FR 2888938 A1 20070126 FR 0507759 A 20050721 La présente invention est relative à des substrats enzymatiques fluorescents de nature saccharidique comportant sur la même unité saccharidique un fluorophore F1 et un inhibiteur de la fluorescence de F1, à leur utilisation pour la préparation d'un réactif de diagnostic pour l'imagerie fonctionnelle in vivo, ainsi qu'au réactif de diagnostic pour l'imagerie fonctionnelle renfermant au moins un tel substrat enzymatique. La fluorescence est une technique très utilisée pour la détection d'activités enzymatiques in vitro. C'est une technique peu coûteuse, rapide et généralement très sensible. De nombreuses enzymes d'importance biologique significative ont pour substrats des dérivés saccharidiques. En effet, des gènes rapporteurs exprimant différentes enzymes telles que la (3-galactosidase ([3-gal), la (3-glucuronidase ((3--glu), le chloramphénicol, l'acétyltransférase, la luciférase, les protéines fluorescentes telles que la "Green Fluorescènt Protein" (GFP), sont très utilisés aujourd'hui en biologie pour étudier l'expression de gènes (transcription et traduction de l'ADN en protéines), la transfection, ou d'autres processus biologiques. Les gènes rapporteurs peuvent servir de témoins pour démontrer l'introduction et la transcription d'un autre gène d'intérêt, situé sur la même partie codante de l'ADN. Les constructions d'ADN contenant les gènes rapporteurs sont introduites dans l'animal pour former des animaux transgéniques. Par exemple, le nombre de souris transgéniques déjà construites est très important et en augmentation rapide. Dans un très grand nombre de cas, le gène marqueur utilisé est le gène lacZ qui code pour la f3-gal de E.coli. Un autre exemple de gène marqueur également utilisé est le gène gusA qui code pour la n-glu de E. coll. Or les substrats des enzymes exprimées par certains de ces gènes, et en particulier par les gènes lacZ et gusA, sont des dérivés saccharidiques. Il est donc très important de pouvoir disposer de substrats saccharidiques pour pouvoir détecter l'activité de ces enzymes. De nombreux substrats de nature saccharidique existent déjà pour détecter des activités enzymatiques telles que par exemple les activités enzymatiques de a-gal et f3-glu. Ces substrats enzymatiques peuvent notamment être: - des substrats pour l'imagerie nucléaire, - des substrats chimiluminescents tels que les substrats commercialisés sous les dénominations commerciales Lumi-Gal 530 par la société Lumigen Inc. (USA) et Galacton-Star par la société Applied-Biosystems (USA) ; - des substrats pour la détection diélectrophorétique, - des substrats pour l'IRM, - des substrats formant des précipités, - des substrats pour dosages spectrophotométriques dont le substrat X-gal (5-bromo-4-chloro-3indolyl-beta-D-galactopyranoside) vendu par exemple sous la dénomination commerciale BlueTech par la société Mirador DNA Design Inc. ; et - des substrats fluorescents. Idéalement, ces substrats doivent avoir les propriétés suivantes: -une cinétique de réaction enzymatique rapide, - une constante de Michaelis faible, - une grande différence entre les propriétés d'intérêt du substrat et celles de son(ses) produit(s) (propriétés d'intérêt: absorption pour un substrat chromogénique, fluorescence pour un substrat fluorogénique, etc...). L'intérêt des substrats fluorescents, par rapport aux autres substrats décrits ci-dessus, est leur sensibilité de détection et le faible coût de l'instrumentation nécessaire pour les utiliser. Ils permettent, au même titre que l'IRM, et dans certaines conditions, de réaliser une détection enzymatique in vivo. D'une manière générale, les substrats enzymatiques fluorescents fonctionnent sur le principe suivant: un substrat non fluorescent dans la gamme de longueur d'onde de détection donne un produit fluorescent dans cette même gamme de longueur d'onde lorsqu'il est mis en présence d'une enzyme dont on souhaite détecter l'activité et qui est spécifique du substrat utilisé. Il est donc nécessaire de trouver des fluorophores dont la fluorescence est inhibée initialement lorsqu'ils sont greffés sur le substrat et qui est capable de se libérer après réaction avec l'enzyme dont on souhaite détecter l'activité. Le choix des fluorophores disponibles commercialement se trouve donc limité par cette contrainte d'inhibition initiale de la fluorescence lorsque le fluorophore est fixé sur le substrat enzymatique. In vivo, le développement récent des méthodes optiques ouvre de nouveaux horizons pour l'imagerie fonctionnelle. Il est maintenant possible de suivre en temps réel et de façon non invasive, l'expression de gènes chez des animaux, en particulier chez la souris, après anesthésie. L'imagerie optique présente un certain nombre d'avantages par rapport aux autres techniques d'imagerie fonctionnelle telles que l'imagerie par résonance magnétique (IRM), l'imagerie par tomographie d'émission de positons (TEP) et l'imagerie par émission monophotonique (SPECT) : - elle évite la manipulation de molécules radioactives, écartant ainsi les contraintes et les risques qui y sont liés (radioprotection, gestion des déchets, source synchrotron pour les marqueurs TEP) ; - elle ne nécessite pas de gros investissement d'instrumentation; - elle présente une bonne sensibilité par rapport à l'IRM, en terme de quantité de marqueur injectée. L'imagerie optique met en oeuvre des substrats enzymatiques fluorescents. Lorsque l'on souhaite détecter la présence d'une activité enzymatique in vivo, par exemple chez un petit animal de laboratoire comme la souris, très peu de molécules fluorescentes sont disponibles pour cette application. En effet, pour que la lumière d'excitation et la lumière émise par le fluorophore puissent traverser les tissus, il convient d'utiliser des fluorophores absorbant et émettant dans le proche infrarouge, c'est-àdire à une longueur d'onde comprise entre 640 et 900 nm. Or, on trouve très peu de molécules fluorescentes dans ce domaine de longueurs d'onde actuellement disponibles commercialement (limitation aux cyanines essentiellement). La double contrainte, à savoir l'inhibition initiale de la fluorescence lorsque le fluorophore est fixé sur le substrat et l'utilisation d'un fluorophore absorbant et émettant dans le proche infrarouge, est sans doute à l'origine de l'absence de substrat enzymatique fluorescent de nature saccharidique dans ce domaine de longueurs d'onde. En effet, la majorité des substrats enzymatiques fluorescents de nature saccharidique actuellement disponibles sur le marché n'est pas construite à partir de groupements fluorophores absorbant et émettant dans le proche infrarouge. Il est par exemple possible de se procurer: - des substrats à base de fluorescéine pour la détection de l'activité (3-gal parmi lesquels on peut par exemple mentionner le FDG (fluorescein-di-(3-Dgalactopyranoside) (excitation 490 nm / émission 514 nm) ou l'un de ses dérivés; - des substrats à base de coumarines ou d'umbelliferones pour la détection des activités (3-gal, (3-glu ou phosphatase, tels que les substrats MUG (4-méthylumbelliferone (3-D-galactopyranoside), DiFMUG (6,8difluoro-4- méthylumbelliferyl f3-D-galactopyranoside), MUP (4méthylumbelliferone phosphate), DiFMUP (6,8-difluoro-4-méthylumbelliferyl phosphate) et dérivés (excitation 350-380 nm / émission 450-470 nm) ; ou encore - des substrats à base de résorufine et dérivés, notamment pour la détection de la lipase (excitation 570 nm / émission 585). La plupart des substrats fluorescents commercialisés actuellement fonctionnent selon le principe représenté sur le Schéma A ci-après: Inhibition de la fluorescence + F* H Emissior Enzyme 3 OH SCHEMA A Sur ce schéma, le fluorophore F est greffé en position anomérique 1 (liaison anomérique de configuration (3) sur un monosaccharide, le 13glucopyranose, pour former le substrat enzymatique. Ce substrat doit être faiblement fluorescent avant la réaction avec l'enzyme. Les groupements fluorophores doivent donc être choisis de telle sorte que leur fluorescence puisse être inhibée initialement par le monosaccharide. La réaction enzymatique induit un clivage de la liaison anomérique et libère le groupement fluorophore. Lorsque le groupement fluorophore est éloigné du monosaccharide, sa fluorescence n'est plus inhibée et il peut alors émettre un signal qui est détecté à l'aide d'un spectrofluorimètre. Le signal émis reflète l'activité enzymatique et est, dans un certain domaine de concentrations, proportionnel à la concentration en enzyme. Les substrats fonctionnant selon le principe reporté sur le Schéma A présentent cependant un certain nombre d'inconvénients: - le choix du groupement fluorophore est limité par le fait que sa fluorescence doit pouvoir être inhibée par son greffage sur le sucre; tous les groupements fluorophores n'ont pas cette propriété, en particulier dans le domaine du proche infrarouge lorsque l'on souhaite pouvoir faire une détection in vivo (voir ci-avant) ; - si l'inhibition de la fluorescence par le sucre n'est pas complète, la sensibilité de détection du système est médiocre. Pour remédier à ce problème, certains fabricants proposent des substrats dans lesquels le groupement fluorophore est relié à 2 unités saccharidiques par la position anomérique 1. Un exemple de ce type de substrat est la FDG. En multipliant par 2 le nombre d'unités saccharidiques liées au groupement fluorophore, on augmente effectivement l'inhibition initiale de la fluorescence. Néanmoins, la libération du groupement fluorophore et donc de la fluorescence nécessite alors également deux coupures enzymatiques au lieu d'une seule et la sensibilité de la détection n'est donc que peu améliorée dans un tel système. Il existe également des substrats oligosaccharidiques dont les deux extrémités sont fonctionnalisées par un fluorophore et un inhibiteur de fluorescence ou par deux groupements fluorophores (Cottaz S. et al., Eur. J. Biochem., 2000, 267, 5593-5600). Ces substrats fonctionnent sur le principe représenté sur le schéma B ci-après: Sites de coupure enzymatique Ri\ NH OH NHAc OH NHAc R2 SCHEMA B dans lequel RI et Rz représentent respectivement un groupement fluorophore et un inhibiteur de la fluorescence, ou bien deux groupements fluorophores. Cependant, de tels substrats ne donnent pas entièrement satisfaction dans la mesure où l'inhibition initiale de la fluorescence n'est pas toujours totale et ils mettent en oeuvre des groupements fluorophores ne permettant pas de réaliser une détection in vivo. Le seul substrat enzymatique absorbant et émettant dans le proche infrarouge est le substrat DDAOG qui est un conjugué de (3-galactoside (G) et de 7-hydroxy-9H-(1,3-dichloro-9,9-diméthylacridin-2-one) (DDAO) utilisé pour la détection de l'activité (3-gal et vendu par la société Molecular Probes (USA). Ce substrat absorbe à 645 nm et émet à 660 nm. Son mode de fonctionnement, tel que décrit par Tung C.-H. et al., Cancer Research, 2004, 64, 1579-1583, est représenté sur le Schéma C ci-après: DDAOG Excitation = 465 nm Emission = 608 nm beta-galactosidase OH DDAO Excitation = 646 nm OH HO Emission = 659 nm SCHÉMA C Cependant, bien qu'absorbant et émettant dans le proche infrarouge, ce substrat particulier présente lui aussi un certain nombre d'inconvénients: - sa fluorescence, lorsque le groupement fluorophore est lié à l'unité saccharidique, n'est pas totalement inhibée, ce qui donne un bruit de fond initialement non négligeable et diminue la sensibilité de détection. Ainsi, on peut constater dans l'expérience in vivo relatée dans l'article de Tung C.-H. et al., (précité) que la dose de DDAOG injectée (0,5 mg) et le temps d'exposition nécessaire (2 minutes) sont très importants par rapports aux quantités et temps d'exposition classiques pour ce genre d'applications (en général 10-50 g de substrat injecté pour un temps d'exposition de 20 à 100ms); - les spectres d'absorption et d'émission du DDAO sont très étroits et très proches l'un de l'autre, ce qui nécessite un très bon filtrage optique pour la détection du signal par rapport au bruit de fond initial; - les spectres d'absorption et d'émission du DDAO ne sont pas encore assez décalés dans le rouge pour être dans une fenêtre optique optimale pour faire de l'imagerie in vivo. C'est donc afin de remédier à l'ensemble de ces problèmes que les Inventeurs ont mis au point ce qui fait l'objet de l'invention. Les Inventeurs se sont en effet fixés pour but de pourvoir à un substrat enzymatique fluorescent de nature saccharidique n'ayant pas les inconvénients des substrats actuellement disponibles et qui soit en particulier utilisable pour détecter des activités enzymatiques in vivo. La présente invention a donc pour objet un substrat enzymatique fluorescent, caractérisé par le fait qu'il répond à la structure (I) suivante: (I) dans laquelle: - S est un squelette de nature saccharidique constitué d'au moins une unité saccharidique et choisi parmi les monosaccharides, les oligosaccharides ayant de 2 à 9 unités saccharidiques et les polysaccharides ayant au moins 10 unités saccharidiques; - B I et B2, identiques ou différents, représentent un bras espaceur; - nl et n, indépendamment l'un de l'autre, sont des nombres entiers égaux à 0 ou 1; -FI est un groupement fluorophore; - Il est un inhibiteur de la fluorescence de FI; étant entendu que: i) F1 et Ii sont tous les deux greffés sur la même unité saccharidique; ii) l'un des groupements FI et Ii est greffé en position 1 anomérique de ladite unité saccharidique, la liaison anomérique étant indifféremment en position a ou 13, l'autre groupement FI ou Ii occupant n'importe quelle position libre de la même unité saccharidique. Les substrats enzymatiques conformes à l'Invention et tels que décrits cidessus présentent une meilleure inhibition initiale de la fluorescence compte tenu de la proximité spatiale des groupements FI et Il puisque ceux-ci sont tous les deux greffés sur la même unité saccharidique. Les avantages apportés par les substrats enzymatiques de l'Invention reposent sur le fait que la fluorescence du groupement fluorophore dans le substrat initial (avant action d'une enzyme) n'est pas inhibée par le squelette S mais principalement par l'inhibiteur Ii présent sur la même unité saccharidique que le groupement fluorophore FI. Cette configuration particulière permet, par rapport aux substrats connus dans l'état de la technique: - d'élargir le choix des groupements fluorophores utilisables: le choix d'un tel groupement n'est plus limité aux groupements dont la fluorescence doit initialement être inhibée par le squelette S. Le choix des groupements fluorophores disponibles est donc beaucoup plus large et peut notamment s'étendre aux groupements fluorophores émettant dans le proche infrarouge; - d'accroître la sensibilité de détection de l'activité enzymatique: en effet, la fluorescence du groupement fluorophore est inhibée par un objet dont c'est spécifiquement le rôle et qui est ainsi beaucoup plus efficace que lorsque l'inhibition doit être réalisée par le squelette saccharidique; -d'accroître la solubilité du substrat par le biais de l'utilisation de groupements fluorophores beaucoup plus solubles que les groupements fluorophores actuellement disponibles dans le commerce et qui sont généralement hydrophobes; - de faciliter les conditions d'utilisation du substrat, par le biais de groupements fluorophores insensibles aux variations de pH ou au potentiel RedOx, donc plus facilement utilisables in vivo. En effet, certains groupements fluorophores utilisés classiquement, tels que la fluorescéine, ont des propriétés d'émission très dépendantes du pH et donc difficilement compatibles avec une application in vivo où les conditions intracellulaires ne peuvent être modifiées. En utilisant des groupements fluorophores dont les propriétés d'émission sont peu dépendantes du pH, du potentiel RedOx ou de la concentration en ions, on facilite les conditions d'acquisition du signal et la sensibilité in vivo. Les unités saccharidiques du squelette S des substrats de structure (I) conformes à l'Invention, peuvent notamment être choisies parmi le galactose, le mannose, l'idose, le talose, le rhamnose, le glucose, le ribose, le fucose et leurs dérivés aminés ou acides parmi lesquels on peut notamment citer la galactosamine, la glucosamine, la lactosamine, l'acide glucuronique, l'acide iduronique et l'acide sialique. Elles sont de préférence choisies parmi la glucosamine, le galactose et l'acide glucuronique. Lorsque le squelette S est un monosaccharide, ces unités saccharidiques sont utilisées unitairement. Elles sont par contre reliées entre elles par des liaisons glycosidiques lorsque le squelette S est un oligosaccharide ou un polysaccharide. Selon l'Invention, lorsque le squelette S est un oligosaccharide, il est de préférence choisi parmi les oligosaccharides comportant de 4 à 9 unités saccharidiques. De façon optionnelle, c'est-à-dire lorsque m et/ou n = 1, les groupements F1 et/ou [1 sont reliés à l'unité saccharidique par l'intermédiaire d'un bras espaceur afin de favoriser l'interaction entre le substrat et son enzyme ou l'inhibition de la fluorescence. Dans ce cas, B1 et B2, identiques ou différents, représentent une chaîne hydrocarbonée linéaire ou ramifiée, saturée ou insaturée, éventuellement substituée, interrompue et/ou terminée par un ou plusieurs hétéroatomes tels que N, O ou S, et/ou par un ou plusieurs groupements choisis parmi les radicaux alkyle en C1C4, alcoxy en C1-C4, aryle ou par une ou plusieurs fonctions choisies parmi les fonctions éther, ester, amide, carbonyle, carbamate, urée, thiourée et disulfure. Des exemples de bras espaceurs B1 préférés sont des bras bifonctionnels, tels que l'une de leurs deux extrémités est une fonction réactive vis-à-vis des groupements classiques d'activation de la position anomérique de l'unité saccharidique sur laquelle ils doivent être fixés (exemples notables de groupes d'activation de la position anomérique: -Br, -SPh avec Ph = phényle; exemple notable de fonction réactives vis-à-vis de ces groupements d'activation: -OH en particulier), et leur autre extrémité est une fonction (par exemple amine ou thiol) réactive vis-à-vis d'une fonction de greffage portée par le groupement fluorophore FI ou le groupement inhibiteur Ii (telle que par exemple une fonction N-hydroxysuccinimidyle, isothiocyanate, ester de sulfotétrafluorophényl (STP-ester), maléimide ou haloacétamide). Selon une forme de réalisation particulière de l'Invention, et lorsque les groupements FI et/ou Il sont directement reliés à l'unité saccharidique terminale du squelette S, (m et/ou n = 0) alors le groupement FI ou Ii se trouvant en position 1 anomérique de l'unité saccharidique est relié à cette dernière par l'intermédiaire d'une liaison covalente faisant intervenir au moins un atome X choisi parmi les atomes d'oxygène, de carbone, de souffre et d'azote. Lorsque m = 0 (respectivement n = 0), le groupement FI (respectivement II) n'occupant pas la position anomérique peut également être relié à l'unité saccharidique du squelette S par l'intermédiaire d'une liaison covalente faisant intervenir au moins un atome X choisi parmi les atomes d'oxygène, de carbone, de souffre et d'azote. Ainsi, les groupements FI et/ou Il peuvent par exemple être reliés à l'unité saccharidique (en position anomérique ou non) par l'intermédiaire d'une liaison amide, ester, thioéther ou thioester, cette énumération n'étant pas exhaustive. Les positions libres des unités saccharidiques du squelette S, qui ne comportent ni le groupement fluorophore FI, ni le groupement inhibiteur Ii, et qui ne sont pas engagées dans une liaison glycosidique, peuvent indifféremment être non substituées (-H ou -OH) ou bien être substituées par exemple par une fonction amine ou par un groupement résultant de l'interaction d'une fonction hydroxyle ou d'une fonction amine avec un groupement protecteur tel que ceux classiquement utilisés en chimie organique et décrits par exemple dans l'ouvrage de T. W. Greene et al., "Protective Groups in Organic Synthesis", Third Edition, Wiley Science (1999). Parmi de tels groupements protecteurs, on peut notamment citer les groupements acétyle; benzyle; aryle et en particulier les groupements aryle substitués par un radical choisi parmi les chaînes alkyle ayant de 1 à 40 atomes de carbone; 2,2,2trichloroéthyloxycarbonyle (Troc) ; benzyloxycarbonyle (BzC) ; trichloroacétamidate (TCA) ; tert- butyloxycarbonyle (BOC), fluoranylméthoxycarbonyle (Fmoc), ainsi que les groupements silylés tels que par exemple les groupements t-butyldiméthylsilyle (tBDMS) et triméthylsilyle (TMS). Parmi les groupements fluorophores FI, on peut notamment citer la fluorescéine (fluorescéinate de sodium) et ses dérivés tels que l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) ; les colorants fluorescents absorbant et émettant dans le proche infrarouge ("Near InfraRed" : NIR) tels que ceux vendus sous les dénominations Fluorescent Red NIR 700 (longueur d'onde d'excitation: 672 nm; longueur d'émission: 735 nm) et Fluorescent Red NIR 730 (longueur d'onde d'excitation: 680 nm; longueur d'émission: 755 nm) par la société Sigma-Aldrich; le Cy5 (n=2) et le Cy7 (n = 3) (Amersham) ; le 7-hydroxy-9H-(1,3-dichloro-9,9-diméthylacridin-2one) (DDAO), la rhodamine et ses dérivés tels que la tetraméthyl rhodamine isothiocyanate (TRITC) ; les colorants fluorescents à amines réactives telles que les coumarines parmi lesquelles on peut notamment citer l'ester succinimidyl de l'acide 6-((7-amino-4-méthylcoumarin-3- acétyl)amino) hexanoïque (AMCA) ; les colorants fluorescents vendus sous les dénominations commerciales BODIPY tels que BODIPY FR-Br2, BODIPY R6G, BODIPY TMR, BODIPY TR et les BODIPY 530/550 (longueur d'onde d'excitation/longueur d'onde d'émission, en nm), 558/568, 564/570, 576/589, 581/591, 630/650 et 650/665 vendus par la société Bio-Rad Inc. (USA), IRDye 800 vendu par la société LICOR et Alexa Fluor 750 vendu par la société Molecular Probes; les porphyrines; les cyanines; les oxazines et les nanoparticules fluorescentes c'est-à-dire ayant des propriétés d'émission telles que les "quantum dots", les nanoparticules d'or, les nanoparticules à base de polymères et les nanoparticules d'oxydes. Selon une forme de réalisation particulièrement préférée de l'Invention, le groupement F1 est choisi parmi les groupements fluorophores absorbant et émettant dans le proche infrarouge, c'est-à-dire émettant et absorbant à une longueur d'onde comprise entre 640 et 900 nm. Parmi de tels groupements, on peut en particulier citer les groupements fluorophores suivants: les colorants fluorescents vendus sous les dénominations Fluorescent Red NIR 700 (longueur d'onde d'excitation (Ex.) : 672 nm / longueur d'émission (Em.) : 735 mn) et Fluorescent Red NIR 730 (Ex: 680 nm / Em: 755 nm) par la société Sigma-Aldrich; le Cy5 (n = 2; Ex.: 680 nm / Em.: 755 nm) et le Cy7 (n = 3: Ex.: 747 nm / Em. : 775 nm) (Amersham) ; le 7-hydroxy-9H-(1,3-dichloro-9,9-diméthylacridin-2-one) (DDAO) (Ex. : 646 nm / Em. : 659 nm), l'IRDye 800 (Ex.: 778 / EM. : 806 nm) et l'Alexa Fluor 750 (Ex. : 749 nm / Em. : 774 nm). Selon une forme de réalisation particulière de l'invention, le groupement fluorophore FI peut en outre être fonctionnalisé par un ou plusieurs groupements choisis parmi les chaînes lipophiles, les phospholipides et les peptides. Ainsi fonctionnalisés, les groupements fluorophores FI présentent une plus grande affinité pour les cellules des tissus animaux. Selon l'Invention, le groupement Il peut être choisi parmi tous les composés acceptant la fluorescence du groupement FI, c'est à dire permettant la diminution ou la disparition complète de la fluorescence du groupement FI lorsqu'ils sont tous deux fixés à la même unité saccharidique du squelette S des substrats de structure (I). Ce composé, de natures diverses, peut notamment être un groupement chimique, fluorescent ou non fluorescent, ou une nanoparticule. Lorsque le groupement I i est lui-même un groupement fluorescent, alors il est choisi parmi les groupements dont la fluorescence inhibe celle du groupement FI (on parle alors d'auto-inhibition, la fluorescence du groupement Ii inhibant celle du groupement FI. Dans ce cas, le groupement Ii est généralement identique au groupement FI et est choisi parmi les cyanines, les groupements fluorophores Cy5, Cy7, l'IRDye 800 et l'Alexa Fluor 750. A titre de groupement II, on peut également utiliser un groupement fluorescent, différent du groupement FI, qui absorbe la fluorescence du groupement FI par transfert d'énergie par résonance de fluorescence (FRET). Dans ce cas on préfère utiliser les couples Fi/Ii suivants: Cy5/Cy7; Cy5/Alexa Fluor 750; Cy7/IRDye 800; Alexa Fluor 750/IRDye 800. Lorsque le groupement Il est un groupement non-fluorescent, c'est à dire un inhibiteur de fluorescence proprement dit ("Quencher"), alors il est de préférence choisi parmi les composés vendus sous les dénominations commerciales DABCYL et dérivés, Black Hole Quencher (BHQ) telles que BHQ 1, BHQ 2 ou BHQ 3 (Biosearch Technologies), Nanogold Particules (Nanoprobes), Eclipse Dark Quencher (Epoch Bioscience), Elle Quencher (Oswell), Cy7Q (Amersham) et les colorants QSY 0 tels que les QSY 7, QSY 0 9 et QSY 21 (Molecular Probes). Aussi, suivant la nature du groupement II, et dans l'hypothèse où les groupements FI et Il sont tous les deux reliés à l'unité saccharidique terminale du squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur BI et B2 respectivement, le principe de fonctionnement des substrats enzymatiques de structure (1) conformes à l'invention peut être représenté par le Schéma D suivant: Inhibition de la fluorescence Enzyme + 11-H Inhibiteur clivé B2H 2. F1* Fluorophore fluorescent sur le sucre S 2\N Auto-inhibition de la fluorescence 3. B1H Fluorophore clivé + Fi-H fluorescent B2 Il* Inhibiteur fluorescent sur le sucre F1 Enzyme SCHEMA D dans lequel les groupements BI et B2, identiques ou différents les uns des autres, peuvent prendre l'une des significations indiquées précédemment. Selon ce schéma: 1. Configuration 1: le groupement FI est fixé en position 1 anomérique d'une unité saccharidique d'un squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur B I, le groupement Il est un inhibiteur de la fluorescence de type "quencher" OH Auto-inhibition de la fluorescence OH 4. fixé dans une autre position de la même unité saccharidique du squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur B2, dans le cas présent en position 2. Le clivage enzymatique libère alors le fluorophore FI du squelette S. Eloigné de l'inhibiteur le groupement fluorophore FI émet. 2. Configuration 2: le groupement Il de type "quencher" est fixé en position 1 anomérique d'une unité saccharidique d'un squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur B2, le groupement FI fluorophore est fixé dans une autre position de la même unité saccharidique du squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur BI, dans le cas présent, en position 2. Le clivage enzymatique libère le groupement Il du squelette S. Eloigné de l'inhibiteur, le groupement fluorophore FI qui reste fixé sur le squelette sucre émet. L'avantage d'une telle configuration est que le groupement FI reste fixé sur le squelette saccharidique qui a priori reste localisé dans la cellule. 3. Configuration 3: le groupement FI est un groupement fluorophore fixé en position 1 anomérique d'une unité saccharidique d'un squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur Bi; le groupement Il est un groupementfluorescent dont la fluorescence inhibe la fluorescence du groupement FI, fixé dans une autre position de la même unité saccharidique du squelette S par l'intermédiaire d'un bras espaceur B2, dans le cas présent en position 2. Le clivage enzymatique libère le groupement FI qui se retrouve éloigné de Il. FI n'est plus inhibé par Ii. Les deux groupements FI et Il émettent. L'avantage d'une telle structure est que la fluorescence observée est double. Cette configuration convient particulièrement bien à la détection d'activités enzymatiques de faible intensité si FI est identique à Ii. 4. Configuration 4: l'unité saccharidique du squelette S comportant les groupements FI et Il est reliée, par une liaison glycosidique à au moins une autre unité saccharidique, pour former par exemple un tetrasaccharide. Parmi les substrats enzymatiques de structure (I) conformes à l'Invention, on préfère tout particulièrement les composés dans lesquels: i) le squelette S est une galactosamine, FI et Ii sont identiques et sont choisis parmi les groupements Cy5, Alexa Fluor 750, Cy7 et IRDye 800, ces groupements étant respectivement fixés en positions 1 et 2 de la galactosamine; ii) le squelette S est une galactosamine, FI est un groupement Cy5, Alexa Fluor 750 ou IRDye 800 et Ii est un groupement QSY 21, Cy7Q ou BHQ3; iii) le squelette S est une lactosamine, FI est un groupement Cy5, 5 Cy7, Alexa Fluor 750 ou IRDye 800 et Ii est un groupement QSY 21, Cy7Q ou BHQ 3; iv) le squelette S est un trisaccharide comportant une glucosamine en position terminale et dont les deux autres unités saccharidiques, identiques ou différente, sont choisies parmi le galactose et le fucose, FI est un groupement Cy5, Cy7, Alexa Fluor 750 ou IRDye 800 et Ii est un groupement QSY 21, Cy7Q ou BHQ 3. Les substrats enzymatiques de formule (I) conformes à l'Invention dans lesquels les groupements FI et Ii sont différents l'un de l'autre peuvent par exemple être préparés selon un procédé (P 1) comportant au moins les étapes suivantes: (i) dans une première étape, on fait subir au squelette S, dont la position anomérique 1 est déprotégée et la position sur laquelle on souhaite greffer la seconde fonctionnalité (FI ou II) comporte une fonction réactive faisant intervenir au moins un atome X' (X' = N, O ou S) protégée par un groupement protecteur R tels que ceux cités précédemment (T. W. Greene et al., 1999, précité), une réaction d'activation de la position anomérique (greffage d'un groupement R' en position 1, R' représentant une fonction réactive (R' représente par exemple -Br ou -SPh avec Ph = phényle) ; ii) dans une deuxième étape, on fait réagir le produit obtenu à l'étape (i), dont la position anomérique est activée par R' : - soit avec un groupement fluorophore F1 (respectivement avec un inhibiteur l) comportant une fonction terminale (T, avec T = -OH par exemple) réactive vis-à-vis du groupement R' en position anomérique, - soit, dans un premier temps, avec un bras espaceur bifonctionnel comportant à l'une de ses extrémités une fonction terminale (T) réactive vis-à-vis de la fonction réactive R' en position anomérique et à l'autre extrémité une fonction (R", avec R" = amine ou thiol par exemple) réactive vis-à-vis d'une fonction de greffage (G, avec G = Nhydroxysuccinimidyle, isothiocyanate, ester de sulfotétrafluorophényl (STP-ester), maléimide ou haloacétamide par exemple) portée par le groupement fluorophore (respectivement inhibiteur), qui dans un deuxième temps réagit avec ladite fonction réactive R" du bras espaceur; iii) dans une troisième étape, on effectue une déprotection de la fonction -XR présente sur la position sur laquelle on souhaite greffer la seconde fonctionnalité par clivage du groupement protecteur R, pour obtenir un composé comportant une fonction déprotégée -XH, iv) clans une quatrième étape, le produit obtenu ci-dessus à l'étape iii) est mis à réagir: - soit avec un groupement inhibiteur Ii, différent de FI (respectivement un groupement fluorophore FI, différent de II) comportant une fonction terminale (T) réactive vis-à-vis de la fonction -XH, - soit dans un premier temps, avec un bras espaceur bifonctionnel comportant à l'une de ses extrémités une fonction terminale (T) réactive vis-à-vis de la fonction -XH et à l'autre extrémité une fonction (R") réactive vis-à-vis d'une fonction de greffage (G) portée par le groupement inhibiteur (respectivement fluorophore), qui dans un deuxième temps réagit avec ladite fonction réactive R" du bras espaceur, pour obtenir le composé de structure (I) correspondant. Ce procédé P 1 est représenté sur le schéma E ci-après: iv) - soit B2 si m (ou n) = 1 - soit Il (ou FI) si m (ou n) = 0 ) Il ou FI n (ou m) = 0 ou 1 XR B = BI ou B2 iii) Déprotection de XR O (- B) -FI ou Il m(oun)=0ou1 B=BI ou B2 -OH i) Activation de la position anomérique XR ii) - soit BI (ou B2) si m (ou n) = 1 - soit FI (ou II) si m (ou n) = 0 X O,S,N m=1 ) FI ou Il m(oun)=0ou1 B = B1 ou B2 SCHEMA E Le procédé P 1 représenté sur le Schéma E ci-dessus comprend un nombre minimal d'étapes. Il doit toutefois être bien entendu que suivant la nature du substrat enzymatique de formule (I) que l'on souhaite obtenir, des réactions supplémentaires de protection/déprotection peuvent être nécessaires. Ces réactions sont réalisées de façon classique, selon les méthodes connues de l'homme du métier. Selon ce procédé, il doit également être compris que les bras espaceurs B 1 et B2, lorsque tous les deux présents, peuvent être identiques ou différents l'un de l'autre. Par ailleurs, bien que ce procédé de synthèse Pl soit particulièrement bien adapté à la synthèse de substrats enzymatiques de formule (I) dans lesquels les groupements FI et It sont différents l'un de l'autre, il est néanmoins parfaitement utilisable également pour la préparation de substrats enzymatiques de formule (I) dans lesquels les groupements FI et It seraient identiques, notamment dans le cas où ces groupements seraient fixés à l'unité saccharidique par l'intermédiaire de bras espaceurs BI et B2 avec BI différent de B?. Les substrats enzymatiques de formule (I) conformes à l'Invention dans lesquels les groupements FI et Il sont identiques peuvent également être préparés par exemple selon un procédé P2 comportant au moins les étapes suivantes: (i) dans une première étape, on fait subir au squelette S, dont la position anomérique 1 est déprotégée et la position sur laquelle on souhaite greffer la seconde fonctionnalité (F1 ou II) comporte une fonction faisant intervenir au moins un atome X' (X' = N, O ou S) protégée par un groupement protecteur R tels que ceux cités précédemment, une réaction d'activation de la position anomérique (greffage d'un groupement R' en position 1, R' représentant une fonction réactive (R' représente par exemple -Br ou -SPh avec Ph = phényle) ; ii) dans une deuxième étape, on effectue une déprotection de la fonction -XR présente sur la position sur laquelle on souhaite greffer la seconde 15 fonctionnalité par clivage du groupement protecteur R, pour obtenir un composé comportant une fonction déprotégée -XH, iii) dans une troisième étape, on fait réagir le produit obtenu à l'étape (ii), dont la position anomérique est activée par R' et qui comporte une fonction XH déprotégée: - soit avec un groupement fluorophore FI (FI = II) comportant une fonction terminale (T, avec T = -OH par exemple) réactive vis-à-vis du groupement R' en position anomérique et de la fonction déprotégée -XH, pour obtenir un composé bifonctionalisé par un groupement FI (avec FI = Ii), - soit, dans un premier temps, avec un bras espaceur bifonctionnel comportant à l'une de ses extrémités une fonction terminale (T) réactive vis-à-vis de la fonction réactive R' en position anomérique et de la fonction déprotégée -XFI et à l'autre extrémité une fonction (R", avec R" = amine ou thiol par exemple) réactive vis-à-vis d'une fonction de greffage G telle que définie précédemment, portée par le groupement fluorophore (FI = Ii), qui dans un deuxième temps réagit avec ladite fonction réactive R" du bras espaceur; pour obtenir un substrat enzymatique de formule (I) dans lequel FI =-II et dans lequel, lorsqu'ils sont présents, BI = B2. Ce procédé P2 est donc particulièrement bien adapté au cas où les substrats enzymatiques comportent des groupements fluorophore FI et inhibiteur It identiques l'un par rapport à l'autre puisqu'ils se trouvent greffés sur l'unité saccharidique simultanément, éventuellement par l'intermédiaire d'un bras espaceur, également identique d'un groupement à l'autre. Ce procédé P2 est représenté sur le Schéma F ci- après: XR X=O,S,N OH i) Activation de la position anomérique rn = 1 ii) Déprotection de XR iii) - soit B (avec B I = B2) si m = n = 1 -soit FI (=1I)sim=n 0 SCHEMA F Selon une variante de l'Invention, ce procédé P2 peut également être utilisé pour la préparation de substrats enzymatiques de formule (I) dans lesquels les groupements FI et It ne sont pas forcément identiques l'un par rapport à l'autre. Dans ce cas, l'étape iii) est réalisée en présence d'un mélange de FI et It (avec FI différent de Il) et conduit à l'obtention d'une bibliothèque de 4 substrats enzymatiques de formule (I) doublement marqués et différents les uns des autres: - Substrat enzymatique (Ia) : squelette S dont l'unité saccharidique terminale est doublement marquée par un groupement FI (un en position anomérique et l'autre sur une autre position de la même unité saccharidique) ; Substrat enzymatique (Ib) : squelette S dont l'unité saccharidique 5 terminale est doublement marquée par un groupement Ii (un en position anomérique et l'autre sur une autre position de la même unité saccharidique) ; - Substrat enzymatique (Ie) : squelette S dont l'unité saccharidique terminale est marquée par un groupement FI en position anomérique et par un groupement Il sur une autre position de la même unité saccharidique; - Substrat enzymatique (Id) : squelette S dont l'unité saccharidique terminale est marquée par un groupement Ii en position anomérique et par un groupement FI sur une autre position de la même unité saccharidique. Ces substrats enzymatiques (ta) à (Id) peuvent être séparés les uns des autres par les techniques classiques séparatives bien connues de l'homme du métier telles que la chromatographie liquide haute performance (HPLC), la chromatographie sur silice, la séparation de charges. Après séparation, ces substrats peuvent être purifiés et étudiés de façon indépendante. Dans le cas particulier où les groupements FI et Il portent en plus des charges opposées (par exemple FI = Cy5 chargé négativement et Il = QSY21 20 chargé positivement), on peut alors bénéficier des avantages suivants: - la séparation des quatre substrats enzymatiques est facilitée. On obtient en effet un substrat enzymatique de type (Ia) chargé négativement (F1 = Il = Cy5), un substrat enzymatique de type (lb) chargé positivement (Fi = Ii = QSY21) et 2 substrats enzymatiques de type (Ie) et (Id) qui sont neutres (Cy5 en position anomérique et QSY2I sur une autre position et QSY21 en position anomérique et Cy5 sur une autre position). Ainsi, les substrats enzymatiques chargés peuvent être séparés des substrats enzymatiques neutres par séparation des charges par chromatographie sur gel. Les substrats enzymatiques neutres peuvent être séparés entre eux par HPLC ou par chromatographie sur colonne de silice, bien qu'il soit également possible d'utiliser le mélange des deux substrats enzymatiques tel quel; - les deux substrats enzymatiques peuvent présenter des avantages pour la détection d'activité enzymatiques in vivo. En effet, une molécule neutre pénétrera mieux dans le milieu intracellulaire. En revanche, la dégradation enzymatique des ces substrats conduira dans ce cas à deux molécules chargées qui seront mieux retenues clans le milieu intracellulaire qu'une molécule neutre. Selon une variante du procédé P2, l'étape iii) peut également être réalisée en utilisant un mélange contenant plusieurs groupements F, (pFi avec p = nombre de groupements F, différents) et plusieurs groupements I, (qI, avec q = nombre de groupements I, différents), dans une approche de chimie combinatoire. On obtient alors statistiquement (p+q)' substrats enzymatiques de formule (I) différents qui peuvent ensuite être séparés (par exemple par purification HPLC, chromatographie sur silice, séparation de charges). Après séparation, ces différents substrats enzymatiques peuvent être purifiés et étudiés indépendamment les uns des autres. On obtient ainsi une bibliothèque de (p+q)2 substrats enzymatiques de formule (I) dont le potentiel en imagerie in vivo peut ensuite être évalué via un "screening". A chaque étape de ces procédés P 1 et P2, les composés intermédiaires, et le(s) composé(s) final (finaux) de structure (1) en fin de synthèse, sont de préférence lavés, isolés et purifiés selon les méthodes classiquement utilisées à cet effet telles que par exemple la purification sur colonne. Ainsi que cela a été amplement décrit et explicité ci-avant, les substrats enzymatiques de structure (1) conformes à l'Invention peuvent être utilisés 20 pour la détection d'une activité enzymatique in vitro et in vivo. La présente Invention a donc pour deuxième objet, l'utilisation d'au moins un substrat enzymatique de structure (1) tel que défini précédemment, à titre de réactif fluorescent pour la détection d'une activité enzymatique in vitro. Selon une forme de réalisation particulièrement préférée, le groupement fluorophore F, des substrats enzymatiques de structure (I) est choisi parmi les groupements absorbant et émettant dans le proche infrarouge, en particulier entre 640 et 900 nm, afin de permettre une utilisation in vivo. Dans ce cas, la présente Invention a également pour objet, l'utilisation d'au moins un substrat enzymatique de structure (I) dans lequel le groupement fluorophore F, est choisi parmi les groupements absorbant et émettant dans le proche infrarouge, pour la préparation d'un réactif de diagnostic destiné à l'imagerie fonctionnelle in vivo et en particulier pour imager, par fluorescence, l'expression des gènes rapporteurs lacZ et gusA de E. coll. Enfin l'Invention a pour objet un réactif de diagnostic caractérisé par le fait qu'il comprend au moins une solution constituée d'eau ou d'un mélange d'eau et d'au moins un solvant organique, ladite solution renfermant au moins un substrat enzymatique de structure (I) tel que défini précédemment. Selon une forme de réalisation particulière et préférée de l'invention, le réactif est un réactif de diagnostic in vivo et le substrat enzymatique de structure (I) comprend au moins un groupement fluorophore FI choisi parmi les groupements fluorophores absorbant et émettant dans le proche infrarouge. A titre de solvants organiques utilisables, on peut citer les solvants classiquement utilisés pour la préparation de réactifs de diagnostic parmi lesquels figurent par exemple les alcools inférieurs tels que l'éthanol et le diméthylsulfoxyde (DMSO). Lorsque qu'ils sont utilisés, ces solvants peuvent représenter jusqu'à 50 % (en volume) de la solution renfermant le substrat enzymatique de structure-(I). Selon une forme de réalisation particulière de l'Invention, la solution peut en outre renfermer un tampon physiologiquement acceptable tel qu'un tampon phosphate comme par exemple du PBS ("Phosphate Buffer Saline") à pH 7,2. Au sein du réactif de diagnostic conforme à l'Invention, la concentration du ou des substrats enzymatiques de structure (I) est de préférence comprise entre 1 M et 1 mM environ, plus préférentiellement entre 10 M et 200 M environ. Selon une forme de réalisation particulièrement préférée de l'Invention, cette concentration est de 100 M environ. REVENDICATIONS 1. Substrat enzymatique fluorescent, caractérisé par le fait qu'il répond à la structure (I) suivante: (1) dans laquelle: - S est un squelette de nature saccharidique constitué d'au moins une unité saccharidique et choisi parmi les monosaccharides, les oligosaccharides ayant de 2 à 9 unités saccharidiques et les polysaccharides ayant au moins 10 unités saccharidiques; - B, et B2, identiques ou différents, représentent un bras espaceur; - m et n, indépendamment l'un de l'autre, sont des nombres entiers égaux à 0 ou 1; - FI est un groupement fluorophore; - Il est un inhibiteur de la fluorescence de F1; étant entendu que: i) F, et Ii sont tous les deux greffés sur la même unité saccharidique; ii) l'un des groupements F, et I, est greffé en position 1 anomérique de ladite unité saccharidique, la liaison anomérique étant indifféremment en position a ou [3, l'autre groupement F, ou I, occupant n'importe quelle position libre de la même unité saccharidique. 2. Substrat selon la revendication 1, caractérisé par le fait que les unités saccharidiques du squelette S des substrats de structure (I) sont choisies parmi le galactose, le mannose, le idose, le talose, le rhamnose, le glucose, le ribose, le fucose et leurs dérivés aminés ou acides. 3. Substrat selon la revendication 2, caractérisé par le fait que les dérivés aminés et acides des unités saccharidiques sont choisis parmi la galactosamine, la glucosamine, la lactosamine, l'acide glucuronique, l'acide iduronique et l'acide sialique. 4. Substrat selon la revendication 2 ou 3, caractérisé par le fait que les unités saccharidiques du squelette S des substrats de structure (I) sont choisies parmi la glucosamine, le galactose et l'acide glucuronique. 5. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait que le squelette S est un oligosaccharide choisi parmi les oligosaccharides comportant de 4 à 9 unités saccharidiques. 6. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait que m et/ou n = 1 et que B 1 et B2, identiques ou différents, représentent une chaîne hydrocarbonée linéaire ou ramifiée, saturée ou insaturée, éventuellement substituée, interrompue et/ou terminée par un ou plusieurs hétéroatomes tels que N, O ou S, et/ou par un ou plusieurs groupements choisis parmi les radicaux alkyle en C1-C4, alcoxy en C1-C4, aryle ou par une ou plusieurs fonctions choisies parmi les fonctions éther, ester, amide, carbonyle, carbamate, urée, thiourée et disulfure. 7. Substrat selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé par le fait que lorsque les groupements Fi et/ou Ii sont directement reliés à l'unité saccharidique terminale du squelette S, alors le groupement FI ou Ii se trouvant en position I anomérique de l'unité saccharidique est relié à cette dernière par l'intermédiaire d'une liaison covalente faisant intervenir au moins un atome X choisi parmi les atome d'oxygène, de carbone, de souffre et d'azote. 8. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait que les positions libres des unités saccharidiques du squelette S, qui ne comportent ni le groupement fluorophore FI, ni le groupement inhibiteur It, et qui ne sont pas engagées dans une liaison glycosidique, peuvent indifféremment être non substituées (-H ou -OH) ou substituées par une fonction amine ou par un groupement résultant de l'interaction d'une fonction hydroxyle ou d'une fonction amine avec un groupement protecteur. 9. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait que le groupement fluorophore est choisi parmi la fluorescéine et ses dérivés; les colorants fluorescents absorbant et émettant dans le proche infrarouge; le Cy5 (n = 2) et le Cy7 (n = 3); le 7-hydroxy-9H-(l,3-dichloro-9,9- diméthylacridin-2-one), la rhodamine et ses dérivés; les colorants fluorescents à amines réactives; les colorants fluorescents vendus sous les dénominations commerciales BODIPY , IRDye 800 et Alexa Fluor 750; les porphyrines; les cyanines; les oxazines et les nanoparticules fluorescentes. 10. Substrat selon la revendication 9, caractérisé par le fait que le groupement fluorophore est choisi parmi les groupements fluorophores absorbant et émettant dans le proche infrarouge. 11. Substrat selon la revendication 10, caractérisé par le fait que le groupement FI est choisi parmi les colorants fluorescents vendus sous les dénominations Fluorescent Red NIR 700 et Fluorescent Red NIR 730, le Cy5 (n = 2), le Cy7 (n = 3, le 7-hydroxy-9H-(1,3-dichloro-9,9-diméthylacridin2-one) (DDAO), l'IRDye 800 et l'Alexa Fluor 750. 12. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait que le groupement fluorophore FI est en outre fonctionnalisé par un ou plusieurs groupements choisis parmi les chaînes lipophiles, les phospholipides et les peptides. 13. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait que le groupement Ii est un groupement fluorescent dont la fluorescence inhibe ou absorbe celle du groupement Fi. 14. Substrat selon la revendication 13, caractérisé par le fait que le groupement Ii inhibe la fluorescence de FI, est identique au groupement FI et est choisi parmi les cyanines, les groupements fluorophores Cy5, Cy7, l'IRDye 800 et l'Alexa Fluor 750. 15. Substrat fluorescent selon la revendication 13, caractérisé par le fait que le groupement Il est un groupement fluorescent, différent du groupement FI, et qui absorbe la fluorescence du groupement FI par transfert d'énergie par résonance de fluorescence. 16. Substrat fluorescent selon la revendication 15, caractérisé par le fait que les couples F1; I1 sont choisis parmi les couples Cy5/Cy7; Cy5/Alexa Fluor 750; Cy7/IRDye 800 et Alexa Fluor 750/IRDye 800. 17. Substrat selon l'une quelconque des revendications 1 à 12, caractérisé par le fait que le groupement I1 est un groupement non fluorescent choisi parmi les composés vendus sous les dénominations commerciales DABCYL et dérivés, Black Hole Quencher , Nanogold Particules , Eclipse Dark Quencher , Elle Quencher , Cy7Q et les colorants QSY . 18. Substrat selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé par le fait qu'il est choisi parmi les composés dans lesquels: i) le squelette S est une galactosamine, F1 et I1, identiques et sont choisis parmi les groupements Cy5, Alexa Fluor 750, Cy7 et IRDye 800, ces groupements étant respectivement fixés en positions 1 et 2 de la galactosamine ii) le squelette S est une galactosamine, F1 est un groupement Cy5, Alexa Fluor 750 ou IRDye 800 et I1 est un groupement QSY 21, Cy7Q ou BHQ3; iii) le squelette S est une lactosamine, F1 est un groupement Cy5, Cy7, Alexa Fluor 750 ou IRDye 800 et I1 est un groupement QSY 21, Cy7Q ou BHQ 3; iv) le squelette S est un trisaccharide comportant une glucosamine en position terminale et dont les deux autres unités saccharidiques, identiques ou différente, sont choisies parmi le galactose et le fucose, F1 est un groupement Cy5, Cy7, Alexa Fluor 750 ou IRDye 800 et I1 est un groupement QSY 21, Cy7Q ou BHQ 3. 19. Utilisation d'au moins un substrat enzymatique de structure (I) tel que défini à l'une quelconque des revendications 1 à 18, à titre de réactif fluorescent pour la détection d'une activité enzymatique in vitro. 20. Utilisation d'au moins un substrat enzymatique de structure (I) tel que défini à l'une quelconque des revendications 1 à 18 et dans lequel le 30 groupement fluorophore F1 est choisi parmi les groupements absorbant et émettant dans le proche infrarouge, pour la préparation d'un réactif de diagnostic destiné à l'imagerie fonctionnelle in vivo. 21. Utilisation selon la revendication 20, caractérisée par le fait que ledit réactif est destiné à imager, par fluorescence, l'expression des gènes rapporteurs LacZ et gusA de E. coll. 22. Réactif de diagnostic, caractérisé par le fait qu'il comprend au moins une solution constituée d'eau ou d'un mélange d'eau et d'au moins un solvant organique, ladite solution renfermant au moins un substrat enzymatique de structure (I) tel que défini à l'une quelconque des revendications 1 à 18. 23. Réactif selon la revendication 22, caractérisé par le fait qu'il s'agit d'un réactif de diagnostic in vivo et que le substrat enzymatique de structure (I) comprend au moins un groupement fluorophore FI choisi parmi les groupements fluorophores absorbant et émettant dans le proche infrarouge. 24. Réactif selon la revendication 22 ou 23, caractérisé par le fait que la concentration du ou des substrats enzymatiques de structure (I) est comprise entre 1 M et 1 mM.