FR 2762850 A1 19981106 FR 9705699 A 19970502 1 2762850 La présente invention concerne des lactoferrines recombinantes (rLf), leurs procédés de production par les plantes ainsi que leurs utilisations. On connaît dans l'art antérieur la publication de Mitra et al (1994) qui décrit la transformation de cellules de tabac avec la séquence d'ADN codant pour la lactoferrine humaine. Cependant, cette publication est limitée aux cellules végétales et ne permet d'obtenir des plantes régénérées à partir de ces cellules. En outre, la protéine exprimée n'est pas purifiée et semble de toute façon imparfaite puisque seul un fragment (48 kDa) est détecté au lieu de la protéine entière. On connaît également dans l'art antérieur la demande WO 9637094 qui décrit l'obtention de plantes résistantes aux virus en les transformant avec un gène codant pour la lactoferrine. Cependant, dans ce document également, la protéine n'est pas purifiée et le seul indice de sa présence est un test Western blot. La lactoferrine est une glycoprotéine de la famille des transferrines. Après sa découverte dans le lait de femme, la lactoferrine fut mise en évidence dans les laits de nombreuses autres espèces animales comme la vache, la chèvre, la truie, la souris et le cobaye, mais à des concentrations fort variables. Dans le lait de femme, la concentration de lactoferrine est de 1 à 2 g/l; celle-ci est particulièrement élevée dans le colostrum puis diminue au cours de la lactation. Dans le lait, la lactoferrine est présente principalement sous forme apo, c'est-à- dire non saturée en fer. La lactoferrine a, d'autre part, été découverte dans de nombreuses autres sécrétions telles que la salive, la bile, le suc pancréatique et les sécrétions de l'intestin grêle. On la retrouve dans la plupart des mucus comme les sécrétions bronchiques, les sécrétions vaginales, nasales et intestinales. La lactoferrine est présente également dans les leucocytes neutrophiles polymorphonucléaires o elle est localisée dans les granules secondaires des cellules ne possédant pas de myelopéroxydase. La lactoferrine leucocytaire est synthétisée au cours de la granulopolèse du stade promyélocytaire au stade métamyélocytaire. Lors de la dégranulation des neutrophiles, la lactoferrine se retrouve libérée dans le plasma à une concentration relativement faible (0,4 à 2 mg/t), comparativement au taux de transferrine présente dans le sang (2 à 3 g/l). Dès 1984, Metz-Boutigue et al. ont déterminé la séquence peptidique de la lactoferrine humaine (hLf). Cette séquence de 692 acides aminés a été confirmée par le clonage de l'ADNc de la lactoferrine de glande mammaire humaine (Powell et Ogden, 1990, Rey et al., 1990). La lactoferrine et la sérotransferrine possèdent une structure primaire et une conformation spatiale très proches. Ainsi, leur chaîne polypeptidique est formée de 2 lobes (lobe N terminal et lobe C terminal) reliés par un petit peptide en hélice alpha. Les homologies de séquence entre les moitiés N et C terminales de la 2 2762850 lactoferrine humaine atteignent 37%. Par hydrolyse trypsique de la lactoferrine humaine, Legrand et al. (1984) ont obtenu le fragment N trypsique (N-t) de 30 kDa (résidus d'acides aminés 4 à 283), et le fragment C trypsique (C-t) de 50 kDa (résidus d'acides aminés 284 à 692). En proportion équimolaire, ces fragments sont capables de se réassocier en un complexe non covalent N-t / C-t qui possède des propriétés électrophorétiques et spectroscopiques voisines de celle de la lactoferrine humaine (Legrandetal., 1986). La lactoferrine peut fixer de manière réversible 2 ions ferriques en développant une coloration rose saumon dont le maximum d'absorption est centré à 465 nm. La fixation de chaque ion ferrique nécessite celle d'un ion carbonate. A pH 6,4, la constante d'association pour le complexe [Fe3+]2-Lf est de l'ordre de 1024 Ml mais diminue avec le pH. Des études par diffraction des rayons X de la lactoferrine humaine à 3,2 A, à 2,8 A et à 2,2 A ont montré que chaque ion ferrique est coordinné à 2 résidus de tyrosine, une histidine, un acide aspartique et un ion carbonate. Ces acides aminés sont les mêmes dans chacun des 2 lobes. Les 2 sites de fixation du fer de la lactoferrine possèdent une forte aftinité pour ce métal mais le libèrent à des pH différents. Ainsi, le lobe N-t libère son fer à pH 5,8 (lobe acido labile), alors que le lobe C-t (lobe acido-stable) relargue son fer à pH 4. D'autres ions sont susceptibles de se fixer à la protéine, en particulier le gallium. Des chercheurs se sont intéressés à l'utilisation du complexe 67Ga-Lf comme traceur dans les diagnostiques anti-cancer et ont montré qu'après injection de 67Ga, le complexe se retrouve préférentiellement dans les tissus mammaires, dans les sécrétions physiologiques et pathologiques, ainsi que dans les lymphomes de Burkitt et Hodgkin. En ce qui concerne la glycosylation, la lactoferrine isolée du lait de femme porte 3 sites de glycolysation qui sont l'Asn'38, l'Asn479et l'Asn624, le premier étant situé dans le lobe N-t et les deux autres dans le C-t. La glycosylation s'effectue préférentiellement sur 2 sites (Asn'38 et Asn 479) dans 85 % des molécules alors que la glycosylation d'un site (Asn 479) et des trois sites simultanément se produit dans 5 et 9 % des cas respectivement. Les glycannes de la lactoferrine sont de type N-acétyllactosaminique mono ou disialylés et fucosylés (Spik et al., 1982). Les résidus de fucose sont branchés en at (1,6) sur la N-acétylglucosamine du point d'attache ou en a (1,3) sur la N- acétylglucosamnine 5' de l'antenne. La lactoferrine leucocytaire difflere de la précédente par l'absence totale de fucose. Alors que la sérotransferrine est incontestablement le principal transporteur de fer de l'ensemble des cellules de l'organisme, les rôles de la lactoferrine paraissent essentiellement liés à la défense de l'organisme et aux mécanismes inflammatoires, en agissant soit directement sur les micro-organismes pathogènes, soit indirectement sur les cellules immunitaires effectrices. 3 2762850 La lactoferrine est un agent antimicrobien dont l'action met en jeu plusieurs mécanismes. Le premier est l'effet bactériostatique de la lactoferrine par ferriprivation (Spik et al., 1978). En séquestrant le fer du milieu environnant, la lactoferrine inhibe la division des bactéries, le fer étant un élément indispensable à la biosynthèse de l'ADN. De plus, un mécanisme d'action plus complexe faisant intervenir des anticorps a été démontré. En effet, l'activité bactériostatique de la lactoferrine augmente en présence d'IgA et d'IgG spécifiques des bactéries pathogènes. D'autre part, le lysozyme peut associer son activité lytique pour les parois des bactéries Gram + à l'action de la lactoferrine. Ainsi, dans le lait, la lactoferrine, le lyzozyme et les anticorps peuvent agir en synergie lors d'une attaque microbienne. Le second effet antibactérien de la lactoferrine est lié à son pouvoir bactéricide. La lactoferrine se fixerait à la paroi des bactéries Gram- ce qui la déstabiliserait et provoquerait une libération des lipopolysaccharides (LPS). Les parois deviendraient ainsi plus fragiles et plus sensibles à l'action d'antibiotiques hydrophobes. Ces hypothèses ont été confirmées par l'utilisation de la microscopie électronique qui montre l'effet déstabilisateur de la lactoferrine sur les bactéries Gram-, dont E. coli. Une hypothèse a été émise selon laquelle la fixation de la lactoferrine s'effectuerait sur le lipide A des LPS, et qu'elle serait suivie par l'extraction de ces LPS de la membrane externe des bactéries, en les endommageant irrémédiablement. La région bactéricide de la lactoferrine humaine (lactoferricine A) et bovine (lactoferricine B) a été identifiée récemment: elles sont toutes deux localisées dans une boucle du lobe N-terminal, comprenant 18 acides aminés, boucle formée par un pont disulfure entre les résidus de Cys 20 et 37 pour la lactoferrine humaine et 19 à 36 pour la lactoferrine bovine. En outre, l'importance de la boucle formée par les résidus 28-34 de la lactoferrine humaine dans sa fixation aux LPS a été montrée. Ainsi, par ses activités bactériostatique et bactéricide, la lactoferrine présente dans le lait de femme protège le nourrisson des diarrhées infantiles. Un effet antifongique de la lactoferrine humaine a été établi sur plusieurs souches de Candida. Des études ont également été réalisées avec la lactoferrine bovine et ont démontré cette action à la fois sur des levures et sur des champignons filamenteux. L'effet de la lactoferricine bovine serait d'ailleurs supérieur à celui de l'apolactoferrine bovine entière et similaire à celui de la polymyxine B, un antibiotique de type peptide cationique connu pour ses propriétés de destabilisation des membranes. Il a été également démontré que la lactoferricine B interagit directement à la surface du champignon en induisant ainsi des modifications de son ultrastructure. Récemment, plusieurs auteurs ont mis en évidence une activité antivirale de la lactoferrine humaine. En effet, certains types de virus pénètrent dans la cellule par un mécanisme qui fait intervenir une adsorption des protéoglycannes des membranes des cellules cibles, suivie d'une fixation à un récepteur spécifique et par la fusion de la membrane virale avec celle de l'hôte. La lactoferrine se fixant aux héparanes sulfates des cellules grâce à sa forte basicité est ainsi capable d'inhiber l'adsorption de plusieurs types de virus. Des études in vitro très concluantes ont été réalisée avec le virus HIV (human immunodeficiency virus) et avec HCMV (human cytomegalovirus) avec une CI50 de l'ordre de 40tg/ml. Des résultats semblables ont été obtenus avec le virus HSV-l (herpes simplex virus type 1). Ces derniers travaux ont mis en évidence non seulement un blocage des récepteurs du virus (héparanes sulfates, protéoglycannes, récepteur LDL) mais aussi une possible interaction entre la lactoferrine et le virus. Ces rôles récemment découverts représentent une nouvelle voie dans la prévention et la thérapie, en particulier pour les malades immunodéficients ou récidivistes vis à vis de ces infections virales. Une des conséquences de l'inflammation d'un tissu est la formation de radicaux libres et la peroxydation des lipides. La formation de ces radicaux libres provient notamment des mécanismes de phagocytose de micro-organismes. Selon la réaction d'Haber-Weiss, les radicaux libres sont engendrés grâce au fer ferrique qui agit comme catalyseur de la réaction. Il a été démontré in vivo que la lactoferrine provenant de la dégranulation des neutrophiles stoppe la formation des radicaux libres extra-cellulaires en séquestrant immédiatement le fer qui catalyserait la formation de ces radicaux. Par cette action, la lactoferrine évite que les tissus ne soient endommagés. Par un mécanisme analogue, la lactoferrine inhibe la peroxydation des lipides et protège ainsi les membranes cellulaires sur lesquelles elle se fixe. Ces études ont ainsi démontré que la lactoferrine possède une activité anti-oxydante et anti- inflammatoire à la condition que la protéine soit sous sa forme privée de fer. La lactoferrine libérée par les granules leucocytaires a été identifiée comme un inhibiteur de la production des colonies de granulocytes et de macrophages en diminuant la production de GM-CSF (facteur de stimulation des colonies de granulocytes et de macrophages). Le mécanisme mis en jeu semble complexe puisque la lactoferrine agirait en inhibant la libération d'une monokine responsable elle-même de la libération du GM- CSF par les lymphocytes, les fibroblastes et les cellules endothéliales. Cette monokine a été identifiée à l'IL 1. De nombreux rôles de la lactoferrine, comme la suppression de la production d'anticorps, la régulation de l'activation du complément ou encore la régulation de l'activité des cellules NK (Natural Killer), impliquent des mécanismes qui sont régulés par des cytokines. Des études montrent que la lactoferrine peut exercer un rétrocontrôle négatif sur certaines cytokines comme l'IL1, l'IL2, et le TNFa afin d'empêcher la mobilisation et l'activation des leucocytes sur le lieu de l'inflammation. Zimecki et al., (1991) ont démontré que des thymocytes immatures CD4- CD8- incubés en présence de lactoferrine acquièrent le marqueur CD4+ caractéristique des lymphocytes auxiliaires. Ces auteurs mettent également en évidence différents changements phénotypiques et fonctionnels de cellules B mis en présence de lactoferrine (Zimecki et al., 1995). Un récepteur spécifique de la lactoferrine humaine a été caractérisé sur les lymphocytes activés (Mazurier et al., 1989). Par ailleurs, le site d'interaction de la lactoferrine avec son récepteur lymphocytaire a été décrit: Legrand et al. (1992) ont démontré qu'il était compris dans la région N terminale, et plus précisément dans les 50 premiers résidus de la lactoferrine. La lactoferrine semble réguler l'activité cytotoxique des cellules NK (Natural Killer et des cellules LAK à des doses très faibles (0,75 Mg/ml). La lactoferrine augmente de manière significative l'activité cytotoxique des cellules NK vis à vis des cellules tumorales et des cellules infectées par les rétrovirus. La lactoferrine agit aussi sur la cytotoxicité des monocytes. La cause de cette stimulation par la lactoferrine de l'activité cytotoxique des cellules NK, des lymphocytes mais aussi des cellules adhérentes peut être la conséquence, soit d'une activation des cellules tueuses à la suite de l'internalisation de la lactoferrine, soit d'une modification des cellules cibles qui deviendraient alors plus sensibles à la lyse. La lactoferrine exerce une activité facteur de croissance sur différentes cellules dans un milieu dépourvu de sérum de veau foetal. Cette activité a été mise en évidence notamment sur des lignées lymphocytaires humaines B et T et vis à vis d'une lignée murine macrophagique (P388 DI). La lactoferrine stimule également l'incorporation de thymidine tritiée dans l'ADN de cellules entérocytaires de rat. Le rôle du fer dans l'activité facteur de croissance reste encore controversée selon certains auteurs, la lactoferrine interviendrait en apportant le fer nécessaire à la prolifération cellulaire; pour d'autres, le fer ne jouerait aucun rôle, l'activité mitogène n'étant due qu'à la protéine elle-même. L'hypothèse que la lactoferrine est impliquée dans l'absorption intestinale du fer est venue de l'observation que chez les nourrissons alimentés au lait maternel, l'incidence de la carence en fer est très faible. De même, seuls ces enfants maintiennent un important stock de fer jusqu'à l'âge de 6 mois, ce qui suggère une grande biodisponibilité du fer contenu dans le lait de femme. Ainsi, le pourcentage d'absorption peut atteindre 81% au cours des trois premiers mois de la vie puis diminue rapidement. Parmi les différents constituants du lait de femme, la lactoferrine est le meilleur candidat pour expliquer, d'une part, l'importante bio-disponibilité du fer du lait et d'autre part, la régulation de cette absorption. Cox et al. ont étudié dès 1979 l'implication de la lactoferrine sur l'absorption du fer par l'intestin humain. Le récepteur entérocytaire de la lactoferrine a été mis en évidence pour la première fois chez le lapin, puis chez la souris. Enfin, le récepteur entérocytaire humain a été étudié et il a été montré sur des cultures de cellules entérocytaires HT29 que le nombre de récepteurs de lactoferrine était doublé en présence de chélateur de fer (Mikogami et ai., 1994, 1995). Cette augmentation est due à une synthèse de novo de récepteurs. L'expression du récepteur de la lactoferrine est donc régulée par le manque de fer et cette carence induit également une augmentation de l'internalisation du récepteur de la lactoferrine par les entérocytes. Ainsi, le récepteur de la lactoferrine semble jouer un rôle dans la nutrition martiale en particulier en cas de carence en fer. Ainsi, les nombreux rôles de la lactoferrine, et notamment ses activités anti- oxydantes, antimicrobiennes et antivirales donnent un intérêt majeur à cette protéine en terme de thérapie mais surtout de prophylaxie d'infections bactériennes, fongiques et virales mais aussi en ce qui concerne la prévention des chocs septiques survenants classiquement après une opération chirurgicale. La lactoferrine peut également être utilisée dans une méthode de traitement dermopharmaceutique et cosmetique, par exemple dans un traitement cosmétique anti- radicaux libres ou pour protéger la kératine des cheveux contre les agressions atmosphériques. DESCRIPTION DETAILLE DE L'INVENTION: L'invention concerne: -l'utilisation d'une séquence nucléotidique recombinante contenant, d'une part, un ADNc codant pour une lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou les protéines dérivées (on entend par protéine dérivée toute protéine présentant au moins 70 % d'homologie avec la protéine de référence, notamment au moins 80%, par exemple entre et 100%/o d'homologie et/ou présentant un profil de glycosylation différent tout en conservant les caractéristiques fonctionnelles de la lactoferrine de référence), et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire la lactoferrine ou les protéines dérivées, codées par ledit ADNc, notamment un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales, pour la transformation de cellules de plantes en vue de l'obtention, à partir de ces cellules, ou de plantes obtenues à partir de ces dernières, de lactoferrine ou des protéines dérivées, - une séquence nucléotidique recombinante, caractérisée en ce qu'elle contient d'une part la séquence codante pour la lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou les protéines dérivées et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire la lactoferrine ou les protéines dérivées codées par ladite séquence, notamment 7 2762850 un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales. -un vecteur, notamment un plasmide, contenant une séquence nucléotidique selon l'invention insérée le cas échéant en un site non essentiel pour sa réplication. -un hôte cellulaire, notamment toute bactérie telle que Agrobacterium tumefaciens, transformé par un vecteur selon l'invention, -un procédé d'obtention de lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou des protéines dérivées, caractérisé en ce qu'il comprend: - la transformation de cellules végétales, notamment à l'aide d'un hôte cellulaire selon l'invention, lui-même transformé par un vecteur selon l'invention, de manière à intégrer dans le génome de ces cellules une séquence recombinante selon l'invention, - le cas échéant, l'obtention de plantes transformées à partir des cellules transformées susmentionnées, - la récupération de la lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou des protéines dérivées recombinantes produits dans lesdites cellules ou plantes transformées susmentionnées, notamment par extraction, suivie, le cas échéant, par une purification, - une plante, un extrait de plante ou une partie de plante, notamment feuilles et/ou fruits et/ou semences et/ou cellules de plantes, transformés génétiquement, caractérisée en ce qu'elle contient une (ou plusieurs) sequence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) selon l'invention, intégrée(s) de façon stable dans leur génome, ces plantes étant choisies notamment parmi le colza, le tabac, le mais, le pois, la tomate, la carotte, le blé, l'orge, la pomme de terre, le soja, le tournesol, la laitue, le riz, la luzerne, et la betterave, -une lactoferrine, notamment une lactoferrine humaine, ou protéine dérivée caractérisée en ce qu'elle est obtenue selon le procédé de l'invention, une plante, un extrait de plante ou une partie de plantes, notamment feuilles et/ou fruits et/ou semences et/ou cellules de plantes, transformés génétiquement, caractérisés en ce qu'ils contiennent une lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou une protéine dérivée selon l'invention, ces plantes étant choisies notamment parmi le colza, le tabac, le mais, le pois, la tomate, la carotte, le blé, l'orge, la pomme de terre, le soja, le tournesol, la laitue, le riz, la luzerne, et la betterave. -l'utilisation de plantes, extraits de plantes ou parties de plantes selon l'invention, et/ou de protéines (lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou protéine dérivée) selon l'invention, pour l'obtention de compositions pharmaceutiques, médicales, odontologiques, cosmétiques ou biotechnologiques, -un Biomatériau et une composition pharmaceutique, médicale, odontologique, cosmétique ou biotechnologique. caractérisée en ce qu'elle comprend des plantes, 8 2762850 extraits de plante, parties de plantes et/ou de protéines (lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou protéine dérivée) selon l'invention. Une composition pharmaceutique selon l'invention comprend notamment toute composition selon l'invention constituant (ou entrant dans la fabrication d') une composition permettant de prévenir ou de traiter une pathologie ou un symptôme d'origine bactérienne, fongique ou virale, une inflammation ou une pathologie ayant une composante inflammatoire, les chocs septiques, une pathologie liée à un phénomène de croissance cellulaire ou à une carence en fer. Une composition cosmétique selon l'invention comprend notamment toute composition selon l'invention constituant (ou entrant dans la fabrication de) un additif pour préparation (crèmes, pommades, fards, onguents). Avantageusement, les séquences nucléotidiques recombinantes selon l'invention contiennent une (ou plusieurs) séquence(s) codant pour un peptide responsable de l'adressage des polypeptides recombinants dans un compartiment déterminé de la cellule végétale, notamment dans le réticulum endoplasmique ou dans les vacuoles, ou bien même à l'extérieur de la cellule, dans la paroi pectocellulosique ou dans l'espace extracellulaire aussi appelé apoplasme. Parmi les terminateurs de transcription susceptibles d'être utilisés pour la transformation de cellules de plantes dans le cadre de la présente invention, on peut citer le terminateur polyA 35S du virus de la mosaïque du chou-fleur (CaMV), ou le terminateur polyA NOS, qui correspond à la région en 3' non codante du gène de la nopaline synthase du plasmide Ti d'Agrobacterium tumefaciens souche à nopaline. A ce titre, l'invention a pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus contenant en aval dudit ADNc ou de sa séquence dérivée, le terminateur polyA 35S du CaMV, ou le terminateur polyA NOS d'Agrobacterium tumefaciens. Parmi les promoteurs de transcription susceptibles d'être utilisés pour la transformation de cellules de plantes dans le cadre de la présente invention, on peut citer: - le promoteur 35S (P35S), ou avantageusement le promoteur constitutif double 35S (Pd35S) du CaMV, ces promoteurs permettant l'expression des polypeptides recombinants de l'invention dans l'ensemble de la plante obtenue à partir de cellules transformées selon l'invention, et sont décrits dans rarticle de Kay et al., 1987, - le promoteur PCRU du gène de la cruciférine de radis permettant rexpression des polypeptides recombinants de rinvention uniquement dans les semences (ou graines) de la plante obtenue à partir de cellules transformées selon l'invention, et décrit dans l'article de Depigny-This et al., 1992, 9 2762850 les promoteurs PGEA1 et PGEA6 correspondant à la région 5' non codante des gènes de la protéine de réserve de graines, GEA1 et GEA6, respectivement, d'Arabidopsis thaliana (Gaubier et al., 1993), et permettant une expression spécifique dans les graines, - le promoteur chimérique super-promoteur PSP (Ni M et al., 1995), constitué de la fusion d'une triple répétition d'un élément activateur transcriptionnel du promoteur du gène de l'octopine synthase d'Agrobacterium tumefaciens, d'un élément activateur transcriptionnel du promoteur du gène de mannopine synthase et du promoteur mannopine synthase d'Agrobacterium tumefaciens, - le promoteur actine du riz suivi de l'intron actine de riz (PAR-IAR) contenu dans le plasmide pAct 1 -F4 décrit par McElroy et al. (1991), - le promoteur HMGW (High Molecular Weight Glutenine) d'orge (Anderson O.D. et al, 1989), - le promoteur du gène de yzéine de maïs (Pyzéine) contenu dans le plasmide py63 décrit dans Reina et al. (1990), et permettant l'expression dans l'albumen des semences de mais. A ce titre, l'invention a pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant en amont dudit ADNc ou de sa séquence dérivée, le promoteur constitutif double 35S (Pd35S) du CaMV, ou le promoteur PCRU du gène de la cruciférine de radis, ou les promoteurs PGEA1 ou PGEA6 d'Arabidopsis thaliana, ou le super-promoteur PSP d'Agrobacterium tumefaciens, ou le promoteur PAR-IAR du riz, le promoteur HMGW d'orge ou le promoteur pyzéine du maïs. Les séquences codant pour un peptide d'adressage utilisées dans le cadre de la présente invention, peuvent être d'origine végétale, humaine ou animale. Parmi les séquences codant pour un peptide d'adressage d'origine végétale, on peut citer: - la séquence nucléotidique de 69 nucleotides (indiquée dans les exemples qui suivent) codant pour le prépeptide (peptide signal) de 23 acides aminés de la sporamine A chez la patate douce, ce peptide signal permettant l'entrée des polypeptides recombinants de l'invention dans le système de sécrétion des cellules végétales transformées selon rinvention (à savoir principalement dans le réticulum endoplasmique), - la séquence nucléotidique de 42 nucléotides (indiquée dans les exemples qui suivent) codant pour le propeptide N- terminal d'adressage vacuolaire de 14 acides aminés de la sporamine A chez la patate douce, permettant l'accumulation des polypeptides recombinants de l'invention dans les vacuoles des cellules végétales transformées selon l'invention, - la séquence nucléotidique de 111 nucléotides (indiquée dans les exemples qui suivent) codant pour le prépropeptide de 37 acides aminés de la sporamine A constitué de la partie N-terminale vers la partie C-terminale des 23 acides aminés du peptide signal susmentionné suivis par les 14 acides aminés du propeptide susmentionné, ce prépropeptide permettant l'entrée de polypeptides recombinants de l'invention dans le 2762850 système de sécrétion et leur accumulation dans les vacuoles des cellules végétales transformées selon l'invention, les trois séquences susmentionnées étant décrites dans les articles de Murakami et al., 1986, et Matsuoka et al, 1991, - le propeptide carboxyterminal de la lectine d'orge décrit notamment dans les articles de Schroeder etal., 1993, et de Bednarek et al, 1991, - et le PRS (Pathogenesis Related Protein, Cornelissen et ai. 1986) permettant la sécrétion. On peut également citer, parmi les séquences codant pour un peptide d'adressage, celle codant pour les peptides KDEL, SEKDEL et HDEL et permettant un adressage dans le réticulum endoplasmique. L'invention a également pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant une séquence codantpour tout ou partie d'un peptide d'adressage vacuolaire, notamment celui de la sporamine A de la patate douce, cette séquence codant pour un peptide d'adressage vacuolaire étant située, dans ladite séquence nucléotidique recombinante, entre la séquence codant pour un peptide signal et celle codant pour ledit ADNc ou sa séquence dérivée, de telle sorte que le premier acide aminé N-terminal du peptide d'adressage vacuolaire soit lié au dernier acide aminé C- terminal du peptide signal, et que le dernier acide aminé C-terminal dudit peptide d'adressage soit lié au premier acide aminé N-terminal du polypeptide codé par ledit ADNc ou sa séquence dérivée, dans la protéine codée par ladite séquence nucléotidique recombinante. L'invention a également pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant une séquence codant pour tout ou partie d'un peptide d'adressage vacuolaire, notamment celui de la lectine d'orge, cette séquence codant pour un peptide d'adressage vacuolaire étant située, dans ladite séquence nucléotidique recombinante, en aval de la séquence codant pour ledit ADNc ou sa séquence dérivée, de telle sorte que le premier acide aminé N-terminal du peptide d'adressage vacuolaire soit lié au dernier acide aminé C- terminal du polypeptide codé par ledit ADNc ou sa séquence dérivée, dans la protéine codée par ladite séquence nucléotidique recombinante. EXEMPLES EXEMPLE 1: Construction du plasmide pBS-Lf renfermant l'ADNc complet codant la lactoferrine humaine. La lactoferrine est synthétisée sous la forme d'une pré-protéine dans laquelle la séquence codant pour la protéine mature de 692 acides aminés est précédée d'un peptide signal de 19 acides aminés (PSL), de séquence MKLVFLVLLFLGALGLCLA. L'ADNc entier contenant la séquence de ce peptide signal, a été utilisé dans ce travail. Il a été isolé à partir d'une banque d'ADNc de glande mammaire humaine il 2762850 (Clontech, refHL1037b, CA, USA) construite dans le vecteur,gt1 1. La banque a été criblée grâce à une sonde oligonucléotidique correspondant aux acides aminés du peptide signal (c'est-à-dire les acides aminés 1 à 19 de la hLf immature dite aussi prélactoferrine humaine) de la Lf par la technique d'hybridation sur réplique de nitrocellulose. Brièvement, les clones sont fixés dans un bain de NaOH 0,5M, NaCI 1,5M, pendant deux min avant d'être neutralisés dans une solution de NaCI 1,5 M, Tris-HCI 0,5 M, pH 7,4 durant 5 min. Les filtres sont alors rincés par du 2X SSC (17,5g/1 NaCI, 8,8g/1 citrate trisodique, QSP l). L'ADN est finalement fixé par cuisson 2h à 80 C. L'hybridation a été réalisée à l'aide de la sonde oligonucléotidique décrite ci-dessus marquée au 32p, à raison de 106cpm/ml de solution d'hybridation (6X SSC, O10X Denhardt, 0,1% (p/v) nonidet NP40 (octyl phenoxypolyethoxyethanol, Sigma), 100gg/ml d'ADN de sperme de saumon) durant une nuit, à 65 C. Les répliques sont alors lavées 4 fois dans un solution de 2X SSC, 0,1%SDS à 42 C, avant d'être placés en exposition. Par hydrolyse ménagée de;gtl l par EcoRI (3 U/gg d'ADN pendant 2 rmin à 37 C), I'ADNc entier de la Lf a été cloné dans le plasmide pBluescript SK (Stratagène, La Jolla, USA) au site EcoRI, conduisant ainsi au plasmide pBS-Lf. EXEMPLE 2: Construction du plasmide pBS-12 renfermant r'ADNc complet codant la lactoferrine humaine modifié en son extrémité 3'. Une modification en 3' de l'ADNc de la lactoferrine humaine a été opérée afin de pouvoir fusionner la séquence située en aval du codon stop avec le terminateur contenu dans pBIOC21, décrit ultérieurement. Par PCR, cette modification a permis de supprimer le site naturel de restriction EcoRI (GAATTC) en amont du codon stop, d'en créer un 9 paires de bases en aval, suivi d'un site XbaI (TCTAGA). Cette PCR sur matrice pBS-Lf a été effectuée grâce au jeu d'oligodésoxynucléotides suivant: oligo 5': 5' ATGACAACACTGAGTGTCTGGCC 3' (correspondant aux acides nucléiques 1991 à 2011, c'est-à-dire aux acides aminés 664 à 671 de la hLf immature) oligo 3': 5'CCGTCTAGAGAATTCGTTTTACTTCCTGAGGAGTTCAC 3', qui contient les sites de mutations (oligonucléotide chevauchant le codon stop, correspondant à l'acide aminé 711 de la hLfimmature). Conditions de PCR: Les réactifs utilisés lors des différentes PCR sont fournis par Promega (Charbonnière, France), les oligodésoxynucléotides sont synthétisés par Eurogentec 12 /2762850 (Seraing, Belgique). Dans chaque cas, 5 ng de matrice sont incubés en présence de 100 pmol de chacun des deux oligodésoxynucléotides, 3 Ml de dNTP 10 nM, 6 1l de MgCI2 mM, 0,5 il (2,5 U) de Taq DNA polymerase, dans un volume final de 100 gl comprenant le tampon du fournisseur. La PCR a été réalisée par un bio-med THERMOCYCLER 60 (B. Braun). La première dénaturation a eu lieu 5 min à 94 C. Elle a été suivie de 30 cycles comprenant chacun 1 min à 94 C, 1 min à ( Tm-10 C soit 50 C) et 1 min à 72 C. Pour terminer, une dernière phase d'élongation de 5 min à 72 C a été effectuée. Le produit issu de cette PCR contient le site unique NdeI (acide aminé 678 de la hLfimmature) de l'ADNc de la lactoferrine. Ainsi, ce fragment a été hydrolysé par XbaI et NdeI et sous-cloné dans pBS-Lf délété du fragment NdeI-XbaI, ce qui a permis l'obtention du plasmide pBS-12. Les conditions de ligation ont été les suivantes: 100ng de plasmides et 100ng d'inserts ont été incubés 1 nuit à 16 C, en présence de 4U de T4 DNA ligase (Stratagene), dans le tampon et les conditions préconisés par le fournisseur, soit dans un volume final de 50gl contenant entre autre lpl d'ATP 10 mM. Ces conditions ont été utilisées pour toutes les réactions de ligation décrites ci-après. Le produit issu de la ligation a permis la transformation de bactéries DH5c préalablement rendues compétentes par la technique au Rubididum décrite ci-dessous. Préparation des bactéries compétentes: 1 ml de culture de nuit de DH5c est remis en culture dans du milieu LB (lOg/l de bactotryptone, ( g/l de yeast extract, 5 g/l de NaCI) contenant du KCI (250 mM) et du MgSO4 (16 mM) jusqu'à l'obtention d'une DO650 de 0,3. La suspension bactérienne est alors centrifugée à 2500 rpm pendant 5 min à 4 C; le culot est repris dans du tampon Tfbl (RbCI 100mM, MnC12 50 mM, CaCl2 10mM, KOAc 10mM, glycérol 15%, pH5,8 ajusté avec HOAc 0,2M), incubé sur la glace durant 15 min puis centrifugé de nouveau dans les mêmes conditions. Le culot est cette fois repris par 6,5 ml de tampon Tfb2 (MOPS 10 mM, RbCl 10 mM, CaCl2 75 mM, Glycerol 15%, pH7 ajusté avec NaOH 0,5M). Les cellules sont alors réparties à raison de 200 Mi par tube et stockées à - 80 C pour les étapes ultérieures de transformation. Lors de l'étape de transformation, les cellules sont décongelées sur la glace, la solution d'ADN (25 il de la réaction de ligation, soit 50 ng d'ADN) est ajoutée à 200 pl de DH5a compétentes. La suspension est incubée 20 min sur la glace puis plongée dans un bain-marie à 42 C pendant 90 sec et replacée sur la glace durant 5 min. La suspension est remise en culture liquide dans du milieu LB pendant 1 h, puis étalée sur milieu LB 13 2762850 contenant le marqueur de sélection. Après une culture d'une nuit à 37 C, les clones sont analysés. Cette technique a été utilisée pour toutes les transformations ultérieures. Après analyse des clones de pBS12, la séquence du fragment amplifié par PCR est confirmée par séquençage (Sanger et al., 1975) de ce plasmide (Sequenase DNA sequencing kit, United States Biochemical Corporation, Cleveland, USA). EXEMPLE 3: Construction du plasmide pBS-14 dérivé de pBS-12 renfermant i'ADNc codant la lactoferrine humaine dont la séquence du peptide signal (PSLf) a été remplacée par celle du peptide signal de la sporamine de patate douce (PSSp). Premièrement, par PCR, un site SalI a été introduit en aval de XhoI dans l'ADNc de la Lf, au niveau du premier codon de la séquence de la protéine mature, afin de pouvoir fusionner avec la séquence codant le peptide signal de la sporamine de patate douce (PSSp; Murakami et al., 1986; Matsuoka et al., 1991) permettant théoriquement la sécrétion. Le peptide signal de la sporamine de patate douce est constitué de 23 acides aminés de séquence: MKAFTLALFLALSLYLLPNPAHS. Les oligodésoxynucléotides, oligo 5': 5' TAACTCGAGGCCGGGTCGACGGAGAAGGAGTGTTCAGTG 3' contenant SalI (GTCGAC) et XhoI (CTCGAG); acides aminés 16 à 28 de la hLf immature, et, oligo3': 5' ACCCGTCCAATTCAAGAATGGACGAAG 3' contenant XcmI (CCAATTCAAGAATGG, acide aminé 153 de la hLfimmature), ont été utilisés pour cette PCR sur matrice pBS-12 dans les conditions sont décrites précédemment. Le fragment issu de PCR a été hydrolysé par XhoI et XcmI. I a été inséré aux sites XhoI et XcmI de pBS-12 en mettant en oeuvre les conditions de ligation décrites précédemment. La transformation a été réalisée comme décrite précédemment. Le plasmide résultant est appelé pBS-13. Sa séquence a été vérifiée par séquençage comme décrit précédemment. Deuxièmement, afin de fusionner l'ADNc du peptide signal de la sporamine à celui de la Lf mature, un site SalI (GTCGAC) a été introduit par PCR au niveau du dernier codon de la séquence du peptide de la sporamine, ainsi qu'un site XhoI (CTCGAG) suivi d'un site EcoRI immédiatement en amont du codon d'initiation ATG. Ces modifications ont été réalisées par PCR, sur matrice pMATIO3 selon les 14 2762850 conditions décrites ci-dessus. Les oligodéoxynucléotides choisis ont permis l'insertion de ces différents sites de restriction: oligo 5': 5' TCCCTCGAGGAATTCATGAAAGCCTTCACACTC 3', et, oligo 3': 5' TCCGTCGACCGGAATGGGCTGGATTGGGCAGG 3'. Après digestion du fragment amplifié par XhoI et Sal I, celui-ci a été sous-cloné dans pBS-13 préalablement hydrolysé par XhoI et SalI. Le plasmide résultant pBS-14 a été vérifié par séquencçage des 500 premiers nucléotides de la protéine chimérique. EXEMPLE 4: Construction de pBIOC21. L'expression dans les feuilles et les graines de tabac de l'ADNc codant la lactoferrine humaine a nécessité les séquences régulatrices suivantes: 1. le promoteur constitutif double 35S (Pd35S) du CaMV (virus de la mosaïque du chou-fleur). I correspond à une duplication des séquences activant la transcription situées en amont de l'rélément TATA du promoteur 35S naturel (Kay et al., 1987); 2. la séquence terminatrice de transcription, terminateur polyA 35S (T35S), qui correspond à la région 3' non codante de la séquence du virus à ADN bicaténaire circulaire de la mosaïque du chou-fleur produisant le transcrit 35S (Franck et al., 1980). Les constructions des différents plasmides via l'utilisation des techniques d'ADN recombinant dérivent de pBIOC4. Le plasmide bianire dérive de pGA492 (An, 1986). Le plasmide dérivant de pBIOC4 et contenant la cassette d'expression "PD35S-T35S" est le plasmide pBIOC21. Les différents éléments permettant de reproduire ces constructions sont par exemple contenus dans la description de la demande de brevet W09633277 qui est incorporée par référence. EXEMPLE 5: Construction de pBIOC21-PSLf-Lf. Le plasmide pBS-12 a été hydrolysé par EcoRI pour isoler le fragment de 2160 paires de bases correspondant à la séquence codant la lactoferrine humaine précédée de son peptide signal naturel. Ce fragment a été sous-cloné dans le plasmide binaire pBIOC21 préalablement linéarisé en EcoRI et déphosphorylé. Le plasmide binaire obtenu est appelé pBIOC21-PSLf-Lf. La réaction de déphosphorylation est appliquée à 800 ng d'ADN en présence de lU de CIP (Stratagene) dans le tampon du fournisseur, dans un volume de 40gl pendant 30 min 2762850 à 37 C. Les réactions de ligation et de transformation de la souche DH5ca d'Escherichia coli ont été réalisées comme mentionné ci-dessus. L'ADN plasmidique de pBIOC21-PSLf-Lf a été introduit dans la souche LBA4404 d'Agrobacterium tumefaciens selon le procédé de Holsters (1978). La validité des clones retenus est vérifiée par digestion enzymatique de l'ADN plasmidique introduit. EXEMPLE 6: Construction de pBIOC21-PSSp-Lf. L'ADNc codant la protéine chimérique "PSSp-Lf" a été excisé de pBS-14 par hydrolyse par EcoRI. Ce fragment codant de 2150 paires de bases a été sous-cloné au site EcoRI déphosphorylé de pBIOC21. Le plasmide binaire obtenu est appelé pBIOC21-PSSp-Lf. Les réactions de déphosphorylation, ligation, transformation de la souche DH5c d'Escherichia coli ont été réalisées comme mentionné ci-dessus. L'ADN plasmidique de pBIOC21-PSSp-Lf a été introduit dans la souche LBA4404 d'Agrobacterium tumefaciens selon le procédé de Holsters (1978). La validité des clones retenus est vérifiée par digestion enzymatique de l'ADN plasmidique introduit. EXEMPLE 7: Construction de pACT-IA-PSLf-Lf L'expression constitutive dans les semences de mais a nécessité les séquences régulatrices suivantes: promoteur actine de riz suivi de l'intron actine de riz (pAR-IAR) contenu dans le plasmide pActl -F4 décrit par McElroy et al. (1991); - la séquence terminatrice de transcription, terminateur polyA NOS, qui correspond à la région en 3' non codante du gène de la nopaline synthase du plasmide Ti d'Agrobacterium tumefaciens souche à nopaline (Depicker et al., 1982). Le plasmide pBSII-pAR-IAR-tNOS dans lequel a été inséré la séquence codant "PSLf- Lf" est décrit par exemple dans la demande de brevet W09633277 qui est incorporée par référence. La séquence codant "PSLf-Lf" a été isolée par digestion enzymatique EcoRI à partir de pBS-12. Le fragment digéré a été purifié par électrophorèse sur gel d'agarose à 0,8%, puis soumis à l'électroélution, à la précipitation alcoolique, séché, repris dans H20. Il a été traité par action de renzyme Klenow (New England Biolabs) selon les recommandations du fabricant. Il a été inséré dans le plasmide pBSII-pAR- IAR-tNOS digéré doublement par SalI et NcoI, purifié, traité à renzyme Mung Bean Nucléase (New England Biolabs) et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations des fabricants. La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé et 200 ng de fragments d'ADN contenant la séquence codant pour "PSLf-Lf", décrits ci-dessus, dans un milieu réactionnel de 20 pl en présence de 2 Rl de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 pl de 50/o polyethylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14 C pendant 16 heures. Les bactéries, Escherichia coli DH5c rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 50 gg/ml ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le plasmide résultant a été appelé pACT-IA-PSLf-Lf. EXEMPLE 8: Construction de pACT-IA-PSSp-Lf La construction pACT-IA-PSSpLf est similaire à pACT-IA-PSLf-Lf excepté que la séquence "PSLf-Lf" a été remplacée par celle codant "PSSp-Lf" correspondant au fragment EcoRI traité par l'enzyme Klenow (New England Biolabs), isolé à partir de pBS-14. Le plasmide résultant est appelé pACT-IA-PSSp-Lf. EXEMPLE 9: Construction de pgzeine-PSLf-Lf L'expression dans l'albumen des semences de maïs a nécessité les séquences régulatrices suivantes: - le promoteur du gène gamma (g) de zéine de mais (Pgzéine) contenu dans le plasmide p63 décrit dans Reina et aL, 1990. Le plasmide p63 résulte du clonage de Pgzéine, en remplacement du promoteur 35S (P35S), aux sites HindIll et XbaI du plasmide pUC18 renfermant, entre ses sites HindIII et EcoRI, la cassette d'expression "P35S-gus-TNOS" de pBI221 commercialisé par Clontech. Il permet une expression dans l'albumen des semences de mais. - la séquence terminatrice de transcription, terminateur polyA NOS, qui correspond à la région en 3' non codante du gène de la nopaline synthase du plasmide Ti d'Agrobacterium tumefaciens souche à nopaline (Depicker et al., 1982). Le plasmide pgzéine-PSLf-Lf o la séquence "PSLf-Lf" est placée sous contrôle du Pgzéine, a été obtenu par clonage aux sites, SacI et BamHI, traités par l'enzyme T4 DNA polymérase (New England Biolabs), puis déphosphorylés par l'enzyme phosphatase alcaline de veau (Boehringer Mannheim) du plasmide p63, du fragment 17 2762850 EcoRI traité à la Klenow (New England Biolabs) isolé à partir de pBS-12. La ligation a été réalisée comme décrite dans l'exemple 7. Les bactéries, Escherichia coli DH5a rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 50 lig/ml ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le clone résultant a été appelé pgzéine-PSLf-Lf. EXEMPLE 10: Construction de pgzéine-PSSp-Lf La construction pgzéine-PSSpLf est similaire à pgzéine-PSLf-Lf excepté que la séquence codant "PSLfLf" a été remplacée par celle codant "PSSp-Lf" correspondant au fragment EcoRI traité par l'enzyme Klenow (New England Biolabs), isolé à partir de pBS-14. Le plasmide résultant est appelé pgzêine-PSSp-Lf. EXEMPLE 11: OBTENTION DE PLANTS DE SOLANACEES TRANSGENIQUES. A. Transformation des plantes de tabac. Les plants de tabac utilisées pour les expériences de transformation (Nicotiana tabacum var. Xanthi NC) sont cultivées in vitro sur le milieu de base de Murashige et Skoog (1962) additionné des vitamines de Gamborg et al. (1968, Sigma référence M0404) de saccharose à 20 g/l et d'agar (Merck) à 8 g/l. Le pH du milieu est ajusté à 5,8 avec une solution de potasse avant autoclave à 120 C pendant 20 min. Les plantules de tabac sont repiquées par bouture des entre-noeuds tous les 30 jours sur ce milieu de multiplication MS20 (M0404 à 4,4 g/l, saccharose à 20 g/l, agar agar à 8 g/l, pH5,7). Toutes les cultures in vitro sont réalisées en enceinte climatisée, dans les conditions définies ci-dessous: - intensité lumineuse de 30 liE.m-2. S-1; photopériode de 16h; - thermopériode de 26 C le jour, 24 C la nuit. La technique de transformation utilisée est dérivée de celle de Horsch et al. (1985). Une préculture d'Agrobacterium tumefaciens souche LBA4404 contenant les plasmides binaires est réalisée durant 48h à 28 C sous agitation, dans du milieu LB additionné des antibiotiques adéquats (rifampicine et tétracycline). La préculture est ensuite diluée au 50ème dans le même milieu et cultivée dans les mêmes conditions. Après une nuit, la culture est centrifugée (10 min., 3000 g), les bactéries sont reprises 18 2762850 dans un volume équivalent de milieu MS30 liquide (M0404 à 4,4 g/l, saccharose à 30 g/l, pH5,7) et cette suspension est diluée au 10ème. Des explants d'environ 1 cm2 sont découpés à partir des feuilles des plantules décrites ci-dessus. Ils sont ensuite mis au contact de la suspension bactérienne pendant lh, puis séchés rapidement sur papier filtre et placés sur un milieu de coculture (MS30 solide correspond à MS30 liquide additionné d'agar agar à 8 g/l, de BAP 1 mg/I et d'ANA 0,1 mg/T). Après 2 jours, les explants sont transférés en boîtes de Pétri sur le milieu de régénération MS30 (correspondant au milieu de coculture supplémenté en kanamycine à 200 mg/i et augmentin à 400 mg/l). Ce milieu contient un agent sélectif, la kanamycine (200 mg/l), un bactériostatique, raugmentin (400 mg/l) et les hormones nécessaires à l'induction de bourgeons (BAP, 1 mg/A et ANA, 0,1 mg/l). Un repiquage des explants est effectué sur le même milieu après 2 semaines de culture. Après 2 semaines supplémentaires, les bourgeons sont repiqués en boîtes de Pétri sur le milieu de développement composé du milieu MS20 additionné de kanamycine et d'augmentin. Après 15 jours, les bourgeons sont repiqués de moitié. L'enracinement prend environ 20 jours, au terme desquels les plantules peuvent être clonées par bouture d'entre-noeuds ou sorties en serre. B. Obtention de plantes de tomate transgéniques. Les graines de tomate cv. UC82B sont stérilisées au Domestos 10%/o 15 min. et rincées 3 fois dans de l'eau stérile. Le dernier rinçage est effectué pendant 10 min. sous agitation. Les graines ainsi stérilisées sont mises à germer sur milieu MSSV/2 (milieu de base de Murashige et Skoog (1962, Sigma référence M6899)/2 additionné des vitamines de Nitsch (Thomas et Pratt, 1981), de saccharose à 30 g/t, d'agar (Merck) à 8 g/T, pHS,9, pendant 7 ou 8 jours en chambre climatisée (intensité lumineuse de 30 1iE.m-2, S-1, photopériode de 16 h/8 h, 26 C). La technique de transformation utilisée est dérivée de celle de Fillatti et al. (1987). Une préculture d'Agrobacterium tumefaciens souche LBA4404 contenant les plasmides binaires est réalisée pendant 24 h à 28 C sous agitation dans du milieu LB additionné des antibiotiques adéquats (rifampicine et tétracycline). La préculture est ensuite diluée au ème dans le même milieu et cultivée dans les mêmes conditions pendant une nuit. La DO à 600 nm est mesurée, les agrobactéries sont centrifugées (10 min, 3000 g) et repris dans du milieu KCMS liquide (décrit dans la publication de Fillatti et al., 1987) de manière à obtenir une DO à 600 nm de 0,8. Des améliorations techniques ont été apportées à certaines étapes du protocole de Fillatti et al. (1987). 19 2762850 La préculture des explants et la coculture sont réalisées comme décrit par Fillatti et al. (1987) excepté que le milieu KCMS est supplémenté en acétosyringone (200 mM). Le milieu de lavage 2Z diffère par l'addition de céfotaxime à 500 mg/1 au lieu de carbénicilline. Le milieu de développement utilisé est composé du milieu de base de Murashige et Skoog (Sigma MS6899) additionné des vitamines de Nitsch, de saccharose à 20 g/1, de kanamycine à 50 mg/l, d'augmentin à 200 mg/l, d'ANA à 1 mg/l et de zéatine à 0,5 mg/l. EXEMPLE 12: OBTENTION DE PLANTS DE COLZA TRANSGENIQUES. Les graines de colza de printemps (Brassica napus cv WESTAR ou lignées Limagrain) sont désinfectées pendant 40 minutes dans une solution de Domestos à 15%. Après 4 rinçages à l'eau stérile, les graines sont mises à germer, à raison de 20 graines par pot de 7 cm de diamètre et 10 cm de haut, sur du milieu minéral de Murashige et Skoog (Sigma M 5519) avec 30g/1 de saccharose et solidifié avec de l'agargel à 5g/1. Ces pots sont placés dans une chambre de culture à 26 C avec une photopériode de 161h/8h et sous une intensité lumineuse de l'ordre de 80 pE m-2 s-l. Après 5 jours de germination, les cotylédons sont prélevés stérilement en coupant chaque pétiole environ 1 mm au-dessus du noeud cotyllédonaire. Parallèlement une préculture d'Agrobacterium tumefaciens souche LBA4404, contenant le plasmide binaire, est réalisée en erlenmeyer de 50 ml, pendant 36 h à 28 C dans 10 ml de milieu bactérien 2YT complémenté avec les antibiotiques utiles à la sélection de la souche utilisée. Cette préculture sert à ensemencer à 1% une nouvelle culture bactérienne effectuée dans les mêmes conditions. Au bout de 14 h la culture est centrifugée 15 min à 3000 g et les bactéries sont reprises dans un volume équivalent de milieu de germination liquide. Cette suspension est distribuée dans des boîtes de pétri de 5 cm de diamètre à raison de 5 ml/boîte. L'extrémité sectionnée du pétiole est immergée quelques secondes dans la solution d'agrobactéries ainsi préparées, puis le pétiole est enfoncé de quelques millimètres dans le milieu de régénération. Ce milieu a la même composition de base que le milieu de germination avec en plus 4 mg/l de benzyl-amino-purine (BAP), phytohormone favorisant la néoformation de bourgeons. Dix explants (cotylédon avec pétiole) sont mis en culture par boîte de pétri de 9 cm de diamètre (Greiner référence 664102). * Après 2 jours de coculture dans les mêmes conditions environnementales que les germinations, les explants sont repiqués dans des boîtes phytatray (Sigma, référence P1552) contenant le milieu précédent complémenté avec un agent sélectif 45 mg/1 de sulfate de kanamycine (Sigma, référence K4000) et un bactériostatique: mélange de 1/6 2762850 (en poids) de sel de potassium d'acide clavulanique et de 5/6 sel de sodium d'amoxicilline (Augmentin injectable) à raison de 600 mg/l. Deux fois de suite, à 3 semaines d'intervalle, les explants sont repiqués stérilement sur du milieu neuf dans les mêmes conditions. Les bourgeons verts apparus à la fin du deuxième ou du troisième repiquage sont séparés de l'explant et mis en culture individuellement dans des pots transparents de 5 cm de diamètre et de 10 cm de haut contenant un milieu identique au précédent mais dépourvu de BAP. Après 3 semaines de culture la tige du bourgeon transformé est sectionnée et le bourgeon est repiqué dans un pot de milieu frais. Au bout de trois à quatre semaines les racines sont assez développées pour permettre l'acclimatation de la plantule dans un phytotron. Les bourgeons qui ne sont pas verts ou enracinés sont éliminés. Ces plantules sont alors transplantées dans des godets de 7 cm de côté remplis de terreau (norme NF U44551: 40%/o tourbe brune, 30,%o bruyère tamisée et 30% sable) saturé en eau. Après deux semaines d'acclimatation en phytotron (température 21 C, photopériode 16h/8h et 84% d'humidité relative), les plantules sont rempotées dans des pots de 12 cm de diamètre remplis du même terreau enrichi en engrais retard (Osmocote, à raison de 4 g/i de terreau) puis transportées en serre (classe S2) régulée à 1 8 C, avec deux arrosages quotidien de 2 minutes à l'eau. Dès l'apparition de fleurs celles-ci sont ensachées (Crispac, référence SM 570y 300 mm*700 mm) de façon à empêcher la fécondation croisée. Lorsque les siliques sont arrivées à maturité, elles sont récoltées, séchées, puis battues. Les graines obtenues servent au dosage de l'activité biochimique. La sélection de la descendance transgénique se fait par germination sur un milieu contenant du sulfate de kanamrnycine à raison de 100 à 150 mg/l (selon les génotypes). Les conditions opératoires sont identiques à celles décrites ci-dessus à ceci près que les germinations sont effectuées en tubes de verre avec une seule graine par tube. Seules les plantules développant des racines secondaires les trois premières semaines sont acclimatées en phytotron avant d'être passées en serre. EXEMPLE 13: OBTENTION DE PLANTES DE MAiS TRANSGENIQUES. A. Obtention et utilisation de cal de mais comme cible pour la transformation génétique. La transformation génétique du mais, quelle que soit la méthode employée (électroporation; Agrobacterium, microfibres, canon à particules), requiert généralement l'utilisation de cellules indifférenciées en divisions rapides ayant conservé une aptitude à la régénération de plantes entières. Ce type de cellules compose le cal friable embryogène (dit de type II) de maïs. 21 2762850 Ces cals sont obtenus à partir d'embryons immatures de génotype Hi Il ou(A188 x B73) selon la méthode et sur les milieux décrits par Armstrong (1994). Les cals ainsi obtenus sont multipliés et maintenus par repiquages successifs tous les quinze jours sur le milieu d'initiation. Des plantules sont ensuite régénérées à partir de ces cals en modifiant l'équilibre hormonal et osmotique des cellules selon la méthode décrite par Vain et al. (1989). Ces plantes sont ensuite acclimatées en serre o elles peuvent être croisées ou autofécondées. B. Utilisation du canon à particules pour la transformation génétique du mass. Le paragraphe précédent décrit l'obtention et la régénération des lignées cellulaires nécessaires à la transformation; on décrit ici une méthode de transformation génétique conduisant à rintégration stable des gènes modifiés dans le génome de la plante. Cette méthode repose sur l'utilisation d'un canon à particules identique à celui décrit par J. Finer (1992); les cellules cibles sont des fragments de cals décrits dans le paragraphe 1. Ces fragments d'une surface de 10 à 20 mrnm2 ont été disposés, 4 h avant bombardement, à raison de 16 fragments par boite au centre d'un boite de petri contenant un milieu de culture identique au milieu d'initiation, additionné de 0,2 M de mannitol + 0,2 M de sorbitol. Les plasmides portant les gênes à introduire sont purifiés sur colonne Qiagen,, en suivant les instructions du fabricant. Ils sont ensuite précipités sur des particules de tungsten (M10) en suivant le protocole décrit par Klein (1987). Les particules ainsi enrobées sont projetées vers les cellules cibles à l'aide du canon et selon le protocole décrit par J. Finer (1992). Les boites de cals ainsi bombardées sont ensuite scellées à l'aide de Scellofrais, puis cultivées à l'obscurité à 27 C. Le premier repiquage a lieu 24 h après, puis tous les quinze jours pendant 3 mois sur milieu identique au milieu d'initiation additionné d'un agent sélectif dont la nature et la concentration peuvent varier selon le gène utilisé (voir paragraphe 3). Les agents sélectifs utilisables consistent généralement en composés actifs de certains herbicides (Basta 'm, Round upTm,) ou certains antibiotiques (Hygromycine, Kanamycine...). On obtient après 3 mois ou parfois plus tôt, des cals dont la croissance n'est pas inhibée par l'agent sélection, habituellement et majoritairement composés de cellules résultant de la division d'une cellule ayant intégré dans son patrimoine génétique une ou plusieurs copies du gène de sélection. La fréquence d'obtention de tels cals est d'environ 0,8 cal par boite bombardée. Ces cals sont identifiés, individualisés, amplifiés puis cultivés de façon à régénérer des plantules (cf. paragraphe A exemple 13). Afin d'éviter toute interférence avec des 22 2762850 cellules non transformées toutes ces opérations sont menées sur des milieux de culture contenant l'agent sélectif Les plantes ainsi régénérées sont acclimatées puis cultivées en serre o elles peuvent être croisées ou autofécondées. Les plantes obtenues selon l'invention possèdent un phénotype distant de celui obtenu dans W09637094. EXEMPLE 14: Détection des lactoferrines humaines recombinantes (rhLf). Afin de tester les plantes les plus productives, une extraction des protéines solubles a été réalisée sur une vingtaine d'événements de transformation pour chacune des constructions pBIOC21-PSLf-Lf et pBIOC21-PSSp-Lf, suivie d'une mise en évidence qualitative et quantitative de la Lf recombinante (rhLf). Ainsi, les feuilles ont été broyées dans l'azote liquide jusqu'à l'obtention d'une poudre fine. Les protéines solubles ont été extraites à partir de la matière végétale par un tampon d'extraction (Tris-HCI 50 mM, EDTA 1 mM, NaCI 100 mNM, Triton X 100 0.1 %, pH6,5), à raison de 4 ml de tampon par gramme de feuille. Après centrifugation de l'extrait pendant 30 min à 13 000 g, le surnageant a été décanté, filtré et utilisé pour les étapes ultérieures de mise en évidence de la lactoferrine recombinante. Méthode ELISA de dtection de la Lactoferrine (Mikoganmi et a4, 1994). La sélection d'un transformant pour chaque type de construction moléculaire se fait en comparant la quantité de Lf recombinante à la quantité de protéines solubles. Le dosage des protéines solubles a été réalisé par microtitration (Promega, Charbonnière, France), et le taux d'expression de rhLf a été mesuré par technique ELISA décrite ci- dessous. Un anticorps polyclonal de lapin anti-lactoferrine humaine a été produit comme suit: L'immunisation du lapin a été réalisée par 3 injections intramusculaires successives de hLf Lors de la première injection, 1 mg de hLf dissoute dans 0,25 ml de sérum physiologique apyrogène et 0,25 ml d'adjuvant complet de Freund (Difco) ont été injectés. Après 2 semaines, une seconde injection a été réalisée avec 1 mg de hLf dissoute dans 0,25 ml de sérum physiologique apyrogène et 0,25 ml d'adjuvant imcomplet de Freund (Difco). Puis, au bout de 4 semaines, une troisième injection a été réalisée dans les mêmes conditions que la seconde. Un premier prélèvement sanguin effectué 10 à 15 jours après la troisième injection a permis d'obtenir 20 ml de sang. Puis, des injections correspondant à des rappels d'immunisation (même condition que la 23 2762850 seconde injection décrite ci-dessus) ont permis des prélèvements répétés tous les 10 jours. Les immunoglobulines de l'antisérum de lapin ont été purifiées par précipitation au sulfate d'ammonium à 35% de saturation. Le précipité a été dialysé dans un tampon Tris- HCI 10 mM pH8, puis purifiés par chromatographie sur DEAE Trisacryl (IBF). Les anticorps polydclonaux ont été incubés dans les puits de la plaque de microtitration à raison de 100 gl par puits (soit 35 gg /ml) dans un tampon bicarbonate de sodium (NaHCO3) 10 mM (pH 9,6) une nuit à 4 C ou 2h à 37 C. Une incubation de la plaque ELISA (Falcon) dans 150 pI de PBS (NaCI 150 mM, phosphate de sodium (Na2HPO4, NaH2PO4) 50 mNM, pH7,5) - tween 2% pendant 20 min à température ambiante a permis de bloquer les sites non spécifiques. Après trois lavages au PBS - tween 0,05%, 100 pl de chaque échantillon issus des extraits de protéines solubles ont été incubés à 37 C pendant 2h avant que la rhLf ne soit détectée par des Ac monoclonaux anti-Lf. Les Ac monoclonaux anti-Lf ont été produits par fusion de splénocytes de souris et de cellules de myélome SP20/Ag. Le surnageant du milieu de culture de ces hybridomes a été utilisé directement lors du test ELISA. Le complexe Ac-rhLf a été reconnu par des anticorps de chèvre anti-souris marqués à la péroxydase (Diagnostic Pasteur) dilué au 1/3000' dans du PBS et a été mis en contact, comme précédemment, 2h à 37 C. La rivélation est réalisée sous agitation par addition de la solution de substrat (4 mg d'ortho-phenylénédianmine dihydrochloride dans 10 nml de tampon "acide citrique / citrate de sodium" 0,2M pH 5,5 en présence de 10 pl d'H202), la coloration a été obtenue en quelques minutes, et la réaction a été stoppée par ajout de 50 pil par puits de H2SO4 à 20 %. La densité optique a été lue à 490 mM. Entre chaque étape, les puits ont été lavés au PBS-tween 0,05 %. Le rapport rhLf sur protéines solubles est représenté dans le diagramme Fig. 1. Il a permis de sélectionner le transformant T19 pour la construction pBIOC21-PSLf- Lf, et le transformant T30 pour la construction pBIOC21-PSSp-Lf. Technique de Western Blot Afin de vérifier la masse moléculaire apparente de la rhLf des transformants sélectionnés, des tests de Western Blot (Fig. 2 et 3), et d'immunoprécipitation (Fig. 4) ont été effectués à partir des extraits de protéines solubles. 24 2762850 Apres électrophorèse en gel de polyacrylamide SDS-PAGE 7,5 % (201ug de protéines solubles par puits), les protéines sont transférées sur membrane de nitrocellulose. Celle-ci est alors incubée dans du *PBS- tween 2 % puis lavée 3 fois dans du PBS-tween 0,05 %. Des anticorps polyclonaux de lapin ont été produits par purification d'un anti- serum de lapin par chromatographie sur DEAE Trisacryl. Après dilution au 500e dans du PBS (soit 7 ig/ml), ils ont été mis en contact avec la membrane durant 3h à 20 C avant que celle-ci ne soit lavée dans du PBS- tween 0,05 %. Le conjugué, un anticorps de chèvre anti-IgG de lapin (Diagnostic-Pasteur) marqué à la péroxydase et dilué au 2500e dans du PBS a ensuite été incubé lh à 20 C. La membrane a été à nouveau lavée trois fois avec du PBS. Une dernière incubation de la membrane dans 100 ml de PBS en présence de 40 mg de DAB (3-3'-diaminobenzidine tetrahydrochloride) et de 200 I1l d'H202 a permis la révélation finale. *PBS: 150 mM NaCl, 50 mM Na2HPO4, NaH2PO4, pH7,5. Comme le montre la Fig. 2, l'analyse des plantes issues de la première transformation montre la présence d'une bande de masse moléculaire apparente de 80 kDa reconnue par les anticorps anti-Lf. Aucun signal n'est détecté chez le témoin non transformé à savoir Nicotiana tabacua var. Xanthi. La présence de rhLfl a été mise en évidence dans le transformant T19, ce qui confirme les résultats obtenus par ranalyse ELISA. La Fig. 3 représente un Western-blot des protéines solubles issues du transformant T30. Elle démontre l'existence de rhLf de masse moléculaire apparente de 80 kDa qui co-migre avec la Lf isolée à partir du lait humain. i est à noter que la rhLf se présente sous la forme d'une bande doublée. Ce doublet ne s'explique pas par une modification au niveau de la séquence N-terminale (cf. exemple 16). Immunoprécipitation 6 mg de Protéine-A Sepharose (Pharmacia) ont été incubés I h à température ambiante en présence de 5 mg d'anticorps polyclonaux de lapin anti-Lf humaine. Ces anticorps ont été produits comme décrit dans l'exemple 14. Les billes de Protéine-A Sepharose ont été récupérées par centrifuigation, lavées trois fois par du TBS (Tris- HCl mM, NaCI 150 mM, pH8,2) et mises en agitation dans 20 ml d'extrait de protéines solubles, 2 h à température ambiante. Après trois lavages au TBS, le complexe protéique a été dissocié dans du tampon de reprise (Tris 62,5 mM, SDS 2%, saccharose 10%/o, p3- mercaptoéthanol 5%, bleu de bromophénol 5%) séparé par gel de polyacrylamide SDS- PAGE 7,5% et enfin coloré au bleu de Coomassie. 2762850 La Fig. 4 montre qu'après immunoprécipitation des extraits de protéines solubles du transformant Tl19, la rhLf est visualisée sous forme d'un doublet de masse moléculaire apparente de 80 kDa. Concernant le transformant T30, le résultat est identique. EXEMPLE 15: Purification de la lactoferrine humaine recombinante (rhLf). Une chromatographie d'affinité sur gel de Sepharose 4B activé au BrCN (Pharmacia Biotech) sur lequel a été branché un anticorps polyclonal anti-lactoferrine humaine a permis la purification de rhLfl issue de pBIOC21-PSLf-Lf et de rhLf2 issue de pBIOC21-PSSp-Lf: 1 ml de gel fixant environ 3 mg d'anticorps, a été incubé pendant une nuit à 4 C en "batch" dans 100 ml d'extrait protéique dont le pH est amené à 8,2 par du Tris 1 M. Puis, le gel a été lavé abondamment par du TBS pH 8,2 (Tris- HCl 20 niM, NaCl mM, pH8,2) suivi de TBS en 1 M NaCI, pH 8,2. L'élution a été réalisée par un tampon glycine-HCI 0,2 M, pH 2,4, en trois élutions successives qui sont analysées sur gel de polyacrylamide 7,5 %. Cette technique a été utilisée pour la préparation de rhLfl en vue de l'analyse de la séquence N-terminale. L'analyse en gel de polyacrylamide SDS-PAGE 7,5% des rhLfl et rhLf2 purifiées par cette technique ne montre pas de différence de masse moléculaire entre les deux rhLf.(Fig. 5) En ce qui concerne la protéine chimérique rhLf2 issue de pBIOC21-PSSp-Lf, une purification à plus grande échelle a été entreprise en vue d'analyses approfondies de cette protéine. En effet, par chromatographie d'échange d'ions sur colonne SP Sepharose Fast Flow (Pharmacia Biotech) équilibrée dans un tampon acétate de Na 0,2 M pH 7, sur un appareil de type Biopilot (Pharmacia biotech), la rhLf 2 a été éluée par un gradient de NaCl de 0 à 1 M. La rhLf2 a été retrouvée majoritairement dans une fraction éluée à 0,7 M NaCl comme le prouvent les tests ELISA réalisés sur l'ensemble des fractions collectées. Les fractions positives ont été concentrées par ultrafiltration sur Centriprep 30 (Amicon, Beverly, USA), dialysées contre du PBS (NaCI 50 nM, Na2HPO4-NaH2PO4 mM, pH7,5) et congelées à - 20 C. La pureté de la rhLf2 a été vérifiée en gel de polyacrylamide SDS - PAGE 7,5 %. 26 2762850 EXEMPLE 16: Analyse de la séquence N-terminale. Une analyse de la séquence N-terminale par le procédé de dégradation d'Edman a montré que pour chacune des deux constructions, c'est-à- dire pour les protéines rhLfl et rhLf2, la séquence des 7 premiers résidus est "GRRRRSV", ce qui correspond à la séquence exacte de l'extrémité N-terminale de la lactoferrine humaine mature de référence. Ces résultats montrent que la fusion du peptide signal de sécrétion de la sporamine de patate douce ou de celui de la lactoferrine humaine à la séquence codant la lactoferrine humaine mature permet un clivage correct de ce peptide signal. EXEMPLE 17: Analyse en spectrométrie de masse MALDI / TOF. Les analyses ont été réalisées sur un spectromètre de masse MALDI Vision 2000 à désorption laser (Finnigan MAT, Brenen, Allemagne). 3 pl de solution contenant 100 pmoles de lactoferrine ont été ajoutés à 17 pl de solution matrice contenant 10 mg/ml d'acide 2,5 dihydroxy-benzoique dans un mélange eau/acétonitrile (30/70). lIl de ce produit a été envoyé sur la cible, simultanément à un calibre de masse (Sérotransferrine humaine, Sigma, de masse moléculaire 79590Da dans de l'acide sinapinique). La masse moléculaire de rhLf2 est de 81250 Da, ce qui correspond à la masse calculée de la chaine polypeptidique de la hLf (76320 Da) sur laquelle est branchée 2 glycannes de 5180 Da de masse moléculaire totale. A partir de ces valeurs, le taux de glycannes représente 6,35 % de la masse totale de la glycoprotéine. EXEMPLE 18: Composition des glycannes de rhLf2. L'analyse des monosaccharides de la glycoprotéine a été réalisée par chromatographie en phase gazeuse sur colonne capillaire OV 101 et par chromatographie sur Girdel 300. Le flux d'hélium est de 10 ml/min et la pression de 0.5 Bars. La température est programmée de 120 C à 240 C à 2 C/min. Les dérivés triméthylsylylés sont préparés par méthanolyse (Zanetta et al., 1972), par N ré- acétylation et triméthylsilylation (Kamerling et al., 1975). L'analyse montre un taux de 6,5 % d'oses totaux dans la glycoprotéine. La composition molaire est décrite ci-dessous 27 2762850 Fucose Galactose Mannose N-acétyl- Xylose Acide N-acétyl glucosamine neuraminique rhLf2 1,5 0,7 3,0 3,3 0,7 0,0 Lfh 1,3 2,1 3,0 4,0 0,0 1,8 Les résultats obtenus suggèrent une structure de type N-acétyl-lactosaminique des glycannes de rhLf2 avec une certaine hétérogénéité de la composition molaire en monosaccharides. I est à noter principalement la présence de xylose, la faible présence de galactose, et l'absence d'acide N-acétyl neuraminique. EXEMPLE 19: Expériences de fxations aux cellules Jurkat. De nombreux travaux réalisés sur les lymphocytes ont permis de mettre en évidence la présence de récepteurs spécifiques de la lactoferrine à leur surface. L'apparition à la surface des lymphocytes a été étudiée par le biais d'un agent mitogène, la phytohémagglutinine (PHA, Mazurier et ai., 1989). Ces travaux ont montré que les lymphocytes quiescents ne possèdent pas de récepteur pour la lactoferrine et que la phytohémaggutinine induit l'apparition de récepteurs de haute affinité à la surface des lymphocytes circulants, récepteurs qui sont synthétisés au cours des deux premiers jours d'activation. Les constantes de fixation et le nombre de sites de fixation sont respectivement de 80 nM et 200000 nM lors des conditions d'activation à la PHA. Ce même récepteur a été étudié récemment pour la lignée lymphoblastique Jurkat qui permet d'obtenir des résultats stables et reproductibles (Bi et al., 1994). Dans l'rétude de fixation de la rhLf2, cette lignée cellulaire Jurkat a été utilisée comme test d'activité biologique de la protéine recombinante. Les cellules lymphoblastiques T de la lignée Jurkat sont cultivées en milieu RPMI 1640 (GIBCO, Cergy Pontoise, France) pH 7,4 contenant 25 mM d'Hepes, 2 mM de L glutamine, de gentamycine (5 mg / ml) en présence de 10 % de serum de veau foetal préalablement inactivé par la chaleur, dans une étuve à 5 % de CO2, à 37 C. Au stade de subconfluence, les cellules sont diluées à une densité de 4. 105!/ ml pour les expériences de fixation. Une quantité de 100 gg de rhLf2 a été marquée par 0,2 m Ci d'1251I, en utilisant les iodo- beads (Pierce, Rockford, USA) selon les recommandations du fournisseur. L'iode libre est éliminée par gel filtration sur colonne Sephadex Géquilibrée dans du PBS (5OmM NaCI, 50 mM Na2HPO4-NaH2PO4, pH 7,5). Les expériences de fixation ont été effectuées dans du RPMI contenant 0, 4 % ( w/v) de transferrine humaine afin d'éviter les fixations non- spécifiques de la rhLf 2 sur les cellules ou sur le plastique. Des 28 2762850 aliquotes de 100 ml contenant 5.105 cellules ont été réparties dans des tubes en propylène de 1,5 ml en présence de rhLf2 marquée à des concentrations croissantes de 0 à 100 mM. La fixation non spécifique a été évaluée en présence de 100 excès molaire de Lf non marquée. Les cellules ont été incubées avec les protéines pendant 1 h à 4 C en présence de 0,01 % ( w/v) d'azide de sodium. Enfin, les cellules ont été lavées 3 fois par 1 ml de RPMI et le culot a été finalement repris dans 0,5 ml de PBS. La radioactivité a alors été mesurée par un compteur de radiations gamma Compugamma, LKB - Wallac ( Turku, Finland). La fixation de rhLf2 marquée à l'125I sur les cellules lymphoblastiques T Jurkat a été analysée par la méthode de Scatchard (1949). Comme le montre la Fig. 6, les courbes de fixation de rhLf2 et de la Lfh isolée à partir du lait sont similaires. Dans la gamme de Lfs utilisées, une seule classe de récepteurs est détectée à la surface des cellules avec une constante de dissociation de 80,27+33 nM et un nombre de sites par cellules de 124400+36000. Sur les mêmes cellules, la hLf se fixe avec une constante de dissociation de 89,7+22 nM et un nombre de sites par cellules de 103300+14000. Ainsi, le test de fixation montre que rhLf2 possède une conformation très proche de celle de la Lf du lait humain puisqu'elle est reconnue avec les mêmes paramètres sur son récepteur lymphocytaire. EXEMPLE 20: Fixation de rhLf2 à la surface des cellules HT29 La fixation de la lactoferrine du lait humain a été démontrée sur une lignée entérocytaire (HT-29) dérivée d'un adénocarcinome humain colique capable de se différencier en entérocytes (Mikogami et al., 1994, 1995). Cet auteur a montré que la fixation de la lactoferrine sur son récepteur entérocytaire n'est pas liée à son degré de saturation en fer et est spécifique c'est à dire qu'elle ne résulte pas d'interactions électrostatiques ou lectiniques. Sur les cellules de type HT29, le nombre de sites est de l'ordre de 3. 106 par cellule et le Kd d'environ 10-6 M. Le clone HT-29-18C 1 répond à ces caractéristiques et a été utilisé pour la fixation de rhLf2 afin de vérifier son activité biologique. Les cellules HT29 du clone 18C1 ont été cultivées en DMEM (Eurobio, Les Ullis, France) contenant 2 mM de L-glutamine et de la gentamycine (5 mg/l) en présence de 10%,o de serumn de veau foetal préalablement inactivé par la chaleur dans une étuve à %/ de C02 à 37 C. A ce stade de subconfluence, les cellules ont été fractionnées et remises en culture en puits de 2 cm2, à raison de 2.104 cellules/cm2. Après 21 jours de 29 2762850 culture qui permettent la différenciation en entérocytes, ces cellules ont été utilisées pour les études de fixation. La rhLf2 a été marquée à 1'125I comme décrit dans l'exemple 19. Les cellules de chaque puits ont été incubées 1 heure sur glace en présence de 0,01% (p/v) d'azide de sodium et de transferrine humaine qui évite les fixations non spécifiques de la lactoferrine. La radioactivité d'une fraction de 50,a a été mesurée pour le calcul de la concentration du ligand libre présenté aux cellules. Après 5 rinçages de 500 gl de DPBS+ (Sigma, réf. D1283), les cellules sont décollées par 200 t! de DPBS+/EDTA (5 g/l) et la radioactivité de la rhLf2 fixée est mesurée par compteur de radiations, Compugamma, LKB-Wallac. La fixation de rhLf2 marquée à 1'125I sur les cellules entérocytaires HT29-18C 1 est analysée par la méthode de Scatchard. Comme le montre la Fig. 7, les courbes de fixation des rhLf2 et Lf isolée à partir du lait sont similaires. dans la gamme des lactoferrines utilisées, une seule classe de récepteurs est détectée à la surface des cellules avec une constante de dissociation de 0,8 + 0,19 ixM et un nombre de sites par cellules de 1,8x106 + 0,28x106. Sur les mêmes cellules, la lactoferrine humaine se fixe avec une constante de dissociation de 1 + 0,2 1^M et un nombre de sites par cellules de 4xlO6 + 0,5x106. Cette fixation sur les cellules entérocytaires démontre, comme dans l'exemple 19, que rhLft2 est reconnue par le récepteur spécifique de la lactoferrine de façon identique à la protéine native, ce qui suggère une bonne conformation et une activité biologique comparable à celle de la lactoferrine isolée à partir du lait. 2762850 REFERENCES Armstrong, Maize Handbook; M. Freeling, V. Walbot Eds.; pp. 665-671 (1994). An et ai., Plant Physiol, 81, 301-305 (1986). An G., Plant Physiol., 81, 86-91 (1986). Bi B.Y. etal., Eur. J. Cell Biol., 65,164-171 (1994). Depicker et al., J. Mol. Appl. Genet., 1, 561-573 (1982). Depigny-This et al., Plant. Mol. Biol., 20, 467-479 (1992). Franck et al. Cell, 21, 285-294 (1980). Fillatti J.J. et al. Biotechnologie, 5, 726-730 (1987). Finer J., Plant Cell Report, 11, 323-328 (1992). Ganborg O.L. etai. Exp. Cell. Res., 50, 151-158 (1968). Gaubier et al., Mol. Gen. Genet., 238, 409418 (1993). Hanahan D., J. Mol. Biol., 166, 557-580 (1983). Holsters et al., Mol. Gen. Genet., 163, 181-187 (1978). Horsch R.B. et al., Science, 227, 1229-1231 (1985). Kay et al., Science, 236, 1299-1302 (1987). Kamerling et al., Biochem. J. 151, 491-495 (1975). Klein, Nature, 327, 70-73 (1987). Laemmli U.K., Nature, 227, 680-685 (1970). Legrand, D. etal., Biochem. J. 236, 839-844 (1986). McElroy etal., Mol. Gen. Genet., 231, 150-160 (1991). Matsuoka K. et Nakamura K., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 834-838 (1991). Mazurier J. et al., Eur. J. Biochem. 179, 481487 (1989). Metz-Boutigue M.H. et al., Eur. J. Biochem. 145, 659-676 (1984). Mikogami T.etal., J. Amn. Physiol. 267, G308-G315 (1994). Mikogami T. etal., Biochem. J. 308, 391-397 (1995). Mitra, Plant. Physiol. 106, 977-981 (1994) Murakami et al., Plant Mol. Biol., 7, 343-355 (1986). Murashige T. et Skoog F., Physiol. Plantarum, 15, 473497 (1962). Ni et al, Plant J., 7, 661-676 (1995). 31 2762850 Powell, M.J. et Ogden, J.E., Nucl. Acids Res. 18, 4013 (1990). Reina et al., Nucleic Acid Research, 18, 6426 (1990). Renart J. et Sandoval I.V., Meth. Enzymol., 104, 455-460 (1984). Rey, M.W. et al., Nucl. Acids Res. 18, 5288 (1990). Scatchard, G., Ann. N.Y. Acad. Sci. 51, 660-672 (1949). Spik G. et al., Immunology 35, 663-671 (1978). Spik G. etal., Eur. J. Biochem. 121, 413-419 (1982). Vain et al., Plant Cell Tissue and Organ Culture, 18, 143-151 (1989) Van Berkel, P.H.C. et al., Biochem. J. 319, 117-122 (1996). Zimecki M. et al., Immunol. Lett. 30, 119-124 (1991). 32 2762850 Description des figures: Fig. 1: Taux d'expression de rhLfl en fonction de la quantité de protéines solubles totale (donnés en %). Colonnes 1 à 19; transformants primaires. Colonne NT: tabac non transformé. Fig. 2: Détection de rhLfl par techniques de Western Blot d'un extrait de protéines solubles de transformants primaires. Pistes 1, 2, 18, 19, 20: transformants primaires. Piste NT tabac non transformé. La position des témoins de masses moléculaires est indiquée sur la gauche. Fig. 3: Détection de rhLf2 par technique de Western Blot d'un extrait concentré de protéines solubles du transformant T30. Piste (1): analyse du transformant T30. (2) Lf humaine isolée du lait. La position des témoins de masses moléculaires est indiquée sur la gauche. Fig. 4: Détection de rhLfl par immunoprécipitation à partir d'un extrait de protéines solubles du transformant T19. L'analyse en SDS-PAGE met en évidence la rhLfl et les anticorps anti- Lf (Ac). La position des témoins de masses moléculaires est indiquée sur la gauche. Fig. 5 analyse de rhLfl et rhLf2 après purification par chromatographie d'affinité. Piste (1): rhLfl, piste (2): rhLf2. La position des témoins de masses moléculaires est indiquée sur la gauche. Fig. 6: Fixations spécifiques de la rhLf2 (A) et de la hLf du lait (O) sur les cellules lymphoblastiques Jurkat. Les Lf sont marquées à 1 125I. La fixation non spécifique est mesurée en présence de 100 excès molaire de Lf native non marquée et représente environ 25% de la fixation totale. Elle est ôtée systématiquement de la fixation totale. Ces valeurs sont déterminées par deux expérimentations distinctes, chaque fois réalisées en double. Fig. 7: Fixations spécifiques de la rhLf2 (A) et de la fLf du lait (O) sur les cellules entérocytaires HT29. Les Lf sont marquées à 1i25I. La fixation non spécifique est mesurée en présence de 100 excès molaire de Lf native non marquée et représente environ 25% de la fixation totale. Elle est ôtée systématiquement de la fixation totale. Ces valeurs sont déterminées par deux expérimentations distinctes, chaque fois réalisées en double. 33 2762850 REVENDICATIONS 1. Utilisation d'une séquence nucléotidique recombinante contenant, d'une part, un ADNc codant pour une lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou les protéines dérivées et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire la lactoferrine ou les protéines dérivées, codées par ledit ADNc, notamment un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales, pour la transformation de cellules de plantes en vue de l'obtention, à partir de ces cellules, ou de plantes obtenues à partir de ces dernières, de lactoferrine ou des protéines dérivées. 2. Une séquence nucléotidique recombinante, caractérisée en ce qu'elle contient d'une part la séquence codante pour la lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou les protéines dérivées et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire la lactoferrine ou les protéines dérivées codées par ladite séquence, notamment un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales. 3. Un vecteur, notamment un plasmide, contenant une séquence nucléotidique selon rune des revendications 1 ou 2 insérée le cas échéant en un site non essentiel pour sa réplication. 4. Un hôte cellulaire, notamment toute bactérie telle que Agrobacterium tumefaciens, transformé par un vecteur selon la revendication 3. 5. Un procédé d'obtention de lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou des protéines dérivées, caractérisé en ce qu'il comprend: - la transformation de cellules végétales, notamment à l'aide d'un hôte cellulaire selon la revendication 4, lui-même transformé par un vecteur selon la revendication 3, de manière à intégrer dans le génome de ces cellules une séquence recombinante selon la revendication 2, - le cas échéant, l'obtention de plantes transformées à partir des cellules transformées susmentionnées, - la récupération de la lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou des protéines dérivées recombinantes produits dans lesdites cellules ou plantes transformées susmentionnées, notamment par extraction, suivie, le cas échéant, par une purification. 6. Une plante, un extrait de plante ou une partie de plante, notamment feuilles et/ou fruits et/ou semences et/ou cellules de plantes, transformés génétiquement, caractérisée en ce qu'elle contient une (ou plusieurs) séquence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) selon la revendication 2, intégrée(s) de façon stable dans leur génome, 34 2762850 ces plantes étant choisies notamment parmi le colza, le tabac, le mais, le pois, la tomate, la carotte, le blé, l'orge, la pomme de terre, le soja, le tournesol, la laitue, le riz, la luzerne, et la betterave. 7. Une lactoferrine, notamment une lactoferrine humaine, ou protéine dérivée caractérisée en ce qu'elle est obtenue selon le procédé de la revendication 5. 8. Une plante, un extrait de plante ou une partie de plantes, notamment feuilles et/ou fruits et/ou semences et/ou cellules de plantes, transformés génétiquement, caractérisés en ce qu'ils contiennent une lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou une protéine dérivée selon l'invention, ces plantes étant choisies notamment parmi le colza, le tabac, le maïs, le pois, la tomate, la carotte, le blé, l'orge, la pomme de terre, le soja, le tournesol, la laitue, le riz, la luzerne, et la betterave. 1l 1. Utilisation de plantes, extraits de plantes ou parties de plantes selon la revendication 6 ou 8, et/ou de protéines (lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou protéine dérivée) selon la revendication 7, pour l'obtention de compositions pharmaceutiques, médicales, odontologiques, cosmétiques ou biotechnologiques. 12 Un Biomatériau et une composition pharmaceutique, médicale, odontologique, cosmétique ou biotechnologique. caractérisée en ce qu'elle comprend des plantes, extraits de plante, parties de plantes plantes selon la revendication 6 ou 8 et/ou de protéines (lactoferrine, notamment la lactoferrine humaine, ou protéine dérivée) selon la revendication 7.