FR 2874093 A1 20060210 FR 0408600 A 20040803 METHODE ET TROUSSE DE DETERMINATION DU STATUT VACCINAL DE PERSONNES La présente invention concerne une méthode et une trousse de diagnostic pour la détermination sérologique du statut vaccinal de personnes. La vaccination consiste à introduire par une voie d'administration appropriée un ou plusieurs antigènes d'un agent pathogène bactérien, viral ou parasitaire, éventuellement associé à une ou plusieurs substances stimulant la réponse immunitaire contre ce (ces) antigènes (adjuvants vaccinaux). Quelque soit le mode de vaccination, l'objectif est la mise en place chez la personne vaccinée d'une réponse immunitaire spécifique du pathogène comportant une immunité mémoire, c'est à dire susceptible de répondre en quelques heures à une nouvelle introduction du pathogène protégeant ainsi efficacement la personne contre le pathogène. Une modalité particulière et essentielle de l'immunité conférée par la vaccination est la production d'anticorps spécifiques de l'antigène vaccinal. La protection conférée par la vaccination n'est pas permanente, et ne reste acquise que pour un laps de temps variant de quelques mois à quelques décades. En effet, le pathogène contre lequel est réalisée la vaccination, peut présenter des modifications périodiques de sa composition antigénique rendant partiellement ou complètement caduque la protection conférée par la vaccination avec la composition antigénique précédente. Egalement, la prévalence relative de différents variants antigéniques (sérotypes) du pathogène en fonction du temps et du pays considéré, oblige à modifier la composition du vaccin pour y incorporer les antigènes des sérotypes nouvellement prévalents. Ceci est illustré par les recommandations vaccinales spécifiquement élaborées pour les voyageurs qui se rendent dans les pays de forte endémie de ces pathogènes [Mackell SM. Vaccinations for the pediatric traveler. Clin. Infect. Dis. 2003,37:1508-1515; Kirkpatrick B.D & Kemper Alston W. Current immunization for traval. Current Opinion in Infections Diseases 2003,16:369-374]. Par ailleurs, la durée de vie des anticorps protecteurs induits par le vaccin est limitée à quelques années en l'absence de nouvelle stimulation antigénique par contact avec le pathogène, ou par une nouvelle vaccination. De même, la réponse individuelle peut varier selon l'état immunitaire au moment de la vaccination et selon la voie d'administration. Ces trois raisons, modifications antigéniques du pathogène, disparition progressive des anticorps protecteurs spécifiques et hétérogénéité de réponse imposent une re-vaccination des personnes sous forme de rappels vaccinaux. La vaccination et l'administration d'un rappel vaccinal peuvent être analysées en tenant compte des effets secondaires connus de certains vaccins, d'une analyse coût/bénéfice, et du libre choix de la personne pour les vaccins qui ne sont pas obligatoires dans le cadre des recommandations publiées sous forme d'un calendrier vaccinal qui précise les modalités d'administration du vaccin et des éventuels rappels de celui-ci [anonyme Calendrier vaccinal 2003, Avis du Conseil Supérieur d'hygiène publique de France. Bulletin Epidémiologique hebdomadaire 2003, 6:33-36]. En effet, l'attitude de rappel vaccinal systématique de la population est de plus en plus mise en cause du fait des analyses coûtbénéfice et de la pression de l'opinion publique. Une décision de rappel vaccinal adapté individuellement au statut immunitaire de la personne est donc souhaitable. En effet, le coût de la vaccination est un enjeu considérable non seulement pour les pays industrialisés mais surtout pour les pays en développement (PED) [Carabin H & Edmunds WJ. Future savings form measles eradication in industrialized countries. J. Infect. Dis. 2003,187 (suppl 1) :529-535]. La détermination dans le sérum de la personne à vacciner de la présence voire du taux d'anticorps protecteurs spécifiques devrait être un élément clé pour décider l'administration du vaccin ou du rappel vaccinal. En effet, si le sérum de la personne contient des anticorps spécifiques du pathogène à une concentration protectrice, il n'y a aucun bénéfice mais au contraire une prise de risque à administrer un rappel vaccinal à cette personne. La recherche de la présence d'anticorps de classe IgG spécifiques est actuellement réalisée dans les laboratoires pour les virus de la rougeole, des oreillons et de la rubéole. La détermination au laboratoire de la concentration d'anticorps spécifiques n'est réalisée que pour le virus B de l'hépatite: un taux d'anticorps anti HBs > 10 mUl/ml est considéré comme protecteur contre l'infection par le virus B de l'hépatite et ne justifie pas de rappel vaccinal. Pour la détection des anticorps antitétaniques (dirigé contre la toxine tétanique), quelques tests rapides basés sur une technique d'hémagglutination passive (Vacci-test Pasteur ) ou sur l'immunochromatographie ont été développés pour améliorer la prise en charge des blessés. Dans les méthodes proposées actuellement, la détection de la présence ou la mesure de la concentration des anticorps spécifiquement dirigés contre les différents antigènes vaccinaux sont réalisées séparément les unes des autres. II faut donc réaliser plusieurs prélèvements de sérum qui sont analysés séparément, le cas échéant dans plusieurs laboratoires disposant chacun d'une capacité d'analyse d'un seul antigène vaccinal ou bien d'un nombre restreint d'antigènes vaccinaux. Quelques études mentionnent la détermination d'une partie du statut vaccinal de la personne. Par exemple, une étude de séroprévalence contre les virus des oreillons, de la rougeole, de la rubéole et de la varicelle a été réalisée chez des personnels soignants au Japon dans le cadre d'un programme vaccinal contre ces pathogènes [Asari S. et al. Seroprevalence survey of measles, rubella, varicella and mumps antibodies in health care workers and evaluation of a vaccination program in a tertiary care hospital in Japan; Am. J. Infect. Control. 2003,31:157-162]. Dans ce travail, un seul prélèvement sanguin a été réalisé, mais les quatre tests sérologiques, bien que réalisés par le même laboratoire, étaient réalisés en utilisant des plaques de micro-titration différentes sur chacune desquelles était fixé un antigène d'un seul agent pathogène et selon des méthodes différentes. Les méthodes ELISA mises en oeuvre ne permettaient pas de déterminer le titre des anticorps spécifiques testés. Les méthodes ELISA mises en oeuvre impliquaient, en outre, compte tenu de la nature du support solide mise en oeuvre, le prélèvement et l'analyse sur des échantillons de volume relativement important de sérum, à savoir un volume nécessaire pour remplir plusieurs puits de microplaques. Ce travail n'a pas permis de déterminer une séroconversion contre les antigènes spécifiques après vaccination chez 20% des personnes vaccinées contre la rougeole et contre la rubéole et chez 50% des personnes vaccinées contre les oreillons, imputable a une sensibilité médiocre des méthodes de détection mises en oeuvre. Les différentes méthodes proposées pour la statut vaccinal impliquent souvent des délais obtenir les résultats supérieurs à 24 heures et une sensibilité et donc une fiabilité médiocres. Il n'existe pas actuellement de trousse, ni de test automatisé et reproductible, permettant la détermination du statut vaccinal d'une personne par la détermination du titre d'anticorps spécifiques détermination du de réponse pour en général, avec contre les principaux pathogènes vaccinaux. Ainsi, il n'est pas fourni actuellement de méthode et de kit permettant de déterminer dans un laps de temps inférieur à 24 heures sur un seul prélèvement de sérum, le statut vaccinal d'une personne, c'est-à- dire la détection ou la détermination des concentrations d'anticorps de classe IgG spécifiques en liaison avec l'ensemble des vaccins actuellement disponibles. Le but de la présente invention est de fournir une technique de détermination du statut vaccinal d'une personne qui soit simple, rapide et peu coûteuse, utilisable notamment par tout laboratoire pour connaître simultanément par analyse d'un même échantillon de sérum à tester, la concentration d'anticorps contre une pluralité de vaccins actuellement disponibles, et ce sur un volume d'échantillons relativement réduit et donc compatible pour des prélèvements chez l'enfant, y compris le nourrisson. Plus particulièrement encore, la technique de diagnostic doit pouvoir être automatisable et reproductible de façon fiable, aussi bien dans sa mise en oeuvre que dans la préparation des supports solides mis en oeuvre. Pour ce faire, la présente invention fournit une méthode de détermination sérologique du statut vaccinal d'un individu par détection,de préférence quantification des anticorps sériques du type IgG spécifiques d'antigènes vaccinaux d'une pluralité d'agents pathogènes du type bactéries, virus, champignons ou parasites, caractérisée en ce que l'on réalise la détection, et de préférence la quantification, d'un complexe de réactions immunologiques entre chaque dit antigène vaccinal et respectivement chaque dit anticorps spécifique dudit antigène vaccinal, éventuellement présents dans un échantillon de sérum humain à tester, en réalisant les étapes de: 1- mise en contact d'un seul et même dit échantillon de sérum à tester avec: - un même support solide sur lequel est fixée une pluralité de dits antigènes vaccinaux correspondant à une pluralité d'agents pathogènes, dans des zones différentes du support, - en présence d'au moins une première substance de détection réagissant par complexation avec lesdits anticorps spécifiques et ne réagissant pas avec lesdits antigènes vaccinaux, et 2-détection, et de préférence quantification, des complexes résultant de la réaction d'au moins une dite première substance de détection avec desdits anticorps spécifiques complexés auxdits antigènes vaccinaux fixés sur ledit support solide. De façon connue, après lavage du support solide, on vérifie la présence de dits anticorps spécifiques dans l'échantillon en détectant le signal de l'élément de marquage de ladite substance de détection au niveau du site de fixation de l'antigène vaccinal correspondant audit anticorps spécifique sur le support solide, dans la mesure où ladite substance de détection réagit spécifiquement avec ledit anticorps spécifique et ne réagit pas avec ledit antigène vaccinal. De façon connue également, la quantification est réalisée par comparaison du signal émis par le complexe de réaction antigèneanticorps-substance de détection du sérum testé avec une courbe de référence obtenue par calibration à l'aide de sérums témoins contenant une concentration connue d'anticorps à détecter. On entend par antigène vaccinal ,un antigène susceptible de stimuler une réponse immunitaire du patient induisant la production d'anticorps sériques protecteurs,c'est à dire un anticorps se liant à l'agent pathogène de telle façon que l'organisme se trouve ainsi protégé contre les effets pathogènes dudit agent. De préférence, dans la méthode selon l'invention, on utilise une même dite première substance de détection pour la détection des différents anticorps spécifiques des différents antigènes vaccinaux. De préférence encore, et plus particulièrement, on met en oeuvre une dite première substance de détection qui est une immunoglobuline anti-IgG, de préférence une immunoglobuline de chèvre ou de poussin. Dans un mode particulier de réalisation, lesdits antigènes vaccinaux sont des antigènes des agents pathogènes choisis parmi les virus des oreillons, de la rubéole, de la rougeole, de la varicelle, de la poliomyélite, de la fièvre jaune, de l'encéphalite à tique, de l'hépatite A, de l'hépatite B, et les bactéries de la coqueluche Bordetella pertussis, du tétanos et de la diphtérie. Avantageusement, on détermine si la concentration de dit anticorps spécifiques atteint un seuil à partir duquel ledit anticorps spécifique a une action protectrice protégeant contre la maladie déterminée par le pathogène. Dans certains cas, il est en effet possible de déterminer une concentration d'anticorps spécifiques conférant une protection dans près de 100% des personnes vaccinées, la détermination de cette concentration (ou seuil) est faite par des études séroépidémiologiques sur de vastes populations. La présente invention concerne donc plus particulièrement une méthode de diagnostic du statut vaccinal des maladies infectieuses humaines, mais indirecte, qui repose sur la recherche dans le sérum du patient d'anticorps spécifiques d'un agent vaccinal de l'agent microbien infectieux, à savoir une bactérie, un virus, un parasite ou un champignon responsable d'une pathologie (désignés ci-dessous "microbe"). Cette méthode selon l'invention est plus particulièrement avantageuse lorsque qu'au moins un dit antigène vaccinal est un antigène microbien corpusculaire constitué de microbe entier inactivé ou fraction de microbe, notamment un antigène vaccinal sous forme de suspension virale de virus entiers vivants désactivés. Les inventeurs ont en effet développé une technologie par laquelle ce type d'antigène particulaire ou corpusculaire peut être fixé sur le support solide par simple dépose et adsorption physique ou liaison physico-chimique avec le support par une méthode de préparation de support solide selon l'invention comme il sera explicité ci-après. Ces antigènes particulaires ou corpusculaires ont l'avantage d'être particulièrement bien visibles après dépôt sur le support solide et, notamment, lors de la lecture de détection de réactions immunologiques éventuelles. On utilise donc avantageusement, comme antigènes vaccinaux, des antigènes constitués de microbes entiers inactivés ou de fractions ou fragments de microbes comprenant un ou plusieurs antigènes. Il est en effet possible de fragmenter mécaniquement le microbe par agitation mécanique ou par sonication par exemple ou bien de fragmenter le microbe par un procédé enzymatique afin d'en obtenir une fraction conservant les antigènes qui supportent la réaction sérologique, objet de la présente invention. Les fractions ainsi obtenues sont séparées ou encore purifiées des autres constituant du microbe et de son milieu de culture par un procédé approprié, par exemple par centrifugation ou par filtration. On parle alors de fraction antigénique ou d'antigène purifié. Le microbe entier ou une quelconque fraction du microbe est appelé ci-après "antigène particulaire ou corpusculaire" en ce que le microbe entier ou une de ses fractions ne peut pas être mis en solution par dissolution, mais uniquement en suspension dans un fluide approprié. Les microbes ou leur fraction ainsi déposés sont remarquablement nettement visibles en tant que particules individualisées par observation microscopique à l'aide d'un microscope optique ou d'un microscope électronique par exemple. Techniquement, la sérologie microbienne consiste à détecter dans le sérum du patient une réaction antigène anticorps dans laquelle l'antigène est représenté par tout ou fraction de l'agent microbien infectieux à détecter et l'anticorps est représenté par les immunoglobulines humaines ou animales spécifiques dudit agent microbien infectieux présentes dans le sérum du patient. Elle peut être quantifiée en testant successivement une série de dilutions croissantes de raison 2 ou de raison 10 du sérum du patient à partir d'une première dilution au 1/16 ou bien au 1/50 du sérum du patient. Classiquement, une méthode de diagnostic sérologique indirecte comporte plus particulièrement le dépôt de l'antigène sur un support solide tel que des microbilles de latex, notamment dans la technique de détection par agglutination dans laquelle des microbilles de latex sont recouvertes par l'antigène microbien à tester, et sont agglutinées les unes aux autres par le sérum de patient présentant des anticorps spécifiques, cette agglutination étant visible à l'oeil nu. Toutefois, la technique de détection par test d'agglutination est à la fois peu pratique à mettre en oeuvre et peu sensible. Elle implique, en outre, l'utilisation de quantités importantes de réactifs et du sérum du patient et, enfin, la lecture des résultats n'est pas automatisable. Selon la méthode de l'invention, on dépose donc, le cas échéant, l'antigène sur un support solide du type lame de verre, ou microplaque de titration pour mettre en oeuvre des techniques de détection par immunodétection, notamment immunofluorescence, ou par technique enzymatique, notamment du type ELISA "Enzyme Linked Immunosorbent Assay" ou une feuille de nitrocellulose ou de nylon pour les techniques de détection du type Western-blot, dans laquelle les antigènes microbiens séparés par électrophorèse puis transférés sur le support solide (feuille de nitrocellulose ou de nylon) réagissent séparément les uns des autres avec le sérum du patient. Ces techniques de détection sont bien connues de l'homme de l'art, et comprennent les étapes successives de: 1. décomplémentation du sérum par chauffage à 56 C pendant 30 minutes, 2. mise en contact de l'antigène correspondant à l'agent microbien infectieux fixé sur support solide, avec le sérum du patient puis incubation sous des conditions de temps, de température, d'hygrométrie, d'agitation mécanique et de force ionique du milieu permettant la réaction antigène anticorps, 3. lavage précautionneux et extensif permettant d'éliminer le sérum du patient non-fixé au support solide, en excès, 4. application d'un anticorps secondaire de détection qui est une immunoglobuline animale dirigée contre les immunoglobulines de l'espèce du patient considéré, par exemple dans le cas d'un patient humain une immunoglobuline de chèvre anti- immunoglobuline humaine conjuguée à une substance fluorochrome, généralement de l'iso-thio-cyanate de fluoresceine ou une enzyme, généralement une peroxydase et incubation sous des conditions de temps, de température, d'hygrométrie, d'agitation mécanique et de force ionique du milieu permettant la réaction antigène anticorps, 5. lavage précautionneux et extensif permettant d'éliminer l'immunoglobuline marquée, non fixée, en excès, 6. détection d'une réaction par lecture, à l'aide d'un appareillage approprié en fonction du marqueur tel qu'un microscope à fluorescence ou un lecteur de puces biologiques (microarray en anglais) pour la technique d'immunofluorescence indirecte, ou un lecteur de densité optique pour la technique de détection enzymatique du type ELISA. La lecture de la réaction Western-Blot se fait à l'ceil nu ou après acquisition numérique du gel et analyse par un logiciel de densitométrie ou tout logiciel approprié pour le traitement des images. La présente invention concerne plus particulièrement les méthodes de détection et dosage dans lesquelles on détecte la présence et, de préférence, on dose la quantité d'immunoglobulines de classe G (IgG) spécifiques d'un antigène vaccinal caractéristique d'un microbe. Dans ces méthodes on utilise un anticorps secondaire de détection ou dite première substance de détection marqué par un élément de marquage ou marqueur, en général des immunoglobulines animales dirigées contre les immunoglobulines de l'espèce du patient considéré, par exemple dans le cas d'un patient humain une immunoglobuline de chèvre antiimmunoglobuline humaine anti IgG humaines qui réagissent avec les immunoglobulines spécifiques de classe G complexées au dit antigène vaccinal. Aucun test sérologique commercialisé actuellement n'inclut systématiquement le contrôle de l'introduction et de la valeur réactive (ou réactivité immunologique) des anticorps secondaires de détection anti IgG mis en oeuvre, et un autre but original de la présente invention est donc de fournir un test comprenant ce contrôle de réactivité. De préférence, dans la méthode selon l'invention, on réalise au préalable le contrôle de la présence et la réactivité de la dite première substance de détection en réalisant les étapes de - mise en contact dudit échantillon à tester avec un support solide, sur lequel a été fixé un premier antigène de contrôle qui est une immunoglobuline non spécifique de classe G, en présence une solution contenant une dite première substance de détection, et vérification si ladite première substance de détection a réagi avec ledit premier antigène de contrôle fixé sur le support solide. La spécificité de la réaction antigène infectieux/anticorps sérique conditionne la spécificité et la valeur prédictive positive du test sérologique basé sur cette réaction et toute fixation d'un anticorps nonspécifique sur l'antigène microbien limite la spécificité et la valeur prédictive du test sérologique. La présence dans le sérum à tester, d'anticorps anti-nucléaires, est une source de fixation non-spécifique d'anticorps sur l'antigène microbien comme expliqué ci-après. La présence dans le sérum du patient d'anticorps antinucléaires limite la spécificité de la réaction antigène microbien-anticorps sériques. Les anticorps anti-nucléaires sont en effet des anticorps du type IgG dirigés de façon non-spécifique contre l'ensemble formé par l'ADN et les protéines nucléaires du chromosome des cellules eucaryotes et des microbes, appelées histones. Ces anticorps anti-nucléaires se fixent donc de façon non-spécifique sur toute cellule eucaryote y compris les champignons et les parasites et sur tout microbe, bactérie, virus à ADN, parasite ou champignon. Ce phénomène entraîne une réaction positive non- spécifique au cours des tests sérologiques utilisant la détection d'IgG spécifique d'une bactérie, un virus à ADN, un champignon ou un parasite entier ou comprenant des complexes ADN/histones comme antigène microbien à l'aide d'anticorps de détection anti IgG dans un sérum contenant des anticorps anti-nucléaires. La détection des anticorps anti-nucléaires dans le sérum à tester, réalisée en utilisant une technique d'immunodétection par immunofluorescence, a été décrite [Fritzler M.J. In: Manual of Clinical Laboratory Immunology, Fourth edition, Rose N.R., Conway de Macario E., Fahey J.L., Friedman H., Penn, G.M., (eds.). American Society for Microbiology, Washington, D.C. 1992, pp. 724-729] utilisant des cellules mammifères y compris des cellules humaines telles que des cellules Hep-2 comme antigène. Dans ces conditions, la prévalence des anticorps antinucléaires détectés sur le sérum pur est de 2% dans la population générale, de 20% parmi les parents de patients présentant une polyarthrite rhumatoïde, et de 75% parmi les personnes âgées sans pathologie clinique apparente [Mc Carty G.A., and coll. Antinuclear antibodies: contemporary techniques and clinical applications to connective tissue diseases. Oxford University Press, New-York, 1984]. Dans cette méthode, les cellules sont constituées par un tapis de cellules confluentes déposées et lues manuellement. Ce dépôt de cellules confluentes est trop visqueux pour être robotisable par dépôt avec un robot de type seringue, et la lecture n'est pas automatisable car, seul, le dépôt manuel permet de déposer une grande quantité de cellules de manière à garantir une détection suffisante de la réaction Cellule- anticorps anti-nucléaires. Dans ces publications, on ne mentionne pas la nécessité de réaliser un contrôle systématique de la présence d'anticorps anti-nucléaires dans des tests d'immunodétection d'antigènes microbiens. En outre, la détection avec des cellules confluentes déposées manuellement sur support solide n'est pas applicable pour des tests de routine de laboratoire. II n'y a donc pas de méthode publiée à ce jour, pour le contrôle ou l'élimination des anticorps anti-nucléaires avant la réalisation d'un test sérologique pour le diagnostic des maladies infectieuses de façon à garantir lors du résultat l'absence d'une réaction faussement positive applicable en routine de laboratoire. C'est pourquoi, aucun protocole de sérologie publié dans les manuels de référence ni aucun test sérologique commercialisé n'inclut systématiquement le dépistage d'anticorps antinucléaires comme préalable à la réalisation ou à l'interprétation de la sérologie. En pratique, à ce jour, dans les tests d'immunodétection en routine de laboratoire, on ne peut, tout au plus, détecter les faux positifs dus à la présence d'anticorps anti-nucléaires qu'en effectuant des tests sur une pluralité d'antigènes microbiens dont la présence concomitante n'est pas vraisemblable. Mais, ce type de vérification, on le comprend, augmente considérablement le coût en terme de matériel et main d'oeuvre ainsi que la durée des tests. Pour ce faire, la présente invention fournit une méthode dans laquelle, on contrôle la présence éventuelle d'un anticorps antinucléaire dans ledit échantillon à tester en - mettant en contact ledit échantillon à tester avec É un support solide sur lequel a été fixé un deuxième antigène de contrôle qui comprend des complexes ADN/histones, de préférence comprenant des noyaux de cellules nucléées de cellules de l'espèce du patient, de préférence encore toute ou partie de cellules d'origine de l'espèce du patient en lignée continue, et É en présence d'une dite première substance de détection constituée par un anticorps de marquage qui ne réagit qu'avec une dite immunoglobuline de l'espèce du patient de classe G; et - en vérifiant si ledit deuxième antigène de contrôle fixé sur le support solide réagit avec ladite première substance de détection. Dans le cas d'un patient humain, on peut, notamment, utiliser des cellules de fibroblastes humains non confluentes en suspension, notamment des cellules HL60. Si l'échantillon à tester comprend des anticorps antinucléaires (qui sont des IgG, notamment humaines), ceux-ci peuvent réagir avec ledit deuxième antigène (Ag2) et être détectés par ladite première substance de marquage (Ac, anti IgG*) puisque celle-ci est une substance réagissant avec des IgG de l'espèce du patient, notamment humaines, et former le complexe (SAg2-IgG anti Ag2- Act anti IgG*). Une fois l'absence d'anticorps anti-nucléaire établie, la détection d'une réaction de ladite première substance de marquage avec ledit antigène vaccinal microbien est bien la preuve de la présence dIgG spécifique du dit antigène vaccinal microbien et de formation d'un complexe (S-AgvacIgG antiAgvac-Aci anti IgG*) et non pas d'un complexe faux positif résultant de la réaction des anticorps anti-nucléaires avec l'antigène microbien selon le complexe (S-Agvac-Ac anti nucl.-Ac1 anti IgG*). De préférence encore, on vérifie la réactivité de ladite première substance de détection introduite dans ledit échantillon de sérum à tester, avant de vérifier l'absence d'anticorps antinucléaires dans ledit échantillon. Si ladite première substance de détection est bien réactive, on doit détecter le complexe suivant (S-IgG1-Ac1 anti IgG*) avec ledit premier antigène (IgG1). Dans ce cas, l'absence de réaction de ladite deuxième substance de détection avec ledit deuxième antigène est bien la preuve de l'absence d'anticorps antinucléaires. Plus particulièrement, le dépôt d'IgG de l'espèce du patient, notamment humaines, 7-spécifique (spécifique de la chaîne gamma des immunoglobulines de l'espèce du patient, notamment humaines) comme dit premier antigène permet de contrôler positivement l'introduction de l'immunoglobulineconjuguée anti-IgG au cours de la réaction sérologique ainsi que sa réactivité immunologique (aspect qualitatif). En effet, cet anticorps conjugué va se fixer également sur le dépôt d'IgG qui sera donc reconnu obligatoirement au cours de la phase de détection des IgG spécifiques de la réaction sérologique. La présente invention permet donc la détection systématique de d'anticorps anti-nucléaires, dans un sérum utilisé pour un diagnostic sérologique par immunofluorescence indirecte, après le dépôt robotisé d'immunoglobulines de l'espèce du patient, notamment humaines, de classe G (IgG) et de cellules nucléées de l'espèce du patient, notamment humaines, sur le support de la réaction sérologique. De même, le dépôt robotisé d'immunoglobulines de l'espèce du patient, notamment humaines, IgG permet de contrôler la présence des anticorps secondaires anti-immunoglobulines G de l'espèce du patient, notamment humaines, mis en oeuvre. Une erreur fréquente dans la réalisation des tests sérologiques, notamment pour les tests sérologiques en batterie réalisés sur un grand nombre de sérums à tester, est due à des défauts dans l'introduction des sérums à tester, notamment par pipetage. Ces erreurs interviennent notamment dans les étapes qui impliquent le déplacement de l'échantillon à tester, notamment par pipetage, certains récipients, notamment contenant le support solide sur lequel est déposé l'antigène à détecter, peuvent ne pas être remplis par inadvertance avec le sérum de l'espèce du patient, notamment humaine, à tester. Il est connu que le pipetage de sérum est entaché d'un risque d'erreurs de 1 %o, liée à un problème purement technique par absence de pipetage par la pipette, ou à une erreur humaine par absence de pipetage par inadvertance. Ces erreurs imposent l'introduction de contrôles dans la réalisation de la réaction. L'incorporation systématique au cours de chaque nouvelle manipulation d'un sérum témoin négatif c'est à dire ne contenant pas d'anticorps spécifiques de l'antigène à tester permet d'interpréter les réactions positives. De même, l'incorporation d'un sérum témoin positif, c'est à dire contenant l'anticorps spécifique de l'antigène testé à un titre connu permet de vérifier la qualité de l'antigène et de l'immunoglobuline conjuguée. Cependant, il n'existe actuellement aucun contrôle fiable de ce que le sérum à tester a bien été introduit dans le test sérologique. Or, si par inadvertance, le sérum à tester n'est pas introduit dans le test sérologique, la réaction antigène bactérien-anticorps sérique n'existera certainement pas, et le test sera interprété, faussement, comme négatif (faux-négatif). Dans la présente invention, on tire partie de ce que la protéine A du Staphylococcus aureus (staphylocoque doré) présente une affinité pour les sérums d'origine animale, notamment le cheval, les bovins, le cochon, le lapin, le cobaye, la souris; à un moindre degré le hamster, le rat et le mouton. En revanche, le sérum de poussin et de chèvre ne réagissent pas avec la protéine A. La protéine A est un polypeptide de 42 kDa, et est un constituant de la paroi des souches de Staphylococcus aureus, des protéines similaires mais différentes sont caractérisées à la surface des bactéries du genre Streptococcus [Langone J.J. Adv. Immunol. 1982, 32: 157-251]. Cette propriété de la protéine A de Staphylococcus aureus, a déjà été utilisée dans un test sérologique chez l'homme pour le diagnostic sérologique des endocardites infectieuses [Rolain JM, Lecam C, Raoult D. Simplified serological diagnosis of endocarditis due to Coxiella burnetii and Bartonella. Clin. Diag. Lab. Immunol. 2003; 10:1147- 8]. La présente invention comprend donc l'introduction d'un contrôle d'introduction du sérum à tester au cours des réactions de sérologies. Pour ce faire, qu'on contrôle que ledit échantillon testé contient bien un sérum de l'espèce du patient, en détectant si des immunoglobulines de l'espèce du patient réagissent avec un troisième antigène de contrôle contenant la protéine A d'une bactérie Staphylocoque aureus, de préférence en mettant en contact ledit échantillon avec un support solide sur lequel est fixé un dit troisième antigène de contrôle, en présence d'une deuxième substance de détection qui est une substance réagissant avec une immunoglobuline de l'espèce du patient et pas avec ledit deuxième antigène de contrôle, de préférence un anticorps anti- immunoglobuline de l'espèce du patient et ne réagissant pas avec la protéine A. Dans la mesure où la protéine A réagit avec des immunoglobulines animales et humaines de façon non spécifique, et ce même en cas de pathologie infectieuse importante, il est possible d'utiliser cette protéine A comme contrôle positif de l'introduction d'un sérum de l'espèce du patient, notamment humaine, dans l'échantillon à tester. Dans un mode de réalisation avantageux, ledit troisième antigène de contrôle est une bactérie entière Staphylococcus aureus comprenant la protéine A. On peut plus particulièrement utiliser les bactéries Staphylococcus aureus déposées dans les collections publiques telles que les bactéries déposées à l'A.T.C.C. sous le N 29213 et à la C.N.C.M. de l'Institut Pasteur (France) sous le numéro 65.8T comme décrit dans la publication mentionnée ci-dessus [Rolain JM, Lecam C, Raoult D. Simplified serological diagnosis of endocarditis due to Coxiella burnetii and Bartonella. Clin. Diag. Lab. Immunol. 2003; 10:1147-8]. Par ailleurs, en dehors des souches-types, toute souche bactérienne identifiée comme Staphylococcus aureus peut être utilisée comme antigène Ag,. Avantageusement encore, on détecte la présence d'un dit produit de la réaction avec une immunoglobuline anti- immunoglobuline de l'espèce du patient qui est une immunoglobuline d'origine animale, de préférence dans le cas d'un patient humain, une immunoglobuline de chèvre ou de poussin. De préférence, ladite substance de détection, de préférence, le cas échéant, ladite deuxième substance de détection, est une immunoglobuline animale, de préférence encore une immunoglobuline de chèvre ou de poussin. De préférence encore, ladite deuxième substance de détection correspond à ladite première substance de détection et, de préférence, ladite première substance de détection est une immunoglobuline d'origine animale dans le cas d'un patient humain, anti IgG marquée respectivement par deux éléments de marquages différents. Avantageusement, on réalise successivement les étapes de -contrôle de la présence d'un sérum dans l'échantillon à tester et présence ou présence de ladite première substance de 10 détection, et -contrôle de la présence d'anticorps anti-nucléaire dans l'échantillon à tester. Avantageusement encore, on détecte et, le cas échéant, on quantifie la dose de dite immunoglobuline de l'espèce du patient de classe G spécifique dudit antigène vaccinal dans l'échantillon à tester, par lecture automatisée de l'intensité du signal émis par ledit élément de marquage à l'aide d'un appareil de lecture approprié audit signal par ledit élément de marquage. Comme élément de marquage des dites substances de détection, on utilise donc avantageusement un marquage enzymatique, radioactif ou fluorescent, ce dernier type de marquage fluorescent étant préféré, notamment avec de la fluorescéine. L'expression marquage radioactif signifie que l'anticorps porte un isotope radioactif permettant de le doser par comptage de la radioactivité qui lui est associée, l'isotope pouvant être porté soit sur un élément de la structure de l'anticorps, par exemple les résidus de tyrosine constitutifs, soit sur un radical approprié qui lui a été fixé. L'expression marquage enzymatique signifie que l'anticorps spécifique est couplé ou complexé à une enzyme qui, associée à l'emploi de réactifs appropriés, permet une mesure quantitative de cet anticorps spécifique. Le substrat et les réactifs sont choisis de sorte que le produit final de la réaction ou de la séquence de réactions provoquée par l'enzyme et mettant en oeuvre ces substances, soit: - ou bien une substance colorée ou fluorescente qui diffuse dans le milieu liquide environnant l'échantillon testé et qui fait l'objet, soit de la mesure finale spectrophotométrique ou fluorimétrique, respectivement, soit d'une évaluation à l'oeil; éventuellement par rapport à une gamme de teintes étalonnées, - ou bien une substance colorée insoluble qui se dépose sur l'échantillon testé et qui peut faire l'objet, soit d'une mesure photométrique par réflexion, soit d'une évaluation à l'ceil, éventuellement par rapport à une gamme de teintes étalonnées. Lorsque l'on utilise une substance de détection rendue fluorescente, la fluorescence associée à l'échantillon testé est lue directement sur un appareil approprié capable de détecter le rayonnement à la longueur d'onde d'émission et de le quantifier. Lorsqu'on utilise une sonde radioactive, comme par exemple l'iode 125, la radioactivité associée à l'échantillon testé est complétée dans un compteur gamma selon toute modalité appropriée et par exemple après solubilisation des cellules par une solution alcaline (par exemple une solution de soude) et récupération de la solution contenant la radioactivité à l'aide d'un tampon absorbant. Lorsque l'on utilise une enzyme comme élément de marquage sur l'anticorps de détection, l'apparition d'un produit coloré ou fluorescent est obtenue en ajoutant une solution contenant le substrat de l'enzyme et un ou plusieurs réactifs auxiliaires permettant d'obtenir finalement comme produit de réaction, soit un produit coloré soluble dans le milieu, soit un produit coloré insoluble, soit un produit fluorescent soluble, comme cela a été expliqué précédemment. On mesure ensuite le signal lumineux provenant des échantillons ainsi traités, à l'aide de l'appareillage adapté à chaque cas: photomètre en transmission, ou en réflexion ou fluorimètre respectivement. Alternativement, on peut aussi évaluer à l'oeil la coloration obtenue, en s'aidant éventuellement d'une gamme de solutions colorées étalonnées. En utilisant comme enzyme la phosphatase alcaline, le couplage de cette enzyme avec l'anticorps de détection est effectué selon la méthode proposée par Boehringer Mannheim- Biochemica. Les substrats préférentiels de cette enzyme sont le paranitrophénylphosphate pour une lecture fluorométrique ou le bromo-5 chloro-4-umbelliféryl phosphate pour une lecture fluorométrique ou le bromo-5 chloro-4 indolyl-6 phosphate pour obtenir un produit de réaction coloré insoluble. On peut de même utiliser comme enzyme la 33- galactosidase dont les substrats préférentiels sont l'orthonitrophényl R- D-galactropyranoside ou le méthyl-4 umbelliféryl J3-D-galactopyranoside. On peut aussi coupler les anticorps de détection à la péroxydase. Dans ce cas; le procédé de couplage est dérivé de celui décrit par M.B. Wilson et P.K. Nakane in Immunofluorescence and related staining techniques, W. Knapp, K. Kolubar, G. Wicks ed. Elsevier/North Holland. Amsterdam 1978, p. 215-224. Les réactifs utilisés pour révéler la péroxydase conjuguée aux anticorps de détection contiennent de l'eau oxygénée, substrat de l'enzyme, et un chromogène approprié par exemple de l'orthophénylénediamine ou l'acide azino-2-2' bis (éthyl-3 thiazoline sulfonique-6) ou ABTS pour obtenir un produit final de réaction coloré et soluble dans le milieu ou bien la diamino-3,3' benzidine ou l'amino-3 éthyl-9 carbazole ou le chloro-4 anaphtol pour obtenir un produit final de réaction insoluble, ou bien l'acide parahydroxyphényl propionique pour obtenir un produit de réaction fluorescent soluble dans le milieu. L'acétylcholinestérase est couplée à l'anticorps en utilisant préférentiellement un procédé dérivé de celui décrit dans le brevet français n 2 550 799 ou un procédé qui comporte schématiquement la préparation de fragments de l'anticorps par une technique connue, la modification de l'enzyme par réaction avec un agent hétérobifonctionnel approprié et enfin le couplage des produits ainsi obtenus. D'autres procédés connus de construction de conjugués immunoenzymatiques peuvent aussi être utilisés dans ce cas. La révélation de l'activité enzymatique spécifiquement liée à l'antigène reconnu par le conjugué à l'acéthylcholinestérase est réalisée de préférence selon la technique bien connue qui emploie l'acéthylthiocholine comme substrat de l'enzyme et le réactif d'Ellman, ou acide dithio-5,5' nitro-2 benzoïque comme chromogène, selon toute variante adaptée au cas examiné, par exemple celle décrite par Pradelles et al., dans Anal. Chem. 1985, 57:1170-1173. Dans un mode de réalisation, un protocole de succession des contrôles est le suivant: 1) On vérifie que ledit troisième antigène de contrôle contenant la protéine A réagit avec une des substances de détection. A défaut, on arrête le test, c'est-à-dire on ne prend pas en compte cet échantillon. 2) Si ledit premier antigène de contrôle (IgG,) ne réagit pas avec ladite première substance de détection (Ac, anti IgG*), ladite première substance de détection n'est pas présente ou pas réactive. On ne prend pas en compte le résultat du test concernant la détection des IgG spécifiques de l'antigène microbien. 3) Si ledit premier antigène de contrôle (IgG1) réagit avec la première substance de détection, on peut continuer le test, c'est-à-dire prendre en compte les résultats sous réserve des vérifications suivantes concernant les réactions avec les antigènes de contrôle. 4) Si ledit deuxième antigène de contrôle contenant un complexe ADN/histone réagit avec ladite première substance de détection, des anticorps antinucléaires sont présents et on ne prend pas en compte les tests de détection et de quantification des IgG spécifiques. 5) Si ledit deuxième antigène ne réagit pas, et que ladite première substance de détection est présente et réactive, il n'y a pas d'anticorps anti-nucléaire, et on peut continuer sous réserve de la vérification suivante. En résumé, on ne prend en compte le résultat de la réaction avec ledit antigène vaccinal microbien, que si les conditions cumulatives suivantes sont réunies: - ledit premier antigène de contrôle réagit avec ladite première substance de détection, et - ledit deuxième antigène de contrôle ne réagit pas, et - ledit troisième antigène de contrôle réagit avec ladite première substance de détection. Dans un mode préféré de réalisation, pour chaque détection et, le cas échéant, quantification d'un dit antigène vaccinal, on réalise les mesures suivantes: 1- une première mesure d'une première valeur représentative de la quantité d'un premier élément de marquage de préférence la première valeur de l'intensité d'un signal émis par ledit premier élément de marquage, de préférence encore fluorescent, ledit premier élément de marquage se fixant de manière non spécifique sur toute protéine dans la zone de dépôt dudit antigène vaccinal, et 2- une deuxième mesure d'une deuxième valeur représentative de la quantité d'un deuxième élément de marquage différent dudit premier élément de marquage et émettant un signal différent, de préférence une deuxième valeur de l'intensité du signal émis par ce deuxième élément de marquage, de préférence encore fluorescent à une longueur d'onde d'excitation différente de celle dudit premier élément de marquage fluorescent, ledit deuxième élément de marquage étant l'élément de marquage de ladite première substance de détection dudit antigène vaccinal, dans la zone de dépôt dudit antigène, et 3- on calcule le rapport desdites première et deuxième valeurs, et 4- on compare la valeur dudit rapport à celle d'un rapport de référence obtenu avec une collection de sérums de référence positifs et négatifs, permettant ainsi par comparaison de déterminer la nécessité ou non de vacciner la personne pour ledit antigène vaccinal selon la valeur du rapport desdites première et deuxième valeurs. La présente invention fournit également une trousse de diagnostic utile pour la mise en oeuvre d'une méthode selon l'invention, caractérisée en ce qu'elle comprend: -un dit même support solide sur lequel est fixé au moins une dite pluralité d'antigènes vaccinaux et le cas échéant au moins un dit antigène de contrôle, et - des réactifs tels qu'une dite première substance de détection et si nécessaire des réactifs utiles pour la détection dudit élément de marquage. De préférence, la trousse comprend: -un même dit support solide sur lequel sont fixés au moins un dit antigène vaccinal corpusculaire et lesdits premiers,deuxième et troisième antigènes de contrôle, et -une même dite première substance de détection. Avantageusement, dans les méthodes et trousses de diagnostic selon l'invention, on utilise comme support solide une lame de verre ou en plastique, un tube de titrage ou un puits d'une plaque de microtitrage en plastique, et plus particulièrement, comme support solide, on peut utiliser tout dispositif adapté à la manipulation de suspensions cellulaires et bactériennes et notamment des tubes, des lames de verre ou de polymères, des tubes bijoux ou des plaques rigides de microtitration en polyéthylène, polystyrène, chlorure. Pour la mise en oeuvre de la détermination du statut vaccinal selon la présente invention, il est possible de prélever le sérum par une ponction veineuse à l'aiguille ou bien par prélèvement de sang capillaire, notamment à partir du lobe de l'oreille, de la pulpe du doigt, du talon, couplé à un recueil sur un disque de papier filtre ou de préférence directement dans un tampon permettant l'élution du sérum. Selon une autre caractéristique avantageuse de la présente invention, on réalise, après un prélèvement de sang capillaire dans un tube capillaire permettant de recueillir un volume connu de sang total, le recueil dudit échantillon. dans un flacon contenant un volume connu d'un tampon d'élution. Cette modalité de recueil originale présente comme avantages sa rapidité (les recueil, élution, et dilution se faisant en une minute). Le fait que le sérum est dilué à une concentration connue, notamment de 1/20 à 1/100, est une sécurité de manipulation vis à vis du risque d'accidents d'exposition au sang tels que transmission de virus et autres pathogènes sanguins pour le préleveur. Par ailleurs, la présente invention permet la détermination du statut vaccinal de la personne contre plusieurs simultanément contre plusieurs antigènes vaccinaux, sur un seul échantillon de sérum prélevé par ponction capillaire, dans un laps de temps inférieur à 2 heures. Avantageusement, on recueille un volume déterminé de sang total à l'aide d'un tube capillaire dans un flacon contenant un volume déterminé d'un tampon permettant l'élution du sérum, le sérum étant alors de préférence dilué à une concentration déterminée, de préférence de 1/100 à 1/20, et l'on dépose un volume déterminé de sérum ainsi dilué sur les différentes zones de dépôt desdits antigènes de contrôle et antigènes vaccinaux sur ledit support solide. Quelque soit le mode de recueil du sang, prise de sang ou ponction capillaire , il convient dans un premier temps de séparer le sérum des globules sanguins.Dans le cas de la 30 ponction capillaire, cette séparation est réalisée par une élution par un tampon d'élution, et c'est la produit de cette élution qui est mis en contact avec la lame. Et avantageusement donc, la trousse selon l'invention comprend un flacon comportant un volume déterminé d'un tampon d'élution pour le recueil d'un volume déterminé d'un échantillon de sérum à tester. On connaît des méthodes et kit de diagnostic impliquant l'utilisation d'un support solide sur lequel sont fixés de façon covalente des protéines solubles, mais ces couplages chimiques covalents sont complexes et coûteux à réaliser. On a proposé la fixation non covalente de protéine soluble ou antigène particulaire sur support solide par adsorption physique ou physico-chimique sur le support, dans le cadre des protocoles de tests d'immunodétection sur support solide, mais la stabilité de la fixation est insuffisante. Une difficulté tient à ce qu'il est nécessaire de bien laver préalablement le support solide pour éliminer les résidus d'éléments de marquage pouvant interférer avec la lecture des résultats alors que ces lavages rendent l'adsorption physique des substances sur le support solide trop instable. Une autre difficulté tient à ce qu'il n'est pas possible de déposer, avec des robots de dépôts, des antigènes corpusculaires tel quels, qu'il s'agisse de cellules ou bactéries entières ou partielles comme mentionné ci-dessus. Un autre but de la présente invention est donc de fournir un test fiable d'immunodétection d'antigènes vaccinaux microbiens, notamment d'antigènes vaccinaux viraux particulaires, par une méthode et des outils simples à mettre en oeuvre et réaliser pour une application en routine de laboratoire dans le cadre de la réalisation des tests en série notamment. Un autre but de la présente invention est de fournir une méthode de préparation de support solide permettant un dépôt robotisé sur le support, d'antigènes de contrôle ou vaccinaux particulaires ou corpusculaires, ainsi que la lecture automatisée des résultats de réaction immunologique desdits antigènes fixés sur support solide dans un test de sérum de patient impliquant une réaction de sérologie microbienne des IgG spécifiques par adsorption avec l'antigène vaccinal ou antigène de contrôle particulaire ou corpusculaire déposé sur support solide. La présente invention fournit une méthode de préparation d'un support solide utile dans une méthode ou une trousse selon l'invention, caractérisé en ce que l'on dépose et fixe par adsorption physique sur ledit support solide une pluralité de dits antigènes vaccinaux comprenant au moins un antigène vaccinal corpusculaire sous forme de suspension de microbes entiers ou fraction de microbes, de préférence un antigène vaccinal sous forme de virus entier vivant désactivé, et, le cas échéant, des dits antigènes de contrôle sous forme de suspension de corpuscules de cellules non confluentes ou bactéries entières ou fraction de cellules ou bactéries, lesdits antigènes corpusculaires étant de préférence déposés par un robot de dépôt comprenant de préférence encore une seringue. De préférence, lesdits antigènes corpusculaires vaccinaux et/ou de contrôle, sont associés à un colorant, de préférence un colorant fluorescent, sous forme de suspension à une concentration permettant leur visualisation après dépôt à l'aide dudit colorant, permettant de vérifier la fixation desdits antigènes sur le support solide. Selon la présente invention, les inventeurs ont mis au point, après de nombreux essais infructueux, des conditions de dépôt robotisé d'antigènes vaccinaux microbiens corpusculaires (microbe entier inactivé ou fraction de microbe entier inactivé) en suspension dans un milieu de dépôt. En effet, actuellement, on dépose sur support solide, par les robots de dépôt, uniquement des solutions homogènes d'une ou de plusieurs molécules. Pour ce faire, la concentration de ces antigènes corpusculaires est calibrée avant dépôt par comptage des particules microbiennes inactivées par fluorescence activated cell sorting (FACS-scann) puis déposés de façon robotisée sur un support solide. La mise au point de ces dépôts calibrés et robotisés comporte la détermination par des essais, de la concentration optimale pour chacun des antigènes testés, les concentrations infra-optimales donnant des dépôts indétectables, les concentrations supra-optimales entraînant une sédimentation des antigènes corpusculaires de forte densité et de dimensions micrométriques tels que les bactéries entières ou fractionnées en cours de dépôt et donc une variation sensible de la quantité d'antigène déposé. Enfin, les dépôts d'antigènes corpusculaires comportant de l'ADN microbien (bactérie, virus, parasites ou champignons microscopiques sont calibrés par application d'un colorant de préférence fluorescent, notamment une molécule comme l'AMCA qui se fixe de façon non spécifique aux protéines contenues dans l'antigène ou une molécule intercalante qui se fixe de façon non spécifique à l'ADN par intercalation dans la double hélice. Cette dernière méthode est utilisée de préférence pour marquer les cellules utilisées comme témoin sur les lames. Les longueurs d'onde d'excitation et d'émission sont avantageusement choisies en fonction de celles utilisées par le fluorochrome marquant les immunoglobulines de détection. Ce marquage fluorescent, non spécifique des antigènes peut être réalisé avant leur dépôt par le robot de dépôt ou après celui-ci. Le marqueur fluorescent est avantageusement choisi pour sa stabilité à la lumière du jour. Plus particulièrement, dans la méthode de préparation de support solide selon l'invention, les antigènes de contrôle sous forme de suspension de cellules sont calibrés à une concentration de 10' à 109 cellules/ml, les suspensions de bactéries ou fractions de bactéries à une concentration de 10' à 109 particules/ml et les suspensions de virus entiers à une concentration de 109 à 1010 particules/ml. Avantageusement, on dépose lesdits antigènes de contrôle et vaccinaux corpusculaires en mélange avec un liant protéique, stabilisant la fixation sur ledit support solide. Plus particulièrement, ledit liant protéique est choisi parmi le mélange organique complexe formé par le jaune d'oeufs, de la gélatine, de l'albumine de sérum de bovin ou une IgG polyclonale non humaine, de préférence de chèvre. Ces liants protéiques fonctionnent comme une colle biologique dudit antigène sur le support solide; Les différents liants ont été testés sur lame de verre et on a déterminé les concentrations optimales de mise en oeuvre. On peut notamment utiliser l'albumine sérique bovine à une concentration finale (volume pour volume) de 1 à 5%, une suspension de jaune d'oeuf à une concentration finale de 1 à 10% et ladite IgG caprine à une concentration finale de 25 à 75%. Les auteurs ont remarqué au cours de différents essais réalisés, que certains antigènes liés par de l'oeuf ou de l'albumine bovine étaient lavés lors des étapes de lavage mais que les immunoglobulines humaines IgG introduites comme contrôle restaient invariablement fixées sur la lame de verre. Les inventeurs en ont déduit que les immunoglobulines de classe G se fixaient à la lame de verre d'une façon telle qu'elles supportaient les étapes de lavage et ont formé l'hypothèse que ces IgG permettraient donc de fixer également sous des conditions appropriées certains antigènes vaccinaux. Les inventeurs ont donc utiliser des IgG d'une autre espèce que l'homme, afin de ne pas interférer dans les tests sérologiques et les auteurs ont ainsi déterminé les propriétés remarquables des IgG de chèvre à titre de colle biologique permettant de fixer les antigènes particulaires, notamment les antigènes vaccinaux particulaires ou corpusculaires. De préférence et plus particulièrement, ledit antigène vaccinal corpusculaire est déposé sur ledit support solide constitué d'une lame de verre, en mélange avec une immunoglobuline de type IgG polyclonale de chèvre. La présente invention a également pour objet une méthode de préparationd'un support solide sur lequel est fixé au moins un antigène choisi parmi un dit antigène vaccinal, un dit premier et, le cas échéant, un dit deuxième, troisième ou quatrième antigène permettant une détection par lecture automatisée à l'aide d'une dite première et, le cas échéant, deuxième substance de détection, utile dans une méthode selon l'invention ou une trousse selon l'invention, caractérisée en ce que l'on réalise un lavage préalable du dit support solide avec une solution d'un mélange éthanol/acétone, de préférence à 50/50, puis on dépose et on stabilise la fixation des dits antigènes par adsorption physique sur ledit support solide par un traitement avec de l'alcool, de préférence méthanol ou éthanol, alcool que l'on élimine ensuite et, de préférence, on vérifie la fixation des dits antigènes par coloration, notamment par un marquage fluorescent non spécifique des protéines ou de l'ADN tel qu'explicité cidessus. Cette solution de prélavage permet de nettoyer le support de toute trace de substance de détection ou autre résiduelle et, notamment, éliminer toute fluorescence, tout en conservant la faculté d'adsorption physique du support vis à vis des dits antigènes déposées ensuite. Le traitement de stabilisation à l'alcool permet de stabiliser la fixation par adsorption physique aussi bien des protéines, telles que -gG, que des antigènes particulaires. La détermination du lavage préalable approprié du support solide, notamment de la lame de verre a donné lieu à de nombreux essais. Ce traitement a pour objectif de nettoyer parfaitement ce support pour éliminer les artéfacts fluorescents tout en préservant la fixation ultérieure des antigènes de façon compatible avec leur mode de conservation mais, aussi, en préservant sinon l'intégrité au moins la réactivité immunologique des antigènes. Il a été montré, après de nombreuses recherches infructueuses, que le rinçage et le nettoyage des lames en phase aqueuse ne permettraient pas une fixation ultérieure des antigènes à déposer; il en allait de même pour le rinçage à base de molécules tensio-actives comme le Tween 20. Le nettoyage avec des alcools n'était pas suffisant pour retirer la plupart des artéfacts fluorescents. C'est donc au terme de ces multiples essais qu'a été optimisé un protocole de nettoyage de support solide, notamment de la lame de verre, par un mélange éthanol 50 % - acétone 50 % puis séchage à l'air. D'autres caractéristiques et avantages de la présente invention apparaîtront à la lumière des exemples qui vont suivre. Exemple 1: Dépôt de dits deuxième et troisième antigènes de contrôle sur support solide. Les cellules HL60 (N ATCC CCL 240) sont des cellules fibroblastiques humaines en lignée continue utilisées pour la détection des anticorps anti-nucléaires. Après culture et production selon les protocoles habituels, on a quantifié la concentration des cellules HL 60 à l'aide d'un compteur de cellules (Microcytes BPC / Yeast, BioDETECT AS, Olso, Norvège) et cette concentration a été rapportée à 108 cellules / mL dans un tampon BPS stérile, pH= 7,4 pour obtenir une suspension de cellules non confluentes pouvant être déposées par robot de dépôt. Staphylococcus aureus (n de dépôt ATCC 29213) a été cultivé sur gélose à 5% de sang de mouton, puis récolté dans un tampon PBS stérile contenant 0, 1% d'azide de sodium. L'inoculum a été mesuré à l'aide du même compteur de cellules et calibré à 109 bactéries/mL qui est la concentration optimum compte tenu des contraintes d'absence de sédimentation en cours de dépôt et d'un dépôt en quantité suffisante de particules staphylococciques puis conservé par congélation à - 80 C. On a déposé ces cellules HL60 et des bactéries Staphylococcus aureus à une concentration de 109 CFU/mL déterminée par FACS-scan (Microcytes ) des lames en verre (Référence LLR2-45, CML, Nemours, France). Les cellules et les bactéries ont été déposées sur le support solide à l'aide d'un robot de dépôt (Arrayer 427 TM, Affymetrix, MWG Biotech SA, Courtaboeuf, France). Les dépôts ont été séchés à l'air pendant 30 minutes dans l'enceinte du "spotter", puis fixés dans un bain de méthanol à 100 % pendant 10 minutes, puis séchés à nouveau à l'air libre. L'efficacité du dépôt robotisé sur les lames, après la fixation à l'éthanol et après les bains nécessités par la réaction d'immunofluorescence indirecte suivante, a été vérifiée avec succès par la coloration par le colorant fluorescent Hoescht 333-42 (molécule intercalante qui s'intercale dans l'ADN) qui est excité à 350 nanomètres et qui émet à 460 nanomètres (Molecular Probes). Exemple 2: dépôt de dit premier antigène de contrôle (IgG) sur support solide Des immunoglobulines humaines de classe G y-spécifiques (IgG) (Serotec, Cergy Saint-Christophe, France) diluées à une concentration de 5mg/mL pour obtenir des spots bien homogènes, ont été déposées de façon robotisée à l'aide d'un robot de dépôt (modèle 427, Arrayer, Affymetrix, Inc., CA) sur un support solide constitué d'une lame de verre (Référence LLR2-45, CML, Nemours, France). Les dépôts ont été réalisés par transfert de la suspension d'antigène d'un puit de plaque de microtitration contenant 25 pL de suspension, sous un volume de 1 mL déposé, à 25 C et 55 % d'humidité dans l'enceinte du robot de dépôt. Ces conditions ont été contrôlées par un thermo- hygromètre. Les dépôts d'une dimension de 200 pm ont été séchés à l'air pendant 30 minutes à 37 C dans l'enceinte du robot de dépôt, puis fixés dans un bain d'éthanol à 100% pendant 10 minutes, puis séchés à nouveau à l'air libre. L'efficacité du dépôt robotisé puis de la fixation à l'éthanol après les bains nécessités par la réaction d'immunofluorescence indirecte a été vérifiée par la technique d'immunofluorescence indirecte. 10 sérums humains ont été déposés chacun sur un dépôt d'IgG sous trois dilutions chacun, 1:32, 1:64 et 1:128. Après un premier lavage, une réaction d'immunofluorescence indirecte a été réalisée en utilisant une immunoglobuline de chèvre (référence A-21216, Molecular Probes, Eugene, USA) à titre d'anticorps secondaire anti-IgG humaines, couplée à l'Alexa 488 qui est une molécule fluorescente excitée à 488 nanomètres et émettant à 540 nanomètres et en utilisant la même immunoglobuline couplé à l'Alexa 594 (A-21216, Molecular Probes, Eugene, USA) qui est une molécule fluorescente excitée à 594 nanomètres et émettant à 640 nanomètres dans une deuxième expérience. La lecture de la réaction a été faite au microscope à fluorescence et a montré une détection fluorescente dans tous les sérums sous forme d'un spot très brillant pour chacune des 3 dilutions testées et aucune fluorescence dans les sérums ne contenant pas ces facteurs. Cet exemple illustre qu'il est possible de réaliser un dépôt robotisé d'IgG humaines sur un support solide dans des conditions compatibles avec la réalisation d'une réaction d'immunofluorescence indirecte. Exemple 3: Détermination du statut vaccinal de personnes. On a mis au point une lame de verre pour la détermination du statut vaccinal des personnes comportant un total de 8 dépôts d'antigènes comportant 3 dépôts de contrôles et 5 dépôts d'antigènes vaccinaux sur une même lame, répartis en 2 colonnes. Les modalités de dépôt et d'utilisation des 3 dépôts contrôles comportant Staphylococcus aureus, IgG et cellules HL-60 ont été exposes dans les exemples 1 et 2 ci-dessus. Les dépôts d'antigènes vaccinaux ont été réalisés sous forme de suspension virale de virus entiers vivants inactivés déposés à une concentration de 109 ou 1010 particules/mi en mélange avec une IgG caprine à une concentration de 25 à 75% (volume pour volume) et suivant les modalités suivantes (1) antigène rubéole: il s'agit de la souche hpv-77 (microbix Biosystems, Inc., Toronto, Ontario, Canada) fournie sous forme d'une suspension virale inactivée à concentration protéique de 0, 51 mg/ml. Cet antigène a été concentré 10 fois par centrifugation avant son dépôt sous un volume de 45 pL d'antigène et 5 pL d'immunoglobulines IgG de chèvre titrant à 10 mg/ml (référence 15256, Sigma, Saint-Quentin Fallavier, France), colorées par 2 pL d'amino methyl coumarin acetyl (AMCA) (Molecular Probes, Interchim, Montluçon, France). L'AMCA se fixe de façon non spécifique aux protéines de cet antigène et permet donc de vérifier le dépôt de l'antigène sur le support solide par adsorption physique. II est excité à une même longueur d'onde de 350 nm que le colorant HOESCHT 333-42. (2) antigène rougeole: il s'agit de la souche Edmonston (Microbix Biosystems, Inc.) fournie sous forme d'une suspension de particules virales inactivées à une concentration protéique de 1,95 mg/ml qui a été concentrée 5 fois par centrifugation avant son dépôt sous un volume de 45 pL d'antigène et 5 pL d'immunoglobuline IgG de chèvre colorée à IAMCA. (3) Antigène oreillons: il s'agit de la souche Enders (société microbixbiosystem incorporated) titrant à une concentration protéique de 1,8 pg/ml et déposée sous un volume de 45 pL d'antigène et 5 pL d'immunoglobiline IgG de chèvre marqués à IAMCA. (4) anatoxine diphtérique (référence FA 150934, Aventis Pasteur Vaccins) titrant à une concentration protéique de 18,9 mg/ml et concentrée 10 fois avant son dépôt sous un volume de 45 pL d'antigène et 5 pL d'immunoglobulines IgG de chèvre marquées à LAMCA, (5) anatoxine tétanique (référence J001, Aventis Pasteur vaccins) titrant à une concentration de 80 Ul/mL et déposée pure sous un volume de 45 pL d'antigène et 5 pL d'immunoglobuline IgG de chèvre marquées à LAMCA. Les dépôts d'antigènes ont été réalisés sous un volume de 1 nl par un "spotter" de marque Affymetrix , de modèle Arrayer 427. Après séchage, les lames ainsi préparées ont servi de support à une réaction d'immunofluorescence indirecte pour la détection des IgG spécifiques des antigènes vaccinaux dans le sérum des personnes selon le protocole suivant: - dans une première étape, 5 pL de sérum prélevé par ponction veineuse ou par ponction capillaire, sont mis en contact et incubés avec la lame au niveau des différents antigènes vaccinaux et antigènes de contrôles, par un automate d'incubation. - dans une deuxième étape, l'automate rince la lame afin d'éliminer le sérum testé et réalise une incubation avec l'anticorps de détection antiIgG humaines conjugué à la fluorescéine qui est excitée à une longueur d'onde de 488 nm (référence Star 106 F, Serotec, France), - dans une troisième étape, l'automate rince la lame afin d'éliminer l'anticorps de détection conjugué, et sèche la lame, - dans une quatrième étape, la lame ainsi traitée est retirée de l'automate d'incubation et placée dans la chambre de lecture d'un lecteur automatique de fluorescence. Ce lecteur réalise successivement deux lectures, une à 350 nm qui est la longueur d'onde d'émission du colorant AMCA puis une deuxième lecture à 488 nm qui est la longueur d'onde d'émission de la fluorescéine de l'anticorps de détection, - dans une cinquième étape, ces données sont transmises à un logiciel afin d'être converties en intensité de fluorescence à 350 nm et à 488 nm pour chacun des dépôts, - dans un sixième étape, le logiciel analyse les niveaux de fluorescence des contrôles et vérifie successivement la présence de fluorescence pour le dépôt Staphylococcus aureus pour vérifier la présence du sérum à tester; la présence de fluorescence du dépôt d'IgG pour vérifier la qualité de la réaction impliquant l'anticorps de détection conjugué ; l'absence de fluorescence du dépôt de cellules HL60 pour vérifier la présence ou l'absence d'anticorps anti-nucléaires dans le sérum à tester. - dans une septième étape, le logiciel calcule le ratio de fluorescence 488/350 pour chacun des dépôts d'antigènes vaccinaux et compare pour chaque dépôt d'antigène vaccinal cette valeur à une courbe de ratio préalablement établie pour chaque antigène vaccinal à l'aide de sérums témoins positifs possédant des anticorps spécifiques à une concentration connue par une méthode de référence et de sérums négatifs ne possédant pas d'anticorps spécifiques détectables par une méthode de référence, La fluorescence à 350 nn qui résulte de l'excitation de marqueurs nonspécifiques qui se fixent de façon non-spécifique soit à l'ADN soit aux protéines des antigènes vaccinaux. La quantité de fluorescence émise par les dépôts d'antigènes à 350 nn est proportionnelle à la quantité d'antigènes effectivement présents dans le dépôt, de sorte que cette fluorescence à 350 nn est une mesure dépendant de la quantité d'antigènes présente dans le dépôt. La quantité de fluorescence à 350 nn est utilisée par le logiciel d'une part pour repérer la position topographique des dépôts d'antigènes sur la lame et d'autre part pour en quantifier la surface exacte et donc les contours afin de ne pas incorporer des artéfacts de fluorescence qui seraient situés en dehors de ces spots, et enfin, pour pondérer la fluorescence à 488 nn. Cette deuxième longueur d'onde de 488 nn, résulte de l'excitation du marqueur de l'Immunoglobuline G de détection. La quantité de fluorescence à 488 nn est en relation avec la quantité d'Immunoglobuline G spécifique présente dans le spot du sérum du patient à tester. La fluorescence à 488 nn (et donc la fixation des Immunoglobulines G) dépend de la quantité d'antigènes qui ont été déposés. En effet, si l'on dépose très peu d'antigène, la quantité d'Immunoglobuline spécifique fixée va être faible et donc le niveau de fluorescence à 488 va être faible. C'est pourquoi la quantité de fluorescence à 488 nn est pondérée pour chacun des spots d'antigènes vaccinaux par la quantité de fluorescence à 350 nn et le ratio des fluorescences exprimant la quantité d'IgG spécifiques présente dans le sérum testé. - dans une dernière étape, le logiciel interprète par comparaison des ratios de fluorescence 488/350 mesurés avec les sérums testés avec ceux obtenus avec une collection de sérums de références positifs et négatifs pour chacun qui ont permis d'établir les courbes de référence, l'ensemble de ces données pour indiquer la liste des antigènes vaccinaux contre lesquels le sérum testé possède des anticorps spécifiques, et donc le statut vaccinal de la personne. - Ainsi, dans cet exemple on a testé quatre sérums prélevés chez quatre patients différents pour rechercher la présence d'anticorps de classe IgG contre les antigènes vaccinaux de la rougeole, de la rubéole, des oreillons, de la diphtérie et du tétanos. La valeur seuil du ratio de fluorescence a été déterminée pour chacun de ces 5 antigènes vaccinaux. Les Tableaux 1A, 1 B, 1C et 1 D montrent les ratios de fluorescence pour chacun des 4 sérums testés, respectivement. La lecture des tableaux 1A à 1c indique que: - le sérum n 1 est: positif pour la présence d'anticorps anti-anatoxine diphtérique (ratio de fluorescence > 1, valeur seuil), 5. positif pour la présence d'anticorps anti-anatoxine tétanique (ratio de fluorescence > 0,05, valeur seuil), négatif pour la présence d'anticorps anti-rubéole (ratio de fluorescence 0,1, valeur seuil), et positif pour la présence d'anticorps anti-oreillons (ratio de fluorescence > 0,11, valeur seuil) ; - le sérum n 2 est: positif pour la présence d'anticorps anti-anatoxine diphtérique (ratio de fluorescence > 1, valeur seuil), positif pour la présence d'anticorps anti-anatoxine tétanique (ratio de fluorescence > 0, 05, valeur seuil), positif pour la présence d'anticorps anti-rubéole (ratio de fluorescence > 0,1, valeur seuil), 20. positif pour la présence d'anticorps anti-rougeole (ratio de fluorescence > 0,1, valeur seuil), et positif pour la présence d'anticorps anti-oreillons (ratio de fluorescence > 0,11, valeur seuil) ; - le sérum n 3 est: négatif pour la présence d'anticorps anti-anatoxine diphtérique (ratio de fluorescence 0,1, valeur seuil), et négatif pour la présence d'anticorps anti-oreillons (ratio de fluorescence 0,1, valeur seuil), négatif pour la présence d'anticorps anti-rougeole (ratio de fluorescence - La figure 1 est un schéma indiquant le plan des dépôts d'antigènes sur la lame vaccin. - La figure 2 est l'image de cette lame après incubation avec les 4 sérums cités ci-dessus, obtenue à 350 nm (coloration fluorescente non spécifique après marquage fluorescent non-spécifique des protéines à l'AMCA et de l'ADN au colorant Hoescht 332-42). Cette image permet de contrôler la présence de chacun des dépôts d'antigène de contrôle et vaccinaux. Sur les figures 1 et 2, apparaît un spot (zone de dépôt) IgM qui n'est pas utile dans les tests réalisés. Tableau 1 A Sérum Na 1 Numéro Abscisse Ordonnée Surface Fluorescence Ratio Fluorescence 350 F350/F488 488 SA 240 127 1228 44238 1,274 56359 IgG 238 195 1198 54695 0,902 49335 Diphtérie 238 263 1203 44069 1, 691 74521 Rubéole 235 332 1117 56298 0,075 4222 HL 309 123 452 9652 0, 458 4421 IgM 306 197 918 18369 0,183 3362 Tétanos 304 266 842 26512 0, 078 2068 Rougeole 303 334 1104 37075 0,13 4820 Oreillon 302 401 1038 29978 0,118 3537 Tableau 1 B Sérum Na 2 Numéro Abscisse Ordonnée Surface Fluorescence Ratio Fluorescence 350 F488/ F350 488 SA 249 109 1199 41653 1,839 76600 IgG 250 177 1255 49420 1,263 62417 Diphtérie 251 247 1176 39874 2, 350 93704 Rubéole 251 313 1173 50395 0,108 5443 HL 316 106 537 10853 0, 627 6805 IgM 318 176 895 15917 0,249 3963 Tétanos 321 244 834 21013 0, 357 7502 Rougeole 319 314 1164 39486 0,118 4659 Oreillon 320 382 1079 31342 0,120 3761 Tableau 1 C, Sérum N 3 Numéro Abscisse Ordonnée Surface Fluorescence Ratio Fluorescence 350 F488/F350 488 SA 210 85 1175 34462 1,981 68269 IgG 210 153 1293 47678 1,561 74425 Diphtérie 210 220 1255 54523 0, 342 18647 Rubéole 209 288 1172 49101 0,073 3584 HL 278 78 474 9180 0, 740 6793 IgM 278 151 943 15225 0,335 5100 Tétanos 278 220 848 24553 0, 046 1129 Rougeole 278 288 1178 34879 0,153 5336 Oreillon 278 357 1123 26949 0,095 2560 Tableau 1 D Sérum N 4 Numéro Abscisse Ordonnée Surface Fluorescence Ratio Fluorescence 350 F488/F350 488 SA 240 110 1202 40889 1,093 44692 IgG 240 177 1269 53557 1,123 60145 Diphtérie 242 246 1253 56284 0, 316 17786 Rubéole 241 314 1106 43970 0,107 4705 HL 308 106 533 9932 0, 797 7916 IgM 308 178 926 17540 0,309 5420 Tétanos 309 244 838 29892 0, 049 1465 Rougeole 309 314 1174 41689 0,093 3877 Oreillon 310 382 1044 29666 0,110 3263 REVENDICATIONS 1. Méthode de détermination sérologique du statut vaccinal d'un individu par détection,de préférence quantification des anticorps sériques du type IgG spécifiques d'antigènes vaccinaux d'une pluralité d'agents pathogènes du type bactéries, virus, champignons ou parasites, caractérisée en ce que l'on réalise la détection, et de préférence la quantification, d'un complexe de réactions immunologiques entre chaque dit antigène vaccinal et respectivement chaque dit anticorps spécifique dudit antigène vaccinal, éventuellement présents dans un échantillon de sérum humain à tester, en réalisant les étapes de 1- mise en contact d'un seul et même dit échantillon de sérum à tester avec: - un même support solide sur lequel est fixé une pluralité de dits antigènes vaccinaux correspondant à une pluralité d'agents pathogènes, dans des zones différentes du support, - en présence d'au moins une première substance de détection réagissant par complexation avec lesdits anticorps spécifiques et ne réagissant pas avec lesdits antigènes vaccinaux, et 2- détection, et de préférence quantification, des complexes résultant de la réaction d'au moins une dite première substance de détection avec desdits anticorps spécifiques complexés auxdits antigènes vaccinaux fixés sur ledit support solide. 2. Méthode selon la revendication 1, caractérisée en ce qu'on utilise une même dite première substance de détection pour la détection des différents anticorps spécifiques des différents antigènes vaccinaux. 3. Méthode selon la revendication 2, caractérisée en ce qu'on met en oeuvre une dite première substance de détection qui est une immunoglobuline anti-IgG, de préférence une immunoglobuline de chèvre ou de poussin. 4. Méthode selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisée en ce que lesdits antigènes vaccinaux sont des antigènes des agents pathogènes choisis parmi les virus des oreillons, de la rubéole, de la rougeole, de la varicelle, de la poliomyélite, de la fièvre jaune, de l'encéphalite à tique, de l'hépatite A, de l'hépatite B, et les bactéries de la coqueluche Bordetella pertussis, du tétanos et de la diphtérie. 5. Méthode selon une des revendications 1 à 4, caractérisée en ce qu'on détermine si la concentration de dit anticorps spécifiques atteint un seuil à partir duquel ledit anticorps spécifique a une action protectrice protégeant contre la maladie déterminée par le pathogène. 6. Méthode selon l'une des revendications 1 à 5, caractérisée en ce que l'on contrôle la présence et la réactivité de la dite première substance de détection en réalisant les étapes de: - mise en contact dudit échantillon à tester avec un support solide, sur lequel a été fixé un premier antigène de contrôle qui est une immunoglobuline non spécifique de classe G, en présence une solution contenant une dite première substance de détection, et - vérification si ladite première substance de détection a réagi avec ledit premier antigène de contrôle fixé sur le support solide. 7. Méthode selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisée en ce que l'on contrôle la présence éventuelle d'un anticorps anti-nucléaire dans ledit échantillon à tester, en - mettant en contact ledit échantillon à tester avec un support solide sur lequel a été fixé un deuxième antigène de contrôle qui comprend des complexes ADN/histones, de préférence comprenant des noyaux de cellules nucléées de cellules de l'espèce du patient, de préférence encore toute ou partie de cellules d'origine de l'espèce du patient en lignée continue, et É en présence d'une dite première substance de détection constituée par un anticorps de marquage qui ne réagit qu'avec une dite immunoglobuline de l'espèce du patient de classe G; et - en vérifiant si ledit deuxième antigène de contrôle fixé sur le support solide réagit avec ladite première substance de détection. 8. Méthode selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisée en ce qu'on contrôle que ledit échantillon testé contient bien un sérum de l'espèce du patient, en détectant si des immunoglobulines de l'espèce du patient réagissent avec un troisième antigène de contrôle contenant la protéine A d'une bactérie Staphylocoque aureus, de préférence en mettant en contact ledit échantillon avec un support solide sur lequel est fixé un dit troisième antigène de contrôle, en présence d'une deuxième substance de détection qui est une substance réagissant avec une immunoglobuline de l'espèce du patient et pas avec ledit deuxième antigène de contrôle, de préférence un anticorps antiimmunoglobuline de l'espèce du patient et ne réagissant pas avec la protéine A. 9. Méthode selon la revendication 8, caractérisée en ce que ledit troisième antigène de contrôle est une bactérie Staphylococcus entière comprenant la protéine A. 10. Méthode selon la revendications 8 ou 9, caractérisée en 5 ce qu'on réalise successivement les étapes de: -contrôle de la présence d'un sérum dans l'échantillon à tester et présence ou présence de ladite première substance de détection, et -contrôle de la présence d'anticorps anti-nucléaire dans 10 l'échantillon à tester. 11. Méthode selon la revendication 9 ou 10, caractérisée en ce que ladite deuxième substance de détection est une immunoglobuline animale, de préférence encore une immunoglobuline de chèvre ou de poussin. 12. Méthode selon l'une des revendications 9, 10 ou 11, caractérisée en ce que ladite deuxième substance de détection est identique à ladite première substance de détection, mais de préférence avec un élément de marquage différent. 13. Méthode selon la revendication 11 ou 12, caractérisé en ce que ladite substance de détection est une immunoglobuline d'origine animale anti-IgG de préférence, une immunoglobuline de chèvre ou de poussin, de préférence un anticorps conjugué à un élément de marquage qui est une substance fluorescente. 14. Méthode selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisée en ce qu'au moins un dit antigène vaccinal est un antigène microbien corpusculaire constitué de microbe entier inactivé ou fraction de microbe, de préférence fixé sur le support solide par simple dépose et adsorption physique ou liaison physico-chimique avec le support. 15. Méthode selon l'une des revendications 1 à 14, caractérisée en ce qu'on utilise comme support solide, une lame de verre ou en plastique, un tube de titrage ou un puit d'une plaque de micro-titrage en plastique. 16. Méthode selon l'une des revendications 1 à 15, caractérisé en ce que l'on détecte et, le cas échéant, on quantifie la dose de dite immunoglobuline de l'espèce du patient de classe G spécifique dudit antigène vaccinal dans l'échantillon à tester, par lecture automatisée de l'intensité du signal émis par ledit élément de marquage à l'aide d'un appareil de lecture approprié audit signal par ledit élément de marquage. 17. Méthode selon l'une des revendications 1 à 16, caractérisé en ce que l'on recueille un volume déterminé de sang total à l'aide d'un tube capillaire dans un flacon contenant un volume déterminé d'un tampon permettant l'élution du sérum, le sérum étant alors de préférence dilué à une concentration déterminée, de préférence de 1/100 à 1/20, et l'on dépose un volume déterminé de sérum ainsi dilué sur les différentes zones de dépôt desdits antigènes de contrôle et antigènes vaccinaux sur ledit support solide. 18. Méthode selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisée en ce que, pour chaque détection et, le cas échéant, quantification d'un dit antigène vaccinal, on réalise les mesures suivantes: 1- une première mesure d'une première valeur représentative de la quantité d'un premier élément de marquage de préférence la première valeur de l'intensité d'un signal émis par ledit premier élément de marquage, de préférence encore fluorescent, ledit premier élément de marquage se fixant de manière non spécifique sur toute protéine dans la zone de dépôt dudit antigène vaccinal, et 2- une deuxième mesure d'une deuxième valeur représentative de la quantité d'un deuxième élément de marquage différent dudit premier élément de marquage et émettant un signal différent, de préférence une deuxième valeur de l'intensité du signal émis par ce deuxième élément de marquage, de préférence encore fluorescent à une longueur d'onde d'excitation différente de celle dudit premier élément de marquage fluorescent, ledit deuxième élément de marquage étant l'élément de marquage de ladite première substance de détection dudit antigène vaccinal, dans la zone de dépôt dudit antigène, et 3- on calcule le rapport desdites première et deuxième 15 valeurs, et 4- on compare la valeur dudit rapport à celle d'un rapport de référence obtenu avec une collection de sérums de référence positifs et négatifs, permettant ainsi par comparaison de déterminer la nécessité ou non de vacciner la personne pour ledit antigène vaccinal selon la valeur du rapport desdites première et deuxième valeurs. 19. Trousse utile pour la mise en oeuvre d'une méthode selon l'une des revendications 1 à 18, caractérisée en ce qu'elle comprend: - un dit même support solide sur lequel est fixé au moins une dite pluralité d'antigènes vaccinaux et le cas échéant au moins un dit antigène de contrôle, et - des réactifs tels qu'une dite première substance de détection et si nécessaire des réactifs utiles pour la détection dudit élément de marquage. 20. Trousse selon la revendication 19, caractérisée en ce 5 qu'elle comprend: -un même dit support solide sur lequel sont fixés au moins un dit antigène vaccinal corpusculaire et les dits premiers,deuxième et troisième antigènes de contrôle, et -une même dite première substance de détection. 21. Trousse selon la revendication 19 ou 20, caractérisé en ce qu'elle comprend un flacon comportant un volume déterminé d'un tampon d'élution pour le recueil d'un volume déterminé d'un échantillon de sérum à tester. 22. Méthode de préparation d'un support solide utile dans une méthode ou une trousse selon l'une des revendications 1 à 21, caractérisé en ce que l'on dépose et fixe par adsorption physique sur ledit support solide une pluralité de dits antigènes vaccinaux comprenant au moins un antigène vaccinal corpusculaire sous forme de suspension de microbes entiers ou fraction de microbes, de préférence un antigène vaccinal sous forme de virus entier vivant désactivé, et, le cas échéant, des dits antigènes de contrôle sous forme de suspension de corpuscules de cellules non confluentes ou bactéries entières ou fraction de cellules ou bactéries, lesdits antigènes corpusculaires étant de préférence déposés par un robot de dépôt comprenant de préférence encore une seringue. 23. Méthode selon la revendication 22, caractérisé en ce que lesdits antigènes corpusculaires vaccinaux et/ou de contrôle, sont associés à un colorant, de préférence un colorant fluorescent, sous forme de suspension à une concentration permettant leur visualisation après dépôt à l'aide dudit colorant, permettant de vérifier la fixation desdits antigènes sur le support solide. 24. Méthode selon la revendication 23, caractérisée en ce que les antigènes de contrôle sous forme de suspension de cellules sont calibrés à une concentration de 10' à 1o9 cellules/ml, les suspensions de bactéries ou fractions de bactéries à une concentration de 10' à 109 particules/ml et les suspensions de virus entiers à une concentration de 109 à 1010 particules/ml. 25. Méthode selon l'une des revendications 22 à 24, caractérisée en ce que l'on dépose lesdits antigènes de contrôle et vaccinaux corpusculaires en mélange avec un liant protéique, stabilisant la fixation sur ledit support solide. 26. Méthode selon la revendication 25, caractérisée en ce que ledit liant protéique est choisi parmi du jaune d'oeufs, de la gélatine, de l'albumine de sérum de bovin ou une IgG polyclonale non humaine, de préférence de chèvre. 27. Méthode selon la revendication 26, caractérisée en ce que ledit antigène vaccinal corpusculaire est déposé sur ledit support solide constitué d'une lame de verre, en mélange avec une immunoglobuline de type IgG polyclonale de chèvre. 28. Méthode selon l'une des revendications 22 à 27, caractérisée en ce que l'on réalise un lavage préalable dudit support dudit support solide avec une solution d'un mélange éthanol/acétone, de préférence à 50-50, puis on dépose et on stabilise la fixation des dits antigènes par adsorption physique sur ledit support solide par un traitement avec de l'alcool, de préférence méthanol ou éthanol, alcool que l'on élimine ensuite et, de préférence encore, on vérifie la fixation desdits antigènes par coloration, de préférence par un marquage fluorescent non spécifique des protéines ou de l'ADN.