FR 2976586 A1 20121221 FR 1155227 A 20110615 INTRODUCTION La présente invention propose une méthode pour générer des protéines fluorescentes cyans ayant une sensibilité réduite au pH. Les protéines fluorescentes (appelées également sondes fluorescentes), telles que la protéine fluorescente verte extraite de la méduse Aequoria Victoria (Green Fluorescent Protein ou GFPav) et ses variants, constituent un outil essentiel pour l'exploration du vivant, notamment pour des techniques d'imagerie de fluorescence, de cytométrie de flux et d'essais biologiques à haut débit. Fusionnées à diverses protéines, ces sondes fluorescentes permettent de déterminer la localisation et le trafic intracellulaire de ces protéines, et d'analyser divers processus biologiques tels que les interactions protéine-protéine, les activités enzymatiques ou les voies de signalisation second messager. Le succès de ces protéines repose notamment sur le fait qu'elles puissent être exprimées dans de très nombreux organismes vivants et compartiments cellulaires (e.g., noyau, mitochondrie, appareil de Golgi). Les nombreuses approches de mutagénèse dirigée et aléatoire conduites ces quinze dernières années ont ainsi donné lieu à une grande diversité de variants de la GFPav native (Day et al., 2009). Ceux-ci diffèrent de la GFPav par la mutation de quelques acides aminés et fluorescent dans une gamme de couleur différente allant du bleu au rouge. Parmi les variants de la GFPav les plus utilisés, se trouve la protéine fluorescente cyan améliorée ou Enhanced Cyan Fluorescent Protein (ECFPav ou ECFP). Cette protéine possède 239 acides aminés dont 6 à 9 sont mutés par rapport à la GFPav native (K26R, S65T, Y66W, F64L, N146I, M153T, V163A, N164H, H231L) (Cubitt et al., 1995 ; Llopis et al., 1998 ; Cubitt et al., 1999). La substitution de l'acide aminé Tyr66 par un Tryptophane a conduit à un décalage des spectres d'excitation et d'émission vers le bleu par rapport à la GFPav, respectivement à 436 et 475 nm, tandis que les autres mutations ont permis d'améliorer certaines propriétés physico-chimiques, telles que le repliement protéique, la solubilité, la photostabilité, et la brillance. La brillance de cette ECFP demeure néanmoins bien inférieure à celle de la GFP améliorée (40%). La ECFP est une des protéines fluorescentes les plus couramment employées à ce jour comme donneur dans les études d'imagerie par transfert d'énergie par résonance de type Fôrster (FRET), plus particulièrement en tandem avec la EYFP (Miyawaki et al., 1999) et ses variants, du fait de la superposition partielle de leurs spectres d'absorption et d'émission. Le couplage de la ECFP à ce type de protéine a ainsi permis de développer de nombreux biosenseurs FRET, notamment pour étudier le métabolisme cellulaire. Or le FRET requiert, comme toutes les méthodes d'imagerie en temps réel, une analyse quantitative très précise des signaux de fluorescence, ce qui est rarement le cas des techniques conventionnelles de microscopie. Les propriétés d'émission complexes et peu performantes de la ECFP ne permettent donc pas d'interpréter de manière fiable les résultats obtenus par imagerie quantitative dans les cellules vivantes. En effet, la ECFP présente plusieurs états d'excitation révélant l'existence de plusieurs conformations distinctes pouvant être adoptées par cette protéine, ainsi qu'un faible rendement quantique et une durée de vie de fluorescence écourtée par rapport à la GFPav (Shaner et al., 2007 ; Patterson et al., 2001 ; Tramier et al. 2002). Tout comme la plupart des sondes fluorescentes, la ECFP se caractérise par une très forte sensibilité aux facteurs environnementaux, en particulier au pH (Miyawaki et al., 2000). Sa durée de vie de fluorescence moyenne (Tau ou i) diminue légèrement entre pH 11 et pH 7 mais est réduite de manière importante de 2,5 ns à 1,5 ns lorsque le pH tombe à pH 5,5. Il est également connu que son intensité de fluorescence (If) chute quant à elle rapidement de - 10% à pH 6,5 et de - 40% à pH 5,5. Cette sensibilité au pH constitue un inconvénient majeur dans l'utilisation de la ECFP en imagerie quantitative dans des cellules intactes puisque le pH intracellulaire varie selon les compartiments cellulaires et les conditions expérimentales testées, telles que la stimulation mitogène ou le stress métabolique. Ainsi, lorsque la ECFP est solubilisée dans deux compartiments cellulaires de pH différent (par exemple, le pH neutre du cytosol et le pH acide des lysosomes), elle présente des propriétés d'émission distinctes indépendamment du processus biologique étudié, pouvant potentiellement conduire à des interprétations artéfactuelles. A ce jour la seule possibilité permettant de réduire ces artéfacts est de vérifier régulièrement le pH ambiant ou de le fixer (« clamping »). Il serait donc fortement souhaitable de pouvoir disposer d'une ECFP ayant une sensibilité réduite au pH et dont le pH de demi-transition (pH1/2) serait bien inférieur au pH physiologique. Les efforts entrepris à ce jour pour améliorer les performances photophysiques et physico-chimiques de la ECFP se sont principalement concentrés sur l'amélioration de sa brillance (ou intensité de fluorescence), de sa maturation, sa solubilisation, ainsi que sur la simplification de ses propriétés d'émission, notamment de son déclin d'émission de fluorescence (Rizzo et al. (2004) ; Nguyen et al.(2005) ; Goedhart et al. (2010) ; Sawano et al. (2000)). Toutefois, aucune étude n'a porté spécifiquement sur le développement de protéines fluorescentes cyans présentant une sensibilité réduite au pH, et dont le spectre de fluorescence caractéristique de la ECFP a pu être conservé. Il existe donc un besoin de développer une méthode permettant de générer des 15 protéines fluorescentes cyans ayant une sensibilité réduite au pH, tout en conservant les propriétés spectrales propres à ces protéines. DESCRIPTION DETAILLEE 20 La présente invention propose une méthode permettant de générer des protéines fluorescentes cyans ayant une sensibilité réduite au pH, en particulier aux pH acides. Outre les protéines fluorescentes cyans susceptibles d'être obtenues par ladite méthode, les autres aspects de l'invention concernent les acides nucléiques codant pour lesdites protéines, des vecteurs recombinants comprenant lesdits acides nucléiques, des cellules 25 hôtes exprimant lesdites protéines, des biosenseurs comprenant lesdites protéines, ainsi que l'utilisation desdites protéines, desdits acides nucléiques, desdites cellules hôtes et desdits bio senseurs. Les présents inventeurs ont en effet découvert que la sensibilité au pH de la 30 protéine fluorescente cyan ECFP est fortement gouvernée par la nature d'acides aminés spécifiques, et plus particulièrement des acides aminés en position 65 et 148 de la séquence protéique de la ECFP. La méthode de l'invention comprend donc une étape dans laquelle une mutation est introduite dans la protéine fluorescente cyan ECFP de séquence SEQ ID N°2, préférablement en position 65 et/ou 148 de cette séquence. En outre, bien que l'introduction d'une simple mutation puisse affecter de manière dramatique les propriétés physico-chimiques, notamment spectrales, des protéines fluorescentes (Espagne et al., 2011 ; Sawano et al., 2000), l'introduction de certaines mutations identifiées par les inventeurs en position 65 et/ou 148 de la séquence SEQ ID N°2, ne produit pas d'effet négatif sur lesdites propriétés, et permet par ailleurs d'accroître la durée de vie moyenne de fluorescence (Tau ou 'r) à pH neutre de ces protéines, et d'abaisser le pH12. Les « protéines fluorescentes cyans » selon l'invention désignent ici toutes protéines fluorescentes mutées issues de la ECFP d'Aequora victoria (ECFP) de séquence protéique SEQ ID N°2, et dont le spectre d'absorption présente un maximum d'absorbance compris entre 415 et 450 nm et dont le spectre d'émission présente un maximum de fluorescence compris entre 470 et 490 nm. De manière préférée, le spectre d'absorption desdites protéines présente un maximum d'absorbance à environ 435 nm, et leur spectre d'émission présente un maximum de fluorescence à environ 476 nm. Le spectre d'absorption, correspond aux longueurs d'onde pour lesquelles la protéine fluorescente est excitée, tandis que le spectre d'émission correspond aux longueurs d'onde dans lesquelles la protéine émet de la fluorescence. Les protéines fluorescentes cyans mutées selon la présente invention ont donc l'avantage de présenter un spectre d'absorption et d'émission similaire à celui de la ECFP de SEQ ID N°2. En outre, l'intensité de fluorescence de ces protéines (If) et leur durée de vie de fluorescence moyenne (Tau ou 'r) restent stables et plus élevées sur un domaine de pH plus étendu. La méthode de l'invention permet ainsi d'obtenir des protéines fluorescentes cyans dont les pertes d'intensité de fluorescence (If) et de durée de vie de fluorescence moyenne (i) à pH acide sont inférieures à celles de la ECFP, c'est-à-dire respectivement inférieures à 50% et 33%, préférablement inférieures à 30%, encore plus préférablement inférieures à 20%. De manière encore plus préférée, ces pertes sont nulles. La durée de vie moyenne à pH neutre de ces protéines mutées est par ailleurs accrue par rapport à la ECFP. Cette durée de vie est ainsi supérieure à 2,5 nanosecondes (ns), et peut atteindre 4,12 ns. Le pH1/2 des protéines de l'invention est également diminué à un pH1/2 inférieur à celui de la ECFP, puisqu'il est inférieur à 5,6, et peut atteindre une valeur de pH1/2 de 3,4, voire de 3,1. Un autre avantage particulier de l'invention réside dans le fait que ces mutations uniques peuvent être introduites directement dans les biosenseurs existants, qui sont plus particulièrement utilisés dans les applications de FRET. Les protéines fluorescentes cyans selon l'invention peuvent être notamment couplées, au sein de biosenseurs, à des protéines fluorescentes oranges (TagRFP), ou jaunes (de type YFP), dont la sensibilité au pH a été réduite. Le développement de tels biosenseurs peut ainsi permettre d'étudier divers processus biologiques dans toute condition de pH, et en particulier à pH acide, ce qui était jusque-là impossible du fait de la sensibilité au pH de la protéine ECFP. La présente invention permet ainsi de répondre aux exigences requises par les méthodes actuelles d'imagerie quantitative en temps réel, et de pouvoir utiliser des protéines fluorescentes cyans dans des conditions de pH acide. La présente invention a pour premier aspect une méthode pour générer des protéines fluorescentes cyans présentant une sensibilité réduite au pH comprenant une étape a), selon laquelle une mutation unique est introduite dans une séquence protéique comprenant la séquence SEQ ID N°2, telle que décrite ci-dessous : V SKGEELFTGV VPILVELDGDVNGHKFSV SGEGEGDATYGKLTLKFICTTGKLP VPWPTLVTTLTWGVQCFSRYPDHMKQHDFFKSAMPEGYVQER I IFFKDDGNYKTRAE VKFEGDTLVNRIELKGIDFKEDGNILGHKLEYNYISHNVYITADKQKNGIKANFKIRHNI EDGSVQLADHYQQNTPIGDGPVLLPDNHYLSTQSALSKDPNEKRDHMVLLEFVTAAG ITLGMDELYK (SEQ ID N°2). Par «comprenant» ou « contenant », on entend ici que les éléments énumérés sont requis ou obligatoires, mais que d'autres éléments optionnels peuvent être ou non présents. Ainsi, par «séquence protéique comprenant la séquence SEQ ID N°2 », on entend ici que la séquence SEQ ID N°2 peut comprendre d'autres acides-aminés en ses extrémités N- ou C-terminal, tels qu'une méthionine en N-terminal, une séquence peptide signal ou encore une séquence d'acides aminés permettant la purification de la protéine. Ces dernières pourront être choisies par l'homme du métier parmi les séquences peptidiques n'affectant pas les propriétés fonctionnelles de protéines, telle qu'une séquence polyhistidine et /ou une séquence de site de clivage par une protéase (e.g. SEQ ID N°70 de séquence MS YDIPTTENLYFQGA). Ainsi la séquence protéique à muter peut comprendre ou consister en la séquence SEQ ID N°4. Selon un autre mode de réalisation préféré, ladite séquence SEQ ID N°2 ne comprend pas d'autres acides aminés, et ladite séquence protéique consiste alors uniquement en la séquence SEQ ID N°2. De manière préférée, ladite mutation est introduite en position 65 ou 148 de la séquence SEQ ID N°2. Selon un mode particulier de l'invention, la méthode comprend une étape supplémentaire b) selon laquelle une mutation additionnelle est introduite en position 65 de la séquence SEQ ID N°2 si la mutation de l'étape a) est introduite en position 148. Réciproquement, l'étape b) de ladite méthode consiste en l'introduction d'une mutation additionnelle en position 148 de la séquence SEQ ID N°2 si la mutation de l'étape a) est introduite en position 65. Selon un autre mode particulier de l'invention, la méthode consiste en l'étape a) et l'étape b), telles que définies ci-dessus. Selon un mode avantageux, la méthode consiste uniquement en l'étape a) telle que définie ci-dessus. De manière préférée, selon les différents modes de réalisation de la méthode telle que décrite ci-dessus, l'acide aminé en position 65 est substitué par une sérine et/ou l'acide aminé en position 148 est substitué par une glycine, une alanine, une sérine, ou un acide glutamique. De manière encore plus préférée, ledit acide aminé en position 148 est substitué par une glycine, une alanine, ou une sérine. Selon la méthode de l'invention, on entend par «mutation» une altération de la séquence d'acides aminés SEQ ID N°2 de la protéine ECFP, suite à la modification de la séquence nucléotidique SEQ ID N°l codant pour ladite protéine. La mutation selon l'invention peut être une addition, une délétion ou une substitution d'un acide aminé par un autre acide aminé par rapport à la séquence protéique d'origine. De manière préférée, ladite mutation est une substitution. Les méthodes permettant d'introduire une mutation dans une séquence nucléotidique sont connues de l'homme du métier. Par exemple, il est possible d'introduire une mutation par mutagénèse aléatoire ou dirigée, par PCR en utilisant des oligonucléotides dégénérés, par radiation ou en utilisant un agent mutagène. Lesdites techniques sont notamment décrites par Sambrook et al. dans "Molecular Cloning : A laboratory Manual", 3ème édition, Cold Spring Harbor Laboratory Press, (2001), et par Ausubel et al. dans "Current Protocols in Molecular Biology", John Wiley & Sons (2011). De manière préférée, la mutation selon l'invention est introduite par mutagénèse dirigée. Il est bien entendu que pour introduire lesdites mutations, l'homme du métier pourra utiliser des codons (ou triplets de nucléotides) fonctionnellement équivalents, c'est-à-dire des codons qui codent les mêmes acides aminés, ou des acides aminés biologiquement équivalents. Par ailleurs, si l'homme du métier souhaite optimiser l'expression de la protéine fluorescente cyan mutée de l'invention, il pourra se référer à la base de données référencée sur le site internet http://www.kazusa.or.jp/codon/, qui répertorie l'usage optimal de ces codons dans divers organismes et organelles. Par « acide aminé », on entend, au sens de la présente invention, tous les résidus des acides a-aminés naturels (par exemple alanine (Ala, A), arginine (Arg, R), asparagine (Asn, N), acide aspartique (Asp, D), cystéine (Cys), glutamine (Gln, Q), acide glutamique (Glu, E), glycine (Gly, G), histidine (His, H), isoleucine (Ile, I), leucine (Leu, L), lysine (Lys, K), méthionine (Met, M), phénylalanine (Phe, F), proline (Pro, P), sérine (Ser, S), thréonine (Thr, T), tryptophane (Trp, W), tyrosine (Tyr, Y) et valine (Val, V) sous la forme D ou L), ainsi que les acides aminés non naturels. Un autre aspect de l'invention porte sur les protéines fluorescentes cyans ayant une sensibilité réduite au pH susceptibles d'être obtenues selon la méthode décrite plus haut, ladite méthode comprenant ou consistant en l'étape a), ou en l'étape a) et b). Par « sensibilité au pH » ou dépendance au pH selon l'invention, on entend ici la perte d'intensité de fluorescence (If) et/ou la diminution de la durée de vie de fluorescence (Tau ou 'r) d'une protéine fluorescente cyan lorsque le pH du milieu dans lequel se trouve la protéine passe d'un pH basique à un pH acide. La sensibilité au pH selon l'invention peut être définie par au moins un des deux critères ci-dessus. De manière préférée, on entend par « sensibilité au pH » la perte d'intensité de fluorescence (If) et la diminution de la durée de vie de fluorescence (Tau ou 'r) d'une protéine fluorescente cyan lorsque le pH du milieu dans lequel se trouve la protéine passe d'un pH basique à un pH acide. Selon l'invention, les termes perte, abaissement, diminution, déclin ou réduction sont synonymes, et peuvent être utilisés alternativement. Les termes intensité de fluorescence (If), rendement quantique, ou brillance sont interdépendants. Dans le contexte de l'invention, le terme « intensité de fluorescence » signifie le nombre de photons émis par une protéine fluorescente par unité de volume et par unité de temps à une longueur d'onde d'émission donnée. Le terme de « rendement quantique » désigne le rapport de l'intensité de fluorescence émise sur l'ensemble du spectre d'émission et de l'intensité absorbée de ladite protéine. Le terme de « brillance » désigne quant à lui le produit du rendement quantique avec le coefficient d'absorption molaire de ladite protéine. L'« intensité de fluorescence» d'une protéine fluorescente peut être obtenue à l'aide d'un spectrofluorimètre, tel que par exemple le Fluorolog®3 (HORIBA Jobin Yvon), et dans des conditions de concentrations faibles telles que E(Xex) - C .1 En outre, la mesure de l'intensité de fluorescence peut permettre de rendre compte de variations : - du coefficient d'absorption molaire, et donc du spectre d'absorption ; - de la probabilité d'émission à la longueur d'onde d'émission, et donc par extension du spectre d'émission, lorsque la protéine est étudiée dans différentes conditions de pH. Le terme « durée de vie de fluorescence » (Tau, ) signifie le temps moyen pendant lequel une protéine fluorescente demeure à l'état excité avant de retourner à son état basal. Cette durée se mesure préférentiellement en nanosecondes. Ici, la durée de vie de fluorescence est une durée de vie moyenne ( ) et est obtenue par ajustement des déclins d'émission de fluorescence I(t) à l'aide d'une somme d'exponentielle selon l'expression : Lai.Ti <>= 1E ai avec I(t)_Eai-e t/t1 Ici, les déclins d'émission de fluorescence sont obtenus à l'aide de la technique de comptage de photon unique décrite par O'Connor et al. (1984). Parmi les méthodes permettant de mesurer la durée de vie de fluorescence, on peut citer la microscopie d'imagerie de la durée de vie de fluorescence (FLIM), et le comptage 20 monophotonique corrélé au temps (TCSPC). Les méthodes telles que définies ci-dessus peuvent être préférentiellement mises en oeuvre dans une gamme de température comprise entre 0°C et 100°C, préférablement sur une gamme comprise entre 1°C et 90°C, 2°C et 80°C, 3°C et 70°C, 4°C et 60°C, 25 5°C et 50°C, encore plus préférablement entre 6°C et 40°C, 7°C et 30°C, 8°C et 25°C, 9°C et 24°C, 10°C et 23°C, et de manière encore plus préférentielle entre 11°C et 22°C, 12°C et 21°C. De manière avantageuse, ladite gamme de température est de 20°C +/-0,1°C. Par pH basique, on entend un pH compris entre 7 et 14, et par pH acide, on entend ici un pH compris entre 0 et 7. Ladite sensibilité au pH selon l'invention est donc étudiée sur une gamme de pH allant de 0 à 14, préférablement sur une gamme de pH 1 à pH 13, de pH 2 à pH 12, plus préférablement sur une gamme de pH 2,5 à pH 11, de pH 3 à 10, de pH 4 à pH 9, et de manière encore plus préférentielle sur une gamme de pH 5 à pH 8, et de pH 5,5 à pH 7,5. De manière avantageuse, la gamme de pH testée va de pH 5,5 à pH 7,4. Les pertes, diminutions, ou modifications mentionnées ci-dessus se mesurent toujours, selon l'invention, entre le pH le plus basique et le pH le plus acide. Par « sensibilité réduite au pH », on entend que la perte d'intensité de fluorescence (If) d'une protéine susceptible d'être obtenue selon la méthode de l'invention est inférieure à 50%, de préférence inférieure à 33%, de manière encore plus préférée inférieure à 30%, 25%, 20%, 15%, 10%, 5% et de manière avantageuse égale à 0%, quand le pH du milieu dans lequel se trouve ladite protéine passe d'un pH basique à un pH acide. Plus particulièrement, ladite perte d'intensité de fluorescence est inférieure à 50%, de préférence inférieure à 33%, de manière encore plus préférée inférieure à 30%, 25%, 20%, 15%, 10%, 5% et de manière avantageuse égale à 0%, quand ledit pH passe d'un pH 7,4 à un pH 5,5. Par « sensibilité réduite au pH », on peut également entendre que la perte de durée de vie de fluorescence (Tau ou 'r) d'une protéine susceptible d'être obtenue selon la méthode l'invention est inférieure à 33%, de préférence inférieure à 32%, de manière en encore plus préférée inférieure à 30%, 25%, 20%, 15%, 10%, 5% et de manière avantageuse égale à 0%, quand le pH du milieu dans lequel se trouve ladite protéine passe d'un pH basique à un pH acide. Plus particulièrement, ladite perte de durée de vie de fluorescence est inférieure à 33%, de préférence inférieure à 32%, de manière en encore plus préférée inférieure à 30%, 25%, 20%, 15%, 10%, 5% et de manière avantageuse égale à 0%, quand ledit pH passe d'un pH 7,4 à un pH 5,5. La sensibilité au pH d'une protéine fluorescente cyan est réduite selon l'invention dès lors qu'au moins un des deux critères tels que définis ci-dessus est 30 rempli. De manière préférée, la sensibilité au pH d'une protéine fluorescente cyan est réduite si les deux critères tels que définis ci-dessus sont remplis. En sus de ces critères, les protéines fluorescentes cyans ayant une « sensibilité réduite au pH » peuvent présenter une éventuelle diminution de la valeur de leur pH de demi-transition (pH1/2) par rapport à la valeur de pH1/2 de la ECFP. Ainsi la diminution de la valeur du pH1/2 est d'au moins 0,1 ; 0,2 ; 0,3 ; 0.4 unité de pH, préférentiellement d'au moins 0,5 ; 1 ; 1,5, 2 unités de pH et encore plus préférentiellement d'au moins 2,2 unités de pH. Par «pH1/2 » selon l'invention, il faut entendre ici la valeur de pH pour laquelle la somme des intensités de fluorescence à 474 nm de la protéine au pH le plus basique et au pH le plus acide tels que définis ci-dessus est réduite de moitié. L'intensité de fluorescence est mesurée par la méthode définie ci-dessus. De préférence, le pH1/2 est la valeur de pH pour laquelle la somme des intensités de fluorescence à 474 nm de ladite protéine à pH 7,4 et à pH 2,5 est réduite de moitié. Une méthode équivalente permettant de déterminer le pH de demi-transition d'une protéine fluorescente consiste à mesurer à chaque pH testé l'intensité de fluorescence totale émise par ladite protéine en calculant l'aire sous le spectre d'émission de fluorescence obtenu en excitant à 420 nm. Cette intensité totale est alors corrigée de l'absorbance à 420 nm. Le pH de demi-transition peut également être estimé à partir de la variation en fonction du pH de l'intensité totale corrigée ainsi obtenue selon un mode de calcul similaire (valeur de pH telle que la somme de ces intensités totales au pH le plus basique et au pH le plus acide est réduite de moitié). En outre, ces protéines peuvent également présenter une éventuelle augmentation de leur durée de vie de fluorescence (Tau ou 'r) à pH 7,4 par rapport à la durée de vie de la ECFP. Ainsi l'augmentation de la valeur 'r est d'au moins 0,1 ns, préférentiellement d'au moins 0,5 ns, 1 ns et encore plus préférentiellement d'au moins 1,5 ns. La convention selon l'invention pour décrire les protéines fluorescentes cyans suit la règle suivante : ECFP (numéro de l'acide aminé muté - nom de l'acide aminé introduit). La numérotation des acides aminés selon l'invention se fait non pas de manière conventionnelle à partir d'un acide aminé N-terminal méthionine, mais à partir de l'acide aminé valine de la séquence SEQ ID N°2 de la ECFP. Ainsi, la séquence SEQ ID N°2 sert de référence pour affecter le numéro ou position de l'acide aminé muté, et le nom de l'acide aminé introduit peut être déterminé en effectuant un alignement optimal, tel que décrit ultérieurement, de la séquence SEQ ID N°2 avec celle de la protéine fluorescente cyan obtenue selon la méthode de l'invention. Les exemples de protéines fluorescentes cyans ayant une sensibilité réduite au pH selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°6, SEQ ID N°8, SEQ ID N°58, SEQ ID N°10, SEQ ID N°12, SEQ ID N°14, et SEQ ID N°60 (voir Tableau 1 ci-après). Selon un mode préféré de l'invention, les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°12, SEQ ID N°14, et SEQ ID N°60. L'invention concerne également les acides nucléiques codant les protéines fluorescentes cyans telles que définies ci-dessus. Par « acide nucléique », ou séquence nucléotidique, on entend désigner un enchaînement précis de nucléotides, modifiés ou non, permettant de définir un fragment ou une région d'un acide nucléique, comportant ou non des nucléotides non naturels, et pouvant correspondre aussi bien à un ADN simple brin ou double brin choisi parmi un ADNc, un ADN génomique et un ADN plasmidique, qu'aux produits de transcription dudit ADN. Les exemples d'acides nucléiques selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°5, SEQ ID N°7, SEQ ID N°57, SEQ ID N°9, SEQ ID N°11, SEQ ID N°13, et SEQ ID N°59 (voir Tableau 1 ci-après). Selon un mode préféré de l'invention, les acides nucléiques comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°11, SEQ ID N°13 et SEQ ID N°59. Les acides nucléiques tels que définis ci-dessus peuvent ou non comprendre un codon d'initiation à l'extrémité 5', et/ou un codon de terminaison à l'extrémité 3' de leur séquence. Les codons d'initiation incluent, sans limitation, les codons (ou trinucléotides, ou triplets de nucléotides) ATG, AUG, TTG, UUG, GTG, GUG, CTG and CUG et peuvent être sélectionnés par l'homme du métier en fonction de la cellule hôte dans laquelle ledit acide nucléique sera traduit. Les codons de terminaison incluent notamment les codons TAG, UAG, TAA, UAA, TGA and UGA et peuvent être sélectionnés par l'homme du métier en fonction de la cellule hôte dans laquelle ledit acide nucléique sera traduit. Avantageusement, ces acides nucléiques ne comprennent pas de codon d'initiation et/ou de codon de terminaison dans le cas où la protéine fluorescente cyan pour laquelle ils codent est fusionnée, directement ou indirectement, à une autre protéine. Ces acides nucléiques peuvent également comprendre en leur extrémité 5' et/ou 3' une séquence nucléotidique codant pour un peptide signal et/ou une séquence nucléotidique codant pour une séquence d'acides aminés permettant la purification de la protéine pour laquelle ils codent. Ces dernières pourront être choisies par l'homme du métier parmi les séquences nucléotidiques n'affectant pas les propriétés fonctionnelles de protéines, telle qu'une séquence polyhistidine et /ou une séquence de site de clivage par une protéase (e.g. SEQ ID N°69 de séquence ATGTCGTACT ACCATCACCA TCACCATCAC GATTACGATA TCCCAACGAC CGAAAACCTG TATTTTCAGG GCGCC). Selon un autre mode de réalisation de l'invention, la méthode comprend en plus de l'étape a), ou de l'étape a) et de l'étape b), une étape c) selon laquelle au moins une autre mutation sélectionnée parmi le groupe 9G, 111, 19E, 26R, 68L, 72A, 87V, 145A, 164H, 167A, 172T, 175G, 194I, et 206K est introduite dans la séquence ID N°2, ladite étape c) pouvant être préalable ou postérieure à l'étape a) et/ou b). Les «protéines fluorescentes cyans » selon l'invention peuvent donc également présenter une ou plusieurs mutations supplémentaires (ou additionnelles) à des positions autres que les positions 65 et 148, à condition que ces mutations permettent de conserver les spectres d'absorption et d'émission des protéines de l'invention tel que décrit précédemment. De telles mutations conservatrices sont connues de l'homme du métier et peuvent être sélectionnées, de manière non limitative, parmi les mutations 9G, 11I, 19E, 26R, 68L, 72A, 87V, 145A, 164H, 167A, 172T, 175G, 194I, et 206K, et de manière préférée parmi les mutations 72A, 145A et 206K. Ces mutations supplémentaires peuvent par ailleurs être introduites avant ou après les mutations en position 65 et/ou 148 caractéristiques de l'invention, selon une méthode identique. Les séquences d'acides aminés des protéines fluorescentes cyans ainsi mutées peuvent alors présenter au moins environ 60%, 65%, 70%, 75%, 80%, 85%, 90%, 91%, 92%, 93%, 94% 95%, 96%, 97%, 98%, 99% d'identité, avec la séquence SEQ ID N°2 de la ECFP, de manière contiguë ou non-contiguë. De préférence, les séquences d'acides aminés selon l'invention présentent au moins environ 85%, avantageusement environ au moins 90% d'identité, avec la séquence SEQ ID N°2, de manière contiguë ou non-contiguë. De manière encore plus préférée, les séquences d'acides aminés selon l'invention présentent au moins environ 95% d'identité, avantageusement au moins environ 97% et encore plus préférentiellement au moins environ 99% d'identité, avec la séquence SEQ ID N°2, de manière contiguë ou non-contiguë. Le pourcentage d'identité décrit ci-dessus peut être déterminé en effectuant un alignement optimal des séquences d'acides aminés à comparer (ici avec la séquence SEQ ID N°2), ce pourcentage étant purement statistique et les différences entre les deux séquences étant réparties sur toute leur longueur. Cet alignement peut être réalisé en utilisant un algorithme connu de l'homme du métier, tels que l'alignement global de Needleman et Wunsch (J.Mol. Biol., 1970, 48:443) et ses implémentations informatiques, ou encore par simple inspection. Le meilleur alignement (c'est-à-dire, celui produisant le pourcentage le plus élevé d'identité) est alors sélectionné. Le pourcentage d'identité entre deux séquences d'acides aminés est déterminé en comparant ces deux séquences alignées de manière optimale dans laquelle la séquence d'acides aminés à comparer peut comprendre des additions ou des délétions par rapport à la séquence de référence (soit ici la séquence SEQ ID N°2) pour un alignement optimal entre ces deux séquences. Le pourcentage d'identité est calculé en déterminant le nombre de positions identiques pour lesquelles le résidu d'acide aminé est identique entre les deux séquences, en divisant ce nombre de positions identiques par le nombre total de positions et en multipliant le résultat obtenu par 100 pour obtenir le pourcentage d'identité entre ces deux séquences. De manière préférée, 1 à 20 mutations supplémentaires peuvent être introduites dans la séquence SEQ ID N°2, préférablement 1 à 10 mutations, encore plus préférablement 1 à 5 mutations, et de manière avantageuse 1 à 2 mutations. Selon un mode préféré de l'invention, les mutations additionnelles introduites dans la séquence SEQ ID N°2 sont uniquement sélectionnées parmi les mutations 9G, 11I, 19E, 26R, 68L, 72A, 87V, 145A, 164H, 167A, 172T, 175G, 194I, et 206K. De manière encore plus préférée, ces mutations additionnelles sont uniquement sélectionnées parmi les mutations 72A, 145A, et 206K. Les exemples de protéines pouvant être ainsi produites, comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°16, SEQ ID N°18, SEQ ID N°20, SEQ ID N°62, SEQ ID N°22, SEQ ID N°24, SEQ ID N°26, SEQ ID N°64, SEQ ID N°28, SEQ ID N°30, SEQ ID N°32, SEQ ID N°66 et SEQ ID N°34 (voir Tableau 1 ci-après). Selon un mode préféré, les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°18, SEQ ID N°20, SEQ ID N°62, SEQ ID N°22, SEQ ID N°24, SEQ ID N°26, SEQ ID N°64, SEQ ID N°28, SEQ ID N°30, SEQ ID N°32, SEQ ID N°66 et SEQ ID N°34. Selon un mode encore plus préféré, les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°18, SEQ ID N°20, SEQ ID N°62, SEQ ID N°22, SEQ ID N°24, SEQ ID N°26, SEQ ID N°64, SEQ ID N°28, SEQ ID N°30, SEQ ID N°32, et SEQ ID N°66. De manière encore plus préférée, les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°22, SEQ ID N°24, SEQ ID N°26, SEQ ID N°64, SEQ ID N°28, SEQ ID N°30, SEQ ID N°32, et SEQ ID N°66. Selon un mode encore plus avantageux, les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°22, SEQ ID N°24, SEQ ID N°26, et SEQ ID N°64. Selon un autre mode avantageux de l'invention, les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence protéique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°28, SEQ ID N°30, SEQ ID N°32, et SEQ ID N°66. L'invention concerne également les acides nucléiques codant les protéines fluorescentes cyans telles que décrites ci-dessus. Les acides nucléiques codant pour lesdites protéines, ou séquences nucléotidiques, peuvent alors présenter au moins environ 60%, 65%, 70%, 75%, 80%, 85%, 90%, 91%, 92%, 93%, 94% 95%, 96%, 97%, 98%, 99% d'identité, avec la séquence SEQ ID N°l de la ECFP, de manière contiguë ou non-contiguë. De préférence, les séquences nucléotidiques selon l'invention présentent au moins environ 85%, avantageusement environ au moins 90% d'identité, avec la séquence SEQ ID N°1, de manière contiguë ou non-contiguë. De manière encore plus préférée, les séquences nucléotidiques selon l'invention présentent au moins environ 95% d'identité, avantageusement au moins environ 97% et encore plus préférentiellement au moins environ 99% d'identité, avec la séquence SEQ ID N°1, de manière contiguë ou non-contiguë. Le pourcentage d'identité décrit ci-dessus peut être déterminé en effectuant un alignement optimal des séquences nucléotidiques à comparer (ici avec la séquence SEQ ID N°1), ce pourcentage étant purement statistique et les différences entre les deux séquences étant réparties sur toute leur longueur. Cet alignement peut être réalisé en utilisant un algorithme connu de l'homme du métier, tels que l'alignement global de Needleman et Wunsch (J.Mol. Biol., 1970, 48:443) et ses implémentations informatiques, ou encore par simple inspection. Le meilleur alignement (c'est-à-dire, celui produisant le pourcentage le plus élevé d'identité) est alors sélectionné. Le pourcentage d'identité entre deux séquences nucléotidiques est déterminé en comparant ces deux séquences alignées de manière optimale dans laquelle la séquence nucléotidique à comparer peut comprendre des additions ou des délétions par rapport à la séquence de référence (soit ici la séquence SEQ ID N°1) pour un alignement optimal entre ces deux séquences. Le pourcentage d'identité est calculé en déterminant le nombre de positions identiques pour lesquelles l'acide nucléique est identique entre les deux séquences, en divisant ce nombre de positions identiques par le nombre total de positions et en multipliant le résultat obtenu par 100 pour obtenir le pourcentage d'identité entre ces deux séquences. Les exemples d'acides nucléiques codant les protéines de l'invention présentant des mutations additionnelles comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°15, SEQ ID N°17, SEQ ID N°19, SEQ ID N°61, SEQ ID N°21, SEQ ID N°23, SEQ ID N°25, SEQ ID N°63, SEQ ID N°27, SEQ ID N°29, SEQ ID N°31, SEQ ID N°65, et SEQ ID N°33 (voir Tableau 1 ci-après). Selon un mode préféré, les acides nucléiques codant les protéines fluorescentes cyans selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°17, SEQ ID N°19, SEQ ID N°61, SEQ ID N°21, SEQ ID N°23, SEQ ID N°25, SEQ ID N°63, SEQ ID N°27, SEQ ID N°29, SEQ ID N°31, SEQ ID N°65, et SEQ ID N°33. Selon un mode encore plus préféré, les acides nucléiques selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°17, SEQ ID N°19, SEQ ID N°61, SEQ ID N°21, SEQ ID N°23, SEQ ID N°25, SEQ ID N°63, SEQ ID N°27, SEQ ID N°29, SEQ ID N°31, et SEQ ID N°65. De manière encore plus préférée, les acides nucléiques selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°21, SEQ ID N°23, SEQ ID N°25, SEQ ID N°63, SEQ ID N°27, SEQ ID N°29, SEQ ID N°31, et SEQ ID N°65. Selon un mode encore plus avantageux, les acides nucléiques selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°21, SEQ ID N°23, SEQ ID N°25, et SEQ ID N°63. Selon un autre mode avantageux de l'invention, les acides nucléiques selon l'invention comprennent, sans limitation, ou consistent en une séquence nucléotidique sélectionnée dans le groupe consistant en les séquences SEQ ID N°27, SEQ ID N°29, SEQ ID N°31, et SEQ ID N°65. Mutation(s) introduite(s) dans Référence de la séquence Référence de la séquence la séquence SEQ ID N°2 protéique d'acide nucléique codant pour ladite séquence protéique 148G SEQ ID N°6 SEQ ID N°5 148S SEQIDN°8 SEQIDN°7 148A SEQ ID N°58 SEQ ID N°57 65S SEQ ID N°10 SEQ ID N°9 65S, 148G SEQ ID N°12 SEQ ID N°11 65S, 148S SEQ ID N°14 SEQ ID N°13 65S, 148A SEQ ID N°60 SEQ ID N°59 72A, 145A, 148D SEQ ID N°16 SEQ ID N°15 72A, 145A, 148G SEQ ID N°18 SEQ ID N°17 72A, 145A, 148S SEQ ID N°20 SEQ ID N°19 72A, 145A, 148A SEQ ID N°62 SEQ ID N°61 65S, 72A, 145A, 148D SEQ ID N°22 SEQ ID N°21 65S, 72A, 145A, 148G SEQ ID N°24 SEQ ID N°23 65S, 72A, 145A, 148S SEQ ID N°26 SEQ ID N°25 65S, 72A, 145A, 148A SEQ ID N°64 SEQ ID N°63 65S, 72A, 148D, 206K SEQ ID N°28 SEQ ID N°27 65S, 72A, 148G, 206K SEQ ID N°30 SEQ ID N°29 65S, 72A, 148S, 206K SEQ ID N°32 SEQ ID N°31 65S, 72A, 148A, 206K SEQ ID N°66 SEQ ID N°65 65S, 72A, 206K SEQ ID N°34 SEQ ID N°33 Tableau 1 : liste des mutations pouvant être introduites dans la séquence SEQ ID N°2, avec les séquences d'acides aminés et séquences nucléotidiques 5 correspondantes. Un autre aspect de l'invention concerne les vecteurs recombinants comprenant l'acide nucléique codant la protéine fluorescente cyan mutée selon l'invention, tel que défini ci-dessus. Ledit acide nucléique peut être ainsi inséré dans un vecteur capable de réplication dans le but d'amplifier cet acide nucléique, ou pour exprimer la protéine fluorescente cyan selon l'invention. Parmi les vecteurs selon l'invention sont compris les vecteurs de clonage qui permettent d'amplifier un acide nucléique, et les vecteurs d'expression qui permettent d'exprimer une protéine ; ces vecteurs sont bien connus de l'homme du métier. De tels vecteurs incluent, sans limitation, les vecteurs plasmidiques, cosmidiques, YACS, viraux (adénoviraux, rétroviraux, épisome EBV), et phagiques. L'homme pourra par ailleurs utiliser tout autre vecteur approprié permettant d'exprimer la protéine fluorescente cyan de l'invention. Des méthodes d'insertion d'acide nucléique dans de tels vecteurs sont connues de l'homme du métier. De manière générale, un acide nucléique est inséré dans au moins un site de restriction d'endonucléase approprié en utilisant des techniques connues de l'art (voir, par exemple, les techniques décrites dans Sambrook et al. (2001) et Ausubel et al. (2011). Des séquences nucléotidiques permettant la transcription de l'acide nucléique de l'invention, l'expression et/ou la purification de la protéine fluorescente cyan de l'invention sont par ailleurs contenues dans le vecteur recombinant de l'invention. Ces séquences incluent, de manière générale et sans limitation, une ou plusieurs séquence(s) peptide-signal, une origine de réplication, un ou plusieurs gène(s) marqueur(s) de sélection, un élément amplificateur, un promoteur, une séquence de terminaison de transcription, et éventuellement une séquence permettant la purification d'une protéine. L'insertion de telles séquences dans ledit vecteur peut se faire via des techniques de ligation standard connues de l'homme du métier. Selon l'origine de réplication sélectionnée, ledit vecteur de clonage ou d'expression pourra se répliquer dans une ou plusieurs cellules hôtes. Ainsi, l'origine de réplication du plasmide pBR322 est adapté à la plupart des bactéries Gram-négatives, celle du plasmide 2µ est spécifique de la levure, et diverses origines de réplication virales (SV40, polyome, adénovirus, VSV ou BPV) sont utiles pour les vecteurs de clonage dans les cellules de mammifères. Selon le promoteur sélectionné, l'acide nucléique pourra être transcrit et la protéine correspondante exprimée dans une ou plusieurs cellules hôtes. Ainsi, les promoteurs T7, Lac, trp, tac, XPL sont spécifiques des bactéries de genre E. coli ; les promoteurs PHO5, GAP, TPI1, ADH sont adaptés à la levure ; les promoteurs de la polyhédrine et P10 et leurs équivalents sont utilisés chez les cellules d'insecte ; et enfin les promoteurs CMV, MT1, de SV40, SRa, rétroviraux, et les promoteurs de gènes d'une protéine de choc thermique sont adaptés aux cellules de mammifères. Parmi les gènes marqueurs de sélection typiquement contenus dans les vecteurs de clonage ou d'expression, on peut citer, sans limitation : (a) les gènes conférant une résistance à un antibiotique ou à une toxine (par exemple, la néomycine, la zéocine, l'hygromycine, l'ampicilline, la kanamycine, la tétracycline, le chloramphénicol), et (b) les gènes permettant la compensation d'une déficience auxotrophique (par exemple le gène codant pour la dihydrolofate réductase DHFR permettant la résistance au méthotrexate, ou encore le gène TPI de S.pombe). Parmi les séquences nucléotidiques permettant la purification d'une protéine, sont inclues, sans limitation, la séquence Histidine (Histidine Tag ou Hisx6), la séquence FLAG, et la séquence GST. Une séquence de clivage d'une protéase, telle que la TEV, peut par ailleurs être présente afin de pouvoir supprimer ultérieurement la séquence de purification. Selon un mode préféré de l'invention, une séquence nucléotidique de 6 Histidines et une séquence de clivage de la protéase TEV sont présentes dans le vecteur recombinant de l'invention, et plus particulièrement une séquence nucléotidique codant pour la séquence d'acides aminés MS YDIPTTENLYFQGA (SEQ ID N°70). Selon un mode particulièrement préféré de l'invention, le vecteur d'expression de l'invention est le vecteur pPROEX' HTa (GibcoBRL). Des méthodes permettant de connecter l'acide nucléique selon l'invention et les séquences additionnelles mentionnées ci-dessus sont connues de l'homme du métier. 25 La présente invention porte également sur une cellule hôte transformée par l'acide nucléique codant pour ladite protéine, ou par le vecteur recombinant comprenant ledit acide nucléique. Tel qu'il est utilisé ici, le terme «cellule hôte», « cellule », et «lignée cellulaire », 30 peut être utilisé de façon interchangeable. Tous ces termes comprennent aussi leur descendance, qui comprend toutes les générations suivantes. Il est entendu que tous les descendants ne sont pas nécessairement identiques en raison de mutations délibérées ou accidentelles. Par «cellule hôte», on fait référence ici à une cellule procaryote ou eucaryote, capable de répliquer l'acide nucléique codant pour la protéine fluorescente mutée de l'invention ou le vecteur recombinant tels que décrits précédemment, et ainsi d'exprimer la protéine fluorescente mutée de l'invention. Une cellule hôte peut être « transfectée» ou «transformée», selon un processus connu de l'homme du métier par lequel ledit acide nucléique ou ledit vecteur est transféré ou introduit dans la cellule hôte. Des exemples de telles méthodes incluent, sans limitation, l'électroporation, la lipofection, la transfection par phosphate de calcium, la transfection via DEAE-Dextran, la microinjection, et la biolistique. Parmi les cellules hôtes sont inclues, sans limitation, des bactéries, des levures, des champignons, ou toute autre cellule eucaryote supérieure. L'homme du métier pourra ainsi choisir la cellule hôte appropriée parmi les nombreuses lignées cellulaires disponibles, notamment via l'American Type Culture Collection (ATCC) (www.ATCC.org). Des exemples de cellule hôte incluent, sans limitation, des micro-organismes tels que les bactéries Gram négatives du genre Escherichia (par exemple, E. coli RR1, LE392, B, X 1776, W3110, DH5 alpha, JM109, KC8), Serratia, Pseudomonas, Erwinia, Methylobacterium, Rhodobacter, Salmonella ou Zymomonas, les bactéries Gram positives du genre Corynebacterium, Brevibacterium, Bacillus, Arthrobacter, ou Streptomyces, les levures du genre Saccharomyces, les cellules de champignon du genre Aspergillus, Neurospora, Fusarium et Trichoderma, les cellules animales dont les cellules HEK293, NIH3T3, Jurkat, MEF, Vero, HeLa, CHO, W138, BHK, COS-7, MDCK, C127, Saos, PC12, HKG, et les cellules d'insecte Sf9, Sf2l, Hi FiveTM ou de Bombyx mori. L'utilisation de cellules d'insecte est notamment décrite dans le manuel « Baculovirus Expression vectors, A Laboratory Manual », de David R. O'Reilly et al., Oxford University Press, USA, (1992). Dans le cas où la cellule hôte est transformée par le vecteur recombinant de l'invention recombinant tel que défini ci-dessus, le choix de ladite cellule hôte peut être dicté par le choix dudit vecteur, et en fonction de l'utilisation choisie, à savoir le clonage de l'acide nucléique ou l'expression de la protéine fluorescente cyan mutée selon l'invention. Un autre aspect de l'invention concerne une méthode pour exprimer et purifier la protéine fluorescente cyan mutée de l'invention. Selon cette méthode, la cellule hôte telle que décrite ci-dessus est cultivée dans un milieu de culture approprié dans des conditions permettant l'expression de la protéine de l'invention. L'homme du métier pourra utiliser toute méthode conventionnelle lui permettant d'isoler et de purifier ladite protéine. Par exemple, dans le cas où ladite protéine a été exprimée sous une forme solubilisée dans les cellules hôtes, ces dernières sont récupérées par centrifugation et suspendues dans un tampon, puis un extrait cellulaire est obtenu en détruisant les cellules au moyen par exemple d'un homogénéisateur à ultrasons. A partir du surnageant obtenu par centrifugation de cet extrait, un échantillon purifié peut être obtenu en utilisant une méthode classique ou une combinaison de méthodes classiques pour isoler et purifier la protéine de l'invention. Ces méthodes incluent, sans limitation, l'extraction par solvant, le relargage au sulfate d'ammonium, le dessalage, la précipitation par solvant organique, la filtration sur gel, l'électrophorèse préparative, la focalisation isoélectrique, l'ultrafiltration, de nombreuses méthodes de chromatographie telles que la chromatographie échangeuse d'ions (soit anionique, par exemple à l'aide d'une résine telle que le diéthylaminoéthyle (DEAE) Sépharose, soit cationique en utilisant par exemple une résine telle que le S-Sépharose (Pharmacia)), la chromatographie hydrophobe (en utilisant par exemple une résine telle que le Butyl Sépharose ou le Phényl Sépharose), la chromatographie d'affinité au moyen d'anticorps, la chromatographie d'adsorption, la chromatofocalisation, la chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC), et la HPLC en phase inverse. Par ailleurs, si une séquence nucléotidique permettant la purification de la protéine, ladite séquence étant fusionnée à une séquence de clivage par une protéase, est présente dans le vecteur recombinant, la protéine produite peut être récupérée grâce à un traitement par une protéase spécifique de ladite séquence de clivage (thrombine, trypsin, protéase TEV, etc). Un autre aspect de l'invention concerne un biosenseur comprenant la protéine 30 fluorescente cyan selon l'invention. Par « biosenseur », il faut entendre ici une molécule comprenant un capteur biosensible lié, par une liaison covalente ou non-covalente, à une autre molécule, et permettant de convertir une réponse biologique en un signal électrique, chimique, physique, photophysique ou photochimique. Un « capteur biosensible » selon l'invention est une molécule naturelle ou synthétique, permettant de détecter la présence, et/ou de mesurer la concentration ou l'activité d'un analyte tel qu'un ion, un sucre, une enzyme, un acide nucléique, un anticorps, un cofacteur ou une protéine naturelle ou modifiée (par exemple par glycosylation ou phosphorylation), lorsque le biosenseur est exprimé dans une cellule hôte telle que définie ci-dessus. Ainsi, l'interaction entre ledit analyte présent dans ladite cellule et ledit capteur entraîne un réarrangement structural du biosenseur, qui se traduit par un signal tel que décrit ci- dessus. Ledit capteur peut être, par exemple, un sucre, un lipide, une protéine, un acide nucléique. De manière préférée, ledit capteur est une molécule de nature peptidique. Selon un mode préféré de l'invention, les capteurs biosensibles incluent, sans limitation, des peptides telles que la mellitine, des polypeptides hydrides (c'est-à-dire des polypeptides qui résultent de la fusion d'au moins deux protéines), des anticorps, des enzymes ou encore des substrats enzymatiques. Parmi lesdits polypeptides hydrides, on peut citer des enzymes fusionnées à des domaines de liaison (par exemple, la calmoduline fusionnée au peptide M13, ou encore la GTPase fusionnée à un domaine pouvant reconnaitre sa conformation active). On peut également citer comme exemple de capteur biosensible une séquence peptidique substrat d'une protéine kinase, une séquence peptidique substrat d'une protéase, un domaine de liaison à l'AMPc, un domaine de liaison aux acides aminés phosphorylés (FHA), un domaine de liaison au glutamate (YbeJ), un domaine de liaison à un sucrose (par exemple le MBP, qui lie le maltose), et un domaine de liaison au Cal+ telle que la Troponine C et ses fragments. Un biosenseur selon l'invention peut ainsi permettre d'étudier le métabolisme cellulaire ou les évènements de signalisation cellulaire. Dans le cadre de la présente invention, le biosenseur comprend une protéine fluorescente cyan présentant une sensibilité réduite au pH liée, par une liaison covalente ou non-covalente, audit capteur biosensible. Ainsi, lorsque ce biosenseur est exprimé dans une cellule hôte, l'interaction entre l'analyte présent dans ladite cellule et ledit capteur entraîne un réarrangement structural du biosenseur, qui se traduit par une modification de l'émission de fluorescence de la part de la protéine fluorescente à laquelle il est fusionné. Par « modification de l'émission de fluorescence », on entend ici une variation de l'intensité de fluorescence émise par ladite protéine, caractérisée en ce que ladite variation est proportionnelle à la concentration ou à l'activité dudit analyte, ou traduit la présence de cet analyte. L'intensité de fluorescence peut être mesurée telle que décrite précédemment. Selon un mode préféré de l'invention, le biosenseur de l'invention comprend en outre une protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine cyan dudit biosenseur. Selon un mode particulier, la protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine cyan est liée directement audit bio senseur. Par « liée directement », on entend ici que ladite protéine est liée, de manière covalente ou non-covalente, au capteur biosensible dudit biosenseur. Selon un autre mode particulier, la protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine cyan est liée indirectement au biosenseur. Par « liée indirectement », on entend ici que ladite protéine est liée au capteur biosensible dudit biosenseur via l'intermédiaire d'une molécule, par exemple via des liaisons non-covalentes entre ladite molécule et ledit capteur. De manière préférée, la protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine cyan de l'invention présente un maximum d'absorbance compris entre 495 et 600 nm, de manière avantageuse entre 500 et 590 nm, et encore plus avantageusement entre 510 et 580 nm, et de manière encore plus avantageuse entre 520 et 570 nm, et entre 550 et 570 nm. Des exemples de protéines fluorescentes pouvant être ainsi fusionnées à la protéine de l'invention via un capteur biosensible incluent, sans limitation, les protéines fluorescentes jaunes telles que la YFP, la Topaz, la EYFP, la YPET, la SYFP2, la Citrine, la Venus, la cp-Venus, les protéines fluorescentes oranges telles que la Kusabira Orange, la Kusabira Orange2, la mOrange, la mOrange2, la dTomato, la dTomato- Tandem, la DsRed et ses variants (DsRed2, DsRed-Express (Tl), DsRed-Express2, DsRed-Max, DsRed-Monomer), la TagRFP et la TagRFP-T, les protéines fluorescentes rouges telles que la mRuby, la mApple, la mStrawberry, l'AsRed2, la mRFP1, la JRed, la mCherry, l'egFP6l1, la tdRFP611, la HcRedl, la mRaspberry, ainsi que les protéines fluorescentes émettant dans le rouge lointain telles que la tdRFP639, la mKate, la mKate2, Katushka, tdKatushka, la HcRed-Tandem, la mPlum et la AQ143 (Day et al., 2009). De manière préférée, la protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine cyan de l'invention est sélectionnée parmi les protéines fluorescentes jaunes ou oranges telles que décrites ci- dessus. De manière particulièrement avantageuse, la protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine cyan de l'invention présente elle-même une sensibilité réduite au pH. Cette protéine peut alors être sélectionnée parmi les protéines Citrine, Venus, cp-Venus, TagRFP et TagRFP-T, et de manière préférée parmi la TagRFP et TagRFP-T. La fusion du capteur biosensible à une protéine fluorescente pour construire le biosenseur de l'invention se fait par des techniques d'ingénierie génétique, enzymatiques ou de couplage chimique connues de l'homme du métier. De telles techniques sont décrites dans Sambrook et al. (2001) et Ausubel et al. (2011). Selon un mode particulièrement avantageux de l'invention, le biosenseur peut être généré en mutant des biosenseurs existants selon la méthode de l'invention, c'est-à-dire en y introduisant au moins une mutation unique permettant de réduire la sensibilité au pH. Parmi les biosenseurs existants, qui sont par ailleurs connus de l'homme du métier, on peut citer, sans limitation, les biosenseurs Epac, Epac2, ECFP-YbeJ-Venus, ECFP-MBP-EYFP, CFP-TnC-Citrine, Aktus, Atomic, Erkus, Phocus, Picchu, AKAR, AKAR2 (Zhang et al., 2005), AKAR3, BKAR, CKAR et DKAR. Pour de plus amples informations concernant les biosenseurs, l'homme du métier pourra se référer aux publications de Morris M.C. (2010) et Frommer et al. (2009). Les biosenseurs de l'invention peuvent être utilisés selon les techniques décrites ci-dessous, qui sont plus préférentiellement selon l'invention, le FRET et/ou le FLIM. Un autre aspect de la présente invention concerne l'utilisation des produits selon l'invention (notamment les protéines fluorescentes mutées, acides nucléiques codant pour ces protéines, vecteurs recombinants, cellules hôtes et biosenseurs tels que définis ci-dessus). Celles-ci incluent, sans limitation, la cytométrie de flux (FACS), les méthodes d'imagerie conventionnelles telles que la microscopie photonique ou confocale, les méthodes d'imagerie quantitative en temps réel telles que la spectroscopie de corrélation de fluorescence (FCS) et les variations de cette méthode (par exemple le FCCS), le transfert d'énergie par résonance de type Fôrster (FRET), le transfert d'énergie bioluminescente par résonance (BRET), la microscopie d'imagerie de la durée de vie de fluorescence (FLIM), la redistribution de fluorescence après photoblanchiment (FRAP), la perte de fluorescence induite par photoblanchiment (FLIP), le comptage monophotonique corrélé au temps (TCSPC), l'anisotropie et la dépolarisation de fluorescence, la microscopie de localisation par photoactivation (PALM), la microscopie de reconstruction optique stochastique (STORM) et la microscopie de déplétion par émission stimulée (STED). Ceci inclut également les méthodes de détection haut débit telles que le criblage haut contenu, la microscopie haut débit et les méthodes microfluidiques conventionnelles ou à ultra haut débit. Les méthodes d'imagerie utilisées le plus préférentiellement selon l'invention sont le FRET et le FLIM. Le terme «transfert d'énergie par résonance de type Fôrster» (FRET) se réfère ici à un transfert non radiatif de l'énergie d'excitation provenant d'une molécule fluorescente « donneur » de photons à une molécule fluorescente « accepteur », ce transfert n'étant possible que lorsque le « donneur » de photons est suffisamment proche de la molécule « accepteur », soit à une distance de 10 à 100 À selon la géométrie des molécules et du système d'observation (Heyduk (2002), Truong et al. (2001), Issad et al. (2003), Boute et al. (2002)). Cette méthode permet de quantifier soit la diminution de la fluorescence du « donneur » de photons (en mesurant par exemple l'intensité ou la durée de vie de fluorescence de ce « donneur »), soit l'augmentation de la fluorescence de 1« Le « transfert d'énergie bioluminescente par résonance », ou BRET, se diffère du FRET en ce que l'énergie du « donneur » provient d'une molécule bioluminescente, telle que la luciférine (ex: coelenterazine), qui excitée en présence d'une enzyme (par exemple, la luciférase), va émettre des photons. Ces photons seront alors transférés sur une molécule fluorescente « accepteur » de type GFP qui va émettre une fluorescence si les conditions de proximité et de géométrie pour un transfert d'énergie sont remplies. La protéine fluorescente mutée de l'invention devra donc être utilisée comme molécule fluorescente « accepteur » dans ce type particulier d'application. Le FLIM (ou microscopie d'imagerie de la durée de vie de fluorescence) est une technique permettant de mesurer le déclin de fluorescence d'une molécule fluorescente et de quantifier la durée de vie de fluorescence de cette molécule. Cette technique peut être utilisée seule ou en combinaison avec le FRET, en particulier pour localiser les interactions protéine-protéine ou pour étudier la signalisation cellulaire. Toute méthode dérivée du FLIM telle que le FLIM tomographique, le FLIM multiplexe, le FLIM automatisé en plaque multi-puits, ou l'endomicroscopie confocale FLIM est comprise dans la présente l'invention. Dans le cas où la technique FLIM est utilisée dans la présente invention, la protéine fluorescente cyan mutée est préférentiellement un « donneur » de photons. Pour tout autre détail concernant les techniques mentionnées ci-dessus, l'homme du métier pourra se référer aux articles de Day et al. (2009), Trugnan et al. (2004), et Kumar et al. (2011). Un mode particulier de réalisation concerne l'utilisation des produits de l'invention dans des méthodes de criblage de composés chimiques et/ou de cellules. De manière préférée, lesdites méthodes de criblage sont des méthodes de détection haut débit telles que le criblage haut contenu, la cytométrie de flux, la microscopie haut débit, les méthodes microfluidiques (conventionnelles ou à ultra haut débit), et les dosages en lecteur de plaque. Un autre mode particulier de réalisation concerne l'utilisation desdits produits dans des tests de toxicologie, de génotoxicité ou de détection de pollution environnementale réalisés en solution, plus particulièrement à partir d'un prélèvement, d'un extrait biologique, d'une cellule, d'un tissu ou d'un organisme vivant. La présente invention sera mieux comprise à la lumière des exemples ci-après. FIGURES : Figure 1 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr purifiée (SEQ ID N°4). Graphe A : Spectre d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420 nm) ; Graphe B : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (0~,= 6 nm) normalisée à la valeur maximum, en fonction du pH ; Graphe C : Durée de vie de fluorescence (ns), en fonction du pH. Graphe D: Durée de vie de fluorescence (ns), en fonction du pH Figure 2 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (148G) purifiée. Graphe A : Spectre d'absorption normalisé à la même aire. Graphe B : Spectre d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420 nm) ; Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (0~,= 6 nm) normalisée à la valeur maximum, en fonction du pH- comparaison avec la ECFPr; Graphe D: Durée de vie de fluorescence (ns), en fonction du pH - comparaison avec la ECFPr. Figure 3 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (148S) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C: Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFP. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 4 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (148A) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C: Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFP. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 5 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (65S) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFPr. Figure 6 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (65S, 148G) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. 28 Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFPr. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 7 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (72A, 145A, 148D) purifiée. Graphe A : Spectre d'absorption normalisé à la même aire. Graphe B : Spectre d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420 nm) ; Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (0~,= 6 nm) normalisée à la valeur maximum, en fonction du pH - comparaison avec la ECFPr ; Graphe D: Durée de vie de fluorescence (ns), en fonction du pH - comparaison avec la ECFPr. Figure 8 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (72A, 145A, 148G) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFPr. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 9 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (65S, 72A, 145A, 148D) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFPr. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 10 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (65S, 72A, 148D, 206K) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (0X =6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFPr. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 11 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (65S, 72A, 148G, 206K) purifiée. Graphe A : Spectres d'absorption normalisés à la même aire. Graphe B: Spectres d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420nm). Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (AX=6nm) normalisée à la valeur maximum. Comparaison avec la ECFPr. Graphe D : Durée de vie de fluorescence. Comparaison avec la ECFPr. Figure 12 : Dépendance en pH des propriétés de fluorescence de la ECFPr (65S, 72A, 206K) purifiée. Graphe A : Spectre d'absorption normalisé à la même aire. Graphe B : Spectre d'émission de fluorescence normalisés à la même aire (Xex=420 nm) ; Graphe C : Intensité de fluorescence émise à 474 nm (0~,= 6 nm) normalisée à la valeur maximum, en fonction du pH - comparaison avec la ECFPr ; Graphe D: Durée de vie de fluorescence (ns), en fonction du pH - comparaison avec la ECFPr. EXEMPLES A- MATERIEL ET METHODES 1. Clonage de la protéine fluorescente cyan : Le plasmide d'expression de la ECFP (pHis-ECFP) a été construit à partir du vecteur pECFPN1 (Clontech) de la manière suivante : la séquence entière ECFP (SEQ ID N°1) du vecteur pECFPN1 a été amplifiée par PCR en utilisant les amorces 5'-AAGGCGCCGTGAGCAAGGGCGAGGAGCTG-3'(amorce sens) de séquence SEQ ID N°35 et 5'- TTAAGCTTACTTGTACAGCTCGTCCATGCC- 3' (amorce antisens) de séquence SEQ ID N°36. Le produit de PCR obtenu a ensuite été digéré par HindIII et EheI, ligué dans le vecteur d'expression pPROEX-HTa (GibcoBRL), puis vérifié par cartographie de restriction et séquençage. Le clonage a été réalisé de façon à ce que la séquence MS YDIPTTENLYFQGA (SEQ ID N°70) (qui comprend 6 Histidines et le site de clivage de la protéase TEV) du vecteur pPROEX-HTa soit insérée en N-Terminal de la ECFP, ceci afin de faciliter la purification de la protéine recombinante obtenue (ici de SEQ ID N°4). Les propriétés de fluorescence de la ECFP ne sont pas affectées par cette séquence.30 II. Méthode permettant de réduire la sensibilité au pH de la protéine fluorescente cyan II.1. Mutagénèse dirigée Des mutations uniques ont été introduites par mutagénèse dirigée dans la protéine fluorescente cyan selon le protocole « Quickchange mutagenesis » de Stratagène. Des amorces spécifiques ont été désignées pour chaque mutation (voir Tableau 2). Ainsi, la mutation monomérique 148G a été introduite en utilisant les amorces 148Gf (SEQ ID N°37) et 148Gr (SEQ ID N°38) ; la mutation monomérique 148S a été introduite en utilisant les amorces 148Sf (SEQ ID N°39) et 148Sr (SEQ ID N°40); la mutation monomérique 65S a été introduite via les amorces 65Sf (SEQ ID N°49) et 65Sr (SEQ ID N°50). Brièvement, les conditions de réaction suivies ont été les suivantes: à 39µL d'eau ont été ajoutés, 1µL de vecteur plasmidique exprimant la protéine fluorescente cyan à muter (eg. pHis-ECFP) (10ng/µL), 1,5µL de chaque amorce sens et antisens spécifique de la mutation à introduire (100 ng/µL), 1µL de dNTPs (10 mM), 5µL de tampon de réaction 10x, et 1µL d'ADN polymérase Pfu ultra HF (2.5U/µL). L'amplification de la séquence nucléotidique mutée a été ensuite obtenue en soumettant ce mélange aux conditions suivantes dans un thermocycleur: un premier cycle de 2 minutes à 95°C, suivi par 18 cycles d'amplification dont chaque cycle est constitué de 30s à 95°C, 30s à 58°C et 10 minutes à 72°C, achevée par un dernier cycle de 10 minutes à 72°C. Enfin, la présence de la mutation dans le produit de PCR a été vérifiée par digestion avec l'enzyme DpnI (2,5U ; lheure à 37°C) et séquençage de l'ADN.30 Mutation Amorce sens (5'to 3') Amorce antisens (5'to 3') 148G 148Gf : SEQ ID N°37 148Gr : SEQ ID N°38 CAACTACATCAGCGGCAACGTCTATATCACC GGTGATATAGACGTTGCCGCTGATGTAGTTG 148S 148Sf : SEQ ID N°39 148Sr :SEQ ID N°40 CAACTACATCAGCTCCAACGTCTATATCACC GGTGATATAGACGTTGGAGCTGATGTAGTTG 148D 148Df : SEQ ID N°41 148Dr : SEQ ID N°42 CAACTACATCAGCGACAACGTCTATATCACC GGTGATATAGACGTTGTCGCTGATGTAGTTG 148R 148Rf : SEQ ID N°43 148Rr :SEQ ID N°44 CAACTACATCAGCCGCAACGTCTATAT CACC GGTGATATAGACGTTGCGGCTGATGTAGTTG 148N 148Nf : SEQ ID N°45 148Nr :SEQ ID N°46 GTACAACTACATCTCCAACAACGTCTATATC GATATAGACGTTGTTGGAGATGTAGTTGTAC 148E 148Ef : SEQ ID N°47 148Er : SEQ ID N°48 CAACTACATCAGCGAGA ACGTCTATATCACC GGTGATATAG ACGTTCTCGC TGATGTAGTTG 148A 148Af : SEQ ID N°67 148Ar : SEQ ID N°68 CAACTACATCAGCGCCAACGTCTATATCACC GGTGATATAGACGTTGGCGCTGATGTAGTTG 65S 65Sf : SEQ ID N°49 65Sr :SEQ ID N°50 CGTGACCACCCTGAGCTGGGGCGTGCAGTGC GCACTGCACGCCCCAGCTCAGGGTGGTCACG Tableau 2 : mutations introduites par mutagénèse dirigée dans la protéine fluorescente cyan afin d'évaluer leur impact respectif sur la sensibilité au pH de la protéine. Les mutations additionnelles suivantes ont été introduites avant ou après les mutations décrites ci-dessus, selon la même méthode de mutagénèse dirigée: - 72A, en utilisant les amorces de séquences SEQ ID N°51 et SEQ ID N°52 ; - 145A, en utilisant les amorces de séquences SEQ ID N°53 et SEQ ID N°54 ; - 206K, en utilisant les amorces de séquences SEQ ID N°55 et SEQ ID N°56. II.2. Production et purification des mutants de la protéine fluorescente cyan : La production et purification des mutants de la protéine fluorescente cyan a été réalisée selon le protocole décrit ci-dessous. Les protéines fluorescentes cyan mutées ont été préparées en transformant des cellules compétentes TOP10 (Invitrogen) avec le vecteur d'intérêt (c'est-à-dire codant pour la protéine fluorescente mutée) selon les instructions du fabricant. Un volume préchauffé de 1,5 L de milieu Luria-Bertani (LB) contenant 100 µg/mL d'ampicilline a été inoculé avec 25 mL de culture de départ exprimant le vecteur d'intérêt et précédemment cultivée pendant la nuit. La production de protéines a été induite en ajoutant de l'isopropyl-D-thiogalactopyranoside (IPTG, 1 mM) aux cellules transformées lorsque l'OD600 de ces cellules atteint une valeur de 0,6. Après avoir été cultivées pendant 18 h à 30 °C, les cellules induites ont été récoltées par centrifugation et congelées. Les cellules ont ensuite été resuspendues dans 30 ml de tampon de lyse (50 mM Tris-HC1, 5 mM de 2-mercaptoéthanol, 1 mM PMSF et 0,02 mg/mL de DNase) et soniquées. Enfin, une centrifugation (40,000 rpm, 1h30 à 6°C) a permis d'éliminer les débris cellulaires afin de ne récolter que le surnageant. Pour la purification de chaque protéine fluorescente cyan mutée, le surnageant a été filtré à l'aide d'un filtre de 0,22 µm et dilué par un facteur 2 dans un tampon phosphate de pH 7,5 (30 mM NaH2PO4, 700 mM NaCl, 30 mM imidazole). Cette solution a été déposée dans une colonne contenant 5 mL de nickel nitro-acétique (Ni-NTA) agarose (15 mL, Sigma) pendant 1h. La colonne a été ensuite lavée (30 mM NaH2PO4, 100 mM NaCl, 10 mM imidazole, pH 7,5), et la protéine d'intérêt éluée (30 mM NaH2PO4, 100 mM NaCl, 150 mM imidazole, pH 7,5). Avant d'être stockée à -20°C, pour les expériences de spectroscopies, la solution de chaque protéine purifiée a été dialysée dans un tampon de concentration 2mM et de pH 7,4, constitué en concentration équimolaire de CAPS, de 2 - (N-morpholino) éthane acide (MES) et de Bis-tris propane puis concentrée de façon à obtenir une solution de protéine de concentration de l'ordre de 150 µM. La concentration de protéines purifiées a ensuite été déterminée par un test utilisant l'acide bicinchoninique avec la BSA (bovine serum albumine, 1 mg/mL) comme standard. La pureté de la ECFPr a été estimée, via la spectrométrie de masse, comme étant supérieure à 99%. La pureté des mutants, purifiés selon le même protocole, a été estimée comme étant semblable (aucune différence de comportement n'a été observée sur les gels d'électrophorèse). II.3. Spectroscopie de fluorescence et évaluation de la sensibilité au pH. Toutes les mesures spectroscopiques d'absorption et d'émission de fluorescence ont été réalisées sur des solutions de protéines purifiées dont la concentration ne dépassait pas 10 µM. La concentration en protéines était généralement de 10 µM aussi bien pour les mesures de spectroscopie stationnaire (spectres d'absorption et d'émission) que pour l'acquisition des déclins d'émission de fluorescence. Pour les études de pH, des aliquots d'une solution concentrée de la protéine d'intérêt ont été dilués dans des tampons distincts préalablement ajustés au pH adéquat (précision de la mesure : 0,1 unité pH). La nature du tampon utilisé dépend de la zone de pH étudiée : (i) pour les pH supérieurs à 5,5 (pH 5,5 à 11), le tampon utilisé est le MCBtP 33mM (mélange équimolaire des tampons usuels MES, CAPS et Bis-trispropane) dont le pH a été ajusté par l'ajout de H2SO4 ou de NaOH (Aldrich) ; (ii) pour les pH inférieurs à 5,5 (pH 2,5 à 5,5), le tampon utilisé est l'acide citrique 50mM / NaOH, dont le pH a également été ajusté par l'ajout de NaOH. L'ajout d'acide concentré directement à la solution de protéine fluorescente a été évité afin de ne pas entraîner une agrégation irréversible de la protéine. II.3.a. Spectroscopie de fluorescence stationnaire Les spectres d'absorption UV-visible ont été effectués sur un spectrophotomètre Perkin Elmer Lambda 900 à l'aide de cuvettes de quartz de 1 cm d'épaisseur, ayant des parois latérales noires (Hellma). Les spectres d'émission de fluorescence de chaque protéine purifiée ont été mesurés sur un spectrofluorimètre Fluorolog3 de HORIBA Jobin Yvon, à température contrôlée (T = 20°C +/-0,1°C), en utilisant des cuvettes de quartz de 0,3 cm d'épaisseur dont les parois sont noires (Hellma 105-251-QS, Hellma Ltd). La largeur des fentes des monochromateurs d'excitation et d'émission a été fixée à 1 nm. Les spectres ont été alors collectés avec des temps d'intégration de l s et des incréments de 1 nm. Le bruit de fond émis par le tampon fut soustrait. Pour chaque protéine fluorescente purifiée, à partir des spectres d'émission de fluorescence, l'intensité à 474 nm (maximum du spectre d'émission de la ECFPr) a été mesurée et son évolution en fonction du pH déterminée. Ces intensités de fluorescence ont ensuite été corrigées des variations d'absorbance à 420nm (longueur d'onde d'excitation) ce qui permet une mesure de la variation du rendement quantique d'émission de fluorescence à 474 nm. Le pH de demi-transition, pH1/2, a alors été mesuré comme étant la valeur de pH pour laquelle la somme de ces intensités de fluorescence à pH 7,4 et pH 2,5 correspondant à l'intensité de fluorescence la plus faible est réduite de moitié. II.3.b. Spectroscopie de fluorescence résolue en temps Les déclins d'émission de fluorescence ont été enregistrés à l'aide de la technique de comptage de photons unique (TCSPC) avec comme source d'excitation un laser Ti:Sapphire accordable, mode locké, (MIRA 900, Coherent, Watford, UK) pompé optiquement par une diode laser à 532 nm (10W Verdi, Coherent). Le taux de répétition des impulsions laser de 76 MHz a été réduit à 3,8 MHz à l'aide d'un sélecteur d'impulsions (cristal SiO2, APE, Berlin, Allemagne). Après le sélecteur d'impulsions, la longueur d'onde d'excitation de 420 nm a été obtenue par doublage de fréquence du rayonnement laser à 840 nm en utilisant un cristal doubleur BBO. Après le doublement de fréquence, la lumière d'excitation laser a été envoyée sur l'échantillon placé dans un porte-échantillon multi-position à température contrôlée. La puissance moyenne du laser sur l'échantillon a été typiquement de 1 à 1,5 µW (taille du faisceau d'environ 1-2 mm). Les courbes de décroissance de la fluorescence ont été recueillies par un dispositif électronique rapide (Ortec, Phillips & Tennelec). La fonction de réponse instrumentale (IRF) obtenue en mesurant la lumière diffusée par une solution de LUDOX (Dupont) a typiquement une largeur à mi-hauteur de 60-70 ps. L'excitation a été polarisée verticalement et la fluorescence de l'échantillon a été passée à travers un polariseur orienté à angle magique (54,7°), avant le monochromateur d'émission. La résolution spectrale du monochromateur est de 6 nm pour la plupart des expériences, à l'exception des études de pH réalisées pour la ECFPr (H148D), où cette résolution était de 24 nm. La fluorescence de l'échantillon et l'IRF ont été collectés alternativement sur plusieurs dizaines de cycles afin d'obtenir des statistiques suffisantes: environ 20.106 couts totaux ont été collectées pour chaque courbe de décroissance, à des taux d'environ 104 cts par seconde.30 RESULTATS 1. Comparaison de la sensibilité au pH de la ECFP, et des protéines fluorescentes cyan mutées selon l'invention, en fonction du pH Les inventeurs ont souhaité étudier l'impact de diverses mutations sur la sensibilité au pH de la ECFP, dans le but de générer des protéines fluorescentes cyans ayant une sensibilité réduite au pH, et plus particulièrement aux pH acides. Ils ont ainsi introduit diverses mutations uniques dans la ECFP sous forme recombinante (ECFPr), et étudié leur effet sur la perte d'intensité de fluorescence et la diminution de durée de vie de fluorescence habituellement observées chez cette protéine lorsque le pH passe d'un pH basique à un pH acide. Les résultats de cette étude sont répertoriés dans le Tableau 3 ci-après. En effet, comme démontré sur la Figure 1 et dans le Tableau 3 (ci-dessous), la ECFPr présente une perte d'intensité de fluorescence de 50%, et une diminution de durée de vie de fluorescence de 33% lorsque le pH diminue de 7,4 à 5,5. Des modifications spectrales sont également visibles lorsque le pH devient acide. Ces propriétés limitent fortement la fiabilité de l'utilisation de la ECFPr dans des méthodes d'imagerie quantitative en cellules vivantes, comme le FRET, qui sont particulièrement sensibles à la moindre variation du signal de fluorescence. En effet, le pH intracellulaire varie selon les compartiments cellulaires dans lesquels la ECFPr est solubilisée et selon les conditions expérimentales testées. Par ailleurs, le pH de demi-transition (pH1/2) de la ECFPr mesuré par les inventeurs est de 5,6, et sa durée de vie de fluorescence à pH neutre de 2,5 ns. Il faut noter que la valeur du pH1/2 de la ECFPr déterminé par les inventeurs diffère de celle mentionnée dans la littérature, qui est de environ 4,6-4,7. Seule une analyse objective telle que réalisée ici permet donc d'étudier convenablement les réelles différences de pH1/2 entre les protéines de l'invention et celles de l'art antérieur. 3630 Afin de résoudre le problème de sensibilité au pH de la ECFP, les inventeurs ont donc tout d'abord introduit une mutation unique en position 148 de la ECFPr. L'introduction de la mutation 148D a généré une protéine fluorescente cyan présentant une perte d'intensité de fluorescence d'environ 50%, et une diminution de la durée de vie de fluorescence de 40%, lorsque le pH passe de 7,4 à 5,5. Sa durée de vie de fluorescence à pH neutre est toutefois plus élevée que celle de la ECFPr puisqu'elle atteint 3,3 ns alors que celle de la ECFPr est de 2,5 ns (Tableau 3). Cette mutation n'a donc pas permis d'atténuer la perte d'intensité et de durée de vie de fluorescence à pH acide par rapport à la ECFPr, mais elle améliore significativement la durée de vie à pH neutre. Les inventeurs ont alors introduit la mutation 148G dans la ECFPr, générant ainsi la protéine ECFPr (148G). Cette protéine présente une perte d'intensité de fluorescence de seulement 18%, et une diminution de la durée de vie de fluorescence de 6% à pH acide. Son pH12 est de 4,9, et sa durée de vie de fluorescence à pH neutre de 3,37 ns (Figure 2 et Tableau 3). La mutation 148G permet donc de réduire la sensibilité au pH de la ECFP. Les inventeurs ont ensuite testé d'autres mutations en position 148 de la ECFP, et en particulier les mutations 148S et 148A. La protéine ECFPr (148S) ainsi générée montre une perte d'intensité de fluorescence de seulement 9%, et une diminution de la durée de vie de fluorescence de 15%, entre pH 7,4 et pH 5,5. Par ailleurs, le pH1/2 de cette protéine est de 4,5 et sa durée de vie de fluorescence à pH neutre de 3,17 ns (Figure 3 et Tableau 3). L'introduction de la mutation 148S dans la ECFP permet donc d'obtenir des protéines fluorescentes cyan ayant une sensibilité réduite au pH. La protéine ECFPr (148A) montre, quant à elle, une perte d'intensité de fluorescence de seulement 7%, et une diminution de la durée de vie de fluorescence de 4%, entre pH 7,4 et pH 5,5. Par ailleurs, le pH1/2 de cette protéine est de 4,5 et sa durée de vie de fluorescence à pH neutre de 3,15 ns (Figure 4 et Tableau 3). L'introduction de la mutation 148A dans la ECFP permet donc elle aussi d'obtenir des protéines fluorescentes cyan ayant une sensibilité réduite au pH. L'acide aminé en position 148 de la ECFP semble donc jouer un rôle important dans la sensibilité au pH de cette protéine. Par la suite, les inventeurs se sont intéressés à l'acide aminé en position 65 de la ECFP. Ils y ont introduit par mutagénèse dirigée la mutation 65S, générant ainsi la protéine ECFPr (65 S). Cette protéine présente des propriétés avantageuses puisque sa perte d'intensité de fluorescence est seulement de 15% et sa diminution de la durée de vie de fluorescence de 16% lorsque le pH passe de 7,4 à 5,5. Le pH1/2 de cette protéine est par ailleurs de 4,5 et sa durée de vie de fluorescence de 3,3 ns (Figure 5 et Tableau 3). L'acide aminé en position 65 semble donc également influer les propriétés de sensibilité au pH de la ECFP. Des mutations additionnelles à celles introduites en position 148 ou 65 ont été par ailleurs évaluées. Celles-ci ont été choisies parmi les mutations 72A, 145A, et 206K. Ainsi, la protéine fluorescente cyan ECFPr (72A, 145A, 148D) présente des modifications spectrales, tout comme la ECFPr. Ses pertes d'intensité de fluorescence et de durée de vie sont respectivement de 33% et 32% lorsque le pH passe de 7,4 à 5,5, et donc inférieures à celles de la ECFPr. Son pH de demi-transition (pH1/2) est quant à lui de 5,2 (Figure 7 et Tableau 3). Néanmoins, la réduction de sensibilité au pH conférée par la combinaison de ces mutations est moins avantageuse que celle conférée par la mutation unique 148G ,1485, 148A, ou 65S. Les inventeurs ont alors remplacé la mutation 148D par la mutation 148G, générant ainsi la ECFPr (72A, 145A, 148G). Cette combinaison de mutations a permis de réduire la sensibilité au pH puisque les pertes d'intensité et de durée de vie de fluorescence sont seulement de 13% et 3%, respectivement, lorsque le pH passe de 7,4 à 5,5. En outre, le pH1/2 de cette protéine est inférieur à celui de la ECFPr, et sa durée de vie de fluorescence à pH neutre est augmentée (Tau= 3,13 ns) (Figure 8 et Tableau 3). La combinaison de la mutation 65S aux mutations 72A et 206K permet également de réduire la sensibilité au pH (voir Figure 12 et Tableau 3) par rapport à la ECFP. Toutefois, les pertes d'intensité et de durée de vie fluorescence observées chez cette protéine (ECFPr (65 S, 72A, 206K)) sont plus importantes que celles observées avec la mutation unique 65S. Les inventeurs ont alors testé des doubles mutations en position 148 et 65 en présence ou non de mutations additionnelles, qui sont ici les mutations 72A et 206K. L'introduction de ces doubles mutations en présence ou non de mutations additionnelles permet de réduire drastiquement la sensibilité au pH de la ECFP, voire même de l'abolir (voir Tableau 3). En effet, les pertes d'intensité et de durée de vie de fluorescence sont proches de 0%, voire complètement nulles, lorsque le pH passe d'un pH basique à un pH acide pour les protéines ECFPr (65S, 72A, 145A, 148D), ECFPr (65S, 72A, 148D, 206K) et ECFPr (65S, 72A, 148G, 206K) et ECFPr (65S, 148G). Parmi ces protéines, la ECFPr présentant seulement la double mutation 65S et 148G et la ECFPr (65S, 72A, 148G, 206K) présentent les meilleures propriétés de toutes les protéines fluorescentes cyans mutées générées par les inventeurs: en effet, les pertes d'intensité et de durée de vie de fluorescence observées sont nulles lorsque le pH passe de 7,4 à 5,5, leur pH1/2 respectif est de 3,4 et 3,1, et leur durée de vie moyenne respective de fluorescence à pH neutre est de 4,12 et 4,06 ns. La ECFPr (65S, 148G) est en outre la meilleure de toutes les protéines fluorescentes cyans générées par les inventeurs en termes de durée de vie de fluorescence. En conclusion, l'introduction de mutation(s) unique(s) en position 148 et/ou 65 dans la ECFP, et plus particulièrement des mutations 148G/A et/ou 65S, permet de générer des protéines fluorescentes cyans dont la sensibilité au pH est réduite, voire abolie. L'utilisation de telles protéines dans des applications d'imagerie quantitative permettra donc de quantifier de manière plus fiable les signaux de fluorescence qu'elles émettent. Protéines étudiées (ns) PHI/2 Pourcentage de Pourcentage de à pH 7,4 perte d'intensité perte de (If) entre pH 7,4 à 5,5 pH 7,4 et 5,5 ECFPr (SEQ ID N° 4) 2,5 5,6 50% 33% ECFPr (148G) 3,37 4,9 18% 6% ECFPr (148S) 3,17 4,5 9% 15% ECFPr (148A) 3,15 4,5 7% 4% ECFPr (148D) 3,3 5,5 50% 40% ECFPr (148N) 2,93 - - - ECFP (148E) 3,15 - - 18% ECFPr (65S) 3,3 4,5 15% 16% ECFPr (72A, 145A, 148D) 3,06 5,2 33% 32% ECFPr (72A, 145A,148G) 3,13 4,4 13% 3% ECFPr (65S, 72A, 145A, 148D) 3,95 3,6 0% 0% ECFPr (65S, 72A, 148D, 206K) 4,05 3,9 0% 0% ECFPr (65S, 72A, 148G,206K) 4,06 3,1 0% 0% ECFPr (65S, 72A, 206K) 3,38 4,8 23% 15% ECFPr (65S, 148G) 4,12 3,4 0% 0% Tableau 3 : Comparaison de la dépendance au pH de différents mutants de la protéine fluorescente cyan. ( = durée de vie de fluorescence moyenne, en nanosecondes (ns) ; If = Intensité de fluorescence). BIBLIOGRAPHIE Prasher D.C. et al. (1992). Gene, 111:229-33. Day R.N., Davidson M.W. (2009). Chemical society reviews, 38: 2887-2921. Cubitt A.B., Heim R., Adams S.R., Boyd A.E., Gross L.A., Tsien R.Y.(1995). Trends Biochem Sci., 20(11):448-55. Llopis J., McCaffery J.M., Miyawaki A., Farquhar M.G., Tsien R.Y.(1998). Proc Natl Acad Sci USA, 95(12):6803-8. Cubitt A.B., Woollenweber L.A., Heim R. (1999). Methods Cell Biol., 58:19-30. Miyawaki A., Griesbeck O., Heim R., Tsien, R.Y. (1999). Proc Natl Acad Sci USA, 96(5):2135-40. Shaner N.C., Patterson G.H., Davidson M.W. (2007). J. Cell. Sci., 120: 4247-4260. Patterson G.H., Day R.N., Piston D. (2001). J. Cell Sci., 114: 837-838. Tramier M., Gautier I., Piolot T., Ravalet S., Kemnitz K., Coppey J., Durieux C., Mignotte V., Coppey-Moisan M. (2002). Biophys J., 83(6):3570-7. Miyawaki A., Tsien R. Y. (2000). Methods Enzymol., 327: 472-499. Rizzo M.A., Springer G.H., Granada B., Piston D.W. (2004). Nat. Biotechnol., 22(4): 445-449, 2004. Malo G.D., Pouwels L.J., Wang MT., Weichsel A., Montfort W.R., Rizzo M.A., Piston, D.W., Wachter R.M. (2007). Biochemistry, 46(35): 9865-9873. Nguyen A.W., Daugerthy P.S. (2005). Nature Biotechnology, 23(3): 355-360. Shaner N.C., Steinbach P.A., Tsien R.Y. (2005). Nat. Methods, 2: 905-909. Goedhart J., van Weeren L., Hink M.A., Vischer N.O., Jalink K., Gadella T.W. Jr.(2010). Nat. Methods, 7(2):137-9. Sawano A., Miyawaki A. (2000). Nucleic Acids Res., 28(16): E78. Espagne A., Erard M., Madiona K., Derrien V., Jonasson G., Lévy B., Pasquier H., Melki R., and Mérola F. (2011). Biochemistry, 50(4):437-9. Valeur, B. (2006). Molecular Fluorescence : Principles and Applications., 3ème éd., Wiley-VCH. O'Connor, D. V., et Philipps, D. (1984). Time-correlated single photon counting, Academic Press, London. Needleman, S. B., et Wunsch, C. D. (1970). J. Mol. Biol., 48:443-453. 41 Griesbeck O., Baird G.S., Campbell R.E., Zacharias D.A., Tsien R.Y. (2001). The journal of biological chemistry, 276 (31): 29188-29194. Nagai T., Ibata K., Park E.S., Kubota M., Mikoshiba K, Miyawaki, A. (2002). Nature Biotechnology, 20: 87-90. Sambrook et al. (2001). Molecular Cloning: A laboratory Manual, 3ème édition, Cold Spring Harbor Laboratory Press. Ausubel et al. (2011). Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley & Sons. Morris M.C.(2010). Cet/ Biochem Biophys., 56:19-37. Frommer W. B., Davidson M. W., et Campbell R. E. (2009). Chem Soc Rev; 38: 2833- 41. Heyduk (2002). Curr Opin Biotechnol., 13 (4): 292-6 Truong et al. (2001). Curr Opin Struct Biot, 11(5) :573-8. Issad et al. (2003). Diabetes Metab., 29 (2 Pt 1) :111-7. Boute et al. (2002). Pharmacol Sci., 23 (8) :351-4. Zhang, J., Hupfeld, C.J., Taylor S.S., Olefsky J.M., Tsien R.Y. (2005). Nature, 437 (7058) : 569-573. Trugnan G., Fontanges P., Delautier D., Ait-Slimane T. (2004). Medecine/Science, 20 :1027-34. Kumar S., Alibhai D., Margineanu A., Laine R., Kennedy G., et al. (2011). Chem Phys Chem., 12 :209-626. REVENDICATIONS1. Méthode pour générer des protéines fluorescentes cyans présentant une sensibilité réduite au pH, caractérisée en ce qu'elle comprend une étape a) selon laquelle une mutation unique est introduite une séquence protéique comprenant la séquence SEQ ID N°2. 2. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite mutation est introduite en position 65 ou 148 de la séquence SEQ ID N°2. 3. Méthode selon la revendication 2, caractérisée en ce qu'elle comprend une étape supplémentaire b) selon laquelle une mutation additionnelle est introduite en position 65 de la séquence SEQ ID N°2 si la mutation de l'étape a) est introduite en position 148, ou en position 148 de la séquence SEQ ID N°2 si la mutation de l'étape a) est introduite en position 65. 4. Méthode selon les revendications 2 à 3, caractérisée en ce que l'acide aminé en position 65 est substitué par une sérine. 5. Méthode selon les revendications 2 à 3, caractérisée en ce que l'acide aminé en position 148 est substitué par une glycine, une alanine, une sérine, ou un acide glutamique. 6. Méthode selon les revendications 1 à 5, caractérisée en ce qu'elle comprend une étape supplémentaire c), selon laquelle au moins une autre mutation sélectionnée parmi le groupe 9G, 11I, 19E, 26R, 68L, 72A, 87V, 145A, 164H, 167A, 172T, 175G, 194I, et 206K est introduite dans la séquence SEQ ID N°2, ladite étape c) pouvant être préalable ou postérieure à l'étape a) et/ou b). 7. Protéine fluorescente cyan susceptible d'être obtenue par la méthode selon les revendications 1 à 5. 8. Acide nucléique codant pour la protéine fluorescente cyan selon la revendication 7. 9. Vecteur recombinant comprenant l'acide nucléique selon la revendication 8. 10. Cellule hôte exprimant la protéine fluorescente cyan selon la revendication 7. 11. Biosenseur, caractérisé en ce que ledit biosenseur comprend la protéine fluorescente cyan selon la revendication 7. 12. Biosenseur selon la revendication 11, caractérisé en ce qu'il comprend en outre une protéine fluorescente dont le spectre d'absorption se recouvre partiellement avec le spectre d'émission de la protéine selon la revendication 7. 43 13. Biosenseur selon la revendication 11, caractérisé en ce que ladite protéine fluorescente protéine cyan est liée directement au biosenseur. 14. Biosenseur selon la revendication 11, caractérisé en ce que ladite protéine fluorescente est liée indirectement au biosenseur. 15. Utilisation de la protéine fluorescente cyan selon la revendication 7, de l'acide nucléique selon la revendication 8, du vecteur recombinant selon la revendication 9, de la cellule hôte selon la revendication 10, du biosenseur selon l'une quelconque des revendications 11 à 14, dans des applications d'imagerie quantitative sélectionnées parmi la spectroscopie de corrélation de fluorescence (FCS) et les variations de cette méthode, le transfert d'énergie par résonance de type Fôrster (FRET), le transfert d'énergie bioluminescente par résonance (BRET), la microscopie d'imagerie de la durée de vie de fluorescence (FLIM), la redistribution de fluorescence après photoblanchiment (FRAP), la perte de fluorescence induite par photoblanchiment (FLIP), le comptage monophotonique corrélé au temps (TCSPC), l'anisotropie et la dépolarisation de fluorescence, la microscopie de localisation par photoactivation (PALM), la microscopie de reconstruction optique stochastique (STORM), la microscopie de déplétion par émission stimulée (STED). 16. Utilisation de la protéine fluorescente cyan selon la revendication 7, de l'acide nucléique selon la revendication 8, du vecteur recombinant selon la revendication 9, de la cellule hôte selon la revendication 10, du biosenseur selon l'une quelconque des revendications 11 à 14, dans des méthodes de criblage de composés chimiques et/ou de cellules. 17. Utilisation de la protéine fluorescente cyan selon la revendication 7, de l'acide nucléique selon la revendication 8, du vecteur recombinant selon la revendication 9, de la cellule hôte selon la revendication 10, du biosenseur selon l'une quelconque des revendications 11 à 14, dans des tests de toxicologie, de génotoxicité ou de détection de pollution environnementale.