les groupes thioéthers des méthionines, les groupes imidazoles des histidines. Ces groupes peuvent former une liaison covalente avec un groupe réactif porté par le composé fluorescent Les groupes réactifs appropriés sont connus de l'homme du métier : un donneur ou l'accepteur fonctionnalisé par un groupe maléimide sera par exemple capable de se lier de manière covalente avec les groupes thiols portés par les cystéines de la protéine. De même, un donneur/accepteur portant un ester de N-hydroxysuccinimide sera capable de se fixer de manière covalente à une amine présente sur l'anticorps. L'anticorps peut également être marqué par un composé fluorescent de manière indirecte, par exemple en introduisant dans le milieu de mesure un autre anticorps, lui-même lié de manière covalente à un composé fluorescent, ce deuxième anticorps reconnaissant de manière spécifique le premier anticorps. Lorsque cette approche est utilisée, il convient de choisir un anticorps secondaire dont le domaine Fc ne sera pas reconnu par le récepteur Fc. Un autre moyen de marquage indirect très classique consiste à fixer de la biotine sur l'anticorps à marquer, puis d'incuber cet anticorps biotinylé en présence de streptavidine marquée par un fluorophore. Des anticorps biotinylés sont disponibles dans le commerce et la société Cisbio Bioassays commercialise par exemple de la streptavidine marquée avec le fluorophore dont la dénomination commerciale est « d2 » (ref 610SADLA). Dans la mesure où l'anticorps dont on veut mesurer la liaison au récepteur Fc est lié à ce récepteur via son domaine Fc, ses domaines variables restent disponibles pour reconnaitre l'antigène dont ils sont spécifiques. Il est donc également possible de marquer l'anticorps de manière indirecte en introduisant dans le milieu de mesure l'antigène de cet anticorps, cet antigène étant marqué par un composé fluorescent. Couples de partenaires de FRET Selon l'invention, les récepteurs Fe et au moins un des anticorps reconnus par ces récepteurs sont chacun marqués par un membre d'un couple de partenaires de FRET, en particulier par un composé fluorescent donneur ou un composé fluorescent accepteur d'énergie. Le FRET est défini comme un transfert d'énergie non radiatif résultant d'une interaction dipôle-dipôle entre un donneur et un accepteur d'énergie. Ce phénomène physique nécessite une compatibilité énergétique entre ces molécules. Cela signifie que le spectre d'émission du donneur doit recouvrir, au moins partiellement, le spectre d'absorption de l'accepteur. En accord avec la théorie de Fôrster, le FRET est un processus qui dépend de la distance séparant les deux molécules, donneur et accepteur : lorsque ces molécules sont à proximité l'une de l'autre, un signal de FRET sera émis. La sélection du couple de fluorophores donneur / accepteur pour obtenir un signal de FRET est à la portée de l'homme du métier. Des couples donneur-accepteur utilisables pour étudier les phénomènes de FRET sont notamment décrits dans l'ouvrage de Joseph R. Lakowicz (Principles of fluorescence spectroscopy, 2"1 edition 338), auquel l'homme du métier pourra se référer. Les composés fluorescents donneurs d'énergie à durée de vie longue (> 0,1 ms, de préférence comprise entre 0,5 et 6 ms), en particulier les chélates ou cryptates de terres rares sont avantageux puisqu'ils permettent d'effectuer des mesures en temps résolu, c'est-à-dire de mesurer des signaux de TR-FRET (en langue anglaise, « Time Resolved FRET ») en s'affranchissant d'une grande partie du bruit de fond émis par le milieu de mesure. Ils sont pour cette raison et de manière générale préférés pour la mise en oeuvre du procédé selon l'invention. Avantageusement, ces composés sont des complexes de lanthanides. Ces complexes (tels que chélates ou cryptates) sont particulièrement appropriés en tant que membre du couple de FRET donneur d'énergie. Les complexes de dysprosium (Dy3+), de samarium (Sm3+), de neodymium (Nd3+), d'ytterbium (Yb3+) ou encore d'erbium (Er3+) sont des complexes de terres rares également appropriés aux fins de l'invention, mais les complexes d'europium (Eu3+) et de terbium (Tb3+) sont particulièrement préférés. De très nombreux complexes de terres rares ont été décrits et plusieurs sont actuellement commercialisés par les sociétés PerkinElmer, Invitrogen et Cisbio Bioassays. Des exemples de chélates ou cryptates de terres rares appropriés aux fins de l'invention sont : - Les cryptates de lanthanides, comportant un ou plusieurs motifs pyridine. De tels cryptates de terre rare sont décrits par exemple dans les brevets EP 0 180 492, EP 0 321 353, EP 0 601 113 et dans la demande internationale WO 01/96 877. Les cryptates de terbium (Tb3+) et d'europium (Eu3+) sont particulièrement appropriés aux fins de la présente invention. Des cryptates de lanthanides sont commercialisés par la société Cisbio Bioassays. On peut citer à titre d'exemple non limitatif les cryptates d'europium de formules ci-dessous (qui peuvent être couplés au composé à marquer via un groupe réactif, ici par exemple un groupe NH2) : NH2 TrisBiPy-Eu H 0 N.'.'...V^NH2 TrisBiPy-tetraacide-Eu HOOC HOOC /,COOH COOH Ki EU 'Tl N31-N-, - HOOC Py-BiPy-Eu 0 N,NH2 H H 0 N- - NH2 Py-BiPy-tetraacide-Eu - Les chélates de lanthanides décrits notamment dans les brevets US 4 761 481, US 5 032 677, US 5 055 578, US 5 106 957, US 5 116 989, US 4 761 481, US 4 801 722, US 4 794 191, US 4 637 988, US 4 670 572, US 4 837 169, US 4 859 777. Les brevets EP 0 403 593, US 5 324 825, US 5 202 423, US 5 316 909 décrivent des chélates composés d'un ligand nonadenté tel que la terpyridine. Des chélates de lanthanides sont commercialisés par la société Perki nEl mer. - Des complexes de lanthanides constitués d'un agent chélatant, tel que le tétraazacyclododécane, substitué par un chromophore comportant des cycles aromatiques, tels que ceux décrits par Poole R. et al. dans Biomol. Chem, 2005, 3, 1013-1024 "Synthesis and characterisation of highly emissive and kinetically stable lanthanide complexes suitable for usage in cellulo", peuvent également être utilisés. On peut aussi utiliser les complexes décrits dans la demande WO 2009/10580. - Les cryptates de lanthanides décrits dans les brevets EP 1 154 991 et EP 1 154 990 sont également utilisables. - le cryptate de terbium de formule ci-dessous (qui peut être couplé à un composé à marquer via un groupe réactif, ici par exemple un groupe NH2) : N/--\Ne> NH HN HN Tb3+ H2N (CH2)4 et dont la synthèse est décrite dans la demande internationale WO 2008/063721 (composé 6a page 89). - Le cryptate de terbium Lumi4-Tb de la société Lumiphore, commercialisé par Cisbio Bioassays. - Le quantum dye de la société Research Organics, de formule ci-dessous (qui peut être couplé au composé à marquer via un groupe réactif, ici NCS) : CH3 CH2- Eus N CH -NOS H3C o - Les chélates de ruthénium, en particulier les complexes constitués d'un ion ruthénium et de plusieurs bipyridines comme le ruthénium(II) tris(2,2'- bipyridine). - Le chélate de terbium DTPA-cs124 Tb, commercialisé par la société Life technologies de formule ci-dessous (qui peut être couplé au composé à marquer via un groupe réactif R) et dont la synthèse est décrite dans le brevet américain US 5 622 821. 10 - Le chélate de terbium de formule ci-dessous et décrit par Latva et al (Journal of Luminescence 75: 149-169) : 15 NCS Tb-W14016 De manière particulièrement avantageuse, le composé fluorescent donneur est choisi parmi : un cryptate d'europium; un chélate d'europium ; un chélate de 20 terbium ; un cryptate de terbium ; un chélate de ruthénium ; et un quantum dye ; les chélates et les cryptates d'europium et de terbium étant particulièrement préférés. Les complexes de dysprosium (Dy3+), de samarium (Sm3+), de néodymium (Nd3+), d'ytterbium (Yb3+) ou encore d'erbium (Er3+) sont également des complexes de terres rares appropriés aux fins de l'invention. Les composés fluorescents accepteurs peuvent être choisis dans le groupe suivant : les allophycocyanines, en particulier celles connues sous la dénomination commerciale XL665 ; les molécules organiques luminescentes, telles que les rhodamines, les cyanines (comme par exemple Cy5), les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron- dipyrrométhène (commercialisés sous la dénomination « Bodipy »), les fluorophores connus sous la dénomination « Atto », les fluorophores connus sous la dénomination «DY», les composés connus sous la dénomination « Alexa », le nitrobenzoxadiazole. Avantageusement, les composés fluorescents accepteurs sont choisis parmi les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole. Les expressions « les cyanines » et « les rhodamines » doivent être respectivement comprises comme « les dérivés de cyanine » et « les dérivés de rhodamine ». L'homme du métier connaît ces différents fluorophores, disponibles dans le commerce. Les composés « Alexa » sont commercialisés par la société Invitrogen; les composés « Atto » sont commercialisés par la société Attotec ; les composés « »DY» » sont commercialisés par la société Dyomics ; les composés « Cy » sont commercialisés par la société Amersham Biosciences ; les autres composés sont commercialisés par divers fournisseurs de réactifs chimiques, tels que les sociétés Sigma, Aldrich ou Acros. Les protéines fluorescentes suivantes peuvent également être utilisées en tant que composé fluorescent accepteur : les protéines fluorescentes cyans (AmCyanl, Midori-Ishi Cyan, mTFP1), les protéines fluorescentes vertes (EGFP, AcGFP, TurboGFP, Emerald, Azami Green, ZsGreen), les protéines fluorescentes jaunes (EYFP, Topaz, Venus, mCitrine, YPet, PhiYFP, ZsYellowl, mBanana), les protéines fluorescentes oranges et rouges (Orange kusibari, mOrange, tdtomato, DsRed, DsRed2, DsRed-Express, DsRed-Monomer, mTangerine, AsRed2, mRFP1, )Red, mCherry, mStrawberry, HcRed1, mRaspberry, HcRed-Tandem, mPlim, AQ143), les protéines fluorescentes dans le rouge lointain (mKate, mKate2, tdKatushka2). Aux fins de l'invention, les dérivés de cyanines ou de la fluoréscéine sont préférés comme composés fluorescents accepteurs. Nécessaire de réactifs, cellules L'invention concerne également des vecteurs d'expression, « kits » ou nécessaires de réactifs pour la mise en oeuvre des procédés selon l'invention. Les vecteurs d'expression selon l'invention sont des plasmides permettant l'expression d'une protéine de fusion comprenant la séquence d'ADN codant pour le récepteur Fc d'intérêt et la séquence codant pour une enzyme suicide, en particulier choisie parmi les mutants de la déshalogénase, un fragment de la protéine de transport d'acyles ou les mutants de l'06-alkylguanine DNA alkyltransférase, ces derniers étant préférés. Ils peuvent être obtenus en intégrant la séquence d'ADN codant pour le récepteur Fc d'intérêt dans un des plasmides commercialisé par la société Cisbio Bioassays sous les dénominations Tag-lite@ SNAP-tag®, CLIP-tag@ et Halo-tag®. L'invention concerne aussi des cellules, notamment des cellules de mammifères, qui ont été transfectées de manière stable ou transitoire avec les vecteurs d'expression selon l'invention. Les techniques d'introduction de vecteurs d'expression dans les cellules, telle que l'életroporation ou encore l'utilisation de lipofectamine, sont connues de l'homme du métier. Dans un aspect particulièrement avantageux, ces cellules ont été incubées en présence du substrat de l'enzyme suicide, conjugué à un membre d'un couple de partenaires de FRET, et le récepteur Fc qu'elles expriment est ainsi marqué. Ces cellules peuvent être conditionnées sous forme congelée pour faciliter leur conservation et leur distribution aux utilisateurs. Les nécessaires ou trousses de réactifs selon l'invention comprennent les vecteurs d'expression ou les cellules ci-dessus, accompagnés d'un ou des deux membres d'un couple de partenaires de FRET. Ces partenaires de FRET peuvent être conjugués au substrat de l'enzyme suicide, et/ou bien conjugués à un anticorps de référence dont le fragment Fc est capable de se lier aux récepteurs Fc exprimés par les cellules. De manière préférée, dans les plasmides et nécessaires de réactifs précédents, le récepteur d'intérêt est un récepteur Fc gamma est en particulier le récepteur CD16a ou l'un de ses variants. EXEMPLES Exemple 1 : Matériel et méthode Réactifs utilisés : Milieu de culture : DMEM/Glutamax + 10 % SVF+ streptomycine (50pg/m1), pénicilline 50 U/ml, HEPES 2mM, acides aminés non essentiels 1% (InVitrogen) OptiMEM : milieu de culture utilisé pour la transfection, Invitrogen Lipofectamine 2000: Invitrogen Plasmide SNAP-CD16A : préparé en insérant la séquence nucléique (SEQ ID N°4) codant pour le récepteur CD16A (variant V158 (ou V176) ref. Genbank NM_000569.6, séquence protéique NP_000560.5) dans le plasmide SNAP-tag® pT8-SNAP-Neomycin (Cisbio Bioassays), voir figure 1. Plasmide chaîne gamma du récepteur FcERI : La séquence d'ADN (SEQ ID N°5) codant pour la chaine gamma du récepteur FcERI a été insérée dans un plasmide d'expression par les techniques classiques. La carte de ce plasmide est représentée à la figure 2. Il est connu que le récepteur CD16a forme des dimères avec cette chaîne gamma, et il est donc conseillé de coexprimer les deux protéines. Les inventeurs ont néanmoins découvert que cette co-expression n'était pas nécessaire pour mettre en oeuvre le procédé selon l'invention. SVF : sérum de veau fétal, Invitrogen DMSO : Diméthylsulfoxide, SIGMA Tag-lite@ SNAP-Lumi4Tb : Composé donneur, Cisbio Bioassays, ref SSNPTBX Tag-lite@ : tampon de marquage, Cisbio Bioassays, ref LABMED. Transfection des cellules : Un mélange de transfection contenant 5 pl de plasmide « SNAP-CD16A » (lpg/pl), 15 pl de Lipofectamine et 2,6 ml de milieu OptiMEM et un mélange de 10 pl de plasmide « chaîne gamma » (lpg/pl), 30 pl de Lipofectamine et 5,4 ml de milieu OptiMEM ont été incubés pendant 20 minutes à température ambiante. Des cellules HEK293 ont été mises en culture dans une flasque T175. Une fois que ces cellules ont atteint une confluence de 60 à 70%, le milieu de culture a été retiré et les cellules ont été lavées avec 10 ml de milieu PBS. 8 ml du mélange de transfection ont ensuite été ajoutés à ces cellules, ainsi que 12 ml de milieu de culture. Les cellules ont ensuite été incubées pendant 1 nuit à 37°C. Marquage avec le composé fluorescent donneur Lumi4®Tb Après retrait du mélange de transfection et lavage avec 10 ml de PBS, 10 ml de composé fluorescent donneur Tag-lite® SNAP-Lumi4-Tb (100nM) en solution dans le tampon de marquage Tag-lite® , ont été ajoutés. Après incubation de 1h à 37°C, le mélange a été lavé 4 fois avec le tampon de marquage Tag-lite®, puis on a ajouté 5 ml de tampon « cell dissociation buffer » (Sigma) pour dissocier les cellules et 5 ml de milieu OptiMEM. Les cellules ainsi obtenues ont été centrifugées pendant 5min à 1200 tr/mn. Le culot a ensuite été resuspendu avec 1 ml + 1 ml de tampon de marquage Tag-lite® afin de pouvoir compter les cellules. Cette suspension a été re-centrifugée 5 min à 1200 tr/mn et le culot a été repris par du milieu de culture contenant du SVF 10% et DMSO 100/0 pour obtenir une suspension de cellules marquées à la concentration de 1 million de cellules / ml. Cette suspension a été aliquotée dans des tubes à raison de 1 ml par tube, et les tubes ont été placés dans une boite Nalgene à -80°C. Mesure des signaux de FRET Dans les exemples suivants, les signaux de FRET ont été mesurés en temps résolu sur un appareil compatible avec HTRF, le PHERAstarFS (BMG Labtech) avec un délai de 60ps et un temps d'intégration de 400ps. Exemple 2 Les cellules préparées selon la méthode décrite dans l'exemple 1 ont été décongelées à 37°C et rapidement mélangées à 15 ml de PBS. La suspension obtenue a été centrifugée 5 min à 1200 tr/mn et le surnageant a été retiré. Le culot a été re-suspendu dans du tampon Tag-lite® pour obtenir une suspension permettant la distribution de cellules HEK-CD16a-Tb dans les puits d'une plaque multipoint 384 LV à la concentration de 10 000 cellules par puits sous 10p1. Un anticorps humain d'isotype IgG1 (peu importe sa spécificité épitopique) non marqué a été ajouté à différentes concentrations finales de 0,3 nM à 5pM sous 5p1. Le même anticorps, marqué par le fluorophore accepteur d2 (kit de marquage d2 Cisbio Bioassays, ref 62D2DPEA), a été ajouté à 200 nM sous 5p1 pour une concentration finale de 50 nM. Les signaux de FRET émis par la plaque 384 ont été mesurés immédiatement, puis après 30 min, 1h, 2h30, 3h40, 5h et 6h. Les résultats présentés sur la figure 3 montrent que le procédé selon l'invention permet de suivre efficacement la cinétique de liaison du fragment Fc d'un anticorps au récepteurs CD16a. Exemple 3 L'exemple 2 a été reproduit mais cette fois l'anticorps IgG1 non-marqué (anticorps compétiteur) a été remplacé par des anticorps humains d'isotypes IgG2, IgG3 et IgG4 (peu importe leurs spécificités épitopiques) dont il est connu qu'ils n'ont pas une aussi bonne affinité pour le récepteur CD16a que les anticorps de type IgG1. Après ajout de différentes concentrations de ces anticorps, le milieu réactionnel a été incubé pendant 4h20. Les résultats présentés dans la figure 4 confirment ce qui était connu en termes d'affinité des IgG2, IgG3 et IgG4 pour le récepteur CD16a et valident donc le procédé selon l'invention, qui permet de comparer efficacement un anticorps de référence avec d'autres anticorps et qui est suffisamment sensible pour permettre de visualiser des différences d'affinité de ces anticorps, ici pour le récepteur CD16a. Exemple 4 L'exemple 2 a été reproduit mais cette fois l'anticorps IgG1 non-marqué (anticorps compétiteur) a été remplacé par différents anticorps de la même sous-classe : herceptin, pertuzumab et un anticorps de souris anti-EGFR (ATCC528). Les résultats présentés dans la figure 5 confirment que le procédé selon l'invention mis en oeuvre avec le récepteur CD16a permet de distinguer un anticorps de souris, qui ne se fixe pas au CD16a, d'autres anticorps IgG1 humains, et est suffisamment sensible pour permettre de déterminer des différences d'affinité entre plusieurs anticorps de classe IgGl. Exemple 5 Les cellules préparées selon la méthode décrite dans l'exemple 1 ont été décongelées à 37°C et rapidement mélangées à 15 ml de PBS. La suspension obtenue a été centrifugée 5 min à 1200 tr/mn et le surnageant a été retiré. Le culot a été re-suspendu dans du tampon Tag-lite® pour obtenir une suspension permettant la distribution de cellules HEK-CD16a-Tb dans les puits d'une plaque multipoint 384 LV à la concentration de 10 000 cellules par puits sous 10p1. Un anticorps IgG1 humain marqué a été ajouté dans chaque puits à différentes concentrations pour une concentration finale de 1,5 à 300nM, sous 5p1. Pour mesurer l'impact de la fixation non spécifique de l'anticorps marqué sur les cellules, l'anticorps IgG1 non marqué a été également ajouté à une concentration finale de 3pM sous 5p1, ce volume étant remplacé par du tampon Tag-lite® pour obtenir le signal global. Le signal spécifique est obtenu par soustraction du signal non-spécifique au signal global. Les signaux de FRET émis par la plaque 384 ont été mesurés à différent temps, les résultats après 20h d'incubation sont présentés dans la figure 6. Cet exemple montre que le procédé selon l'invention permet de déterminer la constante de dissociation du complexe IgG1 - CD16a sur cellules vivantes, et avec un bruit de fond très réduit. Exemple 6 : Fucosylation L'exemple 2 a été reproduit mais cette fois l'anticorps IgG1 non-marqué a été remplacé par différents anticorps ayant fait l'objet d'un traitement visant à éliminer les résidus fucose (Ab1 qui a subi une défucosylation de 4%, Ab2 qui a subi une défucosylation de 8%, Ab3 qui a subi une défucosylation de 57, Ab4 qui a subi une défucosylation de 11%, Ab5 qui a subi une défucosylation de 80%). Après ajout de différentes concentrations de ces anticorps, le milieu réactionnel a été incubé pendant 3h30, et la plaque a été lue sur l'Artemis 101 (Berthold technologies) en mode HTRF®. Il est connu que la défucosylation a pour effet d'augmenter l'affinité des anticorps pour le récepteur CD16a, et ce résultat est confirmé par la figure 7, qui montre également que l'invention permet de manière relativement simple, d'évaluer le niveau de fucosylation d'anticorps d'intérêt à partir des résultats obtenus avec des anticorps dont le niveau de fucosylation est connu. Par ailleurs, cet exemple montre également que le procédé selon l'invention est suffisamment sensible et permet de déterminer des différences d'affinité entre des anticorps ayant subi divers degrés de défucosylation. REVENDICATIONS1. Procédé in vitro de détermination de la liaison d'un anticorps avec un récepteur Fc exprimé dans des membranes cellulaires ou des cellules intactes présentes dans un milieu de mesure, comprenant les étapes suivantes : (i) marquage direct ou indirect dudit récepteur Fc par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET, ou bien introduction dans le milieu de membranes cellulaires ou de cellules intactes dont les récepteurs Fc ont été préalablement marqués de manière directe par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET ; (ii) ajout dans le milieu de mesure dudit anticorps, marqué de manière directe ou indirecte par le second membre dudit couple de partenaires de FRET ; (iii)mesure du signal de FRET, l'existence d'un signal de FRET étant représentative de la liaison de l'anticorps au récepteur Fc. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il est répété avec différentes concentrations d'anticorps et qu'il comprend une étape additionnelle (iv) de détermination de la constante de dissociation de la liaison anticorps-récepteur Fc. 3. Procédé in vitro de détermination de la liaison d'un anticorps compétiteur avec un récepteur Fc exprimé dans des membranes cellulaires ou des cellules intactes présentes dans un milieu de mesure, par compétition avec un anticorps de référence, comprenant les étapes suivantes : (i) marquage direct ou indirect dudit récepteur Fc par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET, ou bien introduction dans le milieu de membranes cellulaires ou de cellules intactes dont les récepteurs Fc ont été préalablement marqués de manière directe par le premier membre d'un couple de partenaires de FRET ; (ii) ajout dans le milieu de mesure de l'anticorps compétiteur ; (iii)ajout dans le milieu de mesure d'un anticorps de référence, marqué de manière directe ou indirecte par le second membre dudit couple de partenaires de FRET ; (iv) mesure du signal de FRET, une diminution du signal mesuré en présence de l'anticorps compétiteur par rapport à celui mesuré en son absence étant représentative de la liaison de cet anticorps au récepteur Fc. 4. Procédé selon la revendication 3, caractérisé en ce qu'on reproduit l'étape (ii) avec différentes quantités d'anticorps compétiteur, la quantité d'anticorps de référence ajouté à l'étape (iii) étant fixe, et en ce qu'il comprend une étape additionnelle (v) de détermination de l'EC50 de l'anticorps compétiteur et de comparaison avec l'EC50 de l'anticorps de référence. 5. Procédé selon les revendications 3 et 4, caractérisé en ce que l'anticorps de référence et l'anticorps compétiteur diffèrent notamment en ce que ce dernier a été fabriqué selon un procédé, ou bien a fait l'objet d'un traitement, visant à altérer le niveau de glycosylation de son fragment Fc. 6. Procédé selon les revendications 3 et 4, caractérisé en ce que l'anticorps de référence et l'anticorps à tester diffèrent notamment en ce que ce dernier a été fabriqué selon un procédé, ou bien a fait l'objet d'un traitement, visant à altérer le niveau de fucosylation de son fragment Fc. 7. Procédé de détermination du niveau de glycosylation d'un anticorps comprenant les étapes suivantes : mise en oeuvre du procédé selon la revendication 4 en utilisant à l'étape (ii) plusieurs anticorps compétiteurs ayant des niveaux connus de glycosylation ou de déglycosylation, puis mise en oeuvre du procédé selon la revendication 4 en utilisant à l'étape (ii) l'anticorps dont on veut déterminer le niveau de glycosylation, et détermination du niveau de glycosylation de l'anticorps étudié par comparaison de son EC50 avec celle des anticorps compétiteurs dont les niveaux de glycosylation ou de déglycosylation sont connus. 8. Procédé de détermination du niveau de fucosylation d'un anticorps comprenant les étapes suivantes : - mise en oeuvre du procédé selon la revendication 4 en utilisant à l'étape (ii) plusieurs anticorps compétiteurs ayant des niveaux connus de fucosylation ou de défucosylation puis, mise en oeuvre du procédé selon la revendication 4 en utilisant à l'étape (ii) un anticorps dont on veut déterminer le niveau de fucosylation ou de défucosylation, etdétermination du niveau de fucosylation de l'anticorps étudié par comparaison de son EC50 avec celle des anticorps compétiteurs dont les niveaux de fucosylation ou de défucosylation sont connus. 9. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que le récepteur Fc est un récepteur Fc gamma. 10. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que le récepteur Fc est le récepteur CD16a ou un de ses variants. 10 11. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que le récepteur Fc est marqué de manière directe via une enzyme suicide, à savoir qu'il est exprimé sous forme d'une protéine de fusion comprenant le récepteur Fc et l'enzyme suicide, et que le marquage est 15 effectué par ajout au milieu de mesure du substrat de l'enzyme, conjugué à un des partenaires de FRET. 12. Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que l'enzyme suicide est choisie parmi : les mutants de l'06-alkylguanine DNA alkyltransférase, 20 les mutants de la déshalogénase, ou un fragment de la protéine de transport d'acyles. 13. Procédé selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce qu'il est mis en oeuvre avec des cellules intactes. 25 14. Vecteurs d'expression caractérisés en qu'ils comprennent la séquence d'ADN codant pour un récepteur Fc et la séquence d'ADN codant pour une enzyme suicide. 30 15.Vecteurs d'expression selon la revendication 14, caractérisés en ce que l'enzyme suicide est choisie parmi les mutants de la déshalogénase, un fragment de la protéine de transport d'acyles ou les mutants de l'06- alkylguanine DNA alkyltransférase. 35 16. Vecteurs d'expression selon les revendications 14 et 15, caractérisés en ce que le récepteur Fc est le récepteur CD16a. 17. Cellules de mammifère caractérisées en ce qu'elles comprennent un vecteur d'expression selon l'une quelconque des revendications 14 à 16. 18. Cellules selon la revendication 17, caractérisées en ce qu'elles ont fait l'objet d'une incubation en présence du substrat de l'enzyme suicide, conjugué à un membre d'un couple de partenaires de FRET, ce traitement conduisant au marquage du récepteur Fc qu'elles expriment par ledit membre de ce couple de partenaires de FRET. 19. Cellules selon les revendications 17 et 18, caractérisées en ce qu'elles sont sous forme congelée. 20.Trousses de réactifs pour la mise en oeuvre du procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 13, caractérisées en ce qu'elles comprennent un vecteur d'expression selon l'une quelconque des revendications 14 à 16 ou bien des cellules selon l'une quelconque des revendications 17 à 19, ainsi qu'au moins un membre d'un couple de partenaires de FRET.20