FR 2710493 A1 19950407 FR 9411525 A 19940927 Titre de l'invention PROCEDE POUR FAIRE DEVELOPPER LE CHAPEAU DE Fistulina hepatica Contexte de l'invention La présente invention se rapporte à un procédé de développement de corps fructifères ou chapeaux de Fistulina hepatica, qui est capable de former de façon efficace de grands corps fructifères matures de Fistulina hepatica. La présente invention se rapporte aussi à un procédé pour former des corps fructifères de Fistulina hepatica ainsi qu'à un procédé pour l'inoculation. Fistulina hepatica est aussi dénommé "champignon en forme de steak" et pousse naturellement sur les châtaigniers aux alentours de mai et juin ou vers octobre. Le corps fructifère (chapeau) de Fistulina hepatica a une forme semblable à une langue de boeuf ou à un foie, et une surface rouge à marron rougeâtre foncé. Le chapeau a un diamètre d'environ 10 à 20 cm. On peut consommer le chapeau frais de Fistulina hepatica en tranches, telles quelles ou après les avoir fait frire dans du beurre, et ce champignon est connu pour être très délicieux. Ainsi, si on peut faire pousser Fistulina hepatica en grandes quantités tout au long de l'année, cela peut enrichir les repas et, en plus, on peut fabriquer d'excellents plats cuisinés à partir de celui-ci. Bien que la production des champignons augmente depuis peu, à mesure que les techniques de culture artificielle se développent, les variétés de champignons sont limitées. Il n'y a pas encore de technique de culture artificielle de Fistulina hepatica établie. Bien que les demandes de brevet japonais publiées pour opposition (ci-après dénommées "J.P. KOKOKU") n Sho 52-44603 et Sho 54-27912 décrivent des techniques de développement de Fistulina hepatica, l'objectif de ces techniques est d'obtenir une substance antitumorale à partir des mycéliums végétatifs obtenus par la culture de cette sorte de champignons ainsi qu'à partir du milieu de culture utilisé à cette fin. A savoir, leur objectif n'est pas d'obtenir le chapeau mais de faire développer les mycéliums végétatifs en grande quantité. Dans ces circonstances, il est nécessaire de mettre au point une technique de développement artificiel d'un chapeau mature, en particulier d'un grand chapeau mature, de Fistulina hepatica en un délai court. Résumé de l'invention Le premier objectif de la présente invention est de fournir un procédé pour développer Fistulina hepatica par culture artificielle qui permette d'obtenir de grands chapeaux matures de celuici après formation des stades primitifs des chapeaux. Le deuxième objectif de la présente invention est de fournir un procédé pour développer les chapeaux de Fistulina hepatica par culture artificielle en un délai court. Le troisième objectif de la présente invention est de fournir un procédé pour inoculer Fistulina hepatica, qui permette de répandre les hyphes sur le milieu en un délai court lors de la culture artificielle de Fistulina hepatica. Les objectifs décrits ci-dessus et d'autres objectifs de la présente invention apparaîtront à la lecture de la description et des exemples suivants. La première invention a été achevée sur la base de la découverte selon laquelle lorsqu'on enlève les parois d'un récipient entourant les stades primitifs du chapeau, après la formation des stades primitifs sur le milieu, pour faire pousser les chapeaux vers l'extérieur du récipient, on peut obtenir des chapeaux matures efficacement en un délai court. Autrement dit, la première invention fournit un procédé pour faire pousser des chapeaux de Fistulina hepatica, qui comprend les étapes de découpe de certaines parties de paroi latérale d'un récipient de culture près de la partie formant les stades primitifs des chapeaux sur un milieu solide contenu dans le récipient ayant au moins les parois du fond et latérales, pour former des perforations dans la paroi, et d'obtention du développement des chapeaux vers l'extérieur du récipient au travers des perforations. La deuxième invention a été achevée sur la base de la découverte selon laquelle lorsque les hyphes de Fistulina hepatica sont répandus dans le milieu pour obtenir un milieu qui soit totalement rempli de mycélium, et lorsque le mycélium est suffisamment mature pour fructifier et que le mycélium mature est ensuite cultivé dans des conditions de température spécifiées, les chapeaux peuvent être obtenus efficacement en un délai court. Autrement dit, la deuxième invention fournit un procédé pour faire pousser des chapeaux de Fistulina hepatica, qui comprend les étapes de (1) incubation à 10 à 30 C pendant 1 à 30 jours d'un milieu qui est complètement rempli de mycélium, le mycélium étant suffisamment mature pour donner des chapeaux, après que des hyphes de Fistulina hepatica aient été répandus dans le milieu, que celui-ci se remplisse totalement de mycélium, et que le mycélium soit suffisamment mature pour fructifier, de façon à former les stades primitifs des chapeaux à partir du mycélium mature, et (2) de culture des stades primitifs des chapeaux en les maintenant à 10 à 30 C pendant 10 à 40 jours pour qu'ils se développent en chapeaux matures. La troisième invention a été achevée sur la base de la découverte selon laquelle lorsqu'on inocule les inoculums de Fistulina hepatica par dispersion dans la totalité du milieu solide, et lorsqu'on laisse ensuite la culture se dérouler, les hyphes de Fistulina hepatica peuvent être répandus dans la totalité du milieu en un délai court, à la différence du procédé ordinaire pour l'inoculation des champignons. Autrement dit, la troisième invention fournit un procédé pour l'inoculation de Fistulina hepatica, qui comprend l'étape de mélange des inoculums de Fistulina hepatica avec un milieu de culture solide stérilisé pour Fistulina hepatica, de façon à disperser les inoculums dans la totalité du milieu de culture. Brève description du dessin La figure 1 est une esquisse présentant des chapeaux de Fistulina hepatica poussant hors d'un récipient au travers de perforations du récipient. Dans la figure 1, 1 indique le récipient, 2 indique les perforations et 3 indique le chapeau mature. Description des modes de mise en oeuvre préférés Dans la présente invention, les inoculums de champignons sont inoculés sur ou dans le milieu de culture par un quelconque procédé. Habituellement, les inoculums de champignons sont inoculés sur la surface du milieu solide. Ce procédé est préféré, puisque les hyphes de Fistulina hepatica peuvent être répandus en un délai court lorsque les inoculums sont inoculés sur la totalité du milieu solide par dispersion, après quoi la culture a lieu. Bien que le milieu de culture pour Fistulina hepatica puisse être liquide ou solide, le milieu solide est préféré. On peut utiliser n'importe quel milieu solide approprié. Parmi ceux-ci, un milieu solide comprenant (a) un matériau en bois et (b) une substance nutritive comprenant un saccharide et un azote organique, et ayant un pH dans la gamme de 3,5 à ,5, est approprié pour effectuer la culture artificielle dans la pratique, puisque les hyphes de Fistulina hepatica peuvent être étalés sur le milieu de culture en un délai court. Le matériau en bois (a) préféré est, par exemple, une poudre de bois telle que la sciure. Les matériaux en bois incluent aussi d'autres poudres obtenues en pulvérisant des bois avec une machine à pulvériser ou en les hachant, et les copeaux ou tranches de bois obtenus avec un rabot ou une trancheuse. Des exemples de matériaux en bois incluent les arbres feuillus tels que Fagus, Castanopsis, Pasania, Quercus, Betula, Alnus, Zelkova, Chamaecyparis, Cryptomeria, Abies, Pinus et Larix. Spécifiquement, ce sont le hêtre, le châtaignier, Quercus mongolica var. grosseserrata, l'orme, le chêne vert, l'aulne et le bouleau blanc; et les arbres à aiguilles tels que le cèdre japonais, le sapin, le mélèze japonais, le pin rouge japonais et le cyprès hinoki. Le hêtre, pasania, Castanopsis, Quercus serrata et Quercus mongolica var. grosseserrata sont particulièrement préférés. Pour répandre les hyphes de Fistulina hepatica sur le milieu de culture en un délai court, au moins 50 % en poids, de préférence au moins 70 % en poids et de préférence encore au moins 80 % en poids, du matériau en bois passent au travers d'un tamis ayant une ouverture de 11, 10 mm mais ne passent pas au travers d'un tamis de 850 Um, il passe en particulier dans un tamis ayant une ouverture de 6,00 mm mais pas au travers d'un tamis de 1,00 mm. La substance nutritive (b) comprend un saccharide et un azote organique. La substance nutritive (b) est un mélange d'un ou plusieurs saccharides choisis parmi le glucose, les saccharides, les amidons, les a-amidons et l'extrait de malt, et d'une ou plusieurs substances organiques azotées choisies parmi les acides aminés, les peptones et les extraits de levure. Des exemples de substances nutritives qui comprennent essentiellement tant un/des saccharide(s) qu'une/des substance(s) organique(s) azotée(s) incluent les additifs à base de substances nutritives au maïs tels que les épis de mais et sons de maïs granulés ou pulvérisés; les additifs à base de substances nutritives au soja telles que le fromage de soja, le soja dégraissé et la poudre de soja; les additifs à base de substances nutritives choisis parmi les germes de blé et les poudres complètes de seigle et d'avoine; le son de riz; le son de blé; et le koji. Parmi ceux-ci, le koji est particulièrement préféré. Il est aussi possible d'ajouter un saccharide et/ou une substance organique azotée à la substance nutritive comprenant essentiellement le(s) saccharide(s) et la/les substance(s) organique(s) azotée(s). Bien que la quantité de saccharide et de substance organique azotée contenue dans la substance nutritive ne soit pas particulièrement limitée, la teneur en saccharide est de préférence de 0,1 à 90 % en poids, sur la base de la substance nutritive, et la teneur en substance organique azotée est de préférence de 0,02 à 50 % en poids. Le rapport du matériau en bois à la substance nutritive, qui n'est pas particulièrement limité, est habituellement de 1:1 à 9:1, de préférence de 3:1 à 9:1 (sur une base sèche). Si nécessaire, on peut ajouter des substances inorganiques et des sels métalliques tels que des phosphates, des sels de magnésium et des sels de calcium, au milieu solide. Le milieu solide contenant le matériau en bois et la substance nutritive a une teneur en eau de 50 à 70 % en poids, de préférence de 50 à 60 % en poids, et de préférence encore de 56 à 58 % en poids, sur la base de la totalité du milieu. Le pH du milieu solide après stérilisation par chauffage est de 3,5 à 5, 5, de préférence de 4 à 5,2, et de préférence encore de 4,2 à 5,0. Le pH du milieu varie en fonction de la sorte et de la quantité de la substance nutritive ajoutée. Par conséquent, on contrôle le pH du milieu, par exemple, en ajoutant un acide inorganique ou organique approprié tel qu'une solution d'acide chlorhydrique, une solution d'acide lactique, une solution d'acide acétique ou un tampon d'acide succinique, au milieu de culture avant ou après la stérilisation par chauffage. Le pH du milieu est déterminé en mettant en suspension 5 g du milieu dans 50 ml d'eau distillée, en laissant la suspension au repos pendant 10 min. puis en déterminant le pH de la suspension. Après la stérilisation du milieu solide par un procédé ordinaire, les inoculums sous forme solide ou liquide sont mélangés de façon homogène dans le milieu solide décrit ci-dessus, dans des conditions stériles, pour disperser les microbes dans le milieu solide puis les cultiver. On mélange le milieu solide stérilisé avec les inoculums dans des conditions stériles obtenues avec une paillasse propre ou similaire, pour former le milieu solide comprenant un mélange substantiellement homogène avec les inoculums, puis on commence la culture. En variante, lorsqu'on utilise des inoculums qui peuvent être versés dans les ouvertures du milieu stérilisé, tels que des inoculums liquides, on utilise le milieu solide dans lequel les inoculums sont ainsi dispersés de façon homogène pour commencer la culture. Bien que la quantité des inoculums à disperser dans le milieu solide ne soit pas particulièrement limitée, elle est de préférence d'au moins 0,4 partie en poids, de préférence encore de 0,4 à 20 parties en poids et de toute préférence de 1 à parties en poids pour 100 parties en poids du milieu solide. En particulier, le milieu solide est, de façon appropriée, introduit dans un récipient puis stérilisé. Ce récipient est de préférence le même que le récipient à utiliser pour faire pousser les chapeaux de Fistulina hepatica vers l'extérieur du récipient après l'inoculation des inoculums. Le récipient doit avoir au moins un fond et des parois latérales. On préfère un récipient clos ayant un filtre perméable aux gaz tels que l'oxygène et le dioxyde de carbone, mais imperméable aux spores et similaires, et on préfère en particulier un sac en plastique dont les parois peuvent être aisément découpées. Parmi ceux-ci, on préfère encore un récipient transparent ou semi-transparent, car les stades primitifs des chapeaux de Fistulina hepatica poussant dans le récipient peuvent être observés depuis l'extérieur. On préfère particulièrement les sacs en plastique souples constitués d'une pellicule d'une polyoléfine telle que le polyéthylène ou le polypropylène, d'un polyester tel que le polyéthylène téréphtalate, ou de nylon, ou une pellicule multicouche de ceux-ci. L'épaisseur de la pellicule est de préférence d'environ à 80 im. Bien qu'un filtre ne soit pas nécessaire lorsque la pellicule en plastique est elle-même perméable aux gaz tels que l'oxygène et le dioxyde de carbone, on préfère habituellement fournir un filtre constitué de polytétrafluoroéthylène, de fluorure de polyvinylidène, d'un ester mixte de cellulose ou de polycarbonate, et ayant des pores d'aération d'une taille de 0,05 à 2 pm. Un tel filtre est aisément disponible sur le marché. Un exemple de ceux-ci est le filtre membrane Durapore (Nippon Millipore Limited). Dans la présente invention, on peut utiliser un autre récipient- que celui décrit ci-dessus jusqu'à la stérilisation du milieu solide, de sorte qu'on transfère le contenu du récipient dans le récipient décrit ci-dessus au moment de l'inoculation. Après l'introduction du milieu solide dans le récipient, le récipient est de préférence stérilisé en chauffant, par exemple à 100 à 120 C pendant 30 à 300 minutes. Bien que la quantité du milieu solide à introduire dans le récipient avant l'inoculation et la culture ne soit pas particulièrement limitée, elle est de préférence de 50 à 85 % sur la base de la capacité du récipient. Dans la présente invention, les inoculums inoculés dans le milieu dans le récipient sont cultivés par un quelconque procédé approprié pour étaler les hyphes de Fistulina hepatica dans le milieu, de sorte qu'on obtient un milieu qui est complètement rempli de mycélium et que le mycélium est suffisamment mature pour fructifier. Concrètement, on mélange les inoculums dans le milieu solide stérilisé dans des conditions stériles pour les étaler de façon homogène dans la totalité du milieu solide, puis le milieu solide est conservé à 15 à 32 C pendant 15 à 60 jours. De préférence, la culture est effectuée dans un endroit sombre à une température d'environ 25 C et à une humidité relative de 50 à 85 %, de sorte que les hyphes se répandent dans la totalité du milieu solide en une durée plus courte que celLe nécessitée dans les procédés ordinaires. Ainsi, on peut poursuivre la culture dans des conditions appropriées. Les hyphes de Fistulina hepatica se répandent dans le milieu pour devenir le mycélium mature, qu'on cultive ensuite de préférence à à 30 C pendant 1 à 30 jours pour former les stades primitifs des chapeaux. De préférence encore, on effectue la culture à 15 à 20 C à une humidité relative d'au moins 70 % (en particulier de 75 à 90 %) tandis que l'éclairement est contrôlé dans la gamme de à 1 000 lx. On préfère en particulier que le mycélium mature soit obtenu par culture dans un endroit sombre puis par culture dans un endroit éclairé à une température inférieure de 2 à 15 C, de préférence de à 12 C, à la température de culture. Après avoir ainsi formé les stades primitifs des chapeaux, on découpe partiellement le récipient aux endroits entourant les stades primitifs des chapeaux, de sorte que chacun des chapeaux de Fistulina hepatica puisse pousser hors du récipient, au travers de la perforation. Concrètement, on découpe partiellement le récipient d'une manière telle que la paroi du récipient soit découpée pour former une perforation près du stade primitif du chapeau, sinon on découpe une partie de la paroi ou la surface du sommet du récipient pour former une perforation ronde ayant un diamètre d'environ 2 cm autour du stade primitif du chapeau. La taille et la forme de la perforation sont telles que le chapeau en développement ne vient pas en contact physique avec le récipient de culture, puisque son développement est inhibé par la paroi du récipient. Il est désirable, toutefois, que l'aire de la perforation soit aussi petite que possible. Le récipient de culture doit être traité avec soin, puisque lorsque le milieu ou le stade primitif de chapeau est endommagé ou fortement stimulé, le chapeau ne pousse pas, ou il se peut qu'un stade primitif du chapeau ou qu'un petit chapeau soit dissous. Par le traitement décrit ci-dessus, le chapeau de Fistulina hepatica pousse hors du récipient au travers de la perforation formée par le découpage et, en conséquence, on obtient le grand chapeau mature dans la présente invention. Puisque la majeure partie du milieu est ainsi couverte par le récipient de culture, cela empêche le milieu lui-même de se dessécher, et la température et l'humidité élevée dans le milieu sont maintenues constantes pour permettre un développement extrêmement efficace du chapeau de Fistulina hepatica. On préfère obtenir le chapeau mature en maintenant la température à 10 à 30 C pendant 10 à 40 jours. Les conditions plus préférées comprennent une température de 15 à 20 'C, une humidité relative d'au moins 90 % (en particulier de 95 à 98 %) et un éclairement de 50 à 1 000 lx. On préfère en particulier qu'après la formation des stades primitifs des chapeaux, la culture soit effectuée dans une condition très humide obtenue en augmentant l'humidité d'au moins 5 %. Les chapeaux de Fistulina hepatica poussant hors du récipient au travers des perforations dans le récipient sont présentés à la figure 1. Dans la figure 1, 1 indique le récipient, 2 indique les perforations du récipient, 3 indique les chapeaux de Fistulina hepatica et 4 indique un filtre. Les exemples suivants complètent l'illustration de la présente invention. Exemple 1 On a ajouté de l'eau à un mélange de 534 g (100 % en poids sur la base de la totalité) de copeaux de hêtre ayant une taille telle qu'ils ne passaient pas au travers d'un tamis ayant une ouverture de 2 mm mais qu'ils passaient au travers d'un tamis de 6 mm, et de 178 g de koji sec, pour obtenir un milieu solide ayant une teneur en eau de 60 % en poids. Ensuite, le milieu solide ainsi obtenu a été introduit dans une poche de culture de champignons ayant une capacité de 2,5 kg et munie d'un filtre (nom commercial: Kinopack; produit de Nissho Kabushiki Kaisha) de façon à obtenir une densité de 0,5 g/cm3, puis a été stérilisé en chauffant à 121 C pendant 60 min. Le milieu solide ainsi stérilisé par chauffage avait un pH de 4,9. Ensuite, on a ajouté 17 g d'inoculums de Fistulina hepatica (obtenus par culture dans un milieu ayant la même composition que celui du milieu solide décrit ci- dessus), dans des conditions stériles, au milieu solide stérilisé par chauffage, de façon qu'ils soient dispersés de façon homogène dans celui-ci. Le milieu solide a été conservé à une température de 25 C et une humidité de 85 % dans un endroit sombre pendant 25 jours pour répandre les hyphes de Fistulina hepatica dans le milieu. Exemple comparatif 1 On a préparé un milieu solide ayant une teneur en eau de 60 % de la même manière que celle de l'exemple 1, sauf qu'on a utilisé 775 g des mêmes copeaux de hêtre et 178 g du même koji sec que ceux utilisés dans l'exemple 1. Ensuite, le milieu solide ainsi obtenu a été introduit dans une poche de culture de champignons ayant une capacité de 2,5 kg et munie d'un filtre (nom commercial: Kinopack; produit de Nissho Kabushiki Kaisha) de façon à obtenir une densité de 0,5 g/cm3, puis a été stérilisé en chauffant à 121 C pendant 60 min. Le milieu solide ainsi stérilisé par chauffage avait un pH de 4,9. Ensuite, on a inoculé 17 g d'inoculums de Fistulina hepatica (obtenus par culture dans un milieu ayant la même composition que celle du milieu solide décrit ci- dessus), dans des conditions stériles, sur la surface du milieu solide stérilisé par chauffage. Le milieu solide a été conservé à une température de 25 C et à une humidité de 85 % dans un endroit sombre. Il a fallu 55 jours pour répandre les hyphes de Fistulina hepatica dans le milieu. Ainsi, dans ce procédé, 55 jours ont été nécessaires au total pour répandre les hyphes de Fistulina hepatica dans le milieu, alors que seulement 25 jours ont été nécessaires pour les répandre dans le milieu de l'exemple 1. Exemple 2 On a mélangé 979 g (100 % en poids sur la base de la totalité) de copeaux de hêtre ayant une taille telle qu'ils ne passaient pas au travers d'un tamis ayant une ouverture de 2 mm mais qu'ils passaient au travers d'un tamis de 6 mm, avec 178 g de koji sec. On a ajouté de l'eau au mélange obtenu pour obtenir un milieu solide ayant une teneur en eau de 60 % en poids. Ensuite, le milieu solide ainsi obtenu a été introduit dans une poche de culture de champignons ayant une capacité de 2,5 kg et munie d'un filtre (nom commercial: Kinopack; produit de Nissho Kabushiki Kaisha) de façon à obtenir une densité de 0,5 g/cm3, puis a été stérilisé en chauffant à 121 C pendant 60 min. Le milieu solide ainsi stérilisé par chauffage avait un pH de 4,9. Ensuite, on a ajouté 17 g d'inoculums de Fistulina hepatica (obtenus par culture dans un milieu ayant la même composition que celle du milieu solide décrit ci-dessus), dans des conditions stériles, au milieu solide stérilisé par chauffage, de façon qu'ils soient dispersés de façon homogène dans celui-ci. Le milieu solide a été maintenu à une température de 25 C et à une humidité de 85 % dans un endroit sombre pendant 25 jours pour former le mycélium mature de Fistulina hepatica. Ensuite, on a continué la culture dans des conditions comprenant une température de 20 C, une humidité de 90 % et un éclairement de lx pendant 5 jours pour former les stades primitifs de Fistulina hepatica. On a poursuivi la culture dans des conditions comprenant une température de 13 à 23 C, une humidité de 90 % ou plus et un éclairement de 200 lx pendant 19 jours pour obtenir les chapeaux. Exemple 3 On a mélangé 781 g de copeaux de hêtre ayant une taille telle qu'ils ne passaient pas au travers d'un tamis ayant une ouverture de 2 mm mais qu'ils passaient au travers d'un tamis de 6 mm, avec 178 g de koji sec. On a ajouté de l'eau au mélange obtenu pour obtenir un milieu solide ayant une teneur en eau de 58 % en poids. Ensuite, le milieu solide ainsi obtenu a été introduit dans une poche de culture de champignons ayant une capacité de 2,5 kg et munie d'un filtre (nom commercial: Kinopack; produit de Nissho Kabushiki Kaisha, qui était constitué d'une pellicule en polyéthylène haute densité ayant une épaisseur de um) de façon à obtenir une densité de 0,5 g/cm3, puis a été stérilisé en chauffant à 121 C pendant min. Le milieu solide ainsi stérilisé par chauffage avait un pH de 4, 9. Ensuite, on a ajouté 17 g d'inoculums de Fistulina hepatica (obtenus par culture dans un milieu ayant la même composition que celle du milieu solide décrit ci-dessus), dans des conditions stériles, au milieu solide stérilisé par chauffage, de façon qu'ils soient dispersés de façon homogène dans celui-ci. Le milieu solide a été maintenu à une température de 25 C et à une humidité de 85 % dans un endroit sombre pendant 25 jours pour obtenir un milieu qui est complètement rempli de mycélium de Fistulina hepatica, le mycélium étant suffisamment mature pour fructifier. Ensuite, on a continué la culture dans des conditions comprenant une température de 20 C, une humidité de % et un éclairement de 200 lx pendant 5 jours pour former les stades primitifs de Fistulina hepatica. On a découpé des parties des parois de la poche pour former des perforations rondes ayant un diamètre d'environ 2 cm autour des stades primitifs en observant ceux-ci au travers de la poche depuis l'extérieur. On a ensuite poursuivi la culture dans des conditions comprenant une température de 13 à 23 C, une humidité de 90 % ou plus et un éclairement de 200 lx pendant 19 jours pour faire pousser les chapeaux hors de la poche au travers des perforations, de sorte qu'on a pu récolter de grands chapeaux matures de Fistulina hepatica. La durée totale de culture a été de 49 jours, la production de chapeaux par milieu solide a été de 65 g et le poids corporel moyen des chapeaux de 21 g. Les stades primitifs des chapeaux de Fistulina hepatica ont été formés de la même manière que celle de l'exemple 3, puis la culture a été effectuée dans les mêmes conditions que celles de l'exemple 3, sauf qu'on a complètement enlevé la poche. La production de chapeaux par milieu solide a été de 44 g, et le poids corporel moyen des chapeaux de 4 g. REVENDICATIONS 1. Procédé -pour faire pousser des chapeaux de Fistulina hepatica, qui comprend les étapes de découpe de certaines parties de paroi latérale d'un récipient de culture près de la partie formant les stades primitifs des chapeaux sur un milieu solide contenu dans le récipient ayant au moins les parois du fond et latérales, pour former des perforations dans la paroi, et d'obtention du développement des chapeaux vers l'extérieur du récipient au travers des perforations. 2. Procédé selon la revendication 1, dans lequel le récipient de culture est un récipient clos muni d'un filtre perméable à un gaz mais imperméable aux spores. 3. Procédé selon la revendication 1, dans lequel le récipient de culture est un sac en plastique. 4. Procédé selon la revendication 1, dans lequel le récipient de culture est un récipient transparent. 5. Procédé selon la revendication 4, dans lequel la pellicule constituant le récipient de culture a une épaisseur de 10 à 80 mun. 6. Procédé selon la revendication 1, qui comprend les étapes de (1) incubation à 10 à 30 C pendant 1 à jours d'un milieu qui est complètement rempli de mycélium, ce mycélium étant suffisamment mature pour fructifier, après que des hyphes de Fistulina hepatica aient été répandus dans le milieu, que celui-ci se remplisse totalement de mycélium, et que ce mycélium soit suffisamment mature pour fructifier, de façon à former les stades primitifs des chapeaux à partir du mycélium mature, et (2) de découpe de parties du récipient près des stades primitifs des chapeaux pour former des perforations, et (3) de culture des stades primitifs des chapeaux en les maintenant à 10 à 30 C pendant 10 à 40 jours pour qu'ils se développent en chapeaux matures hors du récipient, au travers des perforations. 7. Procédé selon la revendication 6, dans lequel, après obtention des stades primitifs des chapeaux par culture dans un endroit sombre, on fait pousser les chapeaux de Fistulina hepatica hors du récipient, dans des conditions comprenant une température de 15 à C, une humidité relative de 70 % ou plus et un éclairement de 50 à 1 000 lx. 8. Procédé pour développer les chapeaux de Fistulina hepatica, qui comprend les étapes d'étalement des hyphes de Fistulina hepatica dans un milieu solide dans un récipient en plastique transparent clos muni d'un filtre perméable à un gaz mais imperméable aux spores, pour obtenir un milieu qui soit totalement rempli de mycélium, le mycélium étant suffisamment nature pour fructifier, de culture du milieu à 10 à C dans un endroit sombre pendant 1 à 30 jours pour former les stades primitifs des chapeaux à partir du mycélium mature, de découpe de parties du récipient autour des stades primitifs de Fistulina hepatica, et de maintien de ceux-ci à 10 à 30 C dans un endroit éclairé de 50 à 1 000 lx pendant 10 à 40 jours pour qu'ils se développent en chapeaux matures de Fistulina hepatica hors du récipient, au travers des perforations. 9. Procédé selon la revendication 8, dans lequel on utilise un milieu de culture solide contenant (a) un matériau en bois et (b) une substance nutritive comprenant un saccharide et un azote organique, et ayant un pH dans la gamme de 3,5 à 5,5. 10. Procédé pour former les chapeaux, qui comprend les étapes de (1) culture à 10 à 30 C pendant 1 à jours d'un milieu qui est complètement rempli de mycélium, ce mycélium étant suffisamment mature pour fructifier, après que des hyphes de Fistulina hepatica aient été répandus dans le milieu, que celui-ci se remplisse totalement de mycélium, et que ce mycélium soit suffisamment mature pour fructifier, de façon à former les stades primitifs des chapeaux à partir du mycélium mature, et (2) de maintien des stades primitifs des chapeaux à 10 à 30 C pendant 10 à jours pour qu'ils se développent en chapeaux matures. 11. Procédé selon la revendication 10, dans lequel le mycélium mature est obtenu par culture dans un endroit sombre, après quoi il est maintenu à 15 à 20 C et à une humidité relative de 70 % ou plus dans un endroit éclairé (50 à 1 000 lx) pour former les chapeaux de Fistulina hepatica. 12. Procédé selon la revendication 10, dans lequel on utilise un milieu de culture solide contenant (a) un matériau en bois et (b) une substance nutritive comprenant un saccharide et un azote organique, et ayant un pH dans la gamme de 3,5 à 5,5. 13. Procédé selon la revendication 12, dans lequel on inocule Fistulina hepatica dans le milieu solide en mélangeant des inoculums de Fistulina hepatica avec un milieu de culture solide stérilisé pour Fistulina hepatica, de façon à disperser les inoculums dans la totalité du milieu. 14. Procédé selon la revendication 13, dans lequel le milieu solide a une teneur en eau de 50 à 70 % en poids. 15. Procédé pour inoculer Fistulina hepatica, qui comprend l'étape de mélange d'inoculums de Fistulina hepatica avec un milieu de culture solide stérilisé pour Fistulina hepatica, de façon à disperser les inoculums dans la totalité du milieu. 16. Procédé selon la revendication 15, dans lequel on utilise un milieu de culture solide contenant (a) un matériau en bois et (b) une substance nutritive comprenant un saccharide et un azote organique, et5 ayant un pH dans la gamme de 3, 5 à 5,5. 17. Procédé selon la revendication 16, dans lequel le milieu de culture solide a une teneur en eau de 50 à % en poids.