FR 2787810 A1 20000630 FR 9816462 A 19981224 BACTÉRIES À GRAM POSITIF DÉPOURVUES D'ACTIVITÉ PROTÉASIQUE HtrA, ET LEURS UTILISATIONS. L'invention concerne la production, chez des bactéries à Gram-positif, de protéines exportées. On désigne sous le terme général de : protéines exportées , des protéines qui sont transportées à travers la membrane cytoplasmique. Dans le cas des bactéries à Gram-positif, ce transport aboutit à la sécrétion de la protéine dans le milieu, ou à son association à la surface cellulaire. L'un des principaux problèmes qui se pose lors de la production de protéines d'intérêt exportées par des bactéries-hôtes, réside dans la dégradation de ces protéines pendant et/ou après leur exportation, au niveau de l'enveloppe ou de la surface de la cellule. Cette dégradation entraîne souvent une baisse du rendement, et/ou une altération de la structure et de l'activité de la protéine. Les enzymes responsables de cette dégradation des protéines exportées, sont des protéases bactériennes elles-mêmes exportées dans l'enveloppe ; il s'agit de protéases dites : de ménage , qui ont normalement parmi leurs fonctions principales un rôle de dégradation de protéines exportées anormales ou mal repliées s'accumulant dans le milieu ou dans l'enveloppe, notamment en conditions de stress, ainsi qu'un rôle de recyclage des protéines exportées. Les protéines hétérologues, qui sont souvent imparfaitement reconnues par les protéines chaperons intervenant dans le repliement des protéines chez la bactérie-hôte sont particulièrement sensibles à l'attaque de ces protéases. La protéase de ménage exportée la plus anciennement caractérisée est la protéase à sérine HtrA/DegP d'E. coli. Il s'agit d'une protéase à localisation périplasmique, qui est exprimée sous contrôle d'un promoteur inductible à haute température ; BECKWITH et STRAUCH (Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85:1576- 1580,1988) ont observé qu'elle intervenait dans la protéolyse de protéines de fusion entre des protéines exportées d'E. coli et le rapporteur de l'exportation PhoA. Ils ont proposé d'inactiver cette protéase chez E. coli afin de limiter la dégradation des protéines hétérologues exportées. Des souches mutantes d'E. coli, dans lesquelles le gène codant pour la protéase HtrA/DegP a été inactivé ont ainsi été obtenues [BECKWITH et STRAUCH, publication précitée, et Demande PCT W088/05821] ; cependant il a été constaté que cette inactivation se traduit par un ralentissement de la cinétique de dégradation, mais ne suffit pas pour l'abolir, du fait de l'existence dans l'enveloppe d'autres protéases dégradant les protéines exportées. Chez E. coli, plusieurs protéases de ménage de l'enveloppe, assurant des fonctions similaires à celles de HtrA/DegP ont été caractérisées : il s'agit notamment des protéases HhoA/DegQ et HhoB/DegS, structurellement homologues à HtrA/DegP, et de protéases de structure différente mais fonctionnellement comparables (ApeA/protéaseI, OmpT, OmpP, Prc/Tsp, SppA/protéaseIV, PrtIII et SohB). Des études concernant d'autres bactéries ont également permis de mettre en évidence l'existence dans chaque espèce étudiée, de plusieurs protéases de ménage exportées. Par exemple, de très nombreuses espèces bactériennes possèdent plusieurs protéases de la famille HtrA (PALLEN et WREN, Mol. Microbiol. 19 :209-21, trois homologues de HtrA ont été identifiés chez B. subtilis (YyxA, YkdA et YvtB/Yirf), Synechocystis (HtrA, HhoA et HhoB), Pseudomonas aueruginosa et Aquifex aeolicus, deux chez Haemophilus influenzae (HtoA et HhoB), Campylobacter jejuni, Brucella abortus et Yersinia enterolitica, et quatre chez Mycobacterium tuberculosis. Diverses bactéries à Gram-positif possèdent également des protéases à sérine considérées comme apparentées à la famille HtrA, sur la base d'une homologie au niveau du domaine catalytique : EtA, EtB, V8/StsP de S. aureus, GseP de Bacillus licheniformis et Spro de Mycobacterium paratuberculosis (KOONIN et al., Chap 117 in Escherichia coli and Salmonella typhimurium, 2203-17, 1997). Enfin, des protéases exportées non-apparentées à HtrA, ont également été mises en évidence, par exemple chez B. subtilis (MARGOT et KARAMATA, Microbiology, 142:3437- 44, 1996 ; STEPHENSON et HARWOOD Appl. Environn. Microbiol. 64:2875-2881, 1998 ; WU et al. J. Bacteriol. 173 :4952-58, 1991). Il a donc été proposé de combiner des mutations affectant plusieurs protéases exportées, pour parvenir à une réduction effective de la dégradation des protéines hétérologues exportées. Par exemple, une souche d'E. coli mutée dans les gènes degP/htrA, ompT, prt et prc (MEERMAN et GEORGIOU, Bio/technology 12 :1107-10, 1994), et une souche de B. subtilis déficiente dans les six protéases extracellulaires (WU et al., 1991, publication précitée), ont été construites dans ce but. Cependant, l'utilisation de ces souches ne permet pas d'éliminer totalement la protéolyse des protéines exportées. Par exemple, dans le cas de la souche de B. subtilis décrite par WU et al., bien que l'activité protéasique extracellulaire résiduelle soit négligeable ( Bacteriol. 180 :2830-35, 1998).En outre, bien que l'inactivation du gène d'une de ces protéases de ménage exportées n'ait pas de conséquences notables sur la bactérie, le cumul des mutations peut affecter la viabilité des souches ; MEERMAN et GEORGIOU, (1994, publication précitée) observent ainsi une diminution du taux de croissance pouvant aller jusqu'à 50%. Chez les bactéries lactiques, seules quelques protéases exportées ont fait l'objet d'études ; la mieux caractérisée à l'heure actuelle est la protéase dénommée PrtP (KOK, FEMS Microbiol. Reviews 87 :15-42, qui est localisée à la surface cellulaire, où elle est ancrée au peptidoglycanne. Cette protéase est présente chez de nombreuses bactéries lactiques, notamment Lactococcus lactis, où son gène est plasmidique. Elle participe à la nutrition azotée des bactéries en dégradant les caséines du lait. D'autres protéases de surface ont été purifiées à partir de deux espèces de bactéries lactiques, Lactobacillus delbrueckeii subsp. bulgaricus et Lactobacillus helveticus, mais leur fonction n'a pas été déterminée. (STEFANITSI et al., FEMS Microbiol. Lett. 128:53-8, 1995 ; STEFANITSI et GAREL, Lett. Appl. Microbiol. 24:180-84, 1997 ; YAMAMOTO, et al., J. Biochem. 114:740-45, 1993). Récemment, un gène inductible par le stress codant pour une protéine fortement homologue aux protéases de la famille HtrA a été mis en évidence chez Lactobacillus helveticus (SMEDS et al., J. Bacteriol. 180:6148-53, 1998). Il a été observé que ce gène était nécessaire à la survie à température élevée ; une souche mutante de Lactobacillus helveticus dans laquelle le gène htrA a été inactivé par l'insertion d'un gène rapporteur (gusA, codant pour la P-glucuronidase) sous contrôle du promoteur htrA, a été construite. L'étude de l'expression du gène gusA dans ce mutant a permis de mettre en évidence une induction de la transcription de ce gène dans les mêmes conditions que celle du gène htrA dans les souches sauvages ; en revanche, aucune activité (3-glucuronidase n'a été observée. Lors de travaux précédents visant à caractériser des protéines exportées de Lactococcus lactis par l'étude de protéines de fusion avec le rapporteur d'exportation AspNuc (POQUET et al., J. Bacteriol. 180:1904-12, 1998), l'équipe des Inventeurs a observé une importante protéolyse extra-cellulaire, bien que les expérimentations aient été effectuées dans une souche de L. lactis subsp. cremoris dépourvue de tout plasmide, et donc en particulier de celui qui porte prtP. Les Inventeurs ont entrepris de rechercher des protéases extra-cellulaires responsables de cette protéolyse. Ils ont ainsi découvert, chez L. lactis, l'existence d'un gène de la famille htrA. Ce gène, mis en évidence dans le génome de la souche IL1403 de L. lactis subsp. lactis, code pour une protéine de 408 acides aminés, dénommée ci-après HtrALl dont la séquence nucléotidique et la séquence en acides aminés sont représentées sur la Figure 1, et figurent dans la liste de séquences en annexe (SEQ ID NO: 1). Cette protéine est très homologue à HtrA d'E. coli, et à divers autres membres connus de la famille HtrA, comme le montre le Tableau I ci dessous, qui illustre les pourcentages d'identité et de similarité entre HtrAL2 et différentes protéines de la famille HtrA : TABLEAU I Proteine urganisme % identité % similarité HtrA/DegP/ protéase Do E. coli 31.5 38.2 HhoA/DegQ E. coli 34. 0 40.8 HhoB/DegS E. coli 29.9 37.3 HtrA S. typhimurium 32. 4 39.1 HtoA H. influenzae 31. 9 39. 2 HhoB/DegS H. influenzae 31. 2 40. 0 spHtrA S. pneumoniae 55. 6 62. 0 HtrA Lb. helveticus 46. 9 54.1 YyxA B. subtilis 43.5 52.0 YkdA B. subtilis 42.5 49.4 La protéine HtrA de la souche IL1403 de L. lactis subsp. lactis possède les trois acides aminés Ser, His et Asp, qui définissent le site catalytique caractéristique des protéases à sérine apparentées à la trypsine, parmi lesquelles la famille HtrA ; en outre elle présente, autour de ces trois acides aminés, les trois motifs suivants : DAYVVTNYH127VI, D157LAVLKIS, et GNS239GGALINIEGQVIGIT, qui correspondent aux consensus définis par PALLEN et WREN (Mol. Microbiol. 19:209-21, 1997) pour le domaine catalytique des protéases HtrA : GY--TN-HV-, D-AV---- et GNSGG-L-N-G--IGIN. Elle possède à son extrémité N-terminale une séquence d'acides aminés hydrophobes L10LTGVVGGAIALGGSAI26 correspondant à un segment transmembranaire putatif. La protéine HtrALl de L. lactis subsp. lactis serait donc une protéine intégrale de la membrane cytoplasmique. Selon la règle dite du positif interne concernant la topologie de ces protéines (VON HEIJNE, Nature, 341 :456-8, sa topologie correspond au type C-out , c'est-à-dire que sa partie C-terminale, qui comprend en particulier son site catalytique, serait exposée à l'extérieur de la membrane plasmique. Comme la protéase HtrA de E. coli, HtrALl de L. lactis subsp. lactis apparaît donc comme une protéase de l'enveloppe, pouvant dégrader des protéines exportées. Les acides aminés du domaine catalytique et du domaine transmembranaire sont encadrés sur la figure 1. Les Inventeurs ont procédé à l'inactivation de ce gène par mutation ; à température optimale (30 C), la souche mutante de L. lactis subsp. lactis ainsi obtenue est viable et croit normalement ; en revanche à 37 C, on n'observe aucune croissance sur boite, et une croissance très faible en milieu liquide. En outre, les Inventeurs ont étudié l'effet de cette mutation sur l'exportation de différentes protéines de fusion, et ont constaté que l'inactivation de la protéase HtrALl chez L. lactis suffisait à abolir totalement la dégradation des protéines exportées ; cet effet est surprenant, compte tenu de la protéolyse résiduelle observée antérieurement chez d'autres bactéries après inactivation de protéases de la famille HtrA. La présente invention a pour objet un procédé pour la production d'une protéine d'intérêt, caractérisé en ce qu'il comprend la mise en culture d'une souche bactérienne susceptible d'être obtenue à partir d'une bactérie à gram positif dont la taille du génome est au plus égale à 3,2 Mb, de préférence au plus égale à 3 Mb, et avantageusement au plus égale à 2,5 Mb, par mutation inactivant la protéase de surface HtrA de ladite bactérie, et exprimant ladite protéine d'intérêt, et l'obtention de ladite protéine d'intérêt exportée par la bactérie. Selon un mode de mise en #uvre préféré de la présente invention, la bactérie à gram-positif de départ est choisie parmi des bactéries du groupe constitué par les Streptococcaceae, et les Lactobacillaceae. Elle peut également être choisie parmi des bactéries appartenant au groupe constitué par les Bacillaceae, notamment des genres Staphylococcus et Listeria, et les Enterococcaceae, notamment du genre Enterococcus. Avantageusement, ladite souche bactérienne peut également comporter une ou plusieurs autres modifications de son génome, visant à améliorer la production et/ou la sécrétion de protéines exprimées dans ladite bactérie, et/ou à éviter leur dégradation. Selon le type de protéine que l'on souhaite obtenir, on peut par exemple utiliser une souche bactérienne dans laquelle l'activité protéasique PrtP a été inactivée, et/ou une souche bactérienne surproduisant une protéine permettant de stabiliser les protéines exportées, telle que la protéine Nlp4 de Lactococcus lactis, ou un de ses homologues (POQUET et al. 1998, publication précitée). La présente invention a également pour objet toute souche bactérienne, susceptible d'être obtenue à partir d'une bactérie à gram positif dont la taille du génome est au plus égale à 3,2 Mb, telle que définie cidessus, par mutation inactivant la protéase de surface HtrA de ladite bactérie, et comprenant en outre au moins une cassette d'expression d'un gène d'intérêt, à l'exception d'une souche de Lactobacillus helveticus comprenant une seule cassette d'expression, constituée par la séquence codant pour le gène rapporteur gusA insérée dans le gène htrA de ladite souche, sous contrôle transcriptionnel du promoteur dudit gène. On entend par : cassette d'expression toute construction d'ADN recombinant comprenant un gène d'intérêt que l'on souhaite exprimer, ou un site permettant l'insertion dudit gène, placé sous contrôle de séquences de régulation de la transcription (promoteur, terminateur) fonctionnelles dans la bactérie-hôte concernée. Au sens de la présente invention, on entend par : protéase HtrA toute protéase à sérine de type trypsine, présentant des similitudes fonctionnelles et structurelles suffisantes avec la protéase HtrA de E. coli, pour pouvoir être regroupée dans la même famille, à savoir : - un site catalytique formé par les trois acides aminés Ser, His et Asp ; - la présence, autour de ce site catalytique, des régions consensus : -GY--TN-HV-, D-AV---- et GNSGG-LN-G-IGIN ; - un signal d'exportation permettant à la protéase d'être transportée jusqu'à la surface cellulaire de la bactérie (il peut s'agir, par exemple, d'un peptide signal, d'un domaine transmembranaire, d'un signal d'ancrage à la paroi, etc.). Pour la mise en #uvre de la présente invention, on peut obtenir des bactéries mutantes dépourvues d'activité HtrA en effectuant une ou plusieurs mutations, notamment au niveau de la séquence codant pour la protéase HtrA et/ou au niveau des séquences de régulation permettant l'expression du gène htrA, de manière à empêcher l'expression d'une protéase HtrA fonctionnelle. Ces mutations peuvent être effectuées de manière classique, par délétion, insertion, ou remplacement d'au moins un nucléotide ou une séquence nucléotidique dans le gène HtrA ; peuvent résulter soit en l'absence de production de HtrA, soit en la production d'une protéase HtrA dans laquelle au moins un acide aminé nécessaire à l'activité a été délété ou remplacé. Les techniques de mutagénèse appropriées sont connues en elles-mêmes ; avantageusement, on utilisera des techniques de mutagénèse dirigée, dans la mesure où les données disponibles sur les protéases de la famille HtrA permettent, même si l'on ne dispose pas d'informations plus précises sur la séquence spécifique du gène que l'on souhaite inactiver, de cibler la ou les mutations sur des domaines conservés nécessaires à l'activité (par exemple le domaine catalytique). La présente invention peut être mise en #uvre dans de nombreux domaines. En premier lieu, elle peut être utilisée dans le domaine de la production de protéines d'intérêt (par exemple enzymes, protéines humaines, etc. ) par génie génétique à partir de cultures de bactéries transformées par un gène d'intérêt. Dans ce domaine, la présente invention permet d'améliorer le rendement en protéines exportées (et en particulier sécrétées), et d'éviter leur contamination par des produits de protéolyse, inactifs : ceci permet de les purifier facilement et à moindre coût. Pour cette application on utilisera de préférence des souches mutantes obtenues à partir de bactéries non-pathogènes, telles que Lactococcus spp., Lactobacillus spp., ainsi que des staphylocoques ou des streptocoques alimentaires, tels que Staphylococcus carnosus, Staphylococcus hyicus ou Streptococcus thermophilus. Les souches mutantes obtenues à partir de bactéries habituellement utilisées en industrie agroalimentaire, telles que les bactéries lactiques (notamment, les lactocoques, les lactobacilles et les streptocoques thermophiles), peuvent avantageusement être utilisées dans ce même domaine. Par exemple, on peut les utiliser dans la composition de ferments, pour produire des protéines hétérologues permettant d'améliorer la qualité du produit fermenté fini ; ainsi, l'exportation d'enzymes étrangères produites par une souche mutante de L. lactis conforme à l'invention, au sein de fromages fermentés par L. lactis peut améliorer leur affinage et leurs qualités organoleptiques. Ces souches mutantes peuvent également être utilisées pour l'obtention de produits diététiques ou de médicaments. Dans ce domaine on peut par exemple utiliser des souches mutantes conformes à l'invention afin d'exprimer, préalablement à l'ingestion du produit, et/ou après son ingestion, des protéines à effet prophylactique ou thérapeutique, telles que des enzymes (permettant par exemple de faciliter la digestion), des protéines permettant de stimuler le système immunitaire, des antigènes vaccinaux, etc. Dans la plupart des cas, on préférera, pour les utilisations dans ce domaine, et afin de garantir une innocuité maximale, des souches mutantes obtenues à partir de bactéries non pathogènes, et avantageusement, de bactéries habituellement utilisées pour l'alimentation. Cependant, dans le cadre d'utilisations vaccinales, on peut utiliser des souches mutantes obtenues à partir de bactéries (notamment streptocoques, staphylocoques, entérocoques ou listeria) pathogènes, et de préférence, de variants de ces bactéries portant déjà une ou plusieurs mutations atténuant leur pouvoir pathogène ; l'inactivation de la protéine HtrA, en limitant les capacités de survie de ces bactéries en conditions de stress, peut contribuer à atténuer leur virulence, comme observé précédemment dans le cas de certaines bactéries à gram-négatif. Dans le cadre de certaines applications, dans lesquelles la bactérie hôte doit être viable et capable de produire des protéines à des températures de l'ordre de 35 à 40 C, par exemple la production en fermenteur de certaines protéines, ou la production après ingestion, dans le tractus digestif de l'homme ou d'un animal, de protéines à activité thérapeutique ou prophylactique, on utilisera avantageusement des souches mutantes obtenues à partir de bactéries thermophiles, telles que Streptococcus thermophilus. La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de description qui va suivre, qui se réfère à des exemples non-limitatifs, illustrant l'obtention de mutants de L. lactis dans lesquels la protéase de surface HtrA est inactive, et les propriétés de ces mutants. EXEMPLE 1 : INACTIVATION DU GÈNE htrA DE L. lactis Le gène htrA, porté par le chromosome de la souche IL1403 (CHOPIN et al. Plasmid, 11,260-263, 1984) de L. lactis subsp. lactis, a été inactivé par intégration d'un plasmide suicide portant un fragment interne du gène (FA) de 665 pb. A titre de témoin positif d'intégration, on a utilisé un plasmide suicide portant un fragment tronqué en 3' (GA) de 902pb, dont l'intégration sur le chromosome restitue une copie sauvage du gène. Ces fragments ont été préalablement obtenus par amplification PCR, à partir de l'ADN génomique de la souche IL1403 de L. lactis subsp. lactis, en utilisant les couples d'amorces F/A et G/A : - F [5'-GGAGCCA(G/T)(A/C/T)GC(A/G/C/T)(C/T)T(A/G/T)GG-3'] localisée en aval du codon d'initiation ATG - G [5'-GTTTCCACTTTTCTGTGG-3'] localisée en amont du promoteur de htrA - A [5'-TT(A/T)CC(A/T)GG(A/G)TT(A/G/T)AT(A/G/C/T)GC-3']. localisée en amont du codon de la sérine du site catalytique. L'emplacement des amorces, F, G, et A, est indiqué sur la figure 1. L'amplification a été effectuée dans les conditions suivantes : - mélange réactionnel : 0,2mM de chaque dNTP, 5)J.M de chaque oligonucléotide, environ 500ng d'ADN chromosomique, 2mM MgCl2, 1,25 unité de Taq-DNA-pol (BOEHRINGER MANNHEIM) dans le tampon Taq fourni par le fabricant ; - conditions de température : 5min 94 C, 30 cycles (30sec à 94 C, 30sec à 46 C et 30sec à 72 C), et 4 C. Les fragments amplifiés ont été ligaturés au plasmide linéaire pGEMT (PROMEGA). Après transformation de E. coli TG1 par les produits de ligation, les clones résistants à l'ampicilline, et dépourvus d'activité ssgalactosidase sont sélectionnés. Les plasmides obtenus, portant respectivement les fragments FA et GA, sont dénommés pESl.l et pES2.1. Les inserts FA et GA ont été sous-clonés dans un vecteur suicide portant un gène de résistance au chloramphénicol. Ce vecteur étant incapable de se répliquer seul en l'absence de la protéine RepA qui est nécessaire à l'initiation de sa réplication, des cointégrats ont été créés par ligature entre chacun des plasmides pESl.l et pES2.1, et le vecteur suicide, préalablement linéarisés. Après transformation de la souche TG1 d'E. coli, et sélection des clones résistant au chloramphénicol, la partie pGEMT des cointégrats a été délétée, et les vecteurs re-circularisés. Les plasmides obtenus sont multipliés dans la souche d'E. coli TG1 repA+; après sélection des clones résistant au chloramphénicol, on obtient les plasmides suicide dénommés pVS6.1 et pVS7.4. pVS6.1 contient le fragment FA, et pVS7.4 contient le fragment GA du gène htrALl de la souche IL1403 de L. lactis subsp. lactis. Ces plasmides ont été utilisés pour transformer la souche IL1403 de L. lactis subsp. lactis ; les clones ayant intégré ces plasmides au locus htrA sur le chromosome ont été sélectionnés en présence de chloramphénicol. Dans les deux cas, plusieurs clones indépendants résistants au chloramphénicol ont été obtenus. Cinq clones de chaque classe, notés A à E dans le cas de l'intégration de pVS6.1, et 17 à 22 dans le cas de l'intégration de pVS7.4, ont été choisis pour analyse. Pour chacun de ces clones, l'intégration au locus htrA a été confirmée par transfert de Southern. Deux clones, A et 17, ont été choisis pour les analyses suivantes ; ils constituent les deux prototypes des souches mutantes, qui seront dénommées ci-après : - htrA (mutation nulle du gène htrAL1, CmR) ; cette souche n'exprime pas de protéase HtrA active ; - htrA+/htrA (copie sauvage + copie tronquée du gène htrAL1, CmR) ; cette souche exprime une protéase HtraLl active. EXEMPLE 2 : RÔLE DU GÈNE htrAL1 DE L. lactis DANS LA SURVIE À HAUTE TEMPÉRATURE Les deux souches htrA et htrA+/htrA sont cultivées, en culture liquide, dans les conditions habituelles de croissance de L. lactis, c'est-à-dire à 30 C et en présence d' oxygène mais sans agitation, et en présence de chloramphénicol. Le comportement de la souche htrA de L. lactis subsp. lactis à 30 C et à 37 C, a été étudié en utilisant comme témoins la souche htrA+/htrA, ainsi que la souchemère IL403 (cultivée en l'absence de chloramphénicol). Les bactéries ont été cultivées pendant 1 nuit à température ambiante, en milieu M17 contenant 1% de glucose (+2,5 g/ml chloramphénicol pour les deux souches htrA et htrA+/htrA). Les cultures ont été diluées au 1/1001ème le matin dans le même milieu, et divisées en deux lots placés en semi-anaérobiose à 30 C ou à 37 C. La croissance a été suivie par mesure de la DO600. Les résultats sont illustrés par la Figure 2. A 30 C (Fig. 2A), on constate que la souche htrA+/htrA (#), la souche htrA (#), et la souche sauvage IL1403 (#) présentent des temps de génération très proches : 65 min pour la souche sauvage, 70 min. pour htrA+/htrA, et 75 min pour htrA ; enfin, pour les 3 cultures, les valeurs de D06oo correspondant à la phase stationnaire sont très comparables (DO600 = 2,1 à 2,2). Ces résultats indiquent qu'il n'y a pas de différence de croissance significative entre ces trois souches à 30 C. A 37 C (Fig. 2B) , la souche htrA+/htrA (#) a un temps de génération de 100 min, et la DO600 de la phase stationnaire est moindre qu'à 30 C (D06oo - 1,25). Une croissance plus faible à 37 C qu'à 30 C est également observée pour la souche sauvage IL1403 (#) ; le temps de génération est de 65 min, mais la D06oo de la phase stationnaire est plus faible qu'à 30 C (D06oo = 1,9). Dans le cas de la souche htrA (#) la croissance est très faible, voire nulle, et DO600 ne dépasse pas 0,1 même après 7h de culture. Il ressort de ces résultats que la souche htrA de L. lactis subsp. lactis est thermosensible, et que la mutation htrA est létale à 37 C. EXEMPLE 3 : RÔLE DU GÈNE htrAL1 DE L. LACTIS DANS LA PROTÉOLYSE DE SURFACE L'effet de la mutation htrAL1 sur la stabilité de cinq protéines exportées a été testé. Ces protéines sont : i) une protéine hétérologue, la nucléase sécrétée de S. aureus, Nuc ; cette protéine est exprimée par le plasmide pNuc3 (LE LOIR et al., J. Bacteriol. 176 :5135-5139, 1994 ; LE LOIR et al., J. Bacteriol. 180 :1895-903 1998) ; ii) trois protéines hybrides (Usp-AspNuc, Nlp4-AspNuc, et Exp5-AspNuc) résultant de la fusion entre le rapporteur AspNuc et des fragments de protéines exportées de L. lactis : la protéine sécrétée Usp45 (VAN ASSELDONK et al., Gene 95:155-60, 1990), la lipoprotéine Nlp4, et la protéine Exp5 (qui est elle-même une protéine de fusion entre une protéine exportée et une protéine cytoplasmique) ; ces protéines, ainsi que les plasmides pVE8009, pVE8024 et pVE8021 qui les expriment respectivement, sont décrits par POQUET et al.(1998, publication précitée) ; iii) une protéine naturellement exportée de L. lactis, AcmA. Chez la souche sauvage MG1363 de L. lactis subsp. cremoris, Usp-#SPNuc est sécrétée, Nlp4-#SPNuc est associée aux cellules ; pour ces 2 protéines, on détecte dans le milieu, à côté de la forme mature, différents produits de dégradation, parmi lesquels le peptide NucA provenant de la partie AspNuc de la fusion ; quant à la fusion tripartite Exp5-AspNuc, elle est très instable et on ne détecte pas la forme mature dans le milieu mais seulement les produits de dégradation, dont le peptide NucA. La forme mature, ainsi que les produits de dégradation de ces trois protéines hybrides peuvent être détectées à l'aide d'anticorps anti-NucA. La protéine naturellement exportée de L. lactis choisie est la bactériolysine AcmA (BUIST et al., J. Bacteriol. 177:1554-1563, 1995). Cette protéine qui dégrade le peptidoglycane est à la fois sécrétée et associée à la surface, probablement par affinité avec son substrat. Elle présente, aussi bien chez la souche MG1363 de L. lactis subsp. cremoris que chez la souche IL1403 de L. lactis subsp. lactis, des produits de protéolyse actifs et donc détectables, comme la protéine intacte, par zymogramme. Les souches transformées par les plasmides exprimant ces différentes protéines sont cultivées à 30 C pendant plusieurs heures, au moins jusqu'au milieu de la phase exponentielle ou jusqu'au début de la phase stationnaire. Pour chaque plasmide, des cultures des trois souches IL1403, htrA, et htrA+/htrA, ayant atteint des D06oo comparables ont été utilisées pour extraire des échantillons protéiques : a) de la culture totale, b) des cellules, c) du milieu, selon le protocole décrit par POQUET et al., (1998, publication précitée). Ces échantillons sont soumis à une électrophorèse (SDS-PAGE) sur gel dénaturant. Pour détecter les protéines Nuc, Usp-AspNuc, Nlp4-AspNuc, Exp5-AspNuc, et leurs produits de dégradation, on procède à un transfert des protéines sur membrane, puis à une révélation immunologique grâce à des anticorps anti-NucA, qui sont détectés à l'aide d'un conjugué protéine G/peroxydase (BIO-RAD), et d'un kit de chimioluminescence (DUPONT-NEN). AcmA est détecté par zymogramme (BUIST et al., 1995, publication précitée) : des microcoques dont la paroi est sensible à AcmA sont inclus dans le gel d'électrophorèse à la concentration de 0,2%, ce qui le rend opaque ; après électrophorèse, le gel est traité à 37 C pendant une nuit dans un tampon contenant 50mM de Tris/HCl à pH7 et 0,1% de Triton X100, ce qui permet la lyse des microcoques par AcmA ou ses produits de protéolyse actifs. Le gel est ensuite coloré par du bleu de méthylène à 0,1% dans du KOH à 0,01% : les bandes correspondant à l'activité AcmA apparaissent comme des halos d'hydrolyse transparents sur fond bleu. Pour chaque protéine, les profils de dégradation dans les souches IL1403, htrA, et htrA+/htrA, ont été comparés en observant le contenu protéique accumulé pendant plusieurs heures de culture. Les Figures 3 à 6 présentent respectivement les résultats de détection immunologique, pour les protéines Nue, Usp-AspNuc, Nlp4-AspNuc et Exp5-AspNuc. Pour les protéines Nue, (Fig.3) et Usp-AspNuc, (Fig.4), La Fig. 7 représente un zymogramme de l'activité bactériolysine d'AcmA ; la détection a été effectuée sur l'ensemble de la culture (T), les cellules seules (C) ou le milieu (M). Chez la souche IL1403 : Pour les protéines sécrétées Nuc et Usp-AspNuc (Fig. 3 et 4 : trois premiers puits), et pour la lipoprotéine Nlp4-AspNuc (Fig. 5 : premier puits), on détecte un profil de trois bandes, comme précédemment observé chez la souche MG1363 (LE LOIR et al., 1994 ; POQUET et al., 1998, publications précitées) : a) celle de plus haut poids moléculaire est le précurseur dont le peptide-signal n'a pas été clivé, ce qui est confirmé par sa présence exclusive dans les cellules (Fig. 3 et 4); b) la bande intermédiaire est la forme mature après clivage du peptide-signal, et elle est présente exclusivement dans le milieu dans le cas des protéines sécrétées Nue et Usp-AspNuc (Fig. 3 et 4) ; c) la bande de plus faible poids moléculaire est le peptide NucA qui comigre pratiquement avec la forme commerciale NucA purifiée à partir de S. aureus (la légère différence de migration étant due aux spécificités de clivage distinctes chez S. aureus et L. lactis), et qui se trouve à la fois libéré dans le milieu et associé aux cellules. Pour la protéine ExpS-AspNuc (Fig. 6 : premier puits) on ne détecte que très difficilement deux formes, une de haut poids moléculaire, et une de faible poids moléculaire, NucA, qui comigre pratiquement avec la forme purifiée commerciale ; la protéolyse chez IL1403 est donc pratiquement totale. Pour la protéine AcmA (Fig. 7 : les trois premiers puits), on détecte comme précédemment observé chez la souche MG1363 (BUIST et al., 1995, publication précitée), un profil de quatre bandes : a) celle de plus haut poids moléculaire est le précurseur dont le peptide-signal n'a pas été clivé, qui est présent exclusivement dans les cellules; b) la bande de poids moléculaire légèrement inférieur est la forme mature après clivage du peptidesignal, qui est à la fois sécrétée dans le milieu et associée à la surface des cellules par affinité pour son substrat ; c et d) les deux bandes de plus faible poids moléculaire sont des produits de protéolyse actifs, à la fois sécrétés dans le milieu et associés à la surface des cellules par affinité pour leur substrat. Chez la souche htrA+/htrA : (Fig. 3 et 4 : trois derniers puits, Fig.5 et 6 : dernier puits, et Fig. 7 : trois derniers puits). Les profils observés sont absolument identiques à ceux observés dans la souche sauvage. La souche htrA+/htrA présente donc un phénotype de protéolyse sauvage, s'expliquant par la copie sauvage du gène htrALl qu'elle possède. Chez la souche htrA : (Fig. 3 et 4 : trois puits centraux, Fig.5 et 6 : puits central, et Fig. 7 : trois puits centraux). Dans tous les cas, on ne détecte aucun des produits de protéolyse ; simultanément, la quantité de protéine mature (ou de haut poids moléculaire dans le cas de ExpS-AspNuc) augmente. Ces résultats montrent que le produit du gène htrAL1 est bien responsable de la dégradation des protéines sécrétées, et que son inactivation entraîne l'abolition totale de cette dégradation. LISTE DE SEQUENCES 1 1740 ADN Lactococcus lactis CDS (230)..(1453) 1 aaacaagatg aaaacatgat ttatcaacat ttttttactt ttttccactt ttctgtggaa 60 aactttatta aaatatccac ttatcctcat taatttttag attatccaca aaaatgtgga 120 gaaactatat tagtttgatt tttgttacta ttaaggtatt attaagtgag agtagatata 180 attacatcat agaaatgcta caaagattaa taattgaaag gaattattt atg gca aaa 238 Met Ala Lys 1 gct aat ata gga aaa ttg cta tta aca ggt gtc gtg ggc gga gcc atc 286 Ala Asn Ile Gly Lys Leu Leu Leu Thr Gly Val Val Gly Gly Ala Ile 5 10 15 gca ctt gga gga agt gca atc tat caa agc act aca aat caa tcg gca 334 Ala Leu Gly Gly Ser Ala Ile Tyr Gln Ser Thr Thr Asn Gln Ser Ala 20 25 30 35 aat aat agt cgt tca aat aca act agt aca aag gtt agt aac gtt tcg 382 Asn Asn Ser Arg Ser Asn Thr Thr Ser Thr Lys Val Ser Asn Val Ser 40 45 50 gta aat gtc aat acc gat gtt acc tct gca att gaa aaa gtt tca aat 430 Val Asn Val Asn Thr Asp Val Thr Ser Ala Ile Glu Lys Val Ser Asn 55 60 65 tct gtc gtt tct gtt atg aat tat caa aaa gat aac tca caa agt agt 478 Ser Val Val Ser Val Met Asn Tyr Gln Lys Asp Asn Ser Gln Ser Ser 70 75 80 gac ttc agt tca att ttt ggt gga aat agc ggt tca agt tca tcg act 526 Asp Phe Ser Ser Ile Phe Gly Gly Asn Ser Gly Ser Ser Ser Ser Thr 85 90 95 gat ggc tta cag ctt tct agt gaa ggc tct ggt gtc atc tac aaa aaa 574 Asp Gly Leu Gln Leu Ser Ser Glu Gly Ser Gly Val Ile Tyr Lys Lys 100 105 110 115 tct ggt ggt gat gcc tac gtt gta act aac tac cac gtt att gct ggt 622 Ser Gly Gly Asp Ala Tyr Val Val Thr Asn Tyr His Val Ile Ala Gly 120 125 130 aat agc tca ctt gat gtt ctg ctt tct ggt gga caa aaa gtc aaa gat 670 Asn Ser Ser Leu Asp Val Leu Leu Ser Gly Gly Gln Lys Val Lys Asp 135 140 145 tct gtg gtt ggt tat gat gaa tac aca gac ctt gct gtt ctt aaa atc 718 Ser Val Val Gly Tyr Asp Glu Tyr Thr Asp Leu Ala Val Leu Lys Ile 150 155 160 agt tct gaa cat gtc aaa gat gtg gcg aca ttc gct gat tct agt aaa 766 Ser Ser Glu His Val Lys Asp Val Ala Thr Phe Ala Asp Ser Ser Lys 165 170 175 tta aca att ggt gaa cet gcc att gcc gtt ggc tca cet tta ggt agt 814 Leu Thr Ile Gly Glu Pro Ala Ile Ala Val Gly Ser Pro Leu Gly Ser 180 185 190 195 caa ttt gca aac acc gca act gaa gga att tta tct gca aca agc cgt 862 Gln Phe Ala Asn Thr Ala Thr Glu Gly Ile Leu Ser Ala Thr Ser Arg 200 205 210 caa gtg act ttg acc caa gaa aat ggt caa aca act aat atc aat gca 910 Gln Val Thr Leu Thr Gln Glu Asn Gly Gln Thr Thr Asn Ile Asn Ala 215 220 225 att caa aca gat gct gcc att aac cet ggt aac tct gga ggg gct ttg 958 Ile Gln Thr Asp Ala Ala Ile Asn Pro Gly Asn Ser Gly Gly Ala Leu 230 235 240 att aat att gaa gga caa gtt att gga att act caa agt aaa att aca 1006 Ile Asn Ile Glu Gly Gln Val Ile Gly Ile Thr Gln Ser Lys Ile Thr 245 250 255 aca act gaa gat ggt tct act tct gtc gaa ggt tta gga ttt gcg att 1054 Thr Thr Glu Asp Gly Ser Thr Ser Val Glu Gly Leu Gly Phe Ala Ile 260 265 270 275 cet tct aat gat gtc gta aat atc att aat aaa ctt gaa gat gat ggt 1102 Pro Ser Asn Asp Val Val Asn Ile Ile Asn Lys Leu Glu Asp Asp Gly 280 285 290 aag att tca cgc cet gct tta ggt atc cga atg gtt gac ctt tca caa 1150 Lys Ile Ser Arg Pro Ala Leu Gly Ile Arg Met Val Asp Leu Ser Gln 295 300 305 tta tca aca aat gac agt tct caa ttg aaa tta cta agc agt gta aca 1198 Leu Ser Thr Asn Asp Ser Ser Gln Leu Lys Leu Leu Ser Ser Val Thr 310 315 320 ggt ggg gtt gtt gtt tac tcc gtc caa tct gga ctt cet gct gcc tca 1246 Gly Gly Val Val Val Tyr Ser Val Gln Ser Gly Leu Pro Ala Ala Ser 325 330 335 gct ggt ttg aaa gct gga gat gta att aca aag gtt ggc gat aca gca 1294 Ala Gly Leu Lys Ala Gly Asp Val Ile Thr Lys Val Gly Asp Thr Ala 340 345 350 355 gta acc tct tca aca gac ttg caa agt gct ctt tac tca cac aat atc 1342 Val Thr Ser Ser Thr Asp Leu Gln Ser Ala Leu Tyr Ser His Asn Ile 360 365 370 aat gat aca gta aaa gtt act tat tat cgt gat ggt aaa tca aat aca 1390 Asn Asp Thr Val Lys Val Thr Tyr Tyr Arg Asp Gly Lys Ser Asn Thr 375 380 385 gca gat gtt aaa ctt tct aaa tca acc agt gac tta gaa aca agc agt 1438 Ala Asp Val Lys Leu Ser Lys Ser Thr Ser Asp Leu Glu Thr Ser Ser 390 395 400 cca tct tct tct aat taataactta ataatttaat aaaagtcttc tgtaaataga 1493 Pro Ser Ser Ser Asn 405 aggctttttt catactaaag tctgaaattt ttaaaaataa taaatttcca tttttctttt 1553 attgatttat ggtaaaataa agttaagcat gaaaatttta ctttacttag aagccgaaca 1613 atttttgagt cattcaggaa ttggtcgtgc aatgaaacat caacaacgcg cccttgattt 1673 aatgggcatt gactggacaa aaaatcctga ggatgattac gatatcctcc atttaaatac 1733 ttatggc 1740 REVENDICATIONS 1) Procédé pour la production d'une protéine d'intérêt, caractérisé en ce qu'il comprend : - la mise en culture d'une souche bactérienne susceptible d'être obtenue à partir d'une bactérie à gram positif dont la taille du génome est au plus égale à 3,2 Mb, par mutation inactivant la protéase de surface HtrA de ladite bactérie, et exprimant ladite protéine d'intérêt, et - l'obtention de ladite protéine d'intérêt exportée par la bactérie. 2) Procédé selon la revendication 1, caractérisée en ce que la bactérie à gram positif de départ est choisie parmi les Streptococcaceae, les Lactobacillaceae, les Bacillaceae des genres Staphylococcus et Listeria, et les Enterococcaceae du genre Enterococcus. 3) Procédé selon la revendication 2, caractérisée en ce que la bactérie à gram positif de départ est choisie dans le groupe constitué par Lactococcus spp., Lactobacillus spp., et Streptococcus thermophilus. 4) Procédé selon une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que la souche bactérienne utilisée est également dépourvue de l'activité protéasique PrtP. 5) Souche bactérienne, susceptible d'être obtenue à partir d'une bactérie à gram positif dont la taille du génome est au plus égale à 3,2 Mb, telle que définie dans une quelconque des revendications 1 à 3, par mutation inactivant la protéase de surface HtrA de ladite bactérie, et comprenant en outre au moins une cassette d'expression d'un gène d'intérêt, à l'exception d'une souche de Lactobacillus helveticus comprenant une seule cassette d'expression, constituée par la séquence codant pour le gène rapporteur gusA insérée dans le gène htrA de ladite souche, sous contrôle transcriptionnel du promoteur dudit gène. 6) Souche bactérienne selon la revendication 5, caractérisée en ce qu'elle est également dépourvue de l'activité protéasique PrtP. 7) Utilisation d'une souche bactérienne telle que définie dans une quelconque des revendications 1 à 4, pour la préparation d'un produit fermenté. 8) Utilisation d'une souche bactérienne telle que définie dans une quelconque des revendications 1 à 4, pour la préparation d'un aliment diététique. 9) Utilisation d'une souche bactérienne telle que définie dans une quelconque des revendications 1 à 4, pour la préparation d'un médicament. 10) Utilisation selon la revendication 9, caractérisée en ce que ledit médicament est un vaccin.