FR 2571737 A1 19860418 FR 8415764 A 19841015 L'introduction stable de matériel génétique dans des organismes implique, en général, que ce transfert soit effectué dans des cellules précurseurs dont les potentialités de multiplication et de différenciation sont élevées. Ces cellules précurseurs peuvent soit être représentatives d'une voie de différenciation bien particulière, comme par exemple les cellules souches hématopoiétiques, soit toti- potentes comme les cellules germinales. Dans tous les cas, la population des cellules cibles du transfert est très minoritaire dans les tissus considérés. L'introduction stable de séquences génétiques dans ces cellules nécessite donc l'utilisation de techniques de transfert dont le rendement est élevé. Les méthodes classiques d'introduction de fragments d'ADN purifié dans des cellules en culture fournissent des taux d'incorporation faibles. L'emploi de vecteurs composés comportant des génomes viraux a permis une nette amélioration de l'incor- poration d'une séquence exogène dans une cellule en culture. La présente invention concerne de nouveaux vecteurs de ce type et en particulier des vecteurs de transfert de gènes dérivés du rétrovirus de l'érythroblastose aviaire Les rétrovirus doivent à leur structure particulière l'aptitude à s'intégrer facilement sous forme de provirus dans l'ADN génomique des cellules qu'ils infectent. Les éléments structuraux qui assurent cette intégration sont portés aux deux extrémités du provirus et sont appelés "Long Terminal Repeat" ou LTR. Cette facilité d'insertion des rétrovirus au sein du génome des cellules qu'ils infectent a conduit à l'idée de leur utilisation comme vecteur potentiel pour le transfert de matériel génétique. Le génome du rétrovirus de l'érythroblastose aviaire (AEV) renferme deux gènes onc appelés v-erbA et v-erbB et dont les expressions sont responsables du pouvoir oncogène de ce rétrovirus. Dans un premier mode de mise en oeuvre de l'invention, le pouvoir oncogène du virus de l'AEV a été utilisé comme marqueur de sélection et son aptitude d'insertion pour le transfert dans des cellules en culture d'un gène exogène inséré dans ce rétrovirus. Dans un second mode de mise en oeuvre de l'invention, le pouvoir oncogène du virus de i'AEV est supprimé et le gène marqueur est un gène étranger, par exemple de résistance à un antibiotique tel que le G418. Une étude rapide des caractéristiques des rétrovirus permettra de mieux comprendre l'invention. Le génome d'un rétrovirus non défectif pour la réplication (figure 1) est formé d'une molécule d'ARN présentant dans le sens de la transcription (5'-->3') une séquence courte identique à chacune des extrémités et appelée R (entre 21 et 80 bases). Elle est suivie, dans l'ordre, d'une séquence unique appelée U5 (de 70 à 80 bases), d'un site de fixation d'un ARNt (TBS, environ 20 bases), et d'une séquence non codante (séquence "leader"). La molécule d'ARN se poursuit par une région codant pour trois gènes dont les produits de traduction sont indispensables pour la réplication du virus et qui sont gag (protéines struc- turales des virions), pol (polymérase réverse), env (enveloppe). Le génome se termine, dans l'ordre, par une séquence non codante, une séquence riche en purines (PU), une séquence unique appelée U3 (de 200 à 450 bases), et enfin la séquence R. Les séquences extrêmes répétées (R) ou uniques (U5 et U3) particulières aux rétrovirus semblent assez bien conservées dans ce groupe de virus et renferment les signaux impliqués dans le contrôle de l'expression du génome viral. Certains rétrovirus tels que l'AEV, responsables de transformations néoplasiques entraînant des leucémies ou des tumeurs, doivent leur pouvoir transformant à la présence de séquences particulières "onc" dans leur génoidme. Ces séquences onc ont une origine cellulaire et ont été intégrées dans le génome viral à la suite de recombinaisons avec le génome des cellules hôtes du virus. Dans la plupart de ces virus, cette intégration s'accompagne de la perte totale ou partielle des gènes gag, pol et env. Ces virus sont par conséquent défectifs pour la réplication. Pour se répliquer, ces virus nécessitent la présence dans la même cellule hôte d'un virus assistant fonctionnel. 7 1737 Les virus assistants (helper) sont capables de se répliquer. Leur génome ne renferme que les gènes fonc- tionnels gag, pol et env. Le cycle d'infection par un rétrovirus débute par l'adsorption des virions à la surface des cellules, suivie de la pénétration dans le cytoplasme. Les étapes représentant la réplication et le cycle viral d'un rétrovirus sont résumées dans la figure 1. Dans le cytoplasme de la cellule, l'ARN viral simple brin (a) est transcrit par la polymérase réverse, présente dans le virion, en une copie linéaire d'ADN double brin (b). La copie d'ADN résultant de cette transcription réverse est légèrement plus longue que la molécule d'ARN viral qui lui a servi de matrice. Cette différence est le résultat de l'addition d'une séquence U3 à l'extrémité 5' et d'une séquence U5 à l'extrémité 3'. La combinaison dans l'ordre des séquences U3-R-U5 constitue une séquence répétée aux deux extrémités de la molécule d'ADN appelée LTR (Long Terminal Repeat). Les copies d'ADN viral renfermant une ou deux séquences LTR sont acheminées jusqu'au noyau o elles sont converties en molécules de formes circulaires (c). Certaines molécules circulaires ne présentent plus qu'une seule LTR. Ces molécules sont ensuite intégrées dans l'ADN génomique cellulaire (d). L'ADN viral est intégré dans l'ADN cellulaire de telle sorte qu'il se trouve encadré par une LTR à chaque extrémité et porte alors le nom d'ADN proviral ou provirus. Par la suite, nous appellerons "LTR gauche"d'un provirus la LTR située en amont du gène gag et "LTR droite" la LTR située en aval du gène env. C'est le provirus qui sert de matrice pour la transcription de molécules d'ARN virales. La transcription est initiée au niveau de la séquence R de la LTR de gauche et s'arrête au-delà du signal de polyadénylation porté 2571737 par la séquence U3 ou R de la LTR de droite. Les ARN obtenus après transcription du provirus sont à l'image des ARNm des cellules eucaryotiques, "capes" par un résidu 7mG terminal à l'extrémité 5', et pourvus d'une séquence polyadénylée à leur extrémité 3' terminale. Les molécules d'ARN s'associent en dimères par des liaisons hydrogènes à leur extrémité 5' et sont encapsidées dans l'enveloppe protéique virale. Les parti- cules virales forment un ensemble qui sédimente à 70S. Elles sont rejetées à l'extérieur de la cellule produc- trice et vont infecter les cellules voisines. Cette libération de particules virales ne s'accompagne pas de la mort de la cellule. L'utilisation du rétrovirus AEV comme vecteur de clonage ou d'expression d'un gène étranger (ci-après AEV vecteur) peut revêtir différentes formes compte tenu de son processus de développement. Lorsque l'AEV vecteur est mis en oeuvre dans des conditions permettant sa réplication et la formation de virions, c'est-à-dire avec un virus assistant, l'infection de culture de cellules in vitro pourra être réalisée avec une efficacité considérable compte tenu de la multiplica- tion des virions infectieux. Mais, d'autre part, l'intégration sous forme de provirus permet d'envisager la modification permanente du génome d'un ensemble de cellules sans que le caractère infectieux persiste en l'absence de virus assistant. La présente invention concerne donc l'utilisation de l'AEV à titre de vecteur de clonage ou d'expression d'un gène étranger. Bien entendu, lorsque 1'AEV est utilisé à titre de vecteur pour les besoins de la réalisation du vecteur ou pour des raisons pratiques d'utilisation, une partie du génome pourra avoir été délétée ou modifiée. Néanmoins, on continuera de parler d'AEV dans la mesure o le virus obtenu continuera de garder les caractéristiques essentielles du virus de 1'AEV sauvage, c'est-à-dire l'existence de séquences LTR qui assurent son intégration. Les termes "vecteur de clonage ou d'expression" sont connus dans le domaine du génie génétique. En outre, compte tenu du fait que l'AEV est un virus à ARN, la terminologie "virus" pourra parfois désigner le génome viral sous forme d'ADN, de même que dans certains cas le "gène" étranger pourra être sous forme d'ARN, en particulier lorsqu'il est inséré dans le génome d'un virion. Les techniques permettant de passer d'une forme ADN à la forme ARN et réciproquement sont connues et sont la transcription et la transcription réverse. Par "gène étranger" on entend désigner un gène qui ne se trouve pas dans le génome de l'AEV naturel et de préférence qui ne se trouve pas dans le génome d'un virus. Le virus recombinant peut être utilisé tel quel sous forme de virion à ARN, mais le génome viral sous forme d'ADN comportant l'insertion d'un gène étranger, lui aussi sous forme d'ADN, peut être intégré dans un vecteur à ADN tel qu'un plasmide, un cosmide ou un phage par exemple. 7 2571737 La caractéristique essentielle de ces vecteurs est que le gène étranger est inséré entre les deux séquences LTR de 1'AEV. Lorsque le vecteur en cause doit être répliqué, il sera utilisé en présence d'un virus assistant fonctionnel qui renfermera au moins les gènes fonctionnels manquant pour la réplication de l'AEV, c'est-à-dire en général les gènes gag, pol et env. Comme cela a été dit précédemment, ce type de vecteur pourra être utilisé sous deux formes essentielles suivant la nature du gène marqueur utilisé. En effet, le gène marqueur peut mettre à profit les propriétés oncogènes de l'AEV, on aura alors des vecteurs oncogènes plus particulièrement utilisables pour les cultures cellulaires, ou bien l'activité oncogène aura été supprimée et remplacée par un gène marqueur de résistance à une drogue analogue à un antibiotique tel que le G418, on aura alors un vecteur non oncogène utilisable par exemple pour certains transferts de gènes "in vivo". Les vecteurs oncogènes Le génome de l'AEV, schématisé à la figure 2, b, est constitué d'une séquence "leader" située immédiatement en aval de la région U5. Cette séquence est suivie d'un gène gag tronqué dans sa moitié 3'. Le gène pol est absent. Les gènes onc v-erbA et v-erbB couvrent environ 3 kb. Ces deux gènes sont séparés par une séquence de jonction renfermant un site accepteur d'épissage-. Le génome de 1'AEV est donc totalement dépourvu du gène pol et partiellement des genes env et gag. La réplication du virus nécessite de ce fait l'infection simultanée par un virus assistant. Dans ce travail le virus assistant est RAV-2 dont le génome est représenté sur la figure 3. 8 2571737 Par recombinaison génétique "in vitro" il a été possible de créer des délétions respectivement dans les gènes v-erbA et v-erbB. De l'analyse du pouvoir transfor- mant des virus mutants ainsi créés il ressort que: 5. le gène v-erbB assure à lui seul la transforma- tion des fibroblastes "in vitro" et l'induction de sarcomes "in vivo"; le gène v-erbA seul semble incapable d'induire aucune transformation "in vitro", les résultats des analyses "in vivo" concernant le gène v-erbA restent ambigus; À la délétion du gène v-erbA seul entraîne une réduction du pouvoir transformant sur les précurseurs érythrocytiques "in vitro". Ce pouvoir oncogène de 1'AEV, localisé essentiel- lement sur erbB, peut être utilisé comme un moyen de contrôle de la transformation de cellules exposées à ce virus. De ce point de vue, le caractère transformant des rétrovirus en général et de 1'AEV en particulier est à rapprocher de celui résultant des gènes codant pour l'expression de marqueurs dominants (gène xgprt ou gène Neor)qui sont mis en oeuvre dans le second mode de réalisation de l'invention. L'avantage de cette transformation oncogène induite par un rétrovirus est qu'elle entraîne des changements physio- logiques qui confèrent aux cellules transformées un pouvoir multiplicatif accru. Notamment l'aptitude particu- lière des fibroblastes transformés à se développer dans l'agar mou offre une méthode de sélection des cellules ayant incorporé et exprimant le génome viral. Dans le but de préserver la fonction du gène v-erbB indispensable audéveloppement du pouvoir oncogène, les gènes étrangers sont insérés soit dans le gène v-erbA soit en aval du gène v-erbB et avant la séquence LTR droite. 9 2571737 Le choix de ces sites d'insertion n'est pas arbitraire mais doit tenir compte, en plus de la préser- - vation du gène v-erbB, de celle d'autres zones "sensibles" du virus (initiation et arrêt de la transcription, site d'addition de polyA dans la LTR, signaux d'épissage). Les expériences réalisées ont montré que le gène étranger pouvait être orienté dans l'un ou l'autre sens par rapport au sens de lecture du génome viral. L'insertion du gène étranger dans le site EcoRI(2) de l'AEV a conduit à deux vecteurs actifs, AEVdelta(28) et AEVdelta(17), incorporant le gène de la globine delta humaine,qui peuvent être utilisés en remplaçant le gène de la globine par un autre gène. Dans les expériences réalisées, les éléments d'expression du gène étranger n'ont pas été étudiés systématiquement, mais il est clair que le gène étranger peut être précédé d'éléments d'expression qui lui seront propres, indépendamment des éléments d'expression existant déjà dans le virus. Pour des raisons de commodité, les constructions ont été réalisées tout d'abord sur des plasmides qui comportent une séquence composite d'ADN correspondant au transcrit réverse d'un virus tel que décrit précédemment. Bien entendu, ce plasmide peut comporter une partie de plasmide bactérien avec, par exemple, une origine de réplication dans les procaryotes et par exemple un caractère de résistance à un antibiotique, comme cela est connu, mais il peut s'agir également d'un phage ou d'un cosmide. Des fibroblastes de poulet en culture transfectés par les virus recombinants sous forme de clones d'ADN ont donné lieu à une production de particules virales infec- tieuses avec des titres très élevés. Les analyses des ADN des provirus et des ARN issus des particules virales ont montré que les virus recombinants conservent et transmettent le fragment d'ADN du gène humain de globine delta. Choix de gène humain de globine delta A titre d'exemple de gène étranger on a utilisé le gène de globine delta humaine car on peut imaginer qu'il pourra aisément être mis en évidence après son incorporation dans le génome de cellules de poulet. Le choix particulier du gène de globine delta repose sur divers critères: 15. la cartographie et la séquence ont été établies et un clone deltaPst (figure 7) existe; la taille du fragment deltaPst n'excède pas 2,3 kb, un fragment de taille beaucoup plus grande entrai- nerait une augmentation de la taille du génome viral qui pourrait inhiber son encapsidation dans les particules virales; cette séquence présente enfin une cartographie de restriction qui facilite son insertion dans le génome de l'AEV. Les vecteurs non oncogènes Dans ce second type de vecteur, le gène v-erbB ne s'exprime plus,de préférence parce qu'il a été délété. Ainsi dans les vecteurs qui seront étudiés en détail les 1,6 kb de séquences nucléotides d'origine du gène erbB sont éliminés et remplacés par le gène structural Néor du transposon procaryotique Tn5. Il en résulte trois ADN recombinants pXJ1, pXJ2 et pXJ3. 257 1737 Bien entendu, l'utilisation du gène structural Neor n'est décrite qu'à titre d'exemple, il est bien entendu possible d'utiliser d'autres gènes de résistance comme gène marqueur. Le clone pXJ1 comporte une seule copie du gène Neor s'orientant dans le même sens transcriptionnel que celui de l'AEV. Les séquences hétérologues introduites sont longues de 1,2 kb. Elles se composent d'une séquence issue de "polylinker" de clonage du phage mpll, des nucléotides dérivés d'un "linker" BglII, d'un fragment BglII-HincII du r transposon bactérien Tn5 dans lequel se situe le gène Neo, et d'une courte séquence du gène tk de HSV portant notamment le site d'addition de séquences polyA. Dans le clone pXJ3, deux copies du gène Neor sont introduites à l'emplacement du gène erbB délété. Ces deux gènes identiques se disposent en tandem dans la même orien- tation transcriptionnelle que celle du gène erbB délété. Dans ce recombinant, les séquences hétérologues introduites sont de 2,4 kb. Les jonctions entre les séquences hétéro- logues et le vecteur rétroviral sont les mêmes que dans le cas de pXJ1. En somme, la seule différence entre l'AEV sauvage et les vecteurs rétroviraux construits est que l'oncogène r viral v-erbB est remplacé par le gène procaryotique Neor. Lorsque les bactéries sont transformées par les vecteurs portant le gène Neor (pXJ1, pXJ2 et pXJ3), elles acquièrent une résistance à la kanamycine. Lorsque la concentration de kanamycine dépasse gg/mi de culture, les cellules bactériennes transformées par pXJ1 et pXJ3 montrent une croissance 10 fois plus élevée que celle des cellules transformées par pXJ2. 12 2571737 Le clone pXJ5 dépourvu de gène Neor n'induit aucune résistance à la kanamycine des bactéries transformées. Ainsi, il est possible que la LTR de l'AEV con- tienne des séquences jouant un rôle de promoteur procaryotique. Cependant, on ne peut exclure la possibilité que le gène Neor est activé par des promoteurs potentiels présents dans les séquences conservées de pBR322. Ces vecteurs ont été introduits dans les cellules L de souris et dans les cellules QT6 de caille par trans- fection. Seuls les vecteurs pXJ1 et pXJ3 induisent la résistance des cellules transfectées à des doses de G418 supérieures à 300 gg/ml. Ces résultats démontrent que la transcription du gène Neor est initiée au niveau du promoteur porté par la LTR gauche-. Le vecteur portant deux gènes Neor en tandem induit la résistance des cellules transfectées avec une fréquence beaucoup plus faible que le vecteur pXJ1. Cette propriété pourraSt provenir soit de la taille supérieure du vecteur pXJ3 qui réduirait sa capacité d'intégration dans le génome cellulaire, soit de l'existence de recombinaisons entre les deux séquences Neor répétées conduisant à des délétions plus ou moins étendues de ces séquences. L'inter- action entre la terminaison de la traduction du premier gène et l'initiation de celle du deuxième pourrait également exercer un effet sur l'expression de ces deux gènes. Il est évident que le gène Neo, outre son utilisation à titre de marqueur, doit être considéré comme un exemple de l'expression d'un gène étranger dans un vecteur selon l'invention. Toutefois, dans ce type de vecteur, le gène Neor sera utilisé comme marqueur et un autre gène étranger sera incorporé dans le vecteur. Comme cela ressort de la description précédente, les gènes étrangers insérés dans les vecteurs selon l'invention ont été exprimés souvent grâce à des éléments d'expression se trouvant dans le génome du virus, il est bien entendu possible d'insérer en amont du gène étranger des éléments d'expression spécifiques qui assurent une expression accrue de la protéine étrangère. Bien entendu, lorsque le vecteur est un plasmide, un cosmide ou un phage, il comportera également les éléments nécessaires à la réplication de ces derniers dans les cellules procaryotes, de même que les éléments caractéristiques de ce type de vecteur comme les extrémités cos dans le cosmide. La présente invention concerne, en outre, des cellules transfectées par les vecteurs selon l'invention, qu'ils soient sous forme de virus ou de plasmides. Il est évident que la transfection primaire sera en général effectuée avec des vecteurs de type plasmidique, c'est-à-dire que l'AEV sera sous forme de l'ADN de son génome; mais, en présence de l'ADN du virus assistant, des cellules aviaires transfectées vont dans ce cas se transformer et libérer des virus recombinants qui vont pouvoir transfecter d'autres cellules. Ce processus permet d'avoir un rendement de transformation de cellules très élevé qui sera parti- culièrement précieux dans les cultures cellulaires "in vitro". Ce type de processus permet également de constituer des stocks de virus vecteurs utilisables par la suite à la place des vecteurs plasmidiques. Dans le cas o les cellules sont transfectées par des vecteurs oncogènes, leur sélection est naturelle sans qu'il soit nécessaire d'ajouter un agent de sélection, par contre dans le second type de vecteur non oncogène qui comporte un gène codant pour la résistance à un antibiotique, la culture devra être effectuée en présence dudit antibiotique. Les cellules en cause peuvent être diverses mais sont, de préférence, des cellules aviaires, en particulier des cellules hématopoiétiques, germinales ou de type fibroblastique. Les cellules préférées pour la mise en oeuvre des vecteurs de l'invention sont les fibroblastes d'embryon de poulet. Enfin, l'invention concerne le procédé de préparation d'une protéine déterminée, procédé dans lequel on cultive des cellules modifiées par un vecteur AEV selon l'invention dans lequel le gène étranger code pour ladite protéine et en ce que l'on récupère la protéine de la culture cellulaire. Il faut remarquer que les cellules dans les- quelles le virus s'est intégré sous forme de provirus peuvent constituer des lignées cellulaires, il peut s'agir d'ailleurs de cellules aviaires ou non-aviaires. Les exemples ci-après permettront de mettre en évidence d'autres caractéristiques et avantages de la présente invention. Ces exemples sont décrits en référence aux dessins sur lesquels: 22571737 la figure 1 est un schéma des divers stades de développement d'un rétrovirus, la figure 2 représente la structure du génome d'AEVwt et d'AEVPst124, la figure 3 représente le génome du virus assistant RAV2 sous forme d'ADN double brin, la figure 4 représente la formation "in vitro" de génomes viraux à ADN portant une LTR à chaque extrémité l'ADN du clone pRAV2 est ouvert par SalI puis soumis à l'action de la ligase, sous des condi- tions qui favorisent la formation de concaté- mères entre les molécules; dans le mélange ainsi réalisé quelques molécules se trouvent entourées par une LTR à chaque extrémité '; elles pourront s'intégrer dans l'ADN du génome de la cellule hôte et donner naissance à des virions, on n'a représenté ici que les arrangements en dimères; : séquence virale de RAV2 : séquence du plasmide pBR322 le sens des flèches indique le sens de transcription, la figure 5 représente la construction d'un génome d'ADN d'AEV comportant des séquences LTR à chaque extrémité (pAEV2LTR), la figure 6 représente la carte du plasmide recombinant pBRdeltaPst et des divers fragments du gène humain de globine delta utilisés dans les expériences de construction de vecteurs de transfert, 16 25 71737 la figure 7 représente la construction de vecteurs recombinants du type pAEV2LTRdelta, la figure 8 représente la structure de AEVdelta(28), la figure 9 représente des fragments d'ADN clones utilisés comme sondes, la figure 10 représente les cartes théoriques de restric- tion des génomes proviraux de type sauvage (a), mutant AEVdelta(28) (b), mutant AEVdelta(17) (c), la figure 11 représente le clonage des fragments Bal31 dans mpll, la figure 12 représente la construction du mutant de l'AEV pAEVAerbB(pXJ4), la figure 13 représente l'introduction du gène Neor du transposon Tn5 dans le vecteur rétroviral pXJ5, la figure 14 représente les structures des clones pAEVAerbB (pXJ4,pXJ5) et la construction de pXJ5, la figure 15 représente la structure du génome de l'AEV cloné dans pBR313, la figure 16 représente le clonage du fragment HincII-BamHI (1,2 kb) contenant la jonction entre v-erbA et v-erbB dans les bactériophages mp8 et mp11 sous forme d'ADN bicaténaire, (1,2 kb) dans les bactériophages mp8 et mp11 sous forme d'ADN bicaténaire, la figure 17 est une comparaison des séquences nucléotidiques entre le gène v-erbB de l'AEV et celui de i'AEV-H (YAMAMOTO et al., 1983), ---: nucléotides identiques, les nucléotides différents sont indiqués dans la séquence de l'AEV le site BamHI dans la région 5' de v-erbB est souligné, la figure 18 représente la séquence nucléotidique des fragments Bal31 sélectionnés, la séquence non codante intercalée entre le gène erbA et le gène erbB est numérotée; 2 5 7 1 7 37 les limites des séquences des gènes v-erbA et v-erbB et celle du vecteur de clonage mp11 sont indiquées par des lignes verticales; les lignes horizontales représentent les séquences du gène v-erbB conservées après la digestion par Bal31; les sites de restriction dans les séquences de mp11 sont soulignés; p15-16, p15-21, p15-21, pl5-28: noms des clones, CAG: site accepteur d'épissage présumé; la figure 19 représente la structure du clone pXJ1 et la carte des sites de restriction; la figure 20 représente la carte des sites de restriction et la structure de pXJ2; la figure 21 représente la carte des sites de restriction et la structure de pXJ3; la figure 22 représente les séquences de jonctions entre le gène Neor et les vecteurs rétroviraux dans les clones pXJ1 et pXJ3. Les sites de restriction sont abréviés de la façon suivante: B:BamHI BII:BglII E:EcoRI H:HincII P:PstI C:SacI Sm:SmaI S:SalI X:Xho I - TECHNIQUES GENERALES A) CULTURE DE CELLULES EUCARYOTIQUES 1) Les cellules L (souris) sont maintenues en culture à 37 C et à 5 % de C02. Les cellules sont repiquées régulièrement tous les 3 ou 4 jours. Le milieu de culture est composé de DMEM (Gibco) complémenté de 10 % de sérum de veau foetal, 2 mM de glutamine, 2,2 mg/ml de bicarbonate de sodium, 100 gg/ml de streptomycine, 100 ui/ml de pénicilline. 2) Les fibroblastes de poulet sont obtenus après repiquage de cultures primaires préparées à partir d'embryons de 10 à 11 jours et maintenus en culture dans du milieu HAM F10 (Gibco) complémenté avec 10 % de tryptose phosphate broth (Gibco), 2 gg/ml de polybrène, 5 % de sérum de veau, 1 % de sérum de poule inactive, 2 mg/ml de bicarbonate de sodium, 100 gg/ml de streptomycine, 100 ui/ml de pénicilline et 60 mg/ml de fungizone. B) PREPARATION DES ACIDES NUCLEIQUES 1) Préparation des ADN a) Préaration des plasmides Les souches bactériennes d'E. coli HB101 ou C600RS hébergeant les plasmides utilisés sont cultivées sur milieu L. broth (bactotryptone 10 g/l, extraits de levure 5 g/l, NaCl 5 g/l) complémenté avec 5 ml/l d'une solution de glucose à 20 % et par les antibiotiques appropriés. Les plasmides sont isolés par la technique du lysat clarifié selon EL- GEWELY et HELLING (1980), et purifiéssur gradient de chlorure de césium. Les ADN plasmidiens purifies sont resuspendus dans de l'eau bidistillée et conserves à + 4 C. b) Preéparation d'ADN de fibroblastes de poulet L'ADN des fibroblastes de poulet est obtenu après homogénéisation des cellules dans du Tris-HCl 100 mM pH 7,4, EdtaNa2 10 mM, NaCl 100 mM, SDS 0,5 %. De la pronase est rajoutée à 0,5 mg/ml et le mélange est incubé à 37 C pendant 8 à 12 heures. L'ADN est extrait au phénol chloroforme et au chloroforme-alcool isoamylique. La solution est ajustée à 200 mM NaCl et précipitée une première fois à l'isopropanol puis 2 fois à l'éthanol. Le culot resuspendu dans du tampon T-E (Tris 10 mM pH 7,4, Edta 1 mM), est traité à la RNase (50.g/ml)pendant 1 heure à 37 C, puis à la pronase (100 gg/ml) pendant 1 heure à 37 C. La solution d'ADN est extraite une fois au phénol, deux fois au chloroforme-alcool isoamylique et enfin l'ADN est précipité par deux volumes d'éthanol. Le culot d'ADN ainsi purifié est resuspendu dans du tampon T-E et gardé à + 4 C. 2) Digestion par les enzymes de restriction Les enzymes de restriction proviennent de Boehringer et sont utilisés sous les conditions d'incubation données par le fabricant. Généralement, 1 à 4 unités d'enzyme sont utilisées pour digérer 1 gg d'ADN pendant 2 heures à 37 C. La réaction enzymatique est arrêtée par incubation à 65 C pendant 5 à 10 minutes. 3) Préparation des ARN La verrerie utilisée pour l'extraction des ARN est préalablement stérilisée par chauffage au four pasteur pendant au moins 2 heures. Les tubes servant à l'extraction sont de plus traités au diéthylpyrocarbonate 1 '/0o (Sigma). Les tampons sont stérilisés à 120 C pendant 30 à 40 minutes. a) ARN cellulaire total L'ARN cellulaire total est extrait des cellules eucaryotiques selon la technique de AUFFRAY et ROUGEON (1980) partir de 20.106 à 50.10 fibroblastes de poulet infectés par des rétrovirus. Apres centrifugation des cellules à 800 rpm, les culots cellulaires sont congelés dans l'azote liquide 2571737 à 15 minutes et resuspendus dans un tampon dénaturant (LiCl 3 M, urée 6 M, acétate de sodium 0,01 M pH 5, complexe vanadyl ribonucléique (BRL) 0,01 M). La solution est ajustée à 0,01 % SDS et conservée une nuit à + 4 C. L'ARN est récupéré après centrifugation à 10 000 rpm pendant 20 minutes à 4 C. Le culot est lavé par une solution urée 8 M, LiCl 4 M, puis resuspendu dans l'eau bidistillée. La solution d'ARN est extraite une fois au phénol, une fois au phénol-chloroforme, et enfin l'ARN est précipité avec 2 volumes d'éthanol en présence d'acétate de sodium 0,2 M pH 5. b) pr ion des ARN po iyA Les ARN polyA sont préparés selon la technique décrite par LONCAGRE et RUTTER (1977), par filtration sur colonne. à 500 gg d'ARN total sont déposés sur une colonne contenant 200 à 300 mg d'oligodT cellulose de type 3 (Collaborative Research). La filtration d'ARN est effectuée dans un tampon contenant Tris 10 mM pH 7,4 et KCl 500 mM. L'éluat est recyclé deux fois sur la colonne. L'ARN- polyA est décroché par le tampon d'élution (Tris 10 mM pH 7,4). Les solutions d'ARN polyA sont ajustées à 200 mM acétate de sodium pH 5 et les ARN polyA sont précipités par deux volumes d'éthanol. Les culots sont resuspendus dans de l'eau bidistillée et conservés à - 20'C. c) Préparation des ARN virions Les virions sont récupérés dans les surnageants de culture de fibroblastes de poulet infectés par le virus. En pratique, lorsque les cultures infectées par le virus contiennent une majorité de cellules transformées, le milieu de culture est changé par du milieu frais. Les virions sont ensuite collectés 24 heures plus tard. Les surnageants sont alors centrifugés une première fois à 2 000 rpm pendant minutes pour éliminer les débris cellulaires. Les virions 71737 sont ensuite sédimentés par ultracentrifugation dans un rotor 50.2 Ti à 16 000 - 18 000 rpm pendant 2 heures à 4 C. Les culots contenant les virions sont resuspendus dans du Tris 10 mM pH 7,4 contenant Edta 10 mM, NaCl 100 mM et le complexe vanadyl-ribonucléique 10 mM. Du SDS 0,1 % et de la protéinase K (0,5 mg/ml) sont ajoutés et la suspension est incubée pendant 1 heure à 37 C puis extraite deux fois au phénol, deux fois au chloroforme, et l'ARN est précipité avec 2 volumes d'éthanol. C) ELECTROPHORESE ET TRANSFERT DES ACIDES NUCLEIQUES SUR FILTRE DE NITROCELLULOSE * 1) Electrophorèse et transfert d'ADN à 20 gg d'ADN total préalablement digéré avec des enzymes de restriction sont déposés sur gel horizontal à 1 % d'agarose. L'électrophorèse est effectuée dans du tampon E-T (Tris 40 mM pH 7,5, acétate de sodium 20 mM, Edta 2 mM) contenant 0,5 gg de bromure d'éthydium, pendant 12 à 16 heures. Le gel est dénaturé par immersion dans une solution de NaOH 0,5 N et NaCl 1,5 M pendant 2 à 3 heures, puis neutralisé par du Tris-HCl 500 mM pH 5,6, NaCl 300 mM pendant 3 heures, à température ambiante. Le transfert de l'ADN est effectué en appliquant une membrane de nitrocellulose (Sartorius ou Schleicher et Schull) sur le gel d'agarose pendant une nuit selon la technique de SOUTHERN (1975). 2) Electrophorèse et transfert d'ARN à 20 pg d'ARN total ou d'ARN polyA+ ou 2 à 5 gg d'ARN polyA sont dénaturés à la formaldéhyde selon LEHRACH et al. (1977). Les ARN sont équilibrés par du tampon MOPS (acide morpholinopropane sulfonique 20 mM pH 7, acétate de sodium 5 mM, Edta 1 mM) et dénaturés en présence de 6 % de formaldéhyde et de 50 % de formamide à 650C, pendant 5 à 10 minutes, puis refroidis rapidement dans la glace. Le fractionnement des ARN dénaturés est effectué sur gel horizontal de 1 % à 1,5 % d'agarose, contenant 6 % de formaldéhyde, dans du tampon MOPS. La migration s'effectue pendant 16 à 20 heures à 30-40 volts, à température ambiante avec recyclage du tampon. Le trans- fert des ARN du gel sur filtre de nitrocellulose est réalisé selon la technique de SOUTHERN (1975) modifiée par THOMAS (1980). Le filtre de nitrocellulose rincé avec l'eau bidistillée est équilibré pendant 5 à 10 minutes dans du SSC x 20 avant d'être appliqué sur le gel. Le transfert dure une nuit à + 4 C. Le filtre est ensuite récupéré, séché sous une lampe pendant 5-10 minutes. D) PREPARATION DE SONDES RADIOACTIVES 0,4 gg à 0,5 gg de divers fragments d'ADN utilisés comme sondes sont marqués "in vitro" par trans- lation de coupure (RIGBY et al. 1977). La réaction se déroule dans un volume de 100 il final contenant du Tris-HCl 50 mM pH 7,8, MgCl2 5 mM, BSA 500 gg/ml, béta- mercaptoéthanol 10 mM, dGTP 3,5 FM, dATP 3,5 gM, 40 gCi de dCTPalpha P3 et 40 gCi de TTPalpha P (activité spécifique 400 Ci/m mole - Amersham), 2 pg de DNaseI (Wortington) et 4 à 5 unités d'ADN polymérase (Boehringer). Le mélange est incubé pendant 2 heures à 15 C. La réaction est arrêtée par addition de 50 il d'Edta 250 mM, et l'ADN marqué est séparé des nucléotides non incorporés sur colonne de Séphadex G.50 ou de biogel (Bio-Rad A. 1,5 m). E) HYBRIDATION DES FILTRES Après transfert soit d'ADN soit d'ARN, les filtres sont séchés à 70-80 C pendant 2 heures, traités 23 D{ 2571737 par un tampon de préhybridation (Tris-HCl 50 mM pH 7, SSC x 3, ARNt 20 gg/ml, ADN de sperme de saumon 20 gg/ml, Denhardts lx, formamide 50 % pendant 8 à 20 heures à 42 C. L'hybridation est réalisée dans le même tampon contenant 5-10.106 cpm de la sonde radioactive pendant 24 à 48 heures à 42 C. En fin d'hybridation, les filtres sont lavés une fois dans du SSC 2x pendant une heure à 42 C puis deux fois dans du SSCO,lx, SDS 0,1 % pendant 45 minutes à 50 C, et enfin rincés 4 fois dans du SSC O,lx pendant 5 minutes. Après séchage, les filtres sont exposés pour autoradiographie sur film (Kodak royal X Omat AR) à - 80 C avec écrans renforcateurs. L'exposition dure de 5 heures à plusieurs jours. F) DESHYBRIDATION DES FILTRES Les filtres hybrids -une première fois avec une sonde marquée au 32p sont déshybridés dans du SSC -75 C, pendant 10 à 15 minutes. Ils sont séchés et exposes pendant 48 heures en autoradiographie. Les filtres sont traités par le tampon de préhybridation et utilisés avec une nouvelle sonde. II - TECHNIQUES UTILISEES POUR LA RECOMBINAISON GENETIQUE "IN VITRO" A) ISOLEMENT DE FRAGMENTS CLONES DANS DES PLASMIDES 1) Isolement après électrophorèse sur gel d'agarose gg à 100 gg d'ADN de plasmide contenant le fragment à isoler sont digérés par les enzymes de restriction permettant de relacher le fragment. Les fragments d'ADN sont ensuite séparés par électrophorèse sur gel horizontal 24 2571737 d'agarose pendant une nuit à 30-40 volts. La région du gel contenant le fragment à isoler est ensuite découpée. L'ADN est extrait de l'agarose par l'une ou l'autre des-deux techniques suivantes: a) Technigued'électroélution La région découpée du gel, et contenant le fragment à isoler, est placée dans un sac à dialyse renfermant du tampon E-T (Tris 40 mM pH 7,5, acétate de sodium 20 mM, Edta 2 mM). Le sac est soumis à un champ électrique (30-40 volts) dans une cuve contenant du tampon E-T. L'élution de l'ADN est suivie par illumination brève à la lumière ultraviolette. En fin d'élution, l'ADN est extrait 3 à 4 fois à l'alcool isoamylique puis précipité par deux volumes d'éthanol. b) Technique dite de "freeze sgueeze" (TAUTZ et RENZz_ 1983) Le morceau du gel contenant le fragment à isoler est équilibré dans 10 fois son volume d'une solution contenant de l'acétate de sodium 300 mM pH 7, et de l'EDTA 1 mM, avec agitation pendant 30 à 45 minutes à l'abri de la lumière. Le morceau de gel est placé dans un tube Eppendorf de 0,6 ml, percé à son fond et bouché avec de la laine de verre, et l'ensemble est congelé dans l'azote liquide. Le tube renfermant le morceau de gel est placé dans un tube Eppendorf de 1,5 ml puis centrifugé à 12 000 rpm pendant 10 minutes à température ambiante. La solution récupérée contenant le fragment à isoler est ajustée avec une solution contenant du MgCl2 1 mM et de l'acide acétique 10 %, puis précipitée avec 2,5 volumes d'éthanol. Le culot est rincé successivement avec un mélange contenant de l'éthanol 70 %. Le culot est séché brièvement, puis resuspendu dans du tampon T-E. Ztls 2571737 2) Gradient de sucrose gg à 100 gg d'ADN de plasmide préalablement digéré par des enzymes de restriction sont déposés sur un gradient de sucrose 520 %. Le gradient est centrifugé pendant 14 à 16 heures, entre 30 000 et 36 000 rpm, dans un rotor SW41 à 20 C. Les bandes repérées sous lumière ultra-violette sont récupérées à l'aide d'une pipette. Les ADN sont dialysés dans du tampon T-E pendant une nuit puis purifiés au phénol et au chloroforme et enfin précipités à l'éthanol. B) DEPHOSPHORYLATION DES EXTREMITES 3' DE L'ADN L'ADN est incubé en présence de phosphatase alcaline bactérienne ou BAP (BRL) pendant une heure à 65 C. Généralement, on utilise 10 unités de BAP par mole d'extré- mité 3' d'ADN à déphosphoryler. L'enzyme est ensuite éliminé par deux extractions successives au phénolchloroforme et l'ADN est récupéré par précipitation à l'éthanol. C) LIGATION La ligation de fragments d'ADN est effectuée dans un tampon composé de Tris 600 mM pH 7,6, MgCl2 66 mM, DTT 100 mM, ATP 4 mM, en présence de ligase du phage T4 (Boehringer) à la concentration de 2 u/gg d'ADN. Les ADN à liguer sont ajoutés en quantité équimolaire à la con- centration finale de 5 à 10 gg/ml. Le mélange final qui n'excède pas 60 il est incubé une nuit à 65 C. D) ADDITION DE "LINKERS" Les "linkers" PstI ont été utilisés pour la cons- truction des recombinants pAEVdeltaAHpa. Dans ce cas particulier, les "linkers" sont ajoutés au site HpaI du gène humain de globine delta. 26 2571737 0,5 gg de "linkers" PstI (BRL) sont phosphorylés dans un mélange contenant du Tris HCl 60 mM pH 7,8, du MgCl2 10 mM, du béta- mercaptoéthanol 15 mM, 4 unités de polynucléotide kinase (Boehringer), de l'ATP 50 gM et 10 gCi d'ATP gamma 32p. La réaction est incubée à 37 C pendant 30 minutes. Le mélange de "linkers" PstI phospho- rylés est ajouté à 5 gg de plasmide pBRdeltaPst ouvert auparavant au site HpaI et déphosphorylé. Le mélange est soumis à l'action de la ligase T4 pendant une nuit à 15 C. E) IDENTIFICATION DE BACTERIES Les ADN de plasmides recombinants sont introduits dans des bactéries C600 RS rendues compétentes selon la technique de MANIATIS et al. (1982). Les bactéries trans- formées sont ensuite étalées sur boite d'agar contenant les antibiotiques appropriés. F) IDENTIFICATION DES PLASMIDES DANS LES CLONES BACTERIENS 1) Transfert de colonies bactériennes sur filtre Cette technique est appliquée dans le cas o les plasmides recombinants recherchés représentent une faible proportion parmi les différents plasmides recombinants possibles. Elle permet un criblage rapide sur un grand nombre de colonies bactériennes. Un papier filtre (Whatman) stérilisé par chauffage à 150 C pendant 2 heures est appliqué 10 à 15 secondes sur la boîte d'agar contenant des colonies bactériennes bien individualisées. Après transfert, les filtres sont séchés à l'air pendant 5 à minutes, puis traités dans NaOH 0,5 M pendant minutes et placés dans une étuve à 37 C pendant 1 heure. Les filtres sont ensuite traités deux fois 5 minutes dans chacun des trois bains suivants, avec agitation: 27 2777 NaOH 0,5 M - Tris 0,5 M pH 8-- SSC2x, et enfin rincés dans l'éthanol et séchés à l'air. Les colonies renfermant les recombinants recherchés sont identifiées par hybridation du filtre avec une sonde d'ADN marquée au dCTPalpha 32p par trans- lation de coupure. Les filtres sont préhybridés dans un mélange de formamide 50 % et'SSC5x pendant 2 heures à 37-42 C. L'hybridation s'effectue dans le même mélange en présence de sondes spécifiques appropriées pendant 24 à 48 heures à 42 C. Les filtres sont lavés respectivement 30 minutes dans du formamide 50 % et SSC5x à 37-42 C et 4 fois minutes dans du SSC2x à température ambiante. Les filtres sont enfin rincés dans l'éthanol puis séchés à l'air et exposés pour autoradiographie pendant 2 à 4 heures. Les colonies contenant le fragment d'ADN recherché sont identifiées après révélation de l'autoradiographie, puis isolées et analysées par préparation rapide de plasmides. 2) Préparation rapide des ADN de plasmides Les plasmides sont préparés à partir de 1,5 ml de culture selon la méthode de lyse alcaline de BIRNBOIM et DOLY (1979) modifiée par MANIATIS et al. (1982). Les ADN plasmidiens sont analysés par digestion au moyen d'enzymes de restriction et fractionnement sur gels d'agarose. III - PRODUCTION DE PARTICULES VIRALES PAR TRANSFECTION DE FIBROBLASTES DE POULET La technique de transfection utilisée est la technique au phosphate de calcium décrite par GRAHAM et VAN DER EB (1973), modifiée par WIGLER et al. (1977). 28 2571737 A) PREPARATION DE L'ADN La quantité d'ADN transfectée par boite de culture de diamètre 60 mm est de 10 à 15 Gg. Cet ADN se compose d'ADN de sperme de saumon (3 à 4 gg) et d'ADN viral. L'ADN viral est lui-même constitué du plasmide contenant le génome AZV modifié et du plasmide contenant l'ADN du virus assistant RAV2 dans un rapport molaire de 5/1 à 10/1. Le mélange d'ADN est suspendu dans un volume de tampon A (HEPES 25 mM, CaCl2 250 mM, pH 7,15). La précipitation phosphocalcique est réalisée par addition d'un volume de tampon B (HEPES 25 mM, NaCl 280 mM, Na2HPO4 1,5 mM, pH 7,15) avec agitation rapide (10 à secondes). Un très fin précipité est observé dans le mélange au bout de 20 à 30 minutes à température ambiante. B) PREPARATION DES CELLULES ET TRANSFECTION 6.105 fibroblastes secondaires d'embryons de poulet sont ensemencés dans des boîtes de Pétri de 60 mm de diamètre, 16 heures avant la transfection. Pour la transfection, le mélange d'ADN précipité est déposé dans chaque boite de culture et les cellules sont incubées pendant 5 à 6 heures à 37 C. Le milieu de transfection est remplacé ensuite par du milieu frais et les cellules sont repiquées dans une boîte de Pétri de 100 mm de diamètre. Tous les 3 à 4 jours, chaque boîte de culture est ensuite répartie dans trois boites de 100 mm de diamètre. EXEMPLE 1 CLONE DE L'ADN DU VIRUS ASSISTANT Le génome du virus assistant RAV-2 a été obtenu de BOONE et SKALKA (1981). Il est constitué d'une séquence de 8 kb insérée au site SalI de l'ADN du phage lambda. Cette séquence a été sous-clonée dans le plasmide pBR322 pour fournir le clone pRAV2. Le génome RAV2 présente un seul site SalI situé dans le gène env. De ce fait, dans le plasmide, les séquences du génome sont en partie permutées (figure 3). Afin de produire des virions RAV-2, l'ADN pRAV2 doit être transfecté sur fibroblastes de poulet. L'ADN viral doit être introduit dans les cellules réceptrices sous la forme d'un génome encadré de LTR et dans lequel l'arrangement des gènes correspond à celui existant dans l'ARN viral. Cet arrangement peut être réalisé "in vitro" après digestion du plasmide pRAV2 par SalI et religation entre eux des fragments obtenus afin de créer des concatémères (figure 4). La concatémérisation par ligation permet de générer un certain nombre de molécules qui pourront être intégrées dans le génome des cellules hôtes et transcrire des ARN génomiques pouvant générer des virions infectieux. On notera qu'une proportion seulement des concatémères est susceptible de donner naissance à des virions. Ainsi, si l'on ne considère que l'arrangement en dimères, indispensable pour assurer le fonctionnement du système, on calcule que seulement 1/3 des molécules présenteront la structure d'un génome proviral reconstitué. 257 1737 EXEMPLE 2 CLONE DE L'ADN DE L'AEV SAUVAGE a) Clone pAEV11 Le clone de départ est constitué par le plasmide pAEV11 isolé par VENNSTROM et al. (1980) et qui est représenté sur la figure 2,a. Ce clone est constitué du plasmide pBR313 dans lequel le génome d'AEV d'environ 5,4 kb a été inséré au site unique EcoRI. Dans ce clone, le génome viral présente une permutation due à la présence du site EcoRI situé à 37 pb en amont du codon de terminaison de v-erbB. Il faut souligner que ce clone renferme une structure LTR double. Comme dans le cas de pRAV2, la production de virions à partir de pAEV11 implique la transfection, sur fibroblastes de poulet, de concatémères reconstituant un génome intégral. Dans ce cas aussi la proportion de concatémères présentant 1'arrangement favorable est faible. Afin d'augmenter l'efficacité de production virale par transfection, on recrée par recombinaison génétique "in vitro" un clone dans lequel le génome viral est reconstitué sous une forme identique au provirus. b) Construction du clone pAEV2LTR Le réarrangement effectué consiste à isoler le fragment viral EcoRI-BamHI de 1,8 kb (figure 5) couvrant la fin du v-erbB, le résidu 3' terminal du gène env (Aenv), les séquences LTR et le début du gène gag. Ce fragment a été inséré et cloné dans pBR322, délété de son fragment mineur EcoRI-BamHI. Le plasmide obtenu est appelé pJS21. Le génome entier de l'AEV est isolé de pBR313 après digestion du plasmide pAEV11 par EcoRI. Le fragment portant le génome AEV est ligué au plasmide pJS21 préala- blement ouvert au site unique EcoRI. L'un des recombinants obtenus, appelé pAEV2LTR, présente la structure d'un provirus avec une copie LTR à chaque extrémité. L'ADN pAEV2LTR peut être transfecté sur fibro- blastes de poulet sans digestion préalable. Après cotransfection avec l'ADN portant les séquences du virus assistant RAV2, les fibroblastes produisent des virions de type AEV et subissent une transformation oncogène décelable environ 15 jours après la transfection. On note que la transfection avec pAEV2LTR augmente très nettement l'efficacité de la production virale par rapport à la transfection avec pAEV11 concatémérisé. Ainsi, pour induire la transformation oncogène d'une culture de fibroblaste, environ 25 gg de pAEV11 concatémérisé sont nécessaires, alors que l'on obtient le même résultat avec 10 gg de pAEV2LTR. De plus, la trans- formation oncogène des fibroblastes transfectés avec pAEV2LTR apparaît beaucoup plus vite qu'avec AEV11 concatémérisé. EXEMPLE 3 INSERTION DU GENE HUMAIN DE GLOBINE delta DANS LE GENOME DE L'AEV a) Nature du fragment inséré Le fragment de globine delta est obtenu après digestion du plasmide pBRdeltaPst (figure 6) par EcoRI et isolement sur gradient de sucrose. Ce fragment d'ADN commence en amont par une séquence dérivée du plasmide pBR322 (EcoRI-PstI d'environ 0,750 kb). Le fragment pBR est maintenu essentiellement dans le but de conserver un site EcoRI à l'extrémité 5' du fragment delta. La structure spécifique de la région delta s'étend du site PstI jusqu'au site EcoRI. Dans cette séquence, le gène delta proprement dit débute à 460 pb en aval du site PstI. Ce site appelé "cap" est le point d'initiation de la transcription des ARN messagers delta. pb en amont du site "cap" se trouve la séquence CATAAAAG, qui est l'homologue de la séquence "TATA". Tandis que l'homologue de la deuxième séquence consensus "CAT" rencontrée dans la majorité des gènes d'eucaryotes entre et 80 pb en amont du site cap semble modifiée dans le cas du gène delta (AACCAAC). Les deux séquences consensus TATA et CAT sont impliquées dans la régulation de la transcription des gènes eucaryotiques transcrits par l'ARN polymérase II. La région transcrite comprend respectivement en allant du site cap de 5' vers 3': 33 2571737 - une séquence "leader" couvrant 50 pb, - le premier exon (93 pb), - le premier intron (128 pb), - le deuxième exon (221 pb), - le deuxième intron(889 pb), - les cinquante premières paires de bases du troisième exon. De ce fait, l'extrémité 3' du gène est écourtée à partir du site EcoRI. La conséquence de cette délétion est l'élimination de 75 pb du 3ème exon et de toute la région 3' non codante portant entre autre le signal de polydénylation (AAUAAA) situé à 18 pb avant le site de terminaison de la transcription. b) Clonage_ dufragmpentBRdeltaEcoRI danspAEV2LTR L'ensemble des séquences pBR et delta donne lieu à un fragment EcoRI-EcoRI de 2,6 kb qui est inséré dans l'un des sites EcoRI de pAEV2LTR. L'identification des clones pAEV2LTR qui ont subi cette insertion a été réalisée par la technique de transfert des colonies bactériennes sur filtre. Seules les colonies qui présentent une hybridation positive à la fois avec la sonde d'ADN de globine delta et la sonde d'ADN gag- erbA sont retenues. Sur 800 colonies analysées, 24 répondaient à ces critères. Le site d'insertion et l'orientation du fragment delta sont ensuite déterminés par cartographie de restriction des plasmides contenus dans ces bactéries positives. Parmi les nombreuses combinaisons possibles, seuls les plasmides recombinants ayant inséré le gène de globine au site EcoRI situé à l'extrémité du gène v-erbB, dans les deux orientations possibles, ont été retenus (figure 7). Ces recombinants sont appelés pAEV2LTRdelta(28) dans le cas o le sens de transcription du gène est orienté dans 34 2 5 72571737 la même direction que celle du virus et pAEV2LTRdelta(17) dans le cas de l'orientation inverse. Sur les 24 clones ayant incorporé le fragment, deux étaient de type pAEV2LTRdelta(28) et 4 étaient de type pAEV2LTRdelta(17). Les clones pAEV2LTRdelta présentent donc 3 sites EcoRI que nous identifierons de gauche à droite respectivement sous les noms: EcoRI(1), EcoRI(2), EcoRI(3). c) Structure du plasmide pAEV2LTRdelta(28) L'insertion du fragment portant le gène delta au site EcoRI unique de l'AEV interrompt la structure normale du gène v-erbB (figure 8,a). Le résultat de cette insertion se traduit par la création d'un nouveau codon de terminaison (UGA) pour la protéine ErbB, situé à 1 pb en aval du site EcoRI(2). En conséquence, la protéine erbB du mutant AEVdelta(28) doit présenter 12 acides aminés de moins dans la région C terminale. Les signaux d'arrêt de transcription et de polyadénylation étant supprimés dans le fragment PstI-EcoRI inséré, ce sont les structures virales localisées dans la séquence LTR de droite qui devront vraisemblablement remplir ces fonctions. d) Structure dulasmide _AEV2LTRdelta(17) L'insertion du fragment delta en sens inverse de celui de la transcription du virus engendre, là encore, un décalage de la phase de lecture du gène v-erbB. Un nouveau codon de terminaison est créé à 75 pb en aval du site EcoRI (figure8,b). Il en résulte que la protéine erbB de ce mutant doit théoriquement renfermer dans la région C terminale 72 acides aminés de plus que la protéine erbB du virus sauvage. Dans ce génome viral recombinant, le brin viral qui transcrit l'ARN génomique (brin +) porte le 2571737 brin anti-codant du gène delta. Dans cette disposition, le brin anticodant du gène delta fait apparaître deux séquences qui rappellent des signaux de polyadénylation (AAUAAA) à 93 pb et 800 pb en aval du site EcoRI(2) (figure 9b). Dans cette construction, le promoteur propre du gène situé en amont du site cap n'est plus porté sur le brin viral transcrit. EXEMPLE 4 CARACTERISATION DES DIFFERENTS VECTEURS Tous les plasmides recombinants obtenus par recombinaison "in vitro" sont caractérisés par cartographie de restriction et hybridation avec une sonde spécifique du gène de globine delta. Les ADN plasmidiens des différents clones retenus, pAEV2LTR, pAEV2LTRdelta(28), pAEV2LTRdelta(17), sont préparés par la technique 'de lyse alcaline (MANIATIS et al. 1982), digérés respectivement par les 4 enzymes de restriction suivants: EcoRI, BamHI, PstI et SalI. Les fragments de digestion sont séparés sur un gel d'agarose et visualisés en lumière U.V. L'ADN est ensuite dénaturé dans le gel puis transféré sur un filtre. Le filtre est hybridé avec une sonde deltaPst marquée au 32p par translation de coupure. Les bandes correspondant aux fragments portant le gène sont révélées par exposition en autoradiographie. Pour chaque recombinant les tailles des fragments résultant des 4 digestion (EcoRI, BamHI, PstI et SalI) sont déduites des tailles des fragments du marqueur de poids moléculaire utilisé (ADN du phage lambda digéré par HindIII). A l'issue de ces analyses, on constate que: 1 ) les tailles des fragments résultant des diverses digestions concordent pour chaque recombinant avec les tailles attendues 36 2571737 2 ) l'hybridation par la sonde deltaPst ne révèle que les fragments porteurs de la séquence delta, présentant là aussi des tailles attendues. De ces deux constatations, on peut conclure que les clones recombinants retenus sont conformes aux constructions recherchées.EXEMPLE 5 TRANSFERT DU GENE DE GLOBINE delta PAR LES PARTICULES VIRALES AEVdelta(28) et AEVdelta(17) A) PRODUCTION DE VIRUS 1) Transfection des ADN proviraux dans les fibroblastes de poulet Pour déterminer si les vecteurs recombinants construit produisent des virus transmissibles, le plasmide recombinant pAEV2LTR et ses dérivés pAEV2LTRdelta(28) et pAEV2LTRdelta(17) ont été transfectés séparément en présence d'ADN du virus assistant (pRAV2) dans des cultures secondaires de fibroblastes embryonnaires de poulet. Les cellules ont été maintenues en milieu liquide et repiquées régulièrement. Le changement morphologique caractéristique de la transformation des fibroblastes par l'AEV est apparu à partir du 4ème passage (2ème semaine) pour les trois virus. Après ensemencement dans de la gélose molle, ces cellules produisent des colonies de fibroblastes transformés. Les surnageants des cultures transformées ont été récupérés afin de constituer des stocks de virus et utilisés pour infecter des fibroblastes secondaires frais dont ils induisent la transformation oncogène visible au bout d'une semaine environ. Ceci démontre que des particules virales ont été produites par les cellules transfectées par les ADN de virus recombinants, ces particules sont infectieuses et ont conservé leur pouvoir 37 2571737 oncogène. On appellera AEVdelta(17) et AEVdelta(28) les virus produits respectivement à partir des plasmides pAEV2LTRdelta(17) et pAEV2LTRdelta(28). 2) Titrage des virus récupérés Les stocks de virus AEVdelta(17) et AEVdelta(28) ont été titrés pour leur pouvoir transformant selon la technique de dénombrement de foyers de transformation. Pour cela, 1 ml de suspension virale diluée a été inoculé sur des cultures de fibroblastes frais. Les cultures sont ensuite recouvertes d'agar afin de permettre le développement de foyers de transformation. Le titre du virus est donné par le nombre de foyers de transformation par botte multiplié par la dilution de la suspension de virus inoculé. Le titre est exprimé en F.F.U. (Focus Forming Unit) par ml. Le virus AEVdelta(28) récupéré à partir des cellules transfectées présentait un titre de 5.104 FFU/ml, supérieur à celui du virus AEVdelta(17) (2.104 FFU/ml). Le virus sauvage AEVwt, produit dans des conditions similaires, présente généralement un titre voisin de 5.10 FFU/ml. Afin de vérifier la stabilité des virus recombi- nants, les virus sont maintenus sur des cultures de fibro- blastes de poulet pendant des durées variables. Pour cela, les stocks originaux, dérivés des cultures transfectées, ont été inoculés à des cultures de fibroblastes frais qui ont subi ensuite deux repiquages à l'issue desquels les surnageants de culture ont été collectés pour constituer les stocks viraux II. Les virus des stocks II ont ensuite été propagés à nouveau sur fibroblastes frais pendant deux repiquages, à l'issue desquels on a collecté le stock viral III. Les titres des virus dans les stocks II et III ont été déterminés et sont présentés dans le tableau I. 38 2571737 TABLEAU I STOCK VIRAL NOMBRE DE PARTICULES VIRALES TRANSFORMANTES PAR ml AEVdelta(28) AEVdelta(17) Original I 5.104 2.104 II 2.104 1.104 III 2.104 0,7.104 On constate d'une manière générale une réduction du titre du virus au cours des passages successifs. Bien que l'AEVwt n'ait pas été testé en parallèle l'expérience de l'utilisation de ce virus montre que son titre reste sensiblement stable après plusieurs passages sur culture cellulaire. B) ANALYSE DES ARN VIRAUX TRANSCRITS DANS LES CELLULES INFECTEES ET ENCAPSIDES DANS LES VIRIONS Des fibroblastes embryonnaires de poulet ont été infectés par les virus AEVwt, AEVdelta(17) et AEVdelta(28). Lorsque les cultures présentaient une majorité de cellules transformées, les surnageants des cultures et les cellules ont été récupérés séparément. A partir des surnageants, on collecte des virions par centrifugation. Les ARN ont été extraits respective- ment des virions et des cellules. Les ARN cellulaires ont été séparés sur oligodT cellulose en ARN polyA+ et polyA. Les ARN polyA cellulaires et les ARN totaux des virions ont été fractionnés en électrophorèsè sur agarose et transférés sur filtre de nitrocellulose. Les filtres ont 39 2571737 été hybridés successivement avec différentes sondes représentées dans la figure 9. Apres exposition en autoradiographie et révélation, les tailles des bandes observées ont été résumées dans le tableau II. TABLEAU II O_____NDESerbA erbB deltaPst intron2delta pBR VIRUS * * ,3 5,3 - - - AEVwt - 3,2 - - - 8 8 8 8 8 * * * * * AEVdelta(17) 6,3 6,3 6,3 6,3 6,3 (insertion - 5,9 5,9 5,9 - inverse) - 4 4 4 4 3,7 3,7 3,7 - 7 7 7 - 7 AEVdelta(28) * * (insertion 5,2-4,8 5,2-4,8 5-4,8 - 5-4,8 directe) - 3 - - - 2,8 - - - Le tableau donne les tailles des bandes identifiées par les différentes sondes, dans les fibroblastes infectés par AEVwt, AEVdelta(17) et AEVdelta(28). Les valeurs signalées par un astérisque (*) correspondent à des transcrits présents à la fois dans les ARN polyA cellulaires et dans les ARN des virions. Ce tableau démontre l'obtention de virions porteurs de l'ARN du gène humain globine delta, de même que d'une partie de l'ARN correspondant au vecteur plasmidique pBR. 2571737 C) ANALYSE DES PROVIRUS INTEGRES DANS LES FIBROBLASTES INFECTES PAR LES VIRUS RECOMBINANTS 1) But de la recherche de l'ADN proviral L'ADN proviral représente, à l'exception des LTR, une copie parfaite de l'ARN génomique à partir duquel il est synthétisé. L'analyse du provirus doit donc fournir des informations sur la structure du génome viral transféré dans ces cellules. Cette analyse appliquée aux mutants AEVdelta(17) et AEVdelta(28) doit permettre de vérifier si ces virus sont capables de transférer, dans l'ADN des cellules infectées, les gènes qui ont été greffés dans leur génome. Elle permet aussi de savoir si ces gènes sont transmis intégralement ou si des modifications structurales * sont survenues au cours des différents cycles de développe- ment des virus. 2) Identification des séquences d'ADN proviral L'existence dans l'ADN de fibroblastes de poulet de séquences c-erb apparentées aux séquences oncogènes virales est révélée après hybridation avec les sondes d'origine virale. Ces séquences c-erb se distinguent des séquences v-erb par leur cartographie de restriction. 3) Analyse des provirus Des cultures de fibroblastes embryonnaires de poulet ont été infectées séparément par AEVwt, AEVdelta(17) et AEVdelta(28). Après apparition du phénotype transformé, les cellules sont trypsinées et lysées pour en extraire l'ADN total. L'ADN est purifié et digéré par les enzymes de restriction EcoRI ou BamHI. Les produits de digestion ont été séparés sur gel d'agarose, dénaturés puis transférés sur filtres. Les filtres ont été hybridés successivement par les sondes erbB et deltaPst. Les bandes ont été révélées après exposition en autoradiographie 41 2 5 7 1 7 37 de 5 à 10 jours. Les bandes relatives aux génomes proviraux AEVdelta(17) et AEVdelta(28) sont identifiées par comparaison avec les diagrammes d'ADN provenant de cellules infectées par l'AEVwt. D) INTERPRETATION DES RESULTATS: STRUCTURE DES PROVIRUS ET TRANSCRIPTION DES ARN VIRAUX Les tailles des bandes caractéristiques de chaque provirus ont été résumées dans le tableau IV. L'interprétation de ces bandes peut être réalisée en con- sidérant la cartographie de restriction des provirus portée sur la figure 10. Sur le tableau III on a porté la taille théorique des bandes attendues à partir des génomes viraux qui ont été construits. Pour le virus AEVdelta(28), on a considéré que l'intron2 du gène delta a été éliminé. TABLEAU III TAILLES (kb) THEORIQUES DES FRAGMENTS OBTENUS APRES DIGESTION DES PROVIRUS AEVdelta(17) ET AEVdelta(28) SOIT PAR BamHI, SOIT PAR EcoRI ET RECONNUS PAR LES SONDES VIRALES erbB OU DE GLOBINE deltaPst (Ces tailles ont été calculées à partir des plasmides pAEV2LTRdelta(28) et pAEV2LTRdelta(17). On a considéré que le provirus a perdu l'intron2 et éventuellement l'intron 1 du gène delta). VIRUS SONDES erbB deltaPst ENZYMES- EcoRI - 2,6 AEVdelta(17) EcoRI 2,6 BamHI 1,5 1,5 AEVdelta(28) EcoRI - 1,51,6 BamHI 2,2 2,2 42 571737 TABLEAU IV TAILLES (kb) DES ADN DES PROVIRUS AEVdelta(17) ET AEVdelta(28) APRES CARTOGRAPHIE DE RESTRICTION (figure 10) (Les valeurs signalées par un astérisque (*) correspondent aux tailles des fragments attendus après digestion par EcoRI et par BamHI). TAILLES (kb) PROVIRUS ENZYMES SONDES erbA erbB EcoRI - 2,6 1,4 AEVdelta(17) * * BamHI 1,5 1,5 EcoRI - - AEVdelta(28) * * * * BamHI 2,2 2,1 2,2 2,1 Les corrélations entre ces deux tableaux démontrent la présence des segments d'ADN des provirus renfermant des séquences de globine delta humaine. A partir du génome de l'AEV cloné dans un plasmide, on a donc construit par recombinaison génétique "in vitro" un génome d'AEV renfermant des séquences du gène humain de globine delta. Apres transfection de l'ADN viral recombinant dans des fibroblastes de poulet en culture, on obtient des virions infectieux qui renferment un génome viral portant les séquences humaines delta. Après infection de fibroblastes frais de poulet par ces virions, on observe que les cellules intègrent dans leur génome une information génétique nouvelle représentée par le gène humain de globine delta. 43 2571737 EXEMPLE 6 STABILITE DES GENES TRANSFERES 1) Elimination des introns des gènes transférés Lorsque le gène delta est inséré dans l'ADN viral, dans une orientation telle que le brin codant du gène delta coïncide avec le brin codant viral, on observe une perte plus ou moins rapide des introns du gène delta qui conduit à la stabilisation de génomes viraux ne portant plus que les séquences codantes de delta. La perte des introns n'est pas observée lorsque le gène delta est inséré en orientation inverse dans le génome d'AEV. Il faut en conclure que les introns sont vraisemblablement éliminés par des phénomènes classiques d'épissage dans les ARN viraux qui sont transcrits au cours des cycles successifs d'infection virale. 2) Taille des génomes encapsidés Les virions AEVdelta(28) peuvent encapsider un génome de 7 kb alors que le génome d'AEVwt ne représente que 5,4 kb. Cette expérience démontre qu'il est possible de transférer au moyen de ce vecteur des séquences d'au moins 1,6 kb. On constate que dans les virions AEVdelta(17) l'ARN génomique de 8 kb n'est pas décelable. Ce défaut d'encapsidation peut résulter, soit d'une taille trop importante du génome viral, soit d'une modification de la structure secondaire du génome viral due à la présence du gène delta. 3) Stabilité des gènes transférés Lorsque le gène delta est inséré en sens direct, on ne discerne pas de remaniements majeurs au niveau des séquences codantes de ce gène dans les provirus intégrés dans les cellules infectées. Après infection par AEVdelta(17), on observe l'intégration de provirus présentant des remaniements plus ou moins importants dans la région 5' du gène delta et dans les séquences pBR flanquantes. SELECTION DES VIRUS POUR LEUR POUVOIR TRANSFORMANT - DOMAINE FONCTIONNEL DE LA PROTEINE CODEE PAR v-erbB Les virus générés à partir des plasmides pAEV2LTRdelta(17) et pAEV2LTRdelta(28) induisent la transfor- mation oncogène des fibroblastes de poulet "in vitro". Dans le stock viral AEVdelta(17), les seuls génomes détectés ren- ferment au moins une partie des séquences'pBR et delta insérées. Ces virus donnent naissance à une protéine erbB renfermant en région Cterminale 24 acides aminés de plus que la protéine sauvage. Cette mutation n'affecte donc pas le pouvoir transformant du produit du gène erbB. Dans le stock viral AEVdelta(28), on trouve en abondance un génome viral recombinant ayant conservé les séquences pBR et les séquences codantes du gène delta. On ne peut exclure la présence de génomes ayant délété ces séquences et dont la structure se rapprocherait de celle du génome sauvage. La persistance du génome recombinant dans certains virions suggère que ces virions bénéficient d'un avantage sélectif de production qui pourrait être lié à leur pouvoir oncogène. Dans ces- génomes recombinants, le gène v-erbB présente par rapport au gène sauvage, une modification structurale qui provoque un arrêt prématuré de la traduction de la protéine (fig.8). La protéine erbB produite par AEVdelta(28) ne renferme pas les 12 acides aminés C-terminaux normalement observés dans la protéine sauvage. Si AEVdelta(28) est capable de trans- former les fibroblastes "in vitro", il faut en conclure que ces 12 acides aminés C-terminaux ne jouent pas un rôle essentiel dans le pouvoir transformant de la protéine erbB. Ces observations démontrent qu'il est possible d'insérer des séquences nucléotidiques étrangères au site EcoRI du gène v-erbB tout en conservant le pouvoir oncogène et sélectif du virus. Dans les génomes d'AEVdelta(17) et d'AEVdelta(28), le gène delta est associé à ses propres séquences renfermant notamment les signaux de contrôle de transcription. Dans les deux types de provirus, on n'observe pas d'initiation de transcription au niveau du promoteur du gène. Tous les transcrits semblent initiés au niveau du promoteur viral situé dans la LTR de gauche. Pour expliquer ces résultats, plusieurs hypothèses peuvent être proposées parmi lesquelles on retiendra essentiellement les trois suivantes: 1) Le gène de globine delta est peu exprimé dans les cellules érythrocytiques humaines et on peut imaginer que son promoteur est peu actif. 2) La transcription à partir des provirus a été analysée dans des fibroblastes dans lesquels les gènes endogènes de globine ne sont normalement pas transcrits. 3) Des travaux récents de CULLEN et al. (1984) montrent que la LTR de gauche fonctionnelle d'un provirus exerce un effet inhibiteur sur l'initiation de transcription à partir d'un promoteur situé à proximité en aval. On peut penser que ce phénomène est identique à celui que nous observons dans le provirus AEVdelta(28). Les exemples suivants concernent des virus vecteurs non oncogènes, les matériels et les méthodes mis en oeuvre sont légèrement différents de ceux mis en oeuvre dans les exemples précédents. 46 2571737 MATERIELS ET METHODES 1) SOUSCLONES DES ADN DE L'AEV Un fragment SalI-BamHI (1,2 kb) qui couvre la région située entre les gènes v-erbA et v-erbB est inséré entre les sites SalI et BamHI du plasmide pBR322. La structure de ce clone (perbl) est présentée dans la figure 11. Le clone pJS21 résulte du clonage d'un fragment EcoRI-BamHI (1,8 kb) qui couvre la région 5' virale de pAEV11, entre les sites EcoRI et BamHI de pBR322 (figure 12). Le recombinant pAG50 a été construit par COLBERE-GARAPIN et al. (1981). Il contient un fragment BglII-HincII (1,1 kb) dérivé du transposon procaryotique Tn5 dans lequel se trouve le gène structural de résistance à la néomycine, Neo, dépourvu de son propre promoteur (figure 13) (BECK et al., 1982). 2) DIGESTION DES ADN PAR DES ENZYMES DE RESTRICTION La digestion des ADN par les enzymes de restric- tion est réalisée comme décrit plus haut. Dans certains cas, les ADN digérés sont purifiés par extraction au phénol-chloroforme puis avec un mélange chloroforme- alcool isoamylique puis précipités à l'éthanol. 3) TECHNIQUE DE LA DIGESTION DES ADN PAR LA NUCLEASE Bal31 La nucléase Bal31 dégrade progressivement l'ADN bicaténaire linéaire à partir des extrémités 5' et 3' de chaque brin. Etant donnée une quantité définie d'ADN, la vitesse de digestion peut être contrôlée en fonction de la concentration de Bal31, de la température de réaction et du temps d'incubation. La spécificité de Bal31 nous permet d'éliminer, d'une façon successive, la séquence nucléotidique au sein de laquelle les sites de restriction utilisables sont absents. 47 2571737 12 gg de l'ADN de perbl linéarisé par BamHI sont incubés à 30 C en présence d'un tampon d'incubation contenant 12 mM CaC12, 12 mM MgC12, 600 mM NaCl, 20 mM Tris-HCl (pH 8), 1 mM Edta, et de 2,2 unités de Bal31. Les aliquotes (2 gg) sont prélevées au bout de 5, 10, 15, 20, 25 et 30 minutes respectivement. L'enzyme est inactivée par addition d'une solution contenant 0,5 % SDS et 25 mM Edta. Ensuite, les ADN digérés sont traités au phénol, précipités à l'alcool absolu froid puis soumis à une digestion par SalI, et, enfin, analysés par électrophorèse sur le gel de 1,6 % agarose. D'après la cinétique de cette réaction obtenue, la vitesse de dégradation d'une molécule est environ 30 nucléotides par minute. En se basant sur le test préliminaire, 25 g d'ADN perbl sont soumis à une digestion par Bal31 dans les conditions décrites ci-dessus pendant 15 minutes. Les ADN digérés sont ensuite purifiés et puis leurs extrémités sont réparées par le fragment de "Klenow" dérivé de la DNA polymérase I d'E. coli en présence des 4nucléotides triphosphates (dATP, TTP, dCTP, dGTP). 4) ISOLEMENT DES FRAGMENTS D'ADN DE DIFFERENTES TAILLES Le mélange des fragments d'ADN de tailles variables est d'abord redissous dans l'eau bidistillée de façon à obtenir une concentration de 100 gg d'ADN par ml. La séparation électrophorétique est réalisée ensuite à 30 volts pendant une nuit (16 heures) sur gel d'agarose préparatif horizontal dont la concentration varie de 0,8 à 1,6 % selon les tailles des fragments à séparer. Des marqueurs de poids moléculaires, en général soit de l'ADN du bactériophage lambda digéré par l'endo- nucléase de restriction HindIII soit de l'ADN du plasmide pBR322 digéré par l'endonucléase de restriction AluI, 48 2571737 sont soumis à électrophorèse parallèlement aux échan- tillons. La coloration du gel par bromure d'éthidium permet de visualiser les bandes d'ADN sous illumination ultra-violette. La région du gel contenant la bande des fragments d'ADN de tailles déterminée est découpée. Les ADN sont ensuite élués par la méthode de "Freeze Squeeze". Cette opération conduit à l'obtention des ADN prêts à être soumis à la ligation ou la digestion par les enzymes de restriction. 5) LIGATION DES FRAGMENTS D'ADN ET DES VECTEURS DE CLONAGE La ligation des fragments d'ADN isolés et des ADN de-vecteurs est réalisée selon la technique décrite précédemment. 6) CLONAGE ET SELECTION DES PLASMIDES RECOMBINANTS La transformation des bactéries, la sélection des bactéries et l'analyse rapide des plasmides sont réalisées selon les techniques décrites précédemment 7) PREPARATION DES ADN PLASMIDIENS Les ADN de plasmides sont isolés sur gradient de chlorure de césium comme décrit précédemment. Dans certains cas, ces ADN sont ultérieurement purifiés sur coussin de NaCl afin d'éliminer les oligo- ribonucléotides contaminants (MANIATIS, 1982). 8) SEQUENCAGE Les fragments à séquencer sont clones dans les variants mp8 et mp11 du phage M13. Le séquençage des fragments est réalisé selon la méthode de SANGER et al., 1977. 9) ATTACHEMENT D'OLIGONUCLEOTIDES SYNTHETIQUES "LINKERS" En cas d'absence de site de restriction compatible avec les extrémités cohésives du fragment d'ADN à cloner, l'emploi des oligonucléotides synthétiques "linkers" contenant la séquence du site de restriction permet de créer de nouveaux sites de clonage dans les vecteurs. 49 2571737 9.1) Phosphorylation des "linkers" Pour introduire un site de restriction BglII dans le vecteur pXJ4 (figure 14), les "linkers" BglII '-d(CAGATCTG)3' (BRL) sont choisis. 3 gg de "linkers" BglII sont phosphorylés à 37 C pendant 30 minutes en présence d'une solution de 1 composée de 1 AM ATP froid, de 30 gCuriesy-32P-ATP (5 000 gCuries/mole), d'un tampon contenant 60 mM Tris-HC1l (pH 7,8), 10 mM MgCl2 et 15 mM 2-mercaptoéthanol et de 80 unités de polynucléotide kinase de phage T4 (BRL). Les "linkers" phosphorylés sont ensuite soumis à divers contrôles visant à vérifier leurs aptitudes à se lier en présence de ligase du phage T4 et à être digérés par l'enzyme de restriction BglII. 9.2) Modification des extrémités cohésives ' sortantes La digestion des ADN par certaines endonucléases de restriction conduit à l'obtention de molécules portant des extrémités cohésives 5' sortantes. Pour liguer les bras de vecteur portant les extrémités cohésives 5' sortantes avec les "linkers" dont les extrémités sont franches, il est donc indispensable de convertir les extrémités cohésives en extrémités franches. 17,5 gg de pXJ4 linéarisé par l'enzyme de restriction EcoRI sont incubés à 25 C pendant 10 minutes en présence de 39 unités du fragment de "Klenow" dérivé de la DNA polymérase I d'E. coli (BRL), d'un tampon d'incubation contenant 50 mM Tris-HCl (pH 7,4), 10 mM MgSO4, 0,1 mM DTT et 50.g d'albumine de sérum de bovin par ml, de 3,9.10-2 mM de nucléotides triphosphates froids (dATP, dCTP, dGAP) et de 40 gCuries 32P- TTP. Au bout de 10 minutes, 7 1737 1 de 2 mM TTP froids sont ajoutés dans 515 gl de milieu réactionnel et l'incubation continue à s'effectuer pendant 10 minutes. Les ADN modifiés sont par la suite purifiés par extraction au phénol et précipités à l'éthanol froid. 9.3) Insertion de "linkers" dans les vecteurs La proportion moléculaire entre les "linkers" et les vecteurs à liguer est en général supérieure à 50/1. 750 gg d'ADN de pXJ4 et 570 ng de "linkers" BglII sont incubés à 15 C pendant 20 heures en présence de 5 unités de ligase du phage T4 et d'un tampon de ligation identique à celui décrit dans le paragraphe 6), dans un volume final de 60 1l. Pour éliminer des "linkers" excessifs, le milieu réactionnel de ligation est ensuite incubé en présence de l'enzyme de restriction BglII. Les ADN linéarisés sont ensuite soumis à deux précipitations à - 80 C pendant 30 minutes en présence d'un mélange d'éthanol et de 1,5 M d'acétate d'ammonium. Ces deux précipitations permettent de récupérer les ADN de hauts poids moléculaires (vecteurs) par centrifugation, tandis que les "linkers" libres et digérés restent dans le surnageant. Les vecteurs ainsi modifiés sont, ensuite, religués et clones dans les bactéries C600. L'introduction d'un site BglII est identifié par cartographie de restriction. ) TRANSFECTION DES CELLULES EUCARYOTIQUES 10.1) Culture des cellules Les cellules utilisées pour la transfection sont les suivantes: des cellules L de souris (lignée continue), des cellules de cailleQT6 (lignée continue), et des fibroblastes d'embryons de poulet CEF. 51 - 2571737 Les cultures des cellules L de souris et des fibroblastes d'embryon de poulet sont réalisées selon les techniques décrites précédemment. Les cellules QT6 de caille sont cultivées à 37 C en milieu MEM (Gibco) contenant 2,5 mg/ml TPB (tryptose phosphate broth), 10 % de sérum de veau foetal, 1 % sérum de poulet, 0,19 % bicarbonate de sodium, unités de pénicilline par ml, 100 gg de streptomycine par ml, des acides aminés non essentiels, des vitamines, 4 mM glutamine, et 1 % DMS0 (diméthyl sulfoxide). Ces cellules sont cultivées à 37 C en atmosphère humide contenant 5 % de C02. 10.2) Transfection des cellules par la méthode de phosphate de calcium La technique est identique à celle décrite précédemment. 10.3) Transfection des cellules par la méthode de polybrène-DMSO Le principe de cette méthode est basé sur le fait que la présence des polycations (polybrène) conduit à l'attachement des ADN sur les membranes cellulaires. La pénétration des ADN dans les cellules est facilitée par traitement des cellules au DMSO (diméthyl sulfoxide) qui augmente la perméabilité des membranes cellulaires (KAWAI et al. 1984). 5.105 cellules L de souris sont ensemencées dans une boite de Pétri dont le diamètre est 60 mm. Après une incubation de 16 heures, les cellules sont mises en contact avec 4 gg d'ADN transformant et incubées à 37 C en présence d'un ml de milieu de culture frais contenant gg de polybrène. Au bout de 6 heures, les cellules sont traitées avec 2 ml de milieu de culture frais con- tenant 25 % de DMSO à 37 C pendant 4 minutes. 10.4) Sélection des cellules transformées en présence de G418 2 à 4 jours après la transfection, les cellules sont soumises à la sélection en présence de l'antibiotique G418 dont la concentration est de 800 Jg/ml de culture pour les cellules L de souris, de 400 gg/ml de culture pour les cellules QT6, et de 300 gg/ml pour les fibroblastes de de poulet. EXEMPLE 8 LOCALISATION DE LA REGION 5' DU GENE erbB DE L'AEV-R Dans le génome de l'AEV du type sauvage, les deux oncogènes viraux v-erbA et v-erbB occupent la partie majeure des régions codantes (figure 15). Un fragment HincII-BamHI (1,2 kb) renferme la région 3' du gène erbA, une séquence non codante intercalée entre le gène v-erbA et le gène v-erbB, et la région 5' du gène v-erbB. Afin de déterminer la position exacte du codon initiateur du gène v-erbB et du site accepteur d'épissage situé entre v- erbA et v-erbB, on a déterminé la séquence nucléotidique de cette région. Le fragment HincII-BamHI est d'abord cloné dans les vecteurs dérivés du bactériophage M13, mp8 et mp11 (figure 16). En état monocaténaire, le brin "plus" du fragment étudié est présent dans le clone p42 dérivé de mp8, tandis que le brin "moins" se trouve dans le clone p314 dérivé de mp11. Le séquençage effectué sur le clone p42 permet de déterminer une partie de séquence de la région 5' du gène v-erbB à partir du site BamHI (figure 17). 53 2571737 La comparaison de la séquence du gène v-erbB de l'AEV et de celle du gène v-erbB du variant AEV-H fournie par YAMAMOTO et al., 1983 révèle une homologie de 276 nucléotides sur 279. Cette homologie importante permet de déduire que dans le génome d'AEV la distance entre le site BamHI et le codon initiateur "AUG" du gène v-erbB mesure 400 à 500 nucléotides, en supposant que les deux gènes v-erbB sont identiques dans leurs séquences 5'. EXEMPLE 9 ELIMINATION DE LA SEQUENCE NUCLEOTIDIQUE DE LA REGION 5' DU GENE v-erbB En considérant l'absence de site de restriction utilisable en amont du site BamHI dans la région 5' du gène v-erbB, on a employé la nucléase Bal31 pour l'élimination de cette région à partir du site BamHI. Le clone perbl contenant les séquences de jonction entre v-erbA et v-erbB (figure 11) est digéré par l'enzyme de restriction BamHI puis par la nucléase Bal31 qui opère une dégradation progressive de la région 5' du gène v-erbB à partir du site BamHI. La digestion est contrôlée de telle façon qu'une séquence nucléotidique d'environ 0,45 kb soit éliminée en amont du site BamHI. La séparation des fragments viraux raccourcis du vecteur pBR322 estréalisée par digestion par l'enzyme de restriction SalI, suivie d'une électrophorèse sur gel d'agarose préparatif. Une famille de fragments viraux dont les tailles avoisinnent 0,8 kb est isolée du gel. Ces fragments présentent une délétion plus ou moins étendue dans la région 5' du gène v-erbB. 54 2571737 EXEMPLE 10 ETUDE STRUCTURALE DE LA REGION NON CODANTE ENTRE LES GENES v-erbA et v-erbB Pour déterminer la délétion introduite dans la région 5' du gène v-erbB, les fragments raccourcis Bal31 sont d'abord clones entre les sites SalI et SmaI de mp11 (figure 11). 4 clones séquences montrent des résidus plus ou moins longs de séquence v-erbB (figure 18). Parmi tous ces clones, le clone p15-16 ne conserve que les 13 premiers nucléotides du gène v-erbB. L'analyse des séquences en amont du codon "ATG" du gène v-erbB indique qu'il existe un site consensus accepteur d'épissage "CAG" en position 171 précédé par une séquence de 15 nucléotides "TTTCTTTCCTTTTTG" (figure 18) (SHARP, 1981). Le codon de terminaison "TAG" du gène v-erbA se trouve à 188 nucléotides en amont du codon "ATG" du gène v-erbB. D'autre part, la séquence non codante est caractérisée par une fréquence élevée de doublets et de triplets des nucléotides A et des nucléotides T respec- tivement. L'étude comparative avec la séquence de l'AEV-H fournie par YAMAMOTO et al., 1983 montre que les séquences immédiatement en aval du codon "ATG" du gène v-erbB sont pratiquement identiques entre l'AEV et l'AEV-H. EXEMPLE 11 CONSTRUCTION DU MUTANT pAEV-AerbB Dans le but de remplacer le gène v-erbB par un gène "marqueur", le gène Neor dérivé du transposon bactérien Tn5 a été inséré dans le génome modifié de l'AEV. 2571737 La stratégie adaptée dans cette construction est schématisée dans la figure 12. Le clone p15-16 est tout d'abord digéré par les enzymes de restriction EcoRI et SalI. Un fragment SalI-EcoRI (0,75 kb), qui couvre la région 5' du gène v-erbA, la séquence non codante contenant le site accepteur d'épissage, les 13 premiers nucléotides du gène v-erbB et 11 nucléotides dérivés du polylinker de mpll, est isolé par électrophorèse sur gel d'agarose. La double digestion du clone pAEV124Ba par SalI et EcoRI permet d'isoler un fragment de 3,1 kb contenant entre autre les LTR, les séquences résiduelles gag et la moitié 5' du gène v-erbA de l'AEV. Ces deux fragments sont ligués en tandem et clonés dans le site EcoRI du plasmide pJS21 qui fournit les séquences virales 3'. Le plasmide final contenant un génome viral reconstitué, dépourvu du gène v-erbB, est appelé pXJ4. La structure du plasmide pXJ4 est confirmée par les résultats de la digestion par SalI, SacI, PstI, BamHI et SalI + EcoRI. EXEMPLE 12 INTRODUCTION DU GENE STRUCTURAL Neor DE Tn5 DANS LE VECTEUR RETROVIRAL pXJ4 L'obtention du vecteur rétroviral pXJ4 offre la possibilité d'insérer un gène de sélection à l'emplace- ment du gène v-erbB délété sans augmentation de la taille totale du vecteur par rapport à l'AEV du type sauvage. Le plasmide pAG50, présenté sur la figure 13, comporte le gène structural de résistance à l'antibiotique néomycine (gène Neor) limité par des sites BglII (COLBERE-GARAPIN et al., 1981). La digestion de pAG50 par BglII permet d'isoler un fragment de 1,2 kb contenant le gne Neo- gène Neo. 56 2571737 Pour introduire ce fragment dans le plasmide pXJ4 à l'emplacement du gène v-erbB délété, un site de restriction BglII a dé être créé dans le plasmide pXJ4 au niveau du site EcoRI situé en aval du site accepteur d'épissage. Le plasmide pXJ4 a été soumis à une digestion partielle par EcoRI, on a ensuite isolé, sur gel d'agarose préparatif, les molécules linéarisées de 9,7 kb résultant d'une seule coupure par EcoRI. Les extrémités des fragments isolés furent ensuite réparées en extrémités droites puis liées à des "linkers" BglII. Cette procédure donne naissance à deux sites EcoRI encadrant le site BglII créé (figure 14). Le génome ainsi produit est représenté par le plasmide pXJ5 (figure 14). La digestion de pXJ5 par BglII prouve l'insertion d'un site BglII. Les doubles digestions par BglII et SacI, ou BglII et SalI, confirment la position de ce site en aval du codon initiateur "AUG" résiduel du gène v-erbB. La restitution du site EcoRI est confirmée par digestion par EcoRI. L'insertion du gène Neor dans le vecteur pXJ5 est réalisée par l'opération suivante: Le plasmide pXJ5 est d'abord linéarisé au site BglII puis lié avec le fragment BglII-BglII contenant le gène Neor isolé de pAG50. L'analyse des clones recombinants montre que le clone pXJ1 comporte une seule copie du gène Neor insérée dans la même orientation transcriptionnelle que celle du vecteur rétroviral (figure 19). Le clone pXJ2 r (figure 20) porte une seule copie du gène Neo dont l'orientation est opposée à celle du vecteur. Le clone pXJ3 (figure 21) possède deux copies du gène Neor associées en tandem, toutes deux orientées dans le sens 57 2571737 de transcription du génome viral. Les sites d'insertion, le nombre et l'orientation des gènes Neor dans les plasmides pXJ1, pXJ2 et pXJ3, ont été déterminés par digestion des plasmides avec chacune des enzymes BglII, EcoRI, HincII et PstI. Les séquences de jonction entre le gène Neor et les vecteurs rétroviraux dans les clones pXJ1 et pXJ3 sont présentées dans la figure 22. EXEMPLE 13 EXPRESSION DU GENE Neo DANS LES CELLULES PROCARYOTIQUES Les bactéries du type Kans (sensible à la kanamycine) transformées par pXJ1, pXJ2 et pXJ3 sont cultivées à 37 C pendant 16 heures en présence d'un milieu liquide nutritif contenant de la kanamycine dont la concentration varie de O à 600 gg/ml de culture. Les bactéries transformées par le clone pXJ5 sans gène Neor sont aussi testées comme témoin. En présence de 50 Fg de kanamycine par ml de culture, seules les bactéries transformées par les recombinants portant le gène Neor montrent une croissance normale. Néanmoins, lorsque la concentration de kanamycine est supérieure à 50 gg/ml de culture, les bactéries hébergeant les clones pXJ1 et pXJ3 présentent une crois- sance au moins 10 fois supérieure à celle des bactéries contenant le plasmide pXJ2. On n'observe aucune différence de sensibilité à la kanamycine entre les bactéries qui renferment pXJ1 et celles qui renferment pXJ3. 58 2571737 EXEMPLE 14 EXPRESSION DU GENE Neor DANS LES CELLULES EUCARYOTIQUES 1) Transfection en présence de phosphate de calcium 1.1) Transfection des cellules L de souris (tableau LY 5.10 cellules L de souris sont soumises à une transfection de 15 gg d'ADN de chacun des vecteurs pXJ1, pXJ2 ou pXJ3. Le plasmide pAG50 dans lequel le gène Neor est sous le commandement des éléments du contrôle de transcription du gène tk du virus Herpès simplex est choisi comme témoin (COLBERE-GARAPIN et al., 1981). 24 heures après la transfection, les cellules sont sélectionnées en milieu liquide en présence de 800 Fg de G418 par ml de culture. Au bout de 14 de sélection, les cellules n'ayant pas subi de transfection ainsi que les cellules transfectées avec le plasmide pXJ2 sont toutes mortes. Par contre, les cellules transfectées avec pXJ1 et pXJ3 survivent et commencent à former les colonies. Les nombres de colonies résistantes sont comptés au bout de 19 jours de sélection. L'efficacité de transformation montrée par le clone pXJ3 portant deux copies de gène Neor est inférieure à celle du clone pXJ1 comportant une seule copie. 1.2) Transfection des cellules de caille QT6 (tableau V) 5.105 cellules de caille QT6 sont transfectées avec 5 gg des vecteurs rétroviraux pXJ1, pXJ2 et pXJ3 respectivement. Parallèlement, 15 gg de pAG50 sont utilisés comme témoin. 25 heures après la transfection, les cellules sont soumises à la sélection en milieu liquide en présence de 400 gg de G418 par ml de culture. 59 2571737 Au bout de 7 jours de sélection, les cellules normales non transfectées sont toutes mortes sous la pression d'une telle sélection. Pour faciliter le développement de colonies résistantes, la concentration de G418 est ramenée à 200 gg/ml. Apres une sélection continue de 4 jours, 33 colonies résistantes sont formées dans le cas de pXJ1 tandis que les autres clones ne * présentent aucune activité de transformation. 1.3) Transfection des fibroblastes d'embryon depoulet tableau 5.10 fibroblastes d'embryon de poulet secondaires sont transfectés avec 5 zg des vecteurs pXJ1, pXJ2 et pXJ3 respectivement. En même temps, 15 zg de pAG50 sont employés comme témoin. 6 jours après la transfection, les cellules transfectées sont sélectionnées en milieu liquide contenant 300 ig de G418 par ml de culture. Au bout de deux semaines de sélection, les fibroblastes normaux non transfectés ainsi que les fibroblastes transfectés par pXJ2 et pAG50 sont tous morts. En revanche, les cellules transfectées avec pXJ1 et pXJ3 commencent à former des colonies. Les nombres de colonies résistantes sont comptés à la suite d'une sélection continue de 3 jours. Le clone pXJ1 contenant une copie du gène Neor fournit environ deux fois plus de colonies résistantes que le clone pXJ3. Les fibroblastes transformés par les vecteurs pXJ1 et pXJ3 présentent une morphologie identique à celle des cellules normales. 2) Transfection des cellules L de souris en présence de polybrène (tableau V) -5.105 cellules L de souris sont transfectées avec 4 gg de chacun des ADN transformants pXJ1, pXJ2, pXJ3 et pAG50. 48 heures après la transfection, les 2571737 cellules sont cultivées en milieu liquide contenant 800 g de G418 par ml de culture. Au bout de 12 jours de sélec- tion, les cellules normales non transfectées ainsi que les cellules transfectées avec les plasmides pXJ2 et pAG50 sont toutes mortes. Par contre, les clones pXJ1 et pXJ3 induisent le développement de colonies résistantes. L'efficacité de la méthode de transfection au polybrène-DMSO apparait beaucoup plus-élevée que celle de la méthode au phosphate de calcium. 61 2571737 TABLEAU V TRANSFECTION DES CELLULES EUCARYOTIQUES PAR LES VECTEURS RETROVIRAUX ADN IOmbre d Methode de Clone Structure I ' 'coi r,'/ Clone Structure transforrtransfection -G41 Nombre de cellule L de souris:5 10 Selection en présence de800m ______LTR1 LTIr 15 19 pXJlLT no15 o pXJ3 LT' JeP-L 15 17 CaPO4 I.... pXJ2;T T 4 0;0 - POEYBRENE- pXJ3LTR neo neo LTR pAGSO t WrttkpolyA 4 35;32 -ç1 S 10 cellules de caille QT6 G418:400IIg/m DUI-LT R L LTR; _ _ _ _ _ _ _L T R L T R I flfni t k 1_T 35;32 I5 0cl lules de ca.i.lle QT6 G418: 400 mg/mi pXJl m LTR 5 33 O - 5 O pXJ2LT ne LTR CaPO4 pXJ3 LT neo neo ---O l 5 0 DAGSO tkor netkoyA _ S i05 fibroblastes de poulet embryonnaire(CEF) G418:300 P9g/mI XJ 1 5 7 O- -" 5 O !pxj2ILTR L-eR LaPR pXJ2 L'R neo LTR CaPO4 P XJ3)L37 pAGS -tkDr neertmoclA_ _ À L'organisation transcriptionnelle des ADN transformants est montrée dans ce tableau. L'orientation transcrip- tionnelle de chaque composant est indiquée par une flèche horizontale. tkpr: promoteur du gène tk de HSV À tkpolyA: signal de polyadénylation du gène tk de HSV. 62 2571737 REFERENCES BECK E., LUDWIG C., AUERSWALD E.A., REISS B. et SCHALLER H. (1982). Nucleotide sequence and exact location of the neomycin. Gene 19: 327-336. KAWAI S. et NISHIZAWA M. (1984). New procedure for DNA transfection with polycation and dimethyl sulfoxide. Mol. Cell. Biol. 4: 1172-1174. MESSING J. et VICIRA J. (1982). A new pair of M13 vectors for selecting either DNA strand of double-digest restriction fragments. Gene 19: 269-276. SANGER F., NICKLEN S. et COULSON A.R. (1977). DNA sequencing with chain terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. 74: 5463-5467. SHARP P.A. (1981). Speculation on RNA splicing. Cell 23: 643-646. AUFFRAY C. et ROUGEON F. (1980). Purification of Mouse Immunoglobulin Heavy Chain Messenger. RNAs from Total Myeloma Tumor RNA. Eur. J. Biochem. 107: 303-314. BIRNBOIM H.C. et DOLY J. (1979). A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucl. Acid. Res. 7: 1513-1523. BOONE L.R. et SKALKA A.M. (1981). Viral DNA Synthetized in vitro by Avian Retrovirus Particles Permeabilized with Melittin. J. Virology 37 (1) 117-126. COLBERE-GARAPIN F., HORODNICEANUF., KOURILSKY P. et COLBERE-GARAPIN A. (1981). A new Dominant Hybrid Selectable Marker for Higher Eukryotic Cells. J. Mol. Biol. 150: 1-14. CULLEN B.R., LOMEDICO P.T. et JU G. (1984). Transcriptional Interference in Avian Retroviruses Implication for the promoter Insertion Model of Leukemogenesis. Nature 307: 241-245. EL-GEWELY M.R. et HELLING R.B. (1980). Preparative Separation of DNA Ethidium Bromide Complexes Zonal Density Gradient Centrifugation. Anal. Biochem. 102: 423-428. GRAHAM F.L. et VAN DER EB A.T. (1973). A new Technique for the Assay of Infectivity of Human Adenovirus 5 DNA. Virology 52: 456-467. 63 2571737 LEHRACH H., DIAMON D., WOZNEY J.M. et BOEDTKER H. (1977). RNA Molecular Weight Determination by Gel Electrophoresis under Denaturing Conditions a Critical Reexamination. Biochem 16: 4763-4751. LONGACRE S.S. et RUTTER W. (1977). Isolation of Specific DNA Sequences by Sulphydryl Sepharose Chromatography of Mercurated Polynucleotides. J. Biol. Chem. 252: 2742-2752. MANIATIS T., FRITSH E.F. et SAMBROOCK J. (1982). Molecular Cloning. A Laboratory Manual (cold Spring Harbor NEW-YORK: Cold Spring Harbor Laboratory). McMASTER M. et CARMICHAEL G.G. (1977). Analysis of Single and Double stranted Nucleic Acids on Polyacrylamide and Agarose Gels by Using Glyoxal and Acridine Orange. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74: 4835-4838. MILLER A.D., JOLLY D.J., FRIEDMAN T. et VERMA M. (1983). A Transmissible Retrovirus Expressiong Human Hypoxanthine Phosphoribosyl transferase (HPRT): Gene Transfer into Cells Obtained from Human Deficient in HPRT. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 80: 4709-4713. PONCZ M., SCHWARTZ E., BALLATINE M. et SURREY S., (1983). Nucleotide Sequence Analysis of the delta beta Globin Gene Region in Human. J. Biol. Chem. 258: 11599-11609. RIGBY P.W.J., DIEKMAN M., RHODES C. et BERG P. (1977). Labelling Deoxyribonucleic Acid to High Specific Activity in vitro by Nick Translation with DNA Polymerase. J. Mol. Biol. 113: 237-251. SOUTHERN E.M. (1975). Detection of Specific Sequence Among DNA Fragments Separated by Gel Electrophoresis. J. Mol. Biol. 98: 503-517. TAUTZ D. et RENZ M. (1983). An Optimized Freeze-Squeeze Method for the Recovery of DNA Fragments from Agarose Gels. Anal. Biochem. 132: 14-19. THOMAS P.S. (1980). Hybridation of Denatured RNA and Small DNA Fragments Transfered to Nitrocellulose. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77 (9): 5201-5209. 64 2571737 VENNSTROM B., FANSHIR L., MOSCOVICI C. et BISHOP J.M. (1980). Molecular Cloning of the Erythroblastosis virus Genome and Recovery of Oncogenic Virus by Transfection of Chicken Cells. J. Virol. 36: 575-587. WIGLER M., SILVERSTEIN S., LEE L.S., PELLICER A., CHENG Y.C. et AXEL R. (1977). Transfer of Purified Herpes Virus Thymidine Kinase Gene to Cultures Cells. Cell 11: 223-232. YAMAMOTO T., NISHIDA T., MIYAJIMA N., KAWAI S., 001I T. et TOYOSHIMA K. (1983). The erbB gene of Avian Erythroblastosis Virus is a Member of the src Gene Family. Cell 35: 71-78. 2571737 REVENDICATIONS 1) Virus de clonage ou d'expression d'un gène étranger, caractérisé en ce qu'il est constitué par tout ou partie du génome du virus de l'érythroblastose aviaire et comporte au moins un gène étranger situé entre les deux séquences LTR. 2) Virus selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il présente un caractère oncogène. 3) Virus selon la revendication 2, caractérisé en ce que la séquence v-erbB a été conservée. 4) Virus selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que le gène étranger a été inséré entre la fin du gène v-erbB et la séquence LTR en aval. ) Virus selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que le gène étranger est orienté dans le sens de lecture du génome viral. 6) Virus selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que le gène étranger est orienté dans le sens opposé au sens de lecture du génome viral. 7) Virus selon l'une des revendications 5 et 6, caractérisé en ce que le gène étranger est inséré dans le site EcoRI(2) du virus de l'érythroblastose aviaire. 8) Virus selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que le gène étranger est le gène humain de la globine delta. 9) Virus selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il est dépourvu de caractère oncogène. ) Virus selon la revendication 9, caractérisé en ce que le gène v-erbB a été délété. 11) Virus selon l'une des revendications 9 et 10, caractérisé en ce qu'il comporte un gène de résistance à un antibiotique qui s'exprime dans les cellules. 66 2571737 12) Virus selon la revendication 11, caractérisé en ce que le gène de résistance à un antibiotique est le gène Neor. 13) Virus selon l'une des revendications 9 à 12, caractérisé en ce que le ou les gènes étrangers sont insérés après le gène v-erbA. 14) Virus selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisé en ce que le gène étranger comporte en amont ses propres éléments d'expression dans les cellules eucaryotes. ) Plasmide vecteur de clonage ou d'expression d'un gène étranger, caractérisé en ce qu'il comporte une séquence composite d'ADN transcrit réverse d'un virus selon l'une des revendications 1 à 14. 16) Plasmide selon la revendication 15, caractérisé en ce qu'il-comporteune séquence d'ADN d'un plasmide bactérien, d'un phagé ou d'un cosmide. 17) Plasmide-selon la revendication 16, caractérisé en ce que la séquence d'ADN de plasmide bactérien comporte au moins une origine de réplication dans les bactéries et un gène marqueur de sélection dans les bactéries. 18) Procédé de modification de cellules eucaryotes, caractérisé en ce qu'on effectue une infection des cellules avec des virus selon l'une des revendications 1 à 14. 19) Procédé selon la revendication 18, caractérisé en ce qu'on effectue une coinfection avec un "virus assistant" qui comporte les gènes assurant la réplication du virus de clonage ou d'expression. ) Procédé de modification de cellules eucaryotes, caractérisé en ce qu'on effectue une transfection des cellules avec des plasmides selon l'une des revendications à 17. 67 2571t73- 21) Procédé selon la revendication 20, caractérisé en ce qu'on effectue une cotransfection des cellules avec un"plasmide assistant" dont les gènes assurent la réplication du vecteur de clonage ou d'expression. 22) Cellule modifiée obtenue par la mise en oeuvre d'un procédé selon l'une des revendications 18 à 21. 23) Cellule selon la revendication 22, caractérisée en ce qu'il s'agit de cellules aviaires. 24) Cellule selon la revendication 23, caractérisée en ce qu'il s'agit de cellules hématopolétiques ou de cellules germinales. ) Cellule selon la revendication 23, caractérisée en ce qu'il s'agit de fibroblastes embryonnaires de poulet. 26) Procédé de préparation d'une protéine déterminée par culture de cellules selon l'une des revendi- cations 22 à 25, le gène étranger codant pour ladite protéine, la protéine étant récupérée après culture. 27) Cellule selon l'une des revendications 22 à 25, caractérisée en ce que le gène étranger est intégré dans le génome de la cellule sous forme de provirus. 28) Cellule selon la revendication 27, caractérisée en ce qu'il s'agit d'une cellule non-aviaire.