FR 2604059 A1 19880325 FR 8712983 A 19870918 L'invention concerne un élément pour l'extermination des parasites et un procédé d'extermination de parasites utilisant un tel élément. Plus particulièrement, l'invention concerne un élément pour l'extermination des parasites ayant une excellente activité insecticide vis-à-vis des parasites tels que les coléoptères à longues cornes (Cerambycidae), les scarabées, etc, ainsi qu'un procédé d'extermination des parasites au moyen d'un tel élément. Les dégats occasionnés aux récoltes par les coléoptères à longues cornes ont eu récemment tendance à augmenter. Par exemple, Psacothea hilaris Pascore est un parasite du mûrier et du figuier, Anoplophora malasciaca Thomson est un parasite du poirier et du pommier, et Acalolepla luxuriosa Bates est un parasite de l'arbre udo (Aralia cordata), et ces parasites leur occasionnent d'important dommages. De plus, Monoehamus alterna- tus Hope et Semanotus japonicus Lacordaire sont des parasites des arbres. En particulier, les dommages occasionnés au mûrier sont importants et s'etendent sur de grands domaines. Les coléoptères à longues cornes pondent des oeufs sous les racines et les larves écloses font des trous profonds dans le xylème pour endommager les arbres comme s'ils étaient rongés. La longueur du trou ainsi rongée dépasse 60cm. Un mûrier ainsi parasité perd sa fonction physiologique et est desséché. Pour exterminer les coléoptères à longues cornes, on peut envisager l'utilisation d'insecticides chimiques. Toutefois, étant donné que les coléoptères à longues cornes sont des para- sites perforants, l'insecticide chimique ne parvient pas à atteindre la larve dans le tronc. Aussi; il est difficile d'exterminer efficacement les coléoptères à longues cornes par des insecticides chimiques. En outre, étant donné que les feuilles du mûrier sont utilisées pour la culture du ver à soie, l'utilisation d'insecticides chimiques entraîne des effets néfastes sur les vers à soie. Les figues, les poires et les pommes sont des aliments, et en conséquence l'utilisation d'insecticides chimiques sur eux peut provoquer des lésions chez l'homme, les animaux et les plantes. Pour éviter ces défauts, on a essayé d'utiliser des moisissures (par exemple Beauveria bronaniartii (tenella)) qui sont des microorganismes ennemis naturels des coléoptères à longues cornes, à la place des insecticides chimiques. Les moisissures agissent effectivement comme parasites des coléo- ptères à longues cornes, en particulier sur Psacothea hilaris Pascore mais n'ont pas d'effet pathogène sur le ver à soie. L'extermination des coléoptères à longues cornes au moyen de moisissures est réalisée en cultivant les moisissures dans un milieu de culture de son de froment, et en saupoudrant directe- ment les moisissures cultivées sur les arbres tels que le mûrier, en même temps que le milieu de culture. Le saupoudrage des moisissures est réalisé à la période de passage à la phase adulte des coléoptères à longues cornes. Toutefois, par la méthode décrite ci-dessus, les moisissures cultivées sont dans un état voisin de cellules dormantes, car elles ne peuvent pas imbiber suffisamment les composants du milieu de culture et en conséquence l'effet insecticide désiré de la moisissure ne peut pas être obtenu. En outre, une grande partie des moisissures cultivées saupoudrées sont absorbées par le sol sans s'attacher aux arbres, ce qui réduit encore l'efficacité du pouvoir insec- ticide. De plus, même les moisissures attachées aux arbres risquent d'être éliminées par lavage en raison des coniditions naturelles (pluie, vent, etc). Par ailleurs, le saupoudrage d'un milieu de culture contenant de grandes quantités de substances organiques et de substances fortement nutrition- nelles telles que du son de froment, etc, peut provoquer une prolifération indéterminée de microorganismes naturels et par conséquent, dans un tel cas, existe le risque qu'une quantité importante de microorganismes indésirables ne prolifèrent pour entraîner une contamination secondaire de microorganismes. Une telle contamination réduit l'effet d'extermination des para- sites et constitue aussi un danger par risque d'influence néfaste sur les hommes, les animaux et les plantes. La présente invention a été mise au point pour résoudre les problèmes des techniques conventionnelles décrits ci- dessus. Un objet de la présente invention est de procurer une élément d'extermination des parasites produisant un effet insecticide excellent, et un procédé d'extermination des para- sites au moyen de cet élément. Un autre objet de la présente invention est de procurer un élément d'extermination des parasites ne portant pas préjudice aux hommes et aux animaux, ainsi qu'un procédé d'extermination des parasites au moyen de cet élément. L'invention a encore pour objet un procédé d'extermination des parasites qui peut être facilement mis en pratique. La présente invention se fonde sur les connaissances des inventeurs qu'un élément d'extermination des parasites ayant un excellent effet insecticide est obtenu en cultivant des microorganismes infectant les parasites tels que des moisis- sures et/ou les spores des microorganismes infectant les para- sites, dans un milieu de culture contenant des composants de culture, les microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites pouvant imbiber suffisamment les composants du milieu de culture, ce qui permet d'obtenir un élément d'extermination des parasites subissant moins d'éliminatibn des microorganismes infectant les parasites, et/ou des spores des microorganismes infectant les parasites, et l'efficacité insecticide est augmentée en plaçant l'élément d'extermination des parasites sur les arbres, etc, en évitant l'élimination des microorganismes cultivés infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites. On a maintenant constaté que les objets ci-dessus pouvaient être atteints par l'invention exposée ci-dessous. Aussi, l'invention est constituée par un élément d'extermination des parasites comprenant un support de culture ayant des composants de milieu de culture contenant des microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites qui y sont cultivés. L'invention concerne également un procédé d'extermination des parasites qui consiste à disposer un élément d'extermination des parasites comprenant un support de culture ayant des composants de milieu de culture contenant des microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites qui y sont cultivés, 2604059. sur les arbres, etc, sur lesquels il faut exterminer les para- sites. Les figures 1 à 8 sont des schémas montrant diverses façons d'appliquer les éléments d'extermination des parasites suivant l'invention, aux arbres. Un support qui peut porter des composants de milieu de culture et permet de cultiver les microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites avec les composants de culture qui y sont placés, peut être utilisé comme support de culture suivant l'invention. Des exemples de supports sont des planches, des pièces de tissus, des matrices de mousse, etc, ou des moulages plas- tiques, des moulages en planches, etc, auxquel est fixé du son de froment capable de cultiver les micororganisme infectant les parasites. Comme mousse utilisable comme support de culture, on peut citer une mousse de polyuréthanne, une mousse de polystyrène, une mousse de chlorure de polyvinyle, une mousse de polyéthy- lene, et une mousse de polyéther, mais la mousse de polyuré- thm:ine est particulièrement préférée. Comme microorganismes infectant les parasites, on peut citer Beauveria bronqniartii (tenella), Beauveria bessiana, Metarhizium anisopliae, Verticillium lecanii, et Svnnematium jonesii. Pour l'extermination de coléoptères à longues cornes, on préfère tout particulièrement Beauveria bronqniartii. Les composants du milieu de culture sont constitués de sources de carbone assimilables et de sources d'azote contenant des sels minéraux et des substances organiques naturelles. Des exemples de source de carbone sont le glucose, le saccharose, le lactose, le maltose, le glycérol, l'amidon et les molasses. Des exemples de source d'azote sont le sulfate d'ammonium, le chlorure d'ammonium et le phosphate d'ammonium. Des exemples de sels minéraux sont les phosphates tels que'le dihydrogénophosphate de potassium, etc, des sels de magnésium tels que le sulfate de magnésium, etc, des sels de potassium et des sels de calcium. Des exemples de substances organiques naturelles sont des extraits de tissus animaux et des tissus animaux en poudre, tels que des extraits de viande, des extra- its de chair de poisson, de la poudre de chrysalide, etc; des extraits de fibres végétales tels que des extraits de malt, une eau de trempage de maïs, de l'huile de soja, etc; et des cellules de microorganismes et leurs extraits tels que des levures sèches, des extraits de levure, une polypeptone, etc. Comme milieu de culture constitué par de tels composants de culture, on peut utiliser un milieu de culture synthétique comme le milieu de culture de Czapek, etc, et un milieu de culture naturel tel qu!un milieu de culture de poudre de chrysalide, un milieu de culture d'agar, etc. Dans le cas de l'utilisation d'une mousse comme support de culture suivant l'invention, le support de culture est obtenu en faisant mousser une composition moussante avec les compo- sants du milieu de culture. En employant cette méthode, les composants du milieu de culture sont incorporés à l'intérieur de la mousse et par conséquent la culture peut être réalisée non seulement à la surface de la mousse, mais aussi à l'intérieur, et il en résulte que la culture des microorga- nismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorga- nismeF infectant les parasites est réalisée efficacement. Dans ce ca.z, les microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites peuvent imbiber suffisamment les composants de milieu de culture se trouvant à l'intérieur de la mousse, qui alors ne deviennent pas des cellules dormantes, et par conséquent le pouvoir insec- 2 ticide de l'élément d'extermination des parasites est accru. En général, les composants du milieu de culture sont principale- ment physiquement incorporés à l'intérieur de la mousse lors du moussage de la composition moussante. Toutefois, quand les composants du milieu de culture possèdent un groupe amino et/ou un groupe carboxy et la composition de moussage un groupe isocyanate, les composants du milieu de culture provoquent une réaction chimique avec la composition de moussage lors du moussage, et il en résulte que les composants du milieu de culture sont portés dans la mousse par liaison chimique par des liaisons urée et/ou des liaisons amide. Ainsi, les composants du milieu de culture sont solidement fixés à la mousse, et en même temps les microorganismes cultivés, etc, sont incoporés dans la mousse. Aussi, les microorganismes cultivés ou leurs spores sont moins détachés ou lavés hors de la mousse sous l'action des conditions naturelles. En outre, dans ce cas, le groupe hydroxy des composants du milieu de culture engendre du dioxyde de carbone gazeux en provoquant une réaction avec le groupe isocyanate pour accélérer le moussage. Une mousse de polyuréthanne est obtenue en faisant réagir un polyéther ou un polyester, un isocyanate ayant au moins deux groupes isocyanates dans la molécule, et de l'eau ou un autre agent moussant. Comme isocyanate, on utilise généralement des isocyanates polyfonctionnels, et des exemples sont le diisocya- nate de tolylène, le diisocyanate de diphénylméthane, le diiso- cyanate de diphényle, le diisocyanate de naphtalène, le diiso- cyanate de xylène, le diisocyanate de butane, et le triphényl- méthane-4,4',4"-triisocyanate. Un polyéther ou un polyester devient un prépolymère en réagissant avec l'isocyanate, et en faisant réagir le prépolymère avec l'eau, on forme du dioxyde de carbone gazeux pour provoquer le moussage, ce qui permet de former une mousse de polyuréthanne. Une mousse de polystyrène est formée en ajoutant un agent moussant tel que le pentane, l'hexane, l'heptane, etc, à un prépolymère de polystyrène et en réalisant une polymérisation en émulsion dans l'eau. Une mousse de chlorure de polyvinyle est obtenue par une méthode de décomposition thermique ou par une méthode d'insufflation de gaz. Une mousse de polyéthylène est obtenue en ajoutant de l'éther de pétrole, un fréon gazeux (Fréon 12), etc, à un prépolymère de polyéthylène et-en malaxant et faisant mousser le mélange à chaud. Dans le cas de l'une quelconque des mousses ci-dessus, en ajoutant les composants du milieu de culture ci-dessus au prépolymère de chaque mousse en même temps qu'un agent mous- sant, les composants du milieu de culture sont incorporés dans la matrice de mousse formée. Toutefois, au lieu d'employer une telle méthode, on peut former une matrice de mousse en utili- sant un peptide tel que le collagène soluble, la gélatine, l'albumine, etc (la matrice de mousse est alors une matrice de peptide), et la matrice de peptide peut être imprégnée par les composants du milieu de culture. La matrice de peptide est formée en faisant réagir une solution aqueuse d'un peptide et un isocyanate ayant au moins deux groupes isocyanates dans la molécule. Comme isocyanate, les isocyanates polyfonctionnels décrits ci-dessus peuvent être utilisés. Dans le cas ci-dessus, une partie de l'isocyanate réagit avec l'eau pour former du dioxyde de carbone gazeux, et une autre partie réagit avec le groupe amino et le groupe carboxy du peptide pour former une liaison urée et une liaison amide d'acide, ce qui a pour effet de procurer une mousse de polyuré- thanne ayant la matrice de peptide dans la molécule. La mousse de polyuréthanne obtenue possède une excellente propriété hydrophile et une rétention d'eau conformément aux propriétés du peptide contenu dans la molécule, et elle possède également une excellente propriété de désagrégation naturelle par une enzyme protéolytique. Quand la mousse de polyuréthanne est imprégnée par les composants du milieu de culture, ceuxci sont fermement fixés à la matrice de mousse. Suivant une variante, un peptide- peut être ajouté à la composition moussante au cours du moussage de la composition avec les co1.jsants du milieu de culture, et ceux-ci sont alors solidement i.corporés à la fois par la matrice de mousse et la matrice de peptide. Quand la matrice de mousse est une mousse de polyuré- thanne, les composants du milieu de culture sont ajoutés au mélange du prépolymère (un produit de réaction de polyéther ou de polyester avec un isocyanate) et de l'eau ou d'un autre agent moussant pour la réaction. Quand les composants du milieu de culture sont solubles dans l'eau, ils sont mélangés avec le prépolymère sous forme de solution aqueuse. Quand les compo- sants du milieu de culture sont insolubles dans l'eau, ils sont dispersés dans une solution aqueuse du prépolymère. La quantité d'eau est de préférence de l'ordre de 10 à 100 parties en poids pour 100 parties en poids de prépolymère. Si la quantité d'eau est inférieure à 10 parties en poids, la réaction de moussage est affaiblie et il en résulte qu'on n'obtient pas une mousse ayant une densité appropriée, et de même, la réaction du prépo- lymère et des composants du milieu de culture, et l'incorporation des composants du milieu de culture dans la matrice de mousse deviennent insuffisant. D'autre part, si la quantité d'eau est supérieure à 100 parties en poids, la réac- tion de l'eau et du prépolymère prédomine, et il en résulte que les composants du milieu de culture sont difficiles à incorpo- rer dans la matrice de mousse. La proportion de composants du milieu de culture est de 20 à 500 parties en poids,, et de préférence de 50 à 200 parties en poids, pour 100 parties en poids du prépolymère. Si la proportion des composants du milieu de culture est inférieure à parties en poids, leur teneur dans la matrice de mousse est insuffisante. Au contraire, si leur proportion est supérieure à 500 parties en poids, la partie excédentaire, au-delà de 500 parties, ne peut pas être transférée dans la matrice de mousse. La matrice de mousse contient de préférence un polymère hydrophile pour améliorer la capacité de rétention d'eau. En incorporant un polymère hydrophile dans la matrice de mousse, le supplément d'eau pour la matrice de mousse est à peine nécessaire. Des exemples de polymère hydrophile sont l'agar, l'alcool polyvinylique, et le polyacrylamide. En outre, en incorporant un produit attirant les parasites dans le support de culture ou fn l'utilisant en même temps que l'élément d'extermination des parasites, l'effet insecticide est encore accru. Le support de culture utilisant une telle matrice de mousse est, après incorporation d'une quantité appropriée d'eau, stérilisé dans un autoclave (120 C, 1,2 atm), etc, puis inoculé avec les bactéries infectant les parasites. Ensuite, le support de culture est soumis à une étape de culture, par exemple pendant environ 2 semaines à 250C. Par cette étape de culture, le support de culture est couvert par les microorga- nismes infectant les parasites (hyphes) et leurs spores pour procurer l'élément d'extermination des parasites voulu. La spore possède un effet insecticide supérieur vis-à-vis des parasites tels que les coléoptères à longues cornes, à celui de l'hyphe. Le nombre de spores cultivés dans ce cas devient supé- rieur à 105 par unité de surface (1 cm2) de la surface de la mousse. Le nombre de spores est généralement de 105/cm2 à 107/cm2. L'élément d'extermination des parasites ainsi obtenu est principalement utilisé pour l'extermination des coléoptères à longues cornes. Comme méthode d'extermination, la mousse peut être saupoudrée sur les arbres tels que le mûrier, etc, mais pour accroître l'effet insecticide, il est préférable de placer l'élément d'extermination des parasites obtenu sur les troncs ou les branches des arbres, des supports en films de chlorure de polyvinyle, etc. L'élément d'extermination des parasites de la présente invention et le procédé d'extermination des parasites utilisant cet élément, peuvent aussi s'appliquer au scarabée, outre les coléoptères à longues cornes. Les scarabées provoquent des dommages non seulement aux zones arboricoles, comme les arbres, les plantations et les zones d'exploitation forestière, mais aussi aux récoltes telles que les fraises, les pommes de terre, les arachides, etc. Si les imagos résultant de la transforma- tion des larves de scarabées sont parasités par les moisis- sures, au moyen de l'élément d'extermination des parasites suivant l'invention, les oeufs pondus par les imagos n'éclosent pas, même si les imagos eux-mêmes ne sont pas tués. En outre, l'élément d'extermination des parasites suivant l'invention est ú ticace non seulement vis-à-vis des coléo- ptères à longues c mnes et des scarabées, mais aussi vis-à-vis des nématodes (Nematoda) qui sont des parasites des plantes vivantes et leur occasionnent des dommages. Dans ce cas, à la place des moisissures, on peut utiliser une bactérie, Pasteu- rella pentrance, qui est un microorganisme ennemi naturel des nématodes. Diverses formes d'utilisation de l'élément d'extermination des parasites suivant la présente invention sont expliquées en référence aux dessins ci-après. Par exemple, comme le montre la figure l(a), un support de culture (10) est conformé suivant une planche mince et une perforation (11) est pratiquée dans sa partie centrale. Comme le montre le figure l(b), une branche d'un arbre passe dans la perforation (11) et l'élément est ainsi pendu à l'arbre. Les coléoptères à longues cornes sont des insectes nocturnes et ont l'habitude de ramper autour des arbres et de se rassembler dans une partie épaisse du tronc, etc, durant la nuit, tandis qu'ils se rassemblent dans une partie sombre telle qu'une partie à l'ombre, etc, au cours de la journée. Aussi, si le support de culture (10) est fixé à l'arbre en l'accrochant à une branche par la perforation (11), une zone sombre est créée entre le support de culture (10) et le tronc de l'arbre. Ainsi, existe une possibilité de rassemblement des coléoptères à longues cornes dans la zone sombre, et par conséquent l'effet d'extermination des coléoptères à longues corne se trouve augmenté. La perforation (11) formée dans le support de culture (10) peut avoir une taille permettant d'accrocher le support à une branche d'un arbre en utilisant la perforation, mais si l'épaisseur du support de culture (10) est relativement accrue et la taille de la perforation (11) réduite, la surface de la zone devient plus importante, ce qui améliore l'efficacité de l'effet d'extermination des coléoptères à longues cornes. Le nombre des perforations formées dans le support de culture (10) n'est pas limité à un, mais quand un arbre possède de nombreuses branches, plusieurs perforations peuvent être prati- quées pour accrocher le support de culture (10) à ces branches comme le montre la figure l(c). De même, au lie:- d'accrocher le support de culture en utilisant la ou les perforations, le support de culture (10) peut être directement fixé à l'arbre en utilisant des boites en film de chlorure de polyvinyle, etc, et un élément de fixation (20) en forme de clou comme le montre la figure 2(a).-L'élément en forme de clou (20) représenté sur la figure 2(a) est consti- tué d'une tige métallique (20a) à extrémité pointue et une tête sphérique (20b) à l'autre extrémité, et le cupport de culture (10) est ainsi fixé à l'arbre, etc, en perçant le support de culture cubique (10) par la tige métallique (20a) qui traverse le support et pénètre dans le tronc, etc, de l'arbre. La forme de l'élément en forme de clou (20) et celle du support de culture (10) ne sont pas limitées à celles qui sont représentées sur la figure 2(a) mais on peut aussi fixer à l'arbre un support de culture sphérique (10) en utilisant un élément en forme de pointe à tige coudée comme le montre la figure 2b. De même, comme le montre la figure 2(c), un support de culture (là) peut être fixé à un arbre, etc, en utilisant un élément pointu en forme de broche (22). Un support de culture (10) peut être accroché à un arbre, etc, en utilisant un élément de suspension (31) commereprésenté sur la figure 3(a) au lieu de le fixer à l'arbre, etc, au moyen d'un élément en forme de clou. L'élément de suspension (31) est constitué d'un fil métallique, par exemple en fer, en acier inoxydable, etc, on fait pénétrer l'élément dans le support de culture (10) ayant la forme d'une plaque fine pratiquement perpendiculaire, la partie extrême du fil métallique s'étendant au-delà du bord inférieur du support étant fixée à son rebord, et l'autre extrémité se prolongeant au-dessus du bord supérieur et étant recourbée pour permettre l'accrochage à une branche de l'arbre. La partie supérieure recourbée de l'élément de suspen- sion est accrochée sur la branche de l'arbre de telle sorte qu'une partie du support de culture (10) soit portée en contact avec le tronc de l'arbre. Le matériau de l'élément de suspen- sion (31) ne se limite pas nécessairement au métal, et on peut préférer un matériau qui ne se détériore pas au vent et à la pluie, etc, et qui peut être facilement préparé et conformé. L'élément de suspension (31) peut être un fil métallique pénétrant pratiquement horizontalement à travers un support de culture cubique (10) come le montre la figure 3(b). De même, la forme du support de cu.ture (10) ne se limite pas à un cube, mais peut être pyramidale comme le montre la figure 3(c) ou encore cylindrique comme le montre la figure 3(d) . Dans la forme de réalisation représentée sur la figure 3(d), l'élément de suspension (31) est disposé de telle sorte que la partie centrale du fil métallique soit placée au-dessus du support de culture et que ses deux extrémités pénètrent dans le support de culture (10) jusqu'à proximité de son bord inférieur, et soient pliées dans leur partie extrême et fixées au bord inférieur du support. La partie centrale du fil métallique passe au-dessus du support de culture (10) en réservant un espace déterminé au- dessus de sa surface, et peut être accrochée à une branche d'arbre, ou à un élément d'accrochage, etc, fixée à un support en forme de boite en film de chlorure de polyvinyle par sa partie centrale. La forme du support de culture (10) n'est pas limitée à la forme cubique, mais peut avoir la forme d'une bande comme le montre la figure 4(a). Par exemple, une paire de rubans adhé- sifs à double face (40, 40) sont collés à une face d'un tel support de culture (10) en forme de bande, et le support de culture (10) peut être collé au tonc, à une branche, etc, d'un arbre comme représenté sur la figure 4(b). Au lieu d'utiliser des rubans adhésifs à double face, on peut employer un adhésif collé à la surface du support de culture (10), et le support de culture peut être ensuite collé à un arbre. Le support de culture (10) est collé à un arbre par enroulement autour de l'arbre en une seule couche comme le montre la figure 4(A), ou en spirale comme le montre la figure 4(B) de telle sorte que les surfaces adhésives des deux faces du ruban adhésif ou la surface enduite d'adhésif du support de culture soient portées en contact avec le tronc ou une branche d'un arbre. De même, le support de culture (10) en forme de bande est collé à un arbre par enroulement autour de deux branches de l'arbre, comme le montre la figure 4(C), ou par collage au tronc ou à une branche de l'arbre, suivant l'axe du tronc ou de la branche comme le i5 montre la figure 4(D). Etant donné que les coléoptères à longues cornes ont l'habitude de ramper sur les troncs et les branches des arbres comme décrit ci-dessus, en collant le support de culture (10) en forme de bande au tronc ou à la branche de l'arbre, le changement de contact des coléoptères à 2O longues cornes avec le support de culture est modifié et l'effet insecticide sur les coléoptères à longues cornes se trouve amélioré. Le support de culture en forme de bande peut aussi être collé à des supports en forme de boite en film de chlorure de polyvinyle. Au lieu de coller directement le support de culture en forme de bande (10) sur un arbre, en utilisant un adhésif à double face ou un adhésif du type décrit ci-dessus, des rubans adhésifs (51, 51), tels que des rubans magiques, sont collés aux parties extrêmes du support de culture en forme de bande (10) sur la même face, comme le montre la figure 5(a), le support de culture (10) est enroulé autour de l'arbre ou d'une branche d'un arbre de telle sorte que les rubans adhésifs (51) soient sur la face interne, etpeut être fixé à l'arbre en collant les rubans adhésifs l'un à l'autre pour fixer les parties extrêmes du support de culture (10) l'une à l'autre comme le montre le figure 5(b). De même, les rubans adhésifs (51, 51) sont collés aux parties extrêmes du support de culture en forme de bande (10) suivant des faces opposées comme le montre la figure 5(c), le support de culture (10) est enroulé autour d'un arbre de telle sorte que les rubans adhésifs (51, 51) soient superposés l'un sur l'autre, et le support de culture peut être fixé à l'arbre en collant les rubans adhésifs l'un sur l'autre comme le montre la figure 5(d). En outre, pour fixer l'une à l'autre les parties extrêmes du support de culture en forme de bande (10), on peut utiliser un crochet ou élément analogue. Par ailleurs, pour fixer les parties extrêmes du suport de culture en forme de bande (10) par enroulement autour d'un arbre, un fil métallique ou une corde (52) est attaché à l'une des parties extrêmes du support de culture (10) et le support de culture (10) peut être fixé à l'arbre par enroulement de telle sorte que ses parties extrêmes soient en contact, et en attachant les parties extrêmes par la corde (52) comme le montre la figure 5(e). Quand le support de culture en forme de bande (10) est enroulé autour d'un arbre, etc, et- que ses deux parties extrêmes sont fixées l'une à l'autre comme indiqué ci-dessus, le support de culture (10) n'est pas suffisamment porté au contact de l'arbre sur toute la Longueur du support en raison de la présence d'irrégularités de surface de l'arbre qui forment des creux entre les deux membres. Ainsi, étant donné que les coléoptères à longues cornes se rassemblent dans les creux au cours de la journée en raison de leurs habitudes décrites ci-dessus, l'effet insecticide se trouve encore amélioré. De même, pour fixer un support de culture en forme de bande (10) par enroulement autour d'un arbre, etc, et fixer ses parties extrêmes, on peut employer une forme de réalisation représentée sur la figure 6. Ainsi, comme le montre lafigure 6(a), un membre flexible (60) tel qu'un fil métallique ou une corde, pénètre à travers l'élément de culture le long de son axe, et les parties extrêmes du membre flexible peuvent se prolonger au-delà du support comme le montre la figure 6(a). En outre, les fils ou les cordes peuvent être fixés aux parties extrêmes du support de culture (10) sans pénétrer dans le support de culture. En employant le dispositif décrit ci-dessus, le support de culture (10) est fixé à un arbre par enroulement autour de l'arbre en une seule couche ou en spirale et en serrant les parties extrêmes du fil ou de la corde les unes aux autres comme le montre la figure 6(b). En outre, plusieurs fils ou cordes (60) peuvent être placés le long de l'axe du support de culture en forme de bande (10), et de même quand la largeur du support de culture (10) est importante, plusieurs fils ou cordes (60, 60, 60) peuvent pénétrer à travers le support de culture (10) dans une direction perpendiculaire à son axe, comme le montre la figure 6(c). u Dans le cas o on dispose le support de culture (10) sur un arbre, etc, on peut avoir recours à une réalisation o le support de culture (10) est placé dans un conteneur tubulaire. Dans ce cas, le support de culture (10) est conformé de manière tabulaire, et le support de culture tabulaire peut être collé à la face interne d'un côté d'un conteneur tubulaire à base triangulaire (71) au moyen d'un adhésif (71a) comme le montre la figure 7(a). Le conteneur tubulaire (71) contenant le support de culture (10) est monté sur l'arbre directement par collage du conteneur au moyen d'ur adhésif (71b), collé à la- surface externe du conteneur tubulti:e ou par insertion d'une 2O branche, etc, de l'arbre dans le conteneur tubulaire (71) comme le montre la figure 7(b). La forme du conteneur tubulaire ne se limite pas-à celle présentant une base triangulaire. De même, la forme du support de culture (10) placé dans le conteneur tubulaire ne se limite pas à la forme tabulaire. Par exemple, on peut utiliser une forme de réalisation o un support de culture (10) en forme de colonne triangulaire est placé dans un conteneur cylindrique (72) comme le montre la figure 7(c), ou une forme de réalisa- tion o des supports de culture (10, 10, 10) sont placés le long de la face interne d'un conteneur cylindrique (73) de telle sorte qu'un espace en forme de colonne triangulaire soit formé dans le conteneur cylindrique (73) comme le montre la figure 7(d). Il est préférable que le conteneur tubulaire ou cylin- drique soit constitué en matière plastique, en plaque de résine acrylique, etc, qui ne se déforme pas et ne se corrode pas sous l'action du vent et de la pluie. Dans ces cas, le conteneur tubulaire ou cylindrique (71) à (73) contenant le support de culture (10) peut être aisément ataché à un arbre, etc, et en être détaché. Dans le cas o on attache le conteneur tubulaire ou cylindrique (71) à (73) à un arbre, le conteneur lui-même devient un abri présentant à son intérieur une place sombre o les coléoptères à longues cornes se rassemblent, ce qui augmente encore l'effet insecticide. Le support de culture (10) peut être réalisé de telle sorte qu'il présente dans sa partie interne une zone sombre o peuvent se rassembler les parasites à exterminer, tels que les coléoptères à longues cornes. La zone sombre est obtenue en formant une partie concave (12) dans un support de culture (10) en forme de colonne à base triangulaire, ladite partie concave présentant une ouverture à une extrémité du support de culture comme le montre la figure 8(a). Quand le support de culture (10) est constitué en forme tubulaire comme représenté sur la figure 8(b), une zone sombre est formée dans sa partie interne. Un tel support de culture (10) est attaché à un arbre, un support en forme de cage en'film de ch2orure de vinyle, etc, en le collant au moyen d'un adhésif, etc, ou en le fixant par un fil, etc. Quand le support de culture (10) se présente sous forme tubulaire, un fil ou une corde (86) est engagé dans sa partie interne comme le montre la figure 8(b) et le support de culture (10) est fixé à un arbre, etc, par enroulement en spirale autour de l'arbre comme le montre la figure 8(c). De même, au lieu de former une zone sombre à l'intérieur du support de culture (10), on peut employer une forme de réalisation o le support de culture (10) lui-même est placé dans une zone sombre. Par exemple, un élément semi-cylindrique (81) protégeant de la lumière, réalisé dans un matériau possé- dant des propriétés de protection de la lumière, tel que du papier renforcé, une matière plastique, etc, est adapté sur un support de culture tabulaire (10) et une ouverture est formée sur un côté comme le montre la figure 8(d). Ainsi, une face du support de culture (10) est placée du côté sombre et les para- sites à exterminer pénètrent dans cette partie sombre par l'ouverture. En outre, comme le montre la figure 8(e), un support de culture (10) en forme de ruban peut être placé dans un élément en forme de poche (82) protégeant de la lumière, l'ouverture de l'élément en forme de poche protégeant de la lumière (82) étant rendue plus étroite au moyen d'un fil ou d'une corde (83) laissant un espace déterminé, et l'élément peut alors être pendu à un arbre, etc, par le fil ou la corde (83). En outre, comme le montre la figure 8(f), on peut aussi employer une forme de réalisation suivant laquelle plusieurs supports de culture (10, 10, 10) en forme de blocs, sont dispo- sés dans un élément (84) tubulaire protégeant de la lumière ayant des extrémités ramifiées présentant des propriétés de protection de la lumière. L'élément protecteur de la lumière (84) peut être suspendu à une branche d'un arbre par un fil ou une corde (85) avec une partie de l'ouverture à l'une de ses extrémités collée à l'arbre comme le montre la figure 8(c)B. Les éléments protecteurs de la lumière (81), (82) et (84) sont constitués de préférence dans un matériau possédant des propriétés de protection de la lumière qui ne soit pas facile- ment endommagé par le vent, la pluie, les oiseaux, etc, par exemple en matière plastique, en fibres synthétiques, en feuille métallique, en papier renforcé, etc L'invention est expliquée plus en détail dans les exemples suivants. EXEMPLE 1 A 1 litre d'eau, on ajoute 40g de poudre de chrysalide, on extrait une essence, et on ajoute encore 20g de glucose à l'extrait pour procurer un milieu de culture de base. En faisant réagir 275g d'une solution aqueuse à 5% de gélatine avec l.000g d'un isocyanate, le Sofranate (marque de Toyo Tire and Rubber Co Ltd), on obtient une mousse de polyuréthanne. La mousse de polyuréthanne est découpée en morceaux de 30mm x 50mm x 0lmm et est imprégnée par le milieu de culture de base ci- dessus. Après stérilisation de la mousse d'uréthanne dans un autoclave (121 C, 1,2atm) pendant 20 minutes, la mousse est inoculée par 1 à 5ml d'une solution de culture de Beauveria bronaniartii (tenella) et on cultiive les microorganismes pendant 2 semaines à 25 C. Sur l'élément d'extermination des parasites ainsi obtenu, on fait marcher des imagos (un mâle et une femelle) de Semano- tus Jiaponicus Lacordaire pendant une minute chacun. Ensuite, les imagos sont nourris de miel et d'eau à 22 C mais le mâle meurt au bout de 4 jours et la femelle au bout de 7 jours. Au cours de la période d'alimentation, la femelle a pondu des oeufs, qui ne sont pas éclos. Les insectes morts (mâle et femelle) de Semanotus Japoni- cus Lacordaire précité sont traités en surface par de l'alcool à 70% et conservés sur une plaque avec un papier filtre impré- gné d'eau distillée à 24 C. Il en résulte, en confirmation, que Beauveria bronqniartii (tenella) est engendré localement aux parties jointives des insectes morts. EXEMPLE 2 On effectue le même test que dans l'exemple 1, mais en inoculant Verticillium lecanii (séparé de corps morts de Psaco- thea hilaris Pascore) à la place de Beauveria bronaniartii (tenella). En conséquence de ce traitement, les imagos (mâle et femelle) de Semanotus iaponicus Lacordaire restent vivants pendant plus de 15 jours, le mâle meurt après 15 jours et la femelle après 18 jours. Toutefois, les oeufs pondus par la femelle au cours de la période d'alimentation sont couverts de moisissures et ne sont pas éclos. Quand les corps morts de Semanotus iar_,.icus Lacordaire sont conservés de la même manière que dans l'exemple 1, Verti- cillium lecanii est engendré sur toute la surface du corps mort. EXEMPLE 3 On effectue la même expérience que dans l'exemple 1, mais en utilisant les imagos de Psacothea hilaris Pascore à la place des imagos de Semanotus japonicus Lacordaire. Le résultat de ce traitement est que les imagos meurent au bout de 2 semaines et la surface du corps mort est couverte par Beauveria bronaniatii (tenella) 4 jours après la mort. EXEMPLE 4 On suit le même procédé que dans l'exemple 1 mais la mousse d'uréthanne est imprégnée par 5ml de milieu de culture de base, et on inocule 5ml de solution de culture, et on cultive ainsi Beauveria brongniartii (tenella). Après deux semaines de culture à 25 C, on mesure le nombre d'hyphes, qui est de 5,3 x 105 cellules/cm2. La prolifération des hyphes est tardive et la mousse elle-même est pratiquement visible à l'oeil nu. EXEMPLE 5 En suivant le même procédé que dans l'exemple 1, mais en imprégnant la mousse de polyuréthanne par 10ml de milieu de culture de base et en saupoudrant avec 0,014g de spores de Beauveria bronqniartii (tenella), au lieu d'inoculer la solu- tion de culture, on cultive Beauveria broncniartii (tenella). Quand le nombre d'hyphes est mesuré au bout de 2 semaines de culture à 25 C, on constate qu'il est de 6,7 x 105 cellules/cm2. La prolifération des hyphes est tardive et la mousse elle-même est pratiquement visible à l'oeil nu comme dans l'exemple 4. EXEMPLE 6 Dans un litre de milieu de culture de base comme dans l'exemple 1, on dissout 15g d'agar. Puis, en suivant le même procédé que dans l'exemple 1 mais en imprégnant la mousse de polyuréthanne avec lml de culture d'agar ci-dessus et en inocu- lant lml de solution, on cultive Beauveria brongniartii (tenella). Quand on mesure le nombre d'hyphes après deux semaines de culture à 25 C, on constate qu'il eLt de 3,4 x 107 cellules/m2. Les hyphes se sont multipliées A tel point qu'elles masquent la mousse de polyuréthanne. L'épaisseur de la couche de moisissures est observée sur la mousse et la surface de la mousse est recouverte de spores. EXEMPLE 7 Dans un litre de milieu de culture de base come dans l'exemple 1, on dissout 15g d'agar. Puis, en suivant le même procédé que dans l'exemple 1, mais en imprégnant la mousse de polyuréthanne avec 5ml du milieu de culture d'agar ci-dessus, et en inoculant 3ml de solution de culture, on cultive Beauve- ria bronaniartii (tenella). Quand on mesure le nombre d'hyphes après deux semaines de culture à 25 C, on constate qu'il est de 6,0 x 107 cellules/m2. Les hyphes se sont multipliées à tel point qu'elles masquent la mousse de polyuréthanne. L'épaisseur de la couche de moisissures est observée sur la mousse et la surface de la mousse est recouverte de spores. EXEMPLE 8 Dans un litre de milieu de culture de base come dans l'exemple 1, on dissout 15g d'agar. Puis, en suivant le même procédé que dans l'exemple 1, mais en imprégnant la mousse de polyuréthanne avec 5ml du milieu -de culture d'agar ci-dessus, et en y saupoudrant 0,001g de spores de Beauveria bronaniartii (tenella), on cultive Beauveria bronqniartii (tenella). Quand on mesure le nombre d'hyphes après deux semaines de culture à C, on constate qu'il est de 2,9 x 107 cellules/m2. Les hyphes se sont multipliées à tel point qu'elles masquent la mousse de polyuréthanne. L'épaisseur de la couche de moisis- sures est observée sur la mousse et la surface de la mousse est *recouverte de spores. EXEMPLE 9 Après avoir mélangé 100 parties en poids de polymère d'uréthanne, 30 parties de poudre de chrysalide, 15 parties de glucose et 11 parties en poids d'agar, on y ajoute 30 parties en poids de solution aqueuse à 5% de gélatine pour provoquer le moussage et pour procurer une mousse destinée à la culture des microorganismes. Après avoir stérilisé la mousse dans un autoclave (121 C, 1,2 atm) pendant 20-minutes, on inocule la mousse avec 3ml de solution de culture de Beauveria bronqniar- tii (tenella) et on cultive pendant 2 semaines à 25 %. Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constat. qu'il est O de 1,9 x 106 cellules/cm2. La mousse elle-même est partielle- ment visible à l'oeil nu, mais le nombre d'hyphes est d'environ 108 cellules/m2. EXEMPLE 10 En suivant le même procédé que dans l'exemple 9, mais en ajoutant à la mousse 2ml d'eau distillée avant stérilisation de la mousse, on cultive Beauveria brongniartii (tenella). Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constate qu'il est de 0,7 x 106 cellules/cm2. La mousse elle-même est partiel- lement visible à l'oeil nu, mais le nombre d'hyphes est O d'environ 10 cellules/m2. EXEMPLE 11- En suivant le même procédé que dans l'exemple 9, mais en ajoutant à la mousse 4ml d'eau distillée avant stérilisation de la mousse, on cultive Beauveria brongniartii (tenella). Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constate qu'il est de 0,7 x 106 cellules/cm2. La mousse elle-même est partiel- lement visible à l'oeil nu, mais le nombre d'hyphes est d'environ 108 cellules/m2. EXEMPLE 12 En suivant le même procédé que dans l'exemple 9, mais en ajoutant à la mousse 5ml d'eau distillée avant stérilisation de la mousse, on cultive Beauveria bronqniartii (tenella). Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constate qu'il est de 0,7 x 106 cellules/cm2. La mousse elle-même est partiel- lement visible à l'oeil nu, mais le nombre d'hyphes est d'environ 108 cellules/m2. EXEMPLE 13 En suivant le même procédé que dans l'exemple 9, mais en ajoutant à la mousse 10ml d'eau distillée avant stérilisation de la mousse, on cultive Beauveria brongniartii (tenella). Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constate qu'il est de 0,7 x 106 cellules/cm2. Les spores sont formées sur toute la surface de la mousse. Le nombre d'hyphes est 8 d'environ 10 cellules/m2. EXEMPLE 14 En suivant le même procédé que dans l'exemple 9, mais en ajoutant à la mousse 12ml d'eau distillée avant stérilisation de la mousse, on cultive Beauveria brongniartii (tenella). Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constate qu'il est de 1,4 x 106 cellules/cm2. Les spores sont formées sur toute la surface de la mousse. Le nombre d'hyphes est d'environ 108 cellules/m2. EXEMPLE 15 En suivant le même procédé que dans l'exemple 9, mais en ajoutant à la mousse 18ml d'eau distillée avant stérilisation de la mousse, on cultive Beauveria bronqniartii (tenella). Quand on mesure le nombre de spores après culture, on constate qu'il est de 1,1 x 106 cellules/cm2. Dans un autre échantillon, le nombre de spores est de 1,3 x 106 cellules/cm2 ou 1,8 x 106 cellules/cm2. Les spores sont formées sur toute la surface de la mousse. Le nombre d'hyphes est d'environ 108 cellules/m2. EXEMPLE 16 La mousse de polyuréthanne obtenue dans l'exemple 9 est decoupée en morceaux de 50mm x 500mm x 10mm et des rubans magiques sont fixés aux deux extrémités de la mousse. La mousse d'uréthanne en forme de ruban est imprégnée par une quantité appropriée d'eau, et après stérilisation de la mousse, on l'inocule avec 50ml de solution de culture de Beauveria bron- aniartii (tenella) pour obtenir un élément d'extermination des parasites. Quand la mousse est fixée autour d'un tronc d'arbre et qu'on l'y laisse, la libération d'hyphes n'est pas observée, même au bout d'une semaine. Les spores sont aussi formées. EXEMPLE DE COMPARAISON 1 Quand, dans l'expérience de l'exemple 1, on ne fait pas marcher les imagos de Semanotus jlaponicus Lacordaire sur l'élément d'extermination des parasites, ils peuvent survivre pendant 15 jours. EXEMPLE DE COMPARAISON 2 Quand, dans l'expérience de l'exemple 3, on ne fait pas marcher les imagos de Psacothea hilaris Pascore sur l'élément d'extermination des parasites, ils peuvent survivre pendant plus de 30 jours. Comme le montrent clairement les exemples et les exemples de comparaison ci-dessus, -les éléments d'extermination des parasites utilisant une mousse comme support de culture sont excellents en ce qui concerne l'effet insecticide vis-à-vis des coléoptères à longues cornes. Etant donné que les microcrgja- nismes infectant les parasites tels que les moisissures sont cultivés dans la matrice de mousse, l'efficacité de la culture est élevée. De même, quand on laisse l'élément d'extermination des parasites sur un tronc d'arbre, etc, les hyphes ne sont pas séparées ni éliminées. L'élément d'extermination des parasites suivant la présente invention est efficace au niveau de la culture et excellent en ce qui concerne l'effet insecticide car les microorganismes infectant les parasites et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites sont cultivés à l'intérieur du support de culture. L'élément d'extermination des parasites suivant la présente invention est particulière- ment efficace par son effet insecticide vis-à-vis des coléo- ptères à longues cornes. Dans le cas de l'utilisation d'une matrice de mousse comme support de culture, les microorganismes cultivés et/ou leurs spores sont formés et portés par la matrice de mousse, et par conséquent ils ne sont pas libérés ou éliminés par les conditions naturelles. En outre, étant donné que suivant l'invention les insectes sont tués en utilisant les microorganismes et/ou leurs spores, ils occasionnent moins de dommages aux hommes et aux bêtes par comparaison avec les insecticides chimiques. Dans le procédé d'extermination de parasites suivant la présente invention, l'élément d'extermination des parasites peut être placé sur un tronc ou une branche d'arbre, et par conséquent les microorganismes ne sont pas absorbés par le sol et sont effectivement utilisés pour l'extermination des parasites. Le support de culture suivant la présente invention est placé sur un arbre, etc, par suspension, collage, attache autour de l'arbre ou fixation sur l'arbre, et par conséquent le procédé d'extermination des para- sites de la présente invention peut être facilement mis en oeuvre. Aussi, l'élément d'extermination des parasites et le procédé d'extermination des parasites suivant la présente invention peuvent être efficacement utilisés pour l'extermination des coléoptères à longues cornes et des scara- bées. REVENDICATIONS 1. Elément d'extermination des parasites comprenant un support de culture ayant des composants de milieu de culture contenant des microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites, qui y sont cultivés. 2. Elément d'extermination des parasites selon la reven- dication 1, caractérisé en ce que les microorganismes infectant les parasites est choisi parmi Beauveria bronaniartii (tenella),Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliaie, Verti- cillium lecanii et Synnematium ionesii. 3. Elément d'extermination des parasites selon la reven- dication 1, caractérisé en ce que le support de culture est une matrice de mousse obtenue par moussage d'une composition de moussage avec des composants de milieu de culture. 4. Elément d'extermination des parasites selon la reven- dication 1, caractérisé en ce que le milieu de culture est une- matrice de mousse imprégnée de composants de milieu de culture. 5. Elément d'extermination des parasites selon la reven- dication 3, caractérisé en ce que la matrice de mousse est une mousse de polyuréthanne. 6. Elément d'extermination des parasites selon l'une quelconque des revendications 3 et 4, caractérisé en ce que la matrice de culture est une matrice de peptide. 7. Elément d'extermination des parasites selon l'une quelconque des revendications 3 et 4, caractérisé en ce que la matrice de mousse contient un polymère hydrophile pour amélio- rer la capacité de rétention d'eau. 8. Elément d'extermination des parasites selon la reven- dication 1, caractérisé en ce que les microorganismes infectant les parasites sont capables d'exterminer les coléoptères à longues cornes et/ou les scarabées en les infectant. 9. Procédé d'extermination des parasites, caractérisé en ce qu'il consiste à disposer un élément d'extermination des parasites comprenant un support de culture ayant des composants de milieu de culture contenant des microorganismes infectant les parasites, et/ou les spores des microorganismes infectant les parasites qui y sont cultivés, sur un arbre, etc, sur lequel doit être effectuée l'extermination des parasites. 10. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le microorganisme infectant les parasites est choisi parmi Beauveria bronqniartii (tenella),Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliaie, Verti- cillium lecanii et Svnnematium ionesii. 11. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est une matrice de mousse obtenue en faisant mousser un composant de moussage avec les composants du milieu de culture. 12. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est une matrice de mousse imprégnée des composants du milieu de culture. 13. Procédé d'extermination des parasites selon l'une quelconque des revendications 11 et 12, caractérisé en ce que la matrice de mousse est une moousse de polyuréthanne. 14. Procédé d'extermination des parasites selon l'une quelconque des revendications 11 et 12, caractérisé en ce que le support de culture est une matrice de peptide. 15. Procédé d'extermination des parasites selon l'une quelconque des revendications 11 et 12, caractérisé en ce que la matrice de mousse contient un polymère hydrophile pour améliorer la capacité de rétention d'eau. 16. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que les microorganismes infectant les parasites sont capables d'exterminer les coléoptères à longues cornes et les scarabées-en les enfectant. 17. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture comporte une ou plusieurs perforations par lesquelles peuvent passer un tronc ou une branche d'arbre auquel doit être appli- quée l'extermination des parasites. 18. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est fixé à un arbre, etc, par pointage dans l'arbre au moyen d'un clou ou analogue traversant le support de culture. 19. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est suspendu à une arbre, etc, par des moyens de suspension. 20. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est sous forme de support en bande. 21. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 20, caractérisé en ce que le support de culture est collé à un arbre, etc. 22. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 20, caractérisé en ce que le support de culture est attaché autour d'un arbre, etc, et fixes par ses deux extrémi- tés. 23. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture comporte un fil flexible ou une corde qui le pénètre, et est fixé à un arbre, etc, par le fil ou la corde. 24. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est placé dans un conteneur en forme de poche. 25. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 24, caractérisé en ce que le conteneur en forme de poche est collé à un arbre, etc. 26. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 24, caractérisé en ce que le conteneur en forme de poche est pendu à un arbre, etc, en le fixant par poitage sur l'arbre à travers le conteneur. 27. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture comporte une zone sombre dans sa partie interne. 28. Procédé d'extermination des parasites selon la reven- dication 9, caractérisé en ce que le support de culture est placé dans une zone sombre.